UNIVERSIDAD PRIVADA SAN JUAN BAUTISTA

Facultad de Ciencias de la Salud Escuela Profesional de Medicina Humana

Cátedra de Fisiología Humana

GUÍA DE PRÁCTICAS

de

FISIOLOGIA HUMANA

Autores:

Docentes del Curso Dr. Carlos Ramírez Velasco

(Docente responsable del Curso)

Dra. Pedro Núñez Huamani

Dr. Enrique Ávila Zamora

Dra. Kristel Morales Espinoza

Dr. Edgar Zárate Sáez

Chorrillos, Marzo 2013 - I.

LIMA - PERÚ

BIOSEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE FISIOLOGIA HUMANA

OBTENCION DE MUESTRAS BIOLOGICAS PARA EXPERIMENTACION EN

ANIMALES Y SERES HUMANOS.

MANEJO DE ANIMALES DE

EXPERIMENTACION.

Introducción

Definición de Bioseguridad:

Es el conjunto de normas preventivas para proteger la salud y brindar seguridad al personal que trabaja en

salud frente a los diferentes riesgos producidos por agentes: biológicos, físicos, químicos y mecánicos.

Agentes de riesgo o causantes de daño: agentes biológicos trasmitidos por ingesta, inhalación, inoculación,

y por contacto directo a través de piel y mucosas.

Agentes físicos y mecánicos: Temperaturas extremas, radiaciones ionizantes, contacto y conexiones

eléctricas, defectuosas, vidrios rotos.

Agentes químicos: corrosivos, tóxicos, carcinogénicos, inflamables, explosivos.

La Bioseguridad implica una acción de conjunto: Todos deben cumplir las normas de Bioseguridad: "El

descuido de una persona es el riesgo de todos"

Riesgo Biológico: es la probabilidad de infectarse con un agente patógeno (agente patógeno se llama a

toda aquella noxa que es capaz de producir una enfermedaden la actividad laboral.

Exposición: Es un contacto que implica riesgo con un patógeno capaz de trasmitirse por la vía donde se

está produciendo la exposición.

Propósito de la Bioseguridad:

Promover la salud de los trabajadores de salud mediante la vigilancia de las actividades de cada área de

trabajo en salud para prevenir las exposiciones a fluidos con riesgo biológico y vigilancia del

cumplimiento de las normas de bioseguridad. Además promover, sugerir y establecer políticas que apoyen

la educación continua de los trabajadores de salud.

Debe tenerse un suministro oportuno y continuo de insumos necesarios para la protección.

La disponibilidad de agua potable es primordial.

Disponibilidad de lavamanos cerca del área de atención de pacientes ó Laboratorio de trabajo.

PRACTICAS DE SEGURIDAD

Todo el personal que trabaja en el laboratorio fisiológico o ingresa a él debe seguir reglas de seguridad.

Las normas de seguridad son obligatorias y son esenciales no solamente para la acreditación académica,

sino porque consisten en prácticas que otorgan seguridad y protección al personal, alumnos e

investigadores que trabajan en los laboratorios bioquímicos, fisiológicos, bacteriológicos, biológicos,

químicos, etc. Muy especialmente en el campo médico donde trabajamos con muestras ó material

biológico que es considerado potencialmente patógeno ó patógeno. La máxima seguridad y protección es

necesaria en estos casos PRACTICAS GENERALES

Se prohíbe fumar, comer y aplicarse cosméticos, para evitar la diseminación de agentes infecciosos o

productos químicos tóxicos de las mallas hacia la boca. Con el fin de evitar el contacto con agentes

infecciosos o diseminarlos, debe utilizarse alguna prenda protectora sobre la ropa, como el guardapolvo,

mandil, ó la bata de laboratorio. Estas prendas de protección externa no deben usarse fuera del laboratorio.

Los zapatos han de ser de punta y talón cerrado. No es conveniente que las personas que trabajan en el

laboratorio usen lentes de contacto debido al desprendimiento de vapores y a las salpicaduras que pueden

producirse. Los lentes de contacto inhiben el lagrimeo y permiten que las sustancias permanezcan más

tiempo en la córnea.

Se recomienda el uso de lentes de protección o protectores para la cara a las personas que usan lentes de

contacto, en particular si hay alto riesgo de vapores, aerosoles o salpicaduras. La joyería de tipo colgante,

el cabello largo y barba son riesgosos, ya que es posible que entren en contacto con muestras u otras

superficies, o se enreden o queden atrapados en instrumentos con movimiento, como máquinas rotatorias o

centrifugas. Se prohibe estrictamente pipetear con la boca todo tipo de muestra, reactivo, agua o cualquier

otra sustancia biológica deberán usarse pipetas manuales automáticas.

DERRAMES . .

Es necesario desarrollar y tener políticas escritas y procedimientos para instruir a los alumnos y a los

empleados acerca de la manera de manejar derrames químicos y biológicos. Existen en el comercio

estuches con insumos para ambos tipos de derrames.. Si no existen tales normas en la institución el

laboratorio debe desarrollarlas con el fin de asegurar el ambiente de trabajo.

LAVADO DE MANOS

El lavado de manos es una de las principales maneras de evitar la diseminación de agentes infecciosos.

Aunque se utilicen guantes, el lavado de manos es necesario. Por que es posible que éstos tengan huecos

microscópicos. Al tratar con pacientes, es necesario lavarse las manos tras atender a cada uno de ellos

aunque se utilicen guantes.

LIMPIEZA

No debe permitirse que la basura, los desperdicios biológicos, infecciosos. y el material de vidrio sucio se

acumulen en grandes cantidades en el laboratorio. Los recipientes con muestras de desecho y agentes

etiológicos deben taparse cuando no se estén empleando. Es necesario limpiar con frecuencia las

superficies de trabajo con algún desinfectante al comenzar y terminar cada turno. El personal de

laboratorio fisiológico es responsable de mantener el área de trabajo limpia y sanitaria, aunque haya

servicio de limpieza adicional por parte de la institución.

ETIQUETAS Y SEÑALES

Todos los recipientes que contienen productos químicos deben etiquetarse con claridad, indicando el

nombre del producto y cualquier precaución para su manejo. Las áreas en que se almacenan productos

inflamables, peligrosos o tóxicos y carcinógenos, o en las cuales se utilizan deben estar marcadas

claramente. Las áreas en que se almacenan o analizan sangre o liquidos corporales deben estar marcadas

claramente con el signo de riesgo biológico.

DESECHO DE DESPERDICIOS

Existen normas de la OSHA con respecto al desecho de productos biológicos. El desecho de materiales

biológicos, como desperdicios infecciosos, se examina y regula en la actualidad por leyes específicas del

Ministerio de Salud Pública.

AGUJAS Y OBJETOS PUNTIAGUDOS.

Las agujas y otros objetos puntiagudos constituyen un riesgo físico de infección potencial para el personal

de laboratorio fisiológico. Todas las agujas desechables y demás objetos punzantes deben colocarse en un

reclpl9nte resistente a la perforación y a prueba de fugas, marcado con el símbolo de riesgo biológico.

Estos recipientes se descartan, siguiendo las políticas de la institución, cuando están llenos hasta la mitad o

las tres cuartas partes. La mayoría de las instituciones incineran los recipientes que contienen objetos

punzantes. Inmediatamente después de usada una aguja deberá incinerarse y para ello existen en la

actualidad equipos especiales incineradores de agujas llamados destructores de agujas.Nunca, deberá

reenfundarse ó volverse a colocar la cubierta de las agujas a menos que se utilice algún dispositivo como

pinzas diseñadas para este fin, para evitar la punción cutánea accidental. Las agujas nunca deben cortarse,

ya que esto puede provocar salpicaduras de sangre o de otros líquidos al medio.

SEGURIDAD CONTRA INCENDIOS

Tipos de Incendio

En el laboratorio Fisiológico u otros laboratorios biológicos se requieren líquidos inflamables y

combustibles para ciertos procedimientos, y en ellos también existe el riesgo potencial de incendios

eléctricos y de basura. El científico del laboratorio debe comprender estos peligros y la manera de

afrontarlos en caso de urgencia. Los incendios se clasifican de la clase A a la D.

Los incendios de clase A ocurren con combustibles ordinarios, como madera o papel; los de la clase B

ocurren con líquidos inflamables; en los de la clase C participan circuitos eléctricos energetizados, sin

importar el combustible; y los de la clase D, son producidos por metales combustibles como el sodio. Para

cada tipo de incendio se requiere un extinguidor diferente y adecuadocon el fin de controlar de manera

eficiente el fuego y evitar que se éste se extienda.

Extintores ó Extinguidores para incendios. Clases.

Los extintores contra incendios contienen diferentes sustancias y están marcados según el tipo de incendio

para el que deben emplearse. Los extintores clase A están llenos de agua y nunca deben utilizarse para

incendios de tipo eléctrico. ya que el agua puede conducir la electricidad de regreso a la persona que tiene

el extintor en las manos. Los extintores clase B contienen productos químicos secos, espuma acuosa que

forma una capa (AFFF) o dióxido de carbono. Los extintores clase C están llenos de dióxido de carbono o

Halon; los de la clase D de un polvo seco especial que contiene un enlazante termoplástico que permite

que el agente forme una corteza sólida al calentarse. Hay extintores que pueden emplearse para Incendios

de clases A ,B y C.Contienen un polvo seco y pueden utilizarse con eficacia y seguridad para las tres

clases de incendios. Generalmente este tipo de extintores es el que se compra para uso en el hogar o en las

oficinas. Sin embargo, si se emplea para incendios de equipo eléctrico en el laboratorio, es probable que

sea difícil o imposible eliminar posteriormente dicho polvo de los instrumentos. Por tanto, se recomiendan

los extintores de dióxido de carbono para incendios de equipo eléctrico.

Causas de incendio y su Prevención

Las causas fundamentales de incendios en el laboratorio son descuido, falta de conocimiento acerca de los

productos químicos que se utilizan, permitir que se efectúen procedimientos sin.

la vigilancia adecuada, sobrecarga de circuitos eléctricos , llamas de gas abiertas. Es necesario impartir

periódicamente conferencias para instrucción sobre seguridad en el trabajo, con el fin de recordar a los

empleados la manera segura de proceder para evitar incendios y otros tipos de accidentes.

En caso de que se produzca un incendio es necesario ponerse en contacto con el departamento de

bomberos y solicitar ayuda antes de intentar extinguirlo, Se pierde tiempo importante cuando se trata de

apagar el incendio primero, y después se solicita ayuda. Los pasos que deben seguirse en caso de incendio

son:

1. Rescatar a cualquier persona que se encuentre en peligro.

2. Aislar el incendio cerrando alguna puerta.

3. Solicitar ayuda.

4. Intentar extinguido.

5. Evacuar las instalaciones en caso de que no se pueda apagar el fuego

Por supuesto, cuando hay varias personas presentes, estos pasos pueden llevarse a cabo de manera

simultánea y rápida en un esfuerzo conjunto.Es necesario adiestrar al personal de laboratorio en el uso de

los extintores contra incendios. En general, el departamento de incendios de la localidad o el comité de

seguridad de la institución proporciona este entrenamiento.

SEGURIDAD BIOLOGICA Protección Personal

La dispersión epidémica del síndrome de inmunodeficiencia adquirida (SIDA) ha revivido la preocupación

acerca de las enfermedades que se transmiten por la sangre entre las personas que trabajan en el

laboratorio. Se sabe que las personas que laboran en los laboratorios médicos en general, fisiológicos,

bacteriólogos,biólogos y otros relacionados con la salud en general, conforman un grupo de alto riesgo

para infecciones por virus de hepatitis B relacionadas con el trabajo y virus de inmunodeficiencia humana

(HIV). En 1987 el Centro de Enfermedades Transmisibles USA (CDC) y la OSHA publicaron

recomendaciones para proteger a las personas que trabajan al cuidado de la salud y a otras de adquirir la

infección por HIV y se actualizaron nuevamente en 1988. Entre las recomendaciones se aconseja que "se

tomen precauciones congruentes al manejar sangre y líquidos corporales de todos los pacientes y las

muestras que se obtengan".

Esto se conoce como precauciones universales.Las recomendaciones incluyen el uso de equipo para

protección personal, como guardapolvos, mandiles, batas, guantes descartables y protectores para los ojos

al manipular sangre y líquidos corporales en el laboratorio. La revisión de los CDC en 1988 recomendó

usar equipo de protección personal para manejar todas las sustancias biológicas y animales. Deben tratarse

todas las secreciones y excreciones corporales como potencialmente infecciosas, ya que hay otras

enfermedades además de HBV y HIV que se transmiten a través de diversos líquidos del organismo

humano y de los animales.

En 1991 la OSHA publicó una regulación final la Occupational Exposure to Bloudborne Pathogens

(Exposición ocupacional a patógenos que se transmiten por la sangre). Esta regla indica que el patrón debe

proporcionar equipo de protección personal que no permita que los materiales potencialmente infecciosos

entren en contacto con la ropa. la piel, los ojos y la boca del trabajador en condiciones normales de uso. La

regla también indica la manera correcta de disponer de objetos punzantes y otros desperdicios con riesgo

biológico y señala la necesidad de administrar la vacuna de HBV y el tratamiento tras alguna exposición a

todos los empleados que corran este riesgo.

Además de describir equipo de protección personal, dicha norma incluye instrucciones para el lavado de

manos, transporte de muestras, uso de pipetas, forma de recoger derrames, desechos de desperdicios y

descontaminación del equipo.

Derrames

Es necesario que las personas que limpian algún derrame biológico utilicen guantes descartables y bata de

laboratorio. Se colocan toallas desechables sobre el derrame y se vacía desinfectante sobre ellas. Tras

dejarlo reposar algunos minutos. se recoge la sustancia y el desinfectante con material absorbente (los

cojinetes absorbentes son útiles para derrames grandes) A continuación se coloca el material contaminado

en un recipiente para riesgos biológicos: bolsas plástico grueso color rojo en el Perú y bolsa de color

negro para basura doméstica.

Después de absorber la mayor parte de material, el área se limpia con un desinfect8nte de fuerza

intermedia o alta, por ejemplo, dilución de Lejía 1:10. La solución desinfectante se absorbe con material

desechable. El área se enjuaga con agua y se seca para evitar que quede resbalosa. Es conveniente preparar

un conjunto de utensilios para limpiar derrames con riesgo biológico que contenga todos los materiales

necesarios para efectuar la limpieza de este tipo y tenerlo a la mano en el laboratorio en que se manejan

dichas muestras.

SEGURIDAD QUIMICA

Hoja De Datos Sobre Seguridad De Materiales

En Agosto de .1987.)a OSHA enmendó la norma Federal Hazard Communication Standard

29CFR 1919: 1200 (Rigllt to Kriow/HCS Standard), haciéndola extensiva a todas las industrias,

incluyendo las instalaciones para el cuidado de la salud. Esta norma establece que los responsables de cada

área determinen si se utilizan productos químicos peligrosos en el trabajo y proporcionen a los empleados

hojas con datos de seguridad en el uso del material riesgoso y marquen adecuadamente los recipientes que

contienen el producto, indicando el riesgo, y se mantendrá una lista de productos químicos peligrosos, es

decir, un inventario de productos químicos, y proporcionen al empleado información y entrenamiento, y

desarrollen un programa de comunicación de riesgos por escrito.

Información que contiene la hoja de datos de seguridad para cada material ó grupo de sustancias

relacionadas, de uso en Laboratorio fisiológico y otros Laboratorios biológicos.

1. Identificación del producto químico (nombre químico, y sinónimo y/o nombre vulgar.)

2. Ingredientes peligrosos

3. Datos físicos

4. Datos de incendios y explosiones

5. Información de riesgos para la salud

6. Datos de reactividad

7. Procedimientos para derrames, fugas y desecho

8. Información de protección personal.

9. Precauciones especiales y comentarios

Manejo de Animales

La mejor manera para aprender a manejar correctamente los animales de laboratorio es la instrucción

práctica directa. Pueden enunciarse aquí algunos principios generales.

El personal de laboratorio puede recibir de casi todos los animales (conejos. cobayas. ratones)., pequeños

arañazos cuando el animal trata de escapar; pero raras veces intenta éste lesionar al operador. En el caso de

las ratas, las cosas cambian; pueden realizar muchos esfuerzos para escapar. y producir mordeduras

peligrosas, También los monos deben manejarse con cuidado. En cualquier caso, es indispensable que aun

los pequeños arañazos de animales se traten en forma adecuada; si el animal ha sido inyectado con

material patológico la naturaleza de dicho material puede obligar a tomar ciertas medidas para proteger al

personal contra las consecuencias de la mordedura. Por lo tanto, debe reportarse de inmediato, y tratarse

médicamente cualquier lesión, por pequeña que sea.

Toma de Muestras de Sangre

La muestra de sangre para las pruebas de laboratorio pueden tomarse en diferentes sitios: capilar o

periférica, venosa y ocasionalmente arterial. Esta muestra se utiliza para la valoración de diversos

parámetros del medio interno que puede llevarse a cabo en sangre completa o una fracción de la misma.

sea plasma o suero. Si la muestra sanguínea no se recoge con una técnica adecuada puede ocurrir que los

exámenes proporcionen información inexacta o incorrecta ó bien que la muestra se rechace y sea necesario

repetir la punción. Deben tomarse precauciones en todos los casos por lo que la obtención y manipulación

de las muestras se harán con guantes quirúrgicos descartables..

Sangre Capilar o Periférica

La sangre que suele llamarse capilares, al menos parte arteriolar se obtienen por o general de: a). La yema

del dedo; b). el borde del lóbulo de la oreja; y c). el talón en los niños pequeños En cualquier de estos

sitios el área debe de estar tibia (ni fría ni congestionada) ya que de otra manera la composición de la

sangre varia por la éxtasis o la dilución. Sin embargo debe recordarse que aun ejecutando una buena toma,

los valores de los parámetros difieren entre la sangre capilar y la venosa. Usar alcohol y lancetas

descartables.

TECNICA

1. Limpie la piel con una torunda de algodón con alcohol de 70º o con otro desinfectante adecuado

y deje secar.

2. Haga una punción profunda (2- 3 mm con una lanceta o aguja estéril desechable. La punción

debe efectuarse de un golpe y rápidamente para que resulte casi indolora (sobre todo el borde del

lóbulo de la oreja).

3. La primera gota de sangre se elimina porque contiene desechos tisulares. La sangre no debe

exprimirse o se obtendrá una muestra diluida; peso sí puede hacerse presión a distancia del sitio

de la punción. Tras concluir la toma de la muestra se entrega al paciente una torunda limpia que

debe presionar sobre el sitio de lesión.

SANGRE VENOSA

Por lo general se utiliza una de las venas de las fosas antecubitales, pero con frecuencia también se

puncionan las venas de las manos las muñecas o cualquier vena visible de buen calibre (en los pacientes

prematuros es posible punzar las venas del cuero cabelludo ó la yugular externa o la femoral) Las venas

deben examinarse cuidadosamente; si son profundas y no se palpan con facilidad se descartan. Para

facilitar el examen se usa un torniquete de jebe.

EQUIPO.

La muestras se toman previa desinfección con alcohol y con jeringas desechables con aguja de calibre 19

ó20 x1 (cuanto más bajo es el numero mas es el grosor de la aguja, las de menor grosor pueden hemolizar

la muestra y las de mayor grosor se reservan para la obtención de sangre para transfusiones).

TECNICA

1. El paciente debe estar acostado o sentado cómodamente y con el brazo apoyado en una mesa o

soporte. Algunas pacientes – en especiales los jóvenes – pueden sufrir malestar o incluso

desmayarse. Por tanto manténgase alerta ante señales como palidez o piel fría.

2. Coloque el torniquete con un medio lazo para poder retirarlo fácilmente. No efectué demasiada

presión ya que puede detener la circulación arterial.

3. Pida al paciente que abra y cierre el puño un par veces para obtener mayor distensión de las

venas. Algunas veces las venas no se ven con claridad pero se palpan.

4. Una vez elegido el sitio de punción se procede a limpiar con alcohol y se deje secar. Enseguida se

fija la vena sosteniendo el brazo del paciente con la mano mientras se estiran y comprimen con el

pulgar y los tejidos blandos situados justo debajo del escogido para punzar. La jeringa se sujeta

entre el pulgar y los tres últimos dedos de la otra mano y sus dorsos se apoyan con el brazo del

paciente. El dedo índice se coloca sobre el casquillo de la aguja y sirve como guía. El bisel de la

aguja debe quedar hacia arriba.

5. Cuando la vena es prominente se punza en forma directa con la aguja colocada horizontal y

dirigida en paralelo a la vena. Al perforar la pared se percibe una sensación de crujido. Cuando el

acceso a la vena no es tan perceptible, la punción se efectúa en dos tiempos: primero se punza la

piel y luego la vena. Para que la sangre entre a la jeringa se hace una tracción ligera sobre el

embolo evite realizar una tracción excesiva porque la vena puede contraerse e impedir el paso de

la sangre hacia la jeringa. Algunas veces al puncionar se traspasa la vena; entonces debe retirarse

ligeramente la aguja al verificar la entrada de la sangre. Esta operación puede producir

hematomas; si se advierte señales de extravasación de sangre a los tejidos, retire la aguja de

inmediato y aplique presión local.

6. Antes de retirar la aguja, quite el torniquete y pida al paciente que abra el puño. En cuanto se

adquiera la destreza necesaria, esta última operación se efectúa cuando la sangre termina de

entrar a la jeringa. El paciente debe mantener la presión con una torunda en el sitio de la punción

y el brazo flexionado durante unos minutos para evitar hematomas.

7. Tras la obtención de la sangre, se retira la aguja de la jeringa con una pinza de metal y con un

movimiento de torsión y con la ayuda de otra pinza se coloca el extremo del embolo sobre la

pared interna del tubo. Nunca realizar el reenfundamiento de la aguja sin pinzas.La sangre se

vacía suavemente para evitar que se forme espuma y produzca hemólisis. Si la determinación que

se va efectuar exige sangre completa o plasma la muestra se coloca con un tubo con

anticoagulante y se invierte con suavidad varias veces para mezclar. Si en cambio se desea

obtener suero, la sangre se coloca en tubo, de preferencia de 37 ª C para que el coágulo se forme

más rápido. La retracción del coágulo puede acelerarse separando de la pared del tubo con un

aplicador de madera. Es imperativo usar destructores de agujas en todos los casos.

USO DE VACUTAINER

En muchos laboratorios se utilizan actualmente los tubos Vacutainer para obtener las muestras de sangre

venosa, en lugar de las jeringas. Los tubos están sellados con un tapón de goma y extraen un volumen de

sangre predeterminado. La aguja desechable se enrosca en el tubo de manera que el tapón de goma alcancé

justo la línea guía. La aguja más corta se mete dentro del tapón de goma, pero no penetra y por lo tanto no

rompe el vació. Una vez que se tiene la certeza de que la aguja ha abordado la vena, se empuja el tubo

hasta el fondo del sujetador lo que rompe el vacío y la sangre entra al tubo. Cuando el flujo cesa, el tubo se

retira y si se desea puede sustituirse por el otro para obtener otra muestra .No debe usarse el Vacutainer

para dosaje de gases arteriales.

SANGRE ARTERIAL

Para la determinación de gases se requiere punción arterial. En esos casos la arteria se ubica localizado el

latido por palpación muy cuidadosa. La punción es necesariamente más profunda y se requiere mayor

cautela para impedir hematomas. Debe practicarla el médico.

ANTICOAGULANTES

Los cuatro anticoagulantes mas usados son una mezcla de oxalato amoniaco y potasio, citrato trisodico,

Sequestrene (EDTA) y heparina. Los tres primeros impiden la coagulación al sustraer el calcio del plasma

sanguíneo por precipitación o fijación en forma no ionizada, e inhibe la activación de los factores de la

coagulación.

El citrato trisodico se utiliza para impedir la coagulación de la sangre destinada a transfusiones. El

Sequestrene y la heparina pueden servir para el mismo fin, pero no la mezcla de oxalatos porque es toxica.

La mezcla de oxalato de amonio y (6partes) y oxalato potasio (4partes) en la cantidad de 2 mg/ml de

sangre no afecta el volumen globular medio y puede usarse para hemoglobina, hematocrito y recuentos

globulares. En frotis de sangre su utilidad esta limitada a los primeros minutos por que se desarrollan con

rapidez formas dentadas en los hematíes, vacuolización en el citoplasma de los granulocitosy artefactos en

los núcleos de linfocitos y monocitos y otras deformidades. Asimismo, la sangre tomada con esta mezcla

de anticoagulantes no puede emplearse para determinados químicas de nitrógeno ni potasio.

El citrato trisódico en solución acuosa al 3.8%, se mezcla a razón de 1/9 con sangre para investigaciones

de coagulación. El Sequestrene (EDTA) se emplea en una concentración de 1 a 2 mg/ml de sangre. La sal

di sódica o di potásica de Etilendiaminotetracetato es tal vez el anticoagulante que mas se emplea para el

recuento de las células sanguíneas. Hay que mezclarlo minuciosamente con la sangre. Para el estudio del

hematocrito es equiparable al oxalato y para estudios morfológicos lo supera, ya que impide la

deformación y artefactos incluso después de un reposo prolongado. Se consiguen frotis aceptables aun

cuando hayan pasado 2 o 3 hs y hasta 24hs si la sangre se refrigera. También es posible realizar el

recuento de plaquetas aun después de unas pocas horas.

La heparina, a razón de 0.1 a 0,2 mg/ml de sangre, no afecta el tamaño corpuscular ni el hematocrito. Es el

mejor anticoagulante para prevenir la hemólisis y para las pruebas de fragilidad osmótica. No resulta

satisfactoria para recuentos de leucocitos o cuando han de prepararse frotis (o extensiones de sangre por

que en este segundo caso produce un fondo azul en las preparaciones teñidas con el colorante de Wright.

CUIDADO, INOCULACIÓN Y SANGRIA DE LOS ANIMALES y

DIAGNOSTICO DE SUS ENFERMEDADES Fundamentos

1. Para determinadas investigaciones de laboratorio fisiológico es indispensable disponer de los

animales apropiados.

2. Los animales habrán de ser sanos y seleccionados con cuidado y estar instalados con limpieza y

comodidad, así como adecuada y suficientemente alimentados.

3. Pocos métodos de inyección y sangría producen mayor dolor que los similares empleados en los

seres humanos, y todos los métodos operatorios de importancia habrán de efectuarse con el

animal anestesiado. Por otra parte estos animales habrán de ser tratados con la solicitud que

merecen por los servicios que prestan a la humanidad .

ALOJAMIENTO DE LOS ANIMALES.

Las jaulas para los animales pequeños, como conejos, cobayos, ratones y ratas deben construirse y

disponerse de modo que los animales se conserven sanos y cómodos. Se evitara atestar las jaulas con lotes

demasiados numerosos. Convendrá disponer de jaulas separadas para los animales normales que no se

utilicen.

Los animales recién llegados al laboratorio deberán ser examinados cuidadosamente, a fin de comprobar

que no están enfermos, antes de colocarlos en las jaulas de los normales. Si se dispone de suficiente

espacio será conveniente guardarlos en aislamiento durante una semana a diez días.

Las jaulas se construirán de modo que permitan la limpieza y desinfección mas completas y posean

suficiente luz y ventilación, deben construirse expresamente para fines experimentales fisiológicos.

Debe disponerse de compartimientos, y jaulas de aislamiento para los animales inoculados y deberán

estar solos, en jaulas aparte, para protegerlos de las molestias o herida que entre ellos pudieren infligirse.

Los compartimientos de animales deben estar bien iluminados y ventilados .Se procurara conservar a una

temperatura uniforme, día y noche.

IDENTIFICACION DE LOS ANIMALES

Es conveniente adoptar un sistema seguro para la identificación de los animales .La practica de rotular las

jaulas sirve para la distinción de los lotes numerosos de animales aun cuando para conseguir un registro

completo conviene numera a cada animal y anotar los detalles relativos al sexo, descripción, etc.

Chapas.

Para los conejos y cobayos pueden emplearse unas pequeñas chapas de aluminio que se fijan a una oreja

de animal por medio de una grapa o un hilo metálico que perfore estos órganos y atraviese también los

orificios de las chapas.

Para los animales de mayor tamaño pueden adquirirse identificadores especiales ..Pueden obtenerse en las

casas de artículos veterinarios.

Descripción.

Cuando se use únicamente este método de identificación y haya que alojar juntos en una misma jaula

varios animales, deben seleccionarse los que presenten señales o colores diferentes .Para facilitar el

registro debe disponerse de sellos de goma con dibujos de ratón ,cobayo o conejo. Este método se utiliza

junto con el de la chapa metálica a fin de asegurar la identificación si la chapa se perdiera. Asimismo,

debe anotarse cuidadosamente cualquier deformidad o seña particular .El sexo debe registrarse en la

descripción (macho y hembra).

Señales o marcas para identificación de animales

Los animales pequeños, como ratones y ratas, pueden marcarse en el cuerpo o en la cola pintándose la

piel y el pelo con colorantes (soluciones alcohólicas saturadas de fucsina o ácido picrico).Las jaulas

habrán de rotularse.

PREVENCION Y TRATAMIENTO DE LOS ACCIDENTES EN LOS

LABORATORIOS DE FISIOLOGIA Las personas que trabajan en los laboratorios fisiológicos se hallan rodeadas de múltiples peligros, de

modo especial a causa de las infecciones que pueden contraer durante el manejo de los animales de

experimentación, ó durante el trabajo mismo con ellos como actos quirúrgicos, exposición de órganos, u

otros trabajos que así lo demanden los experimentos fisiológicos, ó al manipular productos sépticos

durante las investigaciones o sufrir quemaduras o la deglución accidental productos biológicos ó

producirse a heridas consecutivas rotura de cristales ,etc. A estos peligros están principalmente expuestos

los investigadores poco experimentados que los ignoran o se entretienen o distraen mientras trabajan con

animales de experimentación ó con productos infecciosos. ó con ácidos, álcalis, etc.

PREVENCION DE LOS ACCIDENTES

Deben emplearse siempre guantes de goma descartables en los experimentos, el investigador ha de tener

especial cuidado en no herirse los dedos con las agujas y evitar cortarse con los instrumentos afiliados,

como bisturís, sierras, etc. Deben usarse pipetas automáticas manuales de volúmenes regulables con

punteras descartables.

Las pipetas de vidrio, en caso de ser usadas, aunque no es recomendable hacerlo, habrán de tener la parte

bucal tapada con algodón de modo obligatorio y tendrán bulbos de goma para aspiración, y nunca aspirar

con la boca. Pueden utilizarse asimismo diversas jeringas. De igual modo, al aspirar ácidos, álcalis y otras

soluciones peligrosas por medio de pipetas, deben usarse pipetas con bulbos de goma de aspiración y

nunca hacerlo con la boca. Vale la redundancia, el alumno deberá tomar todas estas preocupaciones con el

máximo cuidado. Es de suma importancia preocuparse del trabajo sin conversar ni distraerse.

Las manos del operador habrán de estar libres de cortes y escoriaciones, particulares en la proximidad de

las uñas, debiendo lavarse cuidadosamente con jabón y agua y luego sumergirlas en una solución

desinfectante antes y después de haber manipulado productos infecciosos y antes de las comidas.

Una vez terminado el experimento deberá lavarse la superficie de las mesas con una solución

desinfectante; algunas veces es recomendable trabajar sobre una toalla humedecida en una de estas

soluciones, como por ejemplo lisol o tricresol al 2 por 100.

Las pipetas,tubos de ensayo y demás instrumentos empleados en la experimentación fisiológica también

se desinfectarán con una solución lisol o tricresol al 2 por 100, o se esterilizarán inmediatamente por

ebullición durante 20 minutos o autoclave que es lo ideal.

Los recipientes, láminas portaobjetos u otro material contaminado con orina ò heces ò secreciones

biológicas de los animales, ò contaminados con productos biológicos humanos, no se volverán a tocar por

ningún concepto sino que se someterán a un proceso de desinfección inmediata, como hemos indicado

líneas más arriba

Los calentadores y demás aparatos eléctricos se comprobarán con frecuencia para verificar la exactitud de

su funcionamiento, reparando sin pérdida de tiempo sus averías a fin de evitar cortos circuitos incendios

.El mechero de Bunsen no debe utilizarse nunca en la proximidad de materias inflamables .Siempre se

verificara que la llave de mechero quede bien cerrada antes de retirarse del Laboratorio , igualmente se

asegurará de cerrar la llave del balón contenedor del gas ó la llave general del gas del Laboratorio de ser el

caso. El éter, el alcohol y similares deben mantenerse alejados de todo posible contacto eléctrico. Es

obligación del servicio de mantenimiento realizar revisiones periódicas de mantenimiento preventivo.

FISIOLOGIA DE LA MEMBRANA SEMIPERMEABLE

FRAGILIDAD OSMÓTICA

Introducción

Todas las células del organismo están rodeadas de una membrana limitante, a través de la cual obtienen

sus alimentos y el oxígeno y excretan sus productos de deshecho y el C02 resultante de su metabolismo.

La membrana celular tiene propiedades bien establecidas: Solo deja entrar las sustancias que se necesitan

y solo deja salir las secreciones, los productos de desecho y las sustancias no indispensables, en otras

palabras, es semipermeable. Estas funciones las realiza a través de diversos mecanismos, que hemos

revisado con detalle en las clases teóricas. En la presente práctica trataremos de una de ellas que es la

Osmosis. En general la osmosis significa el paso de líquidos y solutos a través de una membrana

semipermeable .Cuando dos soluciones de diferentes concentraciones están separadas por una membrana

semipermeable, el solvente y los solutos atraviesan la membrana siguiendo las leyes de que rigen el

fenómeno de la ósmosis.

El agua es transportada a través de la membrana celular por una fuerza hidrostática llamada presión

osmótica, dicho de otro modo, la presión osmótica es la fuerza de atracción que ejercen las partículas

sobre el agua atrayéndola .La osmolaridad depende del número de partículas que se encuentran es

solución .La Unidades de Osmolaridad son el Osmol /Kg H2O , en medicina usamos el sub múltiplo

miliOsmol /Kg H20

Un Osmol por Kg es la fuerza para atraer agua que ejerce un MOL de partículas que se encuentran en 1

Litro ó Kg de solución. Cada partícula (átomo) ejerce una presión osmótica independientemente; por

ejemplo un mol de glucosa disuelto en un Kg (litro ) de agua ejerce una presión osmótica de 1 Osmol /kg

agua; en cambio un mol de ClNa disuelto en un litro de agua ejercerá una presión Osmótica de dos

Osmoles debido a las dos partículas en que se disocia, una de sodio y otra de cloro. (Na+ y Cl- )

La capacidad de una partícula para producir un flujo de agua a través de la membrana celular se llama

tonicidad.

Una solución extracelular que permite que el agua fluya hacia dentro de la célula haciendo que ésta se

hinche se llama hipotónica (Hipo osmolar)

Una solución que permite que el agua fluya hacia fuera de la célula se llama hipertónica. (Hiper osmolar)

La membrana del glóbulo rojo nos servirá en la presente práctica para demostrar este fenómeno y

asimismo demostrar que la membrana tiene ciertos límites de resistencia normales a variaciones de la

tonicidad en el medio interno.

Aplicación clínica.

Existen algunas enfermedades en las cuales se producen alteraciones en la membrana que generan

hemólisis por mayor fragilidad de la membrana , son defectos genéticos heterogéneos que afectan a las

proteínas constitutivas de la membrana del eritrocito .La Enfermedad Esferocitosis es una de ellas, en la en

la cual se ha demostrado una disminución de la proteína membranal Espectrina del hematíe, y el grado de

déficit de la proteína Espectrina parece asociarse con la gravedad clínica de esta enfermedad, pues los

hematíes son muy frágiles y se hemolizan produciendo anemia intensa.

Fundamento

Se llama resistencia globular osmótica a la que presentan los hematíes suspendidos en soluciones salinas

hipotónicas. Si empleamos soluciones salinas de 0.76 a 0.9 % y suspendemos dentro de ellas los hematíes

veremos que éstos se conservan sin alteración durante varias horas, y que una vez sedimentados

(espontáneamente ó por centrifugan), el líquido que sobrenada es claro y transparente como la misma

solución salina. Pero si efectuamos suspensiones de hematíes en soluciones de cloruro sódico a

concentraciones progresivamente decrecientes observaremos que al llegar a una determinada

concentración empiezan a destruirse ,liberándose la Hb, lo que confiere al liquido una ligera coloración

rojiza que no desaparece por centrifugación .E esto se le llama hemólisis inicial o resistencia mínima, que

normalmente se presenta entre las concentraciones de 0.46 y 0.42 %.Esta hemólisis de los hematíes va

aumentando en cantidad a medida que la solución de cloruro sódico va siendo mas hipotónica hasta

presentarse una hemólisis total. Esta hemólisis total se observa entre las concentraciones de 0.34 a 0.30 %

Esta práctica sirve para determinar la resistencia de la membrana de los glóbulos rojos a la hemólisis en

presencia de diferentes concentraciones de soluciones salinas hipotónicas a temperatura ambiente y

veremos en cual de ellas se presenta hemólisis inicial y total.

Reacivos y Equipos Necesarios

1.-Solución salina al 0.75 %

2.-Pipetas graduadas: 1 ml al 0.01

10 ml al 0.1

5 ml al 0.1

3.- Micropipetas de 0.1 ml

4.- Fiola de 100 ml

5.- Espectrofotómetro

6.- Muestra de sangre venosa desfibrinada ó hematíes lavados.

7.- Agua destilada

8.- Tubos de vidrio 13x 100 mm sin reborde

Metodo

1.- Preparar soluciones seriadas, en tubos de prueba marcados del 1 al 11, según la tabla adjunta,

haciendo las diluciones con agua destilada según lo indicado:

Marcar 19 tubos de prueba y repartir así:

Tubos

Nº

Sol.

NaCl

1% ml

Agua

Destil

ml

Mezclar

Por in-

version

% NaCl

de

la sol resul

tante

El alumno calculará la Osmola

ridad correspondiente a cada

uno de los tubos :( expresar

en unidades mOsm/Kg H20)

1 1.0 9 sí 0.10 %

2 2.0 8 Sí 0.20 %

3 2.5 7.5 Si 0.25 %

4 3.0 7.0 Si 0.30 %

5 3.5 6.5 Si 0.35 %

6 3.75 6.25 Si 0.375 %

7 4.0 6.0 Si 0.40 %

8 4.25 5.75 Si 0.425 %

9 4.50 5.5 Si 0.45 %

10 4.75 5.25 Si 0.475 %

11 5.0 5.0 Si 0.50 %

12 5.5 4.5 Si 0.55 %

13 6.0 4.0 Si 0.60 %

14 6.5 3.5 Si 0.70 %

15 7.0 3.0 Si 0.70 %

16 7.5 2.5 Si 0.75 %

17 8.0 2.0 Si 0.80 %

18 8.5 1.5 Si 0.85 %

19 ------ 10.0 --- 0 % Control de hemolisis total para comparación

visual.

NOTA: EL NUMERO 19 ES CONTROL DE HEMOLISIS TOTAL (100% HEMOLISIS)

2.- Una vez hecha la distribución anterior, mezclar bien, por inversión cada uno de

los tubos.NO OLVIDAR ESTE PASO.

3.- Recién ahora, después de haber mezclad, añadir 0.1 ml de sangre venosa desfibrinada cada uno de los

tubos.

4.- Tapar los tubos y mezclar nuevamente por inversión suave.

5.- Dejar en reposo 10 minutos a temperatura ambiente y luego volver a mezclar

por inversión suave.

6.- Centrifugar a 2000 rpm. Durante 10 minutos.

Examinar por simple inspección visual en cual de los tubos se inicia la hemólisis (hemólisis leve),

generalmente a partir del tubo Nº 8, de 0.425 % NaCl (lo que se manifiesta por el color ligeramente rojizo

del líquido) y luego examinar en qué otro tubo la hemólisis es intensa (aproxim. en 0.36 % NaCl ).

En el Tubo Nº 19 se producirá hemólisis total y corresponde al 100% de Hemólisis.(Destrucción total de

los hematíes y no deja nada de sedimento).

Valores Normales:

Hemólisis inicial (leve) (empieza Hemólisis): 0.44 % + -- 0.02

Hemólisis Total (Hemólisis completa): 0.32 % + -- 0.02

CAUSAS DE AUMENTO DE LA FRAGILIDAD OSMÓTICAGLOBULAR:

(Los hematíes son más frágiles que lo normal, tienen poca resistencia ante ligeras

hipotonías, y se hemolizan muy fácilmente)

-Anemia Hereditaria Esferocítica, en la Enfermedad Hemolítica

del recién nacido por incompatibilidad ABO

-Después de alguna injuria térmica (quemaduras)

-Anemias Hemolíticas sintomáticas en algunos casos de:

Linfoma Maligno, Leucemias, Cáncer, Cirrosis, etc.

CAUSAS DE DISMINUCIÓN DE LA FRAGILIDAD OSMÓTICA

(Los hematíes son mas resistentes que lo normal a la hipotonía):

En la primera Infancia, tempranamente en la infancia.

En algunas Anemias por deficiencia de Hierro

Talasemia mayor ( ó anemia de Cooley, ó anemia del Mediterráneo )

Anemia Drepanocitica ( Hoz, Sickle cell anemia)

Anemia Megaloblástica Nutricional

Post Esplenectomía y algunas hepatopatías con ictericia

FRAGILIDAD EN MEDIO ACIDO:

- En la Hemoglobinuria paroxística nocturna, que cursa con anemia

hemolítica, usualmente la fragilidad globular realizada en sol. salina

solamente, es NORMAL, PERO la fragilidad

globular realizada en MEDIO ÁCIDO( pH ácido)SÍESTA

AUMENTADA .

La FRAGILIDADMECANICA está aumentada en la Ovalocitosis hereditaria (ó Eliptocitosis), en los

casos que evolucionan con anemia hemolítica.

Referencias Bicliográficas

S., Mellor Leslie ,J. Inwood, Linch R. Medical Laboratory Technology.W.B.Saunders Co.Phila.USA.

1996.

Clinical Diagnosis by Lab Methods. Todd. Stanford, W.B Saunders Co. Phila. USA. 2002

Hematology Physiologic Basis for Clinical Practice .Reich P.MD. Little Brown Co. BostonUSA.2004.

Clinical Laboratory Diagnosis Levonson and Mac Fate.Lea Febiger. 1999.

Wintrobe Clinical Hematology Lea Febiger. 1998.

Diagnótico Hematológico .Laboratorio y Clínica. Ciscar y Farrera. Edit.Jims 1998.

INTERCAMBIO DE LÍQUIDOS ELECTROLITOS Y OTROS SOLUTOS A

TRAVÉS DE MEMBRANAS

Introducción

Existe un intercambio continuo de sustancias entre el medio ambiente y el organismo, a través de los

epitelios dérmicos, digestivos y respiratorios.

Dentro del mismo organismo existe un intercambio entre los espacios intracelulares y extracelular.

Algunas sustancias pueden atravesar la membrana celular por difusión pasiva .Otras requieren consumir

energía para moverse a través de las membranas contra sus gradientes de concentración .Estos fenómenos

de difusión pasiva y transporte activo permiten la creación de una composición orgánica diferenciada.

La piel del sapo no solamente separa al espacio extracelular del medio ambiente ,sino que permite el

pasaje de muchas sustancias ,incluyendo el agua, el sodio , el cloro y la glucosa.La dirección del

intercambio depende del tipo de transporte involucrado y de la gradiente de concentración de los solutos

.Cuando cambia la composición del liquido extracelular los riñones excretan las sustancias presentes en

excesos o reabsorben las necesarias para lograr preservar la homeostasis.

Material

17 sapos

Beakers

Agua destilada

Solución de NaCI 7.5%

Solución de dextrosa al 15 %

Balanza

Urinómetro

Tubos de ensayo

Pipetas de Pasteur

Goteros

Pinzas mosquito

Método

Experimento Nº 1: Preparación del animal

Durante la noche previa al experimento se debe mantener a los sapos en un ambiente húmedo para que

estén adecuadamente hidratados.

Antes de la pruebas se vacía la vejiga de todos los animales y se liga la cloaca para analizar la orina

formada en condiciones experimentales. Sise coloca un sapo en una solución de dextrosa y luego se

encuentra dextrosa en la orina, puede deducirse que fue absorbida a través de la piel hasta alcanzar una

concentración suficiente en liquido extracelular que obligase a los riñones a excretar el exceso en la

orina.Los sapos son colocados en soluciones de diferente tonicidad y se les inyecta distintas soluciones

para producir cambios en la composición de los líquidos corporales.

Los animales son pesados antes de realizar la prueba y después de haber vaciado sus vejigas. Los cambios

de agua corporal se determinaran pesando a los sapos antes y después de la exposición a distintas

condiciones experimentales.

Para cerrar la papila cloacal se la toma con las pinzas mosquito y se liga con firmeza, sin llegar a cortar la

piel , pero lo suficientemente fuerte para prevenir el escape de orina .Después de esto se pesa al sapo y se

registra su peso.

Experimento Nº2

Se inyecta a los sapos 4ml de una solución en el saco linfático dorsal. Esta solución puede ser hipotónica,

hipertónicas o isotónicas; de cloruro de sodio o dextrosa , también inyectaremos en algunos casos agua

destilada .Se vuelve a pesar para confirmar que todo el liquido inyectado se encuentre en el animal.

Se colocan 150 ml de liquido en un beaker de 250 ml y se pone al sapo dentro de el.El liquido debe cubrir

la mitad inferior del animal pero el punto de inyección debe permanecer por encima del nivel .Se tapa el

beaker Se pesa el sapo a intervalos de 30 minutos hasta por 8 horas. Se registra los cambios obtenidos:

Saco Linfático

Baño (Inyectar 4ml)

tubo Baño

externo

Saco

linfático

(inyectar

4 ml).

Peso del

sapo al

inicio del

experimento

Glucosa

basal

(inicial)

Peso al final

del

experimento

Glucosa pos

experimento

(final)

2 * NaCl

0.68%

Agua

4 agua NaCl

0.68%

6* NaCl

1.36%

NaCl

0.68%

8 NaCl

0.68%

NaCl

1.36%

10 Dextrosa

3.87%

Agua

12 agua Dextrosa

3.87%

14* Dextrosa

7.74%

Dextrosa

3.87%

16* Dextrosa

al 3.87%

Dextrosa

al 7.74%

Experimento Nº 3

Después de 2 horas, se saca el sapo del beaker y se retira la ligadura de la cloaca .Se vacía comprimiendo

el abdomen y se recolecta la orina.

Se pesa nuevamente al sapo .La diferencia entre este peso y el obtenido inmediatamente antes de quitar la

ligadura es igual al peso de la orina recolectada. La diferencia entre el peso después de recolectar la orina

del animal y el peso inicial antes de sumergido equivale al peso ganado o perdido durante el experimento.

Se debe tomar en cuenta el peso después de inyectar los 4ml.de solución en los sacos dorsales .Se calcula

el porcentaje de variación de peso con respecto a la medida inicial y se registra la cantidad de orina

formada durante el experimento.

Experimento Nº 4: Análisis de glucosa en orina del sapo.

La glucosa se determinara en la orina del sapo mediante el método de la glucocinta (Urine Strip Winer

Lab).

Estimulación muscular

Introducción

Los tejidos neural y muscular tienen la propiedad de excitabilidad y responden a estímulos, es decir

variaciones del medio químicas o físicas, tales como alteraciones de la temperatura, deformación

mecánica, etc.

En los fenómenos estímulo respuesta, la respuesta depende de las características del estimulo y de las

condiciones del tejido estudiado. La descripción correcta de la relación entre estimulo y respuesta

requiere el control de la duración , intensidad y frecuencia del estimulo.

Las relaciones estimulo-respuesta se desarrollan en función al tiempo y al espacio.

Material

Sapos grandes Tabla de fijación para batracios

Miógrafo Alambre de cobre

Estimulador eléctrico Alambre de zinc

Equipo de disección Quimógrafo

Método

Experimento N°1

Se anestesia al sapo por destrucción del cerebro y la médula espinal.

Con unas tijeras se hace un ojal en la piel de la región anterior homóloga al tronco. Se continúa la incisión

de la piel en cinturón. Una vez completado el cinturón, se desprende la piel de un tirón hacia abajo. En la

región dorsal se debe tener cuidado por la adherencia de la piel al urostilo.

Se levanta el urostilo con la pinza de disección y se seccionan los elementos paravertebralmente y en

dirección cefálica, fracturando el proceso del iliaco paralelo al urostilo que se articula con el proceso

transverso de la novena vértebra. Inmediatamente se observan dos formaciones blancas que se introducen

por tres raíces más arriba en la columna vertebral. Estas estructuras son los nervios ciáticos. Por debajo se

observa la aorta dorsal con sus bifurcaciones.

Con las tijeras se secciona transversalmente el urostilo, evitando traccionar o lesionar los dos nervios

ciáticos.

Se pasa un hilo por debajo de cada uno de los nervios ciáticos y se realiza una ligadura lo mas proximal

posible a la columna vertebral. En este momento se observa una reacción muscular.

Se secciona el nervio proximalmente a la médula, entre la columna vertebral y la ligadura. Con la ayuda

del hilo se puede efectuar la disección del nervio ciático, no siendo necesario manipularlo con ningún

instrumento.

Para poder liberar el nervio, es necesario cortar el músculo piriforme, después se lo aísla por disección

roma entre el semimembranoso por dentro y el bíceps por fuera. A todo lo largo del nervio se irá

seccionando sus colaterales y se lo aislará hasta la rodilla, comprobando que exista conexión funcional

entre el nervio y el músculo gastrocnemio. Una vez que el nervio ha sido aislado, se debe evitar que se

seque humedeciéndolo constantemente en solución fisiológica.

Experimento N° 2: Experimento de Galvani

Se fabrica un asa con alambre de cobre y alambre de zinc. Con el alambre de cobre se toca la piel del

animal y con el zinc el nervio.

Experimento N° 3

Se toma la pata del animal y se pasa un hilo por debajo de la aponeurosis plantar, amarrándola

fuertemente. La ligadura queda ubicada proximalmente y se realiza la disección de la aponeurosis, que en

el sapo se continúa hacia la pierna por el tendón de Aquiles que tiene un sesamoideo.

Se libera el tendón de Aquiles por disección roma y se separa el gastronemio hasta llegar a su inserción

superior. Con un golpe de tijera se secciona la tibia por debajo de la rodilla y el fémur un poco por encima

de esta. Se libera el fragmento de fémur del exceso del tejido muscular y se le hace una fuerte ligadura.

Con este mismo hilo se fija al miógrafo. El hilo amarrado a la aponeurosis plantar se fija a la otra barra del

miógrafo.

Con cuidado se colocael electrodosobre el nervio y se procede a estimular la preparación neuromuscular.

Con el estimulador eléctrico se realiza el estimulo de menor intensidad y se incrementa gradualmente.

Humedecer constantemente la preparación con un gotero.

Experimento N° 4: fenómeno de la escalera

Se realizan descargas simples para buscar el umbral de estimulación y después se disminuye el voltaje

para obtener el estimulo subliminal.

Luego de repetir la estimulación por un tiempo se observará que las contracciones son cada vez mayores

hasta alcanzar un valor máximo.

Experimento N° 5: tetania

Se realizan estimulaciones intensas y continuadas y se obtiene una serie de contracciones sucesivas antes

de que el músculo alcance su relajación completa. Se continúa hasta obtener una contracción permanente.

Experimento N° 6: Relación longitud - tensión

Se da una vuelta completa del quimógrafo para inscribir una línea basal en reposo. A continuación se

estimula para que el músculo se contraiga sin vencer ninguna resistencia. Se obtiene un trazado en el

quimógrafo.

Se colocan 10 gramos de peso, con lo que la línea basal del quimógrafo desciende. A continuación se

estimula al músculo y se obtiene un trazado. Se aumentan otros 10 gm de peso con lo que la línea basal

desciende aún mas.Se vuelve a estimular el músculo y se obtiene un trazado.

Repetir varias veces el procedimiento, incrementando sucesivamente el peso.

Discusión

Placa mioneural 1. Introducción

La placa mioneural media la transmisión de la señal de la fibra nerviosa motora a la célula muscular. Salvo

en el caso de las fibras musculares intrafusales, existe una sola placa terminal por cada fibra muscular. A

medida que el axón del nervio se acerca a su fin emite varias ramas, cada una de las cuales inerva una

fibra muscular. Estás ramas terminales son de poco diámetro y carecen de mielina, por lo que la velocidad

de conducción en ellas es baja. La placa mioneural es una discontinuidad entre la células nerviosa y la

muscular donde la transmisión del impulso de despolarización queda a cargo de un mediador químico, la

acetilcolina.

La terminal presináptica posee vesículas sinápticas, las cuales han sido sintetizadas en el soma neural, y

presenta canales de membrana de sodio y calcio dependientes del voltaje.

La generación del potencial de acción da lugar a la apertura de los canales de calcio y se incrementa la

concentración citosólica de calcio. Este incremento promueve la fusión de las vesículas sinápticas con la

membrana citoplasmática del rafe sináptico, liberando acetilcolina. La acetilcolina actúa sobre receptores

nicotínico presentes en el miocito y produce despolarización de la membrana celular muscular. Este

fenómeno es denominado potencial de la placa terminal.

Este potencial de acción excita a las miofibrillas para que se contraigan. Para el control de la actividad

muscular existe además una vía inhibitoria recurrente, es decir, un mecanismo de retroalimentación

negativa que mejora la resolución espacial de la acción neural. Esta vía inhibitoria provee un mecanismo

para evitar la contracción muscular persistente.

El axón de la motoneurona A sale de la sustancia gris a nivel de la medula espinal, pero emite antes una

rama colateral, la rama recurrente. Esta rama se desprende a partir del primer nódulo de Ranvier,

permanece dentro de la materia gris ventral y pasa medialmente y dorsalmente. Está rama forma sinapsis

con interneuronas que se encuentran en la región ventromedial del asta anterior y son denominadas células

de Renshaw. Sus axones se proyectan hacia las motoneuronas α, tanto hacia aquella en la cual se originó la

primera sinapsis desde el hasta dorsal, representada como la motoneurona A, y a sus vecinas,

representadas como motoneuronas B, terminan en sinapsis inhibitorias. La transmisión de este sistema

inhibitorio está a cargo de la glicina.

Material

Sapos grandes Succinilcolina

Miógrafo Estricnina

Estimulador eléctrico Vecuronio

Equipo de disección Neostigmina

Tabla de fijación para batracios Atropina

Método

Experimento N° 1

Se l anestesia a un sapo por destrucción del encéfalo. Se diseca y se expone el nervio ciático en la cara

posterior de ambos muslos, evitando lesionar la arteria femoral que corre paralela al nervio.

En una de las extremidades, se separa el nervio de la arteria y se procede a ligar alrededor del músculo y

de la arteria, dejando libre al nervio.

Se aplica estímulos de baja intensidad a los nervios ciáticos y se va incrementando su intensidad hasta

obtener la contracción muscular.

Luego se estimula directamente al músculo gastrocnemio a través de una incisión hecha en la piel.

Experimento N° 2

Se administra 1 mL de succinilcolina en el saco linfático dorsal del sapo. Luego de unos minutos se

procede a estimular con el carrete de inducción ambos ciáticos.

Experimento N° 3

Se administra 1 mL de vecuronio en el saco linfático dorsal del sapo. Luego de unos minutos procede a

estimular con el carrete de inducción ambos ciáticos.

Experimento N° 4

Se administra 1 mL de solución de atropina y neostigmina en el saco linfático dorsal del sapo. Luego de

unos minutos se procede a estimular con el carrete de inducción ambos ciáticos.

Discusión

La succinilcolina es un bloqueador muscular despolarizante. Inicialmente simula el efecto de la

acetilcolina, produciendo apertura de los canales iónicos y despolarización persistente. Inicialmente puede

producir excitación, la que se manifiesta por fasciculaciones transitorias. Esta fase es seguida por el

bloqueo de la transmisión neuromuscular y parálisis flácida.

La estricnina actúa a nivel de la medula espinal, bloqueando la sinapsis inhibitoria de las células de

Renshaw sobre las motoneuronas α, en las que ejerce el rol de antagonista competitivo selectivo que

bloquea los efectos inhibitorios de la glicina.

La estricnina produce aumento de los impulsos nerviosos sucesivos, creando contracciones similares a las

tetánicas. Origina una contracción muscular sostenida de extensores y flexores y espasmo muscular

persistente.

PRÁCTICA DE SHOCK ESPINAL PARA ESTUDIAR LOS

REFLEJOS EN EL SAPO

Leyes Pfluger, Turck, Sumacion Espacial, Sumacion Temporal y efecto de la ablación medular.-

Material

Sapo

Beakers, estilete de acero,

Carrete de Runckford

Acido sulfúrico diluído 0.1 %; 0.2%; 0.3 %; 0.4%; 0.5 %; 1% sol. acuosas.

Suero fisiológico

Equipo de disección, guantes látex descartables

Sol.Ringer para batracio.

Método

Experimento N° 1: PREPARACIÓN DEL SAPO ESPINAL

Observar la postura, los movimientos espontáneos y respuesta a los diversos estímulos, movimientos

respiratorios, reflejos del salto, respuesta a la rotación y posición de espalda del sapo normal.

Se fija al animal con la mono izquierda y se determina lasa siguientes líneas: una línea transversal a nivel

del límite posterior de la membrana timpánica ( A-B), Una segunda línea entre el ojo y la membrana

timpánica (X-Z). Se toma una tijera y se introduce uno de sus extremos en la boca del animal y se lo

decapita con un solo golpe, procurando que en este momento el sapo se encuentre con el dorso hacia

abajo, a lo largo de la línea X-Z Realizar hemostasia por compresión y realizar las mismas observaciones

que en el sapo normal. Este es el sapo descerebrado. En este caso, el sapo puede realizar movimientos

complejos tales como saltar y si se coloca de espalda puede regresar a la posición normal.

En otro sapo hacer las observaciones del tono y la respuesta a la estimulación eléctrica y luego realice el

corte a lo largo de la línea A-B.Inmediatamente se observa el tono y la actitud postural del animal y se

efectúa el pinzamiento de uno de sus dedos. Se objetivará la depresión motora que constituye uno de los

componentes del shock espinal, ademasno se encuentra los resultados del sapo descerebrado.

Se espera unos minutos y se observa nuevamente el tono y la actitud postural del animal y se efectúa el

pinzamiento de uno de sus dedos. Se objetivará las respuestas motoras.

Experimento N° 2: leyes de Pfluger

Se pasa un hilo a través de un orificio hecho en el piso de la boca y se cuelga al sapo espinal de un

estativo.

A continuación se efectúa una secuencia de estímulos graduados, los que producen respuestas

determinadas:

a) Ley de UNILATERALIDAD.- Se pellizca suavemente un dedo y se produce contracción de la

misma pata solamente.

b) Ley de SIMETRÍA.- Se pellizca con mayor intensidad el dedo y se produce contracción de la

misma pata y de la pata opuesta.

c) Ley de IRRADIACIÓN.- Se pellizca fuertemente un dedo y se produce contracción de la misma

pata, de la pata opuesta y finalmente de las extremidades anteriores.

d) Ley de GENERALIZACIÓN.- Se pellizca muy fuertemente un dedo y el animal se contrae y se

mueve enérgicamente.

Experimento N° 3: experiencia de Turck

Se emplea la preparación de sapo espinal. Se la cuelga de un estativo y se espera que esté en reposo.

Se prepara varios beakers con concentraciones crecientes de ÁCIDO SULFÚRICO desde 0.1, 0.2, 0.3,

0.4, 0.5 y 1%. Se sumerge la pata del animal en cada una de las distintas soluciones, empezando por la de

menor concentración; se espera y se registra el tiempo necesario para la respuesta. Una vez que se haya

producido la respuesta, se lava la pata del animal en suero fisiológico antes de pasar a la solución

siguiente.

Se observa y se registra las características y tipo de respuesta en cada caso.

Experimento N° 4: sumación temporal

Se sumerge la pata del animal en una solución de ácido sulfúrico al 0.1% varias veces. Se observa el

incremento progresivo de la respuesta.

Experimento N° 5: sumación espacial

Se sumerge en una solución de ácido sulfúrico al 0.1% primero la punta del dedo, luego el dedo completo,

la pata y la rodilla. Se observa la mayor intensidad de las respuestas.

Experimento N° 6

Se repite las experiencias anteriores empleando el carrete de Runckford y administrando estímulos

eléctricos de intensidad creciente.

Experimento N° 7

Se empapa un papel de filtro en ácido acético puro y se lo coloca en el dorso del animal

Se observa y se registra las características de la respuesta.

Experimento N° 8

Se hace una incisión en el abdomen y se expone con mucho cuidado una parte del intestino. Se estimula

cuidadosamente con el carrete de inducción.

Se observa y se registra las características de la respuesta. Al principio se observará una ligera contracción

de la musculatura abdominal que aumentará al incrementar la intensidad del estímulo hasta llegar a

desarrollar una respuesta flexora amplia.

Experimento N° 9

Se introduce un estilete dentro del canal vertebral y se destruye la médula. Después se repite las mismas

estimulaciones hechas previamente.-

REFLEJOS OSTEOTENDINOSOS EN EL HOMBRE Introducción

Los mecanismos reflejos están constituidos por un órgano receptor, un órgano efector y una red de

comunicaciones entre ambos. La acción refleja se inicia por un estímulo de entrada y tiene como resultado

una respuesta de salida. La acción refleja abarca el reflejo axónico sencillo hasta los reflejos complejos en

los que existe intervención cerebral.

El sistema nervioso comprende un gran número de arcos reflejos. Cualquier estímulo produce una

respuesta. El estímulo puede originarse en los órganos internos y afectar la parte visceral del sistema

nervioso. El sistema puede originarse en el exterior y afectar la parte somática del sistema nervioso. Un

mismo arco reflejo puede afectar tanto partes viscerales como somáticas.

Los reflejos viscerales no suelen alcanzar la conciencia, mientras que los reflejos somáticos pueden ser

percibidos concientemente. Muchos reflejos pueden considerarse como parte de un programa, puesto que

la respuesta adecuada parece estar prevista dentro del sistema nervioso.

Los reflejos espinales, que requieren transmisión del estímulo desde la periferia hasta la médula y de allí

regresar al órgano efector, son de este tipo. Los reflejos espinales no requieren de intervención del sistema

nervioso central y funcionan igualmente bien en un animal cuya médula se ha seccionado por encima de la

localización de las neuronas de los nervios correspondientes.

Las inserciones tendinosas de los músculos poseen receptores sensitivos especiales que responden a ala

distensión y envían la información al sistema nervioso central sobre la posición de un músculo o de un

miembro. Cuando estos receptores tendinosos son estimulados por una distensión rápida y brusca, mandan

impulsos a la médula espinal y, a través de una sinapsis a la motoneurona anterior que inerva el músculo.

Esta neurona manda impulsos al músculo y produce una sacudida rápida.

La respuesta de los reflejos espinales puede incrementarse elevando el nivel de excitación de la médula

espinal. Esta facilitación puede conseguirse haciendo que el sujeto enganche sus manos y tire con fuerza.

Material

Sujeto de prueba Martillo de reflejos

Método

Experimento N° 1: reflejo rotuliano

Se sienta al sujeto en una posición cómoda y cruza las piernas. La pierna superior debe estar relajada. Por

palpación, se localiza el tendón rotuliano y se da un golpe seco con el martillo de reflejos. La respuesta

adecuada es la contracción del cuadriceps, lo que produce extensión de la pierna.

Experimento N° 2: reflejo aquiliano

El sujeto se pone de rodillas sobre una silla y deja colgar fuera los pies sin contracción de los músculos de

las pantorrillas. Se busca el tendón de Aquiles y se estimula. La respuesta apropiada es la contracción de

los músculos gemelos y del sóleo, lo que produce extensión del pie.

Experimento N° 3: reflejo bicipital

El sujeto flexiona su antebrazo sobre el brazo, mientras el examinador soporta el antebrazo. Se busca el

tendón del bíceps con el pulgar de la mano que sostiene el antebrazo, se deja el pulgar sobre el tendón y se

da un golpe sobre el pulgar. la respuesta apropiada es la contracción del bíceps, lo que produce flexión del

antebrazo.

Experimento N° 4: reflejo tricipital

El sujeto flexiona su antebrazo sobre el brazo, mientras el examinador soporta el antebrazo. Se palpa el

tendón del tríceps, inmediatamente por encima de su inserción en el codo, y se golpea el tendón con el

martillo. La respuesta apropiada es la contracción del tríceps, lo que produce extensión del pie.

Experimento N° 5: reflejos radial y cubital

Se golpea los tendones insertados sobre los extremos inferiores de ambos huesos, por encima de la

muñeca. El examinador sostiene el brazo del sujeto. La respuesta adecuada para el reflejo cubital es la

pronación de la mano y para el reflejo radial la flexión del antebrazo.

Discusión

EVALUACIÓN DE LA PERCEPCIÓN SENSORIAL Y SENSACIONES

NOCICEPTIVAS: EVALUACION DEL UMBRAL DEL DOLOR.

Introducción

La estimulación de un receptor táctil de la piel es transmitida por la vía del asta posterior (sensitiva) hasta

la corteza somestésica. En esta la excitación del receptor activa un determinado número de neuronas que

constituye su campo cortical. Sin embargo, no todas las neuronas de este campo se estimulan en la misma

magnitud, sino que las que corresponden al centro del campo descargan de forma máxima y las de la

periferia en menor magnitud. Este contraste es el que permite localizar el punto exacto de estimulación.

Las capacidades táctiles se determinan en muchas ocasiones por la posibilidad de discriminar dos puntos

de estimulación sobre la piel.

Las diferencias en las capacidades de discriminación en las diferentes zonas del cuerpo se deben al

número de receptores que exista en esa zona y a la representación cortical que éstos poseen. Los dedos

están profusamente poblados de receptores y el área de corteza a que llega la información proveniente de

ellos es amplia, de ahí su mayor posibilidad de discriminación. Otras zonas del cuerpo tienen menor

densidad de receptores siendo éste uno de los factores que conlleva a que la información que llega al área

de la corteza sea reducida y, por lo tanto, sea menor su posibilidad de discriminación.

Cuando se estimulan dos puntos cercanos de la piel, cada uno excitará de forma máxima al centro de su

campo cortical; pero como los campos se superponen parcialmente, la resultante será una excitación

mayor, aunque se mantienen los máximos de excitación separados.

El ser humano puede percibir diferentes grados de calor y frío, que pasan del frío glacial, al frío, al fresco,

a la temperatura indiferente, a lo tibio, caliente y quemante.

Objetivos

1. Discriminar procesos y modalidades de percepción sensorial en el ser humano de tal manera que

pueda sistematizarlos.

2. Comprobar la distribución anatómica de los receptores cutáneos y la importancia fisiológica de

dicha distribución.

3. Comprobar la influencia de las bajas temperaturas en la sensibilidad.

4. Comprender los mecanismos que explican dichas funciones, estas observaciones deberán ser

correlacionadas con sus conocimientos neuroanatómicos y neurofisiológicos.

EXPERIMENTO 1: IDENTIFICACIÓN DE CAMPO RECEPTIVO SENSORIAL

Materiales

- Sello especial

- Hoja de papel

- Pelo de cerda (pelo de Von Frey)

- Sujeto experimental (alumno 1)

- Sujeto experimentador (alumno 2)

Procedimiento

1. Por medio de un sello especial marcar un área en la piel de un compañero: cara, dorso del cuello,

antebrazo, dorso de la mano.

2. Sellar en una hoja de papel un área similar y proporcional

3. Luego el sujeto experimental deberá cerrar los ojos y se le aplica por medio de un instrumento

sensibilizador llamado pelo de Von Frey, una ligera presión en cada uno de los cuadrantes del

área delimitada por el sello.

4. El sujeto experimental deberá reportar las modalidades de sensaciones que percibe en la piel de

cada cuadrante (tacto, dolor, temperatura, otros).

5. Marcar con notación diferente, en un esquema, los puntos correspondientes.

6. Anotar cuantos puntos diferentes hay para cada una de las sensaciones investigadas.

Resultados

EXPERIMENTO 2: DISCRIMINACIÓN DE DOS PUNTOS

Materiales

- Compás de doble punto.

- Regla.

- Sujeto experimental (alumno 1).

- Sujeto experimentador (alumno 2).

Procedimientos

Para la realización de estos experimentos los estudiantes se dividirán por parejas, actuando cada uno como

sujeto experimental y como experimentador.

1. Indique a su compañero que cierre los ojos y se concentre en las sensaciones que va a percibir.

2. Aplique los dos extremos del compás de forma tal que lleguen simultáneamente al área de piel

estimulada. Se deberá estimular las siguientes zonas: Yema de los dedos, antebrazo, cara y nuca.

3. En cada paso la separación de las puntas del compás se aplicarán de forma tal que la diferencia

entre ellas sea diferente y, alternante, manteniéndose constante para cada zona corporal esto es

0.5, 1, 1.5, 2, 2.5 y 3 cm.

4. Durante la aplicación de las agujas, pregunte al compañero cuantos puntos discrimina y anote su

respuesta.

5. Analice el comportamiento de los receptores.

Resultados

Area de la Piel

Estimulada

Distancia de separación de las puntas del compás ( cm )

0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0

Yema de los dedos

Antebrazo

Cara

Dorso del Cuello

Dorso de mano

SENSACIONES NOCICEPTIVAS: EVALUACIÓN

DEL UMBRAL DEL DOLOR

Introducción

El dolor es un mecanismo de protección y por tanto puede definirse como una respuesta de defensa

corporal, el cual aparece siempre que un tejido está siendo lesionado y obliga al individuo a reaccionar

para suprimir el estímulo nocivo.

Si colocamos inadvertidamente el brazo sobre una plancha caliente sentimos dolor e inmediatamente

retiramos el brazo para evitar un mayor daño tisular.

La respuesta al dolor puede expresarse en términos conductuales, tales como el retiro de la fuente del

estímulo o la fuga; puede haber una respuesta verbal, como el quejido y la expresión del dolor; y puede

haber una respuesta fisiológica como cambios en la presión sanguínea, sudoración y taquicardia.

El dolor es una respuesta sensorial medible, su magnitud varía con la intensidad del estímulo. Todo ser

viviente presenta una tolerancia al dolor hasta determinado nivel, denominado umbral, en que el dolor es

insoportable. El dolor puede también ser socialmente determinado, se dice que hay grupos étnicos más

sensibles al dolor que otro, y el sexo femenino es más resistente al dolor que el sexo masculino.

El dolor se ha clasificado en dos tipos fundamentales: 1) Dolor Rápido, que aparece en menos de una

décima de segundo, no se percibe en los tejidos más profundos del cuerpo, se transmite a través de fibras

de tipo A y la señal dolorosa llega al sistema nervioso central vía el haz neoespinotalámico. 2) Dolor

Lento, aparece después de un segundo o más y aumenta lentamente en el curso de varios segundos o

minutos, suele ir acompañado de destrucción tisular, se percibe en la piel como en cualquier órgano o

tejido profundo, se transmite a través de fibras tipo C y las señales dolorosas llegan al sistema nervioso

central vía el haz palioespinotalámico.

El dolor como todo tipo de sensibilidad tiene receptores y vías neurales específicas.

Los receptores para el dolor son terminaciones libres y se diferencian por el tipo de estímulo al cual

responden y básicamente son de tres clases:

1) Los mecanociceptores responden a estímulos mecánicos muy intensos de la piel como apretar,

pellizcar, pinchar, etc. También pueden responder a estímulos térmicos repetitivos, entre 45° y

55°C.

2) Los termociceptores responden a bajas temperaturas, menos de 10°C, y altas temperaturas, por

encima de 42-45°C, y asimismo responden a estímulos mecánicos intensos.

3) Los nociceptores polimodales responden a estímulos dolorosos mecánicos, térmicos y químicos.

El estímulo doloroso (E) actúa sobre un terminal nervioso que lleva su axón hacia la neurona sensorial

primaria (1) en las astas posteriores de la médula espinal. El mediador excitatorio de esta información

dolorosa es la sustancia P, aunque también pueden participar otras sustancias como el ácido glutámico, la

somatostatina y el polipéptido intestinal vasoactivo (VIP).

Los axones de las segundas neuronas del sistema de transmisión del dolor (2) ascienden en dos tractos

diferenciables tanto anatómica como funcionalmente; el tracto Páleo-espino-talámico con proyecciones

amplias y difusas; y el tracto Neo-espino-talámico con proyecciones menores y circunscritas. La vía

neuronal del neo-espino-talámico es responsable de la localización certera en la superficie corporal de los

dolores agudos, siendo pequeño el número de las fibras que la componen. Los axones del Páleo-espino-

talámico se enlazan sinápticamente con neuronas del tronco encefálico en especial con la información

reticular tegmental y los cuadrigéminos (Tracto espino-tectal), mientras que otras de sus fibras alcanzan

directamente a los núcleos talámicos intramamilares. Hasta este nivel no hay participación de la corteza

cerebral en las sensaciones del dolor.

En el tálamo existen neuronas que vienen a denominarse de tercer orden (3) que provienen de los núcleos

intramamilares del tálamo y que se proyectan enviando sus axones al frontal superior de la corteza

cerebral. Igualmente existen neuronas de tercer orden en el núcleo ventro-basal y grupo posterior del

tálamo que proyectan sus axones al parietal posterior en la corteza cerebral. Es aquí, donde ocurre la

modulación del dolor, y donde socioculturalmente puede variar la expresión del dolor

EXPERIMENTO N° 1: SENSACIONES TÉRMICAS Y UMBRAL DEL DOLOR

Materiales: Hervidor eléctrico con agua ,termómetro y gotero.

Procedimiento

1. Introducir el termómetro en el hervidor eléctrico y registrar la temperatura del agua.

2. Aumentar la temperatura del agua, conectando el hervidor en el suministro eléctrico.

3. Cada minuto registrar la temperatura del agua y cargar el gotero y dejar caer unas dos o tres gotas

en el dorso de la mano hasta que el sujeto de experimentación perciba un cambio en la

temperatura del agua en relacion a la temperatura inicial del primer minuto.

4. Continuar con el paso tres hasta el momento en que al dejar caer una gota en la palma de la mano

sienta dolor. 5.- Construir una curva tiempo vs. Temperatura y determine el umbral del dolor.

Resultados

TIEMPO (MIN) TEMPERATURA °C DOLOR

EXPERIMENTO N° 2: ISQUEMIA LOCAL Y DOLOR

Materiales

- Tensiómetro.

- Cronómetro.

- Sujeto Experimental (alumno 1).

- Sujeto Experimentador (alumno 2).

Procedimiento

1. El sujeto de experimentación deberá sentarse cómodamente, colocando el brazo sobre la mesa de

modo que quede a nivel del corazón.

2. Coloque el manguito del esfigmomanómetro, completamente desinflado, alrededor del brazo de

manera que su borde inferior quede 2-4 cm sobre el pliegue del codo.

3. Aumentar la presión del sistema, con la pera insufladora, hasta alcanzar una presión de 200 mm

Hg.

4. Solicitar al sujeto de experimentación que abra y cierre rítmicamente ambas manos.

5. Registrar el tiempo en que el sujeto empieza a reportar que siente dolor y el momento en que el

dolor se torna insoportable.

6. Disminuir rápidamente la presión del sistema, abriendo la válvula de la pera insufladora.

7. Monitorear el tiempo en que desaparece el dolor.

8. Realizar el experimento tanto en la mano derecha como en la mano izquierda.

Resultados

BRAZO

Derecho Izquierdo

Inicia el dolor

Dolor insoportable

Desaparece el dolor

UMBRAL DEL DOLOR

DOLOR TIEMPO (MIN) TEMPERATURA (°C)

Insoportable

ISQUEMA LOCAL Y DOLOR

BRAZO

Derecho Izquierdo

Inicia el dolor

Dolor insoportable

Desaparece el dolor

PRUEBAS CEREBELOSAS CEREBELO.- PRACTICA DE Fisiología del CEREBELO 2013- I

Marco Teórico.

Anatomía.

Rol Fisiológico.

Evaluación de la Fisiología Cerebelosa.

Síntomas y Signos de la alteración Cerebelosa.

FUNCIÓN DEL CEREBELO

la principal función del cerebelo es la coordinación del movimiento, es

decir, permitir que el movimiento se realice con facilidad y precisión.

los núcleos profundos tienen una actividad continua en situación basal, y

tienen conexiones excitadoras con el origen de las vías motoras (corteza motora

a través del tálamo, núcleo rojo, núcleos vestibulares y formación reticular, que

son el origen respectivamente de las vías motoras corticoespinal, rubroespinal,

vestibuloespinales y reticuloespinales). así, los núcleos del cerebelo mantienen

una activación tónica de las vías motoras que facilita la realización del

movimiento.

Las células de Purkinje inhiben a los núcleos profundos, con lo que

pueden inhibir unos componentes del movimiento y otros no, y así DAR

FORMA AL MOVIMIENTO.

EL CEREBELO REGULA EL TONO MUSCULAR, modificando la

actividad de las motoneuronas gamma, de manera QUE AUMENTA EL TONO

PARA MANTENER LA POSTURA, O LO INHIBE PARA FACILITAR LA

REALIZACIÓN DE LOS MOVIMIENTOS VOLUNTARIOS.

También contribuye a la COORDINACIÓN DE LOS MOVIMIENTOS

POLIARTICULARES. Las fibras paralelas recorren una larga distancia en la

corteza del cerebelo, y en su recorrido pueden actuar sobre células de Purkinje

correspondientes a VARIAS ARTICULACIONES, COORDINANDO SU

ACTIVIDAD.

EL CEREBELO PARTICIPA EN EL APRENDIZAJE DE LOS

MOVIMIENTOS. MIENTRAS SE ESTÁ APRENDIENDO UN

MOVIMIENTO NUEVO SE PRODUCEN FRECUENTES ESPIGAS

complejas en las células de Purkinje. Esto produce depresión a largo plazo, por

lo que una vez que el movimiento se ha aprendido disminuye la frecuencia de

las espigas simples. Puesto que las células de Purkinje inhiben a los núcleos

profundos, la disminución de las espigas simples produce una mayor actividad

de los núcleos profundos y de las vías motoras.

REGIONES FUNCIONALES DE CEREBELO

El cerebelo se divide en tres regiones funcionales. La estructura microscópica es

semejante en las tres, por lo que las diferencias entre ellas se deben a que tienen distintas

conexiones aferentes y eferentes, y realizan el mismo tipo de procesamiento pero con

distinta información.

Vestibulocerebelo

El vestíbulocerebelo corresponde anatómicamente con el nódulo-flóculo.

Colabora con los núcleos vestibulares en las funciones de mantenimiento

del equilibrio y de ajuste del reflejo vestibuloocular.

Las lesiones del vestibulocerebelo en un lado producen síntomas

parecidos a las lesiones de los núcleos vestibulares en el lado cotralateral. La

razón de esto es que, puesto que la corteza del vestibulocerebelo inhibe a los

núcleos vestibulares ipsolaterales, la lesión del vestibulocerebelo produce

hiperactividad vestibular ipsoateral, que equivale a una lesión de los núcleos

vestibulares contralaterales.

Espinocerebelo.

Incluye al vermis cerebeloso y la zona intermedia de los hemisferios

cerebelosos. El vermis junto con el núcleo fastigio se asocia a los movimientos

axiales (del tronco y raíz de los miembros) y la zona intermedia de los

hemisferios cerebelosos se asocia a los movimientos la parte distal de las

extremidades. Por5 eso las lesiones del ,los hemisferios cerebelosos se asocian

con alteraciones de los movimientos de las extremidades partes distales. Y las

lesiones de la línea media (VERMIS) producen inestabilidad en la marcha. Por

eso debe ampliar la base de sustentación.

El espinocerebelo se encarga de controlar la ejecución de los

movimientos. Recibe información por las vías espinocerebelosas de cómo se

están realizando los movimientos, y si detecta que el movimiento comienza a

apartarse del objetivo deseado, envía señales correctoras. El núcleo fastigio

envía las señales correctoras al origen de las vías que controlan los

movimientos axiales, que son la vestibuloespinal y reticuloespinal, y el núcleo

interpuesto envía señales correctoras al origen de las vías que controlan los

movimientos distales, que son la vía corticoespinal lateral y rubroespinal.

El espinocerebelo coordina la actividad de músculos agonistas y

antagonistas durante los movimientos. Regula la relajación del antagonista

durante realización del movimiento, y también la contracción del antagonista al

final del movimiento para frenarlo cuando llega al objetivo. Cuando se altera

produce el temblor intencional( no puede ensartar la aguja con un hilo).

Cuando se altera la parte lateral (hemisferio neocerebeloso se produce la ataxia,

disimetría, disdiadococinesia (juego sucesivo de palma- dorso de las manos

muy dificultoso) .

Cerebrocerebelo.

Comprende la parte lateral de los hemisferios cerebelosos y el núcleo

dentado.

Participa en la preparación del movimiento. Recibe información de la

corteza, a través de los núcleos del puente, sobre el movimiento que se desea

realizar, elabora el plan motor (determina qué músculos hay que contraer, y en

qué secuencia, para realizar ese movimiento) y envía ese plan motor a la corteza

motora, a través del tálamo, para que se ejecute.:Cuando se retrasa esta acción

de descompone el movimiento en sus partes ( movimientos roboticos)

El cerebrocerebelo es necesario para el aprendizaje de movimientos

complejos (p. ej. aprender a tocar el piano).

El cerebrocerebelo también interviene en funciones cognitivas no

relacionadas directamente con el movimiento.

Para evaluar la FUNCIÓN CEREBELOSA se estudia la Taxia es decir se explora la

Taxia durante la ejecución de los movimientos ( Taxia dinámica) ó se evalúan en la

posición de reposo( Taxia estática).

Evaluación de la Taxia DINÁMICA: Se examina por medio de pruebas que consisten

en establecer una meta u objetivo a los movimientos de la persona. Si estas pruebas se

alteran se dice que existe ataxia dinámica, por ejemplo tenemos:

La Prueba del talón rodilla para miembros inferiores: estando la persona echada tocará

con el talón de un pié la rodilla del la otra pierna, lo debe hacer en forma precisa, exacta,

enseguida se le pide que descienda el talón bordeando la tibia de la pierna opuesta y no

debe zigzaguea hasta llegar al dedo gordo del otro pié. Si tiembla, duda ó zigzaguea el

talón , es anormal.

Para Miembros superiores: Prueba de Indice-Nariz ó de índice- oreja .

Con los dedos de la mano contraídos se le pide que con el índice extendido se toque la

punta de la nariz y luego el lóbulo de la oreja con los ojos abiertos y luego cerrados.

Debe hacerlo en forma precisa sin oscilaciones irregulares o bruscas y sin exceder la

distancia.

También índice del mismo paciente o con el del examinador.

Para el Tronco: Se invita a la persona a efectuar cambios de postura: incorporarse,

sentarse o caminar: En caso de ataxia dinámica se producirán movimientos oscilantes del

tronco.

Evaluación ce la TAXIA ESTATICA: Signo de ROMBERG:

La investigaremos con un voluntario de pié, con los pies juntos y las palmas de las

manos adosadas al cuerpo(en actitud de “firme”).

Se observará si la persona mantiene la postura erecta o si, por el contrario aparecen

oscilaciones y la persona busca apoyo para no caerse. Luego le pediremos que cierre los

ojos: si la persona oscila mucho y tiende a caer decimos que es ROMBERG POSITIVO

(anormal). Debemos permanecer cerca de la persona examinada o para sostenerlo en

caso de caída.

A veces esta maniobra no es suficiente para detectar el signo de Romberg y y entonces

se buscará lo que se denomina ROMBERG Sensibilizado que consiste en poner de pié a

la persona con un pié delante del otro , o sobre un solo pié ; o bien “haciendo un

cuatro” ( el paciente levanta un pié hasta la altura de la rodilla, con los ojos cerrados. Si

existe Romberg positivo aparecerán oscilaciones y tendencia a la caída.

Significado Fisiológico: Este signo revela un trastorno del sistema propioceptivo, un

déficit en las vías de conducción aferentes de la sensibilidad profunda o laberíntica

corregido por la visión. Por ello se pone de manifiesto cuando se le pide cerrar los ojos.

El mismo significado fisiológico tienen las alteraciones de la taxia dinámica cuando se

le pide al paciente que cierre los ojos. Revelan también alteración de los cordones

posteriores de la médula, sistema laberíntico y degeneraciones espinocerebelosas. El

signo de Romberg positivo pone de manifiesto la presencia de ataxia estática.

Evaluar Disimetría

Evaluar Disdiadococinesia

Evaluar Temblor intencional

LESIONES DEL CEREBELO

Los síntomas de las lesiones cerebelosas se pueden comprender fácilmente si se conocen

las funciones del cerebelo:

Ataxia. Significa falta de coordinación de los movimientos

Dismetría. Consiste en que el movimiento pasa de largo del objetivo,

porque los músculos antagonistas no se activan a tiempo para frenarlo

Temblor intencional. el temblor cerebeloso o intencional se acentúa con

los movimientos voluntarios. Se produce porque se contraen a la vez los

músculos agonistas y antagonistas al realizar el movimiento

Disdiadococinesia. Dificultad para los movimientos alternantes y

repetitivos, como golpear rítmicamente con el dorso y la palma de la mano. Se

debe a la falta de coordinación en la activación alternante de agonistas y

antagonistas.

Disartria. Dificultad en el habla, por falta de coordinación en los

músculos de la articulación de las palabras.

Hipotonía. Por alteración en la regulación del tono muscular.

Descomposición de los movimientos. Cuando un movimiento implica a

varias articulaciones de un miembro, primero se mueve una articulación y luego

otra.

Alteración del equilibrio y nistagmus si la lesión afecta al

vestibulocerebelo

FISIOLOGIA DEL VIII PAR CRANEAL VESTIBULO COCLEAR

En esta practica evaluaremos solamente la función de la rama coclear del VIII Par craneal (mediante test

Weber, Rinne y Schwabach) y evaluar hipoacusia solamente, pues la rama vestibular será evaluada de

modo diferencial conjuntamente con el estudio del cerebelo en su oportunidad.

Exploración de la rama coclear del Nervio acústico VIII par;nervio vestíbulo coclear)

• El nervio coclear conduce los estímulos auditivos inducidos por las vibraciones sonoras

,recogidas por el receptor: órgano de Corti ,de los estímulos auditivos.

• No nos olvidemos que el nervio vestibular conduce los estímulos específicos del sentido del

equilibrio que traduce las sensaciones de posición o movimientos del cuerpo en relación al

espacio.

• Para la evaluación fisiológica de la percepción del sonido evaluaremos la transmisión aérea y la

transmisión ósea.

• La hipoacusia POR ALTERACIÓN EN LA TRANSMISION Ó CONDUCCION AÉREA

(HIPOACUSIA DE CONDUCCIÓN) : en AFECCIONES DEL OIDO EXTERNO O MEDIO ó

acumulo de cerumen o perforación timpánica.

• Y LAS AFECCIONES DE HIPOACUSIA POR ALTERACIONES EN LA CONDUCCIÓN

ÓSEA EN LOS TRANSTORNOR DEL NERVIO AUDITIVO)RAMA COCLEAR Ó DEL

LABERINTO(Hipoacusia sensorial, nerviosa o de Percepción .

Evaluación fisiológica de la audición.

• El estudio de la transmisión ósea se efectúa por medio de tres pruebas CLÁSICAS QUE SON

Weber, Rinne y Schwabach. El objeto de ellas es comprobar si la eventual hipoacusia se debe:

• a que existe una pérdida de la conducción aérea(hipoacusia de conducción ó

si se trata de una perturbación de la transmisión ósea como ocurre en la afecciones del laberinto ,

nervio ó vias auditivas nerviosas(hipoacusia sensorial nerviosa ó de percepción).

• Las pruebas de audición constituyen lo que se llama: Acumetría Puede ser Fónica o

Instrumental.

AUDIOMETRIA INSTRUMENTAL: Se realiza mediante los DIAPASONES, que son

instrumentos metálicos vibrantes de acero o de magnesio cuyas ramas son de forma de «U» alargada y

con un mango corto que sirve para cogerlos. Las frecuencias del juego completo de diapasones van

desde 64 Hertz hasta los 4000 Hertz. Con ellos se puede hacer el diagnóstico cualitativo de las

hipoacusias y decir si se trata de una hipoacusia conductiva o de transmisión, una hipoacusia

neurosensorial o de una mixta, lo cual se averigua mediante las siguientes pruebas:

Sistema Nervioso Autonómico

EFECTOS SIMPÁTICOS Y PARASIMPÁTICOS Introducción

El sistema nervioso autónomo comprende dos grandes divisiones antagónicas: sistema simpático y

parasimpático, relacionados a respuesta de stress y antiestrés.

Se emplea el sapo para observar los efectos simpáticos y parasimpáticos en la actividad cardiaca.

Material

Sapos grandes Algodón

Conejos Jeringas descartables

Adrenalina Suero fisiológico

Acetilcolina Electrocardiógrafo con juego de agujas de metal

Atropina Atenolol

Tabla de fijación para batracios

Pilocarpina Solución de Ringer para batracios

Equipo de disección

Método

Experimento N° 1

Anestesiar al sapo por destrucción del cerebro y la medula espinal. Colocar al animal en la tabla de

fijación. Abrir el peto esternal y exponer el corazón. Humedecer periódicamente con la solución de Ringer

para batracios. Conectar el electrocardiógrafo por medio de las agujas de metal y obtener un trazado

electrocardiográfico basal. Instilar una gota de solución de Acetilcolina al 1/5000 y obtener un nuevo

trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarla reposar por al

menos 2 minutos.

Experimento N° 2

Emplear la preparación descrita en el experimento anterior. Instilar dos gotas de solución de Adrenalina al

1/2000 y obtener un trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarla

reposar por al menos 2 minutos.

Experimento N° 3

Emplear la preparación descrita en el experimento anterior. Instilar una gota de solución de Atenolol y

obtener un trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarla reposar

por al menos 2 minutos. A continuación instilar dos gotas de solución de Adrenalina al 1/2000 y obtener

un nuevo trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarla reposar

por al menos 2 minutos.

Experimento N° 4

Emplear la preparación descrita en el experimento anterior. Instilar una gota de solución de Atropina al

0.1% y obtener un trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarla

reposar por al menos 2 minutos. A continuación instilar dos gotas de solución de Acetilcolina 1/5000 y

obtener un nuevo trazado electrocardiográfico. Lavar la preparación con la solución de Ringer y dejarla

reposar por al menos 2 minutos.

Experimento N° 5

Instilar 1 gota de Pilocarpina en el ojo derecho de un conejo y una gota de solución de Adrenalina en el

ojo izquierdo.

Discusión

FISIOLOGÍA

CARDIOVASCULAR

Corazón “in situ”: Propiedades del Corazón

1.- Fundamento

El miocardio tiene propiedades tales como: automatismo, excitabilidad, conductibilidad y contractilidad

que le permite al corazón trabajar como bomba, de una manera adecuada a las necesidades del organismo.

Tiene inervación autónoma y sistema de conducción eléctrica organizada.

La actividad eléctrica que genera puede ser captada por electrodos colocados en la superficie corporal y

graficarse en ondas por medio del Electrocardiógrafo. Existe una correlación entre la actividad eléctrica y

el ciclo cardiaco.

2.-Objetivos

a. Reconocer la anatomía del corazón y vasos

b. Reconocer las fases del ciclo cardiaco-características del músculo cardiaco

c. Detectar la actividad eléctrica del corazón (Electrocardiograma)

d. Relacionar la actividad eléctrica y el ciclo cardiaco

e. Demostrar los efectos de estímulos físicos y químicos (adrenérgicos y colinérgicos) sobre el

corazón

f. Conocer el efecto vagal

3.-Materiales

- Animal para experimentar- sapo - Tablilla de fijación

- Electrocardiógrafo - Tubos de ensayo (03)

- Quimógrafo - Agua caliente (40°), fría (80°)

- Miógrafo para cardiografía por suspensión - Sol. Ringer.

- Carrete de estimulación eléctrica - Adrenalina 1/2000

- Equipo de disección y 2 pares de guantes) - Acetilcolina 1/5000

- Sol. CIK 1% - Sol. C12Ca 1%

- Propranolol 1/1000 - Atenolol 1/1000

4.-Experimentos

4.1 N° 1: Exposición del corazón-anatomía- ciclo cardiaco

- Anestesiar al sapo por destrucción del cerebro y médula espinal

- Colocar al sapo en la tablilla en decúbito dorsal-fijarlo con alfileres

- Cortar la piel del tórax (tijera) y ampliar el corte desde el piso de la boca hasta la porción media

del abdomen

- Humedecer permanentemente las vísceras y tejidos con Sol. Ringer

- Reconocer la punta del esternón y cortar por su lado izquierdo

- Con tijera cortar el esternón en su línea media

- Exponer al corazón e identificar el pericardio, cortarlo y observar las partes del corazón y vasos-

reconocer las fases del ciclo cardiaco

- Colocar el Electrocardiógrafo y tomar un basal; relacionarlo con el ciclo cardiaco

4.2 N° 2. Experimento de Gaskel- Estímulo físico (temperatura) al corazón

- Colocar la tablilla con el sapo en forma vertical, (la cabeza hacia abajo); identificar la pared

posterior del corazón.

- Observar los latidos por minutos (Seno Venoso, Aurículas y Ventrículo)

- Con tubo de ensayo (agua fría) tocar el Seno venoso y observar los latidos

- Esperar que regrese al basal y proceder de igual manera con el tubo de ensayo con agua caliente;

observar latidos

- Interpretar los eventos que acontecen

4.3 N° 3. Cardiografía directa por suspensión- Efecto Vagal y Farmacológico

Fase A: Disecar el nervio vago derecho:

- Cortar piel y subcutáneo hasta llegar al ángulo externo del maxilar

- Identificar y cortar y transversalmente al músculo cutáneo pectoral derecho

- Colocar el brazo derecho a 45° con respecto al eje del cuerpo

- Observar debajo de la mandíbula a dos nervios :glosofaríngeo(lateral) y el hipogloso (medial),

individualizarlos y seguir sus recorridos hasta la línea media , en donde cambian de dirección y

se dirigen al piso de la boca

- Entre los dos nervios, reconocer la arteria carótida primitiva (en el ángulo externo de la

mandíbula). Desplazarla hacia arriba e identificar por debajo al nervio vago derecho.

- Pasar por debajo del nervio vago un hilo mojado con sol. Ringer

Fase B: Proceder a los siguientes experimentos:

4.3.A: Cardiografía directa- Efectos del vago en el corazón

- Colocar el clamp del Cardiógrafo en al punta del ventrículo ; Aproximar el Quimógrafo a la

palanca y obtener un trazado

- Determinar el ritmo, frecuencia y amplitud del trazado ; relacionarlo con el ciclo cardiaco

- Dibujar un gráfico, señalando sus características

- Desconectar Electrocardiógrafo.Estimular al nervio vago ( usar los electrodos del carrete de

inducción ), observar los cambios en el latido (Durante/estimulación desconectar /

Electrocardiógrafo)

- Estimular con una aguja a las aurículas y al ventrículo y reconocer la contracción prematura –

morfología y la pausa compensadora.

4.3.B Efecto de la Acetilcolina y Adrenalina

- Instilar una gota de acetilcolina 1/5000; observar efectos. Lavar c/Sol. Ringer

- Instilar una gota de adrenalina 1/2000; observar efectos. Lavar

- Instilar 1 gota de sol CIK 1%; observar efectos. Lavar

- Instilar 1 gota de sol C12Ca 1%; observar efectos. Lavar

4.3.C Ligadura de Stannius- Conducción eléctrica – automatismo

- En el surco en el Seno venoso y las aurículas colocar un hilo humedecido con sol. Ringer y ligar.

Observar efectos en el ECG. Analizar

- Una segunda ligadura entre las aurículas y el ventrículo ; ligar y observar ECG

- Observar la frecuencia de contracción de aurícula y el ventrículo (Bloqueo aurículo- ventricular)

5. Graficar, analizar e interpretar los experimentos realizados

ACTIVIDAD ELÉCTRICA DEL CORAZON Y EFECTO DE LOS

ELECTROLITOS

1. Fundamento

Los potenciales de membrana de la célula cardiaca tienen relación directa con la concentración de los

iones dentro y fuera de la célula. El potencial de acción es consecuencia de la entrada y salida de los iones,

de la célula. Algunos iones INTERVIENEN en la despolarización y otros en la repolarización celular.

La perfusión del corazón con soluciones que tienen mayor concentración de iones van a

alterar los potenciales de la célula y se expresaran en la contracción del miocardio.

2. Objetivos

a. Reconocer y analizar los cambios de la actividad cardíaca cuando se le expone a soluciones con

Potasio, Calcio y Magnesio

b. Esquematizar los lugares de acción de dichos cationes en el potencial de Acción

c. El alumno será competente para entender los conceptos :

- Relaciones espaciales de lasCavidades cardiacas: (aplicación en el ECG,auscultación cardiaca)

- Diferenciar entre el músculo auricular y ventricular: relación con presiones que manejan.

- Sistema de conducción: automatismo, conducción, velocidad de conducción, excitabilidad

- Diferencias del potencial de acción entre N. Sinusal y fibra ventricular: Canales iónicos en la

despolarización y repolarización, efectos y su fundamento de administración de Potasio, calcio-

cambios en el ECG. ¿Por que el N. sinusal comanda el inicio de la despolarización cardiaca?

- Periodo refractario absoluto y relativo :consecuencias ante estímulos

- Innervación cardiaca: efectos en las propiedades del músculo cardiaco

- Irrigación cardiaca: a. coronarias y venas cardiacas- relación de la sístole y diástole con la

irrigación coronaria.

3. MATERIAL

- Animal de experimento: sapo - Sol. Ringer (Sol A)

- Tablilla de fijación y alfileres - Sol. Ringer con C1Ca (1 gr/lt)(Sol.B)

- Catéteres EV - Sol. Ringer con CIK (0.3 g/lt)(Sol.C)

- Frascos de perfusión de 125 ml - Sol. Ringer con C1Mg (1g/lt)(Sol.D)

- Anzuelos - Quimógrafo

- Cera - equipo de disección

4. EXPERIMENTOS:

4.1. Experimento N° 1: Preparación

- Anestesiar al sapo por destrucción del cerebro y médula espinal

- Fijar al animal a la tablilla, con alfileres

- Exponer al corazón a través de una incisión media toraco –abdominal

- Cortar el pericardio, insertar el anzuelo, con un hilo, a la punta del corazón

- Levantar el corazón para exponer la vena cava y canularla

- Conectarla a un sistema de perfusión graduando la altura de los frascos

- Se conecta los frascos de perfusión a través de tubos en Y a una vía común que seinserta en la

vena cava

- Cada una de los frascos posee una llave para abrir o cerrar el flujo

- Frasco A: Sol. Ringer

- Frasco B: Sol Ringer con CLCa

- Frasco C: Sol.Ringer con CIK

- Frasco D: Sol. Ringer con CIMg

- Evitar que quede aire en el sistema de perfusión llenar un lado del sistema con sol. Ringer

- Se inicia la perfusión hasta que el corazón se contraiga

4.2. Experimento 2: Exponer al corazón al Cloruro de Calcio

- Prefundir al corazón con la sol. B.

- Registrar la actividad cardiaca y las características de las contracciones

4.3. Experimento 3: Exponer al corazón al Cloruro de Magnesio

- Prefundir al corazón con la sol. D.

- Registrar la actividad cardiaca y las características de las contracciones

4.4. Experimento 4: Exponer al corazón al cloruro de Potasio

- Prefundir al corazón con la sol. C.

- Registrar la actividad cardiaca y las características de las contracciones

5. Graficar y analizar los efectos de los iones Potasio, Calcio y Magnesio

ELECTROCARDIOGRAFIA EN EL SER HUMANO EN REPOSO

1. Introducción

El corazón tiene la capacidad de generar su propio potencial de acción , el que es transmitido a través del

sistema de conducción a las aurículas y los ventrículos. Es transmitido a través del volumen conductor a la

superficie del cuerpo. Donde es captado por los electrodos del electrocardiógrafo.

La electrocardiografía puede realizarse en reposo (electrocardiografía clínica de reposo) o en actividad

(prueba de esfuerzo).

En la presente práctica se realizara la electrocardiografía de reposo.

1. A Objetivos y competencias que obtendrá el alumno: Electrocardiografía

1.Relacionar la actividad eléctrica del corazón con las ondas e intervalos del ECG

2.Conceptos de derivaciones periféricas y precordiales

3. Relación entre la ubicación de una derivación y las ondas del ECG.

4. ¿Por que hay diferencias entre la morfología de ondas en cara diafragmática y caralateral?

5. Derivaciones de la cara inferior y posterior del corazón

6. Derivaciones de la cara lateral del corazón: morfología del QRS

7. Derivaciones de la cara anterior del corazón

8. Derivaciones de la cara anteroseptal del corazón

9. Eje eléctrico del QRS: importancia y relación con la masa ventricular

10. Concepto de ritmo sinusal y noción elemental arritmias y bloqueos.

2. Material

Sujetos de prueba varones y mujeres, Electrocardiógrafo, leptosómicos y pícnicos

3. Método

3.1. Experimento N°. 1

Colocar al sujeto en decúbito dorsal y aplicar los electrodos de acuerdo a la convención internacional.

Estandarizar el aparato aplicando 1 mV , debiendo defleccionar la aguja inscriptora 10mm amplitud; la

velocidad de registro del aparato deberá ser 25 mm/seg. Realizar 6 trazados de derivaciones de miembros

y 6 trazados de de derivaciones precordiales.

Informar de acuerdo al siguiente protocolo:

Nombre: Fecha:

Edad: Talla:

Peso: Tipo constitucional:

Informe electrocardiográfico:

Ritmo: Frecuencia cardiaca:

Intervalo PR: Complejo QRS: Intervalo Q-T: Q-Tc:

Eje QRS

Morfología de P

Morfología de QRS:

Morfología de T:

Conclusiones:

Comentario:

4. Discusión

PRESIÓN SANGUÍNEA EN EL HOMBRE ADULTO

1.-FUNDAMENTO

El volumen sistólico produce en la circulación periférica cambios en el flujo y presiones intravasculares;

presión arterial, presión venosa. Estas presiones están relacionadas con la longitud y radio del vaso y con

la viscosidad de la sangre; factores que producen resistencia al flujo. La presión arterial tiene un pico

mayor denominado presión sistólica y un nivel inferior denominado presión diastólica. La presión

promedio se denomina presión arterial media. La presión arterial puede determinarse en forma indirecta

por medios de un aparato Esfigmomanómetro de mercurio o aneroide.

1. OBJETIVOS

a. Determinar la presión arterial sistólica, diastólica, en forma indirecta

b. Determinar los cambios de la presión arterial cuando se expone factores, físicos (temperatura),

cambios de posición y de actividad física

c. Calcular la presión arterial media-El alumno tendrá competencia para saber:

- ¿Cuales son los factores mecánicos y humorales que determinan la presión arterial?

- Relacionar presión hidrostática y oncótica con la PA

- Mencionar tres sustancias que sean vasoconstrictoras y tres que sean vasodilatoras –

¿cómo actúan? ¿Cómo se regulan?

- Relacione los cambios de PA y FC en relación con el ejercicio y la postura corporal

- ¿Qué importancia tiene la PAM? ¿Cómo la determina?

- Relacionar gasto cardiaco, resistenciavascular, vol. Sistólico, frecuencia cardiaca,

Inotropismo, precarga, volumen sanguíneo, capacidad venosa, presión venosa central,

regulación de agua y sodio por el riñón

2. MATERIAL

- Sujeto de prueba: alumnos

- Tensiometro de mercurio o anaeroide

- Estetoscopio

- Beakers

- Agua fría (5° C)

3. EXPERIMENTO

Experimento 1: Determinar la presión arterial

- Sujeto de prueba en posición sentada, brazo descubierto a la altura del corazón

- Esperar 5 minutos

- Colocar el brazalete por encima del pliegue del codo

- Colocar la campana del estetoscopio sobre la arterial humeral

- Inflar el manguito hasta que desaparezca el pulso arterial

- Desinflar el manguito lentamente y

- Registrar la presión sistólica con el primer ruido de Korotkoff

- Registrar la presión diastólica con el quinto ruido de Korotkoff

- Recordar: 1mmHg = 0.13 Kpa = 13.6 cm. H2O

Experimento 2: Efecto del ejercicio físico sobre la presión arterial

- Realizar un ejercicio físico intenso (20 abdominales o 20 cuclillas)

- Tomar la presión inmediatamente, a los dos y cinco minutos

- Registrar la frecuencia cardiaca en el basal y post ejercicio

- Interpretar los cambios

Experimento 3: Efecto de la posición del cuerpo sobre la presión arterial

- Registrar la presión arterial y frecuencia cardiaca en la posición de decúbito dorsal, sentado y de

pie; previo descanso entre cada posición

- Interpretar los resultados

Experimento 4: Efectos del frió sobre la presión arterial

- Sumergir la mano en agua fría (5° C) por 30 a 60 segundos, hasta cubrir la muñeca

- Determinar la PA

- La prueba se considera positiva si la PAS sube más de 20mmHg y la PAD más de 15 mmHg.

- Bibliografía

Mc Graw Hill: Practicas de Fisiología. Interamericana

William Ganong. Fisiología Médica

Arthur Guyton y may John. Tratado de Fisiología Médica

ESPIROMETRÍA: VOLÚMENES Y CAPACIDADES PULMONARES.

TESTS DE FUNCIÓN VENTILATORIA.

1. Introducción

La medición de los volúmenes pulmonares se realiza por medio de la Espirometría. Este procedimiento

permite determinar todos lo volúmenes pulmonares, exceptoel volumen residual, cuya medición serealiza

por métodosindirectos. Emplearemos el Espirómetro Pneumotacómetro Fleich Datospir 120

En esta práctica el alumno adquirirá competencia para entender:

1. Cantidad de Aire inspirado y expirado normalmente: Volumen Tidal

2. Volúmenes pulmonares: V. espiratorio forzado(VEF); V. Inspiratorio Forzado(VIF) ; Volumen

residual (VR)

3. Capacidades Pulmonares (relación de dos ó más volúmenes): Capacidad Vital (CV); Capacidad

funcional residual (CFR); Capacidad pulmonar Total (CPT)

4. Espacio Muerto (EM): relación con el VT

5. Espacio Muerto fisiológico (EMF): ejemplos

6. Volumen alveolar (VA) - Relación entre VA, EM y VT

7. Ventilación: (volumen de aire por minuto): tipos

8. Ventilación alveolar: FR x VA

9. Ventilación Pulmonar: FR x VT

10. Volumen Espiratorio Forzado al primer segundo (VEF1) (80% de la CV)

11. Diferencias procesos Obstructivos de Restrictivos pulmonares.

2. Equipo

Pinza Nasal

Dispositivo bucal descartable para espirar e inspirar

EQUIPO ESPIRÓMETRO NEUMOTACÓMETRO FLEICH DATOSPIR

3. Método

3.1. Obtención del Espirograma

Sentar al sujeto de prueba, colocarle la pinza nasal y la pieza bucal unida al neumotacómetro. Constatar

que no haya fugas de aire por la boca, borde de los labios, ni nariz.

Permitir que el sujeto de prueba respire un momento con la pieza bucal, para que se acostumbre a ella.

Unavez que la frecuencia respiratoria seha vuelto constantey la profundidad de la respiración uniforme,

conectar al espirómetropara obtener un trazado Usualmente se consigue en unos minutos). Acontinuación

solicitar al sujeto que realice las siguientes maniobras según instrucciones del profesolr de Practicas.:

a) Al final de una inspiración normal (FIN) realizar una espiración máxima y luego respirar

normalmente. .

b) Al final de una espiración normal (FEN) realizar una inspiración máxima y luego respirar

normalmente.

c) Al final de una inspiración normal (FIN) realizar una espiración máxima seguida de una

inspiración máxima, luego respirar normalmente.

Mediciones de la capacidad ventilatoria.

CAPACIDAD VITAL FORZADA (CVF)

Es la máxima espiración forzada y rápida realizada después de una inspiración profunda.

VOLUMEN ESPIRATORIO FORZADO DEL PRIMER SEGUNDO (VEF1)

Es elvolumen de aire espirado durante el primer segundo de la espiración deuna CVF. Los valores

normales son: 83% para el primer segundo, 94% para el segundo segundo y 97% para el tercer segundo.

FLUJO ESPIRATORIO FORZADO DE 25% AL 75% (FEF 25-75%)

Es la medición del flujo espiratorio considerando el 50% del medio de la CVF. De esta medición se

obtiene el flujo espiratoria máximo medio, cuyo valor normal para un sujeto joven es de 150L/minuto.

MÁXIMA VENTILACIÓN VOLUNTARIA (MVV) o máxima capacidad ventilatoria o

máxima capacidad respiratoria

Es el máximo volumen de aire que pueden movilizar voluntariamente los pulmones en un minuto.

Velocidad del flujo medio respiratorio máximo (MMEFR) o velocidad del flujo espiratorio forzado

(FEF 25-75%)

Es la relación del medio de la CVF y el TEM. Es el test más sensible parael diagnóstico de la enfermedad

obstructiva.

Se discutirán los trazados obtenidos con los respectivos profesores de Prácticas en cada mesa.

OXIMETRIA: SATURACION ARTERIAL DE OXIGENO

Introducción

En los seres humanos como en todos losmamíferos, la hemoglobina, constituye el principal componente

del eritrocito y normalmente es responsable del transporte del 99.2% de oxigeno presente en la sangre.

También juega un papel importante en el transporte de di6xido de carbono(C02) y del ion hidr6geno

(H+).

La hemoglobina es una proteína conjugada con un peso molecular de 68000.

Estáformada por cuatro subunidades de peso molecular cercano a 17000. Cada subunidad está constituida

por un grupo “heme” yuna cadena polipeptídica. La molécula de hemoglobina, por lo tanto, está

integrada por cuatro grupos "heme" ycuatro cadenas polipeptídicas, que en su conjunto constituye la

globina.

La globina constituyeel 96% de la molécula de hemoglobina y está compuesta por cuatro cadenas

polipeptídicas que aparecen como dos pares no idénticos. La hemoglobina A, la principal hemoglobina en

los adultos, consta de dos cadenas α y dos cadenas β siendo su estructuraα2y β2, y representa el 90% del

total de la hemoglobina. Una segunda especie de hemoglobina es la HbA2, y representa el 2.5% del total,

y contiene dos cadenas alfa y dos cadenas delta (α2 y δ2) Además de estas dos hemoglobinas, otras seis

formas adicionales se encuentran en pequeñas cantidades y cuyo significado fisiológico aun falta precisar.

Además de la heterogeneidad presente a nivel individual, se observa una heterogeneidad de la

hemoglobina durante el ciclo vital. Durante la vida embrionaria aparece la hemoglobina embrionaria

(HbE ), en la cual las 2cadenas a están combinadas con las 2 cadenas epsilon (a2E"z); rnientras que durante

la vida fetal, la principal proteína transportadora es la hemoglobina Fetal (HbF) donde las cadenas alfa

están combinadas con cadenas gamma (α2 γ2)

Un tercer tipo de heterogeneidad de lahemoglobina, resulta de mutaciones de genes que

controlanla secuencia de aminoacidos en las cadenas alfa y beta, dando lugar a la aparición de

hemoglobinas anormales.

El grupo "heme" constituye el 4% de la molécula de hemoglobina; yes una rnetaloporfirina que

resulta de lacombinación de un metal, el hierro, con una porfirina. EI hierro puedeestar en el estado de

oxidación ferroso (+2) o en el ferrico (+3), y las formas correspondientes de hernoglobina se denominan

ferrohemoglobina y ferrihemoglobina ometahemglobina, respectivamente; y solamente la

ferrohemoglobina puede captar oxigeno.

La hemoglobjna presenta las siguientes caracteristicas:

1)Cada atomo de, hierro de los grupos "hemo" reacciona directamente con el oxigeno molecular

(Oz) y logra fijar una molécula de oxigeno por cada átomo de hierro, de lo que podemos deducir que una

molecula de hemoglobina puede transportar cuatro moleculas de oxigeno.

Para que esta reacción ocurra, el hierro debe encontrarse en la forma divalente (Fe2+

o ferroso).

Este estado no se modifica cuando el hierro reacciona con la hemoglobina: existe oxigenación y no

oxidación de la hemoglobina. Cuando el átomo de hierro es oxidado a su forma trivalente (férrico), como

ocurre en lametahemoglobina, no reacciona con el oxigeno, perdiendo la hemoglobina la capacidad de

transportarlo. En condiciones normales in vivo, el sistema metahemoglobina reductasa del eritrocito

mantiene al hierro de la molécula en estado ferroso.

2) La hemoglobinatambién se combina con el monóxido de Carbono(CO2), unión que

serealiza, al igual que con el oxígeno, con el hierro. Cada átomo de hierro puede fijar una molécula de

monóxido. EI producto resultante recibe el nombre de "carboxihemoglobina".

Cada átomo de hierro puede fijar una molécula de monóxido de carbono, compuesto producido

por la combustión incompleta del carbono (braseros, estufas, gas de alumbrado, motores a explosión). El

monóxido de carbono se combina más fácilmente con la hemoglobina, unas 200 a 300 veces, que el

oxigeno. El peligro de la intoxicación con monóxido de carbono radicaen el hecho de que la

carboxihemoglobina no tranporta oxigeno.Si un 30% del total de la hemoglobina circulante esta

ocupada con monóxido de carbono aparecen las cefaleas y vómitos; si loesta un 50 %, la vida peligra; si lo

está un 60-70 %,se produce la muerte por asfixia.

3) El hierro de la hemoglobina sufre constantemente procesos de oxidación, formándose la

metahemoglobina. Ocurre en un 3% del total de la hemoglobina por día. La conversión de una fracción

de hemoglobina en metahemoglobina tiene un efecto similar al de lacarboxihemoglobina, es decir, pierde

la capacidad de transportar oxigeno. En condiciones normales "in vivo" la metahemoglobina es

reducida a hemoglobina por acción de ladiaforasa del eritrocito, enzima que permite acoplar la

NADH2generada por la gliceraldehido-fosfato-deshidrogenasaen la reacción de Embden-Meyerhoff

Entre los factores que ocasionan una acumulación excesiva de metahemoglobina se encuentra: a)

Lametahemoglobinemia hereditaria, por disminución de la actividad de la diaforasa o bien por síntesis

de hemoglobinas anormales, y b) La metahemog!obinemia adquirida., que ocurre como resultado de lai

ingesta de fármacos oxidantes (nitritos, nitratos, derivados de la anilina) y desaparece cuando se suspende

la administración de las drogas.

4) La hemoglobina se combina con el dióxido de carbono, produciéndose la

carboxihemoglobina. Esta combinación se efectúa con la globina de la molécula, mediante la formación

de compuestos carbamínicos, reacción que aumenta considerablemente cuando desciende la saturación

con oxígeno.

5) La combinación de la deoxihemoglobina (Hb) con el oxígeno da lugar a la formación de

oxihemoglobina(HbO2). Esta combinación es reversible yla proporción de desoxihemoglobina que se

transforma en oxihemoglobina al ponerla en contacto con el oxigeno depende de la presión parcial de

oxigeno (PO2) del medio que rodea a la molécula. Cuando toda la hemoglobina está como

oxihemoglobina, se dice que el contenido de oxigeno de la hemoglobina ha alcanzado la "capacidad de

oxigeno" del compuesto, pero cuando el contenido de oxigeno de la sangre es menor que la capacidad de

oxigeno, el contenido de oxígeno se expresa en términos de porcentaje de saturación (SO2).

La saturación arterial de oxígeno (SaO2), es la cantidad de oxígeno unida a las moléculas de

hemoglobina en relación a la cantidad total de moléculas presente en la sangre arterial. Contenido/

capacidad x 100

La medición de la saturación arterial de oxígeno requería de métodos invasivos, punción

vascular arterial, que hacían difícil su utilización en estudios dinámicos yen estudios poblacionales. Esta

limitación se ha superado en laactualidad gracias al advenimiento de métodos no invasivos, como la

oxirnetría de pulso.

La oximetría permite medir la cantidad de hemoglobina que es capaz de unirse reversiblemente

al oxígeno [hemoglobina funcional uoxihemoglobina (HbO2)], en relación a la totalidad de hemoglobina

presente en sangre (oxihemoglobina, deoxihemoglobina, carboxihemoglobina ymetahemoglobina). En la

mayoría de circunstancias clínicas la carboxihemoglobina y la metahemoglobina, forrnas disfuncionales

de la hemoglobina, constituyen tan sólo una fracción insignificante de la hemoglobina total. De tal forma

que la medición de la saturación arterial de oxígeno puede ser representada por la siguiente fórmula:

[HbO2 ]

Saturación (%) = ---------------------------- x 100

[HbO2]+ [ Hb ]

La oximetría de pulso mide la fracción de luz transmitida a través de los tejidos. La

oxihemogobina absorbe másluz cerca del infra-rojo (vg. 900 nm); mientras que la deoxihemoglobina

absorbe más luz roja (vg. 660 nm). Por lo tanto, la absorción de luz por la oxihemoglobina y la

deaxihemoglobina es diferente en estas dos longuitudes de ondas.

Los oxímetros de pulso (figura 1) basicamente están constituidos por dos diodosque emiten luz

en forma intermitente, y una célula fotosensitiva, capaz de medir por separado y en forma secuencial la

luz transmitida a través de la piel, en el orden de mil veces por segundo. Primero se ilumina el diodo que

emite luz roja y luego el diodo que emite luz cerca del infra-rojo y la luz transmitida por los tejidos, en

ambas longitudes de onda, son cuantificadas y cornparadas por la célula fotosensitiva para determinar el

porcentaje de la saturación arterial de oxígeno.

Lasaturación arterial de oxígeno normalmente varía entre 95a 100% en sujetos de nivel del mar y

entre 84 a 92% en sujetos adultos, nativos-residentes en las grandes alturas. En recién nacidos varía entre

85 a 90%. Valores que se modifican con el ejercicio físico y la altitud de residencia.

Experimento N° 1:

MEDIDA DE LA SATURACIÓN ARTERIAL DE OXIGENO

Materiales:

- Oxímetro de pulso

- Sensores de Oxígeno (Fig. 2)

- Algodón

- Alcohol

Procedimiento:

1. Encender el oxímetro de pulso.

2. Limpiar y secar el dedo índice, con algodón y alcohol.

3. Colocar el sensor de oxígeno en el dedo índice.

4. Leer y registrar la saturación arterial de oxígeno y la frecuencia cardiaca, tres veces.

Resultados:

Saturación (%) Fr. Cardiaca

1ra. Medición

2da. Medición

3ra. Medición

Promedio

5. Determinar si la saturación arterial de oxígeno varía en los diferentes dedos de la mano derecha e

izquierda

Saturación (%) Fr. Cardiaca

Derecha Izquierda Derecha Izquierda

Dedo Pulgar

Dedo Índice

Dedo Cardinal

Dedo Anular

Dedo Meñique

6. Determinar si la postura modifica la saturación arterial de oxígeno.

Saturación (%) Fr. Cardiaca

Posición Decúbito

Posición Sentado

Posición de Pie

Experimento N° 2: EFECTO DEL EJERCICIO FISICO SOBRE LA SATURACIÓN ARTERIAL

DE OXIGENO

Materiales:

- Oxímetro de pulso

- Sensor de oxígeno

- Algodón

- Alcohol

- Sujeto experimental (alumno 1)

- Sujeto experimentador (alumno 2)

Procedimiento:

1. Con el sujeto experimental cómodamente sentado, monitorizar registrar la saturación arterial de

oxígeno y la frecuencia cardiaca, hasta lograr valores constantes con un + 5% de variación

(Medición Pre-Ejercicio).

2. Desconectar el oxímetro y solicitar al sujeto experimental que abra y cierre rítmicamente ambas

manos durante 10 minutos.

3. Al final del ejercicio motorizar la saturación arterial de oxígeno y la frecuencia cardiaca

(Medición Post-Ejercicio)

4. Cada dos minutos monitorizar la saturación arterial y la frecuencia cardiaca hasta obtener valores

similares a las condiciones basales (Pre-Ejercicio) (1ra.-10ma. Medición).

Resultados:

Tiempo (min.) saturación (%) Fr. Cardiaca

Pre-Ejercicio

Post-Ejercicio

1ra. Medición

2da. Medición

3ra. Medición

4ta. Medición

5ta. Medición

6ta. Medición

7ma. Medición

8va. Medición

9na. Medición

10ma. Medición

Experimento N° 3: ISQUEMIA Y SATURACIÓN ARTERIAL DE OXIGENO

Materiales:

- Tensiómetro

- Cronómetro.

- Oxímetro de pulso.

- Sensor de oxígeno.

Procedimiento:

1. El sujeto experimental deberá sentarse cómodamente, colocando los brazos sobre la mesa de

modo que quede a nivel del corazón, medir la saturación arterial de oxigeno en el dedo índice de

ambas manos (1ra. Medición).

2. Coloque el manguito del tensiómetro, completamente desinflado, alrededor del brazo derecho, de

manera que su borde inferior quede de 2-4 cm. sobre el pliegue del codo.

3. Aumentar la presión del sistema, con la pera insuflora, hasta alcanzar una presión de 200 mmHg.

4. Solicitar al sujeto experimental que abra y cierre rítmicamente la mano derecha hasta que el

sujeto empiece a reportar dolor e inmediatamente medir la saturación arterial en el dedo índice de

la mano derecha y luego en el dedo índice de la mano izquierda (2da. Medición).

5. Solicitar al sujeto experimental que siga abriendo y cerrando rítmicamente la mano derecha hasta

el momento en que el dolor sea insoportable y medir nuevamente la saturación arterial en ambas

manos (3ra. Medición).

6. Disminuir rápidamente la presión del sistema abriendo la válvula de la pera isuflora y retirar el

tensiómetro.

7. Medir y registrar la saturación arterial y la frecuencia cardiaca, cada dos minutos durante 10 min.

hasta obtener valores similares al de las condiciones basales. (4ta.-6ta. Medición).

Resultados:

Saturación (%) Frecuencia Cardiaca

Índice Derecho Índice Izquierdo Índice Derecho Índice Izquierdo

1ra. Medición

2da. Medición

3ra. Medición

4ta. Medición

5ta. Medición

6ta. Medición

SATURACIÓN ARTERIAL DE OXIGENO

INFORME DE PRACTICA

Nombre:............................................................................................................................Fecha:....../....../......

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------

ANTECEDENTES PERSONALES:

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------

Nombre:............................................................................ ......Sexo:.................. Edad:..............años

Peso:............Kg Talla:.............. mts Peso Ideal:...............Kg

Lugar de Nacimiento:............................................................... T. Resd. Lima:.......................

Actividad Física: 1) Sedentaria: ..........

2) Ocasional: ..........

3) Frecuente: ..........

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------

EJERCICIO FÍSICO Y SATURACIÓN ARTERIAL DE OXIGENO:

Saturación (%) Fr. Cardiaca

Pre-Ejercicio

Post-Ejercicio

Tiempo (min.) de Recuperación

ISQUEMIA LOCAL Y SATURACIÓN ARTERIAL DE OXIGENO:

Saturación (%) Fr. Cardiaca

BRAZO DERECHO:

Basal

Iniciar Dolor

Dolor Soportable

Tiempo (min.) de Recuperación

BRAZO IZQUIERDO:

Basal

Iniciar Dolor

Dolor Soportable

Tiempo (min.) de Recuperación

FISIOLOGIA DE LA SANGRE

HEMATOCRITO

Es la relación porcentual entre la cantidad de glóbulos rojos y el plasma sanguíneo en relación a la sangre total. Esta

determinación es muy útil para del diagnóstico diferencial de anemias porque ayuda a determinar su intensidad y tipo.

Reactivos , Material de Vidrio y Equipos

Anticoagulante de Wintrobe: Oxalato de potasio 0.8 gm y oxalato de amonio 1.2 gm y agua dest. csp. 100 ml.)

Colocar 0.5 ml en cada frasquito de vidrio y desecarlos en estufa a 56 ºC. Cada frasco así preparado servirá para

anticoagular 5 ml de sangre.

Sangre venosa anticoagulada .

Pipetas Pasteur y Tubo de Wintrobe

Tubos capilares para microhematocrito con y sin heparina.

Jeringas y agujas descartables.

Desinfectante para piel..

Guantes descartables

Centrífuga Clínica

Centrífuga para Microhematocrito

Existen 2 métodos: Macro y Micrométodo para determinar el Hematocrito.

Procedimiento: Macrométodo de Wintrobe.

Usando la pipeta Pasteur llenar con sangre el tubo de Wintrobe hasta la marca 100.

Evitar formación de burbujas.

Centrifugar el tubo (contrapesado), a 3000 rpm. durante 30 minutos.

Lectura en la escala ascendente en el límite del paquete globular, excluyendo los glóbulos blancos y

plaquetas.

Expresar el Hematocrito en valor porcentual.

Valores Normales:

Hematocrito Valores

Referenciales

%

Recién Nacidos 60

Infantes 35 a 44

Varones Adultos 41 a 52

Mujeres Adultos 38 a 46

------------------------------

Procedimiento: Método MICROHEMATOCRITO.

Llenar el tubo capilar con la muestra de sangre. Sellar el extremo inferior con plastilina.

Centrifugar a 12,000 rpm en la centrífuga para microhematocrito, durante 10 min. Lectura en la tabla Ad-

hoc para este efecto. Expresar el valor porcentual.

------------------------------

HEMOGLOBINA

Es una molécula de estructura cuaternaria, tetramérica proteica, es el pigmento rojo portador del Oxígeno

de los hematíes. Está formada por un núcleo Hem y una proteína llamada Globina.

MEDICION DE LA HEMOGLOBINA:

Materiales:

Jeringa y agujas descartables.

Desinfectante.

Algodón.

Ligadura.

Alcohol.

Anticoagulante de Wintrobe.

Pipeta de Sahlí de 0.02 ml

Tubos de prueba.

Solución de HCl 0.1 N

Espectrofotómetro.

Procedimiento

Obtener 3 ml sangre venosa con anticoagulante. Medir 0.02 ml sangre con la pipeta de Sahlí (0.02 ml).

Limpiar la parte externa de la punta de la pipeta para eliminar la sangre adherida al exterior de la pipeta.

Vaciar en contenido de la pipeta en un tubo conteniendo 5.0 ml de la Sol. de HCl 0.1 N

Mezclar, por inversión, suavemente, sin agitar. Reposo 10 min. Lectura en el Espectrofotómetro, en Long.

Onda de 540 nm. Colocar el espectrofotómetro en 0.00 Abs. ; leer luego la muestra problema. Anotar la

lectura de Absorbancia.

CALCULOS:

Absorbancia del Problema X Factor de Calibración = gm Hb %

Valores Referenciales:

Hemoglobina Valores

Referenciales

gm%

Recien Nacidos 17 a 25

Infantes 10 a 15

Hombre Adulto l4a17

Mujer Adulto 12 a 16

Hombre de Altura 16.4 a 18.8

Índices Hematológicos o Constantes Corpusculares Los índices hematológicos, son elementos de juicio muy importantes para clasificar las anemias, en

relación a su contenido de hemoglobina, volumen globular y valor porcentual de la concentración de

hemoglobina en cada uno de los glóbulos en promedio.

VOLUMEN GLOBULAR MEDIO

Volumen Globular Medio = Hcrito x 10 = micras cúbicas

GR

Valores Normales:

Al nacer : 105 micras cúbicas

Infancia: 83 a 87 micras cúbicas

Adulto: 83 a 95 micras cúbicas

HEMOGLOBINA MEDIA GLOBULAR

Hemoglobina media globular = Hb x 10 = Micro microgramos

GR

Valores Normales: 27 a 32 Micro microgramos

CONCENTRACIÓN DE HEMOGLOBINA GLOBULAR MEDIA

C Hb Glob Media = Hb gr% X 100

Hto

Valores Normales: 32 a 36%

Referencias Bibliográficas:

Clinical Hematology Wintrobe ",. Lea Febiger. Phila USA 9ª Edition. 1993

Medical Laboratory Technology. Lynch.Raphael Saunders USA 1989.

Manual of Clinical Hematology. Joseph Mazza. Little Brown 1998.

VELOCIDAD DE SEDIMENTACIÓN GLOBULAR

La Velocidad de Sedimentación globular consiste en determinar la rapidez de caída ó sedimentación de los

glóbulos rojos de la sangre cuando está anticoagulada, esto se realiza en un tubo de caracteristicas

especiales llamado tubo de Wintrobe.

Materiales:

Tubo de Wintrobe

Algodón, alcohol,ligadura,agujas y jeringas descartables. Anticoagulante de Wintrobe.

Pipetas Pasteur.

Guantes de látex descartables.

Gradilla tipo soporte vertical para el tubo Wintrobe,perpendicular a la mesa (plomada).

Procedimiento

Llenar el tubo con sangre venosa anticoagulada hasta la marca 0de lectura de la Velocidad., empleando la

pipeta Pasteur.Luego dejar en reposo vertical, perpendicular, durante 60 min. Lectura en la escala de

valores descendentes para Velocidad de Sedimentación.

Los Valores Referenciales de Velocidad de Sedimentación, según el método Wintrobe son:

Hombres: 0 a 6.5 mm a la hora

Mujeres: 0 a 15 mm a la hora

Gráfica de Wintrobe y Landeberg para “corregir” la Velocidad de Sedimentación cuando existe Anemia ó

Policitemia. La V. S. tiende a ser más rapida en la anemia intensa, y disminuir en la Policitemia. En

presencia de una de estas anomalias debe hacerse la “corrección” de los resultados obtenidos con la

gráfica diseñada por el mismo Wintrobe. Se corrgirá la VS. en función del Hematocrito del paciente.

Valores Referenciales de Glóbulos Rojos:

Recién Nacidos: 6 000.000 pmm3

Niños: 4 000.000 a 5 500.000 pmm3

Hombres adultos: 4 500.000 a 6 000.000 pmm3

Mujeres adultas: 5 200.000 a 5 400.000 pmm3

HEMOSTASIA Y COAGULACIÓN DE LA SANGRE

HEMOSTASIA: significa prevención de la pérdida de sangre. Cuando se lesiona o rompe un vaso la

hemostasia se consiguemediante:

A) ESPASMO o CONSTRICCION VASCULAR

B) FORMACION DE UN TAPON PLAQUETARIO

C) COAGULACION SANGUINEA: FORMACION DE UN COAGULO DE FIBRINA

DEBIDO A LA COAGULACION DE LA SANGRE

D) PROLIFERACIÓN FINAL DE TEJIDO FIBROSO DENTRO DEL COÁGULO SANGUÍNEO

PARA CERRAR DE FORMA DEFINITIVA EL AGUJERO DEL VASO.

A) ESPASMO O CONSTRICCION VASCULAR: Ante un corte o lesión de un vaso inmediatamente

se produce el espasmo vascular que es el resultado de un reflejo miógeno local y factores humorales

locales de los tejidos traumatizados y de las plaquetas.Los reflejos nerviosos se inician por impulsos

dolorosos o de otro tipo originados en el vaso traumatizado o en los tejidos vecinos. La lesión directa de la

pared vascular genera la contracción miógena refleja de la pared vascular además la adrenalina ejerce

acción vasoconstrictora.

En los vasos de menor calibre las plaquetas se acupan de la mayor parte de la vasoconstricción al liberar el

vasoconstrictor Tromboxano A2.

Cuanto mayor es el vaso sanguíneo mayor es el grado de espasmo, que en algunos casos puede impedir

una pérdida mortal de sangre.

B) FORMACION DE UN TAPON PLAQUETARIO: Ante un vaso dañado las plaquetas se hinchan,

emiten pseudópodos y hacen pegajosas yse adhieren fuertemente al tejido colágeno expuesto y se unen al

Factor von Villebrandt, aumenta el ADP y se forma Tromboxano A2.

ADP Y Tromboxano activan las plaquetas y aumentan su "Adherencia" y se van "Agregando" en el sitio

lesionado y se forma el "Tapón plaquetario".

C) COAGULACION SANGUINEA: Formación del coágulo de fibrinadebido a la coagulación de la

sangre:

Teoría básica:

En la sangre hay sustancias que favorecen la coagulación:

PROCOAGULANTES

y sustancias que la inhiben: ANTICOAGULANTES.

La coagulación de la sangre depende del equilibrio entre estos dos grupos de sustancias.

En el torrente sanguíneo normalmente predominan los anticoagulantes de forma que la sangre no se

coagula mientras esté circulando en los vasos. Sin embargo cuando se rompe un vaso, se "activan" los

Procoagulantes del área de la lesión tisular y anulan a los anticoagulantes, con lo que se forma el coágulo.

MECANISMO GENERAL DE LA COAGULACION Ó CASCADA de la Coagulación.

La Coagulación se realiza en TRES ETAPAS:

1.- Formación del Complejo Activador de la Protrombina

2.- Conversión de la Protrombina en Trombina (conversión catalizada por el Activador de la

Protrombina).

3.- Conversión del Fibrinógeno en Fibrina (conversión catalizada por la Protrombina).

Los mecanismos de la coagulación se ponen en funcionamiento por:

1.- Traumatismo pared vascular o tejidos adyacentes (endotelio)

2.- Traumatismo de la sangre

3.- Contacto de la sangre con las células endoteliales dañadas ó con colágeno y otros elementos

titulares en el exterior del vaso sanguíneo.

En todos los casos LO PRIMERO QUE SE FORMA ES EL"ACTIVADOR DE LA

PROTROMBINA"que transforma la Protrombina en Trombina e inicia los pasos posteriores de la

Coagulación (Vía final común).

Se considera que el "Activador de la Protrombina" se forma por las dos Vías, aunque en realidad las dos

vías interactúan constantemente:

LA VÍA EXTRÍNSECA:Comienza con el traumatismo de la pared vascular y de los tejidos

subyacentes(lesión tisular) o un tejido extravascular sufre un traumatismo y entra en contacto con la

sangre circulante. La célula endotelial vascular dañada libera un Factor Tisular llamado Tromboplastina

Tisular III, fosfolípidos y un complejo lipoproteico y se desata así la vía Extrínseca.Así pues, el tejido

lesionado ha liberado esta serie de sustancias o complejo de factores (FACTOR TISULAR O

TROMBOPLASTINAIIITISULAR) quetrabaja como una verdadera enzima activando al Factor VII -----

VIIa.y éste en presencia del Ca++ activan al Factor X ---- Xa, éste a su vezactiva al V ----- Va el cual

genera el COMPLEJO ACTIVADOR DE LAPROTROMBINA. (Observar las retroalimentaciones

enzimáticas en elcuadro de la cascada). Luego Fribrinógeno ---- Fribrina coágulo.

VÍA INTRÍNSECA: Comienza con el traumatismo de la propia sangre o con la exposición de la sangre al

propio tejido colágeno expuesto por el traumatismo del vaso sanguíneo lesionado, hay contacto de la

sangre con epitelios distintos del vascular normal: Se Activa el Factor XII ---XIIa y se liberan fosfolípidos

plaquetarios que contiene el Factor Plaquetario 3. Luego se activa el XI --- XIa en presencia de

Cininógeno. Se activa luego el IX…..IXa, y el IXa junto con el VIII…..VIIIa activan al X ----- Xa.

El Xa junto con el V y factores tisulares generan el COMPLEJO ACTIVADOR DE LA

PROTROMBINA. Y sigue luego la vía final común de conversión de la Protrombina en Trombina y

Fibrinógeno en Fibrina y el coágulo es consolidado por el factor XIII.

Nota: El Calcio acelera todas las reacciones de la coagulación excepto en los primeros

pasos de la vía intrínseca. Por lo tanto en AUSENCIA de iones de calcio la sangre no se

coagulará por ningunade las dos vías.

EVALUACION DE LA HEMOSTASIA

Y LA COAGULACION DE LA SANGRE

TIEMPO DE COAGULACIÓN

Se denomina así al tiempo que transcurre desde que la sangre es extraída hasta que pasa al estadote gel.

Esta prueba mide el tiempo tomado por la sangre para coagular en ausencia de factores provenientes de los

tejidos (factor tisular). El trauma que significa la obtención de sangre venosa marca el inicio, y el intervalo

de tiempo entre la obtención de la muestra y su coagulación es lo que se denomina Tiempo de

Coagulación. Esta es en términos generales una prueba grosera de la coagulación. Sirve para detectar

groseramente alteraciones de la coagulación que puedan alargarla. La prolongación del Tiempo de

Coagulación puede deberse a varias causas;:

1.- Disminución de la Tromboplastina,

2.- Disminución de la Protrombina,

3.- Disminución del Fibriógeno ó

4.- A la presencia en la sangre de algún anticoagulante.

METODO DE LEE – WHITE

Reactivos y Aparatos:

Tubos de prueba de 8 mm diámetro, limpios y secos

Agujas y jeringas para uso endovenosos descartables, estériles.

Baño maría 37 °C

Reloj cronómetro

Procedimiento:

Obtener 3 ml de sangre venosa, anotando la hora exactamente (Para controlar el tiempo de inicio)

Inmediatamente transferir 1.5 ml de sangre a cada uno de dos tubos y colocarlos en Baño María a 37°C.

Luego de tres min. de reposo ir sacando cada uno de los tubos e ir inclinándolos suavemente en 90° cada

minuto, hasta que no se observe desplazamiento de sangre y pueda ser completamente invertido el tubo sin

caerse la sangre. Anotar el tiempo.

Valores referenciales:

Con este método de Lee White los valores normales para hombres y mujeres varía entre: 5 a 8 min.

Los valores referenciales dependen del diámetro del tubo empleado:

Usando tubos de diámetro interno de 11 mm: 9 a 15 min.

Usando tubos de diámetro interno de 8 mm: 6 a 10 min.

Existen otros métodos para determinar el tiempo de Coagulación por ejemplo el método del portaobjetos:

Valor normal de 2 a 8 minutos.

Método del Tubo Capilar: Valor referencial de 3 a 7 min.

Tiempo de Sangría

El tiempo de sangría depende de la elasticidad de la pared vasos sanguíneos y de la cantidad y capacidad

funcional de las plaquetas.

El tiempo de sangría es el tiempo transcurrido desde el momento en que se hace una punción standard

profunda en la oreja o en el pulpejo del dedo y aquél en que la sangre deja de brotar de la herida.

METODO DE DUKE

Reactivos y Aparatos:

Cronómetro,lancetas descartables,desinfectante de piel, papel de filtro.

Procedimiento:

Desinfectar la yema de un dedo (anular) ó el lóbulo de una oreja y punzar con la lanceta descartable

standard de manera que la sangre fluya libremente, gota a gota, sin necesidad de exprimir la piel. Anotar el

tiempo de aparición de la primera gota y, luego con el papel de filtro ir secando cada gota, cada 30

segundos sin tocar la piel, hasta que deje de sangrar. Anotar el tiempo transcurrido.

Valores Referenciales:

1 a 3 MIN

TIEMPO DE PROTROMBINA Y TIEMPO DE

TROMBOPLASTINA PARCIAL

En la presente práctica evaluaremos las dos vías de la coagulación por separado:

Primero determinaremos la VÍA EXTRÍNSECA de forma global mediante la determinación del

Tiempo de Protrombina o Tiempo de Quick, que determina los factores involucrados en esta vía

como son: Factor VII llamado Proconvertina, el Factor II ó Protrombina,el Factor Vó Proacelerina y el

Factor X llamado Factor de Stuart-Prower.Cualquier alteración de estos factores será detectado por la

determinación del Tiempo de Quick. Esta prueba no detecta deficiencias en los factores de la vía

intrínseca (VIII, IX, XI, XII).

Para el TP usaremos un exceso de Tromboplastina Tisular o Factor III(de cerebro) y calcio. Puede usarse

Simplastin de Warner Chilcota. El método que emplearemos para TP es el de la Casa Wienerque se

llama Soluplastín y que es una Tromboplastina tisular (de cerebro) dealta calidad e incluye cloruro de

calcio y cloruro de sodio.

Materiales:

Soluplastin (Tromboplastina cálcica) Casa Wiener

Lab. (Rosario. Argentina)

Tubos de ensayo de vidrio de 12 x 75 mm.

Cronómetro

Baño María 37°C

Asa de alambre Níquel Cromo Nuevas (Bacteriológicas)

Micropipetas 100 y 200 lambdas.

Muestra de plasma sanguíneo:

En un tubo de ensayo contendiendo

0.5 mI de anticoagulante citrato trisódico 3.8 % u oxalato de sodio

añadir

4.5 ml de sangre venosa

Mezclar suavemente, centrifugar y separar el plasma.

Procedimiento para TP:

Usar tubos de 13x 100 mm:

Pre incubar el plasma: en un tubo de ensayo,marcado (Px) colocar 1 ml del plasma en BM 37 °C, por 3

min. (El saldo del plasma refrigerarlo).(No pre incubar mas de 10 min.)

Pre incubar el Soluplastin: en otros dos tubos de ensayo colocar 0.2 ml de Soluplastin en cada uno y

colocar en BM a 37°C por 3 min.(No pre incubar mas de 10 min.).

Pipetear 100 lambdas del plasma Pre incubado y añadir rápidamente al tubo conteniendo los 0.2 ml de

Soluplastin, disparando simultáneamente el cronómetro.

Soluplastin pre incubado 37°C

( incluye calcio) ml

0,2

Plasma pre incubado 37°Cml

Simultáneamente,

de inmediato iniciar cronómetro

0.1 y ! cronómetro!!

simultáneo

Mezclar y esperar coágulo y de inmediato frenar cronómetro

Anotar tiempo en segundos.

Mantener el tubo dentro del Baño María cerca de una fuente de luz. Previo al tiempo estimado de

coagulación sacar el tubo del baño e inclinar suavemente por una o dos veces por segundo y detener el

cronómetro en el momento exacto de la aparición del coágulo, que se manifestara por la aparición de muy

discretos hilos de fibrina, en ese instante precisamente para el cronómetro.

Repetir por triplicado esta prueba. Calcular el valor promedio en segundos.

Valores Referenciales:

11- 12 sgs. + - 2 segs del control Normal

El control Normal estará entre 10 a 13 segundos +- 0.5 2DS.

Con estos valores en segundos a través de una curva de calibración podemos expresarlos en porcentaje de

actividad protrombinica en relación a los valores normales: examinemos el siguiente cuadro que muestra

los valores porcentuales:

Tiempo Protrombina

en segundos

Actividad Protrombínica

Valores porcentuales

Respecto de lo Normal

11 -12.5 100 %

13.5 60 %

15 50 %

17 40

19.5 30

22 25

24 – 36 20

37 – 40 10

55 – 65 5

El tiempo de Protrombina se encuentra alargado por defectos de Factor I (Fibrinógeno), Factor H

(Protrombina), Factor V (Proacelerina ó F.Lábil), Factor VII (Factor Estable ó Proconvertina), y Factor X

(Factor Stuart-Prower).

El TP se encuentra prolongado en pacientes con dieta deficitaria en Vit K,infantes prematuros,infantes

recién nacidos de madres que están con deficits de Vit K (es la enfermedad hemorrágica del recién

nacido).

En la mala absorción de las grasas, ictericia obstructiva, diarrea crónica, etc.

El TP está prolongado también en el daño hepático severo (envenenamientos, hepatitis, cirrosis).

Por Drogas (tipo coumarínico de la terapia anticoagulante)

Presencia de anticoagulantes circulantes, hipofibrinogenemia adquirida o hereditaria.

En resumen, debo decirles que el Tiempo de Protrombina es primariamente usado con TRES fines:

1.- Para la evaluación de los desórdenes de la Coagulación:para investigar la anormalidad de los

factores involucrados en la víaExtrínseca V, VII, X, Protrombina y Fibrinógeno. Y debe ser

usada junto con el tiempo de Tromboplastina Parcial Activada.

2.- Para controlar la terapia anticoagulante oral a largo plazo con coumadinas y derivados

indanedionas.

3.- Evaluación de la función hepática: el test del Tiempo de Protrombina es uno de los mas útiles para

evaluar la capacidad del hígado en la síntesis de los factores del complejo Protrombínico: II, VII,

y X .

DETERMINACIÓN DEL TIEMPO DE TROMBOPLASTINA PARCIAL ACTIVADO.

(TTPA Ó APTT Ó PTT).

El TTPA es un método de investigación de la VÍA INTRÍNSECAde forma global XII, XI, IX, X, VIII, V,

II y I.En esta prueba APPT se usa un activador específico de la Vía Intrínseca (del Factor XII) y es un

Fosfolípido CEFALINA activado con caolín ó sílice micronizado. El test de TTPA consiste en la

recalcificación del plasma en presencia de un exceso de cefalina fosfolípido, (que es un sustituto de las

plaquetas y factor plaquetario) preparado a partir de cerebro de conejo y de un activador Kaolín

tamponado. Esta prueba usa este activador específico de la vía intrínseca que es el Factor plaquetario -3

sustituido por la cefalina fosfolípido de cerebro de conejo y que tiene además un activador kaolín en

finísimas partículas ó sílice micronizado(activador para el Factor XII)de la vía intrínseca solamente y un

tampon de piperazida estanolsulfónico. Además este reactivo tiene una especial reactividad con la

presencia de heparina lo cual lo hace especial para el monitoreo de la terapéutica con heparina.

Emplearemos en esta practica el método de la casa WIENER LAB. Que usa cefalina fosfolípido y que se

llama reactivo APTTEST

METODO DE CASA WIENER LAB.

PTT Ó APT TEST

A. REACTIVOS: Cloruro de calcio, listo para usar (0.0125 mol/l y ClNa 0.1 mol/l)

B. Reactivo de APTT: al vial del liofilizado, añadir el volumen de agua indicado en el rasco

que es 2.5 cc de agua destilada, tapar y mezclar suave por inversión, queda así listo el

homogenizado.

C. Obtencipón de la muestra de sangre:

A 4.5 cc de sangre venosa añadirle 0.5 cc del anticoagulante oxlato de sodio. Centrifugar para

separar el plasma.

D. Distribuir los reactivos en la lsiguiente forma utilizando tubos de vidrios de 12 x 75 mm de

diámetro o 13 x 100 ml:

Mezclar e incubar por 3 minutos cada uno de los tubos a 37°C.

Al tubo N° 1 añadirle solución de cloruro de calcio pre incubado a 37 °C …. 100 ul.

Inmediatamente disparar el cronometro, agitar suavemente y mantenerlo en el baño maría por 25

segundos solamente y luego retirarlo para observar la formación del coagulo, que se manifestara por la

TUBO 1 TUBO 2

Plasma desconocido 100 ul (LAMBDAS)

PLASMA CONTROL

NORMAL O ESTANDAR

100 ul (LAMBDAS)

REACTIVO DE APTT

(HOMOGENIZADO)

100 ul (LAMBDAS) 100 ul (LAMBDAS)

aparición de filamentos de fibrina inmediatamente detener el cronómetro, este es el tiempo de

Tromboplastina Parcial, valores normales de 33 a 48 segundos.

Al tubo N°2 que es el control normal le añadiremos luego Cloruro de calcio 100 ul y procederemos

exactamente igual que el caso anterior y servirá como control normal, cuyos valores normales van desde

33 a 48 segundos.

También podemos emplear los reactivos de cefalina con caolín de la casa francesa que vemos a

continuación.

Equipos, reactivos y materiales.-(idem que TP).-

Procedimiento para APTT:

Emplearemos CK Prest™ activado (Cefalina con Kaolin)(APTT)(Diagnostica Stago-Francia).

Reactivo N° 1: Cefalina

Reactivo N° 2: Kaolín tamponado :

Agitar el contenido del frasco N°2 y transferido completamente dentro del frasco N°1.Dejar

que repose 30 min. para embeber el gel. Y después de la imbibición, agitar

suave y circunferencialmente para homogenizar la mixtura.

Solución de Cloruro de calcio (C12Ca): 0.025 M

Cl2 Ca anh ……………………..1.38 gm

Agua destil ……………………………..500 ml

Pipetas automáticas de 100 lambdas

En un tubo ensayo 13x100mm que está previamente en el BMa 37 °C colocar:

Plasma paciente 0.1 ml

Plasma paciente duplicado 0.1 ml

Plasma pacientetriplicado ó Control Normal 0.1 ml

React 1 Cefalina Bien Reconstituido

y resuspendido 0.1 ml

Mezclar y pre incubar 37°C

Exacto 3 minutos

Simultáneamente: Añadir Cl2Ca 0.025M

precalentado e INICIAR CRONOMETRO 0.1 ml

Mezclar y esperar coágulo. Parar cronómetro

inmediatamente que aparezca el coágulo

Anotar tiempo en segundos EXACTO

Los valores referenciales varían de 30 a 45 segundos y deben reportarse en relación a un control normal

Cuando el Tiempo Tromboplastina Parcial está prolongado, pero el Tiempo de Protrombina es Normal nos

indica un a alteración de alguno de los factores de la vía intrínseca de tipo congénito: VIII,

IX(Hemofilias), XI, XII.Si todos estos factores están normales, puede haber una deficiencia de HMWK

kininógeno (Factor Fritgerald).También se encuentra alargado el APPT en deficiencias adquiridas ó

condiciones anormales como: Enfermedades hepáticas, Coagulopatía por consumo, anticoagulantes

circulantes, en la terapia anticoagulante oral, oen la heparización. Ó en el tratamiento con inhibidores de la

trombina como hirudina, argatroban., etc

Tiempo

Tromboplastina

Parcial

Activada

Celafina y kaolín

(activador del XII)

APPT

FACTOR

Tiempo

Protrombina

Tromboplastinas

Tisulares:

Simplastin

Soluplastin

Referencias Bibliográficas: Clinical Hematology Wintrobe. EJ. Lea Feboger. Phila. London. 1998

Vía Intrínseca Vía Extrínseca

XI

IX

VIII

HMWK

Pre K

XII

TISULAR

VÍA FINAL

COMUN

X

V

PF -3

VII

Protrombina

Fibrionógeno

Trombina

Fibrina

XIII

Technical HematologySimmons. Lippincott. 1999.

Laboratory Methods by J. B. Henry. Saunders Co. 1999.

The Principles and Practice of Blodd Grouping Addine G Mosby Co 1993

Fisiología Médica W Ganong El Manual Moderno 2002

An Introduction to Inmunohematology N Bryant W B Saunders Co. Pfila. London 1997

GruposSanguíneos y Factor RH

Introducción:

En 1900, Landsteiner descubrió que el suero de algunas personas aglutinaba los glóbulos rojos de otras y

que éste fenómeno podría ser usado para clasificar a las personas en diferentes fenotipos de grupos

sanguíneos. Se reconocen 4 fenotipos cimunes: O, A, B, y AB. También se han identificado antígenos de

los subgrupos del tipo A y B.

Cada tipo de glóbulo rojo transporta un Antígeno determinado, específico, que le es característico. El

plasma de las personas tiene Aglutininas Naturales ó Anticuerpos diferentes al de su propio grupo, así por

ejemplo las personas del Grupo A tienen aglutininas Anti B. El plasma de las personas del Grupo B tiene

Aglutininas (Anticuerpos naturales) Anti A. El plasma de las personas del Grupo O tiene un título bajo de

Aglutininas Anti A y Anti B. (Es muy importante saber que algunas personas del Grupo O pueden tener

un título elevado de aglutinininas Anti A y Anti B y ser donantes peligrosos).

Es absolutamente necesario y obligatorio hacer siempre una prueba compatibilidad mayor y menor entre el

Donante y el Receptor antes de realizar una transfusión de sangre cualquier sea el tipo de sangre y/o Rh.

El fenotipo ABO de una persona es determinado mediante reacciones de aglutinación de los hematíes con

antisueros monoclonales Anti A, Anti B, Anti AB y antisueros de los Subgrupos correspondientes.

Determinación del Grupo Sanguíneo:

Este procedimiento se basa en la aglutinación de los glóbulos rojos (que transportan un Antígeno

específico), que se produce cuando está en presencia de su correspondiente anticuerpo específico.

Los reactivos usados para la tipificación de los grupos del Sistema ABO contienen anticuerpos

monoclonales IgM. Estos reactivos producirán aglutinación directa de los glóbulos rojos que transporten el

antígeno específico correspondiente. La determinación del grupo sanguíneo puede hacerse por el método

del tubo de ensayo ó por el método en lámina portaobjeto.

MÉTODO EN LÁMINA PORTAOBJETO:

Materiales y Reactivos:

Suero monoclonal Anti A

Suero monoclonal Anti B

Suero monoclonal Anti AB

Lámina excavada o lámina portaobjetos

Lancetas descartables

Muestra de sangre

Algodón y desinfectante

Procedimiento para Determinar el Grupo Sanguíneo

1.- Dividir una lamina portaobjetos en 3 secciones: izquierda, central y derecha con lápiz de cera

marcador.

La muestra de sangre puede obtenerse de la yema del dedo o por venipuntura.

Colocar una gota suero Anti A en el lado izquierdo y una gota del suero Anti B en el centro y una gota del

suero Anti – AB en la derecha de una lámina de vidrio plana.

Colocar una gota de sangre al lado de cada una de las gotas del antisuero correspondiente sin tocar los

reactivos !!, para evitar contaminación cruzada, y luego mezclar bien usando aplicadores o baguetas

distintas.

2.- Hacer girar el porta objetos con la mano y observar si existe aglutinación macroscópica. La

aglutinación se producirá en unos pocos segundos. La lectura deberá hacerse antes de que se seque la

mezcla. El tiempo máximo habitual es de tres minutos.

INTERPRETACION DE LAS PRUEBAS CON ERITROCITOS

EN LA DETERMINACION DEL GRUPO SANGUÍNEO

Grupo Sanguineo Suero Anti

- A

Suero Anti

- B

Suero Anti

- AB

O - - -

A + - +

B - + +

AB + + +

+ : Indica aglutinación macroscópica

- : Indica que no hay aglutinación

------------------------------

FACTOR RHO (D)

Aparte de los Antígenos del sistema ABO, existe otro que es el sistema de Antigenos del Rh que son de

gran importancia fisiológica y clínica.

El Factor Rh (Aglutinógeno o Antígeno) llamado así por que fue estudiado por primera vez en los monos

del género Rhesius, es en realidad, un sistema compuesto por mucho Antígenos: Ver Tabla

Fisher-Race Wiener

Dce Rho

DCe Rh1

DcE Rh2

Dce rh (hr’)

dCe rh’

dcE rh”

dCE Rhy

DCE Rhz

El factor D, es con mucho, el más antigénico y el término “Rh Positivo”, como generalmente se usa,

significa que el individuo tiene Aglutinógeno D.

El individuo Rh Negativo no tiene antígeno D y solo forma la aglutinina Anti D cuando se le inyectan

células D positivas. El suero que se emplea rutinariamente para tipificar el Rh es un suero Anti D.

El 85% de los caucásicos son Rh Positivos y el 15% restante Rh Negativos. Las personas Rh negativas (D

Negativas) que reciben una transfusión de sangre Rh Positiva (aún muchos años antes) forman

Anticuerpos Anti Rh y tienen títulos Anti D apreciables y dan reacciones transfusionales graves cuando

reciben una transfusión de sangre Rh (D) Positiva.

Igualmente sucede cuando una madre Rh (D) Negativa concibe un hijo D positivo, porque pequeñas

cantidades de sangre del feto se filtran a la circulación materna en el momento del parto y desarrollan

títulos elevados de aglutininas Anti Rh durante el post parto. Durante el embarazo siguiente las aglutininas

desarrolladas contra el antígeno RH cruzan la placenta y llegan al feto que ha heredado el antígeno Rh

positivo del padre y se produce la reacción Antígeno-anticuerpo que produce hemólisis y la Enfermedad

Hemolítica del Recién Nacido (Eristroblastosis Fetal).

DETERMINACIÓN DEL FACTOR Rh.

Materiales y Reactivos:

Reactivo Antisuero Monoclonado Anti - Rho (Anti D)

Lámina portaobjeto

Varillas de vidrio ó aplicadores

Lancetas descartables

Desinfectante y Algodón

Lápiz de cera marcador.

Procedimiento:

En una lámina portaobjetos se colocan 2 gotas de la sangre problema.

Al costado de las gotas de sangre colocar una gota del Reactivo Suero Anti Rh. Mezclar bien. Observar

inmediatamente para ver si existe o no aglutinación.

INTERPRETACIÓN:

Sangre total paciente +

Suero Anti- Rh (D)

RESULTADO

AGLUTINACIÓN Rh (D) POSITIVO

NO AGLUTINACIÓN Rh (D) NEGATIVO

INVESTIGACIÓN DE LA SENSIBILIZACIÓN DE LOS HEMATÍES Cuando algún anticuerpo (por ej. Garnmaglobulina - IgG) se fija y recubreal glóbulo rojose dice que el

eritrocito está sensibilizado. Los eritrocitos pueden sensibilizarse in vivo, y esto ocurre por ejemplo en la

Eritroblastosis Fetal(EF), que es una enfermedad del Feto y del Recién nacido y se caracteriza por

aglutinación y fagocitosis de los eritrocitos del feto, que se produce cuando una madre siendo Rh

Negativa y el esposo Rh Positivo, concibe un niño Rh positivo.

El niño hereda el Rh Positivo del padre. Durante el embarazo la madre desarrolla Aglutininas Anti - Rh

por la exposición al antígeno (Aglutinógeno Rh) del niño. A su vez, éstas aglutininas Anti Rh de la madre

difunden por la placenta al feto y recubren los glóbulos rojos del feto. Los hematíes del niño están ahora

sensibilizados y esto produce la aglutinación y lisis de los hematíes del propio hijo. Durante el primer

embarazo puede no producirse daño, pero durante el segundo embarazo el 3 % presentarán E F; durante el

tercer embarazo el 10 % presentarán EF, y así va aumentando la incidencia.

Se puede investigar la presencia de estos anticuerpos (IgG- anti Rh) que recubren a los hematíes del niño

mediante el Test de Coombs Directo(test de Antiglobulina directo) y que es el objeto dela presente

práctica.

TEST DE COOMBS DIRECTO:

Esta Prueba se realiza en los hematíes del paciente.

Fundamento

Esta prueba se fundamenta en la aglutinación de los eritrocitos humanos sensibilizados por anticuerpos

gamma-globulínicos que se produce cuando se les coloca en presencia de un suero antihumano gamma-

globulínico preparado en conejos. Este suero antiglobulínico puede ser específico para globulina IgG, ó

también puede ser un preparado monoclonalmente obtenido.

Esta Prueba DIRECTAMENTE demuestra la sensibilización de los eritrocitos que se ha producido in

vivo.

Materiales y Reactivos:

Centrífuga Clínica y Microscopio Binocular

Suero Antiglobulínico de Coombs (Gamma IgG) (Monoclonal)

Hematíes del paciente (Niño)

Solución Salina 0.85 % Tubos de prueba de vidrio 13 x l00 mm y 12 x 75 mm; algodón, desinfectante de

piel (Alcohol iodado), ligadura venosa, aguja y jeringas descartables. Varillas de vidrio ó mondadientes de

plástico, pipetas Pasteur.

Procedimiento:

Lavado previo de los glóbulos rojos:

1.- Medir aproximadamente 0.4 ml de sangre y colocar en el fondo de un tubo de prueba de 13 x 100 mm,

añadir luego 6 ml de solución salina 0.85 %.Mezclar suavemente por inversión.

2.-Centrifugar a 3400 rpm. Por 30 segundos hasta que las células se empaqueten al fondo del tubo.

3.-Decantar la solución salina completamente, limpiando la boca del tubo con papel servilleta.

4.- Repetir el lavado dos veces mas, añadiendo una pequeña cantidad de solución salina al comienzo y

mezclar para suspender bien los eritrocitos; y luego añadir una mayor cantidad de solución salina lavando

hacia abajo la pared interna del tubo de prueba. Después del tercer lavado el sobrenadante debe estar

completamente limpio de sangre, absolutamente límpido y transparente.

5.-Ahora, calcular (aproximadamente) el volumen de los glóbulos rojos lavados, anotar este volumen, y

añadir una cantidad de solución salina como para hacer una suspensión de glóbulos al2%

6.- En otro tubo de prueba colocar 2 gotas de esta suspensión al 2 %y añadir 1 gota de 1 suero de Coombs.

7.- Centrifugar a 5000 rpm. durante 15 segundos.

8.- Muy suavemente, con gran cuidado, percuta con un dedo el fondo del tubo, lo suficiente para dislocar

el fondo celular y observar la aglutinación tanto macroscópica como microscópicamente con objetivo en

seco a 40 X.

Resultado:

La presencia de aglutinaciónindica una Prueba de Coombs Directa POSITIVA, demostrando que los

eritrocitos están sensibilizados.

Ausencia de Aglutinación: Test de Coombs Directo: NEGATIVO.

Interpretación:

Esta Prueba Coombs Directa es POSITIVA en los casos de:

Eritroblastosis Fetal ,Anemias Hemolíticas Autoinmunes y sirve también para el diagnóstico de

reacciones transfusionales debido a Incompatibilidad sanguínea.

TEST DE COOMBS INDIRECTO

Detecta los anticuerpos presentes en el suero del paciente(madre) y para ello deben sensibilizarse primero

in vitro algunos glóbulos rojos de otra persona de grupo conocido (Tipo O por ejemplo) y luego de haber

sensibilizado los glóbulos rojos escogidos se les aplica el Coombs Directo. Para sensibilizar a los para

glóbulos rojos seleccionados (conocidos) se debe primero incubar el suero del paciente (madre) con los

eritrocitos seleccionados (grupo O por ejemplo) para que las células se sensibilicen (es decir, se recubran

con el anticuerpo sérico) si es que está presente, y, después averiguar si están sensibilizadas aplicándoles

el test de Coombs Directo, tal como hemos descrito líneas arriba..

TEST DE COMPATIBILIDAD CRUZADA

MUESTRAS Y

REACTIVOS TUBO A TUBO B

Suero del Paciente

Receptor 2 gotas 2 gotas

Hematíes del Dador

Suspensión al 2 %

En salina

2 gotas 2 gotas

Albúmina Bovina

22% ---------- 2 gotas

Centrifugar (serofuga

a 1000 rpm) 1 minuto sí sí

EXAMINAR ambos tubos por aglutinación ó hemólisis.

Luego INCUBAR ambos tubos A y B, en BM a 37 °C por 15 minutos

CENTRIFUGAR por 1 minuto a 1000 RPM. Lectura del tubo B por aglutinación ó hemólisis.

Luego CONTINUAR con el tubo "A": Tres lavados en sol salina 0.9 %

Añadir suero de Coombs 2 gotas

Centrifugar a 1000 rpm durante 1 min

Lectura por aglutinación ó hemólisis

Interpretación de Anticuerpos:

TUBO "A":detecta incompatibilidad hacia: Sistema ABO , MN, P, Lewis

TUBO "B":detecta incompatibilidad: Antic. Rh,Duffy, Kidd, Cellano y Antic.calientes.

PRÁCTICA SOBRE LA FISOLOGÍA DEL APARATO INMUNE

FUNDAMENTOS.-

La definición contemporánea del término inmunidad incluye todos aquellos mecanismos que le dan al

animal la capacidad de reconocer tanto los materiales extraños a su propio organismo para neutralizarlos,

eliminarlos o metabolizarlos sin injuria a sus propios tejidos.

Las respuestas inmunes pueden ser clasificadas en dos categorías:

a) Respuestas inmunológicas específicas:

Estas respuestas dependen de la exposición a una partícula o sustancia de configuración extraña,

el subsecuente reconocimiento y la reacción hacia ella.

b) Respuestas inmunológicas no específicas:

Se producen siguiendo a una exposición inicial y subsiguiente exposición a una configuración

extraña.

La selección en diferenciar lo propio de lo no propio no depende de un reconocimiento

específico.

En la actualidad se consideran que las respuestas inmunológicas sirven a tres funciones:

Defensa, sostenimiento de la homeostasis celular y vigilancia celular.

Función Naturaleza del

estímulo

Inmunológico

Ejemplo Aberraciones

Hiper

Hipo

Defensa Exógeno Microorganismos

Polen

Alergia Deficiencia

inmune

Homeostasis

celular

Endógena

Exógena

Remoción de células

viejas o dañadas

Enfermedad

autoinmune:

Formación de auto

anticuerpos

Artritis

reumatoidea, lupus.

Vigilancia

celular

Endógena

Exógena

Remoción de células

mutantes.

Enfermedad

maligna

FILOGENIA DE LA INMUNIDAD NO ESPECÍFICA.-

En los animales más primitivos, como en los unicelulares, el mecanismo de resistencia es la fagocitosis la

cual es esencialmente una función nutritiva: y en las formas evolutivas más elevadas involucra también un

mecanismo defensivo. A medida que evolucionan a formas más complejas aprenden a reconocer los

cuerpos extraños. En los invertebrados superiores se desarrollan un sistema vascular en el cual la

fagocitosis se desarrolla además por medio de células circulantes y en el ser humano por fin hay cinco

células circulantes (leucocitos), tres de los cuales son fagocitarias o fagocíticas (monolitos, polinucleares y

eosinófilos). Entonces filogenéticamente los elementos no específicos más importantes, fagocitosis y

respuesta inmunitaria vienen desde la forma

más primitiva de vida. Con la evolución, estos mecanismos persistieron y fueron suplementados e

implementados por la adición de nuevos componentes tales como la

inmunidad específica y los sistemas de amplificación de esta inmunidad, por ejemplo el complemento,

coagulación, etc. Entonces, pues, en resumen, estos mecanismos antiguos no fueron reemplazados por la

evolución de las especies sino que más bien continuaron y fueron reforzados adicionalmente con nuevas

respuestas (amplificadoras).

FILOGENIA DE LA INMUNIDAD ESPECÍFICA.-

La primera evidencia de la inmunidad específica apareció en los vertebrados primitivos que presentan un

sistema linfoide diseminado (elasmobránquios) que generan inmunoglobulinas M. posteriormente en los

anfibios apareció la inmunoglobulina G, en los conejos aparece la Ig A y en el hombre se añaden la Ig D y

E.

Con la evolución filogenético también aprendieron a desarrollar sustancias y sistemas de amplificación y

reforzamiento de la eficienciade la resistencia como el sistema complemento.

Invertebrados Vertebrados

Amebas En lampreas, ciclóstomos, peces de rio, etc. Anfibios Mamíferos Ser humano

Fagocitosis Ig M Ig M

Ig G

Ig M

Ig G

IG A

Ig M

Ig G

Ig A

Ig D

Ig E

Sistemas de

amplificación

biológicas

Sistemas de

amplificación

biológicas

ONTOGENIA DE LA RESPUESTA INMUNE EN EL HOMBRE.- La maduración del sistema inmune en el hombre comienza durante el segundo a tercer mes de la gestación

a partir de las células madres pluripotenciales o hemocitoblastos en la médula ósea se generan dos líneas

celulares:

Hematopoyética y linfopoyética, según el siguiente esquema

ESTRUCTURA Y FUNCIÓN DE LAS INMUNOGLOBULINAS

Ig Función Estructura Cadena

pesada

Cadena

Adicional

Concentración

Plasmática

mg/dl

Ig G Fijación del

Complemento

Monomérica Gama 1

gama2

Gama 3

gama 4

700 - 1600

Ig A

(secretora)

Protección

Mucosas – secreciones

externas lágrimas,

secreción intestinal,

bronquial

Monómero, dímero o

trímero, con cadena J

Alfa 1

Alfa 2:

J, CS 70 -400

Ig M Fijación del

complemento

Pentámero con cadena

J

Mu J 40 -260

Ig D Reconocimiento de

antígeno por las células

B.

Monomérica Delta 3

Ig E Liberación de

histamina por los

basófilos (alérgias) y

de reaginas (prot

inespecíficas: sífilis,

pian)

Monomérica Épsilon 0.05

El rol fisiológico de la inmunidad tumoral o respuesta bursal en la defensa del huésped es la síntesis de

anticuerpos (cuadro anterior) ayudando a prevenir la infección y esto lo hace por medio de varios

mecanismos: opsonización, antitoxicidad, activación del complemento, neutralización de los antígenos,

uniéndose al antígeno ( bacterias o virus) lo neutralizan impidiendo su acción ganándole la entrada a la

célula huésped.

OBJETIVO DE LA PRÁCTICA.

En la presente práctica tiene por objeto determinar la respuesta bursal en personas normales y en

pacientes con inmunodeficiencia por desnutrición, a través de la determinación cuantitativa de Ig A, Ig M,

Ig G empleando anticuerpos específicos que formen inmunocomplejos insolubles, turbios, y su medición

espectrofotométrica.

MATRIALES Y REACTIVOS.

Solución salina fisiológica 9/1000ml

Solución anticoagulante: heparina sódica, frasco por 5 ml, 500 U.I./ml (LIQUEMINE).

Jering descartabla por 5 ml y aguja de 20x1´´.

Antisueros: anti Ig A, anti Ig M, anti Ig G.

Buffers Ig A, IgM, Ig G.

Solución patrón de proteínas de concentración conocida.

Suero sanguíneo o plasma heparinizado normal

Suero sanguíneo o plasma heparinizado de paciente desnutrido.

1 sapo grande para punción intracardiaca

Equipo de disección completo y estilete para obtener animal espinal..

Espectrofotómetro y microcubetas.

Micropipetas automáticas de 0 á 200 y de 0 a mil microlitos o lambdas.

Tubos de prueba 10x75 mm

Cronómetro

PROCEDIMIENTO.-

Se repartirá el trabajo en 5 mesas diferentes del siguiente modo:

Mesa 1: determinara en un suero normal la Ig A

Mesa 2: determinará en un suero normal la IgM

Mesa 3. determinará en un suero normal la Ig G

Mesa 4: determinará en la sangre de un sapo la Ig A (punción intracardiaca con anticoagulante).

Mesa 5: determinará en el suero de un paciente desnutrido la Ig G.

Distribuir las muestras y reactivos según los siguientes protocolos para cada inmunoglobulina.

Nota: las muestras problemas para el dosaje de cada inmunoglobulina deberán ser diluídas al 1/10 antes

de empezar a trabajar:

Suero problema: ----------------------------- -------------- 0.1 ml

Solución salina fisiológica: (9 por mil) ------------------ 0.9. ml

DOSAJE DE Ig A

CÁLCULOS DE LOS RESULTADOS

Calcular la diferencia de absorbancia DO2 - DO1 correspondiente a cada muestra analizada. Interpolar el

valor de esta diferencia en la curva de calibración para determinar la concentración en mg/100

mlcorrespondiente o multiplicar por el factor de calibración .

VALORES DE REFERENCIA NORMALES:

70 – 400 mg/dl

DOSAJE DE LA Ig G

VALORES DE REFERENCIA NORMALES:

700 – 1600 mg/dl

DOSAJE DE LA Ig M

Suero diluído 1/10 : 50 ul

Buffer IgA 900 ul

Homogenizar y leer la absorbancia en 340 nm (DO1) llevando el aparato a 0 con agua destilada y luego

agregar: Antisuero anti Ig A 80 ul

Mezclar e incubar a temperatura ambiente

Leer la absorbancia nuevamente a 340 nm (DO2), llevando el aparato a 0 con agua destilada.

Suero diluído 1/10 : 40 ul

Buffer IgG 900 ul

Homogenizar y leer la absorbancia en 340 nm (DO1) llevando el aparato a 0 con agua destilada y luego

agregar: Antisuero anti Ig G 160 ul

Mezclar e incubar a temperatura ambiente

Leer la absorbancia nuevamente a 340 nm (DO2), llevando el aparato a 0 con agua destilada.

Suero diluído 1/10 : 60 ul

Buffer Ig M 900 ul

Homogenizar y leer la absorbancia en 340 nm (DO1) llevando el aparato a 0 con agua destilada y luego

agregar: Antisuero anti Ig M 100 ul

Mezclar e incubar a temperatura ambiente

VALORES DE REFERENCIA NORMALES:

40 – 260 mg/dl

DISCUSIÓN: Los alumnos compararán los resultados en las distintas mesas en relación a la respuesta bursal encontrada

para Ig A, Ig G e Ig M en las personas normales, desnutridos y en el sapo y explicarán las razones de las

diferencias encontradas

FUNCIÓN GLOMERULAR

DEPURACIÓN DE CREATININA ENDOGENA.

Es una medida muy aproximada de la función glomerular.

La filtración glomerular es un proceso mecánico que se produce como resultado de un juego de presiones:

1. La presión hidrostática dentro del glomérulo es + 60 mmHg (70% de la presión aórtica)

2. Se oponen a la filtración:

a. La presión oncótica proteica 32 mmHg

b. La Presión Inters. caps. Bowman 18 mm Hg

- 50 mm Hg

Presión Neta de Filtración +10 mmHg

El riñón trata, dentro de ciertos límites, de mantener una presión de filtración eficiente mediante

mecanismos de aumento del tono de la arteriola eferente.

En 24 horas se filtran 180 litros de líquido por los glomérulos pero se excretan solamente 1 a 1.5 litros de

orina en 24 horas, lo que quiere decir que los tubulis reabsorben 178.5 a 179 litros en 24 horas.

No solamente hay reabsorción de agua a nivel tubular sino también de muchas otras sustancias del filtrado

glomerular y que son útiles al organismo como glucosa, aminoácidos, sodio, potasio, cloro, etc.

El filtrado glomerular tiene todos los constituyentes y en la misma proporción que en el plasma sanguíneo

exceptuando las proteínas.

La densidad del filtrado glomerular es 1010 y su pH es 7.40.

Si este filtrado glomerular no fuese sometido a la acción tubular el organismo perdería grandes cantidades

de agua, sales, elementos útiles como glucosa, aminoácidos, etc. Junto con los productos finales del

metabolismo de las proteínas como la urea, creatinina, ácido úrico, y otros.

Concepto de Clearance:

El concepto de CLEARANCE fue introducido por Van Slyke, la palabra clearance significa depuración o

limpieza y se entiende por Clearance o Depuración renal de una sustancia al número de centímetros

cúbicos de plasma que son liberados de dicha sustancia en la unidad de tiempo (minuto), por el riñón. Si

una sustancia es únicamente filtrada por el glomérulo, y no reabsorbida, ni secretada por el túbuli, su

depuración medirá el número de ml que los glomérulos filtran en un minuto. Es el caso de la Inulina, el

manitol, thiosulfato, etc., que solo se filtran por el glomérulo, pero no se reabsorben ni secretan por los

túbulis renales.

La depuración de una sustancia se obtiene dividiendo la cantidad de dicha sustancia excretada en la orina

en la unidad de tiempo entre la cantidad que existe de dicha sustancia en unml de plasma.

Llamemos V’ el Vol. Minuto de orina; (Vol. recolectado/tiempo de recolección en minutos (cc/min.))

U a la concertación de una sustancia “x” en orina mg/ml y

P a la concentración de la sustancia x en 1 ml de plasma mg/ml

SI MULTIPLICAMOS U x V´ , NOS DARA LA CANTIDAD DE SUSTANCIA X EXCRETADA EN 1

min. y LA FORMULA DE LA DEPURACIÓN SERÁ: C = U x V

P

Leer la absorbancia nuevamente a 340 nm (DO2), llevando el aparato a 0 con agua destilada.

Generalmente se recolecta orina durante 12 o 24 horas.

Se escoge la CREATININA para medir la filtración glomerular porque el manejo renal de este metabolito

es muy parecido al de la Inulina y Manitol, por eso su Depuración es una medida muy aproximada de la

filtración glomerular, y se usa como índice de función glomerular.

EJEMPLO UN SUJETO TIENE 55 Kg. DE PESO Y MIDE 1.65 m, EL DOSAJE DE CREATININA EN

LA SANGRE ES 0.9 mg/dl EN SUERO.

Es decir 0.009 mg/ml entonces P = 0.009 mg/ml

El volumen urinario fue de 1500 cc en 24 horas: 1500/1440 – 1.04 ml/min., es decir V = 1.04 ml/min.

La concentración de creatinina en la orina fue de 100 mg %, es decir 1.5 mg/ml.

La depuración será:

C = 1.0x1.04 = 115 ml/min.

0.009

Quiere decir que 115 cc de plasma a su paso por el glomérulo han sido liberados de toda su creatinina en 1

minuto. PARA NUESTRO PACIENTE DE PESO: 55 Kg. Y TALLA: 1.65 m. le corresponde una ASC.

de 1.60 m2 de acuerdo al Nomograma según la fórmula de Du Bois.

Depuración corregida = depuración sin corregir x 1.73 / ASC = ml/min./1.73 m2 de ASC

ASC

115 mlmin 1.60 m2

X 1.73 m2

X= 115 x 1.73 = 124 ml/min./1.73 m2 ASC (DEPURACIÓN CORREGIDA)

1.60

METODO PARA EL DOSAJE DE CREATININA EN SANGRE Y ORINA

En esta práctica emplearemos el Método espectrofotométrico colorimétrico de la casa comercial WIENER

LAB. Que es el método de Jaffé modificado empleando picrato alcalino en medio taponado con glicina,

previa desproteinización de la muestra de suero con ácido pícrico directamente proporcional a la

concentración de creatinina cuando se mide en 510 mm de Longitud de onda. Se comparará con la

absorbancia de un patrón de creatinina de concentración conocida.

Equipos, Materiales y Reactivos

01 Espectrofotómetro y 01 Centrifuga clínica

Jeringa descartables de 10 ml con aguja 20 x 1”

Algodón, alcohol yodado y ligadura

09 tubos de ensayo de 13 x 100 mm en cada mesa

01 tubo de ensayo de 12 x 75 mm en cada mesa

06 Pipetas de 1 ml graduadas al 1/100 en cada mesa

03 Pipetas de 5 ml graduadas al 1/10 en cada mesa

Frasco con agua destilada 100 ml en cada mesa

Pipetas Pasteur de Vidrio (capilares) con chupón jebe, para separar sobrenadante.

Frascos de boca ancha de 1 litro de capacidad ó beakers de plástico de 1 litro para obtención de muestras

de orina.

Reactivo N° 1: Ácido Pícrico 41.4 mMol / Lt

Reactivo N° 2: Buffer de Glicina / Na OH 1 mol/Lt (pH = 12.4). Muy cáustico (alcalino): Precaución.

Sol. Standard de Creatinina: 2 mg/dl

Procedimiento

Recolectar muestra de orina de 12 ó 24 horas para dosaje de creatinina urinaria. Si se recolecta en frasco

estéril, la muestra guardada en refrigeración puede durar 4 días. Medir exacto el volumen y tiempo de

recolección. Anotar

El mismo día de la recolección de orina obtener la muestra de sangre para el dosaje de Creatinina sérica.

1.- Primer paso.- DESPROTEINIZACION de la muestra de suero:

En un tubo prueba 13 x 100 mm ó 12 x 75:

Medir 0.7 ml de suero y añadir 3.5 ml Reactivo N° 1 (ácido pícrico)

Mezclar por inversión y reposo 10 minutos.

Centrifugar a 3000 RPM x 5 min.

Separar el sobrenadante del suero con la pipeta Pasteur y trasladarlo a otro tubo y

marcarlo: Sobrenadante suero (SS).

2.- Disponer los tubos de prueba 13 x 100 mm según la siguiente tabla y marcarlos según lo indicado:

Tubos Blanco Standard Sobrenad del

Suero (SS)

Orina Dilución

1/50

Sobrenadante Suero SS ml 3

Sol St. : 2 mg/dl ml 0.5

Orina Dil 1/100 ml 0.5

Agua Destil. Ml 1.0 0.5 0.5

React Nº 1 (Ac.Pícrico 41.4 mMol/l) ml 2 2 2

React Nº 2 (Buffer Glicina alcalino pH 12.4) ml 0.5 0.5 0.5 0.5

Mezclar por inversión. Reposar 15 min. a Temp. Ambiente.

3.- Lecturas: Colocar el Espectrofotómetro en 510 mm de Long. Onda, y colocando el espectofotometro

en 100% de T osea 0% de Absorbancia.

Leer la Absorbancia de cada uno de los tubos anotando las absorbancias de: Blank, estándar,

sobrenadante del suero (SS) y de la orina diluida.

4.- Cálculos.

a.- Creatinina Sérica (Crs): mg/dl

Crs = Conc StX Abs suero = 2 X Abs suero – Abs Blank = mg/dl

Abs St – Abs blank Abs St – Abs Blank

b.- Creatinina en Orina (CrO): mg/dl

Exactamente igual al anterior, sustituyendo las absorbancias del suero por las de la orina y se multiplica

ademas por 100 (factor de dilución de la orina).

c.- Calcular la Depuración Creatinina Endógena (Corregida por el ASC):

Según: Depuración = U x V X 1.73 m2

P ASC m2

Nota: No se olvide de usar siempre las mismas unidades de medida para los cálculos

Por ejemplo:

U = CrO en mg/ml

V = Vol. Min ml/min

P = Crs mg/ml

Valores Referenciales

Depuración de Creatinina endógena:

Hombres: De 97 hasta 137 ml / min. / 1.73 m2 ASC

Promedio 120 ml / min. / 1.73 m2 ASC (+/- 25)

Mujeres: De 88 hasta 128 ml / min. / 1.73 m2 ASC

Promedio 85 ml / min. / 1.73 m2 ASC

Creatinina Sérica Adultos Varones: 0.8 a 1.2 mg / dl

Creatinina en Orina: 1.0 a 1.6 gm en 24 hs (15 a 25 mg/Kg. peso Corporal/24 hs)

Depuración de Creatinina Aumentada:

Gestación, Ejercicio físico.

Depuración de Creatinina Disminuida:

Insuficiencia renal glomerular ó Insuficiencia Cardiaca.

Edad avanzada: Disminuye aprox. 1 ml / min. / año después de los 40 años.

Medicamentos nefrotóxicos

Mala recolección urinaria

FUNCIONES DE CONCENTRACIÓN Y DILUCIÓN Fundamento

El riñón tiene una remarcable capacidad para regular el volumen urinario diario concentrado y diluyendo

la orina. Esta característica fisiológica es una de las más importantes del riñón normal, y se conoce desde

hace más de 50 años. Se realiza según un mecanismo de flujo a contracorriente multiplicador.

Adaptando el principio fisicoquímico del flujo térmico a contracorriente, a la presión osmótica diremos

que en el asa de Henle ocurre un fenómeno similar, lo mismo que a nivel de la Vasa Recta, pero con

electrolitos y que estudiamos con detalle en nuestras clases teóricas. Este mecanismo impide que se disipe

la gradiente de Osmolaridad llegando a tener así el intersticio medular y papila hasta 1200 mOsm/Kg.

agua. (El Plasma tiene 280 a 290 mOsm/Kg. agua). El trasporte activo de Cloro en el Asa de Henle es

también responsable del sostenimiento de esta alta osmolaridad en el interticio medular renal.

Esta práctica tiene por objeto aprender a medir estas capacidades de concentración y dilución de la orina

por el riñón a través de los parámetros fisiológicos siguientes:

Densidad Urinaria, relación Uosm/Posm, Cosm, TcH2O sometiendo a una persona sana a una dieta

hidropónica primero y luego a una sobrecarga acuosa.

Definiciones previas.-

Posm: Es la concentración osmolar plasmática, normalmente puede variar desde 280 a 290 mOsm/Kg

agua, es la concentración de solutos en el plasma.

Uosm: Es la concentración Osmolar urinaria ó concentración de solutos en la Orina u osmolaridad

Urinaria. Generalmente la orina es tres veces más concentrada que el plasma. El riñón reabsorbe agua

hasta concentrar el filtrado glomerular unas tres veces más que osmolaridad plasmática. Los valores

normales pueden variar desde 50 hasta casi 1200 mOsm/Kg. agua.

Uosm x V: Es la excreción de solutos por minuto, es la cantidad de solutos osmóticos activos excretados

por minuto.

Cosm: Depuración Osmolar: Uosm x V / Posm

Es el volumen de plasma que es depurado de sus solutos en la unidad de tiempo.

Representa la tasa a la cual las sustancias osmóticas activas son aclaradas ó depuradas del plasma. La

depuración basal ó endógena en el hombre tiene un rango del 1 al 3 % del filtrado glomerular.

CH2O: Es depuración de agua libre de solutos que se elimina por la orina por minuto.

Es igual al Volumen minuto menos la Dep Osmolar:

CH2O = V – Cosm

La depuración de agua libre es ese núcleo de agua en la orina en exceso de su depuración osmolar.

Durante la diuresis de agua caracterizada por la excreción de gran volumen de orina diluida debido a la

gran ingesta de agua, la diuresis se debe a la inhibición de la hormona antidiurética de la neurohipófisis.

Durante la diuresis de agua pura, de cualquier duración ó magnitud, la orina consiste de una mezcla de

agua osmoticamente obligada que se excreta disolviendo los solutos que es igual a la depuración osmolar,

mas un vol. de agua osmóticamente libre, es agua libre de solutos, literalmente es agua químicamente

pura, representada por CH2O. El flujo urinario total en este caso es la suma de estos dos términos:

V = Cosm + CH2O, de donde tenemos que: CH2O = V – Cosm

Tc H2O: Durante la concentración urinaria (Antidiuresis) la orina se concentra por encima de la

Osmolaridad Plasmática por sustracción dependiendo de la de agua libre de solutos del filtrado

glomerular, es agua que el organismo se reinfunde. En este caso el Vol. min. es menor que la dep.

Osmolar.

TcH2O = Cosm – V representa el volumen de agua reabsorbido a nivel tubular, esto concentra la orina

tubular.

Procedimiento

Para esta práctica se seleccionó a una persona a quien el día anterior se le hizo un dosaje de Osmolaridad

Plasmática y luego al día siguiente se le sometió a una prueba de hidropenia, es decir dieta seca, supresión

total de líquidos pero con una dieta normal en proteínas, hasta conseguir en lo posible una disminución del

3% del peso corporal.

A las 6 de la tarde miccionó (vejiga vacía), y se descartó esta orina y se anotó la hora exacta. Luego

empezó a recolectar toda la orina emitida, en un mismo frasco hasta las 6 am del día siguiente.

Dos horas mas tarde, 8 am, se obtuvo una segunda muestra de orina en recipiente a parte. En este

momento se obtuvo una muestra para determinar Osmolaridad Plasmática. Aquí termina el test de

Concentración.

Inmediatamente se inició la Prueba de Dilución, para ello se le dio a beber 20 ml de agua x cada Kg. de

peso corporal, con el objeto de probar su capacidad para diluir la orina. Se recolectaron las muestras

emitidas, cada una en frascos separados, cada 20 ó 30 minutos, según el protocolo del cuadro adjunto,

numerándose todas las muestras emitidas durante casi tres horas.

Al intermedio y al final de las recolecciones se obtuvieron muestras de sangre para determinar las

Osmolaridades plasmáticas, en el osmómetro. Para la práctica, a partir de estas muestras calcularemos las

Osmolaridades Urinarias a partir de las densidades y con los datos obtenidos de Volúmenes urinarios,

tiempos de recolección, Uosm, y Posm se determinarán, para cada muestra, los valores de U/P, Cosm,

TcH2O, y CH2O.

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9

8

7

6

5

4

3

2

1

HIPO

V1 > Cosm

HIPO

Cosm > V1

HIPER

TCH20 = Cosm - V1

ISO

Cosm

V 1

CH2O = V1 – Cosm

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12

Tabla-Protocolo de trabajo para las PRUEBAS de CONCENTRACIÓN

Y DILUCIÓN Urinaria Tiempos

de

Recolecc.

(minutos)

Tiempo

Acumulat

min

N°

de

Mues

tra

Vol.

Orina

ml

Vol.

Minut

ml/

min

Posm

mOsm

Kg

H2O

Densi

Dad

Urina

ria

Uosm

mOsm/

Kg

H2O

U/P Cosm Tc

H2O

ml/

min

CH2O

ml/

min

Prueba

De

CONCEN

TRACIÓN

Supres

líquidos

12 Hs 720 1a 432 298 ------

2 Hs 840 2a 60 ------

De

Inmedia

to

se hizo:

Prueba

De

DILU

CION

Inges

ta de

20

ml

agua/

Kg

Peso

Y se

Conti

Nuó

Reco

lec-

cion

30 30 3a 18 295 ------

25 55 4a 200 ----

20 75 5a 190 ----

22 97 6a 209 294 ----

20 117 7a 140 ----

18 135 8a 126 ----

15 150 9a 38 290 ----

A continuación graficar en papel milimetrado:

Volumen Urinario (ordenada) vs Densidades(abscisa)

Cosm((Ordenada) vs Vol. minuto (Abscisa), y determinar TcH20 y C H2O Interpretar los resultados de

cada prueba.

REGULACION RENAL DEL EQUILBRIO ACIDO I BASICO

Acidificación y/o alcalinizaci6n urinaria.

Introducción: Bases Fisiológicas:

Existen tres grandes procesos de regulaci6n del pH en los líquidos del organismo: el mecanismo de

intercambio i6nico (entre las células y los líquidos), el mecanismo respiratorio yel mecanismo renal.

Los riñones son los reguladores mas eficientes del equilibrio ácido básico, en vista de que realizan la

EXCRECION de los llamados ácidos fijos ó propiamente dichos, los HIDROGENIONES H+; mientras

los H+ se excretan,circulan en la sangre en equilibrio con los aniones correspondientes como el HC03- ,

con lo cual impiden cambios importantes en el pH. La cantidad de Hidrogeniones producidos en el curso

del metabolismo es de hasta 100 mEq. diarios ( 4.1 mEq/hora), dependiendo de la dieta. El Riñón se

encarga de excretarlos, al mismo tiempo que recobra el HC03- .La orina de un sujeto sano, con una dieta

normal mixta, es ácida y su pH habitual es de 6.0; el filtrado glomerular tiene un pH de 7.40. Esta

disminución en el pH urinario, se debe a que están siendo eliminados los Hidrogeniones por el riñón. La

magnitud de esta eliminación es variable de acuerdo con las exigencias fisiológicas del momento y se

refleja en el pH de la orina que puede variar de 4,0 hasta 8.0, según las necesidades del organismo. Cómo

se logra excretar una orina ácida ? Se logra por la adición de H+ secretados por las células de los túbulis

renales hacia la luz tubular lo cual permite la modificación de algunos ácidos que están disociados en el

plasma, pero que se convierten en formas no disociadas, al aumentar la acidez del medio. Por ejemplo las

relaciones entre el Na2HPO4 y el NaH2PO4 es de 4 a 1 en el plasma y en el filtrado glomerular donde el

pH es 7.40. Si se baja el pH por la adición de H+ esta relación disminuye hasta 4/100 (predominancia del

Fosfato ácido), y el pH urinario baja a 5.4.

Si la relación bajase hasta 1/99 (mayor predominancia aún del fosfato ácido) el pH llegará hasta 4.8.

El resultado neto de la producción de una orina ácida es la ganancia de un Na+ y SE RECUPERA EL

HCO3- La eliminación del H+ a cambio de un Na+ permite así retener el HC03- y tener reserva de HC03-

para situaciones de emergencia. Puede así entonces el riñón eliminar constantemente H+ sin vaciar el Na+

extracelular ni perder su bicarbonato en condiciones normales.

En el caso opuesto cuando hay alcalinidad aumentada se produce en el riñón el fenómeno inverso:

Disminuye la excreción tubular de H+, se reabsorbe menos bicarbonato, se excretará fosfato en la forma

Na2HPO4 y se pierden 2 Na+ y el efecto neto será la perdida de 2 Na+ (base), disminución del HC03- del

plasma y los ácidos orgánicos serán eliminados a un pH más alto en equilibrio con más Na+ que se

pierden. En resumen, pueden Ustedes pues darse cuenta que las diferentes funciones del mecanismo renal

responden a requerimientos específicos: en el caso de la acidosis, hay un incremento de la excreción de

ácidos y una conservación de base; en la alcalosis, hay un incremento de la excreción de base y

conservación de ácidos y el pH de la orina cambiará correspondientemente y puede variar como les acabo

de señalar en muestras de orina random desde pH 4.5 hasta 8.2. Esta capacidad de excretar cantidades

variables de ácido es de una gran importancia fisiológica porque convierte al riñón en el mecanismo de

defensa final contra cualquier cambia del pH corporal o de la composición anión-catión.

En la producción de orina ácida: Resultado neto:Ganancia de un sodio a cambio de excreción de de un H+.

Se recupera el NaHCO3. Eliminación constante de H+ sin vaciar el Na+ del LEC.-

EI otro mecanismo para regular del pH que opera en el riñón es la EXCRECION DEL H+ EN LA

FORMA DE ION AMONIO NH4+ O AMONIOGÉNESIS, a partir del NH3 de la glutamina o los

aminoácidos. El NH3 por lo general no se encuentra en el filtrado glomerular y por lotanto proviene de las

células del túbuli renal. Sin embargo su excreción no es rápida sino tardía y solo empieza a funcionar

después de un lapso prolongado de acidosis .. En la figura podemos ver como se conserva el sodio por

medio de la excreción del NH4+. El Na+ ingresa a favor de la salida de un H+, el cual con el NH3

proveniente de la desaminación de aminoácidos ode la glutamina, se excreta como NH4+.

AMONIOGÉNESIS:

El NH3 liberado por la Glutaminasa sirve para neutralizar las sustancias ácidas: NH3 + H+ NH4

Se conserva sodio por medio de la excreción de NH4, el sodio ingresa en favor de la salida de H+

EI NH3 neutraliza el H+ formando NH4; y el H+ con el NH3 se excretan como NH4. (ClNH4)

TEST DE SOBRE CARGA ÁCIDA CON CLORURO DE AMONIO (Durante tres días)

Un día antes de la prueba se recolecta orina de 24hs para acidez de titulación Basal. Luego se le prescribe

una dosis de 0.1 gm de Cloruro de amonio por Kg de peso corporal, durante tres días consecutivos y se va

recolectando la orina de 24 horas cada día, durante tres días. En cada una de las muestras de orina se

medirá el volumen y el pH, Acidez de titulación fosfática y acidez amoniacal. Se determinará el pH

sanguíneo basal y al final del test.

Fundamentode la prueba de sobrecarga ácida de Cloruro de amonio para medir la capacidad de

acidificación del túbuli urinario:

El Cloruro de amonio ingerido extrae H+ de la célula.

El Hígado depura el amonio que llega por la circulación portal y se produce la siguiente reacción que

libera H+:

2 NH4+ + CO2 ----------- CO(NH2) 2 + 2 H+ + H2O

(La conversión de amoniaco en urea e

acidificante.)

Acidificante

El H+ liberado se combina con el Na2HPO4 de la orina tubular:

Na2HPO4 + H+ NaH2PO4

Sal más ácida y baja el pH hasta

menos de pH 5.4 en la orina.

PRUEBA DE ACIDIFICACIÓN URINARIA MODIFICADA. (Durante de 6 horas).

Después de un desayuno normal se recogen 2 muestras de orina con una diferencia de una hora, luego se

le administra al paciente cloruro amónico a la dosis de 0.1 gm / Kg. Peso corporal por la vía oral. Se dará

en cápsulas de gelatina de 0.50 gm. De preferencia con tostadas y mermelada, recogiendo la orina durante

las 6 horas siguientes. Se extraen muestras de sangre antes y tres horas después de la administración del

Cloruro amónico. Con la carga administrada el pH urinario deberá descender por debajo de 5.4

En nuestra práctica solamente haremos una prueba de corta duración (2 horas) del siguiente modo:

Equipos, Materiales y Reactivos

pH Meter para determinación de pH sanguíneo

Potenciómetro para determinar pH en soluciones.

Cinta para determinación universal de pH

06 Cilindros graduados de vidrio o plástico de 500 ml

08 beakers de 50 ml

02 Pipetas de 5 ml graduadas al 0.1

02 Pipetas de 1 ml graduadas al 1/100

03 Buretas para titulación química

03 Ehrlemeyers de 500 ml con agua destilada

Fenolsulfotaleína indicador (PSP) sol alcohólica 1 % o Rojo fenol.

Sol. NaOH 0.1 Normal titulada, Formol 40 % 50ml.

Procedimiento

Colocar a una persona de prueba en reposo. Evacuar la vejiga por micción espontánea (con deseos de

orinar) y será la muestra basal. (identificarla). Determinar el pH sanguíneo al inicio de esta prueba.

Administraremos luego 400 ml de una solución de Cloruro de amonio al 0.5% en 15 minutos.

Iniciar la recolección de orina cada 20 min., por micción espontánea, en muestras separadas durante dos

horas.

Medir el Volumen y pH en cada una de las muestras de orina emitidas.

Determinaremos el pH sanguíneo basal y al final del test. Titularemos la acidez Fosfática y Amoniacal

urinaria con sol. valorada NaOH 0.1 Normal y retitulación de la acidez amoniacal previo tratamiento con

formol taponado:

Colocar en beakers : 5 ml orina + 1 gota Roja fenol. Titular con NaOH 0.1N hasta rosado.

Anotar gasto.

Corresponde a la acidez del Fosfato ácido. Cada ml NaOH gastado 0.1 mEq H+

Luego añadir 0.5 ml formol para extraer los H+ del Amonio y titular de nuevo la acidez amoniacal.

Hacer la sumatoria de acidez fosfática + amoniacal, acidez total y luego calcular la (H+) urinaria en mMol

/ litro. Calcular la Depuración de Hidrogeniones.

Emplearemos una persona normal como CONTROL a la cual le haremos la misma prueba anterior

sustituyendo el cloruro de amonio por una dosis de 25 ml de agua hervida y fría por kilo de peso corporal

así:

Colocar a una persona de prueba en reposo. Evacuar la vejiga por micción espontánea (con deseos de

orinar) y será la muestra basal. (identificarla). Determinar el pH sanguíneo al inicio de esta prueba.

Administraremos luego 25 ml de agua x Kg peso corporal en 15 minutos.

Iniciar la recolección de orina cada 20 min., por micción espontánea, en muestras separadas durante 2

horas.

Medir el Volumen y pH en cada una de las muestras de orina emitidas.

Determinaremos el pH sanguíneo basal y al final del test. Titularemos la acidez Fosfática y Amoniacal

urinaria exactamente igual como el caso anterior con sol. valorada NaOH 0.1 Normal y retitulación de la

acidez amoniacal previo tratamiento con formol taponado, todos los cálculos también se harán

exactamente iguales al caso anterior.

CÁLCULOS:

En la práctica anterior ya hemos aprendido como se calcula la Depuración de una sustancia, entonces si

hemos recolectado un volumen de orina en un plazo de tiempo determinado podemos calcular el Volumen

minuto y si conocemos las concentraciones de H+ urinarias y pH, y además se conocemos el pH

sanguíneo estamos en condiciones de poder calcular las respectivas depuraciones y evaluar la Depuración

del ión Hidrógeno.

CONCLUSIONES:

En la condición Basal encontraremos que: Dep H+ > Vol min

En la Acidosis como la concentración de H+ urinaria es mucho mayor que la sanguínea

tendremos: Dep H+ será > Vol. min.

en la Alcalosis será la inversa: Vol. min. > Dep H+

Para estos cálculos recordar que: D = U x V / P

y pH = -log (H+)

(H+) = antilog pH

-pH

(H+) = 10

EXAMEN QUIMICO DE ORINA INVESTIGACIÓN DE ALBÚMINA:

Excreción normal: Menos de 75 mg en 24hs. No detectable por los métodos habituales rutinarios.

Por métodos especiales se detectan cantidades menores y se llama microalbuminuria.

Para detectar presencia de albúmina se emplea el método del Ácido Sulfosalicílico al 3% así:

Filtrar la orina a través de papel de filtro.

Colocar 1 ml de orina filtrada en un tubo de ensayo

Añadir 1 ml de ácido sulfosalicílico. Reposar 5 minutos.

Si no se produce enturbiamiento no hay albúmina: Negativo

Si aparece enturbiamiento indica presencia albúmina.

El grado de turbiedad está en relación con la cantidad e albúmina presente.

Hacer un control negativo sustituyendo el ácido sulfosalicílico con 1 ml de

agua destilada y proceder exactamente igual. Comparar grados de turbidez.

Entre los métodos rutinarios cualitativos, el más simple: test de calor y acidificación:

Filtrar la orina a través de papel de filtro.

En tubo de ensayo hervir 3 ml orina filtrada, en mechero alcohol o Bunsen ó Baño María hirviente. Un

precipitado blanco ó floculante al hervir indica:

a) Proteína ó fosfatos.

b) Para diferenciar: Fosfatos: si al añadir ácido acético 5% desaparece la turbidez:

Fosfatos (Los fosfatos son solubles en medio ácido). Si hay

efervescencia: carbonatos presentes.

Proteínas: si al añadir ácido acético 5% la turbidez aumenta.

INVESTIGACIÓN DE GLUCOSA

Reacción de Benedict Cualitativa: Por reducción del cobre el solución alcalina y calor.

Colocar 3 ml de Benedict Cualitativo en tubo de ensayo. Añadir 0.3 ml orina

Hervir por 3 minutos en BM hirviente. Enfriar por reposo de 5 min.

Positivo: Precipitado rojo ladrillo al fondo del tubo

Negativo: Permanece azul o color verdoso sin precipitado.

Dan resultado positivo: Glucosa, lactosa, levulosa, pentosas.

TEST PARA ÁCIDOS BILIARES

Los ácidos biliares reducen la tensión superficial de los líquidos que las contienen:

Colocar 3 ml de orina en un tubo 18 x 150 ml.

Espolvoréese sobre la superficie peque cantidad de azufre pulverizado finamente (flor de azufre). Si el

azufre cae al fondo enseguida, la orina tiene ácidos biliares en cantidad mayor de 0.01 % ó más.

El cloroformo, alcohol, trementina, timol dan resultados falsos.

INVESTIGACIÓN DE CUERPO CETÓNICOS

En tubo ensayo colocar 3 ml orina, añadir 3 gotas ácido acético. Mezclar.

Añadir 1 ml de agua oxigenada. Luego, añadir unos 500 mg de nitroprusiato en polvo y agitar suave para

disolver. Colocar en zona 1 ml de hidróxido de amonio. Anillo verde en la interfase: positivo a cuerpos

cetónicos.

Referencias Bibliográficas:

Libro: Fisiología Renal, Autores Manuel y Carlos Ramírez Velasco

Editorial Escomel. Arequipa. Perú. 1a Ed. 1988.

Libro: Fisiología Medica Guyton 1996

PhysiologyandKidneyDiseases, Brow, LondiniunEdCo.2002. First Ed.

ROL FISIOLÓGICO DE LA PTIALINA (DIGESTIÓN DEL ALMIDÓN)

Fundamento Fisiológico

El alimento en la boca se mezcla con la saliva lo cual se favorece por la masticación que fragmenta las

partículas grandes de alimentos y mezcla a éste con las secreciones de las glándulas salivales. En las

glándulas salivales los gránulos secretorios (cimógeno) que contienen las enzimas salivales se descargan

en los conductos a partir de las células acinosas. Diariamente se secretan 1500 ml. de saliva y el pH es

ligeramente menor de 7.0, pero se aproxima a 8.0 durante la secreción activa. La saliva contiene dos

enzimas digestivas: la lipasa lingual, secretada por la glándula de la lengua, y la alfa amilasa salival

(ptialina) secretada por las glándulas salivales. La saliva también contiene mucinas, que son

glucoproteínas lubricantes del alimento y protectoras de la mucosa oral. Además contiene IgA,

inmunoglobulina que viene a ser la primera defensa inmunitaria contra bacterias y virus. La alfa amilasa

salival ataca al almidón. Sin embargo, el pH óptimo para esta enzima es de 6,7 y su acción es inhibida por

el jugo gástrico ácido en el momento del ingreso del alimento al estómago. El activador de la amilasa

salival es el cloro; siendo su substrato el almidón hidroliza los enlaces alfa 1 - 4 para producir dextrinas,

alfa-limitantes, maltotriosas y maltosa, siendo esta función hidrolítica la acción catalítica que

estudiaremos en la presente práctica. El almidón, polímero de la glucosa da color azul con la solución de

yodo. El almidón está constituido por un 15% - 20% de amilosa y un 80% - 85% de amilopectinas.

Objetivo

Estudiar la acción de la amilasa sobre el almidón y determinar los substratos y productos de la actividad

alfa-amilásica salival y el efecto del pH y activador enzimático sobre esta reacción enzimática ó digestión

hidrolítica.

Procedimiento

Digestión del substrato por la alfa-milasa salival:

Tubo No. 1 2 3 4

Sol. almidón 1 % ml. 2,0 2,0 2,0 2,0

Tampón fosfato pH 6,8 ml. 1,0 1,0 1,0 ----

HCI 0,3 N ml. ---- ---- ---- 3,4

CIN a 0,9% ml. 3,0 2,4 ---- ----

Agua destil. ml. ---- ---- 2,4 ---

Baño María 37 °C x 5'(Pre-

incubación,no añadir saliva

todavía

si si si si

Después de los 5 minutos,recién añadir: ----

Sol. amilasa salival ( diluída 1/20) ml. 0,6 0,6 0,6

Baño María 37°C x 20' si si si si

Luego se determinarán los substratos remanentes y los productos de degradación intermedia del almidón

en cada digerido:1.2.3 y 4, por separado, empleando soluciones de Lugol y Benedict cualitativo.

A. DETERMINACION DEL SUSTRATO

TUBOS N° 5 6 7 8

DIGERIDO DEL TUBO 1:ml 0.5 - - -

DIGERIDO DEL TUBO 2:ml - 0.5 - -

DIGERIDO DEL TUBO 3:ml - - 0.5 -

DIGERIDO DEL TUBO 4:ml - - - 0.5

HCl 0.05 N : mI 5 5 5 5

Sol. De Lugol: mI 0.5 0.5 0.5 0.5

Mezclar, reposar 15': Observar los resultados

B. DETERMINACION DEL PRODUCTO

TUBOS N° 9 10 11 12 13

DIGERIDO DEL TUBO l:ml 0.5 - - - -

DIGERIDO DEL TUBO 2:ml - 0.5 - - -

DIGERIDO DEL TUBO 3:ml - - 0.5 - -

DIGERIDO DEL TUBO 4:ml - - - 0.5 -

SOLUCION DE BENEDICT: mI 2 2 2 2 2

SOLUCION DE GLUCOSA 1 %: ml - - - - 0.5

Baño hirviente: 100° X 5'

Enfriar en agua helada y observar los resultados.

Conclusiones:

Influencia del pH salival y gástrico en la digestión del almidón.

Influencia del Cloro sobre la actividad de la amilasa salival.

Verificar la ubicación de los puntos de hidrólisis del almidón por acción de la alfa amilasa salival

FUNCIÓN DE LAS CÉLULAS PARIETALES DEL ESTÓMAGO.

ACIDEZ GÁSTRICA TOTAL ESTIMULADA Y DÉBITO

ACIDO/HORA. El Gastroenterólogo A. W. Kay describió un método con el objeto de lograr una estimulación máxima de

las células apriétales del estómago.

En el contexto de la fisiología gástrica, se considera condición basal aquella en la cual el paciente está en

completo ayuno después de haber dormido unas 6 horas tranquilamente, sin estar expuesto a ningún

estímulo visual, ni olfativo, ni auditivo.

Bajo control fluoroscópico debe insertarse una sonda naso-gástrica de modo que la punta de la sonda se

encuentre en la parte más baja del cuerpo del estómago. En seguida el paciente se coloca en decúbito

lateral izquierdo y escupe toda saliva que tenga durante toda la prueba. En estas condiciones la sonda se

conecta a una bomba de succión continua eléctrica y el contenido del estómago es aspirado continuamente

a presión negativa de 30 a 50 mmHg, se aspira primero todo el contenido gástrico de la noche anterior y se

descarta. Se recolecta luego J.G. durante los primeros 30 minutos y se mide el volumen y se conserva esta

primera muestra para trabajarla, es la muestra llamada BASAL. El flujo Gástrico debe ser chequeado a

menudo lo mismo que la succión. Luego debe inyectarse un antihistamínico como Clorotrimetón 20 mg

Intramuscular (para disminuir en lo posible los efectos colaterales de una fuerte dosis de Histamina que

recibirá luego). Se usa como estimulante de la célula parietal.

Fosfato de Histamina a una dosis de 0.04 mg x Kg. de peso, vía subcutánea, ó mejor Pentagastrina: 6

microgramos x Kg. peso.

Se continúa recolectando las muestras de jugo gástrico durante los lapsos de tiempo de 15 min. cada uno y

que son los siguientes:

0 a 15 min.; 15 a 30 min.; 30 a 45 min. y 45 a 60 min.

Se medirá la acidez de titulación e cada una de las muestras empleando NaOH 0.1 Normal, hasta la

neutralización, empleando indicador de Fenoltaleína solución alcohólica al 1%.

Procedimiento

Identificación de las Muestras I II III IV V

Descripción de los tiempos Primera

Muestra

(Basal)

Inyectar

Antihistamínico y

luego Histamina ó

Pentagastrina

0 a 15

min.

15 a 30

min.

30 a 45

min.

45 a 60

min.

Tiempos de recolección 30 min. 15 min. 15 min. 15 min. 15 min.

Anotar los volúmenes

Recolectados cada vez (ml)

De cada una de las muestras

anteriores medir:

Jugo Gástrico (ml) 10 ml 10 ml 10 ml 10 ml 10 ml

Agregar:

Agua Destilada (ml) 10 ml 10 ml 10 ml 10 ml 10 ml

Indic. Fenoltaleína (gotas) II II II II II

Agitar suavemente sí sí sí sí sí

Anotar la cantidad gastada de

NaOH 0.1 N en la titulación

Resultados según Cálculos

(expresados en mEq/litro)

Luego se titularán cada una de las muestras obtenidas por separado, empleando Solución de NaOH 0.1

Normal, gota a gota, agitando suavemente después de la adición de cada gota de NaOH, hasta la aparición

de un color rosado muy tenue y persistente, color que indica la completa neutralización del ácido del Jugo

Gástrico.

CALCULOS:

Ejemplo: Se gastó 2.40 ml en la titulación de una de las muestras

Cada 1 ml de NaOH 0.1 N que se gaste en la titulación indica – 0.1 mEq. H+

2.40 ml de NaOH 0.1 N gastados indicarán ------------ X mEq. H+

2.4 x 0.1 = 0.24 mEq.H+

1

0.24………………….10 ml de Jugo Gástrico usado

x .............................1000

0.24 x 1000 = 24 mEq.H+ / lt de Jugo Gástrico

10

En este caso hemos calculado la concentración ácida expresada en mEq.H+/cada litro de jugo gástrico,

estas son unidades de expresión química en rigor. Pero en fisiología expresamos la acidez en débito acido

Es decir la cantidad de acidez generada en un tiempo determinado, por ejemplo cada 24 horas.

En el ejemplo anterior encontramos 0.24 mEqH+ en el volumen de 10 ml de jugo gástrico usado, si en los

primeros 15 minutos se obtuvieron 30 cc de jugo gástrico tendremos:

En 10 ml jugo gástrico = 024 mEqH+

En los 30 ml obtenidos en los primeros 15 minutos tendremos: X

X = 30 x 024 / 10 = 072 mEqH+ en 15 minutos.

Esto se llama debito acido. Y es el débito acido de los primeros 15 minutos, asi continuaremos en la

misma forma calculando el débito acido para los 30, 45 y 60 minutos. La sumatoria de estos 4 valores será

por consiguiente el débito acido/ hora o gasto acido de la célula parietal.

Valores Referenciales

Residuo Gástrico Después de 12 hs de ayuno: 20 a 100 ml (generalmente menos de 50 ml)

pH: 1.5 a 3.5

Acidez sin Estímulo: 1 a 4 mEq H+ / litro

Acidez post estímulo (Kay) ó Pentagastrina: 10 a 120 mEqH+ / litro

Débito Ácido Basal/hora: Normal Hombres: 1 a 10.5 mEq/hora

Mujeres: 1 a 5.6 mEq/hora

Débito Ácido Máximo/hora: Normal Hombres: 12 a 60 mEq/hora

Mujeres: 8 a 40 mEq/hora

MOTILIDAD INTESTINAL

1. Introducción

El esófago, el estómago y los intestinos tienen inervación parasimpática predominante. La acetilcolinaes el

neurotransmisor de este sistema y actúa como un agonista de la motilidad intestinal.

2. Material

Equipo para órganos aislados

Conejo Algodón embebido en aceite

Quimógrafo Acetilcolina

Equipo de disección Pilocarpina

Solución de Ringer para mamiferos Adrenalina

Suero fisiológico Atropina

Bañomaría a 40 °C Tesmostato

Balón de oxígeno

3. Método

3.1. Experimento No. 1

Se sacrifica al animal y se realiza una laparotomía para resecar una segmento de intestino delgado de unos

20 centímetros. Se marca el extremo proximal. Se lava la pieza operatorio con suero fisiológico, se le

sumerge en un baño de solución de Ringer a 40 °C y se fija a la palanca inscriptora de1 quimógrafo. Se

mantiene oxigenado e! medio por burbujeo constante.

Se realiza el registro de la actividad intestinal basa1.

.

3.2. Experimento No. 2

Se añade unas gotas de acetilcolina en el bañornaría yse obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.

3.3. Experimento No. 3

Se añade unas gotas de pilocarpina en el bañomaría y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.

3.4. Experimento No. 4

Se añade unas gotas de adrenalina en el bañomaría y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.

3.5. Experimento No. 5

Se añade unas gotas de pilocarpina en el bañomaría y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.

3.6. Experimento No. 6

Se añade unas gotas de atropina en el bañomaría y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.

3.7. Experimento No. 7

Se suspende la oxigenación y se obtiene un nuevo registro en el quimógrafo.

3.8. Experimento No. 8

Se introduce un pedazo de algodón embebido en aceite en el extremo proximal intestinal y se observa su

progresión.

4. Discusión

MOTILIDAD GASTRO-INTESTINAL

Objetivo

El objeto de esta práctica es estudiar los movimientos peristálticos rítmicos del aparato gastrointestinal y el

control que el Sistema Nervioso Autonómico tanto Simpático como Parasimpático ejercen sobre la

motilidad gástrica e intestinal; además demostraremos la influencia de los neurotransmisores acetilcolina y

adrenalina sobre las funciones de contracción y relajación de la musculatura lisa gastrointestinal.

Introducción

La actividad motora del estómago está gobernada fundamentalmente por dos tipos de inervación ó redes

de fibras nerviosas: una intrínseca a la vía gastrointestinal y otra extrínseca.

a.-La inervación intrínseca del estómago comprende dos plexos interconectados el plexo Mientérico de

Auerbach y el plexo submucoso de Meissner dentro de la pared estomacal, como lo hacen a través de toda

la vía intestinal. Estos plexos son directamente responsables de la peristalsis y otras contracciones. Como

este sistema es continuo entre el estómago y el duodeno, la peristalsis del antro influencia la peristalsis del

bulbo duodenal.

b.- La inervación extrínseca es autonómica dual y proviene del Sistema Nervioso Autónomo: la Simpática

de actividad noradrenérgica inhibidora, vía plexo celíaco; y la Parasimpática de actividad colinérgica

excitatoria, vía del Nervio Vago.

La inervación simpática inhibe la motilidad lisa, pero contrae los esfínteres; y la parasimpática estimula la

contracción de la fibra m. lisa pero relaja los esfínteres. Estos dos sistemas juntos modifican la actividad

motora coordinada que se origina independientemente en el sistema intrínseco.

Existe además un marcapaso controlador en la curvatura mayor del cuerpo del estómago dentro de la capa

muscular longitudinal. Este marcapaso es responsable del ritmo y frecuencia de las contracciones gástricas

y genera una onda excitatoria que tiene un ritmo eléctrico basal (REB)de una frecuencia de 3/min. y una

velocidad de 1 cm./seg. cuando pasa por el cuerpo del estómago, y aumenta hasta 3-4 cm./seg. cuando

pasa por el antro.

El sistema nervioso entérico se conecta con el SNC mediante fibras simpáticas y parasimpáticas, pero es

capaz de funcionar de manera autónoma sin estas conexiones. El plexo mientérico inerva las capas de

músculo liso circular y longitudinal y tiene a su cargo principalmente el control motor; en cambio el plexo

submucoso inerva el epitelio glandular, las células intestinales endocrinas y los vasos sanguíneos de la

submucosa y además está involucrado sobre todo en el control de la secreción intestinal. Los

neurotransmisores en el sistema nervioso entérico incluyen la acetilcolina, noradrenalina, serotonina,

Gaba, ATP, Oxido nítrico, CO y numerosos péptidos, CCK, endotelina 2, SustanciaP, Neuropéptido Y,

VIP, etc.

El PERISTALTISMO es una respuesta refleja que se inicia cuando la pared del intestino se elonga por el

contenido en el lumen y se presenta en todas las partes de la vía gastrointestinal desde el esófago hasta el

recto. Esta elongación inicia una onda de contracción circular detrás del estímulo y una de relajación en el

frente de éste. Esta onda de contracción se mueve en dirección oral-caudal para impulsar hacia adelante

los contenidos del lumen a una velocidad variable entre 2 a 25 cm. /seg.

Aunque la actividad peristáltica puede aumentarse o disminuirse mediante la actividad autónoma del

intestino, su presencia es independiente de la inervación extrínseca.

El estiramiento local libera serotonina que activa las neuronas sensitivas que a su vez activan el plexo

mientérico. Las neuronas colinérgicas que pasan en dirección retrógrada en este plexo mientérico activan a

las neuronas liberadoras de la sustancia P, así como de acetilcolina y dan lugar a la contracción del

músculo liso. Al mismo tiempo, las neuronas que pasan en dirección anterógrada activan a las neuronas

secretoras de NO, VIP, Y ATP para producir la relajación que precede al estímulo.

El REB del músculo liso gastrointestinal trabaja a un potencial de membrana entre -65 y - 45 mV. Este

REB se inicia en las células intersticiales de Cajal, que son células mesenquimatosas estrelladas similares

al músculo liso y actúan como marcapasos, estas células de Cajal envían múltiples prolongaciones hacia el

músculo liso intestinal. .El REB por sí solo rara vez produce contracción muscular, pero los potenciales de

espiga sobrepuestos a la mayor parte de las porciones despolarizadas de la ondas del REB incrementan la

tensión (contracción) muscular. Las despolarizaciones se deben al ingreso del Calcio y las

repolarizaciones a la salida del K. Muchos polipéptidos y neurotransmisores afectan esta onda de ritmo

eléctrico basal por ejemplo la acetilcolina incrementa la cantidad de espigas y la tensión (contracción de la

F m lisa) en tanto que la adrenalina disminuye la cantidad de espigas y la tensión. En el estómago la

frecuencia del REB es de 4/min., en el duodeno 12/min., colon, 9/min., ciego 16/min. Por lo tanto el rol

fisiológico del REB es coordinar la actividad peristáltica y otras actividades motoras gastrointestinales.

Las contracciones se producen solamente durante la parte despolarizante de las ondas. Si hacemos una

vagotomía el peristaltismo estomacal de hace irregular ó a veces caótico. La motilidad gastrointestinal y la

secreción es regulada también por polipéptidos biológicamente activos que son segregados por las células

nerviosas y las células glandulares de la mucosa, algunas son paracrinas y otras endocrinas y se les llama

hormonas gastrointestinales, aunque sus efectos fisiológicos son discretos, sin embargo sus alteraciones

pueden producir enfermedades del tránsito intestinal (ejemplo algunas diarreas motoras).

Se agrupan en familias, y entre algunas ellas tenemos:

Familia de la Gastrina: Gastrina y CCK (ó CCK-PZ: Colecistoquinina-pancreocimina)

Familia de la Secretinas: GIP, Secretina, VIP, enterogastrona.

Otros grupos: Motilina, Sustancia P, Serotonina.

Materiales, equipos, animales de experimentación y reactivos.-Para cada mesa de trabajos prácticos:

Materiales:

01 sapo vivo

Tabla de corcho para soporte y fijación anfibio

Alfileres para sujeción extremidades

01 par guantes descantables

Equipo de disección quirúrgico

Estilete para sección medular y tijera, algodón

04 jeringas descartables de 3 ml

01 Aguja descartable de 18 G x 1 ½

01 Aguja descart. doblada en 90°

3 hilos blancos de 15 cm. largo N° 50 para las

ligaduras

Cánula de vidrio 2mm diám. ad-hoc

Reactivos:

Solución de Ringer para anfibio fresca a 30 °C

Col. Azul de metileno

Sol. Acetilcolina 1%

Sol. Adrenalina 1%

Sol. Atropina 1%

Prostigmine (Neostigmina): 0.5 mg / 1ml ampolla

parasimpáticomimétrico.

Procedimiento

l.- El alumno realizará la preparación de sapo espinal según lo aprendido para producir el shock espinal en

el sapo (Ver práctica de reflejos en animal espinal) y realizará la hemostasia con algodón por compresión.

2.- Disección: Sujetar luego el animal en posición decúbito dorsal en la tabla de fijación con los alfileres y

realizar un corte en toda la línea medio abdominal y seguir disecando por planos hasta llegar al peritoneo.

3.-Abrir la cavidad abdominal en la misma forma y localizar el estómago cardias, estómago, píloro e

intestinos. Observar de inmediato y muy cuidadosamente los movimientos peristálticos espontáneos del

estómago e intestinos. Anote estas observaciones basales . Si estuviesen ausentes estimularlos

mecánicamente.

4.- Con un algodón mojado en Ringer-Batracio a 30° mantener en todo momento la preparación bien

húmeda con instilaciones abundantes de la sol. Ringer.

5.- Aplicar sobre el estómago e intestino (en cada uno) 6 gotas de cada una de las siguientes soluciones en

el orden: a, b, c, d, e siguiente:

a.- Acetilcolina: observar visualmente la respuesta, anotar y lavar con Ringer

b.- Adrenalina: observar visualmente la respuesta, anotar y lavar con Ringer

c.- Fisostigmina: observar visualmente la respuesta, anotar y lavar con Ringer

d.- Atropina: observar visualmente la respuesta, anotar y lavar con Ringer

e.- Al final, nuevamente Acetilcolina: observar visualmente la respuesta, anotar y lavar con Ringer.

Graduar las observaciones visuales de relajación o contracción con cruces, comparando con los

movimientos peristálticos espontáneos del inicio del experimento.

Conclusiones y Comentario

EFECTOS DE LA HORMONA TIROIDE EN RATONES

Introducción

EI trabajo biológico tiene como fuente de energía a los enlaces intramoleculares y puede ser medido en

condiciones de actividad o reposo. A esta última condición se le denomina METABOLISMO

BASAL, que puede ser medido directamente por el método calorimétrico oindirectamente por el

consumo de oxígeno.

Las hormonas tiroideas incrementan el metabolismo basal, el consumo de oxígeno por los tejidos y

la producción de calor por el organismo. Estas hormonas activan los procesos oxidativos celulares.

En humanos, extirpación de la glándula tiroidea disminuye el consumo de oxígeno a cifras inferiores, del

30 a 50% de lo normal. En los hipertiroideos aumenta el consumo de oxígeno.

EI aumento odisminución del metabolismo basal a partir de la determinación del consumo de oxígeno se

empleó como un método diagnóstico del hipertiroidismo y del hipotiroidismo. En los sujetos

hipertiroideos con sintomatología definida el metabolismo basal está incrementado en 40 a 60% y puede

superar más del 100%. Al aumentar el metabolismo disminuyen las reservas de carbohidratos y se emplea

grasas para cubrir las necesidades metabólicas. Este produce pérdida de peso y aumento de la temperatura

corporal. Debido a que los mecanismos de disipación de calor están sobrecargados, los sujetos

hipertiroideos toleran muy mal los ambientes cálidos. Las hormonas tiroideas aumentan la frecuencia

cardiaca y la presión arterial sistólica.

EI sujeto hipotiroideo presenta síntomas opuestos: metabolismo bajo, temperatura inferior a la normal,

depósito de grasa y reacciones lentas.

En la presente práctica se comparará los metabolismos de ratones hipotiroideos e hipertiroideos con

ratones eutiroideos ( normales).

Diez a quince días antes del experimento se toma ratones machos adultos jóvenes, de la misma edad y

similar peso. Se los coloca en jaulas separadas, que se rotulan eutiroideo, hipertiroideo e hipotiroideo. Los

ratones serán pesados todos los días.

EI ratón hipertiroideo recibe diariamente 15 ug. D levotiroxina. EI ratónhipotiroideo recibe diariamente

1.25 g de metimazol.

Material

Ratones

Jaulas

Jaulas ó cámaras

metabó1icas

Cal sodada

Metimazol

Levotiroxina

Termómetro

Plastilina

Método

Experimento N° 1

Se coloca en tres jaulas metabó1icas a un ratón eutiroideo, uno hipertiroideo y uno hipotiroideo.

Las jaulas o cámaras metabó1icas deben contener cal sodada. Se recomienda que los animales reciban

luz, ya que esta permite que se mantengan quietos, pues los ratones son muy susceptibles a los ruidos a los

movimientos bruscos.

Se coloca un termómetro dentro de cada jaula metabólica. Se espera cinco minutos para que se equilibre la

temperatura dentro de la jaula y se registra.

Se humedece el interior de la pipeta colocada en la tapa de la jaula metab61ica con agua jabonosa.

Se coloca una película de espuma de jabón al final de la pipeta y se observara como, a que medida que el

animal va consumiendo el oxígeno, la película de jabón va moviendo a lo largo de la pipeta. EI CO2

producido será absorbido por la cal sodada.

Con un cronómetro se determina el tiempo requerido para consumir 1 cm3 de oxigeno y se convierte los

segundos en fracción centesimal.

A continuación se calcula en consumo de oxígeno por minuto del animal y se convierte litros por hora.

Este volumen calculado se encuentra en condiciones ATPS y debe ser convertido en condiciones STPD de

acuerdo a la siguiente fórmula:

o

Vo STPD = {[Vol ATPS x (Pb - PH2O / Ts)] / 760} x [273 / (273 + Ts)]

Donde:

Vol = L/h

Pb= presión barométrica.

PH2O= presión de vapor de agua Ts= temperatura del aparto

EI valor cal6rico del oxigeno varia según el cociente respiratorio. Con una dieta promedio el cociente

respiratorio es 0.8 y el equivalente cal6ricodel Oxígeno es 4.8 Kcal/l, por 1o que el número de calorías

por hora será:

Cal/h = 4.8 cal/l x L/h

Dado que el número de calorías es proporcional al peso y a la superficie corporal, entonces:

S=K x W2/3

o

S = K x logW X 2/3

Donde:

S = superficie corporal

K =constante de von Muralt

Equivalentes calóricos a diferentes

Cocientes respiratorios (R)

R no proteico

Equivalente calórico en cal/L

0.70

0.75

0.80

0.85

0.90

1.00

4.69

4.74

4.80

4.86

4.92

5.05

Animal

Constante de von Muralt

Hombre

Conejo

Caballo

Ratón

12.3

11.2

8.5

11.4

EI resultado esta expresado en centímetros cuadrados y debe convertirse a metro cuadrados:

m2

= cm2/10000

EI metabolismo es igual:

Metabolismo =(cal/h) / S en m2

o

Metabolismo =cal/m2/h

Consideremos un ejemplo práctico:

MEDICIÓN DE LAS Kcal PRODUCIDAS EN UN RATÓN EN SU

METABOLISMO Peso del ratón: 28 g

1) Consumo de O2 en ml/min

Si el ratón en 40 seg consumió 1ml de O2

en 60 seg cosumirá x ml de O2

min/5,140

)1()60(2

22 Odeml

seg

OdemlsegOxml

2) Consumo de O2, enml/h , en condiciones ATPS

El ratón consume 1,5 ml de oxígeno en 1 min

El ratón consumirá x ml de oxígeno en 60 min

Consumo de O2 en 1 hora = hOdemlOdeml

hOmlx /90min1

min)60()5,1(/ 2

22 en

condiciones ATPS

3) Consumo de O2 en ml/h en condiciones STPD

a) 90 ml/h = 0,09 L/h

b) Encontrar el factor de conversión: Si la presión barométrica fue de 754 mm de

Hg y la temperatura fue de 37ºC encontramos en la tabla que el factor de conversión es 0,867.

c) Multiplicando el consumo de O2 en ml/h por el factor de conversión tendremos:

(0,09 L/h) (0,867)= 0,078 L de O2/h como consumo en condiciones STPD.

4) ¿Cuántas Kcal se habrán producido cuando el ratón en su metabolismo

consumió 0,078 L/ de oxígeno, en condiciones STPD?

a) Sabemos que en una dieta mixta el equivalente calórico del O2 es de 4,825 Kcal/L

de oxígeno.

b) Entonces podemos calcular las Kcal/h producidas por nuestro ratón, razonando

así:

1 L de 02 ………………………….equivale a 4,835 Kcal

0,078 L de O2 equivale a…………………x Kcal

O sea:

hkcalOdeL

kcalhOdeLKcalx /367,0

1

)825,4(/078,0

2

2

c) Pero para poder comparar un indivíduo con otro debemos referir este resultado al

área de superficie corporal (ASC).

i) Calculo del ASC: peso del ratón de 28g de peso

ASC = )(4,11 3/2peso

según Mulralt la K=11.4

ii) Aplicando la fórmula en nuestro ratón:

233 23/2 11,105)22,9(4,11)784(4,11)28(4,11)28(4,11 cmASC

iii) Convertir los cm2 a m

2:

1 m2 tiene 100 cm(100 cm)= 10.000 cm

2

Luego nuestro ratón tiene como ASC:

22

01,0000.10

105m

cmcomo ASC en m

2

iv) Entonces nuestro ratón produce 0,376 kcal/h/0,01 m2

5) ¿Cuántas Kcal por m2/h produce nuestro ratón?

Si el animalito produce 0,376 kcal por 0,01 m2

Entonces producirá x Kcal por 1,00 m2

X Kcal/m2/h= hmmKcal

m

mKcal m

N//6,37

01,0

)1()376,0( 2

2

2

(RESPUESTA)

ATPS: Ambient Temperature Pressure saturated (con vapor de agua)

STPD: standard temperatura and pressure dry

El consume de Oxígeno y CO2 producido son estandarizados a la temperatura standard (0ºC) a la

presión barométrica a nivel del mar (760 mm de Hg) y a condición de gas seco.

Profesor Enrique Avila Zamora

Lima 13 de noviembre del 2010

GONADOTROFINA CORIONICA HUMANA

CORION PLACENTARIO Embriol y Estructura Liso y Frondoso (Vellosidades) DIBUJO PRACTICA

hCGH crv 2013: Fases : Fecundación Blastómero de dos células a las 24 hs; luego 4 células a las 6 hs;

16 células al 4º día ; Sigue la multiplic celular hasta MORULA; Luego Blastociste y Blastocele;

Luego viene la IMPLANTACION del blastocisto en mucosa uterina a los 6 días de la fecundación;

Luego numerosas células del citotrofoblasto se convertirán en sincitio trofoblasto y éste en el Corion

Liso y otras corion frondoso o velocidades , es el Corion velloso.. Así la Placenta tendrá dos partes Fetal

(Corion ) y Materna (mucosa uterina). Veamos pues las figuras para mejor repasar la embriología del

CORION , antes de entrar a la Fisiología de la hormona hCGH: Son 4 figuras de la Embriología :

Fig N° 1

Fig N° 2

FIG N° 2

Figura N°3

Fig N° 4

La Gonadotrofina aperece precozmente y desde ya funciona:

El Corion Placentario secreta a partir del TERCER mes la PROGESTERONA, hCG , Relaxina,

Somatotrofina o Lactógeno placentario humano (HPL)

Fig.

4

TOLERANCIA A LA GLUCOSA

Introducción

La glicemia en condiciones basales, varía entre 70 y 110 mg/dl, ( 0 3.8 a 5.6 mmol/L. )En la diabetes

mellitus se presenta elevación de la glicemia en ayunas

En la práctica vamos a estudiar la respuesta del organismo a una carga de glucosa es el llamado test de

Tolerancia a la glucosa..

Material

Sujeto de prueba en ayunas.

Glucosa 75 gr. Anhidra disuelta en 300 ml de agua más zumo de tres limones.

Glucómetro "Glucotrend" con las cintas reactivas.

Balanza.

Tallímetro.

Tubos de prueba.

Pipetas.

1 fiola de 100 ml.

Matraz de 1000 ml.

Reactivos para análisis de glucosa en orina:

Sulfato de cobre (puro cristalizado) 17.3 g

Citrato de sodio o potasio (cristalizado) 173.0 g Carbonato

de sodio (cristalizado) 200.0 g

Agua destilada, c.s.p. 1000.0 ml

Peso previo:

Colocar el chip del glucómetro.

Encender y ver el número de cinta reactiva que reconoce para su uso.

Colocar la tira reactiva en el glucómetro para su reconocimiento.

Método

Experimento N° 1

Pesar y tallar al alumno en estado de ayuno de 12 horas.

Hacer una determinación de glicemia en ayunas y después administrar una solución de 75 gr de glucosa.

Obtener muestras de sangre cada 30 minutos por 2 horas y determinar la glicemia. Simultánea buscar

presencia de glucosa en orina.Construir el gráfico correspondiente.

EXPERIMENTO N°2: Test de Benedict

EI test de Benedict puede detectar concentraciones tan pequeñas como 0.15 a 0.2 por ciento de glucosa. La

solución de Benedict no es reducida por el ácido úrico, la creatinina, c1oroformo ó aldehídos.

DIABETES EXPERIMENTAL ALLOXANTICA

Introducción

En la práctica la Diabetes Mellitus se presenta en dos modalidades. Insulina Dependiente (tipo 1) e

Insulina No Dependiente (tipo 2). Estudiaremos la Diabetes de Tipo I por medio de la destrucción

experimental de las células beta del páncreas por medio de la administración intraperitoneal de una

sustancia tóxica Alloxan en la rata , es la Diabetes experimental. Diferenciaremos la glucosuria diabética

de la glucosuria renal y para ello emplearemos además, en esta práctica otra sustancia tóxica, el Phlorizin

(Floricina) que es un glucósido que provoca glucosuria en el mamífero . La floricina es un veneno

enzimático que disminuye la cantidad de energía disponible para el transporte activo de la glucosa desde la

luz del túbuli proximal al interior de la célula tubular y desde ésta a la sangre y disminuye la reabsorción

tubular de glucosa., es decir, intoxica al túbulí renal produciendo glucosuria renal, (que es una afección

tubular en la cual aparece glucosa en la orina con niveles normales de glucosa en la sangre). Sabemos que

los estudios con micropunción han demostrado que la glucosa es reabsorbida completamente en el tubo

proximal y su depuración es cero. La administración del tóxico floricina produce aclaramiento de la

glucosa y esta tasa de aclaramiento de la glucosa va aumentando hasta igualar a la inulina, esto

demuestra que la floricina disminuye la reabsorción tubular de glucosa y puede llegar a producir un

bloqueo completo de la reabsorción tubular de la glucosa y así se explica presencia de glucosuria renal

por floricina. En la Diabetes Mellitus el orígen de la glucosuria es diferente siendo el mecanismo primario

la hiperglicemia y cuando la glucosa en el plasma va incrementando hasta llegar a un nivel en que las

células tubulares proximales alcanzan su máxima capacidad de reabsorción de la glucosa; y es cuando la

carga de glucosa filtrada por los glomérulos rebasa la capacidad máxima de reabsorción de los túbulis que

aparece glucosa en la orina. El valor medio de la TmG es de 375 mg/min/1.73 m2 para los hombres y 303

mg/min/1.73 m2 para las mujeres.

En la Diabetes Mellitus existe un nivel elevado previo de glucosa en la sangre antes de que aparezca

glucosuria.

Materiales y Reactivos y Animales de experimentación.

3 Animales de experimentación: ratas de 200 a 300 gr. De peso, bien hidratadas en ayunas.

3 Jaulas metabólicas.

3 Jeringas de insulina

3 Jeringa con aguja de 5 ml.

Alloxan en solución 4% (4000 mg en 100 ml de suero fisiológico).

1 glucómetro con cintas reactivas.

Insulina cristalina

Phlorizin ( Floricina ) en solución al 4% en solución

salina.

1 tijera.

2 tubos de prueba.

Reactivos de Benedict

Procedimiento

Identificar tres ratas A, B, y C .

Determinar la glicemia basal en las tres ratas previamente pesadas (la muestra de sangre se obtiene de la

cola a través de un corte en el extremo).

Administrar vía intraperitoneal:

- A la rata A (control) se administra vía intraperitoneal 1.5 ml de Suero fisiológico.

- A la rata B: se administra vía intraperitoneal Alloxanen solución al 4% a la dosis de 200 mg. par

kilogramo de peso corporal.

- A la rata C: se administra vía intraperitoneal Phorizin en solución al 4% a la dosis de 200 mg. por

kilogramo de peso corporal.

En la rata B hacer control cada 5 minutos hasta que se haga diabética, y luego cada 20 minutos.

A la rata diabética administrar Insulina intraperitoneal a la dosis de 1 U! por cada 100 gramos de

peso.

Discusión