MANUAL DE LABORATORIO

PROGRAMA DE MEDICO CIRUJANO

MATERIA FISIOLOGIA HUMANA I

Autores

MC.RAUL H. LOYA LUNA MDB.MIGUEL ANGEL ROSALES SERRANO M en C ALBERTO WECKMANN ORTEGA

M en C BLAS H. IBARRA RETANA

PREFACIO

En esta tercera revisión, los autores han realizado en forma extensa las revisiones y adiciones en casos necesarios del manual, continuando con el mismo formato los objetivos seguirán siendo los mismos, en la práctica, se le presentara al estudiante de medicina un manual de prácticas de laboratorio, necesario para conocimientos previos de métodos y procedimientos a realizar

El presente manual tiene la finalidad de presentar al estudiante, lo conocimientos necesarios para efectuar cada una de las prácticas que realizará durante el semestre, informándole los objetivos, metodologías, paso a paso, el material necesario para cada una de las prácticas que debe realizar; durante el semestre: siendo necesario por parte del alumno la presentación de un protocolo por equipo de cada practica, con los resultados y conclusiones obtenidos en cada una de ellas.

Esperando que este manual sea útil, y que facilite la enseñanza hacia el alumno, deseamos para ellos un mayor aprovechamiento, y que tengan un mejor desempeño dentro del laboratorio.

Nos queda desear el máximo beneficio y provecho del manual a todos los estudiantes.

DATOS GENERALES DE LA ASIGNATURA

NOMBRE: LABORATORIO DE FISIOLOGÍA HUMANA I.COORDINADOR: ACADEMIA DE FISIOLOGÍA.CARACTER: OBLIGATORIO.TIPO: TEÓRICO - PRÁCTICO.UBICACIÓN: SEGUNDO SEMESTREÁREA: FISIOLOGÍA.DURACIÓN: SEMESTRAL.NUMERO DE HORAS: 137HRSTEORIA: 80 HORAS (SESIONES DE 5.HORAS-SEMANA)PRACTICA: 57 HORAS (SESIONES DE 5 HORAS-SEMANA)CRÉDITOS: 15CLAVE: BAS0005-00REQUISITOS ACADÉMICOS: ANATOMIA -HISTOLOGIA

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OBJETIVOS GENERALES

1.- El alumno corroborará los conocimientos adquiridos teóricamente, por medio de las prácticas y podrá correlacionar por si mismo.

2.- Recorrer el camino para desarrollar la capacidad de observación y de poder fomentar su espíritu crítico.

3.- Por medio del curso se pretende despertar en los alumnos la inclinación hacia la investigación biomédica.

4.- Durante el curso se dirigirá al alumno en la metodología científica hasta lograr su capacitación para resolver problemas de análisis clínicos.

INTRODUCCIÓN.

El desarrollo del curso se llevará a cabo en 3 sesiones la primera de 30min a la semana donde se le informara al alumno metodología y materiales de la práctica a realizar, posteriormente durante 2 horas a la semana, el alumno realizara la práctica con dirección e indicación del maestro.

El alumno aplicará los conocimientos tomados en teoría, he ira tomando notas, de observaciones, resultados obtenidos de la práctica, para recabarlos en su cuaderno de trabajo en forma individual, y poder realizar su protocolo en forma adecuada que se entregara por equipo para su revisión, de la información recolectada respecto a la practica.

En esta sesión de prácticas, se formarán equipos de trabajo para facilitar su desarrollo.

En la última sesión de 2 horas a la semana que se destinará para discusión de los resultados obtenidos en la práctica. El cual deben de presentar información correspondiente a la práctica realizada en aspectos anatómicos, fisiológicos y efectos; debiendo estar adecuadamente tabulados y elaboradas matemáticamente, contando con ilustraciones representativas, gráficas para discutir en conjunto las posibles implicaciones académicas

EVALUACIÓN.

En cada sesión de laboratorio, se tomaran parámetros como:1.- En la práctica se tomara en cuenta la participación de cada alumno y de que

presente buena disciplina, evaluándosele de 0 a 2.

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2.- En la discusión se tomará en cuanta la intervención del alumno en el análisis de la práctica, sus resultados teniendo una evaluación de 0 a 6.

3.- El alumno tendrá que presentar un reporte de prácticas, por medio de un protocolo que esta formado por el equipo que participo en ella y este se evaluará de 0 a 2.

4.- El total de las evaluaciones nos da 10 puntos, que será la calificación máxima obtenida por el alumno en una práctica.

5.- Se toma como calificación mínima aprobatoria 7.6.- Al fin del semestre, se sumaran los resultados del total de prácticas,

obteniendo el promedio de ellas, el cual equivaldrá a la calificación final de laboratorio, correspondiendo en 30 % de la calificación final del curso.

REGLAMENTO INTERNO DEL LABORATORIO DE FISIOLOGÍA HUMANA

1.- En el curso de laboratorio es obligatoria la asistencia. 2.- Se le permitirá al alumno un retardo máximo de 10 minutos.3.- Faltar a práctica, equivale a cero en toda la práctica.4.- El acumular 3 faltas al laboratorio causa baja; y automáticamente se

reprueba la materia.5.- No se permitirá al alumno, comer, fumar, durante su permanencia en el

laboratorio.6.- Es obligación entrar al laboratorio con bata blanca ¾ y manga larga.7.- La evaluación de laboratorio estará dada por el promedio de las

calificaciones que comprenden el desarrollo dentro de la práctica, discusión de los resultados y del protocolo.

8.- La evaluación del laboratorio cuenta en un 30 % más en la calificación final de teoría.

9.- El alumno que reprueba laboratorio automáticamente reprobara teoría.10.- El protocolo se entregará el día de discusión de resultados y tendrá

parámetros de acuerdo al modelo elegido que deberá incluir lo siguiente:

A) TITULO: Este estará incluido en la hoja frontal con las características siguientes:- Universidad a la que pertenece.- Instituto al que pertenece.- Programa al que pertenece.- Laboratorio al que pertenece la práctica.- Nombre de la práctica.- 6.- Nombre del alumno y su matrícula.- 7.- Grupo al que pertenece.- 8.- Nombre del maestro de laboratorio.

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- 9.- Fecha del día de la práctica.

B) OBJETIVO: Estará dado con la finalidad de la práctica y se explica en laboratorio; debiendo contener (Donde, Cuando, Como, Por que y Para que).

C) INTRODUCCIÓN: Es un relato breve de los antecedentes que sirven como base para la parte experimental de la práctica.

D) MATERIAL: Se refiere al equipo y material que se utiliza en la práctica.

E) METODOLOGÍA: Se describen e ilustra, paso por paso la forma de elaboración de la práctica de tipo experimental.

F) RESULTADOS: Se anota en su cuaderno de trabajo los resultados obtenidos, para la elaboración posterior de tablas, gráficas, dibujos, etc. (todos los cambios observados en la variables manejadas).

G) CONCLUSIÓN: En este capítulo se analizarán los cambios en las variables manejadas durante la práctica, su sentido y se explicará en base a datos bibliográficos experimentales.

H) BIBLIOGRAFÍA: Se anotarán las fuentes de consulta que se utilizaron para el diseño de la práctica y para la interpretación de sus resultados (mínimo 3), que debe contener los siguientes datos: Nombre del autor, título del libro, editorial, año de edición, país, páginas consultadas.

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INDICE

PÁGINA

OSMOSIS/DIFUSION 7

CORAZON AISLADO 9

ELECTROCARDIOGRAMA EN REPOSO 11

ELECTROCARDIOGRAMA EN ESFUERZO 13

SIGNOS VITALES Y RUIDOS CARDIACOS EN REPOSO 15

SIGNOS VITALES EN EJERCICIO 17

CONTROL HUMORAL DE LA PRESION ARTERIAL 18

CONTROL NERVIOSO DE LA PRESION ARTERIAL 20

DILUCION-CONCENTRACION 22

ESPIROMETRIA 24

DISTENSIBILIDAD TORACO PULMONARY RESISTENCIA DE LAS VIAS AEREAS. 26

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OSMOSIS-DIFUSION

OBJETIVO.El alumno debe conocer prácticamente los mecanismos de transporte a través

de membranas y los efectos resultantes.

INTRODUCCION.Las diferencias de concentración del líquido intracelular y extracelular son muy

importantes para la vida de la célula. Los mecanismos de transporte de las membranas celulares producen estas diferencias.

El transporte a través de la membrana celular, ya sea directamente a través de la bicapa lipídica o a través de las proteínas, se produce mediante uno de dos procesos básicos: difusión o transporte activo.

La osmosis es el mecanismo homeostático espontáneo, que ocasiona el paso de solvente atraves de una membrana semipermeable, de un compartimiento de mayor cantidad de moléculas de solvente a otro de menor cantidad de solvente, sin gasto de energía.

La difusión es el mecanismo que ocasiona el paso de moléculas de soluto atraves de una membrana selectivamente permeable que va de un compartimiento de mayor cantidad de soluto a otro de menor cantidad de soluto, sin gasto de energía.

MATERIAL PARA OSMOSIS. MATERIAL PARA DIFUSION.1, Porta y cubre objetos 1. Cajas de Petri2. Microscopio óptico 2. Agar bacteriológico a 1.2 y 1.8% M.3. Pipeta Pasteur 3. Acido clorhídrico 0.05 y 0.1M 4. Solución isotónica 4. Permanganato de Potasio 0.05 y 0.1M 5. Solución hipertónica 5. Goteros 6. Solución hipotónica 6. Regla para medir o papel milimétrico.7. Lancetas de punción 7. Cronómetro.8. Material biológico9. Torundas con alcohol10. Bandeja11. Solución clorada

METODOLOGIAOsmosis: Limpie con una torunda con alcohol y realice punción con lanceta en

lóbulo del dedo, obtenga y ponga una gota de sangre en cada portaobjetos. Deseche lancetas y algodón en un contenedor para material biológico contaminado; no use lancetas más de una vez.

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Adicione con pipeta Pasteur una gota de la solución correspondiente sobre el portaobjeto y observe en microscopio óptico.

Difusión: Se identifican las cajas de Petri y las soluciones a las concentraciones específicas. Se tendrá un gotero a la mano para cada una de ellas, con la precaución de no mezclarlo con otra solución.

Se toma en cada gotero una porción de la solución respectiva, y en forma conjunta se llenaran los orificios en el agar hasta el ras de estos, con precaución de no derramar solución sobre el agar. Una vez concluido este paso se procede a tomar tiempo, y se tomaran mediciones cada 5 min. de el desplazamiento de las soluciones en el agar correspondiente, hasta un numero de 10 mediciones para cada concentración.

Se deberá tener cuidado y estar vigilando que los orificios se encuentren siempre llenos de solución, con la finalidad de que la difusión se lleve a cabo en forma correcta.

RESULTADOSOsmosis: Describir y dibujar lo observado en el microscopio.Difusión: Realizar tablas y graficas lineales, según la obtención de los

resultados.

CONCLUSIONESCompare, analice y explique los resultados obtenidos.

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CORAZON AISLADO

OBJETIVO.Observar, registrar y analizar las características contráctiles de corazón de

mamífero, al encontrarse aislado del cuerpo, y las modificaciones que presenta al agregar al líquido de perfusión adrenalina, acetilcolina, atropina, EDTA y al aumentar y disminuir la temperatura.

INTRODUCCION.El corazón es un órgano muscular en cuyas cavidades recibe, almacena e

impulsa sangre en cada latido. La fisiología de la conducción del sistema nervioso intrínseco y la fisiología de la conducción a través de la fibra muscular cardiaca hacen que la contractilidad cardiaca sea sumamente eficaz para cumplir su función de perfundir el árbol circulatorio.

Este latido cardíaco es modificado a cada instante por diversos factores tanto intrínsecos, como extrínsecos. Entre los factores intrínsecos podemos mencionar el volumen de sangre que recibe y la distensión que se ejerce en sus paredes. Dentro de los factores extrínsecos el latido cardíaco se modifica por la estimulación o inhibición del sistema nervioso simpático y parasimpático.

MATERIAL.1. Sistema análogo-digital y software Acqknowledge2. Transductor de tensión.3. Baño de temperatura constante.4. Cámara para corazón aislado.5. Estuche de disección.6. Sistema de perfusión. 7. Solución Locke.8. Solución de adrenalina a una concentración de 1 microgramo por ml.9. Solución de acetilcolina a una concentración de 1 microgramo por ml.10.Solución de atropina a una concentración de 1 microgramo por ml.11.Solución de EDTA a una concentración de 4 microgramos por ml.12.Un conejo adulto por equipo de laboratorio.13.Un Frasco de pentobarbital sódico.14.Solución fisiológica heparinizada

METODOLOGIA.

Anestesie el conejo con pentobarbital sódico ( dosis 30 mg por Kg de peso) y la solución fisiológica heparinizada por vía intravenosa, una vez anestesiado el conejo colóquelo en decúbito dorsal, con una pinza de disección con dientes tome el extremo inferior del apófisis xifoides, levántelo y con la tijera corte por debajo para abrir la cavidad peritoneal, introduzca el dedo índice de su mano derecha en dirección cefálica

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y encima de éste coloque una rama de la tijera corte en la línea media para abrir la cavidad torácica hasta el hueco supraesternal. Rechace ambos bordes lateralmente y exponga el corazón y los grandes vasos ampliamente. Tome el corazón entre sus dedos y levántelo, identifique el arco de la aorta por tacto y guiándose por su dedo corte la aorta en su porción descendente. Seccione el resto de los vasos y extraiga el corazón, colóquelo en un vaso de precipitados con solución Locke y termine la disección (retire todo el tejido pulmonar y el pericardio, cuidando de no dañar el corazón). Conecte la aorta al sistema de perfusión y átela fuertemente. Inicie la perfusión inmediatamente con la solución de Locke, a una presión no menor a 100 mmHg y no mayor de 120 mmHg. En la punta del corazón pase un hilo sin perforar el ventrículo. Coloque el corazón en la cámara de corazón aislado y ésta dentro del baño de temperatura constante. Anude el hilo y engánchelo al transductor. Dé tensión al hilo por medio del tornillo del miógrafo. Seleccione la amplificación y la velocidad de acuerdo con su maestro. Regule la presión de perfusión a 100 mm de Hg. Revise la temperatura del baño para que se conserve constante a 38 grados centígrados.

OBSERVACIONES.En todas las siguientes observaciones siga ésta rutina:1. Tome un trazo de control durante un minuto. 2. Inyecte “lentamente” la sustancia de prueba a través de la llave de 3 vías. 3. Registre durante todo el tiempo que dure el efecto. 4. Espere a que el registro vuelva a su valor control. 5. Tome un nuevo trazo de control y luego aplique la dosis o sustancia que

sigue.6. Al terminar pare el registro y grábelo en el archivo que creo al principio,

poniendo diferente nombre a cada uno.Sustancias a aplicar:1. Un microgramo de adrenalina.2. Dos microgramos de adrenalina.3. Un microgramo de acetilcolina.4. Dos microgramos de acetilcolina.5. Dos microgramos de atropina, espere 1 minuto y aplique 1 microgramo de

Acetilcolina.6. Cuatro microgramos de EDTA.7. Ocho microgramos de EDTA.8. Aumente la temperatura del baño a 46 grados centígrados.9. Disminuya la temperatura del baño a 30 grados centígrados.

DISCUSION. Efectúe las mediciones de los diferentes registros de acuerdo a la sensibilidad

utilizada usando las herramientas del software en gramos, esto para la fuerza de contracción; para la frecuencia cardiaca utilice la herramienta de bpm.

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Explique los resultados y describa los mecanismos de acción de cada una de las sustancias utilizadas.

ELECTROCARDIOGRAMA EN REPOSO

OBJETIVO.El alumno aprenderá la técnica para tomar un electrocardiograma estándar y

será capaz de determinar en un trazo electrocardiográfico lo siguiente: ritmo, frecuencia, eje eléctrico, duración y voltaje de los distintos eventos que constituyen un electrocardiograma.

INTRODUCCION.El electrocardiograma es un registro gráfico de la actividad eléctrica del corazón.

Dicha actividad puede compararse con la de un dipolo de magnitud variable colocado en el centro de un medio conductor uniforme que es el cuerpo humano. El valor de los voltajes registrados cambia de acuerdo a la magnitud de dicho dipolo y con la colocación espacial de los electrodos de registro.

Los electrodos para las derivaciones estándar y unipolares se colocan de la siguiente manera:DI.- El electrodo negativo en brazo derecho (RA) y el positivo en brazo izquierdo (LA).DII.-El electrodo negativo en brazo derecho (RA) y el positivo en pierna izquierda (LL).DIII.-El electrodo negativo en brazo izquierdo (LA) y el positivo en pierna izquierda (LL).AVL.-Un electrodo positivo (LA) y los electrodos (RA), (LL) y (RL) unidos (terminal central con potencial 0 "TC").AVR.-Un electrodo positivo (RA) y los demás TC.AVF.-Un electrodo positivo (LL) y los demás TC.

Para las derivaciones precordiales o torácicas, se usa la TC y un electrodo explorador que se coloca en la pared torácica en los siguientes sitios:V1.-Cuarto espacio intercostal, en la línea paraesternal derecha.V2.-Cuarto espacio intercostal, en la línea paraesternal izquierdaV3.-A la mitad de una línea recta que une V2 y V4.V4.-Quinto espacio intercostal, en la línea media clavicular izquierda.V5.-Quinto espacio intercostal, en la línea axilar anterior izquierda.V6.-Quinto espacio intercostal, en la línea axilar media izquierda.

MATERIAL.1. Electrocardiógrafo.2. Cables de conexión.

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3. Electrodos.4. Pasta electrolítica.5. Papel para EKG.6. Alumnos-paciente.

METODOLOGIA.1. Verifique que el electrocardiógrafo se encuentre conectado a la corriente

aterrizada (conector naranja). 2. Encienda el electrocardiógrafo pulsando el botón de encendido/apagado

(On/Off). 3. Coloque los electrodos en las posiciones anteriormente mencionadas, de tal

forma que se puedan tomar las doce derivaciones (estándar, unipolares y precordiales).

4. Verifique que las piernas de su paciente se encuentren ligeramente separadas, y que los brazos no se encuentren en contacto con el tórax.

5. Indique al paciente que no se mueva y no hable, y pulse el botón de inicio (Start).

DISCUSION. Determine Ritmo, Frecuencia cardiaca, duración y voltaje de cada una de las

ondas, intervalos y segmentos que componen al EKG en cada una de las derivaciones.

En una hoja milimétrica, calcule el eje eléctrico. Responda brevemente como solucionaría los siguientes problemas:

El paciente tiene lesiones en las piernas y/o en los antebrazos. El paciente tiene amputado el miembro inferior izquierdo.

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ELECTROCARDIOGRAMA EN ESFUERZOOBJETIVO.

Observar, registrar y analizar los cambios electrocardiográficos que ocurren en una persona durante el ejercicio. Conocer el método por el cual se efectúa la prueba de esfuerzo y las variantes de la misma.

INTRODUCCION.La prueba de esfuerzo es un método útil para la valoración del estado funcional

del corazón en cuanto a la capacidad del mismo para responder a cargas medibles de esfuerzo.

Se han realizado a través del tiempo diversos métodos por los cuales se ha intentado hacer valoraciones cardiológicas en esfuerzo como son: el subir u bajar escalones (prueba de Master y Johnson), pruebas en bicicletas estacionarias, hasta llegar a la utilización de sofisticadas bandas sinfín, que permiten una mejor valoración del estado físico de una persona.

Dentro de las variantes que usan la banda sinfín existen diversos protocolos como es el protocolo modificado de Bruce, que es uno de los que ha tenido mejor aceptación, por sus características que implica.

Existen indicaciones clínicas para efectuar esta prueba de esfuerzo, que van desde el uso de esta prueba a deportistas hasta la valoración cardiológica en pacientes con problemas coronarios.

MATERIAL.1. Alumno con traje deportivo.2. Banda sinfín.3. Sistema análogo-digital4. Baumanómetros.5. Estetoscopio.6. Cronometro7. Cables del electrocardiógrafo.8. Electrodos de superficie.

METODO.Los electrodos de superficie se colocan en las siguientes posiciones: RA segundo espacio intercostal línea media clavicular derecha. RL región inguinal derecha en la unión del tercio externo con el tercio medio. LA segundo espacio intercostal línea media clavicular izquierda. LL región inguinal izquierda en la unión del tercio externo con el tercio medio. Coloque los electrodos precordiales de la forma tradicional.

La frecuencia cardiaca máxima, se obtiene restando la edad del paciente a 210, lo cual nos da el umbral máximo de frecuencia cardiaca (100%). Se llevará al paciente

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a su frecuencia cardiaca submáxima (80%), la cual se vigilará durante las diferentes etapas de la prueba para que no sea rebasada. La banda sinfín estará con una elevación predeterminada de 10 grados.

Indicaciones para detener en un momento determinado la prueba de esfuerzo: Disnea de esfuerzo. Dolor precordial. Mareos. Fatiga extrema. Alza súbita de la presión arterial. Baja súbita de la presión arterial.

OBERVACIONES.1. Tomar la presión arterial y la frecuencia respiratoria en reposo, e ingresar los

datos en la computadora.2. La prueba inicia a una velocidad de 1.7 millas por hora, durante un minuto.3. Después de transcurridos los primeros 45 segundos, hacer otra toma de

presión arterial y frecuencia respiratoria, e ingresar los datos en la computadora.

4. Posteriormente la velocidad aumentara a 3 millas por hora, durante un minuto.

5. Al transcurrir 45 segundos, tomar de nueva cuenta presión arterial y frecuencia respiratoria, e ingresar los datos en la computadora.

6. La velocidad ahora aumentara a 5 millas por hora durante un minuto.7. Al transcurrir 45 segundos, deberá tomar presión arterial y frecuencia

respiratoria, e ingrese los datos en la computadora.8. Al terminar el último minuto de la prueba, el paciente dejara de correr y

permanecerá en reposo durante los siguientes dos minutos. Transcurrido este tiempo deberá tomar presión arterial, y frecuencia respiratoria, e introducir los datos en la computadora.

9. Espere la impresión del EKG.

DISCUSION. Analizar los cambios electrocardiográficos, de presión arterial y frecuencia

respiratoria en cada una de las etapas de la prueba. Correlacionar los cambios que se presentaron para la valoración de la prueba de

esfuerzo. Investigar el protocolo de Bruce modificado.

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SIGNOS VITALES Y RUIDOS CARDIACOS EN REPOSO

OBJETIVO. El alumno aprenderá a tomar correctamente los signos vitales y auscultar los

ruidos cardíacos en una persona adulta joven sana en reposo y conocerá los valores normales y las variaciones de cada uno de ellos. INTRODUCCION.

Los signos vitales son parámetros clínicos por medio de los cuales el médico puede determinar el estado de salud de un individuo en un momento determinado. Los signos vitales que se toman son los siguientes: pulso, respiración, temperatura, presión arterial y frecuencia cardiaca central.

El pulso arterial es la distensión de las arterias por la onda de presión sanguínea generada durante la sístole ventricular. Este es rítmico, con una frecuencia promedio de 72 pulsos por minuto. Su frecuencia normal de una persona adulta joven sana en reposo oscila entre 60 y 100 pulsaciones por minuto. En el pulso arterial se determinan las siguientes características: frecuencia, ritmo y morfología.

La respiración son los movimientos de la caja torácica que hacen que el aire salga y entre de los pulmones. Esta es rítmica, y en una persona adulta joven sana en reposo la frecuencia oscila entre 12 a 20 respiraciones por minuto. A la respiración se le registran las siguientes características: frecuencia, ritmo y amplitud.

La temperatura corporal se debe a la tasa metabólica basal del organismo. La temperatura del cuerpo oscila entre 36.8 a 37.3 grados centígrados (medida en el recto). Dentro de las 24 horas del día, sufre variaciones cotidianas con un ritmo bastante constante, con 2 cifras máximas a las 9 y 18 horas y 2 cifras mínimas a las 3 y 12 hrs.

La presión arterial tiene 2 cifras, una máxima o sistólica y una mínima o diastólica. La cifra sistólica depende fundamentalmente del volumen de eyección sistólico. La cifra diastólica depende fundamentalmente de la resistencia periférica. Las cifras de presión arterial en una persona adulta joven sana en reposo normalmente van desde los 90/60 mm de Hg, hasta 130/80 mm Hg, con un promedio de 120/70 mm Hg.

Se denominan ruidos cardíacos a los sonidos que se auscultan en puntos específicos de la cara anterior del tórax y que son producidos por el cierre de las válvulas mitral y tricuspídea que nos dan el primer ruido cardíaco y el cierre de las válvulas aórtica y pulmonar que nos dan el segundo ruido cardiaco.

Características importantes de los ruidos cardiacos. Frecuencia, es el número de eventos que ocurren en una unidad de tiempo, que es habitualmente de 1 minuto.

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Ritmo, es la distancia en tiempo de cada uno de los eventos. Duración de cada uno de los ruidos y los silencios. Tono, es la frecuencia fundamental de cada uno de los ruidos.

MATERIAL.1. Dos esfigmomanómetros por equipo.2. Dos estetoscopios por equipo.3. Dos termómetros clínicos por equipo, en grados centígrados.4. Dos cronómetros por equipo.

METODOLOGIA.Toma de pulso.- El pulso arterial se puede tomar sobre cualquier arteria que sea

superficial y descanse sobre un plano relativamente duro. El pulso debe tomarse por palpación con los dedos índice y medio. Los pulsos que se toman generalmente son: pulso radial, pulso humeral, pulso carotideo, pulso femoral, pulso poplíteo y pulso pedio.

Toma de frecuencia respiratoria.- La frecuencia respiratoria se puede tomar mediante la visión (inspección), el tacto (palpación), la audición (auscultación). La persona debe estar en reposo y no distraerse. Se determina el ciclo respiratorio en sus dos fases (inspiración y espiración).

Toma de temperatura.- Nos ayudamos del termómetro clínico, el cual debe estar aséptico y con la columna de mercurio en la parte inferior antes de aplicarlo. Los sitios utilizados para tomar la temperatura son oral, axilar y rectal. Debe ponerse el termómetro por espacio de 3 minutos y obtener la temperatura.

Toma de presión arterial.- El método es el siguiente: se aplica el manguito del esfingomanómetro en el tercio medio del brazo, observando que las mangueras sigan el trayecto de la arteria humeral, se aplica la cápsula del estetoscopio en el punto donde se palpe el pulso de la arteria humeral. Se insufla con velocidad constante hasta perder el pulso humeral, y se continúa insuflando otros 20 mmHg. Posteriormente se deja salir el aire lentamente, a razón de 20 mmHg por segundo, hasta escuchar el primer ruido (presión sistólica), continuando la descompresión, las pulsaciones aumentan de intensidad, se hacen más secas y a veces soplantes, hasta que disminuyen bruscamente (presión diastólica).

Auscultación de los ruidos cardiacos.- La auscultación se hace con un estetoscopio, colocando la cápsula en cada uno de los focos de auscultación, hasta que logre distinguir el primer y el segundo ruidos y precise las características de cada uno de ellos.

Focos de auscultación.1. Aórtico. Segundo espacio intercostal, línea paraesternal derecha.2. Pulmonar. Segundo espacio intercostal, línea paraesternal izquierda.

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3. Mitral. Cuarto espacio intercostal, línea media clavicular izquierda.4. Tricuspídeo. Quinto espacio intercostal, línea paraesternal izquierda.5. Accesorio aórtico. Tercer espacio intercostal, línea paraesternal izquierda.

DISCUSION. Señale y explique la diferencia de los signos vitales en las diferentes posiciones en

que se tomaron.

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SIGNOS VITALES EN EJERCICIO

OBJETIVO.El alumno observara, registrará y analizará los cambios que sufren los signos

vitales, presión arterial, pulso, respiración y temperatura, al someter a un estudiante a un ejercicio moderado.

INTRODUCCION.Los signos vitales como presión arterial, pulso, respiración y temperatura son

parámetros clínicos muy importantes para determinar en un momento dado el estado de salud de un individuo. Los valores en estado de reposo y salud de estos signos dependen de múltiples causas como son: edad, sexo, embarazo, período digestivo, sueño, condición física, stress, etc...

Durante el ejercicio físico también hay variaciones en los signos vitales, ya que cambian las condiciones metabólicas del sistema osteomuscular y por lo tanto se deben ajustar los signos vitales a estos cambios.

MATERIAL.1. Alumnos con ropa para practicar deporte.2. Dos esfingomanómetros por equipo.3. Dos estetoscopios por equipo.4. Dos termómetros clínicos por equipo.5. Dos cronómetros por equipo.

METODO. Se toman los signos vitales en reposo de cada uno de los integrantes del

equipo. Una persona del equipo sale y da 3 vueltas al edificio trotando. Inmediatamente al regresar se le toman los signos vitales, y se registran en

la hoja correspondiente. Este paso se repite cada cinco minutos hasta que los signos vitales han regresado a sus valores básales.

Se repiten los pasos anteriores con cada uno de los integrantes del equipo.

DISCUSION. Se analizaran los resultados obtenidos de cada uno de los integrantes del equipo, y

se graficaran de modo que puedan ser interpretados fácilmente.

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CONTROL HUMORAL DE LA PRESION ARTERIALOBJETIVO. El alumno observará, registrará y analizará las alteraciones que ocurren en la presión arterial, EKG y respiración, al aplicar a un animal de experimentación (perro), diferentes dosis de sustancias simpático y parasimpaticomiméticas (10 y 20 µg de adrenalina y acetilcolina, 1 y 2 µg angiotensina II) así como un aumento en la cantidad de CO2 respirado.INTRODUCCION.La presión arterial es una constante vital, determinada fundamentalmente por el gasto cardíaco y las resistencias periféricas. Estas dos variables requieren de ajuste constante con el fin de adecuar la presión arterial a las necesidades que el organismo requiere a cada momento. La regulación está a cargo de diversos sistemas como son los de corto, mediano y largo plazo.La adrenalina y sustancias afines al ser liberadas por estimulación simpática actúan a corto plazo y con un efecto transitorio modificando tanto el gasto cardiaco como la resistencia periférica. La acetilcolina, liberada por estimulación vagal, modifica el gasto cardiaco transitoriamente. El sistema renina-angiotensina modifica la presión a corto plazo actuando en la resistencia periférica y a largo plazo aumentando la secreción de aldosterona, la cual promueve un aumento en el volumen circulante, lo cual finalmente produce un aumento del gasto cardiaco.MATERIAL.Un perro adulto entre 15 y 25 kgs. por equipo.

1. Dos estuches de disección.2. Sistema análogo-digital con software Ackqnowledge.3. Transductor de presión arterial.4. Catéter arterial.5. Cateter venoso.6. Electrodos para EKG.7. Neumógrafo.8. Un frasco de pentobarbital sódico por equipo.9. Solución fisiológica isotónica heparinizada.10.Solución de adrenalina a 10 microgramos por ml.11.Solución acetilcolina a 10 microgramos por ml.12.Solución angiotensina a 5 microgramos por ml.13.Solución atropina a 10 microgramos por ml.14.Cánula endotraqueal.15.4 jeringas de 10 cc.16.Hilo de nylon.17.Solución de KCl 3 Molar.

METODOLOGIA.Pese al perro y calcule la dosis de pentobarbital sódico a razón de 30 mg/kg de

peso, e inyéctela intravenosa. Una vez anestesiado póngalo en decúbito dorsal y coloqué la cánula endotraqueal. Fíjelo a la mesa. Inserte el electrodo negativo en el hombro derecho del perro, el electrodo positivo en donde se percibe el choque de la

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punta del corazón y el electrodo de tierra a la misma altura que el anterior pero en el lado derecho del tórax. Coloque el neumógrafo en la parte baja de tórax cuidando de no distenderlo mucho.

Palpe el pulso femoral y haga una incisión transversal justo por encima de este, diseque por planos hasta encontrar la vena y arteria femorales, con cuidado sepárelas de los tejidos adyacentes. Pase dos hilos en cada una de ellas.

Canalización de vena y arteria. Ocluya la porción distal del vaso y levantando el hilo proximal haga una incisión transversal, inserte el catéter y anude el hilo sobre el vaso y el catéter. Acto seguido anude el extremo distal del vaso. El procedimiento es igual para la vena y la arteria.

1. Tome un trazo basal durante un minuto, posteriormente inyecte 10 microgramos de adrenalina a través de la cánula venosa, seguida de 3 cc de solución salina, registre el efecto, al terminar tome un nuevo trazo basal e inyecte 20 microgramos de adrenalina, al terminar salve el trazo en su carpeta.

2. Tome un trazo basal durante un minuto, e inyecte 10 microgramos de acetilcolina, seguida de 3 cc de solución salina, registre el efecto, al terminar tome de nuevo un trazo basal, e inyecte 20 microgramos de acetilcolina, registre el efecto, al terminar salve el trazo en su carpeta.

3. Tome un trazo basal de un minuto, inyecte 20 microgramos de atropina, seguida de 3 cc de solución salina, registre el efecto durante un minuto e inyecte 20 microgramos de acetilcolina, seguida de 3 cc de solución salina. Registre el efecto, al terminar salve el trazo en su carpeta.

4. Tome un trazo basal de un minuto, e inyecte 5 microgramos de angiotensina II, seguida de 3 cc de solución salina, registre el efecto, al terminar tome un nuevo trazo basal, e inyecte 10 microgramos de angiotensina II, seguida de 3 cc de solución salina, registre el efecto, al terminar salve el trazo en su carpeta.

5. Tome un trazo basal de un minuto, coloque la bolsa en la cánula endotraqueal asegurándose de que no haya fugas de aire, deje la bolsa en esa posición durante 5 minutos, y registre los efectos durante ese mismo tiempo, al terminar salve el trazo en su carpeta.

6. Tome un trazo basal de un minuto, inyecte 10 cc de solución de KCl, seguida de 3 cc de solución salina, registre los cambios, al terminar salve el trazo.

DISCUSION. Cuantifique los cambios y diga si son significativos. Explique ampliamente el mecanismo de acción de cada una de las drogas.

CONTROL NERVIOSO DE LA PRESION ARTERIAL

OBJETIVO.

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El alumno observará, registrará y analizará las alteraciones que ocurren en la presión arterial, EKG y respiración, con la estimulación de los senos carotideos y de los nervios vagos, discutiendo los cambios y las implicaciones fisiológicas que estos tienen.

INTRODUCCION.El organismo requiere cifras de presión arterial adecuadas para regular el flujo

sanguíneo a nivel de los tejidos de acuerdo a sus necesidades fisiológicas. En el sistema nervioso se produce la primera respuesta para efectuar los ajustes que se requieren en la presión arterial. El más conocido y estudiado de estos mecanismo es el sistema de los barorreceptores; sin embargo existen otros sistemas no menos importantes como son los quimiorreceptores, receptores de volumen y la respuesta isquémica del sistema nervioso; éste último de vital importancia en estados de estrés circulatorio extremo.

MATERIAL.1. 1 perro adulto entre 15 a 25 kgs. por equipo.2. Dos estuches de disección por equipo.3. Sistema análogo digital con software Acqnowledge4. Estimulador nervioso.5. Transductor de presión arterial.6. Catéter arterial.7. Catéter venoso.8. Electrodos para EKG.9. Neumógrafo.10.Hilos de nylon color rojo, amarillo y negro.11.Solución fisiológica isotónica heparinizada.12.Un frasco de pentobarbital sódico por equipo.

METODOLOGIA.Pese al perro y calcule la dosis de pentotal sódico a razón de 30 mg/kg de peso,

e inyéctela intravenosamente. Una vez anestesiado póngalo en decúbito dorsal y coloqué la cánula endotraqueal. Fíjelo a la mesa. Inserte el electrodo negativo en el hombro derecho del perro, el electrodo positivo en donde se percibe el choque de la punta del corazón y el electrodo de tierra a la misma altura que el anterior pero en el lado derecho del tórax. Coloque el neumógrafo en la parte baja de tórax.

Palpe el pulso femoral y haga una incisión transversal justo por encima de este, diseque por planos hasta encontrar la vena y arteria femorales, con cuidado sepárelas de los tejidos adyacentes. Pase dos hilos en cada una de ellas.

Canalización de vena y arteria. Ocluya la porción distal del vaso y levantando el hilo proximal haga una incisión transversal, inserte el catéter y anude el hilo sobre el vaso y el catéter. Acto seguido anude el extremo distal del vaso. El procedimiento es

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igual para la vena y la arteria.Haga una incisión en la cara anterior y línea media del cuello desde el cartílago

tiroides hasta el hueco supraesternal, diseque por planos siguiendo la línea media, bordeando la tráquea, hasta los músculos prevertebrales donde se encuentra el paquete neurovascular compuesto por arteria carótida primitiva y el nervio vago. Sepárelos de los tejidos adyacentes, procurando disecar la bifurcación de la carótida, sin lesionar las colaterales. Identifique la arteria carótida primitiva con el hilo rojo, y el nervio con el hilo amarillo sin anudarlo. Repita la disección del lado contrario.

1. Monte la carótida derecha sobre una de las ramas de una pinza hemostática, la cual previamente fue cubierta con un protector, y permanezca ahí sin cerrar la pinza.

2. Tome un trazo basal de un minuto, cierre la pinza sobre la carótida para ocluirla, y observe el efecto en el trazo, abra la pinza y espere la recuperación, grabe el tazo en su carpeta.

3. Repita los pasos anteriores, pero ahora con la carótida izquierda.4. Repita los pasos anteriores, pero esta vez con ambas carótidas

simultáneamente.5. Monte ambas carótidas sobre sus dedos índices, tome un trazo basal de un

minuto, al cabo de este tiempo, realice una tracción firme y rápida en dirección caudal de ambas carótidas, observe el efecto, espere la recuperación, grabe el trazo en su carpeta.

6. Monte el vago derecho sobre una de las ramas de una tijera, en la parte media de su trayecto, tome un trazo basal de un minuto. Corte completamente el nervio, registre los resultados, espere la recuperación y grabe el trazo en su carpeta.

7. Repita los pasos anteriores con el nervio vago izquierdo.8. Localice los cuatro extremos de los vagos, y con cuidado de no lesionarlos,

utilizando una pinza de disección sin dientes, retire la vaina de mielina.9. Localice el extremo caudal del vago derecho, y colóquelo sobre el estimulador,

tome un trazo basal de un minuto, y estimule con los siguientes parámetros: 30 cps, duración 0.2 milisegundos, intensidad 10 volts, durante un minuto, suspenda la estimulación, espere la recuperación y grabe el trazo en su carpeta.

10.Repita los últimos pasos para el extremo caudal del vago izquierdo, luego para el extremo cefálico del vago derecho, y por ultimo para el extremo cefálico del vago izquierdo.

11.Tome un trazo basal de un minuto, inyecte 10 cc de KCl intravenoso, registre los efectos, guarde el trazo en su carpeta.

DISCUSION. Cuantifique la frecuencia cardiaca, la presión arterial, la frecuencia y amplitud

respiratorias.

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Explique los cambios observados.

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DILUCION CONCENTRACION

OBJETIVO.Observar, registrar y analizar la respuesta del riñón al ser sometido a una carga

de líquido hipotónico, isotónico y a una carga de sólidos secos, en un adulto joven, sano.

INTRODUCCION.Una función básica del riñón reside en mantener la homeostasis de los líquidos

corporales, en lo referente a su volumen y concentración de electrolitos. La capacidad del riñón para manejar en forma adecuada los cambios del medio interno radica principalmente en mecanismos nerviosos (receptores de volumen y de presión), mecanismos hormonales (hormona antidiurética y aldosterona) y mecanismos intrínsecos (mecanismo de contracorriente). Todas actuando en forma conjunta para lograr la homeostasis al principio referido. En términos generales los mecanismos nerviosos provocan cambios en la tasa de filtración glomerular; los mecanismos hormonales producen cambios en la capacidad de absorción y secreción de agua y de electrolitos y el mecanismo de contracorriente varía la osmolaridad de los espacios intersticiales renales. A consecuencia de todo esto, la composición y la osmolaridad de la orina, se modifica.

MATERIAL. 1. 4 vasos de precipitado de 250 cc.2. 4 vasos de precipitados de 500 cc.3. 2 probetas de 250 cc.4. 2 probetas de 100 cc.5. 2 probetas de 1 litro6. Una jeringa de 10 cc.7. 1 densitometro.8. 1 litro de agua por equipo.9. 1 litro de suero vida oral o gatorade por equipo.10.100 grs. de galletas marías por equipo.11.Una pizeta con agua destilada.

METODO.Los cuatro alumnos que realizaran la práctica deberán tener un ayuno mínimo

de dos horas, incluyendo líquidos.Al iniciar la práctica vacíe la vejiga y registre la hora que es el tiempo cero (T0),

15 minutos después, vacié nuevamente la vejiga y recolecte toda la orina producida, mida el volumen y la densidad (en este orden).

Después de la primera muestra, uno de los alumnos deberá tomarse 1 litro de

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agua, otro se tomara 1 litro de suero, uno mas se comerá 100 grs. de galletas marías, sin tomar líquidos, y el cuarto alumno actuara como testigo.

Continúe tomando una muestra cada 15 minutos a partir del T0 hasta el final de la práctica, procurando tener al menos 7 tomas.

Mida los parámetros antes mencionados en cada una de las muestras. Durante el transcurso de la práctica no se permite la ingesta de líquidos o sólidos, ni el ejercicio a los alumnos sometidos a la prueba.

DISCUSION. Explique los mecanismos involucrados en los cambios de los parámetros medidos.

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ESPIROMETRIA

OBJETIVO.Familiarizar a los estudiantes con una serie de medidas que reflejan ciertos

aspectos mecánicos y funcionales del sistema respiratorio.

INTRODUCCIÓN.En un intento del hombre para conocer el estado funcional de los pulmones,

éste ha desarrollado una serie de pruebas funcionales pulmonares como son la espirometría, la espirometría posbroncodilatador, capacidad de difusión pulmonar, maniobras de inspiración forzada, prueba de desafío con metacolina, volúmenes pulmonares absolutos, presiones respiratorias máximas, etc..

El espirómetro es una instrumento diseñado para medir los volúmenes y flujos pulmonares, el cual consta esencialmente de un tambor sellado, que se desplaza por los cambios de volúmenes; tiene sensores que envían la información de los cambios en su desplazamiento a un sistema análogo digital y esta información es descrita en el monitor de la computadora, y si la prueba es satisfactoria los resultados se pueden obtener en papel por medio de una impresora. Otros aditamentos del espirómetro son mangueras flexibles, boquilla, filtro, desecador de humedad, cal sodada para atrapar el bióxido de carbono, etc...

La espirometría consiste en el análisis, bajo circunstancias controladas, de la magnitud absoluta de los volúmenes pulmonares y la rapidez con que estos pueden ser movilizados.

Los tipos de espirometría a efectuarse son dos, que son: prueba de la capacidad vital lenta y prueba de la capacidad vital forzada.

MATERIAL.1. Alumno o paciente. 2. Espirómetro.3. Mangueras flexibles.4. Boquilla deshechable.5. Clip para la nariz.6. Sistema análogo-digital con impresora.

METODOLOGÍA.Del menú principal escoja el enunciado INF, el cual lo llevará a la hoja en donde

se inscriben los datos del alumno que realizara la prueba como son: nombre, número de identificación, fecha, médico que efectúa la prueba, edad, sexo, talla, peso, raza,

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presión barométrica, temperatura, si fuma o no fuma, cuantos cigarros al día y por cuanto tiempo, y comentarios

La prueba de la capacidad vital lenta se efectúa de la siguiente manera:1. El alumno debe estar en posición sentada, debe portar ropa holgada sin

corbata o cinturón.2. Seleccione SVC del menú principal.3. Conecte la boquilla desechable a las mangueras flexibles.4. Presione la barra espaciadora para empezar la prueba.5. Coloque la boquilla en su boca asegurándose de hacer un buen sello con los

labios, para que no existan escapes de aire.6. Realice una espiración forzada.7. Observe el trazo azul del patrón de respiración (empezar en la parte

izquierda de la pantalla).8. Presione la tecla Y para aceptar la maniobra si esta correcta. Luego presione

la tecla ENTER para ver los resultados numéricos.9. Después de un corto descanso, repita la maniobra una segunda vez. Cuando

los resultados de la segunda maniobra son vistos, observe y revise que las 2 maniobras concuerden con un margen menor del 5%.

10.Después de completar las maniobras de ésta prueba imprima los resultados en la impresora.

La prueba de la capacidad vital forzada se efectúa de la siguiente manera:1. Tome una inspiración profunda tanto como pueda, luego coloqué la boquilla

en su boca. Inhale un poco más de aire, hasta que usted este seguro que sus pulmones estén completamente llenos.

2. Después de 2 segundos, la cola de la curva flujo-volumen será exhibida en una caja en la esquina de la parte derecha de arriba.

3. Nunca presione la tecla ESC durante la prueba hasta que éste seguro que haya hecho suficientes y buenas maniobras, ya que una sola maniobra puede que no sea lo suficientemente adecuada.

4. Analice la curva flujo-volumen producida en esta maniobra. Note la calidad de la maniobra en el cuadro de mensajes.

REVISION DE LOS RESULTADOS. Después que el participante haya hecho 3 aparentes buenas maniobras, revise los

resultados. Presione la tecla F9 para observar las 3 mejores maniobras súper impuestas, cada una en diferente color. La maniobra con resultados numéricos enlistados en la parte de la derecha de arriba en la pantalla será la de la mejor maniobra.

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DISTENSIBILIDAD TORACO PULMONAR Y RESISTENCIA DE LAS VIAS AEREAS.

OBJETIVO. En esta práctica el alumno observará y registrará los cambios en la presión dentro de la tráquea al aumentar el espacio muerto y la resistencia de las vías aéreas. Registrará la presión ejercida por el tórax y los pulmones, los pulmones sin la caja torácica a diferentes grados de insuflación y desinsuflación; así como el efecto de la tensión superficial en la distensibilidad pulmonar.

INTRODUCCION.El trabajo de la respiración se debe fundamentalmente a la resistencia de las

vías aéreas, a la elasticidad toraco pulmonar y al espacio muerto fisiológico. Un incremento en la resistencia de las vías aéreas por una disminución del diámetro de éstas puede llevar al paciente a una hipoxia severa, tal como ocurre en un status asmático.

La disminución de la elasticidad toraco pulmonar que ocurre naturalmente en la senectud y en algunas enfermedades de tipo restrictivo producen una disminución de la capacidad vital.

La distensibilidad toraco pulmonar está grandemente influenciada por la tensión superficial, de tal manera que un aumento de la tensión superficial en los alvéolos imposibilita al paciente a poder insuflar los pulmones tal como ocurre en el síndrome de membranas hialinas del recién nacido.

MATERIAL.1.-conejo adulto.2.-manómetro de agua.3.-cánula endotraqueal.4.-tubos de conexión.5.-1 tubo de plástico delgado y corto.6.-1 tubo de plástico delgado y largo.7.-1 tubo de plástico grueso y corto.8.-1 tubo de plástico grueso y largo.9.-1 jeringa de 50 cc.

10.-1 jeringa de 5 cc. 11.-solución fisiológica isotónica. 12.-tiopental sódico. 13.-solución de KCl 1 Molar. 14.-estuche de disección 15.-hilo No. 1 o del 2

METODOLOGIA.1.-Se procede a pesar el conejo para calcular la dosis de anestesia a razón de

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30 mg/ kg de peso.2.-Se localiza la vena marginal de la oreja la cual se punciona para pasar

lentamente el pentotal sódico.3.-Se procede a efectuar una disección en la línea media del cuello, hasta

localizar la tráquea, cuidando de no perforar la cavidad torácica; se diseca la tráquea, y se pasa un hilo por debajo de ésta; se corta 3/4 partes de su diámetro en la porción mas proximal, para pasar la cánula endotraqueal, la cual se amarra fuertemente con el hilo para evitar fugas de aire.

Una vez hecho esto se procede a efectuar las siguientes procedimientos y observaciones.

1.-Se observa y se mide el desplazamiento de la columna de agua en el manómetro con cada respiración del conejo.

En cada una de la siguientes observaciones siga ésta rutina:Mida la presión en el manómetro en diez ciclos respiratorios. Conecte el tubo

que corresponda a la tráquea y mida la presión durante otros diez ciclos respiratorios.2.-Se conecta a la cánula endotraqueal el tubo de plástico delgado y corto.3.-Se conecta a la cánula endotraqueal el tubo de plástico delgado y largo.4.-Se conecta a la cánula endotraqueal el tubo de plástico grueso y corto.5.-Se conecta a la cánula endotraqueal el tubo de plástico grueso y largo.6.-Se coloca a la cánula endotraqueal la boquilla de un cigarrillo encendido en la

cánula por unos segundos. Observe y cuantifique la respuesta.7.-Se procede a sacrifica al animal mediante la inyección intravenosa de 1 ml de

KCl. 1 Molar.8.-Mediante una jeringa de 50 cc. inyecte a través de la cánula endotraqueal

aire de 10 ml en 10 ml y anote la presión del manómetro hasta que los cambios en la presión sean mínimos.

9.-Saque el aire inyectado en la observación anterior de 10 ml en 10 ml y anote la presión en cada una las extracciones, hasta que la presión sea de 0 cms. de agua.

10.-Cierre la llave de 3 vías y abra la caja torácica cortando por la línea media esternal con una tijera gruesa. Evite perforar los pulmones. Anote la presión del manómetro.

11.-Cubra los extremos de las costillas con una gasa húmeda para evitar pinchar los pulmones. Introduzca a través de la llave de 3 vías aire de 10 ml en 10 ml. y anote la presión. Continúe hasta que los cambios de presión sean mínimos.

12.-Saque el aire de 10 ml en 10 ml y anote la presión marcada en el manómetro en cada extracción.

13.-Repita las observaciones 11 y 12 pero ahora inyectando solución salina isotónica.

DISCUSION.1.-Explique los cambios observados en la presión endotraqueal, cuando se

conectaron los tubos de diferentes diámetros y longitudes.

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2.-Explique las diferencias de las curvas presión-volumen con el tórax cerrado, con el tórax abierto y con solución salina.

BIBLIOGRAFIA

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2.    Fisiología Médica;   William F. Ganong;   23ª edición;   2010; ISBN: 978-607-15-0305-3

3.    Pulmonary Physiology;   Michael G. Levitzky;   MCGRAW-HILL;   2002;   007138765

4.    Renal physiology;   Bruce M., MD Koeppen, Bruce A., Phd Stanton, Bruce H. Koeppen.;   C. V. Mosby 3er edition;   2001;   0323012426

5.    Fisiología Humana. Autor: J. A. F. Tresguerres. Edición: 3ª. Año 2005. Editorial: McGraw-Hill, Interamericana. ISBN: 84-486-0647-7.

6.    Bases Fisiológicas de la Practica Medica;   Best & Taylor;   Panamericana 13ava Edición;   2003;   84-7903-902-7.

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