Laboratorios de Fisiologia Vegetal (Reparado)

UNIVERSIDAD DE LA AMAZONIAMINISTERIO DE EDUCACIÓN NACIONAL

NIT:891.190.346-1

FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS

PROGRAMA DE BIOLOGÍA

PRACTICAS DE LABORATORIO

FISIOLOGIA VEGETAL

1. FUNDAMENTOS

Las prácticas propuestas están adaptadas para el estudio de especies

promisorias amazónicas, aunque cumplen con los requerimientos de

un curso general en fisiología vegetal. Alguna información como la

cantidad de semillas, el número de hojas o el número de plántulas a

usar, pueden ser modificados para mejorar la calidad de los

resultados; en nuestro caso, es bien conocido que la disponibilidad de

material proveniente de especies promisorias amazónicas no siempre

es óptima.

La guía consta de 49 ensayos, de los cuales la mayoría son aplicables

a la especie problema que va a trabajar cada grupo y deben

desarrollarse en forma obligatoria (sin asterisco) en las horas

programadas de laboratorio o en horas de dedicación adicionales del

estudiante Existen otros ensayos sencillos, que surgen como

opcionales (marcadas en el contenido con un asterisco) para que el

estudiante tenga la oportunidad de experimentar en relación a algún

proceso fisiológico vegetal, aunque carezca en el momento de

material vegetal de su especie de trabajo.

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Para un óptimo rendimiento y apreciación de la materia en su forma

experimental, recomiendo al estudiante leer las prácticas con una

semana de anticipación y hacer el correspondiente ejercicio grupal

previo para la organización, entendimiento y articulación teórica de

cada práctica. Los ejercicios de análisis y discusión para la realización

de informes de laboratorio, deberán ser apoyados con bibliografía

universitaria especializada (revisar el programa de la asignatura). Los

objetivos específicos en cada informe de laboratorio deberán ser

propuestos por los estudiantes, con el fin de reafirmar el para qué de

un determinado experimento de fisiología vegetal.

Finalmente, se espera que el estudiante mantenga un conocimiento

constante de las fechas de entrega de informes, ya sea por

información publicada en el programa de la asignatura, o por

confirmación hablada del docente.

2. OBJETIVOS

- Obtener la mayor información posible, sobre la fisiología de

diferentes especies vegetales amazónicas.

- Conocer las metodologías más comunes para el estudio de la

fisiología de plantas.

- Ampliar el conocimiento existente sobre las especies problema,

aunando información preliminar sobre las estrategias adaptativas

- Promover la creación de un grupo de investigación en fisiología

vegetal.





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3. PROCEDIMIENTO

3.1 SEMILLAS

- Siembra de semillas en germinadores

- Curva de Imbibición

- Prueba de Vigor

- Prueba de viabilidad

- Procesos de escarificación

- Efecto de la temperatura sobre la germinación

- Efecto de la luz sobre la germinación

- Porcentaje de germinación

- Caracterización general de la semilla

3.2 BALANCE HÍDRICO

- Contenido de agua en la planta

- Agua actual y agua de saturación

- Suculencia

- Relación entre la cantidad de agua en biomasa y el estado de

- desarrollo

- Agua de saturación

- Capacidad de campo

- Punto de marchitez permanente

- Método de coloración de Shardakov

3.3 NUTRICIÓN

- Caracterización física del suelo





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- Medición de pH del suelo

- Efecto del NaCl y el CaCl2 en las células

- Efecto de la eficiencia de macro y micronutrientes en los

indicadores

- de salud de una planta

3.4 CRECIMIENTO Y DESARROLLO

- Establecimiento, mantenimiento y muestreo de un cultivo

- Determinación del área foliar

- Cambios en las ratas de crecimiento

- Efecto de la luz sobre el desarrollo de la plántula

3.5 TRANSPORTE Y TRANSPIRACIÓN

- Observación y cuantificación de estomas

- Determinación de la transpiración estomática usando un papel

- impregnado en CoCl2

- Capilaridad

- Velocidad de transporte de fluidos a través del xilema

- Flujo de fluidos a través del xilema

- Marchitez y transpiración

3.6 FOTOSÍNTESIS

- Caracterización del tejido foliar

- Cuantificación de Clorofilas

- Determinación del espectro de absorción de la planta problema

- Determinación del Punto de compensación de luz





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3.7 RESPIRACIÓN

- Absorción de oxígeno en semillas

- Método de Sach para medir fotosíntesis y / o respiración

- Producción de CO2 por las raíces

- Influencia del oxígeno en la respiración

- Cuantificación de la respiración aerobia por el método

colorimétrico

3.8 REGULACIÓN HORMONAL Y EFECTO DE HERBICIDAS

- Dominancia apical y abscisión de hojas

- Papel de las Giberelinas en la germinación

- Hormonas y crecimiento en el cultivo

- Hormonas y crecimiento en la especie problema

- Efecto de 2,6 – diclorofenolindol en el transporte de electrones

- durante la fase luminosa de la fotosíntesis

3.9 ESTRATEGIAS ADAPTATIVAS

- Reconocimiento de la heterogeneidad ambiental

- Información de las adaptaciones por ambiente

- Medición de algunas variables en campo

- Trabajo en laboratorio





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PRACTICA DE LABORATORIO

FISIOLOGIA VEGETAL

1. FUNDAMENTOS SOBRE SEMILLAS: GERMINACIÓN Y

MORTANDAD

La semilla es la estructura de la cual depende una planta superior

para sobrevivir. Para cada especie, los requerimientos mínimos para

que sus semillas germinen son distintos, y por la misma razón el

conocimiento de los patrones de germinación, las respuestas a

diferentes factores y los recursos de los cuales dispone la semilla, es

necesario para llegar a una caracterización fisiológica de las especies.

Al caracterizar la semilla de acuerdo a estos aspectos, es posible

conocer los patrones regenerativos de las especies, y de cierto modo,

la adaptabilidad que han tenido que desarrollar para germinar y

sobrevivir bajo las condiciones en las que la planta normalmente

crece. Para determinar a cual tipo pertenece la semilla de una

determinada planta, se requiere de información comprobada, de

viabilidad, de vigor, y las respuestas a procesos de escarificación,

entre otros.





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2. OBJETIVO GENERAL

Establecer, por diferentes métodos, cuánto potencial regenerativo

presentan las semillas de diferentes especies de la Amazonía, en

condiciones estándar.

3. MATERIALES Y REACTIVOS

Semillas de diferentes

especies**

Vasos de plástico o icopor**

Hipoclorito de Sodio o

decol**

Pipetas de 10 ml

Cloruro de trifenil

tetrazolium

Vasos de precipitados de 100 o 20

ml

Acido sulfúrico al 20%,

10% y 5%

Papel aluminio**

Sudan III en gotas Un royo de papel toalla**

Lugol Papel celofán**

Reactivo de Biuret Tierra de buena calidad

Agua destilada Lija**

Termómetro Alfileres**

Balanza Estuche de disección**

Fuentes de luz

Estereoscopios y

microscopios

Cajas de Petri, bandejas de

plástico o cubetas de plástico

**a cargo del estudiante





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4. PROCEDIMIENTO

Programación para 2 sesiones de laboratorio

4.1 Métodos de asepsia

En todos los ensayos de semillas deberán tomarse las medidas más

asépticas posibles; limpiar previamente los mesones, las cajas de

Petri y bandejas para sembrar, con hipoclorito de sodio. Este mismo

compuesto, en disoluciones bajas (1% y 2% durante 5 a 10 minutos),

pueden emplearse para esterilizar las semillas. Permanentemente el

estudiante deberá usar toallas de papel limpias, y fósforos o

encendedor para encender mecheros (en el caso de semillas

altamente frágiles al ataque microbiano). Si se minimiza el error

potencial por manejo de las muestras, se obtendrán mejores

resultados.

4.2 Almacenamiento de semillas

Si las semillas deben conservarse durante un tiempo antes de la

práctica, intentar mantenerlas lo mas secas posible; deberán usarse

sobres de papel limpio, seco y grueso (en condiciones de Florencia es

posible secarlo un poco con calor antes de usar), no llenar los sobres

con demasiadas semillas, y asegurarse que éstas estén

razonablemente secas antes de almacenarlas en un sitio oscuro y

resguardado de cambios fuertes de temperatura (preferiblemente a

bajas temperaturas, para evitar la proliferación microbiana).





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Tabla 1. Diferentes tipos de clasificación de semilla

CARÁCTERÍSTICA PROPIEDAD DE LA SEMILLA TIPO

1. Tiempo de vida de

una semilla

La semilla puede vivir muy poco

tiempo, unas pocas semanas o

incluso días.

EFÍMERA

La semilla está dotada para

mantenerse por un tiempo de

varias semanas, meses, o incluso

años.

PERSISTENTE

2. Posición del hipocótilo

y los primordios

cotiledonares durante la

germinación

Los cotiledones y el hipocótilo

permanecen por debajo de la

superficie del suelo

DE GERMINACIÓN

HIPÓGEA

El hipocótilo sobresale del suelo o

permanece a ras y los cotiledones

dan lugar a las primeras hojas

DE GERMINACIÓN

EPÍGEA

3. Capacidad de las

semillas de permanecer

latentes durante

períodos prolongados de

tiempo

Semillas con poca capacidad NO DORMANTES

Semillas con alta capacidad DORMANTES

4. Respuestas a la luz La germinación de la semilla

responde a señales de cantidad de

luz (fotones), o de tipos de luz

(longitudes de onda)

FOTOSENSIBLES





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La semilla germina igual en

diferentes condiciones de luz

NO FOTOSENSIBLES

5.Capacidad de

regenerar la especie

La semilla es incapaz de germinar,

porque se ha degenerado durante

el proceso evolutivo de la especie.

RUDIMENTO SEMINAL

La semilla tiene potencial para

regenerar la especie

NORMAL O ACTIVA

4.3 Seguimiento cronológico

Siempre llevar un registro escrupuloso de fechas, tratamientos,

tiempos, y datos, mediciones u observaciones hechas.

Siembra de semillas en germinadores

Sembrar un lote de 50 a 150 semillas de la especie problema en una

bandeja o cubeta de plástico, en tierra de buena calidad. La capa de

suelo deberá tener entre 3 y 7 cm de profundidad, dependiendo de la

especie a sembrar. Regar periódicamente, con las mismas cantidades

de agua, anotar cada 2 o tres días, tanto los tratamientos como los

eventos de germinación, salud de la plántula, mortandad de semillas,

etc. Los individuos de esta siembra serán usados para las prácticas

de crecimiento, porcentaje de germinación, vigor de la semilla, y

efecto hormonal, entre otras.

Curva de Imbibición

Pesar 30 a 50 semillas, sembrar en cajas de Petri, previamente

acondicionadas con papel filtro o toalla humedecido con 10 a 20 ml

de agua destilada (dependiendo del tamaño de la semilla). Pesar las

semillas cada hora, hasta que la biomasa llegue a ser constante.www.uniamazonia.edu.co

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Prueba de vigor

Usar un grupo de 30 a 50 semillas (también pueden usarse las

semillas del numeral anterior) para registrar el número de semillas

germinadas, haciendo observaciones cada 2 o 3 días, hasta el

momento en que ya no se registren germinaciones. Retirar las

semillas que muestren procesos de pudrición, y humedecer

periódicamente con cantidades iguales de agua. Obtener así la

velocidad de germinación en # de semillas/día. Deberá medirse con

cuidado la biomasa de las semillas germinadas, y transplantadas en

tierra. Los datos de vigor deberán compararse con los registrados en

las semillas del ensayo 1.1.

Prueba de viabilidad

Poner en imbibición un lote de 20 semillas, escogidas al azar, 18 a 24

horas antes de la práctica. En laboratorio se deberán hacer cortes

longitudinales de las semillas, que dejen al embrión expuesto. Verter

en una caja de Petri 10 –20 ml de cloruro de trifenil tetrazolium 1%, y

colocar en esta una de las mitades de cada semilla, teniendo en

cuenta que los embriones estén en contacto continuo con el reactivo.

Envolver la caja de Petri y guardar en un sitio oscuro durante 4 a 6

horas, al cabo de las cuales se observarán los embriones y contará el

número de mitades con tinción roja total, con tinción parcial, y sin

tinción. Obtener el porcentaje correspondiente.

Procesos de escarificación





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Someter un lote de 30 a 50 semillas a cada uno de los siguientes

tratamientos durante dos minutos: H2SO4 20%, H2SO4 10%, y H2SO4

5%. Posteriormente se debe lavar las semillas con abundante agua,

sembrar en suelo o en cajas de Petri, y registrar cada 2 o tres días la

germinación.

Efecto de la temperatura sobre la germinación

Sembrar un lote de 30 a 50 semillas en las condiciones estándar en

caja de Petri, y colocarlo en nevera a temperaturas alrededor de 5ºC.

Realizar observaciones y seguimiento de germinación, cada dos o tres

días.

Efecto de la luz sobre la germinación

Sembrar tres lotes de 30 a 50 semillas en vasos o recipientes de

icopor, bajo alguno de estos tres tratamientos:

- bajo luz constante

- en fotoperíodo con papel celofán rojo

- en fotoperíodo con papel celofán azul

- *en condiciones de oscuridad o en fotoperíodo con otro color de

papel.

- *En luz continua.

Porcentaje de germinación

El porcentaje de germinación, corresponde a: proporción definitiva de

semillas germinadas X 100. Deberá determinarse tanto para las

* opcionalwww.uniamazonia.edu.co




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semillas del germinador en suelo, como para las semillas usadas en

otros ensayos. Cada semilla germinada deberá ser transferida a

tierra, (no sin antes hallar la biomasa de la plántula) en bandeja o en

vasos anchos, rotulando siempre la historia o el origen de cada grupo

de semillas. Comparar los diferentes resultados.

j

Caracterización general de la semilla

Cada grupo de trabajo deberá usar las mitades de semilla restantes

del ensayo 1.4, para hacer una caracterización física (medición),

morfológica (forma de la semilla y del embrión, anatómica

(diferenciación de los tejidos celulares) y bioquímica (usando

colorantes que evalúen la presencia de almidones, lípidos o proteínas)

de la especie problema. Se recomienda hacer cortes finos

longitudinales y hacer montajes al microscopio con diferentes

colorantes:

a) La tinción de los tejidos con azul de lactofenol permite evidenciar

diferencias generales entre las células del embrión y el

endospermo.

b) Al aplicar 2 o 3 gotas de sudan III, una coloración roja del

endospermo indica almacenamiento de lípidos.

c) Una coloración oscura del endospermo al aplicar 1 o dos gotas de

lugol, indica presencia de almidón.





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d) Prueba de Biuret: Macerar el endospermo de 1 a 5 semillas

(dependiendo del tamaño) en solución de NaCl 5%, agitar por 5

minutos y llevar a volumen de 10 ml. Centrifugar a 2500 rpm

durante 5 minutos, guardar el sobrenadante y repetir el proceso

una vez más con el residuo. Mezclar las dos extracciones

obtenidas y aplicar poco a poco reactivo de Biuret recién

preparado; si se presenta un cambio de color a violeta o azul

oscuro se comprueba la presencia de proteínas como albúminas y

globulinas. El residuo final puede ser centrifugado de nuevo una o

dos veces con NaOH al 0.25% y si el sobrenadante reacciona

positivo al Biuret, se comprobará la presencia de glutelinas.

5. PREGUNTAS

- ¿Qué otras clasificaciones de semilla se han propuesto?

- ¿Qué otros colorantes vegetales sirven para determinar la

presencia de grasas, azúcares simples, polisacáridos y proteínas

en los tejidos de la semilla?

- Identifique el tipo de embrión de la especie problema de su grupo

de trabajo, de acuerdo a la clasificación de Martin (1946; en Baskin

y Baskin, 2001).

- Proponga uno o dos ejemplos (ojalá de la Amazonía) de cada tipo

de semilla planteado en la tabla 1.







FISIOLOGIA VEGETAL

1. FUNDAMENTOS SOBRE BALANCE HÍDRICO

Los contenidos de agua en el suelo dependen del tipo de suelo y de

sus estructura. Las moléculas de agua que son retenidas en el suelo,

permanecen adheridas a la superficie de las partículas que lo

conforman, por lo tanto entre mayor superficie ofrezcan las fracciones

del suelo, mayor retención de agua. El agua en exceso, drena por los

espacios intersticiales de la matriz coloidal formada por suelo y agua.

Tabla 2. Características físicas de diferentes suelos (Taiz y

Zeiger, 1998):

SUELO Φ PARTÍCULA

(μm)

AREA SUPERFICIAL /gr

(m2)

Arena

gruesa

2000-200 <1-10

Arena fina 200-20

Limo 20-2 10-100

Arcilla < 2 100-1000

El agua es la sustancia esencial para el funcionamiento de las

plantas. Es usada durante el transporte de moléculas desde la raíz

hacia las hojas, y posteriormente, desde las hojas a cualquier parte


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de la planta; de las cantidades en las que el agua está presente en el

suelo, dependen la turgencia de los tejidos, las tasas de transpiración

y fotosíntesis, la disponibilidad de nutrientes, y por último, el

potencial de germinación de las semillas.

Sin embargo, esta sustancia resulta estar en cantidades fluctuantes

en la naturaleza; la planta, por lo tanto, deberá regular sus procesos

fisiológicos, dependiendo de los contenidos de humedad en el suelo o

en el aire, y del buen uso que haga de ellos, dependerá su

sobrevivencia.





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Algunos conceptos importantes en el estudio del manejo hídrico son

los siguientes:

Humedad relativa: Porcentaje de vapor de agua en la atmósfera, el

cual varía dependiendo del régimen climático, de la hora del día y de

la altitud en un sitio determinado.

Suculencia: Es la cantidad de agua que se puede almacenar en la

unidad de área (generalmente es de 1cm2) de tejido foliar.

Punto de marchitez permanente: porcentaje de agua en el suelo

por debajo de la cual ninguna planta marchita se recupera.

Saturación de agua: estado en el cual se ha sometido al suelo o a

un tejido a mas cantidades de agua de las que puede retener.

Capacidad de campo del suelo: es la máxima cantidad de agua

(%) que puede retener el suelo.

Potencial de agua (H2O): es un estimador indirecto de la cantidad

de agua libre para realizar un trabajo, es decir, para desplazarse.

2. OBJETIVO GENERAL





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Conocer los métodos más comunes por los cuales es posible

cuantificar el balance hídrico del sistema suelo-planta-ambiente.

3. MATERIALES

Cajas de Petri 5 plántulas de 20 – 40 cm de

altura**

Vasos de precipitados (1000 ml)

Soporte universal con aro

Ramas de adultos vegetativos y

de adultos en

flor o en fruto**

Decol** Cubetas de plástico

Agua destilada Bandas de caucho**

Cilindros para suelo Malla plástica o tul de poro

ancho**

Papel filtro Matera con tierra y malla de

fondo**

Balanza Tijeras**

Bisturí** Papel aluminio**

Estufa Papel periódico**

Calculadora** Marcadores indelebles**

Papel toalla** Cinta de enmascarar**

Papel milimetrado**

Metro**

** a cargo del estudiante





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4. PROCEDIMIENTO

Programación para una sesión de laboratorio

Manejo del material vegetal

En la realización de todos los ensayos, será fundamental la correcta

manipulación del material vegetal. Se deberá evitar al máximo

someter a la planta a presión, doblamiento o movimiento drástico de

las planta o de sus estructuras. Cualquiera de estas actividades

podría afectar la estabilidad de los tejidos de la planta, ablandando

los tejidos o induciendo a estrés fisiológico.

Manejo del suelo

La acumulación de agua en el suelo depende de su estructura.

Propiedades como la porosidad pueden afectarse al comprimir las

muestras de suelo en los cilindros, y como consecuencia los valores

resultantes en cuanto a porcentajes de agua de saturación y

capacidad de campo, podrían presentar un margen de error superior

al 10%.

Contenido de agua en los órganos de la planta

Usar dos plántulas de la especie problema (menores a 40 cm), hacer

mediciones del eje caulinar y de la raíz, contar el número de hojas y

hacer la correspondiente separación de las diferentes partes. Hallar el

área foliar de 3 hojas en cada planta, elegidas al azar.





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Hallar la biomasa de los diferentes órganos (raíz, tallo, hojas),

envolverlos en papel periódico y ponerlos en estufa a 80ºC durante

24 horas. Hallar la biomasa seca y calcular el % de humedad por

separado y en general para toda la planta.

Evaluar si existe alguna relación entre la longitud e la planta y los

contenidos de agua.

Agua en las hojas

Agua actual y agua de saturación

Usar 5 hojas pecioladas de la planta problema, para hallar el área

foliar y la biomasa fresca. Llevarlas a una cámara húmeda, en un sito

de baja iluminación, y acomodarlas de tal modo que los pecíolos

permanezcan sumergidos durante dos o tres horas. Posteriormente,

retirar las hojas y hallar de nuevo la biomasa.

Empacar las hojas en papel periódico, secar en estufa a 80 ºC durante

24 horas y

hallar la biomasa seca.

% agua actual = ————————————————— * 100

% agua de saturación = ———————————————— *100



biomasa fresca inicial - biomasa seca

biomasa fresca inicial

biomasa fresca final - biomasa seca

biomasa fresca final



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% agua relativa = ———————————— *100

1. Suculencia

Usar varias hojas de la especie problema para extraer fracciones de

hoja de 1 cm2 de superficie, manipulando el material con delicadeza,

para evitar daños en los tejidos. Luego de hallar la biomasa de 15 a

20 de estas fracciones, colocarlas en una caja de Petri con agua

destilada durante 1 a 2 horas.

Secar las fracciones a 80ºC hasta peso constante, hallar la biomasa

seca y calcular la suculencia como cantidad de agua de saturación /

cm2.

2. *Relación entre la cantidad de agua en biomasa y el estado

de desarrollo

Repetir los procedimientos 2.2 y 2.3, para hojas del árbol adulto y

para árboles en reproducción. Comparar los resultados obtenidos.

Agua en el suelo

Elegir antes de la práctica un sitio en campo para tomar las muestras

de suelo, preferiblemente en lugares en donde crece la especie

problema. Usar cilindros metálicos con tapa, pesarlos previamente y

tomar muestras de suelo superficial y a 20 cm de profundidad. La



masa de agua de saturación

masa de agua actual



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muestra deberá ser lo menos manipulada posible, antes de hallar la

masa total de la misma (m1).

3. Agua de Saturación:

Cubrir la base de las muestras anteriormente descritas con papel

filtro, y fijar en el fondo del cilindro un trozo de malla plástica, de tal

modo que el suelo permanezca dentro del cilindro pero pueda

absorber humedad. Posteriormente colocar el cilindro con suelo en

una bandeja o recipiente ancho con agua en el fondo. Dejar el

montaje durante dos horas, al cabo de las cuales se retirará el papel y

la malla, para hallar la biomasa final con tapa (m2).

4. Capacidad de campo:

Colocar posteriormente los cilindros con suelo sobre una malla de

plástico apoyada en un soporte universal, de tal modo que se

precipite el agua en exceso. Hallar el peso de la muestra una vez se

haya detenido la caída de agua (m3).

Finalmente, llevar los cilindros con suelo a un horno a 80 – 90 ºC

hasta que las muestras presenten una masa constante; determinar

entonces el peso seco (m4).

% agua de saturación = —————— *100



m2 – m4

m2

m1 – m4



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% agua actual en el suelo = ———————*100

% agua en capacidad de campo = ——————— *100

Comparar los resultados entre suelo superficial y suelo profundo.

Punto de marchitez permanente

Usar una planta sembrada con anterioridad, en una matera (que

presente salidas de agua en el fondo) con el suelo evaluado en el

numeral 3 y regar con abundante agua. Dejar el sistema en reposo

sobre malla en soporte universal, hasta que se detenga la

precipitación de agua (4-6 horas); hallar la masa del sistema en

capacidad de campo.

Posteriormente, deberá taparse la superficie del suelo con papel

aluminio, de tal modo que el agua que escape lo haga casi

exclusivamente a través de la planta (transpiración); hallar la

biomasa cada hora, durante 8 horas, al cabo de los cuales se

procederá a quitar el papel y esperar hasta los primeros indicios de

marchitez en la planta.

A partir de ese momento, se deberá transferir la matera a una

cámara húmeda, para averiguar si la planta aún puede recuperarse.

Si la planta se recupera, podrá ser llevada de nuevo a un semillero en

ausencia de agua, hasta que se reinicien los síntomas de marchitez.

La cantidad de agua en el suelo a la cual ya no es posible que la



m1

m3 – m4

m3



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planta problema se recupere de la marchitez, es conocido como

punto de marchitez permanente. Para conocer este valor, se

necesitará conocer la masa seca final del sistema.

La masa inicial de la planta podrá estimarse haciendo una

extrapolación de los datos obtenidos en el numeral 1.

*Método de Coloración de Shardakov (Fernández, 2004)

Este método consiste en sumergir muestras de tejido vegetal durante

algún tiempo en un gradiente de concentración, de soluciones de

sacarosa, manitol o polietilén glicol. La soluciones ganarán o perderán

agua, esto depende del potencial de agua ( H2O) del tejido

(disminuye y aumenta su densidad respectivamente). Si la densidad

de la solución no cambia, esto indica que el tejido y la solución tienen

el mismo H2O.

5. MATERIALES:

Hojas de la especie problema

10 tubos de ensayo

Pipetas Pasteur

Cuchilla o bisturí

Soluciones de sacarosa 0.1M, 0.2M, 0.3M, 0.4M y 0.5M

Pinzas

6. PROCEDIMIENTO:





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Llenar dos tubos de ensayo con 15 ml de cada una de las 5 soluciones

de sacarosa; a uno delos tubos de cada pareja se le deberá agregar 1

a 2 gotas de azul de metileno. Cortar cuadrados de 1 cm de lado del

tejido foliar y sumergir tres fragmentos en cada uno de los 5 tubos sin

colorante, tapar con papel parafilm y esperar hora y media.

Una vez cumplido el tiempo, sacar con pinzas las muestras de tejido

foliar de cada uno de los tubos y desecharlas. Tomar una pipeta

Pasteur y colocar una gota de la correspondiente solución coloreada a

unos 3 cm de profundidad en la solución donde se sumergió el tejido.

Observar si la gota liberada se sumerge (la solución patrón es mas

densa), flota (la solución patrón es menos densa) o permanece

suspendida y tiende a difundirse (los valores H2O tienden a ser

iguales).

Para la discusión de este ensayo, es necesario investigar el potencial

de agua de las diferentes soluciones de sacarosa.

7. PREGUNTAS

1. ¿El pH en el suelo influye en el potencial hídrico del mismo?

¿cómo?

2. ¿Cuál es el papel de la edafofauna en la capacidad de

almacenamiento de agua del suelo?

3. ¿Qué es y como se origina el agua subterránea?

4. ¿El agua subterránea es usada por las plantas?





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FISIOLOGIA VEGETAL

1. FUNDAMENTOS DE NUTRICIÓN

El suelo es un reservorio de elementos libres y compuestos con carga,

denominados iones. Un vez se presenta la germinación de una

semilla, la primera función fisiológica que debe cumplir la nueva

plántula es la nutrición, proceso durante el cual la raíz es capaz de

incorporar en sus tejidos los aniones (carga negativa) y cationes

(carga positiva) del suelo, transportarlos desde las células

epidérmicas hasta el tejido conductor, y finalmente conducirlos a lo

largo del eje caulinar hasta las hojas.

Las cantidades de nutrimentos asimilados por la planta son decisivos

para su desarrollo y funcionamiento; la participación de los elementos

químicos de estos nutrimentos en el cuerpo físico de una planta,

incluye desde la formación misma de los tejidos fundamentales, hasta

la permanencia en su forma iónica para mantener los gradientes de

osmorregulación de las células (tabla 3).





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Tabla 3. Clasificación bioquímica de los nutrientes vegetales

(de acuerdo a Taiz y Zeiger, 1998).

Función bioquímica Elementos

GRUPO 1 Nutrientes que forman los componentes

biomoleculares de la planta

N, S

GRUPO 2 Nutrientes que son importantes para el

almacenamiento de energía o la integridad

estructural

P, B, Si

GRUPO 3 Nutrientes que permanecen en forma iónica K, Na, Mg, Ca, Mn, Cl

GRUPO 4 Nutrientes involucrados en la transferencia de

electrones y actividad enzimática.

Fe, Cu, Zn, Mo, Ni

Las formas iónicas en las cuales estos elementos son absorbidos por

los vegetales, están resumidas en la tabla 4. No en todos los casos la

forma en la cual los elementos esenciales están presentes en el

suelo, son compuestos químicos que la planta pueda asimilar; siendo

muy común la acción de microorganismos como los hongos vesiculo-

arbusculares y las bacterias nitrificantes como facilitadores del

proceso de toma de sustancias para la planta. esto se realiza gracias

a relaciones simbióticas microorganismo – planta, en las cuales

generalmente los primeros reciben a cambio carbohidratos altamente

energéticos.

Bajo condiciones experimentales, es posible reemplazar el reservorio

de nutrientes del suelo o la tierra por una solución acuosa de

diferentes sales que contienen los elementos esenciales; esta técnica

de cultivo vegetal es conocida como hidroponía. La cantidad de los





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nutrientes presentes en la solución debe estar en un rango acorde

con los óptimos de asimilación de la planta, ya que si el elemento

está en concentraciones demasiado bajas, no suplirá los

requerimientos mínimos de nutrición; en contraposición, si las

concentraciones del elemento son demasiado altas, los niveles de la

sustancia pueden incluso alcanzar el grado de toxicidad para la

planta.

Tabla 4. Elementos esenciales para la mayoría de las plantas

superiores y concentraciones internas que se consideran

adecuadas (Tomado de Salisbury, 1994).

ELEMENTO SÍMBOLO

FORMA

DISPONIBLE

A LA PLANTA

CONCENTRACIÓN EN MASA

SECA

Mg/Kg %

Molibdeno Mo MoO4-2 0.1 0.00001

Níquel Ni Ni2+ — —

Cobre Cu Cu+ Cu+2 6 0.0006

Cinc Zn Zn+220 20 0.0020

Manganeso Mn Mn+2 50 0.0050

Boro B H3Bo3 20 0.002

Hierro Fe Fe+2 Fe+3 100 0.010

Cloro Cl Cl- 100 0.010

Azufre S SO4-2 1000 0.1

Fósforo P H2PO4- H2PO4

-2 2000 0.2

Magnesio Mg Mg+2 2000 0.2

Calcio Ca Ca+2 5000 0.5





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Potasio K K+ 10000 1.0

Nitrógeno Ni NO3- NH4

+ 15000 1.5

Oxígeno O O2 H2O 450000 45

Carbono C CO2 450000 45

Hidrógeno H H2O 60000 6

2. OBJETIVO

2.1 OBJETIVO GENERAL

Determinar el efecto de la concentración y deficiencia de algunos

elementos esenciales en las propiedades del suelo, la osmo-

regulación celular, y en los indicadores de salud de una planta:

biomasa seca, área foliar, longitud del eje caulinar, producción de

hojas, marchitez y enfermedad

3. MATERIALES

pH-metro Cuchillo de campo**

Vasos de precipitados de 250 ml Metro**

Agitadores de vidrio Marcador**

Pipetas de 10 ml 7Frascos oscuros de 200 a 300

ml**

Cajas de Petri

Papel aluminio**

7 plántulas menores de 15 cm de

longitud de la

sp problema (lo mas homegéneas

posible)**





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Tubos de ensayo 7 pitillos**

Gradilla garrafas de plástico de1 galón**

Vasos de precipitados de 1000 ml Fósforos o encendedor**

Papel normal o milimetrado** pala pequeña de jardinería**


REACTIVOS

Agua destilada

Hipoclorito de Sodio** al 2%

Soluciones de NaCl 0.75M (80 ml)

CaCl2 0.75M (80 ml)

Soluciones de KNO3 1M (150ml)

Ca(NO3)2·4H2O 1M (100 ml)

NH4H2PO4 1M (50 ml)

MgSO4·7H2O 1M (50 ml)

Na2SO4 1M (30 ml)

Micronutrientes: Para 250 ml de solución: 0,05 gr de KCl

0,16 gr de B(OH)3

0,10 gr de MnCl·4H2O

0,02 gr de ZnSO4

0,02 gr de CuCO4·5H2O (o de

CuSO4·5H2O)

0.01 gr de H2MoO4 (o 0,08 mM)





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0.6g de Fe (en EDTA o algún

quelato de Fe)

0.02 de Al2SO4)3

0.12 de Co(NO3)2·6H2O

0.02 gr. de NiSO4·7H2O

4. PROCEDIMIENTO


4.1 Caracterización y pH del suelo

En sitios donde se halla registrado precipitación 24 horas antes,

extraer cubos de 5 cm X 5 cm de superficie) de 4 tipos de suelo, de

origen, coloración y textura diferentes, incluyendo, si es posible, el

suelo en el cual crecen las especies problema que se han

caracterizado en las prácticas anteriores. Marcar los sitios donde se

realizó el muestreo, para repetirlo en días de lluvia.

Caracterización física del suelo:

El suelo deberá ser conducido en el menor tiempo posible al

laboratorio para la evaluación del pH. Inicialmente, deberá tomarse

un poco de suelo entre los dedos para hacer una caracterización de la

textura del suelo, del siguiente modo:

- Si al palpar la muestra no es posible distinguir ninguna partícula, el

material se extiende suavemente sobre los dedos (como





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mantequilla) y tiende a teñir los dedos, el suelo es

predominantemente arcilloso.

- Si la prueba de tacto no es positiva o es muy débil y el material al

ser comprimido entre los dedos se vuelve pegajoso (como la

greda), posiblemente hay presencia de limos es mas del 25%

- Si las partículas son notorias al tacto, de consistencia gruesa y hay

desmoronamiento al comprimir la muestra, el suelo es

predominantemente arenoso.

- Es posible establecer textura de suelo intermedio de acuerdo a los

criterios anteriores.

Realizar anotaciones adicionales, como presencia de macroporos y

microporos (a simple vista y en estereoscopio, respectivamente),

color de las muestras y dureza o compactación.

Medición del pH

Colocar el cubo de suelo en un vaso de precipitados de 250ml y

agregar agua destilada hasta donde se completen fracciones

aproximadas de 1:1. Homogenizar la mezcla y medir el pH. Hacer el

proceso en todas las muestras, y finalmente, medir el pH del agua

destilada. Repetir la prueba con muestras de suelo con precipitación

reciente.





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Resumir en una tabla los resultados obtenidos, tanto en muestras

secas como en muestras de lluvia. En estas últimas no es necesario

repetir la caracterización física.

4.2 Efecto del NaCl y el CaCl2 en las células* (3.3)

Cortar 4 trozos de remolacha de 2 cm de largo y lavar con agua

destilada hasta eliminar el colorante, colocar cada trozo en un tubo

de ensayo, y agregar soluciones así:

Primer tubo: 8 ml de NaCl 0.75 M

Segundo tubo: 8 ml de CaCl2 0.75 M

Tercer tubo: 4 ml de NaCl 0.75 M y 4 ml de CaCl2 0.75 M

Cuarto tubo: 8 ml de agua destilada

Observar y anotar las coloraciones de la solución y del tejido vegetal:

al inicio del ensayo, 30 minutos después, hora y media después y 24

horas después.

4.3 Efecto de la deficiencia de macro y micronutrientes en

los indicadores de salud de una planta (UNAL, 1997)

Cada grupo de trabajo deberá preparar 5 litros de alguna de las 7

soluciones propuestas en la tabla 5.





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Tabla 5. Componentes y cantidades correspondientes (en ml)

para preparar 1 Lt de solución

REACTIVO [ ] SOL 1

complet

a

SOL 2

-

Micronuts

SOL 3

- K y - Na

SOL

4

- P

SOL

5

- Mg

SOL

6

- Ca

SOL 7

- Fe

KNO3 1M 6.0 6.0 — 6.0 6.0 6.0 6.0

Ca(NO3)2·4H2

O

1M 4.2 4.2 4.2 4.2 4.2 — 4.2

NH4H2PO4 1M 1.5 1.5 1.5 — 1.5 1.5 1.5

MgSO4·7H2O 1M 1.5 1.5 1.7 1.5 — 1.5 1.5

Na2SO4 1M 0.2 0.2 — 0.2 1.7 0.2 0.2

Micronut. 2.0 — 2.0 2.0 2.0 2.0 —

Micronut sin

Fe

— — — — — — 2.0

Extraer las plantas sin dañar la raíz, lavarlas con agua destilada y con

solución de hipoclorito al 2%; los frascos y pitillos deberán ser

igualmente lavados y desinfectados preferiblemente antes de iniciar

la práctica.

Cada grupo deberá someter sus plantas de trabajo a las soluciones;

en el caso de tener menos de 7 plántulas, la escogencia de las

soluciones se hará dependiendo de la revisión bibliográfica que se

tenga previamente sobre la especie problema. Todos los grupos

deberán tener una planta bajo solución control (solución 1) y una bajo





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deficiencia de micronutrientes (solución 2). La cantidad de nutriente

agregado deberá oscilar entre 100 y 200 ml, dependiendo del tamaño

de las plántulas y en particular, de la raíz.

Sellar el frasco en la parte superior con papel aluminio, para que no

escapen nutrientes ni se oxiden, dejando sólo espacio para la plántula

y el pitillo. Cada frasco deberá ser marcado con su respectivo

tratamiento, y cada tres días deberá airearse la solución (soplar a

través del pitillo durante unos minutos); cada semana deberán ser

registrados los siguientes datos:

- área foliar de una o dos hojas (las mismas en todas las revisiones):

esta medición debe hacerse con mucho cuidado para no dañar las

hojas, usando plantillas en papel de área conocida.

- Crecimiento en longitud del tallo: marcar desde el primer día un

punto del tallo de la plántula, con marcador indeleble; esto

permitirá medir en cada observación la longitud desde ese punto

hasta el ápice terminal de la plántula.

- Número de hojas

- Longitud de los entrenudos: Medir los dos últimos entrenudos de la

planta





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- Apariencia física de la planta. - Hacer un formato de apoyo (tabla

6) para el registro de datos generales que evalúen el estado de

salud de la planta.

El seguimiento de la salud de las plántulas podrá prolongarse hasta 2

meses, dependiendo de la resistencia de las plantas a las condiciones

de deficiencia de nutrientes.

5. PREGUNTAS

¿Cuáles son las deficiencias de elementos esenciales más comunes

de los suelos del piedemonte amazónico?

¿Cuáles son los tratamientos más comunes para nivelar el pH de un

suelo ácido?

¿Cuál es el efecto de la aplicación desmedida de fertilizantes en el

suelo?





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Tabla 6. Ejemplo de un formato para los registros de apariencia física.

SOLUCIÓN 1: COMPLETO

CARACTERÍSTICAS Abril 10 Abril 25

Coloración

de

Hojas Normal

Venas

foliares

Normal

Tallo Normal

Firmeza del

tallo

Débil

Rígido X

Manchado de Hojas

Tallo

Necrosis En las hojas

margen de

las hojas

En una

hoja

En el tallo

Margen de

las hojas

Normal X

Enrollamient

o

Yema foliar Normal X

Anormal

Marchitamie

nto

General

De las hojas





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FISIOLOGIA VEGETAL

1. FUNDAMENTOS SOBRE CRECIMIENTO Y DESARROLLO

En el ciclo de vida de una planta, llegar a la adultez es un triunfo que

pocos individuos de una misma cohorte de descendientes puede

lograr. Los ritmos de crecimiento de un individuo son fundamentales

durante la competencia para llegar a ocupar una cobertura de los

espacios de luz que se ofrecen en un ecosistema determinado.

El crecimiento está influenciado profundamente por 4 factores:

La cantidad de luz que llega al sitio donde la planta está

establecida

El estatus nutricional del suelo

Los efectos intra e Inter- específicos como la predación y la

competencia

La temperatura

La herencia

Existen numerosos evaluadores de las tasas de crecimiento de una

planta. A continuación se enumeran las variables mas usadas en

fisiología vegetal (Fernández, 2004).





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AFE Area foliar específica

Relación entre el área foliar y la biomasa foliar de la planta

CAF Cociente de área foliar

Relación entre el área foliar y el peso total de la planta, expresando

así cuánta es la proporción de área foliar cuya fotosíntesis mantiene a

todo el individuo

CPF Cociente de peso foliar

Es una relación entre el peso seco de la fitomasa y el peso total de la

planta





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DAF Duración del área foliar

índice que se refiere a la duración del funcionamiento de la fitomasa,

y es necesario para entender el costo energético de la formación de

la unidad de superficie foliar de la planta y su rendimiento en

producción de asimilados.

IAF Indice de área foliar

Relaciona la extensión de la superficie asimilatoria con la superficie

del suelo sobre la cual se proyecta. Es un estimador de la magnitud

del área fotosintetizante expuesta por el cultivo a la radiación solar

incidente.

TAN Tasa de asimilación neta

Parámetro que representa el incremento del peso en gramos por área

foliar (en m2), por período de tiempo. La tasa de asimilación neta es

una medida directa de la eficiencia productiva de la planta.





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TFU

Tasa

foliar unitaria

Relaciona el incremento de material vegetal por unidad de material

asimilatorio por unidad de tiempo. Este estimador, al igual que la TAN

son usados con frecuencia para medir el aumento neto en el peso

seco de la planta por área foliar unitaria.

TC Tasa de crecimiento y TRC Tasa neta de crecimiento

Parámetros que representan el incremento en peso del individuo en

función del peso alcanzado en un momento dado.





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v/r Relación vástago / raíz

Parámetro que expresa la proporción de asimilados que entran en la

formación de los órganos aéreos y subterráneos.

2. OBJETIVO GENERAL

Conocer y aplicar los métodos que permiten estimar el crecimiento de

una especie vegetal.

3. MATERIALES

Parcela experimental

Horno de secado

Tijeras podadoras





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Bolsas de papel

Balanza

Papel periódico

Cartulina

Papel milimetrado

Metro o regla

4. PROCEDIMIENTO

Programación para una salida de campo

Efecto de un tratamiento en el crecimiento de un cultivo

Establecimiento, mantenimiento y muestreo del cultivo

El curso deberá obtener como mínimo 400 semillas de una

especie en cosecha. Estas se sembrarán en una parcela (en finca

experimental de UNIAMAZONÍA) de 20X20 m, a distancia de 1m

entre semilla y semilla; cada una de ellas deberá numerarse o

nombrarse con un código para facilitar el registro de información.

Deberán tomarse datos como la fecha de siembra, la calidad del

suelo, el régimen climático. Una parte de la parcela deberá

reservarse para la aplicación de algún tratamiento, como efecto

de herbicidas o efecto de hormonas (prácticas del numeral 8) en

el crecimiento.





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Cada 8 días los grupos se turnarán para atender la parcela, revisar

la humedad y registrar el comienzo de la germinación. A partir del

momento en que las plántulas tengan 3 a 4 hojas, comenzará la

colecta de los siguientes datos, para 6 individuos escogidos al

azar:

Longitud total (desde el ápice de la raíz principal hasta la yema

terminal)

Área foliar de 3 a 5 hojas, dependiendo del tamaño de la planta,

elegidas al azar (debe haber representación de hojas nuevas y

hojas antiguas).

Peso seco total y peso seco de cada parte de la planta: hojas,

tallo y raíz.

Para reducir el rango de error, nunca incluir en el muestreo la

plántula mas pequeña ni la mas alta. Al final se deberá obtener un

único valor de incremento en biomasa, en área foliar o en

longitud. Comentarios importantes del desarrollo, como la

formación de renuevos, ramificaciones, cambios en la morfología

de las hojas, floración, etc., al igual que anotaciones sobre alguna

planta en particular, también deben ser registrados. La ficha en la

tabla 7 deberá ser llenada a lo largo del seguimiento.

Determinación del área foliar

El curso deberá buscar previamente plántulas, juveniles y adultos

de la especie que se sembró en la parcela, y cada grupo colectará

10 tamaños de hoja diferentes. Calcarán la hojas sobre papel





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milimetrado y determinarán el área foliar en cm2; posteriormente

se recortará la silueta de la hoja en cartulina, escribiendo en ella

el área foliar. Todos los grupos aportarán sus plantillas en

cartulina, las cuales servirán para la estimación del área foliar en

las plantas del cultivo.

Resultados

Cada grupo de trabajo deberá mostrar la tabla de resultados final y

realizar los cálculos de AFE, CPF, TRC, v/r y ln del incremento en

longitud total, y realizar gráficas de esas variables en relación al

tiempo de seguimiento. La documentación fotográfica del proceso de

crecimiento y desarrollo también será de mucha utilidad.

Análisis

Este deberá enfocarse en el estudio del desarrollo de la especie

problema, en la comparación de las gráficas con los patrones teóricos

de crecimiento vegetal, y en la comparación con reportes publicados

para especies de alta domesticación (maíz, trigo, etc.)

Cambios en las ratas de crecimiento

5. OBJETIVO

Obtener un patrón logarítmico de crecimiento usando germinados de

la especie problema





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Tabla 7. Ficha que todo grupo de trabajo debe llenar para el

seguimiento de crecimiento y desarrollo

Fecha 14-10-04 21-10-

04

28-10-

04

Grupo de trabajo Grupo 2 Grupo

3

Grupo 4

Plantas

muestreadas

A2, D5,

D8, E1,

G9, J4

Área foliar 36.7 cm2

Longitud total 49.3 cm

Biomasa seca

hojas

39.6 gr

Biomasa seca

raíz

21.1 gr

Biomasa seca

tallo

15.8 gr

Biomasa seca

total

76.5 gr

Comentarios Aparició

n de

yemas

axilares

en G9





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6. MATERIALES

3 a 5 semillas recién germinadas

Marcador indeleble

Metro o regla

7. PROCEDIMIENTO

Marcar un punto por detrás del gancho del hipocótilo en crecimiento,

y medir la distancia desde ese punto hasta el suelo. Graficar las

distancias a las cuales el punto se desplaza en cada intervalo de

tiempo de 3 días, durante 3 semanas.

Efecto de la luz sobre el desarrollo de la plántula (Fernández,

2004)

8. OBJETIVO

Comprobar que la luz incide notablemente en la morfogénesis de las

plántulas

9. MATERIALES

Plántulas de maíz o de fríjol germinadas en : Luz normal

Luz deficiente

Oscuridad.

Regla





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10. METODOLOGÍA

Examine las plántulas de maíz y fríjol que han sido germinadas en luz

normal, luz deficiente y oscuridad. Observe su coloración y haga

mediciones del tallo, hojas, etc. según el cuadro siguiente para cada

especie.

Tabla 8. Formato para la colección de datos

Especi

e

Parte de la plantula Luz

normal

Luz

deficiente

Oscuridad

Maíz

Grosor del tallo (mm)

Largo promedio de

hojas (cm)

Ancho promedio de

hojas (cm)

Largo del mesocotilo

(cm)

Color de las hojas

Consistencia

General

Grosor del tallo (mm)

Largo promedio de

hojas (cm)

Ancho promedio de

hojas (cm)





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Frijol Largo del mesocotilo

(cm)

Color de las hojas

Consistencia

General

Rompimiento del

"gancho" cotiledonar

Largo del Hipocotilo

(cm)

Largo del epicótilo (cm)

Color

Haga una discusión de cómo afecta la luz la morfogénesis de la

plántula.

11. PREGUNTAS

¿Cuáles son las especies que menor ritmo de crecimiento tienen y

cuáles las de mayor?

¿Qué importancia tiene la distancia de siembra en el desarrollo de la

planta en relación al uso de la luz?

¿Qué diferencia (ventajas y desventajas) existe entre el crecimiento

de una planta doméstica, que es subsidiada por el hombre, y una

que está sometida a competencia en su ambiente natura?





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FISIOLOGIA VEGETAL

1. FUNDAMENTOS SOBRE TRANSPORTE Y TRANSPIRACIÓN

VEGETAL

Actualmente, se considera que por cada gramo de carbono fijado

durante la fotosíntesis, una sola planta pierde entre 250 y 400

gramos de agua. Este fenómeno se produce por la necesidad de la

planta de abrir los estomas para tomar el CO2 atmosférico.





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La planta resulta ser una fábrica altamente eficiente en la

construcción de sustancias carbonadas, pero su funcionamiento está

limitado por las cantidades de agua de las que dispone: durante la

sequía, la cantidad de sales disueltas en el suelo disminuye, la

diferencia de presión de vapor de agua entre el aire y el suelo

aumenta y la planta está presionada a fotosintetizar a costa de la

transpiración. Bajo esas condiciones de estrés hídrico, cada especie

vegetal deberá desarrollar una estrategia de balance máximo, o

escoger entre “morir de hambre” (reducir la fotosíntesis y cerrar

estomas) y “morir de sed” (sintetizar carbohidratos y perder agua).

Los tejidos vegetales, a diferencia de los tejidos animales, no realizan

un reciclaje del agua interna. El ascenso de agua es un proceso

constante, donde el agua evacuada asciende en forma de vapor a la

atmósfera; en ecosistemas donde la biomasa total es elevada, como

el bosque tropical lluvioso, las cantidades de agua que se mueven en

el ciclo hídrico suelo - planta -atmósfera se miden en toneladas / año,

y estas masas son decisivas en el régimen climático de grandes

extensiones continentales.





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El agua es transportada en sentido vertical y en contra de la

gravedad a través de los tejidos conductores, mediante el fenómeno

conocido como capilaridad, gracias al cual las moléculas de agua se

adhieren a las paredes del capilar, moviéndose a una velocidad que

depende del radio del capilar, del material del capilar, y de la

presencia de solutos en el agua.

Sin embargo, la capilaridad no es el único mecanismo que favorece el

transporte de sustancias a través del tallo de la planta. Se podrían

mencionar otros 4 factores igual de importantes:

El gradiente de potencial de agua (H2O): La presión del agua es

mayor en el suelo que en la planta, y mayor en la planta que en el

aire. Este gradiente impulsa las moléculas libres de agua en sentido

suelo – planta- aire.

La presencia de macroporos y microporos en el suelo: Estos

espacios son un reservorio de gases, que al expandirse empujan las

moléculas de agua hacia las plantas.

El calentamiento diurno estimula un proceso continuo de

evaporación de agua en la superficie foliar, haciendo a su vez que la

planta transfiera agua hacia sus hojas para mantenerlas a una

temperatura mas baja y óptima para los ritmos metabólicos.

El gradiente de solutos: la concentración de solutos es mayor

dentro de los tejidos de la planta, por lo tanto el agua del suelo tiende





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a entrar para diluirlos.

2. OBJETIVO GENERAL

Caracterizar las estructuras directamente relacionadas con la

transpiración y el transporte de sustancias a través de una planta

problema, y cuantificar en cuanto sea posible estos procesos, para

llegar a un diagnóstico final del manejo hídrico de la planta.


Dos plántulas de la especie problema (una en matera)**

Hojas frescas de un adulto de la especie problema**

Hojas frescas de un competidor de la especie problemaA

**

Esmalte transparente**

Cinta adhesiva transparente**

Cuchillas **

Tijeras**

Clips**

Pinzas de disección y bisturí**

Cinta de enmascarar**

Papel aluminio **

Vidrio de reloj

Incubadora

Vaso de precipitados de 250 ml

A En caso de que la planta problema se encuentre en sitio abierto, las especies vecinas, que generalmente deben usar los mismos recursos, resultan ser sus competidores.





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Vaso de precipitados de 50 ml

Solución de CoCl2 al 5%;

Solución de NaCl al 10%

Azul de lactofenol

Capilares

Papel filtro

Balanza


4. PROCEDIMIENTO


Observación y cuantificación de estomas

Extraer muestras de la epidermis de tres tipos de hoja: de la

especie problema en estado adulto, de una plántula de la misma

especie y de un competidor natural de la especie problema.

La extracción puede realizarse de tres formas distintas:

- Una impresión en esmalte transparente

- Una impresión en cinta adhesiva transparente

- Un corte fino superficial de la hoja





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En todos los casos, deberá hacerse una cuantificación del número

de estomas en el área del campo visual del microscopio, para

hacer posteriormente una estimación del número de estomas /

cm2 en el haz y en el envés. También deberá hacerse una

caracterización del estoma de la planta problema y el dibujo

correspondiente a 40X.

Determinación de la transpiración estomática usando papel

impregnado en CoCl2

Usando pinzas, sumergir tiras de papel filtro (el tamaño

dependerá del tamaño de las hojas) en una solución de CoCl2 al

5%; las tiras se pondrán a secar sobre un vidrio de reloj a 80°C.

Una vez secas, ponerlas en contacto directo con el haz y el envés

de por lo menos dos hojas de una planta (especie problema) en

matera. Medir el tiempo que gasta el papel en tornar de color.

Comparar y analizar los resultados.

1. Capilaridad

Colocar en un vaso de precipitados 10 ml de agua destilada. Poner

en contacto superficial un extremo de un capilar de diámetro

conocido, registrar la altura a la que sube la columna de agua, y si

es posible, el tiempo en el cual se da este ascenso. Repetir el

mismo procedimiento para una solución de NaCl al 10%. Tomar un

vástago de la planta problema, cortar en un punto medio del tallo,

esperar que suba la savia de la planta a la superficie, y repetir el





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contacto con el capilar. Realice una tabla de los resultados,

comparándolos con la fórmula

C= ———————

Donde C: altura de la columna

r: radio del capilar

2. Velocidad de transporte de fluidos a través del xilema

En una plántula sembrada o en agua, deberá realizar un corte

diagonal o en forma de cuña (puede ser la misma a la cual realizó

el ensayo de capilaridad en el numeral anterior); separar las

partes. A la parte inferior se le debe poner una o dos gotas de

cristal violeta, tiñendo la savia; posteriormente se deberá acoplar

de nuevo las partes de la planta, ajustándolas con cinta, y se

esperará 1 minuto, al cabo del cual deben hacerse diferentes

cortes, a diferentes niveles de la plántula, para identificar la altura

hasta la cual ascendió el colorante por los vasos conductores.

Determinar la velocidad a la cual ascendió la sustancia, en cm /

seg.

3. Flujo de fluidos a través del xilema



1.49 x 10-6 m2

r



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Hacer diferentes cortes transversales finos del tallo de la plántula

del ensayo anterior, para cuantificar los vasos del xilema y

estimar el diámetro promedio de estos vasos haciendo la

correspondiente medición a por lo menos tres de ellos.

Con estos datos y los del numeral anterior, es posible conocer el

flujo de la savia a través de la planta problema, el cual se puede

medir en cm3 / seg.

4. Marchitez y transpiración

Usar un planta sembrada con anterioridad, en una matera que

presente salidas de agua en el fondo; regar hasta capacidad de

campo y hallar el peso del sistema. Posteriormente, deberá

taparse la superficie del suelo con papel aluminio, de tal modo

que el agua que escape lo haga casi exclusivamente a través de

la planta; dejar el sistema en reposo, bajo la influencia de una

fuente de luz constante y hallar la biomasa cada hora, durante 8 -

24 horas, registrando además la temperatura a la cual está

sometida la planta.

Comparar los resultados con la información obtenida para la

misma especie, en el ensayo 4 de la práctica de balance hídrico.

5. PREGUNTAS





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- Investigue alguna forma de clasificación de los estomas

(morfológica o fisiológica), y ubiquen su planta problema en el tipo

indicado.

- ¿Porqué la fotorrespiración está relacionada con la apertura

estomática?





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FISIOLOGIA VEGETAL

1. FUNDAMENTOS SOBRE FOTOSÍNTESIS

Los organismos fotosintéticos resultan ser los únicos con la

capacidad de fabricar compuestos carbonados a partir de fuentes

inorgánicas. Este proceso debe cumplir con diferentes reacciones

bioquímicas, desde la obtención “gratuita” de energía química usando

agua y fotones de la luz solar, hasta la fijación de moléculas de CO2

en compuestos tricarbonados.

Para la realización de esta ruta anabólica son necesarios varios

componentes, presentes en el cloroplasto (aunque algunos otros son

transportados desde el citoplasma, por ej: el ortofosfato) como la

presencia de pigmentos, el complejo transportador de electrones o

complejo citocromo, las proteínas de membrana interna, un gradiente

electroquímico y las enzimas del ciclo de Calvin (figura 1).

En el caso particular de los pigmentos fotosintéticos, es posible

identificar las cantidades en las cuales están presentes y su espectro

de absorción, determinando los valores de absorbancia o





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transmitancia, usando un espectrofotómetro. La relación entre las dos

variables, puede observarse en la Tabla 7

2. OBJETIVO GENERAL

Realizar la cuantificación de diferentes variables relacionadas con la

cantidad de luz absorbida, y el rendimiento fotosintético de la planta

problema, mediante la aplicación de métodos de espectrofotometría y

fisiología vegetal





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Tabla 9. Relación entre transmitancia (%T) y absorbancia o

Densidad óptica (D) en fotocolorimetría (tomado de Wawk, et

al., en: Mejía, 2002)

T(%

)

D T(%

)

D T(%

)

D T(%

)

D

100 0.00

0

75 0.12

5

50 0.30

1

25 0.60

2

99 0.00

4

74 0.13

1

49 0.31

0

24 0.62

0

98 0.00

9

73 0.13

7

48 0.31

9

23 0.63

8

97 0.01

3

72 0.14

3

47 0.32

8

22 0.65

8

96 0.01

8

71 0.14

9

46 0.33

7

21 0.67

8

95 0.02

2

70 0.15

5

45 0.34

7

20 0.69

9

94 0.02

7

69 0.16

1

44 0.35

7

19 0.72

1

93 0.03

2

68 0.16

8

43 0.36

7

18 0.74

5

92 0.03

6

67 0.17

4

42 0.37

7

17 0.77

0

91 0.04

1

66 0.18

1

41 0.38

7

16 0.79

6





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90 0.04

6

65 0.18

7

40 0.39

8

15 0.82

4

89 0.05

1

64 0.19

4

39 0.40

9

14 0.85

4

88 0.05

6

63 0.20

1

38 0.42

0

13 0.88

6

87 0.06

1

62 0.20

8

37 0.43

2

12 0.92

1

86 0.06

6

61 0.21

5

36 0.44

4

11 0.95

9

85 0.07

1

60 0.22

2

35 0.45

6

10 1.00

0

84 0.07

6

59 0.22

9

34 0.46

9

9 1.04

6

83 0.08

1

58 0.23

7

33 0.48

2

8 1.09

7

82 0.08

6

57 0.24

4

32 0.49

5

7 1.15

5

81 0.09

2

56 0.25

2

31 0.50

9

6 1.22

2

80 0.09

7

55 0.26

0

30 0.52

3

5 1.30

1

79 0.10

2

54 0.26

8

29 0.53

8

4 1.39

8

78 0.10

8

53 0.27

6

28 0.55

2

3 1.52

3

77 0.11 52 0.28 27 0.56 2 1.69





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4 4 9 9

76 0.11

9

51 0.29

2

26 0.58

5

1 2.00

0

Nota: En fotómetros equipados con escala lineal de 0 a 100, D

corresponde a los valores de 2-log G, siendo G la lectura

galvanométrica a la marca de 100 como posición inicial.





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Figura 1. Resumen de las moléculas que participan en el

proceso fotosintético. Entre paréntesis, los picos de absorción ( en

longitudes de onda) de diferentes pigmentos. Al lado derecho, las

etapas del proceso fotosintético en el cual participan dichas

moléculas y la regla de iluminación mostrando la fase lumínica y la

fase oscura.

1. PIGMENTOS

2. CADENA TRANSPORTADORA

DE ELECTRONES (FS 1 y 2)



plastoquinonas

carotenos

ficocianinaficoeritrinaficobilinas

(500 a 580 nm)

carotenoides(400 a 500 nm)

Pigmentos accesorios

Xantinas

bacterioclorofila (350 y 780 nm)

clorofila b (470 y 670 nm)clorofila a (440 y 690 nm)

clorofilas

plastocianinas

zeaxantinaviolaxantinaanteraxantina

Subunidad F1: salida de protones y reacción ADP + Pi ATPSubunidad F0: entrada de protones a favor del gradiente

flavoproteínas (ferredoxina)

feofitina

citocromos

Lúmen estroma

proteínas hierro-azufre

H+

presencia de Mg++la ferredoxina reducida

concentraciones de CO2

pH

luzActivaciónporPlantas CAM

Plantas C4Plantas C3

AB

SO

RC

IÓN

DE

LU

ZC

ON

VE

RS

IÓN

DE

NA

DP

NA

DP

H+

HF

IJA

CIÓ

N D

E C

O2



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3. GRADIENTE ELECTROQUÍMICO

4. ATP SINTETASA

5. ENZIMAS DEL

CICLO DE CALVIN





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3. MATERIALES

8 Hojas frescas de un adulto de la especie problema**

AHojas de sombra y hojas de luz de la especie problema**

5 hojas frescas de un competidor de la especie problema**

2 hojas de sol y 2 hojas de sombra de una especie arbórea**

Hojas de pasto**

4 a 6 frascos de vidrio con tapón (debe caber una hoja de las

especies de trabajo)**

Aguja fina de coser e hilo delgado.**

Mortero

Embudo Buchner de decantación

Discos de papel filtro, watman 1

Cuarzo o arena fina

Matraz aforado de 100 ml

2 celdas de espectrofotómetro

Probeta de 100 ml.

1 tubo de ensayo

1 caja de Petri

1 vaso de precipitados de 50 ml

Acetona comercial 80%

1 pipeta de 5ml

Microscopio

Espectrofotómetro

Láminas y laminillas

A Opcionalwww.uniamazonia.edu.co




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Lámpara fluorescente

1 termómetro

Solución indicadora de CO2

Tionina

** A cargo del estudiante





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4. PROCEDIMIENTO


Caracterización del tejido foliar

Corte una franja longitudinal en la hoja de la especie problema,

que incluya la nervadura central. Realice posteriormente

diferentes cortes finos transversales, adicione 1 o 2 gotas de

tionina y complete el micropreparado. Observar a menor y mayor

aumento.

Deberá hacerse un reconocimiento de los diferentes tejidos,

haciendo especial caracterización de las células del mesófilo y de

la vaina del haz. Para esto pueden usarse fotografías o bibliografía

de histología consultada previamente. Realice los esquemas

correspondientes.

Repetir el mismo proceso con las hojas de pasto y las hojas de sol

y de sombra de la especie arbórea, o diferenciando hojas de sol y

de sombra de la especie problema.

1. Cuantificación de clorofilas (UNAL, 1997)





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Macere 1 gr de hojas frescas sin venas de la especie problema,

cortadas en trozos. Agregar cuarzo y 5 ml de acetona. Moler el

tejido hasta obtener una pasta fina, incorporar 30 ml mas de

acetona.

Filtrar la mezcla en un embudo buchner con papel filtro. Agregar

25 ml. mas de acetona a la pulpa y realizar un segundo filtrado,

incorporando este extracto al primero. La pulpa debe quedar

prácticamente de apariencia transparente, por lo tanto es posible

realizar un tercer macerado y filtrado hasta completar 100 ml de

filtrado de clorofila.

Llenar la celda de espectrofotómetro con el filtrado, y leer la

densidad óptica (D) a valores de 645, 652 y 663 nm. Como blanco

puede usarse agua destilada o acetona pura. Si es posible, realizar

este proceso para hojas de sol y de sombra.

2. Determinación del espectro de absorción de la planta

problema (UNAL, 1997)

Colocar 0.1 gr de hojas frescas (sin venas) de la especie

problema, cortadas en trozos. Agregar cuarzo y macerar el tejido

vegetal, adicionando 4 ml de acetona. Una vez se obtenga una

pasta fina, adicionar 10 ml mas de acetona.

Transferir cuidadosamente la mezcla a un embudo buchner con

papel filtro. Agregar 4 ml mas de acetona a la pulpa, macerar de





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nuevo e incorporar el segundo filtrado al primero. De igual modo

que en el ensayo anterior, la pulpa deberá retener la mínima

coloración posible; para relavar los remanentes de pigmento en

embudo y mortero, usar 2 ml de acetona adicionales. En todo el

procedimiento no deberá usarse mas de 20 ml de acetona.

Llenar la celda del espectrofotómetro con el extracto y leer la

densidad óptica (D) a intervalos de 10 nm desde 400 nm hasta

720 nm. Como blanco puede usarse acetona pura o agua

destilada. Repetir todo el proceso para la especie competidora.

3. *Determinación del Punto de compensación de luz

De acuerdo al tamaño de los frascos a usar, adicionar de 3 a 6 ml

de la solución indicadora de CO2 en cada uno. Atravesar

finamente la parte apical de una hoja de la especie problema con

hilo, e introducirla en el frasco de tal modo que no toque la

solución y quede suspendida dentro del frasco; tapar el frasco,

sosteniendo el extremo del hilo. Reservar uno de los frascos para

el montaje blanco, agregando la solución pero dejando el frasco

vacío.

Rotular los frascos con hojas 1, 2, 3 y 4, sometiéndolos a los

siguientes tratamientos durante tres horas (ubicar los frascos en el

ambiente correspondiente, en el menor tiempo posible):





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Tabla 10. Tratamientos para determinar el punto de compensación

de luz de la especie problema

FRASCO TRATAMIENTO

1 Oscuridad total

2 Semisombra constante

3 A 40 cm de una lámpara o fuente de luz de neón

4 A 10 cm de una lámpara o fuente de luz de neón

BLANCO A40 cm de una lámpara o fuente de luz de neón

Antes de desmontar el sistema, registrar la temperatura externa a

la cual estaba sometida cada frasco durante el tratamiento.





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5. RESULTADOS Y ANALISIS

Ensayo 6.1. Comparar los patrones de la forma y características

de los tejidos foliares entre las especies, para detectar la posible

adaptación anatómica de las plantas CAM, y evaluar si se dan

características importantes que diferencien las hojas de sombra y

las hojas de luz de nuestra especie problema o de una especie

distinta.

Ensayo 6.2. Calcular la cantidad de clorofila presente en el

extracto, expresándola como mg de clorofila por g de tejido foliar,

de acuerdo con las siguientes fórmulas:

mg de clorofila a/g de tejido = [12.7(D663) - 2.69(D645)] x

V/(1000x mf)

mg de clorofila b/g de tejido = [22.8(D645) -4.48(D663)] x

V/(1000x mf)

mg de clorofila total /g de tejido = [1000(D552)]/34.5 x

V/(1000x mf)

Donde D: densidad óptica del filtrado leída a la longitud denotada

por el subíndice

V: volumen final del extracto de clorofila en acetona al 80%

mf: masa fresca en gramos del tejido foliar





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Realice un análisis de los resultados obtenidos, incluyendo las

razones por las cuales una planta puede variar su radio clorofila

a / clorofila b, e integrar estos resultados de cuantificación de

clorofilas con el estudio anatómico de los tejidos foliares.

Comparar los resultados obtenidos para hojas de sol y hojas de

sombra, determinando las posibles estrategias de la planta en

relación al uso de la clorofila.

Ensayo 6.3. Construir el espectro de absorción de la planta

problema (absorbancia en Y, longitud de onda en nm, en X),

incorporando los picos de absorción obtenidos en el análisis de su

potencial fotosintético. Si los picos son anchos, este potencial es

muy alto, pero si son muy angostos, la planta se restringe.

Relacionar esto con la variedad de pigmentos que la planta puede

tener.

Comparar los resultados con los de la planta competidora.

Ensayo 6.4. Comparar las coloraciones finales de las soluciones,

primero con el blanco y luego entre frascos con hoja, y determinar

a partir de qué tratamiento el viraje de color tiende a permanecer

constante.





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6. PREGUNTAS

Investigue si existe un factor de conversión, que permita cambiar los

valores de cantidad de luz, dados en Vatios de una lámpara

(conociendo la distancia a la fuente de luz) a lux o DFF (densidad de

flujo de fotones). Estas conversiones permitirían un mejor análisis de

los datos en el ensayo 3.4 de esta práctica.

Busque listados o datos publicados de los puntos de compensación de

especies conocidas, indique cual es la medida mas común para medir

esta variable y compare estos datos con los de la especie problema.





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FISIOLOGIA VEGETAL

1. FUNDAMENTOS SOBRE RESPIRACIÓN

Al igual que cualquier organismo heterótrofo, una planta requiere de

procesos internos de oxidación que permitan elaborar ATP a partir de

moléculas energéticas como los carbohidratos. Este proceso,

conocido como respiración, es requerido tanto durante el día como en

la noche y degrada gran parte de las moléculas de azúcar que la

planta fabricó durante la fotosíntesis.

La respiración celular es la base para un gran número de rutas

metabólicas alternas, a partir de las cuales la planta es capaz de

fabricar precursores hormonales y vitamínicos, metabolitos

secundarios o sustancias alelopáticas, proteínas, lípidos y moléculas

transportadoras de electrones.


10 a 20 semillas pre- imbibidas**





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6 plántulas etioladasA de la sp. problema, con un mínimo de 4

hojas.**

2 plántulas con 4 hojas**

Sacabocados o bisturí**

Corcho y algodón**

Papel aluminio**

Lápiz de cera o marcador**

Cinta de enmascarar**

Bombillo de 100 watts

Balanza analítica

Horno para 105ºC

1 vaso de precipitados de 100 ml

5 vasos de precipitados de 50 ml

5 tubos de ensayo iguales o frascos angostos**

2 cajas de Petri

Varilla de agitación

agua destilada

Bureta con soporte

Gotero

Gradilla

Solución de K2CO3 al 2%

Solución de fenolftaleína

Solución de NaOH 0.01N

solución de NaOH al 20%

A deben haber estado un día en oscuridad absolutawww.uniamazonia.edu.co




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3. OBJETIVO GENERAL

Comprobar la respiración celular en diferentes partes vegetales y

evaluar cómo se relaciona con el pH en el medio y con la biomasa de

los tejidos.

4. PROCEDIMIENTO

Programación para una sesión de laboratorio.

PRACTICA 1. ABSORCIÓN DE OXÍGENO EN SEMILLAS (UNAL,

1997)

En 2 tubos de ensayo colocar semillas previamente imbibidas (por lo

menos 24 horas antes). Insertar luego una mota de algodón húmedo.

Agregar 20 ml de NaOH al 20% en 2 vasos de precipitados de 50 ml,

agregando al tercero agua en igual cantidad.

Invertir uno de los tubos en uno de los vasos que contenga NaOH y el

otro en el vaso con agua; el tubo sin semillas deberá colocarse en el

vaso restante, que contiene NaOH. Marcar el nivel de líquido en el

vaso de precipitados con un lápiz de cera. Los tubos deben quedar en

posición vertical, y el nivel del líquido será registrado de nuevo en 24

horas.

PRACTICA 2. METODO DE SACH PARA MEDIR FOTOSÍNTESIS Y

/ O RESPIRACIÓN (RÓVALO, 1993)





NIT:891.190.346-1

Extraer con mucho cuidado 5 discos de una hoja en cada una de las

plantas etioladas, de un sitio sin nervaduras notorias. Etiquetar el

material de cada plántula y poner a secar durante 1 hora a 105ºC.

Obtener la biomasa seca.

Durante el secado del proceso anterior, iluminar la mitad de las

plántulas por 90 minutos (evitando el sobrecalentamiento), y

simultáneamente mantener la otra mitad en oscuridad durante el

mismo tiempo. Al final de ese tiempo, extraer otros 5 círculos de cada

planta y repetir el proceso de secado. Hallar la biomasa.

Figura 2. Respiración celular y rutas alternas en plantas.

(Tomado de Taiz y Zeiger, 1998)





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PRACTICA 3. PRODUCCIÓN DE CO2 POR LAS RAÍCES (UNAL, 1

997)

Agregar dos gotas de fenolftaleína a un vaso con 100 ml de agua de

grifo. Añadir enseguida gota a gota una solución de K2CO3 hasta que

aparezca una leve coloración rosada. Evitar excesos.

Con esta agua llenar dos tubos de ensayo, tapar uno de ellos con un

corcho y colocar en el otro una plántula sosteniéndola en el borde con

papel aluminio o con algodón. Finalmente cubrir ambos tubos con

papel aluminio, para oscurecer la zona de las raíces, y dejarlos en un

sitio iluminado durante una semana.

Transcurrido ese tiempo, tomar 15 ml de solución de cada tubo por

separado, agregando primero unas gotas de fenolftaleína como

indicador del cambio de color; titular con NaOH 0.01N para valorar el

CO2 que contiene. Registrar el NaOH gastado para cada tubo.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Ensayo 1. Explicar las diferencias que se obtengan en el nivel de

solución de los vasos de precipitados.

Ensayo 2. Los datos obtenidos se pueden organizar en el siguiente

cuadro:





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Tabla 11. Ficha para la ganancia o pérdida de biomasa bajo los tratamientos.

MUESTRA TIEMPO

inicial: 0”

final: 90”

ILUMINACIÓN OSCURIDAD

BIOMASA

BIOMAS

A

BIOMASA BIOMASA

PLANTA 1 0”

90”

PLANTA 2 0”

90”

PLANTA 3 0”

90”

PROMEDIO BIOMASA

BIOMASA: Peso seco de las plántulas sin haberlas sometido a ningún

tratamiento (tiempo 0”) y luego del tratamiento (tiempo 90”)

BIOMASA: Biomasa seca final – biomasa seca inicial

Comparar los resultados de los tratamientos y analizar.

Ensayo 7.3. Investigar la ecuación de la reacción realizada durante

la titulación, para determinar la cantidad de CO2 en cada muestra.

PRACTICA 4. *INFLUENCIA DEL OXÍGENO EN LA RESPIRACIÓN

(MEJÍA, 2002)





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OBJETIVO

Comprobar la importancia del oxígeno en la germinación

MATERIALES

Semillas de rábano

Tres Frascos de boca ancha

Crisoles de porcelana o beakers de 50 ml

Papel filtro

Solución de KOH al 15%

Solución de ácido progálico al 7%

Agua destilada

Bandas de caucho

Papel de aluminio

Pinzas de laboratorio

Algodón

PROCEDIMIENTO

Utilizando los crisoles y el papel de filtro haga tres germinadores y

coloque en cada uno 10 semillas de rábano. Tomo tres frascos de

boca ancha y proceda en la forma siguiente:

Frasco 1:





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Vierta 15 ml de KOH al 25% y 8 ml de ácido pirogálico al 7%, luego

coloque dentro un crisol (germinador) teniendo el cuidado que no le

entre solución y tápelo herméticamente con papel de aluminio doble,

ajustando con unas bandas de caucho.

Frasco 2:

Vierta 15 ml de agua destilada, coloque dentro de otro crisol y tápelo

herméticamente con papel aluminio.

Frasco 3:

Vierta 15 ml de agua destilada, coloque dentro un crisol y tape el

frasco con algodón

Deje dos frascos en el ambiente del laboratorio.

RESULTADOS

Luego de 3 días observe la germinación de las semillas en cada frasco

Explique la razón de los resultados.

PREGUNTAS

Porqué es importante el oxígeno en la fisiología vegetal de las planas?

Porqué razón una plántula que crece en un suelo con poco oxígeno

(encharcado o endurecido) no crece bien?.





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PRACTICA 5. CUANTIFICACIÓN DE LA RESPIRACIÓN AEROBIA

POR EL MÉTODO COLORIMÉTRICO (RÓVALO, 1993)

MATERIALES

4 frascos de 500 cc con tapón de caucho

4 vasos de precipitados de 50 ml

1 probeta de 25 ml

1 bureta de 25 ml.

2 pipetas de 10 ml.

Refrigerador

Estufa

Termómetro

Gasa o tul

Cordón de cáñamo o hilo

30 gr. De semillas de la sp. problema

BaCl2 1 M

NaOH 0.2N

HCL 0.2N

Fenolftaleína 1% en etanol al 60%

PROCEDIMIENTO

Poner 50 ml de NaOH en cada uno de los frascos de 500 ml, tapar

provisionalmente mientras se empacan 15 gr. de semillas en un

envoltorio sencillo de gasa o de tul, firmemente cerrado con cuerda.





NIT:891.190.346-1

Destapar dos de los frascos e introducir la bolsa de semillas en cada

uno, dejándola suspendida del cordel, el cual debe ir fijo al tapón; los

otros dos frascos no deben contener semillas. En ningún caso las

semillas pueden estar en contacto con el NaOH.

Dejar un frasco con semillas y otro sin semillas en un ambiente a

temperaturas menores de 25 ºC, y la otra pareja de frascos en un

lugar con mas de 35 ºC, durante 36 horas, al final de las cuales se

debe extraer 10 ml del NaOH de cada frasco, pasarlos a un vaso de

precipitados de 50 ml, añadir 5ml de solución de BaCl2 para precipitar

el CO2, añadir luego 3 gotas de fenolftaleína (deberá dar un color

rosa-violáceo), y finalmente titular con HCl hasta que desapareza el

color (pH 8.5), anotando la cantidad de ácido que se empleó.

RESULTADOS

La cantidad de CO2 que queda atrapado en los frascos es medida con

la titulación de los tratamientos sin semillas, por lo tanto para

conocer cuánto CO2 proviene de la respiración, debe restarse ese

valor (el volumen titulado de HCl) del de los frascos con semillas, en

sus respectivas temperaturas. Al multiplicar por 5 el volumen final

obtenido de HCl, se habrá conocido la producción respiratoria de CO2.

5. PREGUNTAS

¿Qué consecuencias tiene la liberación de CO2 en el ambiente

edáfico?





NIT:891.190.346-1

Justificar el uso del NaOH en varios de estos ensayos.

¿Porqué el test de viabilidad de semillas con tetrazolium podría ser

también un ensayo experimental para respiración celular?





NIT:891.190.346-1




FISIOLOGIA VEGETAL

1. FUNDAMENTOS SOBRE REGULACIÓN HORMONAL Y EFECTO

DE HERBICIDAS

Las hormonas son sustancias orgánicas importantes para el

crecimiento, desarrollo, reproducción y otras funciones de las plantas,

que pueden estimular o inhibir procesos en relación a diferentes

aspectos de su desarrollo (Mejía, 2002). Se caracterizan por:

Algunas son producidas en un tejido y transportados a otros y allí

actúan o se utilizan en sitio en que son producidos.

Se sintetizan y usan en cantidades mínimas.

No tienen funciones especificadas como las hormonas de

animales.

Sus efectos pueden variar dependiendo de las concentraciones en

las que están presentes.

Existen cinco grupos: Auxinas, Giberelinas Citocininas, Etileno, y

Acido abscísico. Sus funciones se resumen en la Tabla 8.





NIT:891.190.346-1

Tabla 12. Principales actividades en las cuales participan los 5

grandes grupos hormonales. (Basado en Salisbury , 1996; Taiz &

Zeiger, 1998; Mejía, 2002).

HORMON

A

RAÍZ -TALLO HOJAS FLORES Y

FRUTOS

OTROS

Auxinas

Diferenciación

celular

Regeneración de

tejidos heridos

Elongación de

las células

Crecimiento de

raíces

adventicias

(estacas)

Inhibición del

crecimiento de

la raíz

Control de la

Regeneración

de tejidos

heridos

Evitan la caída

de hojas

Promueven la

síntesis del

etileno

Demoran el

marchitamiento

del pedúnculo

Formación de

frutos

partenocárpicos

Control de

malezas

(efecto

herbicida)





NIT:891.190.346-1

dominancia

apical

GIberelina

s

Estimula la

división

elongación

celular

Aumento del

área foliar

Promueve la

floración

Formación de

frutos

partenocárpicos

Inhiben la

síntesis de

etileno,

retardando la

senescencia de

pétalos y

pecíolos

Incrementan el

tamaño de los

botones

Acelera la

germinación

Rompe la

dormancia de

semillas

Induce el

almacenamien

to de proteínas

en semillas

Elongación del

hipocótilo

Estimula el crecimiento

generalizado de la planta,

aumentando la plasticidad de la

pared celular.

Renovación del cambium en

plantas leñosas





NIT:891.190.346-1

HORMON

A

RAÍZ -TALLO HOJAS FLORES Y

FRUTOS

OTROS

Citocinina

s

Produce

desarrollo de

yemas laterales

Produce

formación de

yemas en

tejidos callosos.

Reduce las tasas

de crecimiento

radicular

Acortamiento de

los entrenudos

Retardan la

senescencia

Implicadas en

el

mantenimiento

de clorofilas

Expansión de

hojas de las

yemas

terminales

Inhiben la

síntesis de

etileno,

retardando la

senescencia de

frutos

Expansión de

los cotiledones

durante la

germinación

Incremento

general de las

tasas de

respiración y

del potencial

enzimático

A nivel

general,

regulan el

ciclo celular y

la movilización

de nutrientes





NIT:891.190.346-1

Etileno

Interviene en

procesos de

crecimiento

Puede romper la

dormancia de

yemas y otras

estructuras

como bulbos o

tubérculos

Senescencia

Absición

Induce la

floración

Senescencia

Maduración de

frutos

Abscisión

En general

Promueve la

expansión

celular lateral.

Puede romper

la dormancia

de semillas

En altas cantidades, es capaz de generar raíces y

pelos radicales a partir de tejido de raíces, tallo u

hojas.

Acido

absícico

Dormancia de

yemas

Estimula el

cierre de

estomas

Promueve la

senescencia de

hojas

Control de la

embriogénesis

Tolerancia a la

desecación del

embrión.

Promueve la

dormancia de

semillas





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Es responsable de todas las regulaciones

fisiológicas para enfrentar el estrés hídrico:

Acelerar el crecimiento de raíz e inhibir el del tallo,

incrementar la conductividad hidráulica y el flujo

de iones en la raíz.

Herbicidas

Durante la fase lumínica de la fotosíntesis, se obtienen electrones a

partir de la fotólisis de las moléculas de agua; posteriormente se

realiza el transporte de los electrones desde donadores de tipo

quinonas y ciitocromos, hasta un aceptor final conocido como nicotín

adenín dinucleótido fosfato (NADP). Esta molécula se reduce a la

forma NADPH +H+, la cual es responsable de reducir a su vez

diferentes compuestos intermedios durante el ciclo de Calvin. Por otra

parte, el ATP generado en forma paralela durante el proceso,

proveerá la energía necesaria para la realización de dicho ciclo

(Fernández, 2004).

Dentro de las sustancias conocidas como herbicidas, es posible

encontrar aquellas que al asperjarse sobre la planta interrumpen el

flujo de electrones en cualquiera de las siguientes formas

(Fernández, 2004):

1.) Inhibidores del transporte de electrones, como el Diurón.





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2.)Agentes que impiden la formación de ATP. Como ejemplos

están el perfluidone, dinoseb, v-fenilcarbamatos, acylanilidas,

imidazoles y bensymidoles sustituidos, entre otros.

3.)Aceptores de electrones, como Diquay y Paraquat

4.)Moléculas que roban los electrones, como el

diclorofenolindolfenol (DCPIP)

2. OBJETIVO PRINCIPAL

Determinar el efecto de sustancias hormonales como las Giberelinas,

el ácido indol-butírico y de herbicidas como el DCPIP (2,6 –

diclorofenolindolfenol) en el desarrollo de la especie problema.


7 plántulas de la especie

problema

sembradas en matera**

15 semillas imbibidas de la

sp. problema**

Materas de icopor** o cajas

de petri

Embudo y gasa**

Papel aluminio**

Envase aspersor**

Balanza analítica

Lámpara

Centrífuga

Tubos de centrífuga

Tubos de ensayo

Buffer fosfato Hielo

Pipetas de 5ml pH 6.5 (frío)

Sacarosa 0.5M (frío)

Mortero y pistilo





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Vaso de precipitados de 25

ml.

2,6 – diclorofenolindolfenol

(0.004 g/100 ml de

H2O)

Solución de ácido giberélico

1000 p.p.m.

Solución de ácido indol-

acético 50 p.p.m.

Pasta de lanolina**

Espátula

Vaso de precipitados de 1 lt.

Agitador

Agua destilada

Bisturí o cuchilla

Etanol

4. PROCEDIMIENTO


Cuidados previos

Durante el seguimiento de los tratamiento hormonales, es esencial

que las plantas usadas permanezcan en óptimas condiciones de

luz, humedad y temperatura, de tal modo que se garantice que

cualquier cambio importante en la morfología y desarrollo tenga

relación con el tratamiento.

Es necesario mantener hábitos de asepsia durante los procesos de

corte y aplicación de la hormona.





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Dominancia apical y abscisión de hojas

De la población en crecimiento, usar 4 plántulas de la especie

problema; a todas se les deberá hacer una marca 3 a 5 cm por

debajo del ápice terminal: la primera (planta 1) funcionará como

testigo; la segunda (planta 2) se cortará de 0.3 a 1 cm debajo del

ápice caulinar (debajo de la yema de crecimiento, antes de llegar

a las hojas mas jóvenes) la tercera (planta 3) se cortará al mismo

nivel del anterior y a la última (planta 4) se hará corte del tallo a

nivel de los pecíolos de las hojas jóvenes. Mezclar 5 ml de la

solución de ácido indol-acético con pasta de lanolina y aplicar a

las plantas 3 y 4 en el sitio donde se hizo el corte. Hacer una

segunda aplicación en la semana siguiente.

Se deberá hacer observaciones dos veces por semana durante

dos a 4 semanas, y el análisis debe incluir la morfología de la

parte terminal de la planta, la medida desde la marca hasta el

ápice y la apariencia general del tejido.

Calcular además la concentración hormonal final usada en el

experimento.

Papel de las Giberelinas en la germinación.

Usar 30 semillas imbibidas previamente, de los germinadores que

permanezcan en buenas condiciones; deberán ser esterilizadas,





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divididas en dos grupos y puestas sobre cajas de Petri o materas

de icopor con papel toalla. El primer grupo de semillas se

humedecerá con 20 ml de agua destilada, mientras al segundo

grupo se le aplicará 5 ml de solución con ácido giberélico y 15 de

agua destilada. Si se dispone de suficientes semillas para realizar

uno o dos tratamientos mas, adicionar respectivamente 10 y 15 ml

de solución de hormona, completando a volumen de 20 ml.

Evaluar las semillas dos veces por semana durante mínimo 3

semanas, y resumir los resultados obtenidos en una tabla. Calcular

además la disolución final aplicada de hormona

Hormonas y crecimiento

*En el cultivo

(en base a Romero et. al., 1996)

Usar la parte de la parcela destinada para la aplicación de

tratamiento. Asperjar una dosis de 1000 p.p.m. de ácigo giberélico

– AG3- en forma homogénea para todas las plántulas y evaluar

resultados del mismo modo que se registra el crecimiento. Hacer

un máximo de dos aplicaciones en 10 semanas.

Si hay disponibilidad de plantas, puede hacerse un tercer ensayo

con äcido Indol- acético en solución de 50 p.p.m

Con la especie problema





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Limpiar cuidadosamente y en corto tiempo 4 plántulas mayores

de 8 cm y hallar la masa fresca antes de sembrar en germinadores

con tierra negra; posteriormente medir la longitud desde las hojas

mas jóvenes hasta el ápice caulinar y tomar una plantilla de las

hojas jóvenes. Aplicar los tratamientos respectivos así: la planta 1

funcionará como control; la planta 2 deberá ser asperjada con la

solución de ácido giberélico cada 2 días durante una semana; la

planta 3 será asperjada 4 veces en la semana y la planta 4 será

asperjada cada 2 días durante 2 semanas.

Al final del tiempo de seguimiento (3 a 4 semanas desde el primer

día de aplicación de la hormona), hacer las mediciones finales y

secar las plantas hasta peso constante para hallar la biomasa

seca. Hacer una comparación de los resultados, evaluando el

efecto de la hormona. Estimar las cantidades aproximadas de

hormona total que se adicionó en cada tratamiento.

*El efecto de 2,6 – diclorofenolindolfenol en el transporte

de electrones durante la fase luminosa de la fotosíntesis.

Moler en el mortero los 5 g de hojas con 30 ml de sacarosa 0.5M y

filtrar con la gasa. Centrifugar el filtrado a 2000 rpm durante 10

minutos, desechar el sobrenadante; y suspender el residuo con 10

ml de buffer frío. Reunir todo el residuo obtenido en un solo tubo y

colocarlo en un vaso de precipitados con hielo, mientras se

rotulan tres tubos y se organizan los siguientes tratamientos:





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TUB

O

SOLUCIÓN DE

CLOROPLASTO

S

DCPI

P

DIURON BUFFER

DE

FOSFATOS

VOLUMEN

FINAL

1 2 ml (tapado) 3 ml 0 5 ml 10 ml

2 2 ml 3 ml 0 5 ml 10 ml

3 2 ml 3 ml 3 ml 2 ml 10 ml

El tubo 1 deberá cubrirse con papel aluminio, mientras los tubos 2

y 3 permanecerán a la luz. Colocar los tres tubos en un vaso de

precipitado con agua suficiente para cubrirlos (sin que penetre) y

acerque todo a una lámpara encendida durante 8 horas, haciendo

observaciones a intervalos de 2 horas.

Haga una revisión de los estados de color desde el tiempo 0 hasta

la última observación. Se espera un viraje de color verde a

azulado.

5. PREGUNTAS

¿En cuanto al efecto hormonal, cuáles son las hormonas que

muestran efectos en el menor tiempo?

¿Cómo son los cambios fisiológicos de una planta, desde que se

aplica un herbicida hasta la fase de mortandad?





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¿Cuáles son los efectos de aplicar exageradas cantidades de hormona

a una planta en crecimiento?





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FISIOLOGIA VEGETAL

1. FUNDAMENTOS SOBRE ESTRATEGIAS ADAPTATIVAS

Las plantas necesitan desarrollar de forma diferencial sus células,

órganos y estructuras especializadas. Este fenómeno es evidente

ante la necesidad de ocupar el hábitat específico al cual la especie se

ha adaptado a lo largo de su historia evolutiva, cumpliéndose así las

leyes ecológicas que indican que bajo sus propias condiciones

óptimas de vida, dicha especie será mas exitosa que las demás; pero

si la planta germina bajo un ambiente diferente, otras plantas serán

mas competitivas que ella, y entonces su sobrevivencia será mas

reducida.

Dentro de los factores que influyen u obligan a las especies a

desarrollar estrategias adaptativas, pueden contarse las siguientes:

Predación: el desarrollo de sustancias como toxinas, aromáticos,

entre otras, permite una defensa efectiva de los herbívoros

invertebrados, como orugas y gasterópodos. Otras sustancias de mal





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sabor también pueden ayudar a controlar los herbívoros de mayor

tamaño.

Luz: Mientras las especies que reciben suficiente cantidades de luz

crecen a ritmos óptimos, las plantas que reciben menos luz se ven

obligadas incluso a suprimir el crecimiento por ciertos períodos.

Humedad: las deficiencias de agua en el suelo, o en contraposición,

el exceso de ellas, inducen a modificaciones en la estrategia

metabólica y en la estructura radicular.

Espacio: todas las especies vegetales compiten por espacio, ya que

existe un área mínima de recursos que debe defender para su

subsistencia; los mas importantes son los nutrientes del suelo, y el

agua.

Intervención: mientras algunas plantas soportan y se adecuan a la

intervención física, sea de tipo natural (viento, lluvia directa, paso de

animales) o antropogénica (ganadería, cultivos, construcción, etc.)

otras son menos tolerantes, o suelen mostrar algunas modificaciones

en relación con otros individuos de la misma especie en ecosistemas

conservados.

Existen formas muy variadas en las plantas de adaptarse a los macro

y microambientes en los cuales viven:





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Tipo de enraizamiento; dispersión de raíces en forma vertical

y horizontal

Tamaño, coloración y forma de las hojas

Hábitos de crecimiento: normal, rastrero, en clonación,

parasitismo, epifitismo.

Estructura del cuerpo de planta: arrosetado, envolvente, con

almacenamiento de necromasa, sencillo.

Desarrollo de estructuras especializadas: Pelos, glándulas,

agallas, bolsas de aire, zarcillos, lenticelas, espinas, etc.

Tipo fundamental: Hierba, arbusto, árbol

Tipo de ramificación o arquitectura de la planta: forma y

distribución de la cobertura foliar

Respuesta a señales físicas: cierre y apertura de hojas, y

flores, giro de las hojas, movimiento del tallo en relación a la

luz, gravedad u otros.

Formación de estructuras de almacenamiento: Bulbos,

tubérculos, órganos suculentos, entre otras.

Distribución de recursos: Patrones diferenciales en la

producción de flores, frutos y semillas.

2. OBJETIVO GENERAL

Realizar el análisis de los patrones de adaptación anatómicos,

morfológicos y ecológicos de diferentes especies vegetales en un

ecosistema natural o seminatural, explicándolos y en otros casos

complementándolos con herramientas de la fisiología vegetal.





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3. MATERIALES

EN CAMPO: EN LABORATORIO:

Cilindros de suelo Microscopio

Cuchillo de campo Cuchillas

Recipiente térmico con hielo Láminas y laminillas

Metro Agua destilada

Pala de jardinería Papel filtro

Bolsas plásticas Papel periódico

Papel periódico Estufa o incubadora

PH-metro Balanza

Termo-higrómetro Tionina

Frascos o vasos de precipitados

Agua destilada

Cortarramas

Lupa de 20X

Calculadora

Papel seco de CoCl2

5. PROCEDIMIENTO

Programación para una salida de campo y una sesión de laboratorio

Reconocimiento de la heterogeneidad ambiental.





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Se hará un recorrido en la zona de estudio de por lo menos 1 Km,

para diferenciar algunos de los ecotipos mas evidentes: Se espera

diferenciar por lo menos 4 ambientes o ecotipos, con ayuda de los

siguientes criterios:

Color, estructura y humedad del suelo.— Suelos duros o

blandos, texturas arcillosas, arenosas o balanceadas

Acumulación de agua superficial.— Zonas inundables, secas o

fluctuantes

Estratos predominantes de la vegetación.— Herbáceo, arbustivo

o Boscoso

Presencia de hojarasca. — Alta o baja

Cantidad de luz directa sobre el suelo. — Total, intermedia o

escasa

Grado de intervención. — Alto, bajo o nulo

Pendiente. — de 0 -20º, de 20º - 45º o mayor de 45º

Información de las adaptaciones por ambientes

Escoger 5 especies de plantas de cada ambiente (las mas

frecuentes), y caracterizarlas llenando un formato, que puede ser

similar al siguiente cuadro:

Medición de algunas variables en campo

Se podrá medir algunas variables directamente en el sitio de

muestreo de cada ecotipo, como las siguientes:





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Caracterización textural y estructural de una muestra de suelo

representativa.

pH de una muestra representativa.

Medición de los entrenudos de plántulas.

Temperatura y humedad promedio.

Copias de área foliar de especies arbóreas

Comparación de la transpiración





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Tabla 13. Registro de los hábitos adaptativos de las

especies en su ambiente.

AMBIENTE 1: PASTIZALES O PRADERAS CON ALTO GRADO DE

INTERVENCIÓN

PATRON TIPO SP 1 SP 2 SP 3 SP 4 SP 5

Tipo de

enraizamien

to

Vertical X

Horizontal X

Disperso X X X

Otro

Color de las

hojas

Verde oscuro

Verde claro X X X X

Otro manchas

Hábito de

crecimiento

Normal X

Rastrero X

En clonación X X X

Otro

Estrato

vegetal

predominan

te

Hiebas X X X X

Arbustos X

Arboles

Todos

Floración Homogénea X X X

Heterogénea X

Fructificació

n

Homogénea X X X

Heterogénea X





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Diseminació

n de

semillas

Grandes y

pocas

Pequeñas y

muchas

X X X X X

Dispersión Barocoria

Zoocoria

Anemocoria X X X X X

Otro

Estructuras

especializad

as

Pelos X

Espinas X

Agallas

De

almacenamient

o

Otros bulbos ninguna ningun

a

Trabajo en laboratorio

En laboratorio se deberá complementar la información de las

diferentes estrategias adaptativas de las plantas, realizando

ensayos ya conocidos por el estudiante como los siguientes:

Corte transversal de hoja de 1 especie representativa de cada

ambiente, para diferenciar los tejidos del mesófilo y de la vaina del

haz.





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Cuantificación y tipificación de estomas

Valoración de la capacidad de campo de una muestra de suelo

para cada ambiente.

Abundancia, tipificación y fisiotipos de semillas en los bancos de

suelo.

Determinación de la masa foliar de hojas de tamaño similar pero

ambientes distintos.

4. BIBLIOGRAFÍA

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Interamericana, Bogotá. 581p.

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- UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA (UNAL). 1997. Prácticas de

laboratorio para el curso de Fisiología Vegetal.




Laboratorios de Fisiologia Vegetal (Reparado)

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