ESPECIALIZACION EN BIOQUIMICA CLINICA MODULO DE METODOS DE SEPARACION

ANALISIS QUIMICO INSTRUMENTAL II

ELECTROFORESIS DE PROTEINAS SERICAS

ELECTROFORESIS DE LIPOPROTEINAS

Presentado por: Hernán Mauricio Rivera Escobar

PROFESOR: DR. JAIME CASAS MATEUS

Bogotá, 16 de septiembre de 2008

INTRODUCCIÓN 1. IMPORTANCIA DEL ESTUDIO DE LAS DISLIPIDEMIAS: Las dislipemias o

dislipoproteinemias son trastornos en el metabolismo lipoproteico que pueden conducir a

la aterosclerosis, a veces prematura, o a la pancreatitis. El aumento del colesterol-LDL y/o

disminución del colesterol-HDL predisponen al desarrollo de la aterosclerosis, así como

niveles de triglicéridos mayores a 1000 mg/dl incrementan el riesgo de pancreatitis.

Fenotipo Anormalidad lipídica Anormalidad lipoproteica Aspecto del suero

I hipertrigliceridemia exógena

exceso de quilomicrones lechoso

IIa hipercolesterolemia

exceso de LDL límpido

IIb hipercolesterolemia + hipertrigliceridemia endógena

exceso de LDL + VLDL opalescente

III hipertrigliceridemia + hipercolesterolemia

presencia de ß-VLDL + exceso de IDL

turbio

IV hipertrigliceridemia endógena

exceso de VLDL opalescente o turbio

V Hipertrigliceridemia exógena y endógena

exceso de VLDL + quilomicrones

turbio o lechoso

Tabla l: Clasificación de Hiperlipoproteinemias

El estudio de los lípidos plasmáticos por el laboratorio clínico debe realizarse, no

solamente para el diagnóstico de la dislipidemia o el control de su tratamiento, sino

también en el contexto de una actitud preventiva, ya que el inicio de las lesiones

ateroscleróticas se produce desde edad temprana, acelerándose con la presencia de

otros factores de riesgo.

Para la tipificación de la dislipidemia, en algunos casos es de utilidad la realización de un

lipidograma electroforético en soportes como el gel de agarosa. La evaluación del

lipidograma es cualitativa, a través de la inspección ocular por parte del profesional del

laboratorio clínico, quien deberá informar cómo se encuentran las bandas lipoproteicas en

la electroforesis (aumentada, disminuida, ausente, etc.) así como la aparición de alguna

banda anómala.

La cuantificación del lipidograma, que generalmente es expresada en forma porcentual,

es de gran utilidad ante un suero turbio con colesterol y triglicéridos elevados, para

descartar una hiperlipidemia tipo III y, eventualmente, confirmar una hiperlipidemia tipo IIb.

La observación de una banda ancha, con ausencia del valle de separación entre ß y pre-

ß, nos induce a pensar en la posible presencia de β-VLDL. Para la confirmación de una

hiperlipemia tipo III el estudio debe continuarse.

OBJETIVO No. 1 EXPLICAR EL FUNDAMENTO DE LA SEPARACION ELECTROFORETICA DE LIPOPROTEINAS EN SUERO SERICO.

1.1 Fundamento de las Separaciones Electroforéticas

La interacción entre fuerzas eléctricas de repulsión y atracción permiten la movilidad

electroforética. A continuación mostramos la relación de estas fuerzas con la movilidad

electroforética:

Fe = (E / d) * q

Donde Fe indica la fuerza eléctrica de atracción, E indica el potencial, d la distancia que

separa los electrodos y q la carga. (E / d) = representa la fuerza del campo y es

constante.

Fr = 6 Π r η v

Donde Fr es la fuerza de repulsión o rozamiento, r el radio de la molécula, η viscosidad

del medio v la velocidad de la partícula o molécula en el medio.

Al igualar las fuerzas se tiene:

(E / d)* q = Fr = 6 Π r η v

La relación (v / E) reconocida como movilidad electroforética (µi) equivale a:

q / 6 Π r η d

La expresión (1/ 6 Π η d) es constante (K) en las corridas electroforéticas por ende la

movilidad electroforética se reduce a:

µi = K*x q/M

Donde M refiere al peso molecular. Se sustituye por r ya que existe relación directa

entre el radio y la masa de la partícula.

Es importante a la hora de establecer las diferencias de movilidad electroforética,

identificar los cocientes de movilidad (q/M), puesto que si son equivalentes, como

resultado, las partículas migrarán a la misma posición en el campo electroforético. Por el

contrario entre mayor sea el cociente, mayor será la distribución de las partículas en el

campo para su identificación.

Ahora bien, si el valor absoluto de los cocientes es el mismo pero la carga de signo

contrario, la magnitud de migración será la misma pero con dirección contraria del punto

de aplicación.

La velocidad de migración de un ion, v, en centímetros por segundo, en el seno de un

campo eléctrico, es igual al producto de la intensidad del campo eléctrico E (Vcm-1) por la

movilidad electroforética µe (cm2V-1s-1), esto es:

V=µeE

La movilidad electroforética es directamente proporcional a la carga eléctrica del analito e

inversamente proporcional a los factores de retardo por rozamiento. El campo eléctrico

actúa solamente sobre los iones; si dos especies difieren bien en la carga o en la fuerza

de rozamiento, se moverán a través del tampón y se separarán. Las especies neutras no

se separan.

La fuerza de retardo por rozamiento se determina en un analito cargado, a partir del

tamaño y de la forma del ion y de la viscosidad del medio en el cual migra. Para iones del

mismo tamaño la fuerza impulsora será mayor, en el de mayor carga, y tendrá una

velocidad de migración más rápida. Para los iones que presenten la misma carga la

fuerza de retardo por rozamiento será más pequeña, en el ion más pequeño y tendrá una

velocidad de migración más rápida. La relación carga-tamaño de los iones combina estos

dos efectos.

La electroforesis por su procedimiento puede clasificarse en dimensional o bidimensional

como aparece a continuación: Electroforesis en gel en una dimensión (continuo o

discontinuo)

� PAGE-nativa

� SDS-PAGE

� Isoelectroenfoque

I. Electroforesis en gel en dos dimensiones (bidimensional)

Según las aplicaciones u objetivos que se pretendan conseguir en la práctica o

experimento, se utilizará un tipo u otro de electroforesis en gel. Los geles discontinuos

mejoran la resolución de la electroforesis pues se consigue agudizar las bandas en gran

medida por el uso de esta técnica conocida como electroforesis a pH discontinuo que

precisa de dos geles y dos tampones diferentes.

La PAGE-nativa se utiliza para separar proteínas en condiciones no desnaturalizantes,

por tanto, en función de la carga intrínseca de las mismas. La SDS-PAGE es muy útil para

calcular el peso molecular de una proteína concreta ya que separa las proteínas según su

tamaño. El isoelectroenfoque es un tipo de PAGE en una dimensión que se basa en la

separación de moléculas de acuerdo a sus diferentes puntos isoeléctricos.

La electroforesis en gel en dos dimensiones combina el isoelectroenfoque (primera

dimensión) con la SDS-PAGE (segunda dimensión). Es una técnica muy resolutiva, y el

mejor método analítico para separar proteínas que existe hoy en día.

1.2.1 Geles de Agarosa

El agar- agar es un polímero de origen natural que se extrae de determinadas algas rojas,

por ejemplo de Gelidium. Es un polímero lineal formado por la repetición de unidades del

disacárido agarobiosa, cuya estructura es:

1.2 ELECTROFORESIS EN GEL DE AGAROSA: La electroforesis en gel se

encuentra entre los métodos más resolutivos y convenientes empleados en la

separación de macromoléculas. Un gel es un estado intermedio entre el sólido y el

líquido, están formados por un reticulado de polímeros (constituyendo una red

enmarañada) y el líquido intersticial en el que se encuentra inmerso esta red. Los

geles de uso más generalizado son: poliacrilamida y agarosa ya que poseen poros

de diferentes dimensiones moleculares que delimitan la velocidad de traslado y

moléculas trasladadas durante el proceso electroforético. De esta forma, la

separación no se produce sólo por las diferentes cargas de las moléculas, sino

también por las diferencias de tamaño.

Figura 1. -(1-3)-b-D-Galactosa-(1-4)[3,6 anhidro]-a-L-galactosa-

Las cadenas resultantes son de longitud elevada. Se ha estimado que su peso molecular

medio es del orden de 120000, es decir, alrededor de unas 400 unidades del disacárido

fundamental. Puede presentar grupos sulfato, piruvato o metoxilo en mayor o menor grado.

El agar natural se puede fraccionar mediante precipitación selectiva en dos constituyentes,

uno relativamente libre de sustituyentes aniónicos, conocido como agarosa, y una fracción

rica en dichos sustituyentes, la agaropectina. Para geles de electroforesis se emplea

exclusivamente agarosa: este polisacárido forma geles termoreversibles en agua o en

soluciones salinas, de consistencia notable incluso a muy baja concentración del polímero:

es posible formar geles mecánicamente estables con tan sólo un 0,4% en peso de agarosa

en agua. El proceso de gelificación ocurre a temperaturas notablemente más bajas que el de

fusión del gel: existe una elevada histéresis térmica.

La electroforesis en gel de agarosa, que separa a las lipoproteínas por carga y por

tamaño, es, entre otros, un método aplicable para el diagnóstico de la

disbetalipoproteinemia, ya que detectaría la ausencia de LDL característica de esta

dislipidemia. La ausencia de ß-lipoproteína no puede detectarse en una electroforesis

corriente, dado que se encuentra encubierta por la lipoproteína de movilidad beta, que es

patognomónica de la hiperlipemia tipo III. La relación colesterol-VLDL / triglicéridos

plasmáticos es muy útil para documentar esta hiperlipemia. Cuando la relación es mayor

0,3 se puede afirmar que el individuo padece una hiperlipemia tipo III.

Además, la confección del lipidograma electroforético permite evidenciar la presencia de

escasos quilomicrones que macroscópicamente no alcanzan a visualizarse en el tubo que

contiene el suero. Estos quilomicrones podrían ser consecuencia de una falta de ayuno

adecuado o de una hipertrigliceridemia tipo V que sin la realización de la electroforesis,

puede ser diagnosticada como una tipo IV.

1.3 Electroendósmosis: Movimiento de agua hacia el cátodo cuando se aplica un campo

eléctrico al gel. Se debe a que los contraiones (cationes) asociados a los aniones del gel

se pueden mover libremente hacia el cátodo, arrastrando las moléculas de agua de su

atmósfera de solvatación. El movimiento contrario de los aniones (con su agua de

solvatación) hacia el ánodo no puede ocurrir, por estar unidos covalentemente a la

estructura del gel. Todas las moléculas disueltas se ven arrastradas hacia el cátodo por el

flujo de agua electroendosmótico. Así, la movilidad electroforética aparente de los

cationes es mayor que la real, la de los aniones menores (tienen que ir "contracorriente"),

y las moléculas neutras se mueven hacia el cátodo.

OBJETIVO No.2. ILUSTRAR EL PROCESO DE SEPARACIÓN ELECTROFORÉTICA DE LAS LIPOPROTEÍNAS SÉRICAS SOBRE AGAROSA AL 0.8 G/DL.

PROTOCOLO DIAGRAMA

1. Buffer: (22.5 ml de Buffer para 300 ml de

H2O)

En ausencia de corriente eléctrica, cada anión del

gel tiene asociado un contraión, ambos están

rodeados de las moléculas de agua

Al conectarse el campo eléctrico, los cationes se

desplazan hacia el cátodo, arrastrando las moléculas

de agua que les acompañan. Sin embargo, los

aniones fijos no se mueven, y lo mismo ocurre con

las moléculas de agua que tienen unidas. El

resultado es que hay un flujo neto de moléculas de

agua hacia el cátodo.

2. Sistema Aplicador:

a. Colocar el gel sobre el sistema aplicador.

b. Eliminar el exceso de humedad con

papel filtro.

c. Dentro de los 2 siguientes minutos,

aplicar en cada pozo del peine aplicador

10µL de suero y descartar las puntas en un

recipiente de desechos.

Pendiente fotos Ninna

3.

a. Descartar el “desperdicio” del peine.

b. Colocar el peine (en posición alta del

tope o seguro, es decir, colocarlo en el centro para que corra bien), en el sistema

aplicador, y llevar (OJO!!!) suavemente

del tope superior al inferior para “clavar

suavemente” las uñas del peine en el

gel.

* Esperar 7 minutos aproximadamente

4. Mientras las muestras difunden,

transferir 150ml de buffer (pH 8.6) a cada

compartimiento de la cámara de

electroforesis. Una vez cumplido el tiempo,

aprovechar el hueco que deja el sistema

aplicador, para retirar el gel (con las

manos)

5. Voltear el gel y colocarlo invertido (+/+ y

-/-), aprovechando los topes y las guías, en

la cámara de electroforesis.

6

a. Alistar el estabilizador de voltaje y la

fuente SEBIA.

b. prender la fuente y accionarla; cuando

aparezca PROGRAM No.1, (dar valid) y

con eso dar las instrucciones de

electroforesis. (Voltaje = 50 voltios,

Intensidad de corriente = 11mA (por cada

tira) Potencia = 0,55 watios, Tiempo = 90

min., y dejar VH sin completar. En todos los

casos dar Valid y con scape se vuelve al

menú.)

c. conectar la fuente a la cámara y dar star.

d. Aguardar 90 min. (cuando aparece una

C al lado izquierdo, en la fuente de poder el

corrido ya terminó)

e. una vez transcurrido el tiempo, apagar la

fuente y desconectarla.

7. Sacar el gel y VOLTEARLO, ponerlo a

secar en corriente de aire a 80˚C, durante

45 min.

8. Sumergir el gel seco en la sol. Colorante

durante exactamente 15 min. (11.2 ml de etanol, 140 µl de sudan black y 9.8 ml de

agua destilada).

9. Desteñir durante exactamente 5 min. En

la sol. transparentadora. (9 ml de etanol, 11 ml de agua destilada)

10. sumergir el gel en la sol. de lavado

durante exactamente un minuto (0.8 ml de “solución de lavado, 50 ml de agua destilada).

11.

a. Lavar rápidamente el gel con agua

destilada o desionizada.

b. Drenar el exceso del liquido

verticalmente y secar el gel con aire

caliente a 80˚C (si es necesario, limpiar el

reverso del gel con una solución de etanol

al 70 % v/ v)

12. Hacer densitometría con el filtro

adecuado (filtro amarillo o a 570 nm)

12. Hacer densitometría con el filtro

adecuado (filtro amarillo o a 570 nm)

RESULTADOS

De acuerdo con la teoría en la electroforesis de lipoproteínas, la HDL presenta mayor

corrida electroforética siguiéndole la VLDL y por ultimo la LDL, como aparece a

continuación:

A continuación mostramos los resultados de la electroforesis en gel, los cuales coinciden

con lo descrito anteriormente. Vale la pena aclarar que en este caso la corrida se da mas

por carga que por pesos moleculares:

1 2 3 Patrón 5 6 7

OBJETIVO No.3. AVERGUAR LOS PERFILES ELECTROFORETICOS DE LIPOPROTEÍNAS SÉRICAS EN SUERO DE ADULTOS SANOS

BIBLIOGRAFIA:

• www.saegre.org.ar/docs/lipidos_DiagnosticoBioquimicoDislipemiasActaLat_.rtf

• Skoog Douglas A. Principios de Analisis Instrumental. Quinta Edicion. Editorial

McGraw Hill. 2001.

ELECTROFORESIS DE PROTEINAS SERICAS EN PAPEL ACETILADO

INTRODUCCION

IMPORTANCIA DEL ESTUDIO DE LAS PROTEINAS SERICAS. La electroforesis de proteínas séricas es un examen que mide aproximadamente los tipos de proteínas en la parte liquida (suero) de una muestra.

Frecuentemente se solicita para detectar e identificar proteínas monoclonales (una producción excesiva de una inmunoglobulina específica). También se solicita para detectar, diagnosticar y monitorizar el tratamiento y la evolución de condiciones asociadas a proteínas anómalas, incluyendo el mieloma múltiple y algunas otras enfermedades relacionadas.

El siguiente esquema ilustra los grupos y subgrupos de proteínas presentes en el humano:

Cada una de estas proteínas ocupa un espacio y cumple una función importante en el organismo del ser humano. A continuación se enuncian y se muestran las principales características.

ALBUMINA: Su principal función es la estabilización del volumen sanguíneo y la regulación del intercambio de fluidos vasculares.

Es responsable del 75% de la presión osmótica, transporta pigmentos, colorantes y drogas, contribuyendo a su excreción solubilidad y difusión a los tejidos. Casi todas las enfermedades muestran cierto grado de depresión de albúmina. Valores marcadamente bajos indican enfermedad hepática, renal o sistémica significativa.

Las proteínas individuales, con excepción de la albúmina, generalmente no se miden; sin

embargo, sí se miden las fracciones o grupos de proteínas. Los niveles de las fracciones

se pueden calcular aproximadamente mediante las mediciones de la proteína sérica total

y multiplicada por el porcentaje relativo de cada fracción de la proteína del componente.

ALFA 1 ANTITRIPSINA: Normalmente responsable por 70% de la fracción Alfa-1 Inhibe

a la tripsina; cuando está deprimida, los pacientes sufren enfisema pulmonar y cirrosis

juvenil

ALFA - 1 GLICOPROTEINA ACIDA. Normalmente es responsable por menos del 30%

de la fracción Alfa 1pero generalmente es responsable de la elevación de esta fracción.

Se encuentra elevada en enfermedades inflamatorias crónicas y degenerativas y muy

elevadas en varias enfermedades malignas.

ALFA - MACROGLOBULINA (α 2 M): Responsable del 25% del valor de la fracción alfa-

2 elevada en síndrome nefrótico, gastroenteropatías con pérdida de proteínas, cirrosis

hepática y diabetes mellitus.

HAPTOGLOBINA: Normalmente responsable por 25% del valor de alfa -2. La

anormalidad observada más comúnmente es una elevación de su valor. Es una proteína

de fase aguda, y se eleva inespecíficamente en presencia de inflamación, necrosis o

destrucción tisular. Sin embargo por evaluación del grado de elevación, cambios en otras

fracciones e historia clínica, se pueden inteligentemente considerar un diagnóstico

diferencial. Valores bajos se observan en anemias hemolíticas.

TRANSFERRINA: Normalmente un 60% de beta-1 importante en el transporte de hierro

y en la regulación y control de su absorción

BETA LIPOPROTEINA: Normalmente responsable por 60% de beta -2 Transporta la

mayor parte de lípidos séricos. Debido al bajo contenido proteico (25%), marcados

cambios reflejan poca alteración en el valor de Beta- 2.

IgA: Normalmente responsable del 12% del valor de gamma. Esta fracción puede

estimarse observando el grado de depresión entre beta-2 y gamma. Sus componentes

mejor conocidos son antitoxina, aglutininas, antibacterianas, isoaglutininas y

crioaglutininas. Se observa marcadamente elevada en cirrosis hepática y

moderadamente elevada en endocarditis bacteriana sub-aguda, tiroiditis autoinmune,

linfogranuloma venéreo y varias enfermedades del colágeno.

IgG: Normalmente responsable del 85% del valor de gamma. Una buena forma de

estimarla es observando la altura del pico gamma. Un poco a la derecha del centro.

Contiene anticuerpos contra bacterias, virus y toxinas. Elevación se observa en

numerosas enfermedades sub-agudas crónicas inflamatorias y proliferativas, incluyendo

neumonías, tuberculosis, cistitis, pielitis, colecistitis, endocarditis, procesos poli artríticos,

enfermedades del colágeno, triquinosis, mononucleosis infecciosa, psitacosis, tifus, sífilis

y hepatitis viral. Estas elevaciones se observan en todas las curvas y no deben

confundirse con aquellas que se muestran en una sola zona estrecha y que representa

gamopatías monoclonales.

HEMOPEXINA, C´3, IgM: Muchas otras proteínas afectan la apariencia de la pendiente

de los picos, algunas de ellas son hemopexina, C´3 eIgM.

Como se menciono anteriormente, las fracciones proteicas del suero que se separan

por electroforesis en acetato de celulosa son la albúmina y las globulinas α1, α

2, β y γ.

En condiciones normales, los porcentajes de cada fracción que se obtiene con el

análisis densitométrico de las tiras, son los siguientes:

PROTEÍNAS SÉRICAS %

Albúmina 53-67

Globulinas α1 2,5-5

Globulinas α2 7-13

Globulinas β 9-14

Globulinas γ 10-21

1. ILUSTRAR EL PROCESO DE SEPARACION ELECTROFORETICA DE PROTEINAS SERICAS SOBRE PAPEL ACETILADO.

MATERIAL Y REACTIVOS Material - Tiras de acetato de celulosa - Placa de vidrio - Papel de filtro - Aplicador - Cubeta de electroforesis - Pinzas - Fuente de poder Reactivos -Tampón: ácido bibarbiturico + H2O dla - pH=8,6

5.4019 g dietilbarbiturico sódico 300 ml acido barbitúrico H2O destilada, desionizada -Solución de tinción: Rojo ponceau -Solución transparentadora: ácido acético en metanol 15% (v/v) -Solución de lavado: acido acético en agua, 5% V/V -Suero de pacientes de Hospital Universitario San Ignacio l. PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL

PREPACION

Fabricar la solución tampón (pH=8.6)

Agregar 30 ml de sln tampón hasta el tope

en la cámara electroforética

Cortar una tira de acetato de celulosa por

la mitad

Sumergir la tira en la solución tampón 10

minutos con la parte opaca hacia arriba

Retirar y quitar el exceso de humedad con

papel filtro

Colocar la tira en la cámara sobre el

armazón y tensar con las pinzas

Medir 10ul de suero (muestra o control) y

patrón (albumina 6% p/v) y descargar

(sembrar) en cada pozo en la cámara de

aplicación

Tomar las muestras con el aplicador

Sembrar sobre la tira de papel tensada

sobre el armazón de la cámara

electroforética

Verificar que los extremos de la tira queden

sumergidos en el buffer

EJECUCION, TINCION, Y TRANSPARENTACION

Conectar los electrodos y ajustar los

tiempos (con el timer) y voltaje, esperar 20

minutos

Una vez transcurrido el tiempo, quitar el

voltaje y desconectar

Retirar la tira del armazón, y retirar el

exceso de buffer ( con papel de filtro)

Sumergir la tira en el colorante rojo

ponceau por 10 minutos, y se debe retirar

el exceso con papel de filtro

Sumergir la tira en una solución de lavado

(HAc 5% V/V), durante 10´, agitando para

remover el exceso de colorante y secar con

papel de filtro

Retirar el proceso 3 veces en total

Transparentar con el acido acético 15%

V/V en metanol, por 20 segundos

Colocar sobre placa de vidrio, y secar a

60°C, por 5-10´

Realizar el densitometrado de las bandas.

2. EXPLICAR EL FUNDAMENTO DE LA SEPARACION ELECTROFORETICA DE PROTEINAS SERICAS SOBRE PAPEL ACETILADO

La electroforesis es una técnica basada en los movimientos de moléculas cargadas en un campo eléctrico, cada molécula se mueve hacia el electrodo de carga opuesta (cátodo y ánodo), este movimiento denominado “electroforesis” da nombre a la técnica. En el transporte electroforético, a la fuerza del campo eléctrico se opone la resistencia viscosa del medio, produciéndose, cuando se igualan una velocidad constante de desplazamiento de las partículas. Cuando una molécula cargada se coloca en un campo eléctrico se moverá hacia uno u otro electrodo dependiendo de: 1) Carga eléctrico 2) Tamaño 3) Intensidad del campo eléctrico 4) Temperatura del medio Las proteínas están compuestas de aminoácidos que poseen grupos ionizables (principalmente -COO- y -NH3+), pueden encontrarse cargadas positiva o negativamente, o bien permanecer eléctricamente neutras según la proporción de los diversos grupos ionizados a un determinado pH. En su punto isoeléctrico (pI ó pHI), la proteína tiene carga neta cero. Por debajo de pI las proteínas estarán cargadas positivamente y por encima del pI negativamente.

La electroforesis en papel se emplea principalmente en la separación de sustancias de bajo peso molecular como aminoácidos y péptidos. Para esta técnica se pueden utilizar tiras de acetato de celulosa, que son químicamente más homogéneas y tienen la ventaja de ser transparentes, con lo que las sustancias a separar, una vez teñidas o reveladas, se puede realizar cálculo porcentual de las distintas fracciones utilizando un densitómetro, pero también se puede hacer por elusión. El acetato de celulosa es un termoplástico de dureza media alta y brillante, es incoloro,

presenta alta transparencia debido a que es amorfo. Tiene buena estabilidad a los rayos

UV y resistencia química moderada. Debido a que es altamente higroscópico puede tener

dificultades de cambios dimensionales en piezas moldeadas.

Las aplicaciones incluyen monturas de gafas, mangos de herramientas y pinceles. Las

películas se emplean para aplicaciones gráficas y artísticas principalmente.

La electroforesis y la cromatografía en papel tienen ciertas similitudes. Sin embargo,

mientras que la electroforesis separa las moléculas fundamentalmente en función de su

carga, la cromatografía lo hace en base a una amplia gama de características (ejemplos,

solubilidad en la cromatografía de reparto, polaridad en la de adsorción, carga en la de

intercambio iónico, etc.).

A continuación se muestra la formula estructural del acetato de celulosa.

Acetato de celulosa

Electroforesis análogas a las de proteínas y lipoproteínas, utilizando como soporte el

acetato de celulosa, se han aplicado también para la separación de isoenzimas del lactato

deshidrogenasa y la creatín-quinasa. En el siguiente esquema, se resume el proceso:

La electroforesis de proteínas séricas mediante este método, es muy útil en los

laboratorios clínicos por su fácil manipulación y su rápido desarrollo.

Mayor movilidad Mayor carga negativa Mayor movilidad

RESULTADOS DE LA PRÁCTICA

A continuación los resultados de 3 pacientes (M1, M2 y M3) y el patrón de albumina (P)

cada uno con su corrido electroforético.

De acuerdo a lo revisado anteriormente, en la electroforesis de proteínas séricas, la

ALBUMINA al tener punto isoeléctrico más alejado del pH, tiene más carga negativa y

avanza más rápido quedando más cerca del polo positivo.

3. PERFILES ELECTROFORETICOS DE PROTEINAS EN SUERO DE ADULTOS SANOS.

Las proteínas de suero se pueden separar mediante esta técnica. Sus puntos isoeléctricos están entre 4,9 (Albúmina) y 7,4 (Gamma-globulinas). Al realizar la electroforesis con un tampón de pH = 8,6, todas las proteínas del suero tendrán carga negativa.

M1 M2 M3 P

(+)

(-)

La albúmina, al tener el punto isoeléctrico más alejado del pH, tiene más carga negativa y avanza más rápido, quedando más cerca del polo positivo que la gamma-globulina, que migran muy poco por ser el pH próximo a su pI. Las restantes proteínas séricas quedan situadas entre estas dos.