UNIVERSIDAD DE LOS ANDES NÚCLEO UNIVERSITARIO “RAFAEL...

UNIVERSIDAD DE LOS ANDES

NÚCLEO UNIVERSITARIO “RAFAEL RANGEL” DEPARTAMENTO DE CIENCIAS AGRARIAS

TRUJILLO – VENEZUELA

Evaluación de la interacción Azotobacter (Azotobacter spp) - materia orgánica en distintas formas y dosis de inoculación en macetas con

plantas de Maíz (Zea mays).

Realizado por: Angel Norelis del Carmen, C.I 18.734.015

Valero Yamileydi del Carmen, C.I. 20.656.075

TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL TITULO DE: TECNICO SUPERIOR AGRICOLA

Abril, 2013

ii

UNIVERSIDAD DE LOS ANDES

NÚCLEO UNIVERSITARIO “RAFAEL RANGEL” DEPARTAMENTO DE CIENCIAS AGRARIAS

TRUJILLO – VENEZUELA

Evaluación de la interacción Azotobacter (Azotobacter spp) - materia orgánica en distintas formas y dosis en macetas con plantas de Maíz

(Zea mays).

Tutor MSc. Ing. Jesús Matheus

Realizado por: Angel Norelis del Carmen, C.I 18.734.015

Valero Yamileydi del Carmen, C.I 20.656.075

TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL TITULO DE: TECNICO SUPERIOR AGRICOLA

v

RESUMEN

Se desarrolló una investigación en dos áreas: una, en la Unidad de

Producción Integral (UPI) y la otra, en el Laboratorio de Investigación de

Suelos del NURR ambas en la Villa Universitaria ULA –Trujillo, entre los

meses de Julio y Noviembre de 2012. Se realizó un ensayo en laboratorio

bajo condiciones semi controladas con suelo procedente de la U.P.I. a fin

de determinar la actividad biológica (respiración basal) a las 24 y 72

horas. En general, la respiración basal como respuesta a la aplicación de

diferentes dosis de concentración y la interacción de la materia orgánica

presentó una dinámica similar tanto para las 24 como para las 72 horas.

El trabajo en macetas se llevó a cabo con dos ensayos paralelos,

determinando por un lado, la forma de inoculación (inmersión y

aspersión) mas efectiva en dos dosis de aplicación del Azotobacter spp y

(1 y 20%), y, evaluando en el otro, la interacción de la materia orgánica

con el Azotobacter spp en tres niveles (1, 20 y 40%), ambos, sobre

variables fitométricas del cultivo indicador (maíz). Se establecieron bajo

un diseño experimental de bloques completos al azar con cuatro réplicas

para ambos ensayos, 6 tratamientos para el primero y 8 tratamientos para

el segundo. En el ensayo 2 la mayor respuesta en todas las variables se

obtuvo con la dosis del 20% de concentración independientemente de las

formas de inoculación. El efecto positivo de la interacción Azotobacter

materia orgánica bajo tres dosis de concentración en el ensayo 3 se

evidenció en el T6 con materia más dosis 2 al 20% para la mayoría de las

variables con la dosis más alta del biofertilizante (40%) con materia

orgánica. En la discusión se enfatiza la importancia de la materia orgánica

para el establecimiento de altas concentraciones de Azotobacter.

Palabras claves: interacción, materia orgánica, Azotobacter spp.,

formas de inoculación, cultivo indicador, respiración basal.

vi

DEDICATORIA

De todo corazón quiero dedicarle mi triunfo a todos esos seres que

con su apoyo me ayudaron a realizar este sueño:

A Dios todo poderoso y a la Virgen, por haberme permitido llegar

hasta este punto y haberme dado salud, sabiduría, comprensión y

paciencia para lograr mis objetivos, además de su infinita bondad y amor.

A mi padre Jorge, por darme todo su apoyo, consejos,

comprensión, amor, por estar conmigo en los momentos difíciles, y por

ayudarme con los recursos necesarios para lograr mi sueño de

graduarme. Te amo papá.

A mi madre Noris, por haberme traído al mundo y por todos los

momentos que diste y das por hacer que yo este bien, por la

motivación constante que me ha permitido ser una persona de bien, pero

más que nada, por su amor. Te amo mamá.

A mis hermanos Yessika, Jorge Luis e Iraly y mi bebe linda Yobismar, los quiero mucho. También es de ustedes este triunfo para

que en un futuro mi triunfo les sirva de apoyo para qué se formen como

profesionales.

A mi sobrina, que todavía no ha nacido pero que está en la pancita

de mi hermana creciendo para llenarnos de felicidad a cada uno de

nosotros, quiero dedicarle mi triunfo para que en un futuro este le sirva de

aliento para salir adelante y formarse en lo profesional.

A mis abuelos, este triunfo también se los dedico gracias por estar

conmigo y mi familia en los momentos más difíciles de nuestras vidas

los quiero.

GRACIAS

Norelis Angel

vii

DEDICATORIA

Primeramente a Dios y María Santísima por estar conmigo

siempre y en todo momento, por fortalecer mi corazón e iluminar mi mente

y por haber puesto en mi camino a aquellas personas que han sido mi

soporte y compañía durante todo el período de estudio.

Al Doctor José Gregorio Hernández por siempre regalarme salud

a lo largo de mi vida y por brindarme la tranquilidad necesaria para hoy

culminar una de mis metas.

Dedicada muy especialmente a mis padres por ser fuente de

motivación en los momentos de angustia para no desmayar por este

camino que hoy veo realizado, a mis hermanos por su amistad, cariño y

apoyo, así como también por hacer de mi una mejor persona a través de

su ejemplo de honestidad y, a mi sobrina para demostrarle que intentar

mejorar cada día me genera recordar el compromiso que tengo para con

ella de avanzar y así poder guiarla.

A mis amigos (a) Glenda, Norelis, Leidimar y Pedro por su

valiosa colaboración y ayuda siempre que la necesité. Cada día les estaré

agradecida.

Yamileydi Valero

viii

AGRADECIMIENTOS

A Dios y a la Virgen, por habernos acompañado y guiado a lo

largo de la carrera, por ser nuestra fortaleza en los momentos de

debilidad y por brindarnos una vida llena de aprendizajes, experiencias y

sobre todo felicidad.

Al doctor José Gregorio Hernández, por darnos buena salud en

todo momento tanto a nuestros seres queridos como a nosotras.

A nuestros padres, por su apoyo, su guía y su confianza en la

realización de nuestros sueños. Somos afortunadas por contar siempre

con su amor, compresión y ejemplo. Gracias este sueño es de ustedes.

Al tutor, Jesús Matheus, gracias de corazón por su colaboración y

asesoramiento técnico y humano para la elaboración y desarrollo de

nuestro proyecto.

A todos los profesores de la carrera de técnico, que nos

enseñaron tanto de lo profesional como de la vida, impulsándonos

siempre a seguir adelante. Gracias

A Glenda, Leidimar Pedro y demás compañeros, Gracias por

estar con nosotras todo este tiempo donde hemos vivido momentos

felices, tristes, gracias por ser nuestros amigos y recuerden que siempre

los llevaremos en nuestros corazones.

A nuestro compañero Darwin, por su ayuda incondicional cuando

más lo necesitamos en nuestro trabajo, gracias de corazón

A la ilustre Universidad de los Andes, por abrirnos sus puertas y

brindarnos todos los conocimientos y sus beneficios gracias

Al Institutito Nacional de Salud Agrícola Integral (INSAI), gracias por

su colaboración En especial al ingeniero Gerardo King, y el laboratorio de

biofertilizante.

ix

ÍNDICE

Pág.

RESUMEN. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . iii

DEDICATORIA. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . iv

AGRADECIMIENTOS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . vi

INDICE GENERAL. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . vii

LISTA DE CUADROS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . viii

LISTA DE FIGURAS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . ix

LISTA DE APENDICE. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . x

I. INTRODUCCION. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1

1.1 Objetivo general. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3

1.2 Objetivos específicos. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3

II. MARCO TEORICO. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 4

III. METODOLOGÍA. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14

3.1 Marco de referencia físico. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14

3.11Ubicación del ensayo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14

3.2 Bioensayo en laboratorio respiración basal. . . . . . . . . . . 14

3.2.1 Adecuación del contenido de humedad del suelo. . . .

3.2.2 Determinación de la biomasa microbiana. . . . . . . . . .

15

15

3.3 Descripción del ensayo en campo. . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

3.3.1 Análisis físico-químico del suelo utilizado. . . . . . . . . . . 16

3.3.2 Cultivo indicador. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 17

3.3.3 Establecimiento de las unidades experimentales. . . . . 17

3.3.4 Variables respuestas. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21

IV. RESULTADO Y DISCUSIÓN. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23

4.1 Caracterización del suelo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23

4.2 Caracterización del biofertilizante Biopatria. . . . . . . . . . . 24

4.3 Respiración basal. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25

4.4 Variables fitométricas del ensayo 2. . . . . . . . . . . . . . . . . 29

4.4.1 Altura de planta. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29

4.4.2 Diámetro de planta. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29

4.4.3 Peso seco aéreo y total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29

x

4.4.4 Área foliar total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 30

4.5 Variables fitométricas del ensayo 3. . . . . . . . . . . . . . . . . 31

4.5.1 Altura de la planta. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32

4.5.2 Diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32

4.5.3 Peso seco aéreo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

4.5.4 peso seco total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

33

35

4.5.5 Área foliar por planta y área foliar total. . . . . . . . . . . . . 35

4.6. Análisis de índice de efectividad de la inoculación. . . . 37

4.7 Análisis de eficiencia agronómica relativa. . . . . . . . . . . . 38

V. CONCLUSIONES. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41

VI. RECOMENDACIONES. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 43

VII. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS. . . . . . . . . . . . . . . . . 44

VIII. ANEXOS. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 53

xi

LISTA DE CUADROS

Cuadro Pág.

1 Variables y métodos empleados para la caracterización del suelo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

16

2 Caracterización del suelo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23

3 Respiración basal (mg CO2/100gr de suelo/24 y 72 horas . . . 25

4 Efecto de diferentes formas de inoculación y dosis de concentración de Azotobacter spp en las variables de altura de planta y diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

28

5 Efecto de diferentes forma de inoculación y dosis de concentración de Azotobacter spp en las variables de P.S aéreo y P.S total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

30

6 Efecto de diferentes forma de inoculación y dosis de concentración de Azotobacter spp en las variables de área foliar total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

30

7 Efecto de la interacción de Azotobacter spp -M.O y diferentes dosis de concentración en las variables de altura de planta y diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

31

8 Efecto de la interacción de Azotobacter spp -M.O y diferentes dosis de concentración en las variables P.S de raíz, P.S aéreo y P.S total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

34

9 Efecto de la interacción de Azotobacter spp-M.O y diferentes dosis de concentración en las variables A.F por planta y A.F total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

36

xii

LISTA DE FIGURAS

Figuras Pág.

1 Respiración basal 24 horas según tratamiento. . . . . . . . . 26

2

3

Biomasa Microbiana, 24 horas según tratamiento. . . . .

Respiración basal 72 horas según tratamiento. . . . . . . . .

26

27

4

5

Biomasa Microbiana, 72 horas según tratamiento. . . .

Índice de efectividad de la inoculación (%) para el ensayo 2. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

27

37

6 Índice de efectividad de la inoculación (%) para el ensayo 3. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

38

7 Eficiencia agronómica relativa (%) para el ensayo 2. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

38

8 Eficiencia agronómica relativa (%) para el ensayo 3. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

39

xiii

LISTA DE ANEXOS

ANEXO Pág.

1 Respiración basal a las 24 horas. . . . . . . . . . . . . . . . . 53

1.1 Análisis de varianza de mgCO2/gr de suelo. . . . . . . 53

1.2 Análisis de varianza de biomasa microbiana. . . . . . 53

2 Respiración basal a las 72 horas. . . . . . . . . . . . . . . . . 54

2.1 Análisis de varianza de mgCO2/gr de suelo. . . . . . . 54

2.2 Análisis de varianza de biomasa microbiana. . . . . . 54

3 Variable fitométricas del ensayo 2. . . . . . . . . . . . . . . 55

3.1 Análisis de varianza de la variable altura de la planta. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

55

3.2 Análisis de varianza de la variable diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

55

3.3 Análisis de varianza de la variable peso seco aéreo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

56

3.4 Análisis de varianza de la variable peso seco total. .

3.5 Análisis de varianza de la variable area foliar total.

57

57

4 Variable fitométricas del ensayo 3. . . . . . . . . . . . . . . 58

4.1 Análisis de varianza de la variable altura de la planta. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

58

4.2 Análisis de varianza de la variable diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

59

4.3 Análisis de varianza de la variable peso seco raíz. . 59

4.4 Análisis de varianza de la variable peso seco aéreo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

60

4.5 Análisis de varianza de la variable peso seco total. . 61

4.6 Análisis de varianza de la variable área. foliar/plantas. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

61

xiv

4.7 Análisis de varianza de la variable área foliar total. . 62

5 Índice de la efectividad de la inoculación. . . . . . . . . . 63

5.1 Índice de la efectividad de inoculación en (%) del

ensayo 2. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

63

5.2 Índice de la efectividad de inoculación (%) del

ensayo 3. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

63

5.3 Eficiencia agronómica relativa (%) del ensayo 2. . . 63

5.4 Eficiencia agronómica relativa (%) del ensayo 3. . . 64

1

I INTRODUCCIÓN.

Venezuela es un país tropical en el que la actividad agrícola juega

un papel importante y su principal producción se basa en rubros como

hortalizas, frutas, cereales y otros. Sin embargo, los sistemas de

producción se han fundamentado en tecnologías que involucran el uso

excesivo de los agroquímicos con las consecuencias negativas que éstos

han generado sobre el ambiente y el hombre.

Ante esta realidad, actualmente se plantean alternativas de menor

impacto ecológico en el marco de una agricultura sustentable soportada

en el manejo agroecológico de los sistemas de producción con lo cual se

busca una mayor eficacia en el uso de los recursos, conservar e

incrementar la fertilidad del suelo, mantener la diversidad y variedad de

especies, así como generar rentabilidad económica. Muchos

investigadores se han orientado a la exploración de la capacidad que

tienen diversos microorganismos benéficos para contribuir con la salud de

las plantas y la calidad del suelo.

A través de la biotecnología se han desarrollado una serie de

bioinsumos entre los cuales se pueden señalar los biocontroladores,

biofertizantes y bioestimuladores del crecimiento vegetal que actualmente

son elaborados por La Red de Laboratorios de Bioinsumos del Instituto

Nacional de Salud Agrícola Integral (INSAI).

Los biofertilizantes se definen como preparados que contienen

células vivas o latentes de cepas microbianas eficientes, que hacen

disponibles a las plantas sustancias nutritivas o promotoras del

crecimiento mediante su actividad biológica (INSAI, 2010); en tal sentido,

constituyen un insumo necesario para ser incorporados en los sistemas

integrados de nutrición vegetal con la finalidad de mejorar la fertilidad de

los suelos.

2

El uso de bioproducto constituye hoy día una necesidad económica y

ecológica obligada, convirtiéndolo en insumo atractivo a los productores

del campo. La Constitución de la República Bolivariana de Venezuela

establece una política de Estado orientada hacia la soberanía alimentaría,

lo que implica la introducción expresa del uso de agricultura sustentable y

la adquisición de mayor conciencia ambiental de la población,

produciendo un viraje muy marcado hacia el uso de bioproducto. La

tendencia actual del sector agrícola indica con seguridad, que la

utilización de estos bioproducto, pasará a ser parte normal de los insumos

de la agricultura contemporánea en Venezuela.

Sin embargo con el uso de biofertilizantes se puede confirmar el

amplio potencial de utilizar microorganismos del suelo en la agricultura

como una nueva alternativa para nutrir por medios biológicos los cultivos.

Además de que son una alternativa de gran validez para los agricultores

que no fertilizan o lo hacen con pequeñas cantidades, como es el caso de

los campesinos que siembran maíz, donde se puede reducir hasta el 50%

de la formula de la fertilización tradicional en muchas regiones del país y

en el caso de las leguminosas como el frijol, ya no se utilizara fertilizante

nitrogenado.

La política de la Red de Laboratorios de Bioinsumos está orientada

hacia tres líneas de acción: producción de Azotobacter spp., bacterias

solubilizadoras de fósforo y Rhizobium. Son pocas las referencias

nacionales que existen en relación a la investigación sobre el uso de

estos productos.

Por lo antes expuesto, los objetivos de este trabajo están orientados

a contribuir en la investigación sobre el efecto de la inoculación de

Azotobacter spp. usando como cultivo indicador plantas de maíz.

3

OBJETIVO GENERAL

Evaluar el efecto de la forma de aplicación y tres dosis de

concentración del biofertilizante a base de Azotobacter spp y su

interacción con la M.O., sobre algunas variables de crecimiento y

desarrollo del maíz (Zea mays) como cultivo indicador.

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Determinar el efecto de dos formas de aplicación (inmersión y

aspersión) y tres diferentes concentraciones de Azotobacter spp. sobre

los parámetros del crecimiento de la planta de maíz.

Determinar el efecto de la interacción Azotobacter spp. - materia

orgánica del suelo sobre el comportamiento agronómico del cultivo

indicador.

Determinar los índices de efectividad de la inoculación (IEI) y la

Eficiencia Agronómica Relativa (EAR) para las variables de peso seco

total.

4

II MARCO TEÓRICO

La agricultura es la actividad que comprende todo un conjunto de

acciones antrópicas que transforma el medio ambiente natural, con el fin

de hacerlo más apto para el crecimiento de los cultivos, sin embargo, se

ha caracterizado por ser altamente tecnificada, intensiva y generar

impacto negativo sobre el ambiente.

Venezuela, desde un principio ha estado dotada de grandes

recursos agrícolas, que son de gran importancia para su desarrollo

económico y social, debido al clima tropical que posee; dando lugar a

que el hombre, con sus facultades y adelantos tecnológicos aproveche

estos recursos, obteniendo así una gran diversidad de productos durante

casi todo el año (Bologna, 2011).

El Estado Trujillo presenta condiciones ecológicas favorables, para

el desarrollo integral del área agrícola, sin embargo, son notorios los

efectos perjudiciales que los sistemas de producción agrícola

(tradicionales o modernos) generan en los suelos, aguas, especies

animales y vegetales debido a las técnicas usadas inadecuadamente,

produciéndose un acelerado deterioro ecológico (Torres y Capote, 2008).

La agricultura andina hoy en día se caracteriza por ser intensiva y

altamente demandante de insumos agrícolas, razón por la que los

productores recurren al empleo de semillas certificadas de variedades de

alto rendimiento, a la reducción o eliminación de periodos de descanso o

barbecho y al uso de mayores cantidades de fertilizantes químicos y de

enmiendas orgánicas (Machado, 2005).

Andrade y Correa (2009), señalan que el uso excesivo de

agroquímicos constituye un daño biológico a los suelos deteriorando

la calidad de los mismos: estos inducen al aumento de acidez y

salinidad, favoreciendo la resistencia de las plagas y malezas,

5

disminución de la productividad del suelo por pérdida de materia orgánica

y nutrientes debido a la erosión, y suavizando los tejidos de la planta

provocando que ésta sea menos resistente y saludable, eliminan el

ecosistema natural de suelo desarrollando plantas más vulnerables lo cual

obstaculiza la sostenibilidad de la producción agrícola.

Por otra parte, las consecuencias de la mineralización han sido

nefastas para el ambiente por la elevada contaminación causada por el

uso irracional de fertilizantes y plaguicidas, esto como consecuencia de la

menor eficiencia de adsorción en el suelo y absorción por la planta, a su

vez se debe al uso indiscriminado de la maquinaria agrícola que altera las

propiedades físicas de los suelos aumentando así los costos de

producción, al igual que el uso de cultivares con alto rendimiento a nivel

genético lo que demanda la utilización de altas cantidades de fertilizantes,

ocasionando graves daños al ambiente y provocando una fuerte

resistencia de los patógenos hacia los mismos, como resultado de la

utilización de fuertes concentraciones de agroquímicos para eliminar

ciertas plagas (Lara et al., 2007).

Compagnoni y Casanova (2009), dicen que el hombre en su afán

de desarrollo tecnológico sano, ha aplicado métodos microbiológicos para

estudiar ciertos microorganismos y utilizarlos posteriormente bajo el

nombre de biofertilizantes en las prácticas agrícolas, logrando así una vía

factible para mejorar la fertilidad del suelo y estimular la nutrición de las

plantas mediante el incremento de la población de microorganismos

benéficos, partiendo de su inoculación a las plantas, semillas o al suelo

(Pérez, 1997).

Es por ello, que actualmente se propician las técnicas de manejo

ecológico de suelo, con el fin de incidir de manera directa en la nutrición y

el desarrollo de las plantas, favoreciendo así la fertilidad de los suelos

mediante un cambio en el paradigma de la agricultura de altos insumos,

llamada revolución verde, mediante la transición gradual que conduzca a

un manejo agroecológico, comenzando por la reducción del uso de

6

plaguicidas e incrementando los insumos biológicos, al igual que busca la

estabilidad entre el ser humano, el ambiente y los productos que se

utilizan en la actividad agrícola (Solórzano, 2001).

Ante esa situación, una de las alternativas para la producción de

alimentos se ha encontrado en el uso de los biofertilizantes, tecnologías

capaces de resolver en parte los problemas a los cuales se enfrenta

nuestra agricultura, considerándose uno de los puntales de la agricultura

sustentable y, en la actualidad, su producción comercial se ha extendido

considerablemente a nivel mundial. Tanto es así que en países como

México, Cuba y la India son de gran popularidad y es notorio su desarrollo

y aplicación en diversos cultivos.

De esta manera, se han incrementado los esfuerzos para la

introducción de organismos y componentes biorreguladores del suelo y

las plantas. La inoculación con bacterias, hongos, la adición de materia

orgánica y otras prácticas del cultivo, son alternativas que pueden ser

empleadas con éxito en la agricultura actual, teniendo una repercusión

favorable en la producción y en el ambiente (Martínez, 2001).

En este sentido, los biofertilizantes y bioestimuladores microbianos

representan un componente vital de los sistemas sustentables, ya que

constituyen un medio económicamente atractivo y ecológicamente

aceptable reduciendo los insumos externos y mejorando la cantidad y

calidad de los internos mediante la utilización de microorganismos del

suelo.

Por ello, los biofertilizantes de manera sintética, son considerados

productos con base a microorganismos benéficos (bacterias y hongos),

que viven asociados o en simbiosis con las plantas y ayudan a su proceso

natural de nutrición, además de ser regeneradores de suelo. Estos

microorganismos se encuentran de forma natural en suelos que no han

sido afectados por el uso excesivo de fertilizantes químicos u otros

agroquímicos, que disminuyen o eliminan dicha población (Castilla, 2006).

7

Se trata de productos que no contaminan ni degradan la capacidad

productiva del suelo, por el contrario, son regeneradores de la población

microbiana; así mismo, estos productos tienen una función protectora del

sistema radicular de la planta contra microorganismos patógenos,

además, se fortalece la nutrición biológica de la planta por ser la forma

más eficiente y económica de la alimentación vegetal.

De igual manera desempeñan un papel muy importante en la

economía del nitrógeno en la práctica agrícola, ya que la cantidad de

nitrógeno disponible en la mayoría de los suelos cultivados es baja,

particularmente en el trópico y en la actualidad no puede ser

suplementada a escala mundial por la producción de fertilizantes (Aparicio

y Arrese, 1996).

Existe una gran variedad de biofertilizantes elaborados con base

en microorganismos, como bacterias y hongos, con diversas funciones y

atendiendo al tipo de cultivo, (Hernández y Pérez, 2006). En términos

generales, los biofertilizantes más difundidos se basan en hongos

micorricicos, bacterias del género Azotobacter spp, Azospirillum

brasilense y el Rhizobium sp.

Andrade y Correa (2009), han comprobado que fertilizando los

cultivos con estas bacterias y con nitrógeno químico en un porcentaje

entre el 20 y 50% del utilizado normalmente, se consigue un aumento de

producción sobre las cosechas obtenidas únicamente con fertilizante

químico al 100%, esto es debido a que, al liberarse la bacteria de su

función fijadora de nitrógeno, produce más bioestimulantes (fitohormonas)

del crecimiento vegetal

El Gobierno Bolivariano ha venido impulsando la producción de

bioinsumos en nuestro país, considerando lo planteado por Vance (1998),

quien indica que para un sistema agrícola sustentable es de suma

importancia utilizar recursos renovables que puedan maximizar los

beneficios ecológicos y minimizar el daño ambiental; dentro de este

8

contexto, ha permitido consolidar la Red de Laboratorios “Bolívar

Conservacionista” a cargo del Ministerio del Poder Popular para la

Agricultura y Tierras (MPPAT) , a través del INSAI, quien en la actualidad

cuenta con 27 laboratorios de producción de Bioinsumos, integrados por

17 laboratorios de Biocontroladores y 10 laboratorios de Biofertilizantes;

estos ejecutan tres líneas de acción: producción de Azotobacter spp.,

bacterias solubilizadoras de fósforo y Rhizobium (Prensa INSAI,

13/08/12).

Los biofertilizantes para uso agrícola se elaboran a partir de

diferentes microorganismos como ya se ha visto, es por, ello que dentro

de estos se encuentran las bacterias del género Azotobacter, las cuales

están presentes en el suelo y al encontrarse en elevadas poblaciones en

el agroecosistema se asocian al sistema radical de algunas especies

vegetales, ocasionando una aceleración en el desarrollo y un aumento en

el rendimiento de los cultivos, debido fundamentalmente a su capacidad

de sintetizar sustancias biológicamente activas como auxinas,

citoquininas, giberelinas, aminoácidos y vitaminas (Vancura, 1961; Dibut,

y Martínez, 1992; Behl et al., 2003).

Así mismo, las bacterias de este género fijan asimbióticamente

nitrógeno, el nutriente más caro, igualmente permiten aprovechar de

manera más intensiva los nutrientes disponibles en el suelo, que

estimulan el desarrollo del sistema radicular así como la mayor solubilidad

y conductividad de nutrientes (Mirón et al., 2009). También son

solubilizadores de fosfatos, además, realizan procesos de biodegradación

de plaguicidas como el endosulfan (Castillo, J. 2005). Son

quimioorganotróficas, utilizan para su crecimiento azúcares, alcoholes y

sales inorgánicas. Son fijadoras de nitrógeno en vida libre, fijan al menos

10 mg de N2 por gramo de carbohidrato consumido (Holt, J. 2000).

Según el centro de Investigaciones y Aplicaciones Biotecnológicas

de España (IAB, 2001), el uso de inoculantes a partir de Azotobacter spp

acorta el período de semillero y ciclo total del cultivo, permitiendo la

9

obtención plantas vigorosas que pueden trasplantarse en menor tiempo.

Además, aceleran la floración y fructificación, aumentando el número de

flores y frutos e incrementando los rendimientos de las cosechas. Esto

permite el ahorro de fertilizantes nitrogenados recomendados en las

normas técnicas de varios cultivos.

De esta forma Azotobacter spp., se puede considerar como un

biofertilizante con un amplio espectro de aplicación que incluye especies

como maíz, trigo, zanahoria, papa, algodón, entre otros (Pandey et al,

1998). Sin embargo, la actividad de Azotobacter spp, puede ser

incrementada por la aplicación de materia orgánica en el suelo y

dependiendo en gran medida de la presencia de fósforo y potasio

(Kanungo et al., 1997),

Sin embargo Azotobacter, se puede ver afectada por las

condiciones del ambiente, por la naturaleza, estado fisiológico y vigor de

las plantas en desarrollo, las características del suelo, el régimen hídrico y

el manejo agronómico, los cuales son factores de selección de la

dinámica poblacional bacteriana (Vallejo y Bonilla, 2007).

Según Rodríguez y Blanco, (2001), estas bacterias tienen la

ventaja de ser aplicadas a cualquier cultivo, en cualquier época de

desarrollo de la planta, antes o durante la siembra, en la germinación y en

los trasplantes. Así mismo, la capacidad de fijación de nitrógeno por esta

bacteria varia considerablemente en dependencia de la composición del

medio, su acidez, temperatura y aireación, de la presencia de nitrógeno

combinado, de la naturaleza de las fuentes de carbono, microelementos y

de la acción de organismos antagónicos en el medio (Mádigan et al.,

1997).

Por lo anteriormente señalado, la fijación de nitrógeno es un

proceso que demanda gran cantidad de energía, por lo que requiere una

eficiente fosforilación oxidativa. Debido a que el O2 es tóxico para el

complejo de la nitrogenasa, las bacterias aeróbicas fijadoras de nitrógeno

10

han evolucionado una variedad de estrategias para contender con esta

paradoja aparente (Atlas y Bartha, 2002).

Además de ello, hay dos factores que tienen una influencia mayor

sobre las poblaciones de Azotobacter en el suelo, uno es la acción

antagonista y asociativa de la microflora del suelo y, el otro es el

contenido de materia orgánica del mismo ya que la carencia de esta es un

factor limitante en la proliferación de estas bacterias. Los efectos

benéficos de pequeñas cantidades de humus sobre el desarrollo de

Azotobacter y su fijación de nitrógeno son ampliamente reconocidos

(Bhardwaj y Gaur, 1970).

A pesar de que el género Azotobacter es muy grande, se ha

determinado que cumple una doble función, además de aportar nitrógeno

y sustancias reguladoras del crecimiento a los cultivos, actúa como un

inhibidor del crecimiento de hongos fitopatógenos como el Fusarium sp,

Helminthosporium sp, Alternaría sp entre otros, lográndose disminuir

mediante la aplicación de Azotobacter (Durkhead et al 1998).

Sin embargo, hay quienes sugieren que las condiciones especificas

que requiere Azotobacter para efectuar la fijación biológica de N2 con

dificultad puede presentarse en el suelo, en especial porque siempre

existe en lo suelos concentraciones de nitrógeno combinado suficientes

para inhibir la reducción biológica del dinitrogeno (Burris et al 1943), y

probablemente la causa más importante se debe a la ausencia de

cantidades abundantes de carbono orgánico simple (más del 1%), ante

tal situación, Azotobacter deberá oxidar una unidad de azúcar simple para

producir de 5-20 mg de nitrógeno reducido, esta cantidad solo se

proporciona a la bacteria en condiciones artificiales (Brock, 1984 y Gray,

1976).

Ahora bien, se conocen muchos microorganismos que aceleran el

crecimiento de Azotobacter y su fijación del nitrógeno, pero también

existen otros que inhiben el desarrollo de éste con la consecuencia de

11

inhibir su habilidad de fijación; tal es el caso de los microorganismos

celulolíticos que degradan los residuos de las plantas en el suelo

conocidos por aumentar la proliferación de estas bacterias en el mismo,

pero otros como Cephalosporium spp (habitante común del suelo) es

conocido por inhibir el crecimiento y la fijación de nitrógeno por parte de

Azotobacter (López, 2003).

En el caso del cultivo del maíz, Zea mays, L., se han obtenido muy

buenos resultados al aplicar bacterias fijadoras de nitrógeno atmosférico

como el realizado por Medina y López (2010) y, Dibut y Ríos (2010).

Así mismo, Reyes y Valery (2007), en su investigación: Efecto de la fertilidad del suelo sobre la microbiota y la promoción del crecimiento del maíz (Zea mays l.) con Azotobacter spp. estudiaron

las densidades bacterianas y fúngicas cultivables totales y disolventes de

fosfatos de calcio en la rizósfera de plantas silvestres y cultivadas del

estado Táchira, igualmente, evaluaron el rol de dos aislamientos

bacterianos identificados como bacterias del género Azotobacter en la

promoción del crecimiento del cultivo de maíz bajo diferentes condiciones

de fertilidad del suelo en umbráculo. Los resultados obtenidos arrojaron

que: 1. Las densidades poblacionales microbianas totales y disolventes

de fosfatos se mostraron afectados por las condiciones físicas y químicas

del suelo, como el pH y el contenido de materia orgánica del suelo; 2. De

las dos cepas exógenas introducidas en el ensayo de umbráculo con el

suelo de La Tuquerena, la cepa de Azotobacter MF1b ejerció la mayor

acción benéfica sobre el crecimiento del maíz incrementando

significativamente el peso seco en determinados tratamientos con

fertilización química respecto al testigo no inoculado, lo que le confiere a

esta cepa un potencial de uso en la agricultura sostenible.

12

Por otro lado, trabajos como el de Domínguez et al, (2001)

corroboran que sin fuente de materia orgánica, la inoculación con

Azotobacter no tiene efectos positivos en ninguna de las formas en las

que se inoculó (inmersión y aspersión). En cuanto a las formas en la que

se puede inocular con Azotobacter spp y la concentración de éste, varia

dependiendo de las exigencias del cultivo, el ciclo del mismo, la

composición del suelo, la implementación de otras prácticas y hasta de la

aceptación del productor.

Es así, como se han realizado diversos trabajos en los cuales se

plantean las formas de inoculación bien sea de forma individual o

combinadas, al mismo que la utilización de varias concentraciones; para

esta última, existe divergencia en cuanto a las dosis.

Alvarado et al, (2004) en Cuba, reportaron que los resultados

obtenidos por la inmersión de las nueces de cocotero en Azotobacter al

30% de su concentración a los 4 meses posteriores a la siembra

incrementó el porcentaje de nueces germinadas hasta 95.5%.

En este orden, Constantino et al, (2011) en México, señalan que la

doble inoculación con Azotobacter incrementó el crecimiento y la biomasa

vegetal en comparación con la inoculación simple de plántulas de Papaya.

Aunque, esto pudo deberse a que en la doble inoculación la primera

aplicación de los biofertilizantes se hizo a las semillas y en la inoculación

simple los biofertilizantes se aplicaron en las raíces 30 días después de la

emergencia y de acuerdo con (Kalpunik et al. 1985) y (Bashan 1986), la

respuesta de las plantas es más alta cuando las semillas han sido

inoculadas, pero es menor cuando las plántulas son inoculadas.

13

Por su parte León et al, (2012) en Cuba, concluyeron que con la

utilización del biofertilizante a base de Azotobacter chroococum aplicado

por aspersión se lograron mejorar las características morfológicas

estudiadas en el tabaco como el diámetro y longitud del tallo, así como

masa fresca y seca total de las plántulas, del mismo modo se encontró

una reducción del ciclo del semillero a siete días.

14

III MARCO METODOLÓGICO

3.1 Marco de referencia físico

3. 1.1 Ubicación del ensayo.

El trabajo de investigación fue realizado entre los meses de junio y

noviembre de 2012, en la Unidad de Producción Integral (ensayo de

macetas) y, en el Laboratorio de Investigación de Suelos (bioensayo en

laboratorio), ambos en la Villa Universitaria, Núcleo “Rafael Rangel”;

geográficamente está entre las coordenadas 09º25’00’’ y 09º26’00’’ latitud

norte, y 70º28’00’’ y 70º29’00’’ longitud oeste, a 378 m.s.n.m.

Según Briceño (2010), la información climatológica de Pampan y el

Departamento de Hidrología del MARNR para el periodo 1991-2005 el

área donde estaba ubicado el ensayo se registra una temperatura de

27 ºC con una precipitación media anual de 1689 mm.

3.2 Bioensayo en laboratorio: Respiración basal

La determinación de la respiración basal se hizo según la

metodología propuesta por Anderson (1982), mediante la utilización de

una trampa de álcali. Se utilizaron 40 envases de vidrio de 500(cm3), en

los cuales se colocó la muestra según los tratamientos:

T0: Blanco de calibración

T1: suelo

T2: suelo sin M.O + dosis 1

T3: suelo sin M.O + dosis 2

T4 suelo sin M.O + dosis 3

T5: suelo con M.O

T6: suelo con M.O + dosis 1



T9: Químico

15

3.2.1 Adecuación del contenido de humedad del suelo

Método Gravimétrico (Valdés y Medina 2005)

H= (Peso del suelo húmedo) – (Peso del suelo seco)

%Humedad= H x 100 / 10

Procedimiento:

1. Toma de muestra de suelo

2. Pesaje de la muestra

3. Secado en estufa a 105ºC por 24 horas.

4. Pesado de la muestra seca

3.2.2 Determinación de la biomasa microbiana (BM):

1. Se pesaron 100 cm3 de suelo y mezcla según los tratamientos.

2. Se ajustó la humedad hasta ¼ de la capacidad máxima de la

retención de humedad (CRH)

Procedimiento

a. En cada unidad experimental se colocó un recipiente con 20ml

NaOH 0.5M, se cerró herméticamente y se incubó en oscuridad a

temperatura ambiente durante 24h.

b. Transcurrido este tiempo se recuperó el NaOH 0.5 M y se trasvasó

a una fiola de titulación.

c. Se colocaron 2 ml de BaCl2 0.5 M y 4 gotas de indicador

fenolftaleína.

d. Se tituló con HCL 0.5 M hasta que la solución se volvió incolora.

16

e. Se calculó la biomasa microbiana según la siguiente fórmula:

CO2 (Vol HCL Blanco-Vol HCL muestra) x 22N HCl x 0,5= mg

CO2/100gr de suelo/24 y 72 horas

Mg de CO2/100gr de suelo/24 y 72 horas x 0,75=BM

3.3 Descripción del ensayo en macetas

Área experimental: Se seleccionó el área en la cual se establecieron los

ensayoS en macetas considerando las condiciones a semicontrolar como:

protección del cultivo de la radiación directa, altas precipitaciones, así

como un monitoreo constante y disponibilidad de los recursos.

3.3.1. Análisis físico-químico del suelo utilizado

El análisis físico químico del suelo empleado para los ensayos fue

proporcionado por el Laboratorio de Servicio de Análisis de Suelos

NURR-ULA (Trujillo).

Cuadro 1. Variables y métodos empleados para la caracterización del

suelo (*).

VARIABLE MÉTODOS EMPLEADOS Textura pH Conductividad eléctrica Materia orgánica % nitrógeno Fósforo Potasio Calcio y magnesio

Bouyoucos Potenciométrico Conductimétrico Walkley and Black A partir de materia orgánica Bray Bray-1 Complexométrico (acetato de amonio)

(*) Laboratorio de Servicio de Análisis de Suelos. NURR-ULA, Trujillo

17

3.3.2 Cultivo indicador

Se empleó como cultivo indicador para evaluar el efecto de los

tratamientos, semillas de maíz hibrido amarillo (Zea mays L) Sefloarca

91, esto por considerarse un cultivo de crecimiento rápido, de fácil

manejo y de gran importancia económica en el país ya que constituye,

junto con el arroz y el trigo, uno de los principales alimentos cultivados en

el mundo. Su uso no solo se centra en la alimentación humana sino que

forma parte de la alimentación animal por si mismo o constituyendo un

ingrediente muy importante en la composición de raciones alimenticias

para cerdos, aves, y vacas. Este cultivo ocupa alrededor del 30% de la

superficie agrícola cultivada y representa aproximadamente el 15% del

valor de la producción agrícola vegetal del país (FAO, 2009).

3.3.3 Establecimiento de las unidades experimentales

Para el establecimiento de ambos ensayos en macetas, se utilizaron

bolsas de polietileno negro (29 x 27 cm) con una capacidad de 6 kg; por

llevarse a cabo estos ensayos con distintos tratamientos, la composición

de éstos fue la siguiente:

Ensayo 2. Se colocó en las bolsas el suelo procedente de la UPI,

mientras que para el ensayo 3 fue la mezcla de materia orgánica y suelo.

Se empleó suelo seco y tamizado (2 mm) procedente de la Unidad de

Producción Integral (UPI) NURR y debidamente caracterizado en el

Laboratorio de Servicios de Análisis de Suelos.

Las bolsas se colocaron en un espacio acondicionado para tal fin;

para ello se construyó una estructura con tubos provisionales, cuyas

dimensiones fueron: 4 metros de largo por 1.5 metros de ancho,

techado con tela de sombra.

En cada una de las bolsas se sembraron 3 semillas de maíz híbrido

Sefloarca 91, de las cuales fueron evaluadas 3 plantas. Durante la

18

germinación y crecimiento de las plantas se controló el suministro de

agua de riego y los entes patógenos.

Es de resaltar que, el motivo de que se lleven dos trabajos de

investigación de forma paralela es el resultado de la necesidad para

responder a las distintas interrogantes planteadas en los objetivos: en el

ensayo 2 determinar el efecto de dos formas de inoculación de

Azotobacter (inmersión y aspersión) bajo dos niveles de concentración al

1 y 20%, mientras que en el ensayo 3, con el fin de evaluar la interacción

de materia orgánica en tres niveles de concentración de Azotobacter: 1,

20 y 40%. Los tratamientos fueron:

Ensayo 2 Ensayo 3

T0: Testigo T1: Inmersión dosis 1 (1%) T2: Inmersión dosis 2 (20%) T3: Aspersión dosis 1 (1%) T4: Aspersión dosis 2 (20%) T5: Químico (*)

T0: Testigo

T1: Sin materia dosis 1 (1%)



T4: Con materia dosis 1 (1%)



T7: Químico (*)

Las recomendaciones para la fertilización química (*) fueron

establecidas según las condiciones del suelo, por el Laboratorio de

Servicios de Análisis de Suelo del NURR-ULA; dichas recomendaciones

correspondieron a los siguientes niveles: 170 kg/ha de N, 90 kg/ha de P y

90 kg/ha de K, fraccionando el nitrógeno en dos aplicaciones; como

fuente se utilizó una fórmula completa (15-15-15) y urea para el reabono.

En los tratamientos con inóculo se redujo la aplicación del fertilizante

nitrogenado en un 50%.

Para los niveles de aplicación del producto biofertilizante (dosis 1%)

se consideraron las recomendaciones realizadas por el personal del

19

Laboratorio de Biofertilizantes del Instituto de Salud Agrícola Integral

(INSAI).

Con respecto a la dosis del 20% se tomaron en cuenta algunos

trabajos realizados en el NURR-ULA como el de Lozada y Rivas (2010),

quienes evaluaron el efecto de la inoculación de Azotobacter spp. en

plantas de ají dulce (Capsicum frutescens).

Para la dosis del 40%, se tomaron como referencia investigaciones

de Cuba como la de Alvarado et al, (2005), quienes evaluaron la

influencia de la concentración y forma de aplicación del Azotobacter en la

germinación de nueces de cocotero (Cocos nucífera).

La inoculación del biofertilizante a base de Azotobacter spp se

realizó para el ensayo 2 mediante la inmersión de la semilla, durante 30

minutos al momento de la siembra. Ahora bien, la inoculación por

aspersión se fraccionó en dos aplicaciones 2 y 12 dias después de la

siembra respectivamente.

En lo que respecta a la cantidad de materia orgánica para los

tratamientos del ensayo 3, los ajustes se realizaron de acuerdo a los

resultados del análisis de suelo, llevándose así a un 3 % de materia

orgánica para una adición a las bolsas de 150 gr, totalizando el peso de

éstas 6 kg.

El manejo agronómico de las plantas de maíz se realizó siguiendo

algunas recomendaciones según Torín (2007). Durante la fase de

desarrollo de las plantas del ensayo 2 se evidenció la presencia del

gusano cogollero (Spodoptera frugiperda), mientras que para el ensayo

3 se presentó un leve ataque de las langosta voladora (Schistocerca

piceifrons de la familia Acrididae) en el follaje, sin embargo se realizaron

los controles respectivos a fin de que no afectaran la investigación.

Ambos ensayos fueron establecidos bajo un modelo estadístico

irrestrictamente al azar y constaron de 6 tratamientos para el ensayo 2 y

20

8 tratamientos para el ensayo 3, con 4 réplicas cada uno para un total de

24 y 32 unidades experimentales respectivamente. La distribución

espacial fue la siguiente:

Distribución de los tratamientos irrestrictamente al azar

Ensayo 2

T4r2 Asp+D2

T1r1

Inm+D1

T5r3 Químico

T3r2 Asp+D1

T2r4

Inm+D2

T0r1 testigo

T2r1 Inm+D2

T5r4

Químico

T4r1 Asp+D2

T1r2 Inm+D1

T5r2 Químico

T4r4 Asp+D2

T0r3 testigo

T2r2 Inm+D2

T3r3 Asp+D1

T4r3 Asp+D2

T0r2 testigo

T1r4 Inm+D1

T3r4 Asp+D1

T0r4 testigo

T1r3 Inm+D1

T3r1 Asp+D1

T5r1 Químico

T2r3 Inm+D2

Ensayo 3

T0r1

testigo

T3r3 S/M+D3

T2r4

S/M+D2

T5r3 C/M+D2

T1r2 S/M+D1

T6r3 C/M+D3

T3r4 S/M+D3

T1r1 S/M+D1

T5r2 C/M+D2

T6r2 C/M+D3

T3r1 S/M+D3

T7r1 Químico

T4r4 C/M+D1

T3r2 S/M+D3

T2r2 S/M+D2

T6r1 C/M+D3

T7r4 Químico

T4r1 C/M+D1

T6r4 C/M+D3

T1r3 S/M+D1

T7r2 Químico

T5r4 C/M+D2

T4r3 C/M+D1

T7r3 Químico

T2r1 S/M+D2

T1r4 S/M+D1

T4r2 C/M+D1

T0r3 testigo

T0r4 testigo

T2r3 S/M+D2

T0r2 testigo

T5r1 C/M+D2

21

3.3.4 Variables respuesta:

A los 23 días se procedió a cosechar las plántulas a fin de cuantificar las

variables a evaluar.

Fitométricas:

Altura (cm)

Diámetro del tallo (mm) a 5 cm de la base de la raíz.

Biomasa seca aérea y radicular (gr) cada una de estas variables se

obtuvieron una vez que fueron secadas en la estufa durante 48h a

75ºC.

Área foliar por planta (cm2): se determinó para cada planta

(considerando que se evaluaron tres plantas por unidad

experimental), y se promedió para dicha variable.

Área foliar total (cm2): es la sumatoria de las tres ó dos plantas de

cada unidad experimental. Y se determinó según las siguiente

fórmula:

AF= 83,865+36,30 (∑ ancho de hoja)+2,3554 (∑ largo de hoja),

Graterol y Simancas, (2006).

Índice de efectividad de la inoculación: mide de forma porcentual, la

efectividad de los tratamientos inoculados con respecto al tratamiento

testigo, dandole a éste un valor relativo de 0% (Escobar et al, 2011).

22

Donde:

Tratamiento con inoculación: tratamientos inoculados con el

biofertilizante (Azotobacter spp).

Control sin inóculo: tratamientos sin inoculación.

Eficiencia agronómica relativa: al igual que el anterior, este índice

busca de manera relativa comprobar la eficiencia de los tratamientos

inoculados, considerando la diferencia del tratamiento Químico (con

un valor de 100%) por sobre el tratamiento Testigo.

Donde:

Rendimiento fertilización Química: peso seco promedio (g)

obtenido en las macetas que fueron tratadas con fertilizante

químico.

Rendimiento testigo: peso seco promedio (g) obtenido en las

macetas consideradas como testigo (sin ninguna fertilización).

Rendimiento biofertilizante: peso seco promedio (g) obtenido en las

macetas que fueron tratadas con el biofertilizante según la dosis

empleada.

Una vez obtenidos los resultados de los distintos ensayos se procedió

a realizar los respectivos análisis de varianza y separación de medias a

través de la prueba de Duncan y el uso del paquete estadístico InfoStat,

con el fin de analizar y discutir en función de los objetivos propuestos.

23

IV RESULTADOS Y DISCUSIÓN

El resultado del análisis de la muestra compuesta del suelo de la

UPI empleado para ambos ensayos se presenta en el cuadro 2.

4.1 Caracterización del suelo de la Unidad de Producción Integral Cuadro 2. Caracterización del suelo.

Parámetros Valor Profundidad de la muestra (cm.) % de Arena (a) % de Limo (L) % de Arcilla (A) Clase Textural pH 1: 2.5 en agua C.E. 1:2.5 (dS m-1) % de Materia orgánica % de Carbono orgánico % de nitrógeno Fósforo (mg kg-1) Potasio (cmol(+)kg-1) Calcio (cmol(+)kg-1) Magnesio (cmol(+)kg-1)

0 – 20 40 40 20

Franco 5,7 0,03 1,40 0,74 0,03

5 4

1800 240

Fuente: Laboratorio de Servicios de Análisis de Suelos.

Físicamente el suelo de la Unidad de Producción Integral (UPI)

utilizado para los ensayos es de textura media (franco). Desde el punto de

vista químico, presenta una reacción medianamente ácida (pH=5.7) y una

conductividad eléctrica normal (0,03 dS/m) que no indica problemas por

acumulación de sales solubles.

El contenido de materia orgánica es baja (1,40%), lo que indicó la

necesidad de ajustar la cantidad de esta hasta un 3% en el ensayo 3. Con

respecto a los niveles de los elementos esenciales, el carbono orgánico,

el nitrógeno, fósforo y potasio se encuentran por debajo de los rangos

óptimos de disponibilidad; en cuanto al calcio éste se encuentra en

niveles altos y por su parte el magnesio se encuentra en niveles medios

de disponibilidad.

24

4.2 Caracterización de biofertilizante Biopatria:

El biofertilizante Azotobacter spp es una composición garantizada

equivalente igual o mayor a 1 x 109 ufc/ml, formulado y elaborado por la

red nacional de laboratorios Bolívar Conservacionista, adscrita al Instituto

Nacional de Salud Agrícola Integral (INSAI) del Ministerio del Poder

Popular para la Agricultura y Tierra.

Visualmente el producto es un material espeso de coloración

lechosa, con un olor a maíz fermentado (no desagradable). Es necesario

agitar antes de usarlo, puesto que las bacterias se concentran en el

fondo del recipiente

25

RESULTADOS Y DISCUSIÓN ENSAYO 1

4.3 Determinación de la Respiración basal a través de mg CO2 producidos y la biomasa microbiana presente a las 24 y 72 horas según dosis de concentración de Azotobacter e incorporación de materia orgánica.

Cuadro 3. Respiración basal de 24 y 72 horas.

Tratamientos Inoculación de 24 horas Inoculación de 72 horas mgCO2 B.M mgCO2 B.M

T1 SUELO T2 S/M+ D1 (1%) T3 S/M +D2 (20%) T4 S/M+ D3 (40%) T5 SUELO+M.O T6 C/M+D1 (1%) T7 C/M+D2 (20%) T8 C/M+D3 (40%) T9 QUIMICO

1,10 d 1,93 cd 2,20 cd 1,83cd 3,03 bc 4,68 a 5,23 a

4,40 ab 2,20 cd

0,82 d 1,44 cd 1,40 cd 1,37 cd 2,27 bc 3,51 a 3,92 a

3,30 ab 1,65 bc

8,48 d 10,88 c 11,13 c 8,61 d 12,55 c 19,50 a 15,95 b 15.17 b 12,15 c

31,07 d 38,87 c 40,79 c 31,58 d 46,01 c 71,50 a 58,48 b 55,62 b 44,55 c

Nota: Tratamientos con la misma letra pertenecen al mismo grupo según la prueba de

rangos de múltiples de Duncan.

La dinámica de la respiración basal expresada en mg de CO2

producidos / 100 gr de suelo / 24 horas y 72 horas se muestra en el

cuadro 3, del mismo modo se puede apreciar en los Anexos 1.1 y 2.1. En

los mismos se observa que la incorporación de materia orgánica,

provocó el incremento en los volúmenes de respiración, los cuales

resultaron significativamente (p≤0,05), diferentes al tratamiento químico.

La expresión grafica de estos resultados se presenta en las figuras 1 y 2.

26

Figura 1. Respiración basal 24 horas según tratamientos

Figura 2. Biomasa microbiana a las 24 horas según los tratamientos

27

Figura 3. Respiración basal 72 horas según tratamientos

Figura 4. Biomasa microbiana a las 72 horas según los tratamientos

La respiración basal por su parte, como respuesta a la aplicación

de diferentes dosis de concentración de Azotobacter en el suelo y mezcla

evaluados, presentó una dinámica muy particular, tal como se aprecia en

los Anexos 1.2 y 2.2, lo que demuestra que la actividad microbiana se ve

favorecida por la adición de la materia orgánica que contiene carbono de

28

fácil descomposición. Sin embargo, es de resaltar que la mayor

producción de CO2 a las 72 horas se observó en los tratamientos en los

cuales se aplicó la dosis al 1% de la concentración del Azotobacter.

Resultados similares obtuvieron García y Rivero, (2009) en su

investigación desarrollada en el Estado Portuguesa bajo invernadero con

la cual evaluaron el efecto de residuos vegetales sobre la respiración

basal en suelos manejados bajo labranza convencional y siembra directa,

durante largos períodos de tiempo encontrando que, la mayor producción

de CO2 se observó en los suelos provenientes de siembra directa y donde

los residuos fueron incorporados.


4.4 Variables fitométricas de ensayo 2 En el siguiente cuadro se resume los resultados obtenidos para las

variables consideradas según la forma de inoculación y las dosis de aplicación

empleada.

Cuadro 4. Efecto de diferentes formas de inoculación y concentración de

Azotobacter spp sobre las variables altura de la planta y diámetro del tallo.

Tratamientos Variables Altura (cm) Diámetro de tallo(mm)

T0 (Testigo) T1 immersion +D1 (1%) T2 inmersión +D2 (20%) T3 aspersion +D1 (1%) T4 aspersion +D2 (20%) T5 Químico

18,25 b 19,70 a 20,23 a 19,40 a 20,13 a 20,05 a

0,55 b 0,67 a 0,69 a 0,67 a 0,77 a 0,67 a



29

Altura de la planta.

Para esta variable se encontraron diferencias significativas entre

los tratamientos evaluados, tal como se observa en el análisis de varianza

realizado a los datos correspondientes (Anexo 3.1); sin embargo, los

tratamientos inoculados T2 (Inm + D2) y T4 (Asp + D2) ambos al 20%, T1

(Inm + D1) y T3 (Asp + D1) ambos al 1% y el tratamiento Químico (T5), se

encuentran dentro de una misma categoría estadística, lo que señala que

la forma de Inoculación, Inmersión y Aspersión y las dosis de

concentración al 20 y 1% no se diferenciaron desde el punto de vista

estadístico.

El testigo por su parte tuvo un comportamiento inferior a los

tratamientos anteriores, esto por ser un tratamiento bajo condiciones

naturales.

Diámetro del tallo.

Para esta variable el análisis de varianza encontró diferencias

estadísticas entre los tratamientos evaluados (Anexo 3.2); al igual que la

anterior variable, los tratamientos inoculados (T2, T4, T1 y T3 y el

tratamiento Químico, se encontraron dentro de un mismo grupo

estadístico, mientras que el testigo por sus condiciones, fue inferior que

los demás.

Peso seco aéreo y peso seco total.

El análisis de varianza arrojó diferencias estadísticas significativas

(P≤ 0.05) para ambas variables, pudiéndose observar en los Anexos 3.3 y

3.4. Los tratamientos T4 (Asp + D2) y T2 (Inm + D2) ambos con la dosis

del 20% fueron superiores y similares estadísticamente, seguidos del

tratamiento químico que en esta ocasión tuvo una categoría estadística

30

inferior (b). T1 (Inm + D1) y T3 (Asp + D1) se comportaron igual en ambas

variables, teniendo pequeñas diferencias entre sí; el testigo fue muy

inferior comparados con los demás (cuadro 5).


Azotobacter spp sobre las variables peso seco aéreo y peso seco total.

Tratamientos Variable PS aéreo (gr) PS Total (gr)

T0 (Testigo) T1 inmersión +D1 T2 inmersión +D2 T3 aspersión +D1 T4 aspersión +D2 T5 Químico

0,66 c 0,85 bc 3,05 a 0,75 bc 3,07 a 0,96 b

0,73 c 1,06 bc 3,20 a 0,98 bc 3,21 a 1,26 b



Área foliar total.


Azotobacter spp sobre la variable área foliar total.

Tratamientos Variable A.F total (cm2) T0 (Testigo) T1 inmersión +D1 T2 inmersión +D2 T3 aspersión +D1 T4 aspersión +D2 T5 químico

734,80 d 866,52 bc 945,72 b 835,28 c

1049,75 a 1039,67 a



El análisis de varianza mostró diferencias significativas y se pueden

observar en el Anexo 3.5. Para esta variable el mejor tratamiento

inoculado fue aspersión al 20% (T4) seguido del tratamiento químico

31

(1049,75 y 1039,67 cm2 respectivamente); por su parte, inmersión al 20%

(T2) se ubica como un tratamiento aceptable; T1 (Inm + D1) en este caso

no se comportó tan bien (866,52 cm2) y T3 (Asp + D1) no fue muy

significante (835,28 cm2) si se comparan con los demás tratamientos

inoculados. Por tales resultados, se deduce la dosis del 1% como una

dosis no adecuada según la respuesta obtenida. El testigo se comportó

como un tratamiento inferior en esta variable.

En cuanto a la evaluación de la interacción de formas de aplicación

con las dosis de inoculación del 1 y 20% evaluadas en este ensayo,

estadísticamente la mayor respuesta en las variables evaluadas se obtuvo

con la dosis al 20% indistintamente de la forma de aplicación.


4.5 Variables fitométricas

Cuadro 7. Efecto de la interacción materia orgánica y diferentes dosis de

concentración de Azotobacter en las variables de altura de la planta y

diámetro del tallo.

Tratamientos Variables Altura. Planta (cm) Diám. de tallo

(mm) T0 (Testigo) T1 S/M.O +D1 (1%) T2 S/M.O +D2 (20%) T3 S/M.O +D3 (40%) T4 C/M.O +D1 (1%) T5 C/M.O +D2 (20%) T6 C/M.O +D3 (40%) T7(Químico)

18,63 b 19,10 b 21,50 a 19,00 b 22,15 a 22,38 a 23,40 a 22,13 a

0,64 d 0,72 c 0,78 bc 0,74 bc

0,79 abc 0,82 ab 0,86 a

0,82 ab



32

Según los resultados obtenidos en estas dos variables consideradas

se obtuvo que la mejor eficiencia correspondió al tratamiento con materia

orgánica y 40% de la concentración de Azotobacter (T6), seguido de los

tratamientos T5 y T4 con materia orgánica al 20 y 1% de concentración de

Azotobacter respectivamente. El tratamiento químico se comportó de la

misma manera señalada anteriormente. A continuación se muestra por

separado el comportamiento de cada uno de los tratamientos evaluados

en las distintas variables mencionadas.

Altura de la planta.

Estadísticamente las diferencias encontradas entre los tratamientos

evaluados para esta variable son significativas (Anexo 4.1). Los mejores

resultados en cuanto esta variable fueron arrojados por los tratamientos

del biofertilizante Azotobacter (40, 20, 1 %) con materia orgánica con una

altura de 23,40, 22,38, 22,15 cm respectivamente, que aunque fueron

estadísticamente igual al tratamiento químico, evidenció la estrecha

relación entre las concentraciones altas del bioproducto y la materia

orgánica con el consecuente efecto positivo en el crecimiento de la planta.

Igualmente, en comparación a los tratamientos con las mismas

concentraciones pero sin materia orgánica, la diferencia fue significativa,

es decir, inferiores a los tratamientos con materia orgánica, al igual que el

testigo que no fue tratado con ningún producto.

Diámetro del tallo.

Los resultados muestran un mayor grosor del tallo (0,86 mm) en el

tratamiento con materia orgánica y la dosis alta concentración de

Azotobacter (T6), seguido de los tratamientos T7 (Químico), T4 (C/M.O.

D1) y T5 (C/M.O. + D2) donde su comportamiento fue similar

estadísticamente; con respecto a los demás tratamientos que no poseían

33

materia orgánica adicional, el T2 (S/M.O. + D2) se encuentra dentro del

grupo estadístico que los anteriores (a), reflejando en este caso una

interacción favorable de esta dosis con la materia orgánica presente en el

suelo; con los demás no se observaron diferencias estadísticas notables.

El análisis de varianza efectuado a los valores obtenidos de la

variable mencionada determinó diferencias relevantes notorias (p≤ 0,05),

favoreciéndose los tratamientos con dosis altas e incorporación de

materia orgánica, más evidente que los tratamientos que no disponían de

ésta, tal como se observa en el Anexo 4.2.

Lo anteriormente señalado se sustenta en investigaciones como las

de Domínguez y Pérez (2001) en su trabajo realizado en Cuba en la que

utilizaron diferentes sustratos orgánicos corroborando el efecto que tiene

la materia orgánica (humus de lombriz) con la interacción del Azotobacter,

esto debido a las condiciones en cuanto a nutrientes que posee dicho

medio (nitrógeno, potasio, fósforo y materia orgánica).

Trabajos similares como el de Alvarado et al, 2004 en

Guantánamo, comprobaron que la dosis más efectiva para la germinación

de las semillas de cocotero fue la del 30% de Azotobacter, incrementando

el porcentaje de nueces germinadas hasta un 95,5%.

Peso seco aéreo

Al analizar el comportamiento de los tratamientos durante los 23 días del

ciclo de desarrollo del cultivo indicador (maíz), se observan diferencias

estadísticas significativas (P≤0,05) entre las variables expresadas en el

cuadro 8, correspondiendo la mayor producción a los tratamientos con

materia orgánica y las diferentes dosis de aplicación (Azotobacter spp) y

los tratados químicamente es decir el T7.

34


concentración Azotobacter en las variables peso seco aéreo y peso seco

total.

Tratamientos Variables PS aéreo PS Total

T0 (Testigo) T1 S/M.O +D1 (1%) T2 S/M.O +D2 (20%) T3 S/M.O +D3 (40%) T4 C/M.O +D1 (1%) T5 C/M.O +D2 (20%) T6 C/M.O +D3 (40%) T7 (Químico)

2,66 c 3,20 b 3,55 ab 3,45 ab 3,80 a 3,92 a 3,91 a 3,86 a

2,98 c 3,57 b

3,89 ab 3,83 ab 4,15 a 4,23 a 4,21 a 4,22 a



En la prueba de rangos múltiples de Duncan, y el análisis de

varianza se afirma que el mejor comportamiento de esta variable se

encontró en los tratamientos T5 (C/M.O. + D2), T6 (C/M.O. + D3) y T4

(C/M.O. + D1) con un peso seco aéreo de (3,92, 3,91 y 3,80 grs

respectivamente) (Anexo 4.4), lo cual se explica por el efecto que pudo

ejercer la interacción de la materia orgánica con las diferentes dosis de

concentración de biofertilizante; el tratamiento químico T7 con un peso de

(3,86 gr), estadísticamente tuvo un comportamiento igual que los

anteriores, esto por la propiedad que tienen los fertilizantes químicos de

poner a disposición rápidamente los elementos a las plantas, por lo tanto

ninguno mostró diferencias significativas. Los tratamientos que obtuvieron

un menor valor pero sin diferencias significativas fueron T2 y T3 ambos

sin materia orgánica pero con diferentes dosis (20 y 40%

respectivamente).

Por su parte el T1, siendo un tratamiento sin materia orgánica y cuya

dosis de Azotobacter fue al 1% estuvo dentro de los parámetros, el peso

35

seco fue aceptable con un 3,20 gr, lo cual puede deberse a que la materia

orgánica natural fue suficiente para las bacterias contenidas en la

concentración de Azotobacter. El peso seco registrado en el tratamiento

testigo fue significativamente menor al resto de los tratamientos.

Peso seco total Para esta variable los tratamientos con materia orgánica pero

distintas dosis de concentración incluyendo al químico no tuvieron

diferencias significativas entre sí (cuadro 8 y Anexo 4.5), ubicándolos

como los mejores. Se obtuvo 4,23 gr de peso seco total promedio

ligeramente mayor al resto.

Los tratamientos sin materia orgánica con concentraciones al 20 y

40% (T2 y T3 respectivamente) se comportaron de manera similar que en

la variable anterior.

El T1 (sin materia orgánica y la dosis más baja de Azotobacter)

registró un peso seco total de 3,57 gr estadísticamente similar a las dosis

del 20 y 40% de Azotobacter.

Área foliar por planta y Área foliar total.

En estas variables se observaron a nivel estadístico diferencias

importantes como pueden verse en los Anexos 4.6 y 4.7, tanto es así que

para Área foliar por planta, la dosis al 40% de concentración de

Azotobacter seguida del tratamiento químico presentó el mayor promedio

con 1154,55 y 1145,97 cm2 respectivamente, siendo similares

estadísticamente que, como se ha dicho se espera que de buenos

resultados. Los tratamientos T5 (C/M.O. + D2) y T4 (C/M.O. + D1) se

comportaron estadísticamente igual con mínimas diferencias entre sí

(1123,78 y 1121,33 cm2 respectivamente), ello índica que la materia

36

orgánica fue la que influyó interactuando con las dosis de concentración,

no teniendo éstas mayor notoriedad; mientras que T3, T2 y T1

(tratamientos sin m.o y diferentes dosis) tuvieron el mismo

comportamiento que como ya se ha planteado al no poseer materia

orgánica, las bacterias no interactúan con el medio a pesar de ser

tratamientos con distintas concentraciones.


concentración de Azotobacter en las variables área foliar de la planta y

área foliar total.

Tratamientos Variables AF. Planta (cm2) AF total (cm2)

T0 (Testigo) T1 S/M.O +D1 (1%) T2 S/M.O +D2 (20%) T3 S/M.O +D3 (40%) T4 C/M.O +D1 (1%) T5 C/M.O +D2 (20%) T6 C/M.O +D3 (40%) T7 (Químico)

786,12 c 968,14 b 978,08 b 982,26 b

1121,33 ab 1123,78 ab 1154,55 a 1145,97a

1572,32 c 1936,29 b 1956,16 b 1964,52 b 2242,65 ab 2247,57 ab 2309,11 a 2291,94 a



Por su parte, los valores de Área foliar total mostraron la misma

tendencia que la variable ya descrita, los mayores valores

correspondieron a T6 y T7; disminuyendo los valores de área foliar total a

menor concentración de Azotobacter sin materia orgánica.

37

4.6 Análisis del índice de la efectividad de la inoculación (IEI)

De la aplicación de la fórmula de IEI a los diferentes tratamientos

del ensayo 2, se encontró que los tratamientos T4 y T2 tienen el mayor

índice de efectividad, ambos con la misma dosis de concentración y

diferentes formas de inoculación, mientras que los tratamientos T1 y T3

fueron los que mostraron menor efectividad. Tales resultados se observan

en el Anexo 5.1.

Figura 5 Índice de efectividad de la inoculación en % para el ensayo 2

Mientras que para el ensayo 3 el índice de efectividad de la

inoculación más eficientes fueron los tratamientos T5, T6 y T4 teniendo

un incremento entre el 21 y 20% del peso seco total en comparación con

los tratamientos que tuvieron menor respuesta entre el 10 y el 15% fueron

los tratamientos T1 y T2 respectivamente.

38

Figura 6 Índice de efectividad de la inoculación en % para el ensayo 3

4.7 Análisis de la Eficiencia agronómica relativa:

A continuación se discuten los resultados obtenidos en los ensayos

a nivel de macetas en los cuales se evaluó la eficiencia agronómica

relativa donde se expresaron los comportamientos en los rendimientos de

peso seco total con respecto a la fertilización química referida en

porcentaje.

62,2

466

47,1

467,9

100

050

100150200250300350400450500

T1 I+D1 T2 I+D2 T3 A+D1 T4 A+D2 T5 Quim

%

Tratamientos

Figura 7 Eficiencia agronómica relativa en (%) para el ensayo 2

39

En la figura 5 se presenta la eficiencia obtenido a nivel del ensayo en

macetas. Estos valores constituyen un promedio de 23 días.

El porcentaje de eficiencia agronómica relativa para el rendimiento

de peso seco total en el ensayo 2 arrojo baja incidencia para los

tratamientos T3 y T1 ambos con la misma dosis de concentración (1%)

pero diferentes formas de inoculación (aspersion- inmersión)

respectivamente. Siendo T4 y T2 al 20% de concentración y la misma

forma de inoculación que las anteriores, superiores al T3 y T4.

Este comportamiento muestra como el incremento en esta variable

se refleja con la dosis del 20%, siendo la más eficiente en comparación

con la del 1%. Ahora bien, en cuanto a la forma de inoculación, las dos se

comportaron de la misma manera tomando en cuenta las dosis.

Por su parte en el ensayo 3 los datos obtenidos muestran en la

figura 6 que los tratamientos con mayor eficiencia agronómica relativa

fueron T5, T6 y T4 ambos con materia pero con diferentes dosis de

concentración (20, 40 y 1%) mientras que los tratamientos sin materia

orgánica T2, T3 y T1 obtuvieron una menor o igual eficiencia que el

tratamiento químico.

Figura 8 Eficiencia agronómica relativa en % para el ensayo 3

40

Esto nos indica que la forma mas eficiente para establecer las

bacterias del genero Azotobacter spp es por aspersión tomando como

dosis efectiva la concentración del biofertilizante al 20%, sin embargo se

corrobora que la materia orgánica juega un papel fundamental para la

interacción de la bacteria con la planta, pudiéndose utilizar dosis altas del

producto con suficiente cantidad de materia orgánica.

41

V CONCLUSIONES

En la respiración basal y biomasa microbiana se observó un

incremento como consecuencia de la incorporación de la materia

orgánica encontrándose diferencias significativas desde el punto de

vista estadístico entre los tratamientos con materia orgánica y sin

materia orgánica.

Durante las primeras 24 horas de incubación no hubo diferencias

significativas entre las dosis de aplicación tanto en los tratamientos

con materia orgánica y aquellos sin materia orgánica pero a las 72

horas el T6 (C/M.O + D1) Fue superior estadísticamente a los

tratamientos con materia orgánica en dosis del 20 y 40% de

Azotobacter, mientras que, los tratamientos sin materia orgánica T2

(S/M.O + D1) y T3 (S/M.O + D2) fueron superiores a las dosis del

40%, lo que indica que las dosis bajas a las 72 horas de incubación

resultaron superiores las dosis altas.

Los bioensayos en laboratorio como investigación preliminar

constituyen una herramienta importante para el establecimiento de

trabajos posteriores a nivel de campo, permitiendo ahorrar tiempo

y recursos al orientar al investigador sobre los mejores tratamientos

a evaluar.

En cuanto a la evaluación de la interacción de formas de aplicación

con las dosis de inoculación del 1 y 20% (ensayo 2),

estadísticamente la mayor respuesta en las variables evaluadas se

obtuvo con la dosis al 20% indistintamente de la forma de

aplicación.

42

En este ensayo el IEI y la EAR ratificaron el efecto significativo y

favorable en la respuesta obtenida de la dosis de inoculación al

20% indistintamente de la forma de aplicación ya que superaron

ampliamente a los tratamientos del 1%, al tratamiento testigo y el

tratamiento Químico.

Cuando se evaluó la interacción dosis de inoculación y materia

orgánica (ensayo 3), se observó que fueron superiores los valores

obtenidos para las variables cuando se incorporó materia orgánica,

no encontrándose diferencias claramente significativas con

algunos tratamientos sin materia orgánica; similarmente el

tratamiento químico tuvo un comportamiento estadístico igual a

aquellos tratamientos a los que no se les incorporó materia

orgánica.

La eficiencia de la inoculación fue mayor con los tratamientos en

los cuales se les incorporó materia orgánica; en cuanto a la EAR la

tendencia fue la misma observándose claramente que los

tratamientos con materia orgánica tuvieron un comportamiento

cercano al tratamiento químico.

43

VI RECOMENDACIONES

En base a los resultados, es importante que el productor

incremente los niveles de materia orgánica en el suelo, para

favorecer le efectividad de la inoculación de Azotobacter en los

suelos.

En cuanto a las dosis de aplicación se recomienda la inoculación

del Azotobacter en una concentración del 20% de Azotobacter

basados en los resultados obtenidos en este trabajo y algunos

anteriores.

Orientar a los productores sobre la forma adecuada de aplicar

estos productos y así asegurar el establecimiento efectivo de los

mismos.

Para el uso de altas concentraciones de Azotobacter se deben

considerar la incorporación de niveles altos de materia orgánica,

para asegurar la fuente de energía de dicho microorganismo.

Utilizar un manejo integrado de fertilización que incluya

compuestos minerales (fertilizantes químicos) y biofertilizante.

Utilizar biofertilizante a base de bacterias en los cultivos,

servirá para comenzar a mitigar los impactos negativos que

generan los fertilizantes químicos utilizados en gran cantidad en

los cultivos.

44

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53

VIII ANEXOS ANEXO 1 Respiración basal a las 24 horas

1.1 Análisis de varianza de mg de CO2/ 100gr de suelo

Fte. De variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total

68,49 31,06 99,55

8 27 35

8,56 1,15

7,44

<0,0001

R2 = 0,78 CV =32,49

1.2 Análisis de varianza de biomasa microbiana

Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total

39,91 16,57 56,48

8 27 35

4,99 0,61

8,13

<0,0001

R2 = 0,78 CV= 33,07

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) Tratamientos mgCO2 /100gr de

suelo Biomasa microbiana

T7 C/M+ D2 (20%) T6 C/M+ D1 (1%) T8 C/M+ D3 (40%) T5 Mezcla T9 Químico T2 S/M + D2 (20%) T3 S/M + D1 (1%) T4 S/M + D3 (40%) T1 Suelo

5,23 a 4,68 a

4,40 ab 3,03 bc 2,20 cd 2,20 cd 1,93cd 1,83cd 1,10 d

3,92 a 3,51 a 3,30 ab 2,27 bc 1,65 cd 1,44 cd 1,40 cd 1,37 cd 0,82 d

54

ANEXO 2 Respiración basal a las 72 horas 2.1 Análisis de varianza de mgCO2/ 100gr de suelo


414,39 52,72 467,11

8 27 35

51,80 1,95

27,83

<0,0001

R2 = 0,90 CV= 10,73

2.2 Análisis de varianza de Biomasa microbiana


5572,27 709,10 628137

8 27 35

696,53 26,26

26,52

<0,0001

R2 = 0,90 CV = 10,74

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) Tratamientos mgCO2 /100gr de suelo Biomasa microbiana T6 C/M+ D1 (1%) T7 C/M+ D2 (20%) T8 C/M+ D3 (40%) T5 Mezcla T9 Químico T3 S/M + D1 (1%) T2 S/M + D2 (20%) T4 S/M + D3 (40%) T1 Suelo

19,50 a 15,95 b 15,17 b 12,55 c 12,15 c 11,13 c 10,88 c 8,61 d 8,48 d

71,50 a 58,48 b 55,62 b 46,01 c 44,55 c 40,79 c 39,87 c 31,58 d 31,07 d

55

ANEXO 3 Variables fitométricas del ensayo 2 3.1 Análisis de varianza de la variable altura de planta

Fte. de variación SC GL CM F P

Tratamientos Error Total

11,02 4,73 15,76

5 18 23

2,20 0,26

8,38

0,0003

R2 = 0,83 CV= 2,18

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable altura de planta.

Tratamientos Medidas (cm) Categoría T2 I +D2 (20%) T4 A+D2 (20%) T5 Químico T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo

20,23 20,13 20,05 19,70 19,40 18,25

a a a a a c

3.2 Análisis de varianza del variable diámetro de tallo Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total

0,10 0,10 0,20

5 18 23

0,02 0,01

3,79

0,0161

R2= 0,52 CV=11,85

56

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable diámetro de tallo

Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T2 I +D2 (20%) T1 I +D1 (1%) T5 Químico T3 A +D1 (1%) T0 Testigo

0,77 0,69 0,67 0,67 0,67 0,55

a a a a a b

3.3 Análisis de varianza de la variable peso seco aéreo Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total

27,29 0,50 27,79

5 18 23

5,46 0,03

205,88 <0,0001

R2= 0,99 CV= 10,47

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable P.S aéreo

Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T2 I +D2 (20%) T5 Químico T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo

3,07 3,05 0,96 0,85 0,75 0,66

A a b bc bc c

57

3.4 Análisis de varianza de la variable peso seco total


26,21 1.07 27,28

5 18 23

5,24 0,06

88,05

<0,0001

R2= 0,97 CV= 12,85

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable P.S total

Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T2 I +D2 (20%) T5 Químico T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo

3,21 3,20 1,26 1,06 0,98 0,73

a a b bc bc c

3.5 Análisis de varianza de la variable AF total Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total

303062,6554132,44 357195,09

5 18 23

60612,533007,36

20,15 0,0001

R2 = 0.86 CV= 6.42

58

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable A.F total

Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T5 Químico T2 I +D2 (20%) T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo

1049,75 1039,67 945,72 866,52 835,28 734,80

a a b bc c d

ANEXO 4 Variables fitométricas del ensayo 3 4.1 análisis de varianza para la variable altura de planta. Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total

94.92 62,73 154,65

7 24 31

13,56 2,61

5,19

0,0011

R2 = 0,62 CV= 8,03

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable de altura.

Tratamientos Medidas (cm) Categoría T6: c/m.o+d3 (40%) T5: c/m.o+d2 (20%) T4: c/m.o+d1 (1%) T7: químico T2: s/m.o+d2 (20%) T1: s/m.o+d1 (1%) T3: s/m.o+d3 (40%) TO: Testigo

23,40 22,38 22,15 22,13 21,50 19,10 19,00 18,63

a a a a a b b b

59

4.2 análisis de varianza para la variable diámetro de tallo


0,14 0,06 0,19

7 24 31

0,02 2,4E-03

8,12 ≤0,0001

R2 = 072 CV= 6,57

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable diámetro de tallo

Tratamientos Medidas (cm) Categoría T6: c/m.o+d3 (40%) T7: químico T5: c/m.o+d2 (20%) T4: c/m.o+d1 (1%) T2: s/m.o+d2 (20%) T3: s/m.o+d3 (40%) T1: s/m.o+d1 (1%) TO: Testigo

0,86 0,82 0,82 0,79 0,78 0,74 0,72 0,62

a ab ab abc bc bc c d

4.3 Análisis de varianza para la variable peso seco de raíz


0,08 0,26 0,31

7 24 31

4,2E-03 10,8E-03

0,39 0,8956

R2 = 0,26 CV= 31,53

60

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable peso seco de raíz

Tratamientos Medidas (cm) Categoría T3: s/m.o+d3 (40%) T7: químico T2: s/m.o+d2 (20%) T4: c/m.o+d1 (1%) TO: Testigo T5: c/m.o+d2 (20%) T6: c/m.o+d3 (40%) T1: s/m.o+d1 (1%)

0,38 0,37 0,35 0,34 0,32 0,31 0,30 0,29

a a a a a a a a

4.4 Análisis de varianza para la variable peso seco aéreo


5,35 1,94 7,29

7 24 31

0,76 0,08

9,44 <0,0001

R2 = 0,76 CV= 8.20

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable peso seco aéreo

Tratamientos Medidas (cm) Categoría T5: c/m.o+d2 (20%) T6: c/m.o+d3 (40%) T7: químico T4: c/m.o+d1 (1%) T2: s/m.o+d2 (20%) T3: s/m.o+d3 (40%) T1: s/m.o+d1 (1%) TO: Testigo

3,92 3,91 3,86 3,80 3,55 3,45 3,20 2,66

a a a ab ab b c

61

4.5 Análisis de varianza para la variable peso seco total. Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total

5,32 2,31 7,63

7 24 31

0,76 0,10

8,44 0,0001

R2 =0,72 CV= 8.22

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable de P.S total.


4,23 4,22 4,21 4,15 3,89 3,83 3,57 2,98

A a a a ab ab b c

4.6 Análisis de varianza para la variable área foliar por planta. Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total

457227,68 235902,51 693130,31

7 24 31

65318,24 9829,27

6,65 0,0002

R2 = 0,70 CV=9,58

62

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable área foliar por planta.


1154,55 1145,97 1123,78 1121,33 982,26 978,26 968,14 786,12

a a ab ab b b b c

4.7 Análisis de varianza para la variable área foliar total. Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total

1828905,21 943614,67 2772519,88

7 24 31

261272,17 39317,28

6,65 0,0002

R2 =0,70 CV=9,58

Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable área foliar total.


2309,11 2291,94 2247,57 2242,65 1964,52 1956,16 1936,29 1572,32

A a ab ab b b b c

63

ANEXO 5 5.1 Índice de eficiencia de la inoculación del ensayo 2

Tratamientos Porcentaje % T4 A+D2 (20%) T2 I+D2 (20%) T1 I+D1 (1%) T3A+D1 (1%) T0 testigo

339,7 338,3 45,2 34,2

0

5.2 Índice de eficiencia de la inoculación del ensayo 3

Tramientos Porcentaje (%)

T5 C/M+D2 (20%) T6 C/M+D3 (40%) T4 C/M+D1 (1%) T2 S/M+D2 (20%) T3 S/M+D3 (40%) T1 S/M+D1 (1%) T0 testigo

41,9 41,2 39,2 30,5 28,5 19,7

0

5.3 Eficiencia agronómica relativa del ensayo 2

Tratamientos Porcentaje (%) T4 A+D2 (20%) T2 A+D2 (20%) T1 I+D1 (1%) T3 I+D1 (1%) T5 Químico

467,9 466,0 62,2 47,1 100

64

5.4 Eficiencia agronómica relativa del ensayo 3

Tratamientos Porcentaje (%) T5 C/M+D2 (20%) T6 C/M+D3 (40%) T4 C/M+D1 (1%) T2 S/M+D2 (20%) T3 S/M+D3 (40%) T1 S/M+D1 (1%) T7 Químico

100,8 99,1 94,3 73,3 68,5 47,5 100

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