UNIVERSIDAD DE COSTA RICA
ESCUELA DE AGRONOMÍA
FACULTAD DE CIENCIAS AGROALIMENTARIAS
REGULADORES DE CRECIMIENTO VEGETAL (AF-5408)
ESTUDIANTE:
CARLOS CORRALES ALFARO
CARNE:
A72062
PROFESORES:
Dr. FRANCISCO SABORIO POZUELO
Dr. ARTURO BRENES
Dr. LUIS GÓMEZ
M.Sc. HEIDY CHAVARRÍA
II-2011
LOS AZÚCARES
Introducción
Las plantas, limitadas por su ambiente, necesitan integrar una gran variedad de
estímulos con su actividad metabólica, crecimiento y desarrollo. Los azúcares generados
por la fotosíntesis de la fijación de carbono, son centrales en la coordinación de los flujos
metabólicos en respuesta a los cambios del ambiente y en el suministro de células y tejidos
con la energía necesaria para la continuación del crecimiento y supervivencia.
Una compleja red de vías metabólicas y de señalización hormonal están
íntimamente ligados a las diversas respuestas del azúcar. Una combinación de análisis
genéticos, celulares y sistemas han descubierto a nivel nuclear HXK1 (hexokinase1) como
un sensor pivote y conservador de la glucosa que media directamente en la regulación de la
transcripción, mientras que la proteína kinasa KIN10/11es un sensor de la energía que
funciona como un regulador maestro de las redes de transcripción del azúcar y las
condiciones de privación de la energía. (Ramon et al. 2008)
Según Francis y Halford (2006), las Hexoquinasas (HXK) tienen una función
metabólica en catalizar la conversión de glucosa en glucosa- 6-fosfato (la primera etapa de
la glucólisis), pero también puede tener un papel en la detección y señalización los niveles
de glucosa. Se ha implicado en el control de retroalimentación de la expresión génica de la
fotosíntesis.
La participación de las señales del disacárido en la regulación de procesos celulares
específicos y el papel potencial de los receptores de superficie celular en la mediación de
las señales de azúcar son complejos.
Desde su aparición, las plantas han desempeñado un papel crucial en la evolución de
la vida en la tierra a través de la producción de energía rica en moléculas de azúcar y
oxígeno por la fijación en la fotosíntesis del carbono. Los azúcares son la principal fuente
de carbono y de energía para la construcción y combustible de las células y tempranamente
en la evolución también adquirió funciones importantes de regulación en el control del
metabolismo, resistencia al estrés, crecimiento y desarrollo.
Para los microorganismos de vida libre, la disponibilidad de nutrientes ha sido el
mayor factor en el control del crecimiento en un cambio constante del ambiente, mientras
que los organismos multicelulares necesitan mantener los nutrientes y la energía dentro de
la homeostasis de las células y tejidos.
Los azúcares pueden complementar e interactuar con una variedad de hormonas y
factores de crecimiento en el señalamiento de mecanismos que modulan el metabolismo y
el crecimiento en sistemas complejos.
En las plantas productoras de azúcar y sésiles, el monitoreo del azúcar y el estado de
la energía es particularmente crítico, lo que permite la integración de las señales del
metabolismo, ambiente y el desarrollo necesarios para su plasticidad fisiológica y de
desarrollo.
A diferencia de las hormonas y factores de crecimiento, los azúcares están presentes
en el rango milimolar y participan activamente en el metabolismo, por lo que la
investigación de su doble función en el metabolismo y la señalización ha sido difícil. Sin
embargo, en los últimos años, el rol fundamental de los azúcares en el crecimiento y
desarrollo de la planta y los actores clave en la red de señalización del azúcar se han
descubierto utilizando Arabidopsis como el modelo de sistema principal. (Ramon et al.
2008)
Péptidos pequeños, hidroxiprolina, betaina y otros aminoácidos derivados tienen
que ser extensivamente estudiados por su efecto de inducir respuestas de defensa de la
planta, lo que aumenta la tolerancia de la planta a una variedad de estreses abióticos (UV,
sequía, salinidad, congelación y alta temperatura). Éstos compuestos activan genes de
respuesta responsables de la protección y la reparación de daños causados por agentes
estresantes. (Apone et al. 2009)
Según Jiang-Ping et al. (2010), los tipos y concentraciones de los azúcares tienen
efectos diferentes sobre la inducción de callos y regeneración de plantas a partir de
embriones maduros.
Generación de señales de azúcar
Durante el día, los tejidos fotosintéticos convierten el CO2 y el agua (H2O) en
carbohidratos y oxígeno, utilizando la luz solar como fuente de energía. Los hidratos de
carbono generados en los cloroplastos luego se exportan al citosol, principalmente como
triosa-fosfatos en el que se pueden convertir en hexosa-fosfatos o sacarosa para uso local o
el almacenamiento en la vacuola. Además, la sacarosa es transportada a los tejidos no
fotosintéticos. Allí, la sacarosa es tomada y convertida en diferentes hexosas por invertasas
y sintasas de sacarosa o almacenados en las vacuolas y en amiloplastos como almidón por
largos periodos de almacenamiento. Para asegurar un suministro continuo de azúcar, los
cloroplastos también almacenan el exceso de la fotosíntesis en forma de almidón transitorio
durante el día para ser removilizado y exportado como maltosa y glucosa durante la noche
siguiente. Por lo tanto, una variedad de azúcares son producidas por el metabolismo de la
planta en diferentes momentos y lugares. A fin de coordinar todos estos procesos y
responder apropiadamente a los cambios del medio ambiente (que afectan el metabolismo
energético) y la alteración del metabolismo y la demanda de energía durante el desarrollo,
las plantas han desarrollado una serie de mecanismos para detectar específicamente
diversas ´´señales de azúcar´´. Una comunicación eficiente entre las actividades en
diferentes órganos, tejidos y compartimentos subcelulares es crucial para un uso óptimo de
la disponibilidad de recursos para el crecimiento y desarrollo. (Ramon et al. 2008)
Regulación carbono de la relación fuente-sumidero
Las interacciones entre los tejidos fuente (productores y exportadores de azúcar,
hojas de roseta, por ejemplo) y los tejidos sumidero (importadores de azúcares, raíces, por
ejemplo) son un importante mecanismo de regulación en la planta. La inhibición por
retroalimentación de la asimilación fotosintética del carbono como resultado de una
disminución por demanda del sumidero o por limitación de N, tiene que ser investigado
extensivamente y con diferentes enfoques experimentales para establecer el rol central de
los azúcares en la expresión de la fotosíntesis. Las invertasas convierten la sacarosa en
glucosa y fructosa y son los actores principales en la regulación de la asimilación del
carbono y de las diferentes formas en distintos compartimentos subcelulares son
controlados de forma distinta por señales de azúcar.
El estrés y las hormonas juegan un papel importante en la interacción de los
cambios sutiles fuente-sumidero. Por ejemplo, la expresión de la invertasa puede ser
inducida por la reacción microbiana y la estimulación del crecimiento por las hormonas
citoquinina y brasinoesteroides. En contraste, el etileno reprime la expresión de la invertasa
extracelular.
Cuando los asimilados son generados en exceso por demanda del sumidero por altas
tasas de fotosíntesis, la acumulación de azúcar en las hojas tiene efectos directos sobre la
actividad de la ADP-glucosa pirofosforilsa (AGP), el primer paso comprometido en la
síntesis de almidón y de otras enzimas de respuesta a los carbohidratos de la sacarosa y el
metabolismo del almidón. Por ejemplo, la sacarosa puede inducir AGP en la expresión de
los genes de la subunidad grande (APL3) y dependiente de la actividad redox de AGP en
las hojas de roseta de Arabidopsis. Durante la noche, la reducción del contenido de sacarosa
en la hoja, puede provocar la degradación de almidón. (Ramon et al. 2008)
Figura 1. Síntesis del azúcar y sensibilidad de energía y modelo de señalización en
Arabidopsis
Azúcares y conexiones con hormonas
Los azúcares modulan muchos procesos vitales que también son controlados por las
hormonas durante el crecimiento y desarrollo de la planta. Los recientes análisis
moleculares, han revelado directamente, el control extensivo de la glucosa de la biosíntesis
del ácido abscísico y los genes de señalamiento que provoca parcialmente el etileno durante
la señalización en el desarrollo de plántulas bajo la luz.
La glucosa y el ácido abscísico promueven el crecimiento a bajas concentraciones
pero actúan de forma sinérgica para inhibir el crecimiento a altas concentraciones. Los
efectos del azúcar y del estrés osmótico en la morfogénesis y en la expresión de genes son
distintos.
Basados en las diferentes respuestas que diversos genes exhiben a los azúcares en
particular o la fosforilización de las actividades del azúcar, la existencia de múltiples vías
de transducción se han propuesto. En la actualidad no está claro si éstas rutas de
señalamiento están interconectadas o si esa función es específica en determinados tipos de
células o en etapas específicas de desarrollo.
Figura 2. Mutantes (gin) insensibles a la glucosa en Arabidopsis
En adición a las respuestas alteradas del azúcar, estos mutantes muestran fenotipos
basados en ABA o mutantes de la biosíntesis del etileno y en ABA o mutantes del
señalamiento de etileno.
Figura 3. Retraso del crecimiento de mutantes gin en Arabidopsis
Por ejemplo, el pequeño de hojas color verde oscuro de los mutantes gin1, es
parecido constitutivamente al mutante activo del etileno ctr1, sugirió la aplicación de un
precursor de etileno 1-aminociclopropano-1-carboxilato (ACC) a plantas del tipo salvaje
en presencia de un exceso de glucosa exógena. Este experimento demostró que la
dependencia de la glucosa podría superar el desarrollo detenido por el etileno.
A pesar de que el etileno generalmente se conoce como la hormona del estrés que
inhibe el crecimiento, este estudio revela un papel promotor del crecimiento de etileno en
Arabidopsis. Curiosamente, el mutante ctr1 produce mucho más hojas que plantas del tipo
silvestre, incluso en ausencia de glucosa exógena. También se encontró que en los mutantes
gin1 y gin5 insensibles al azúcar se redujo la dormancia de la semilla y que los fenotipos
salvajes son característicos de los mutantes deficientes del ABA. (Leon y Sheen, 2003)
Según León y Sheen (2003), durante el crecimiento y desarrollo de la planta los
azúcares modulan procesos fisiológicos como la germinación de las semillas, desarrollo de
plántulas, diferenciación de hojas y raíces, transición floral, maduración del fruto,
embriogénesis, senescencia, y la respuesta a la luz, estrés y patógenos.
Efecto de los azúcares en Niger (Guizotia abyssinica) en la embriogénesis y la
regeneración de plantas en el cultivo de anteras
El Niger (Guizotia abyssinica), es una planta perteneciente a la familia Asteraceae
que produce semillas de donde se obtiene aceite. Se cultiva ampliamente en el
Subcontinente Indio y en los países de África Oriental. Las semillas contienen del 30-40%
de aceite, el cual es de color amarillo y comestible. La naturaleza de autoincompatibilidad
del Niger complica el desarrollo de la producción de líneas puras y el mantenimiento.
Un método alternativo para la producción de la línea homocigota es por inducción
de haploides por cultivo de anteras y posterior inducción de haploides dobles.
Para la inducción de embriones y regeneración de plantas se utilizó un medio B5
suplementado con 10 µM 2,4 ácido diclorofenociacético (2,4-D), 2 µM kinetina (KIN), con
concentraciones 0,05 a 0,5 y diferentes azúcares (sacarosa, maltosa, glucosa y fructosa).
Para la inducción de embriones 60 anteras fueron cultivadas en cada tratamiento.
Los callos embriogénicos se subcultivaron en el medio B5 suplementado con 0,5
µM BA y 0,09 M de sacarosa, para la diferenciación del embrión. Los embriones
cotiledonales se cultivaron en un medio B5 que contiene 10 µM ABA y 0,09 M de
sacarosa, para la maduración del embrión. Luego los embriones maduros se cultivaron en
un medio B5 que contiene 0,09 M de sacarosa.
Las plántulas bien desarrolladas, fueron trasplantadas a vasos de plástico que
contienen una mezcla de vermiculita, arena y jardín en una proporción 1:1:1.
El número de anteras embriogénicas, embriones y las plántulas producidas en cada
tratamiento fueron contados y los resultados se expresaron como porcentaje de la
embriogénesis de anteras, embriones y plantas por tratamiento.
Cuadro 1. Efecto de diferentes azúcares en la androgénesis de Niger (Guizotia abyssinica)
El número de embriones por tratamiento y el porcentaje de regeneración de
plántulas es mayor en el tratamiento que contiene sacarosa en una concentración de 0,2 M
si se compara con los otros tipos de azúcar. (Hema y Murthty, 2007)
Cultivo in vitro de Gerbera (Gerbera jamesonii H. Bolus) y su aclimatización en invernadero
La investigación se desarrolló en el laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales de
la Especialidad de Fruticultura y en un invernadero de las instalaciones del Colegio de
Postgraduados en Montecillo, Estado de México.
El medio de cultivo utilizado fue el de Murashige y Skoog (MS), suplementado con
sacarosa (30 g L-1) y NaH2PO4.H2O para evitar la formación de callo, y 80 mg L-1de Sulfato
de Adenina; el pH se ajustó a 5, 7 ± 0,1 usando NaOH y HCl.
El estudio se dividió en tres fases experimentales:
Fase de inducción de brotes:
Se desectaron brotes sin hojas visibles (2 cm) y fueron establecidas en tubos de ensayo
que contenían 10 mL del medio de cultivo, además BA o cinetina (2,2; 4,4 y 8,8 µM) o
tidiazuron (TDZ) (0,45; 1,1; 2,2; 4,4 y 8,8 µM).
Se utilizó diseño experimental al azar, con diez repeticiones y se evaluó a la quinta
semana inicio de formación de brotes, número de hojas por explante y número de hojas por
brote.
Fase de enraizamiento in vitro
Se utilizaron brotes de cinco variedades de Gerbera, 2 cm de longitud con tres hojas
como mínimo. El medio utilizado fue MS al 50 % adicionando 0,3 mg L-1 de AIA, dos
concentraciones de sacarosa (2 y 4 %, p/v), 6,0 g L-1 de agar ajustando el pH a 5,7 ± 0,1
con NaOH y HCl.
Se utilizó diseño experimental al azar, con seis repeticiones. En esta prueba no se
incluyeron los provenientes de los tratamientos con 8,8 µM (presentaron deformación en
brotes y hojas. Las variables evaluadas fueron: inicio de formación de raíz (días), número
de raíces y longitud de la raíz (cm).
Concluida la fase de enraizamiento, se procedió a trasplantar las plantitas en bandejas
de 120 cavidades de 2 cm2.
Fase de aclimatación de las plantas
Se evaluaron dos sustratos: Sunshine Growing-Mix 3 marca Sun Gro (mezcla
comercial) y una mezcla de laboratorio, así como el efecto de los cuatro mejores
tratamientos de inducción de brotes combinados con 20 y 40 g L-1 de sacarosa durante el
enraizamiento de los brotes.
Al final de las 5 semanas, se evaluó el número de plantas sobrevivientes y se
trasplantaron a bolsas de polietileno que contenían los sustratos antes referidos, se
colocaron en invernadero por un periodo de 2 meses. Se evaluaron cada quince días
variables como: número de hojas por planta, área foliar, peso fresco y peso seco.
Cuadro 2. Respuesta organogénica en la fase de inducción de brotes de Gerbera jamesonii
con varios reguladores de crecimiento
La aparición de brotes ocurrió entre el primer y tercer día, primeramente se inició en el
tratamiento TDZ a los 0,8 días mientras que con BA la formación de brotes fue más tarde.
El número de hojas fue mayor en los tratamientos con BA (9,8-11,2) y cinetina (7,9-8,8) y
considerablemente menor en los tratamientos que contenían TDZ. Se observó que el mayor
número de brotes se logró utilizando 8,8 µM de BA (5,4 brotes/explante).
Los brotes tratados con cinetina mostraron un buen aspecto y tamaño, caracterizándose
por presentar hojas grandes y brillantes con tallos firmes y vigorosos, a diferencia de demás
tratamientos (crecimiento y desarrollo menor). Los tratamientos con TDZ indujeron
producción de callo y deformación de brotes, fueron descartados.
Cuadro 3. Respuesta organogénica durante el enraizamiento in vitro promedio de Gerbera
jamesonii con dos concentraciones de sacarosa.
El incremento en la concentración de sacarosa mejoró ligeramente el enraizamiento,
obteniéndose la mayor longitud de raíces (0,47 cm) con 40 g L-1. Esto permitió mayores
oportunidades de sobrevivencia y aclimatación a las plantas con éstas características. Sin
embargo, la formación de raíces en el medio 40 g L-1 inicia más tarde.
Cuadro 4. Efecto residual de los tratamientos en la sobrevivencia, crecimiento y desarrollo
de Gerbera jamesonii en invernadero.
Los tratamientos con cinetina dieron mejores resultados de sobrevivencia (86,7-92,5%)
en comparación con los de BA, especialmente en las provenientes de 2,2 µM. Esto indica
que la calidad de las plantas producidas in vitro repercutió en su capacidad de aclimatación.
Las plantas que generaron el mayor número de hojas (5,1) fueron las provenientes del
tratamiento con cinetina 2,2 µM, sin embargo, a mayor concentración de la hormona (4,4
µM) se generó menor número de hojas (3,9 y 4,5). Las plantas que recibieron cinetina un
área foliar ligeramente superior y aquellas con BA 2,2 µM y 40 g L-1 de sacarosa un peso
fresco muy alto.
Durante el preacondicionamiento, con la alta concentración de sacarosa se incrementa
la cantidad de carbohidratos almacenados en los brotes y aumenta la energía disponible
para plántulas formadas in vitro que actúan como órganos de reserva de carbohidratos que
servirán para desarrollar hojas más eficientemente fotosintéticas. (Olivera et al. 2000)
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