Nº
02AÑO 2018
ANISAKIDOSIS, ZOONOSIS PARASITARIA COSMOPOLITA: REPORTES EN EL PERÚ Y EL MUNDO
P E S C A
B O L E T Í N
VIGILANCIA TECNOLÓGICAE INTELIGENCIA COMPETITIVA
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SUMARIOIntroducción ..............................................3Anisakidosis ...............................................5 Clasificación taxonómica ...........................6 Ciclo de vida ..............................................9 Distribución geográfica .............................9 Especies hospederas de Anisakis sp. ........11 Presentación clínica ..................................15 Métodos de detección de Anisakis sp. en productos pesqueros ...............................17 Consideraciones para el control de Anisakis .....................................................18Artículos Científicos y Patentes ..................21Análisis de Vigilancia Tecnológica eInteligencia Competitiva ............................41
BOLETÍN DE VIGILANCIA TECNOLÓGICA: PESCA, Nº02-2018“Anisakidosis, zoonosis parasitaria cosmopolita: Reportes en Perú y el Mundo”.
Elaboración: Dirección de Investigación, Desarrollo, Innovación y Transferencia Tecnológica - DIDITT.CoordinaciónVTiCBúsqueda y Análisis Tecnológico: Gina Casas Velásquez
Todos los contenidos, referencias, comentarios, descripciones y datos incluidos o mencionados en el presente boletín, se ofrecen únicamente en calidad de información.
Tel.: (511) 577-0116 Ext. 1721Correo electrónico: [email protected]ón: Mayo, 2018
Hospedero accidental
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INTRODUCCIÓN
ANISAKIDOSIS
Hospederos definitivos
Hospederos intermediarios
Hospedero accidental
CICLO
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INTRODUCCIÓN
Durante milenios se ha utilizado una amplia variedad de productos derivados de la pesca y acuicultura para el consumo humano y animal, ya sea directa o indirectamente; en este último caso, mediante el empleo de los recursos pesqueros y acuícolas y/o sus subproductos o residuos, para la elaboración de piensos.
La creciente demanda del consumo de alimentos a base de productos pesqueros y acuícolas poco cocidos, como es el caso del sushi y cebiche, el primero en países asiáticos principalmente y el segundo en países de América del Sur, conlleva también a reforzar la vigilancia de las buenas prácticas de manufactura y elaboración de alimentos, con la finalidad de contrarrestar los peligros que puedan deteriorar la calidad e inocuidad de los mismos.
Dentro de los peligros que pueden afectar la calidad e inocuidad de los recursos pesqueros y acuícolas, se encuentran los parásitos, los cuales son detectados principalmente en aquellos recursos procedentes del medio silvestre o de acuicultura. En este último caso, cuando su manejo considera la captación de agua poco tratada o la aplicación de inadecuadas medidas de bioseguridad, como es el control de ingreso de animales silvestres distintos a los del cultivo como aves o roedores, que pueden servir de portadores o vectores de los parásitos.
La parasitosis de mayor impacto en la salud del humano, transmitida por el consumo de recursos pesqueros es la Anisakidosis, ocasionada por nemátodos miembros de la familia Anisakidae, entre los que se mencionan Anisakis simplex, A. pegreffii, A. physeteris, Pseudoterranova decipiens y Contracaecum sp. También se incluye al Hysterothylacium sp., anteriormente considerado dentro de la familia Anisakidae y actualmente dentro de la familia Raphidascarididae. Estos parásitos han sido detectados en una variedad de peces a nivel mundial, llegando a causar en el humano,
desde problemas gastrointestinales, hasta reacciones alérgicas.
En el ciclo de vida del parásito, la forma infectiva para el humano es el estadio larval (L3), el cual se encuentra alojado principalmente en el tracto gastrointestinal, vísceras y peritoneo de los peces en estado vivo. En condiciones adversas para el parásito, la larva migra hacia la musculatura de los peces y se enquista. El humano se infecta accidentalmente cuando ingiere productos pesqueros poco cocidos o sin tratamiento térmico; por ello la importancia de efectuar controles de calidad y sanitarios de los recursos pesqueros y acuícolas que se destinan al consumo humano.
El Perú, no es ajeno a la presentación de parásitos pertenecientes a la familia Anisakidae, los cuales han sido reportados en especies de caballa, jurel, lorna, lisa, bonito, perico, merluza, coco, pampanito, suco, lenguado, pota y acarahuazú. Asimismo, se han reportado casos de presencia de este parásito en el humano, asociado al consumo de alimento a base de pescado no tratado térmicamente.
Foto. Larva de Anisakis spp. en gónada femenina de lamprea marina; M. Bao et al., 2013. Disponible en: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0956713513000844
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ANISAKIDOSIS
Foto: Nido de parásitos de la familia Anisakidae en el antro de paciente. Amo Pelaez et al. 2008. Disponible en http://scielo.isciii.es/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1130-01082008000900009
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El término anisakidosis se refiere a la enfermedad en humanos causada por cualquier miembro de la familia Anisakidae, mientras que la anisakiasis (o anisakiosis) es causada específicamente por miembros del género Anisakis, pseudoterranoviasis (o pseudoterranovosis) por el género Pseudoterranova y contracaeciasis (o contracaecosis) es causada por miembros del género Contracaecum.
CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA
Leer más en: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/28645306
Reino : Animal
Sub Reino : Bilateria
Infrareino : Protostomia
Superfilo : Ecdysozoa
Filo : Nematoda
Clase : Chromadorea
Orden : Ascaridida
Superfamilia : Ascaridoidea
Familia : Anisakidae
Géneros : Anisakis
Contracaecum
Ophidascaris
Phocascaris
Pseudanisakis
Pseudoterranova
Raphidascaroides
Sulcascaris
Terranova
ANISAKIDOSISExisten 9 especies descritas de Anisakis, que están subdivididas en dos tipos: Tipo I, consiste en Anisakis simplex sensu stricto (s.str.), A. pegreffii, A. simplex C (las tres especies comprenden el complejo A. simplex), A. typica, A. ziphidarum y A. nascettii, mientras que Tipo II consiste en A. paggiae, A. physeteris y A. brevispiculata. A pesar de las similitudes morfológicas entre algunas, estas son diferentes genéticamente, teniendo distintas preferencias de hospederos, ciclo de vida y distribuciones zoogeográficas
Leer más en: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0304401714000302
Fuente NCBI. Disponible en: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/Browser/wwwtax.cgi?mode=Undef&id=33256&lvl=3&keep=1&srchmode=1&unlock
Foto: Hallazgo endoscópico de Anisakis en la pared del estómago. Iwata et al., 2015. Disponible en: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4392844/pdf/civ057.pdf
Foto: Extremo anterior de Anisakis simplex. Abou-Rahma et al., 2016. Disponible en: https://www.hindawi.com/journals/jpr/2016/9609752/
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Género: Anisakis• Anisakis brevispiculata • Anisakis nascettii • Anisakis paggiae • Anisakis physeteris • Anisakis simplex complex • Anisakis typica • Anisakis cf. typica 1 HWP-2008 • Anisakis cf. typica 2 HWP-2008 • Anisakis ziphidarum • Anisakis sp. • Anisakis sp. ‘greateramberjack’ • Anisakis sp. 133-1-1 • Anisakis sp. 133-10-2 • Anisakis sp. 133-2-1 • Anisakis sp. 133-2-2 • Anisakis sp. 133-6-2 • Anisakis sp. 133-7-2 • Anisakis sp. 133-8-2 • Anisakis sp. 133-9-2 • Anisakis sp. 137-1-1 • Anisakis sp. 137-2-2 • Anisakis sp. 15-2-1 • Anisakis sp. 154-1-2 • Anisakis sp. 155-1-1 • Anisakis sp. 155-1-2 • Anisakis sp. 16-1-2 • Anisakis sp. 172-2-1 • Anisakis sp. 172-20-2 • Anisakis sp. 172-25-1 • Anisakis sp. 18-1-1 • Anisakis sp. 18-1-2 • Anisakis sp. 19-1-1 • Anisakis sp. 194-2-2 • Anisakis sp. 194-3-1 • Anisakis sp. 246-11-2 • Anisakis sp. 246-12-1 • Anisakis sp. 246-14-1 • Anisakis sp. 246-4-1 • Anisakis sp. 246-5-1
• Anisakis sp. 246-9-2 • Anisakis sp. 28-1-1 • Anisakis sp. 30-2-1 • Anisakis sp. 30-3-2 • Anisakis sp. 332-1-1 • Anisakis sp. 332-1-2 • Anisakis sp. 41 NJ-2013 • Anisakis sp. 42 NJ-2013 • Anisakis sp. 43 NJ-2013 • Anisakis sp. 76-3-1 • Anisakis sp. 76-4-2 • Anisakis sp. 76-5-1 • Anisakis sp. 76-7-2 • Anisakis sp. 86-1-1 • Anisakis sp. 86-1-2 • Anisakis sp. 87-1-1 • Anisakis sp. 87-1-2 • Anisakis sp. AE1 • Anisakis sp. AE2 • Anisakis sp. AE3 • Anisakis sp. AI238 • Anisakis sp. AII12 • Anisakis sp. AII2 • Anisakis sp. AII5 • Anisakis sp. AII7 • Anisakis sp. CA-2012 • Anisakis sp. HC-2005 • Anisakis sp. HYC-2016 • Anisakis sp. I SS-2016 • Anisakis sp. KMAQ-2013 • Anisakis sp. KMAQ-2014 • Anisakis sp. LAAIb • Anisakis sp. LAI111 • Anisakis sp. LAI113 • Anisakis sp. LAI114 • Anisakis sp. LAI115 • Anisakis sp. LAI116 • Anisakis sp. LAI117 • Anisakis sp. LAI118
• Anisakis sp. LAI129 • Anisakis sp. LAI130 • Anisakis sp. LAI131 • Anisakis sp. LAI132 • Anisakis sp. LAI133 • Anisakis sp. LAI139 • Anisakis sp. LAI140 • Anisakis sp. LAI168 • Anisakis sp. LAI216 • Anisakis sp. LAI217 • Anisakis sp. LAI219 • Anisakis sp. LAI220 • Anisakis sp. LAI221 • Anisakis sp. LAI222 • Anisakis sp. LAI223 • Anisakis sp. LAI224 • Anisakis sp. LAI228 • Anisakis sp. LAI234 • Anisakis sp. LAI299 • Anisakis sp. LAI301 • Anisakis sp. LAI303 • Anisakis sp. LAIa • Anisakis sp. LAIg • Anisakis sp. LAIM03 • Anisakis sp. LAIM15 • Anisakis sp. MP-2005 • Anisakis sp. n. 1 KMAQ-2013 • Anisakis sp. NH1 • Anisakis sp. pAsi56028-2 • Anisakis sp. pAsi56028-3 • Anisakis sp. PB-2009 • Anisakis sp. PB-2010 • Anisakis sp. PSW3-1 • Anisakis sp. PSW3-2 • Anisakis sp. RAH-2012 • Anisakis sp. SAN-2004 • Anisakis sp. SM-2005 • Anisakis sp. TK-2013 • Anisakis sp. TMTP-2003
Género: Ophidascaris
• Ophidascaris robertsiGénero: Phocascaris
• Phocascaris cystophorae • Phocascaris phocae • Phocascaris sp. 112000 Género: Pseudanisakis
• Pseudanisakis argentinensis • Pseudanisakis rajae Género: Raphidascaroides
• Raphidascaroides brasiliensis • Raphidascaroides moraveci • Raphidascaroides nipponensis
Género: Sulcascaris• Sulcascaris sulcataGénero: Terranova • Terranova caballeroi• Terranova scoliodontis
• Terranova sp. SS-2014• Terranova sp. type I AJ-2013
• Terranova sp. type II AJ-2013• Terranova sp. type II SS-2014
Tabla 01. Listado de especies de parásitos de la familia Anisakidae
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Género: Contracaecum• Contracaecum bancrofti • Contracaecum bioccai • Contracaecum chubutensis • Contracaecum eudyptulae • Contracaecum margolisi • Contracaecum microcephalum • Contracaecum micropapillatum • Contracaecum mirounga • Contracaecum multipapillatum • Contracaecum aff. multipapillatum A
SM-2008 • Contracaecum aff. multipapillatum B
SM-2008 • Contracaecum muraenesoxi • Contracaecum ogmorhini • Contracaecum ogmorhini sensu lato
Australia • Contracaecum ogmorhini sensu lato
Pacific Canada • Contracaecum ogmorhini sensu lato
South Africa • Contracaecum osculatum • Contracaecum osculatum A sensu
Nascetti et al. (1993) • Contracaecum cf. osculatum A SM-2008 • Contracaecum osculatum B sensu
Nascetti et al. (1993) • Contracaecum cf. osculatum B SM-2008 • Contracaecum cf. osculatum C AK-2008 • Contracaecum osculatum C sensu
Nascetti et al. (1993) • Contracaecum cf. osculatum D SM-2008 • Contracaecum cf. osculatum E SM-2008 • Contracaecum overstreeti • Contracaecum pelagicum • Contracaecum pyripapillatum • Contracaecum radiatum • Contracaecum rudolphii group • Contracaecum septentrionale • Contracaecum cf. spiculigerum • Contracaecum spiculigerum• Contracaecum variegatum • Contracaecum sp. 1 AEY-2017 • Contracaecum sp. 1 BS-2014
• Contracaecum sp. 1 CD-2014 • Contracaecum sp. 1-2-I • Contracaecum sp. 1-3-II • Contracaecum sp. 1-6-I • Contracaecum sp. 1-7-II • Contracaecum sp. 1-8-I • Contracaecum sp. 2 BS-2014 • Contracaecum sp. 2 CD-2014 • Contracaecum sp. 2 SX-2008 • Contracaecum sp. 2-1-II • Contracaecum sp. AE4 • Contracaecum sp. AE5 • Contracaecum sp. Antarctic fur seal
isolate Av06C-1 • Contracaecum sp. Av15-1 • Contracaecum sp. Av16-1 • Contracaecum sp. Av18-1 • Contracaecum sp. Av20-1 • Contracaecum sp. Av20-2 • Contracaecum sp. Av20-3 • Contracaecum sp. Bloomfield • Contracaecum sp. By11-1 • Contracaecum sp. By13-1 • Contracaecum sp. By14-1 • Contracaecum sp. By14-11 • Contracaecum sp. By14-13 • Contracaecum sp. By14-14 • Contracaecum sp. By14-15 • Contracaecum sp. By14-16 • Contracaecum sp. By14-2 • Contracaecum sp. By14-4 • Contracaecum sp. By14-5 • Contracaecum sp. By14-7 • Contracaecum sp. By14-8 • Contracaecum sp. By17-2 • Contracaecum sp. CoA1 • Contracaecum sp. DeH01-1 • Contracaecum sp. DeH01-3 • Contracaecum sp. DeH01-4 • Contracaecum sp. DeH02-1 • Contracaecum sp. HSP1 • Contracaecum sp. HSP2-1 • Contracaecum sp. HSP3-1• Contracaecum sp. HSP4-1
• Contracaecum sp. HSP4-2 • Contracaecum sp. J-1-3-I • Contracaecum sp. JL-2009 • Contracaecum sp. JM-2015 • Contracaecum sp. Ju07-1 • Contracaecum sp. Ju08-1 • Contracaecum sp. Ju08-2 • Contracaecum sp. Ju08-3 • Contracaecum sp. Ju08-4 • Contracaecum sp. Ju08-5 • Contracaecum sp. lHf1-31-41 • Contracaecum sp. lHf2-31-41 • Contracaecum sp. lLn1-42-55 • Contracaecum sp. lLn2-56-64 • Contracaecum sp. LV50 • Contracaecum sp. n. 1 SC-2011 • Contracaecum sp. n. 14 NJ-2013 • Contracaecum sp. n. 17 NJ-2013 • Contracaecum sp. n. 26 NJ-2013 • Contracaecum sp. PB-2010 • Contracaecum sp. Pel3 • Contracaecum sp. PH09-11 • Contracaecum sp. PH09-23 • Contracaecum sp. PH09-6 • Contracaecum sp. PH09-9 • Contracaecum sp. QZ-2016 • Contracaecum sp. SAN-2004 • Contracaecum sp. SDA-2011 • Contracaecum sp. sHf1-18-30 • Contracaecum sp. sHf2-18-30 • Contracaecum sp. sLn1-56-64 • Contracaecum sp. sLn2-42-55 • Contracaecum sp. SM-2009 • Contracaecum sp. SS-2017 • Contracaecum sp. Tg1-1-4 • Contracaecum sp. Tg2-1-4 • Contracaecum sp. Tn1-5-17 • Contracaecum sp. Tn2-5-17 • Contracaecum sp. Weddell seal
isolate De11-1 • Contracaecum sp. Weddell seal
isolate DeH01 • Contracaecum sp. ZJ20170909 • Contracaecum sp. ZJ201719
Género: Pseudoterranova
• Pseudoterranova azarasi • Pseudoterranova bulbosa • Pseudoterranova cattani • Pseudoterranova ceticola • Pseudoterranova decipiens (codworm) • Pseudoterranova decipiens E SM-2010 • Pseudoterranova decipiens sensu lato
Antarctica • Pseudoterranova sp. De30-2 • Pseudoterranova krabbei
• Pseudoterranova sp. 64.3.5 • Pseudoterranova sp. Antarctic fur
seal isolate DeH30-1 • Pseudoterranova decipiens sensu
lato Germany• Pseudoterranova sp. JNB-2012 • Pseudoterranova sp. LB1PS• Pseudoterranova sp. LB2PS• Pseudoterranova sp. LB3PS• Pseudoterranova sp. MME1PS
• Pseudoterranova sp. MME2PS • Pseudoterranova sp. MP4PS • Pseudoterranova sp. sample LF • Pseudoterranova sp. Southern
elephant seal isolate PH10-1 • Pseudoterranova sp. SS1PS • Pseudoterranova sp. SS2 • Pseudoterranova sp. Weddell seal
isolate Rg01-F
Tabla 01. (Continuación)
Fuente NCBI. Disponible en: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/Taxonomy/Browser/wwwtax.cgi?mode=Undef&id=33256&lvl=3&keep=1&srchmode=1&unlock
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Leer más en: https://www.efsa.europa.eu/en/efsajournal/pub/1543
Leer más en: https://www.oceandocs.org/bitstream/handle/1834/9807/tesisCEICA%20anis%C3%A1kidos%20CFK.pdf?sequence=1
CICLO DE VIDA
Los Anisákidos típicamente utilizan mamíferos marinos o aves piscívoras como huéspedes definitivos, con crustáceos planctónicos o bentónicos que actúan como huéspedes intermediarios y peces como principales huéspedes de transporte. Una amplia gama de especies de peces puede llevar anisákidos larvales incluso en la carne del pescado que representa la ruta para las infecciones humanas. Los adultos de A. simplex se encuentran principalmente en el tracto gastrointestinal de los cetáceos (delfines, marsopas y ballenas), mientras que los adultos de Pseudoterranova spp. y Phocascaris spp. viven en pinnípedos (focas, leones marinos y morsa), y el último ocurre solo en el hemisferio norte, incluidas las aguas árticas. Algunas especies de Contracaecum alcanzan la madurez en los pinnípedos, mientras que otras maduran en aves que comen peces, como cormoranes, pelícanos y garzas. Sin embargo, el rango de hospedadores definitivos de muchas especies de anisákidos, aún no se conoce por completo (Anderson, 1992).
La distribución de las larvas de la familia Anisakidae es mundial, se encuentran en la mayoría de los océanos y mares del mundo.
La zoonosis fue descripta por primera vez en Holanda en el año 1955 y se diagnosticaron 160 casos de anisakiasis humana en los Países Bajos hasta 1969. Luego que se impuso como medida preventiva la congelación del pescado por 24 horas antes del consumo, sólo se han presentado pocos casos (Acha y Szyfres, 2003).
DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA
Un estudio realizado por Kuhn et al. (2011) interpoló el rango de especies para cada especie de Anisakis descrita sobre la base de los datos de ocurrencia existentes. Se utilizaron datos de secuencia de 373 larvas de Anisakis de 30 hospedadores diferentes en todo el mundo y datos moleculares previamente publicados (n = 584) de 53 publicaciones específicas de campo para modelar el rango de especies de Anisakis spp. Los resultados indican claramente la existencia de patrones de distribución específicos de especies de Anisakis.spp. dentro de diferentes zonas climáticas y océanos, que son en principio congruentes con los de sus respectivos huéspedes finales (Figura 01).
Leer más en: http://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0028642#pone-0028642-g001
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ESPECIES HOSPEDERAS DE Anisakis sp.
Estudios realizados por Colombo et al., (2016), Kuhn et al. (2011) y Cabrera y Trillo-Altamirano (2004), presentan listados de especies hospederas de anisákidos (Tabla 02, 03 y 04).
Fuente: Colombo et al., 2016. Disponible en https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25807208
Fuente Especie hospedera Localización de la larva Tipo de larva Área de pesca
Tamaño de
muestraValero et al., 2006 Merluccius merluccius Víscera Anisakis spp. Sur del Mediterráneo -
España63
Músculo Anisakis spp.
Gutierrez-Galindo eet al., 2010
Engraulis encrasicolus Víscera No anisakidos Tarragona - España 153
Músculo
Sardina pilchardus Víscera No anisakidos 160
Músculo
Scomber scombrus Músculo Anisakis tipo I 447
Víscera Anisakis tipo I
Víscera Hysterothylacium adun-cum
Víscera Contracaecum sp.
Trachurus trachurus Músculo Anisakis tipo I 155
Víscera Anisakis tipo I
Víscera Contracaecum sp.
Keser et al., 2007 Pomatomus saltatrix Víscera Hysterothylacium adun-cum
Turquía 41
Rello et al., 2009 Engraulis encrasicolus Músculo Anisakis tipo I Mar de Alborán (noroeste) 72
Figus et al., 2005 Serranus cabrilla Víscera Hysterothylacium sp. Golfo de Cagliari 71
Valero et al., 2000 Micromesistius pou-tassou
Músculo Anisakis pegreffii Mediterráneo – región sur (España)
301
Víscera Anisakis pegreffii
Víscera Anisakis physeteris
Víscera Hysterothylacium adun-cum
Farjallah et al., 2006 Phycis blennoides Víscera Anisakis physeteris Tunisia (este de la costa del Mediterráneo)
272
Víscera Anisakis simplex s,1
Víscera Hysterothylacium fabri L3
Víscera Hysterothylacium fabri L4
Phycis phycis Víscera Anisakis physeteris 320
Víscera Anisakis simplex s,1
Víscera Hysterothylacium adun-cum L3
Víscera Hysterothylacium adun-cum L4
Víscera Hysterothylacium fabri L3
Víscera Hysterothylacium fabri L4
Tabla 02. Especies hospederas de Anisakis, según Colombo et al. (2016)
12
Fuente Especie hospedera Localización de la larva Tipo de larva Área de pesca Tamaño de
muestra
Rello et al., 2008 Sardina pilchardus Víscera Hysterothylacium adun-cum
Mar del norte de Alborán 99
Músculo Hysterothylacium adun-cum
Víscera Hysterothylacium adun-cum
Mar Balear occidental 115
Músculo Hysterothylacium adun-cum
Ternengo et al., 2009 Diplodus vulgaris Víscera Hysterothylacium fabri Isla de Córcega, Mar Medi-terráneo
72
Mullus surmuletus Víscera 68
Pagellus erythrinus Víscera 47
Phycis physis Víscera 40
Scorpaena scrofa Víscera 57
Symphodus tinca Víscera 58
Valero et al., 2006 Phycis blennoides Músculo Anisakis physeteris Costa del Mediterráneo (este de Andalucía) – sur de España
209
Músculo Anisakis simplex
Víscera Anisakis physeteris
Víscera Anisakis simplex s,1
Víscera Hysterothylacium adun-cum
Víscera Hysterothylacium fabri
Phycis phycis Víscera Anisakis physeteris 58
Víscera Anisakis simplex s,1
Víscera Hysterothylacium adun-cum
Víscera Hysterothylacium fabri
Giannetto et al., 2006 Xiphias gladius Víscera Anisákidos Mar Tirreno y Mar Jónico 66
Normanno et al., 2011 Merluccius merluccius Víscera Anisákidos Mar Adriático 45
Micromesistius pou-tassou
Víscera 51
Músculo
Boops boops Víscera 54
Trachurus trachurus Víscera 62
Músculo
Sardina pilchardus Víscera 53
Fuente: Colombo et al., 2016. Disponible en https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25807208
Tabla 02. (Continuación)
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Localización Hospedero Especie de Anisakis
Alaska (Bahía Nushagak) Onchorhynchus keta A. simplex
Onchorhynchus nerka A. simplex
Alaska (Cordova) Onchorhynchus keta A. simplex
Onchorhynchus nerka A. simplex
Antártida (Islas Shetland del Sur) Gymnoscopelus nicholsi A. simplex
Azores Etmopterus spinax A. physeteris
Etmopterus pusillus A. simplex
Etmopterus princeps A. simplex
Deania profundorum A. simplex
Mar Báltico (Kattegat) Scomber scombrus A. simplex, A. pegreffii
Clupea harengus A. simplex
Mar Báltico (fuera de Kiel) Clupea harengus A. simplex
Mar de Barents (bancos de Bellsund) Melanogrammus aeglifinus A. simplex
Micromesistius poutassou A. simplex
Mar de Barents (Björnöya) Gadus morhua A. simplex
Mar de Barents (Bancos de Forland) Micromesistius poutassou A. simplex
Mar de Barents (bancos de Sjubre) Melanogrammus aeglifinus A. simplex
China Scomberomorus niphonius A. pegreffii
Cleisthenes herzensteinii A. pegreffii
Gadus macrocephalus A. pegreffii
Trichiurus lepturus A. pegreffii
Hawaii Cololabis sp. A. simplex
Selar crumenophtalmus A. typica
Katsuwonus pelamys A. typica
Indonesia Trichiurus lepturus A. typica
Auxis thazard thazard A. typica
Auxis rochei rochei A. typica
Lepturacanthus savala A. typica
Caesio cuning A. typica
Italia (Mar Jónico) Merluccius merluccius A. pegreffii
Italia (Mar Tirreno) Scomber japonicus A. pegreffii
Madeira Aphanopus carbo A. simplex
Namibia Synapobranchus kaupii A. physeteris
Moorea Katsuwonus pelamys A. typica
Selar crumenophtalmus A. typica
Mar del Norte (en Scheveningen) Trachurus trachurus A. simplex
Scomber scombrus A. simplex
Mar del Norte (frente a la costa alemana) Clupea harengus A. simplex
Santa Barbara Anoplopoma fimbria A. simplex
Sebastolobus alascanus A. simplex
Tabla 03. Especies hospederas de Anisakis, según Kuhn et al. (2011)
Fuente: Kuhn et al., 2011. Disponible en http://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0028642#pone.0028642.s004
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15
PRESENTACIÓN CLÍNICA
La infección con larvas de Anisakis puede conducir a una variedad de enfermedades, que se puede agrupar en anisakiasis gástrica, anisakiasis intestinal, ectópico (anorexia gastrointestinal) y anisakiasis gastroalérgica. Los síntomas de la anisakiasis gastrointestinal aguda incluyen repentino dolor abdominal de unas pocas horas a algunos días después de la ingestión de pescado crudo parasitado, dependiendo de si se adhiere o penetra el estómago (anisakiasis gástrica) o el intestino (anisakiasis intestinal). En el caso de anisakiasis gástrica, las larvas pueden ser visto por gastroscopia y eliminado físicamente con pinzas. En anisakiasis intestinal, no es fácil eliminar el gusano y a menudo requiere cirugía debido al dolor abdominal severo y/o obstrucción intestinal causado por la inflamación.
Kikuchi et al. describen la anisakiasis intestinal como presentación de formas leves o fulminantes. Se cree que la forma leve es principalmente debido a una infección primaria, con dolor que a menudo es tolerado por el paciente, lo que significa que el gusano no se elimina y puede causar la formación de un granuloma que luego se diagnostica erróneamente como un tumor, úlcera, apendicitis crónica u otra enfermedad intestinal. La forma fulminante, con síntomas más severos, se sugiere que se debe a una reinfección y reacción inflamatoria alérgica contra larvas y sus proteínas.
Los casos puramente gastrointestinales pueden ocurrir sin ningún tipo de reacción alérgica, a menudo acompañadas de dolor e inflamación, y en este caso, es preferible eliminar físicamente las larvas para que no cause daño tisular que puede conducir a síntomas crónicos. En el otro lado del espectro está la anisakiasis gastroalérgica, donde a menudo hay síntomas alérgicos agudos (que van desde urticaria o angioedema a anafilaxis) con síntomas gastrointestinales menores o nulos, y las larvas son normalmente expulsadas por reacciones de la alergia violenta (vómitos, diarrea) por lo que la extracción gastroscópica no es necesaria. Los casos de anisakiasis ectópica son menos comunes e incluyen la penetración de las larvas en los tejidos como la faringe, la lengua, el pulmón, la cavidad peritoneal, ganglios linfáticos o páncreas.
En el Perú también se han reportado casos de anisakidosis humana, los cuales son presentados por Cabrera y Trillo-Altamirano (2004) en su publicación de “Anisakidosis: ¿Una zoonosis parasitaria marina desconocida o emergente en el Perú?” (Tabla 05).
Tras una exposición primaria a un helminto de Anisakis, varios grados de respuestas inflamatorias se activan en el huésped, que se caracteriza por el reclutamiento de células inflamatorias efectoras tales como neutrófilos y eosinófilos, y cambios en la permeabilidad de los vasos sanguíneos y el flujo sanguíneo.
La anisakiasis generalmente se presenta de leve a grave dolor abdominal, náuseas, vómitos y / o diarrea (que en muchos casos conducen a la expulsión natural del parásito) y en algunos casos se acompaña de reacciones alérgicas impulsadas por fuertes respuestas de células T helper 2 (Th2) al parásito, como urticaria, angioedema, broncoespasmo e incluso shock anafiláctico. El manejo de la anisakiasis involucra retirar físicamente las larvas, si es posible, o tratar al paciente con anti-helmintos, antiinflamatorios y analgésicos. Si no se trata, las respuestas inflamatorias dirigidas a los restos larvales pueden simular dispepsia, colitis o apendicitis.
Las reacciones alérgicas a las proteínas de Anisakis también pueden ocurrir en ausencia de infección aguda por inhalación o contacto directo en el entorno doméstico u ocupacional, mientras se prepara el pescado, conduciendo a asma, rino-conjuntivitis y dermatitis. También hay informes de pacientes que reaccionan a proteínas de Anisakis después de la ingestión de pescado cocido o enlatado, aunque se cree que la exposición previa a larvas vivas es necesaria. Muchos alergenos de Anisakis son resistentes a la cocción y degradación por la enzima digestiva pepsina, por lo que la posibilidad no debe excluirse en el evento de los pacientes que informan los síntomas.
Leer más en:http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/pim.12349/pdf
Referencia: Nieuwenhuizen, 2016. Anisakis – immunology of a foodborne parasitosis.
REACCIÓN ALÉRGICA
Referencia: Nieuwenhuizen y Lopata, 2014. Allergic Reactions to Anisakis Found in Fish.
Leer más en:https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25039016
16
El diagnóstico de la alergia a Anisakis actualmente se basa en los síntomas clínicos, antecedentes de exposición a mariscos y detección de Inmunoglobulina (Ig) E específica de Anisakis o prueba cutánea (siglas en inglés, SPT) positiva de Anisakis en ausencia de IgE específica para el pescado o el marisco en sí. Sin embargo, la historia clínica puede ser menos clara cuando los pacientes presentan síntomas crónicos como urticaria crónica, dermatitis de contacto, asma y rinoconjuntivitis, particularmente si son atópicos.
Además, la detección de IgE específica a Anisakis también puede ser debido a una reactividad inmunológica cruzada con otros helmintos (por ejemplo, Ascaris) o invertebrados como los ácaros del polvo, las cucarachas y los camarones. Por lo tanto, una mejor prueba de diagnóstico usaría el diagnóstico resuelto por componentes, incluidos todos los alérgenos conocidos de Anisakis, particularmente
aquellos que no parecen reaccionar de manera cruzada con aquellos de otras especies. Debido a que los alérgenos particulares están asociados con reacciones al pescado cocinado, este enfoque también puede ayudar en la dieta suministrada a los pacientes. Muchos pacientes con alergia a Anisakis son capaces de tolerar una dieta de pescado congelado o bien cocido, pero un pequeño porcentaje está sensibilizado a alérgenos termoestables y puede reaccionar incluso en pescados bien procesados.
Con los años, se ha identificado un repertorio de alergenos. Al menos 12 alérgenos han sido identificados de A. simplex (Tabla 06). Los pacientes pueden estar expuestos principalmente a antígenos somáticos, derivados de larvas muertas en alimento, o los denominados antígenos excretores-secretores (ES), que se liberan cuando hay expulsión o extirpación quirúrgica de larvas intactas.
Referencia: Nieuwenhuizen y Lopata, 2014. Allergic Reactions to Anisakis Found in Fish. Disponible en https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25039016
Fecha de diagnóstico Edad/Sexo Localización
de la larvaProcedencia
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19/07/2001 42 M Boca Lima P. decipiens?*Como: Toxocara sp.
NRBeltrán, 2000; Beltrán et al. 2001
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(*) Casos probables, Cp: Comunicación personal, Nr: Nuevo registro
Tabla 03. Características de los casos de anisakidosis humana reportados en el Perú (1993-2002)
Referencia: Cabrera y Trillo-Altamirano. 2004. Anisakidosis: ¿Una zoonosis parasitaria marina desconocida o emergente en el Perú?. Disponible en: http://www.scielo.org.pe/pdf/rgp/v24n4/a06v24n4.pdf
DIAGNÓSTICO DE ALERGIA DE Anisakis sp.
Alergeno MW (kDa) Compartimiento Función de la proteina Reactividad IgE (%)
Ani s1 24 ESP Inhibidor de la tripsina de tipo Kunitz 85
Ani s2 97 Somático Paramiosina 88Ani s3 41 Somático Tropomiosina 4Ani s4 9 ESP Cistatina 27Ani s5 15 ESP Proteina SXP/RAL 25-49Ani s6 7 ESP Serpina 18Ani s7 139 ESP Glicoproteina 83-100Ani s8 15 ESP Proteina SXP/RAL 25Ani s9 14 ESP Proteina SXP/RAL 13
Ani s10 22 Somático? Desconocido 39Ani s11 55 Somático? Desconocido 47Ani s11 Desconocido Somático? Desconocido DesconocidoAni s12 Desconocido Desconocido Desconocido 57
Tabla 06. Alergenos caracterizados de Anisakis simplex
17
Los peces pueden examinarse para detectar la presencia de parásitos mediante una variedad de métodos que incluyen inspección visual, corte, aliño, prensado, digestión y recientemente por reacción en cadena de la polimerasa (PCR) (López y Pardo, 2010; Mossali et al., 2009).
La inspección visual de los filetes revelará gusanos incrustados cerca de la superficie que pueden eliminarse fácilmente con un cuchillo durante el procesamiento. Sin embargo, los gusanos incrustados profundamente en la carne no son inmediatamente obvios, pero algunos se pueden detectar al alumbrar con una luz brillante a través del filete. El tipo más simple de mesa de evaluación es una caja de unos 50 cm cuadrados con una superficie de vidrio esmerilado o perspex de unos 6 mm de grosor. En la práctica comercial, la inspección visual y la inspección al azar son efectivas para detectar Pseudoterranova en filetes delgados de pescado blanco sin piel, particularmente bacalao. Este método es menos efectivo en la detección de A. simplex. Se puede ahorrar tiempo al trasluz de una muestra de filetes de un lote de peces sospechosos para determinar el nivel de infestación que se puede utilizar para determinar si todo el lote debe ser distribuido o si el lote es más adecuado para otros fines.
El método de prensado es ampliamente utilizado para la detección sistemática de larvas de nematodos en la carne de los peces en estudios específicos. Este método utiliza la fluorescencia de larvas de A. simplex congeladas (Pippy, 1970) y se basa en la inspección visual de filetes de pescado aplanados/prensados y ultracongelados, o de vísceras bajo luz ultravioleta (Karl y Leinemann, 1993). Cualquier larva presente de A. simplex, aparece como manchas fluorescentes más o menos brillantes en las muestras. Además, el
método permite la determinación aproximada del sitio de infección larvaria en los filetes: porción dorsal (superior) o ventral (inferior) de la carne de pescado (Levsen y Lunestad, 2010).
El método de digestión artificial implica el uso de una solución de pepsina/ácido clorhídrico para liberar larvas de anisákidos del músculo u otros tejidos (Jackson et al., 1981, Smith y Wootten, 1975). Este método permite la recuperación de los parásitos vivos, detectándose fácilmente; así también permite la recuperación de larvas muertas en muestras congeladas. El método recupera prácticamente todos los nematodos anisákidos; sin embargo, debido a que su ejecución emplea mucho tiempo, es utilizado para encuestas específicas en lugar de cribado masivo.
El método de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) en tiempo real, combinado con un procedimiento optimizado de extracción de ADN, es altamente específico y sensible para la identificación de A. simplex en productos del mar (López y Pardo, 2010), con un límite de detección de 40 ppm de parásitos en 25 g de muestra, y puede usarse para material fresco y procesado.
MÉTODOS DE DETECCIÓN DE Anisakis EN PRODUCTOS
Leer más en: https://www.efsa.europa.eu/en/efsajournal/pub/1543
Foto: Cipriani et al. 2016. Disponible en https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0956713515002832
Foto: Guo et al. 2014. Disponible en https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24464274
18
La FDA (Food and Drugs Administration) estableció 3 procesos de congelamiento para matar los parásitos: 1) Congelar y almacenar a -4°F (-20°C) o a temperatura menor por 7 días, ó 2) congelar a -31°F (-35°C) o a temperatura menor por 15 horas, ó 3) congelar a -31°F (-35°C) o a temperatura menor hasta que el producto esté sólido y luego almacenar a -4°F (-20°C) o a temperatura menor por 24 horas. Estas condiciones pueden no ser adecuadas para congelar peces grandes. La salmuera y el decapado pueden reducir el riesgo de parásitos en un pez, pero no lo eliminan ni minimizan a un nivel aceptable. Se ha demostrado que las larvas de nemátodos sobreviven 28 días en un salinómetro de salmuera de 80° (21% de sal en peso).
Canadá contempla similares disposiciones de la FDA, que a través del Comité Federal/Provincial/Territorial de Seguridad Alimentaria (siglas en inglés - FPTFSC) estableció el Código de servicios de alimentos y de comida al por menor, donde se menciona que el pescado destinado a ser consumido crudo, marinado en crudo, parcialmente cocido y marinado, parcialmente cocido, deberá ser: i) congelado por el proveedor, y obtenido del proveedor en un estado congelado; o ii) congelado dentro de las instalaciones de alimentos. La congelación será realizada a i) una temperatura igual o inferior a -20°C (-4°F) durante 7 días; o ii) a una temperatura igual o inferior a -35°C (-31°F) durante 15 horas.
La Unión Europea, aplica mediante Reglamento (UE) N° 1276/2011 de la Comisión, el tratamiento para matar parásitos viables en los productos de la pesca destinados al consumo humano; haciendo mención al Anisakis, a través de las disposiciones que emite la Autoridad de Seguridad Alimentaria Europea (siglas en inglés EFSA), quien publica una opinión técnica acerca de los parásitos presentes en alimentos pesqueros, estableciendo además formas de tratamiento para eliminarlos.Uno de los primeros países de Europa que aplicó la congelación como tratamiento preventivo de anisakiasis fue Holanda en 1968, con las denominadas “Leyes de arenque verde” que
indicaban que el arenque fresco debería congelarse dentro de las 12 horas, a una temperatura mínima de -20°C, y almacenarse por 24 horas antes de ser liberado al público, lo cual disminuyó de 40-50 casos humanos por año a menos de 10, después de la implementación de la legislación (Sakanari, 1995). En 1987, la CEE implementó legislación/recomendación para los requisitos de congelación similares tal como se implementó en Holanda (Informe Eurofish, 1987).El Reglamento actual de la CE 853/2004 requiere la congelación a una temperatura de no más de -20°C en todas las partes del producto durante no menos de 24 horas a los siguientes:
• productos de la pesca para ser consumidos crudos o casi crudos;
• productos pesqueros de arenque, caballa, espadín, salmón (silvestre) Atlántico y Pacífico, si van a someterse a un proceso de ahumado en frío en el que la temperatura interna del producto pesquero no sea superior a 60°C;
• productos pesqueros marinados y/o salados, si el procesamiento es insuficiente para destruir las larvas de nemátodos.
El tratamiento de congelación se debe aplicar al producto crudo o terminado. El Reglamento de la CE también establece que los operadores de empresas alimentarias no necesitan realizar el tratamiento de congelación, si dispone de datos epidemiológicos que indiquen que los caladeros de origen no presentan un riesgo para la salud con respecto a la presencia de parásitos y si la autoridad competente así lo autoriza. Esta regulación requiere un documento del fabricante que indique el proceso al que han sido sometidos, el cual debe acompañar a los productos de la pesca cuando se comercialicen, excepto cuando se suministren al consumidor final. El Reglamento también establece que “los operadores de empresas alimentarias deben garantizar que los productos pesqueros han sido sometidos a un examen visual con el fin de detectar parásitos visibles antes de su comercialización. No deben colocar en el mercado productos de la pesca que obviamente estén contaminados con parásitos para el consumo humano”.
CONSIDERACIONES PARA EL CONTROL DE Anisa-
Leer más en: http://nsgl.gso.uri.edu/flsgp/flsgpe11002.pdf https://www.fda.gov/downloads/Food/GuidanceRegulation/UCM252393.pdf
Leer más en: https://www.efsa.europa.eu/en/efsajournal/pub/1543
19
En España, se estableció el Real decreto 1420/2006, del 01 de diciembre, sobre prevención de la parasitosis por Anisakis en productos de la pesca suministrados por establecimientos que sirven comida a los consumidores finales o a colectividades. El Real decreto en su artículo 1° hace mención a la obligación de garantizar la congelación: “Los titulares de los establecimientos que sirven comida a los consumidores finales o a colectividades (bares, restaurantes, cafeterías, hoteles, hospitales, colegios, residencias, comedores de empresas, empresas de catering y similares) están obligados a garantizar que los productos de la pesca para consumir en crudo o prácticamente en crudo han sido previamente congelados a una temperatura igual o inferior a –20°C en la totalidad del producto, durante un período de al menos 24 horas; este tratamiento se aplicará al producto en bruto o al producto acabado.
También les será aplicable la misma obligación de garantía cuando se trate de productos de la pesca que han sido sometidos a un proceso de ahumado en frío en el que la temperatura central del producto no ha sobrepasado los 60°C y pertenezcan a las especies siguientes: arenque, caballa, espadín y salmón (salvaje) del Atlántico o del Pacífico.
Igualmente estarán obligados a garantizar la congelación en las mismas condiciones si se trata de productos de la pesca en escabeche o salados, cuando este proceso no baste para destruir las larvas de los nematodos. La Agencia Española de Seguridad Alimentaria establecerá y difundirá los criterios técnicos necesarios para determinar en estos casos si es necesaria o no la congelación”.
En Perú, el manual de indicadores sanitarios y de inocuidad para los productos de origen pesquero y acuícola para mercado nacional y de exportación , en la sección de consumo humano directo, establece que los proveedores y operadores de productos pesqueros deben asegurar la ausencia de parásitos en los pescados y productos de la pesca, siendo evaluado cada lote y no debiendo comercializarse los pescados y productos de la pesca visiblemente parasitados
Asimismo, el manual de indicadores o criterios de seguridad alimentaria e higiene para alimentos y piensos de origen pesquero y acuícola , menciona en el numeral 5.3.2, que “No se deberá comercializar productos visiblemente parasitados. De encontrarse Anisakis y otros parásitos de probada importancia en salud pública, deberán mantener los productos en congelación a -18°C por un periodo mínimo de 10 días o 7 días a -20°C, antes de su comercialización o uso para productos salados ligeramente (< 5 - 6 % de NaCI en la fase acuosa) como los arenques juveniles, pescado azucarado y salado, pescado ahumado en frío, caviar ligeramente salado, ceviche y diversos productos locales tradicionales”.
Leer más en: https://www.boe.es/boe/dias/2006/12/19/pdfs/A44547-44549.pdf
Leer más en: http://www.sanipes.gob.pe/procedimientos/6_R_DE_N_057_2016_A1.pdf
Leer más en: http://www.sanipes.gob.pe/procedimientos/13_ManualIndicadoresocriteriosdeseguridadalimantaria-rev02-2010.compressed.pdf
Foto: Pseudoterranova decipiens, larva de tercera etapa en filete de bacalao del Báltico (Gadus morhua). Buchmann y Mehrdana, 2016. Disponible en https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S2405676616300075
20
21
ARTÍCULOS CIENTÍFICOS Y PATENTES
Foto: Localización de larva de A. pegreffii en E. encrasicolus Cipriani et al. 2016. Disponible en https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0956713515002832
22
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Foto: Detección de larvas de Anisakidae en filetes de pescado usando transiluminación ultravioleta (UVT). CEFAS 2014. Disponible en http://muhaz.org/united-kingdom-anisakis-reference-laboratory-code-of-practiceg.html
42
ANÁLISIS DE VIGILANCIA TECNOLÓGICA E INTELIGENCIA COMPETITIVA
Desde el ámbito de la investigaciónSobre una base de 1890 registros de publicaciones realizadas en Anisákidos, desde el año de 1975 a la fecha y en periodos de 5 años, se muestra una tendencia creciente de las publicaciones, desde 1996 al 2015; siendo el año 2014, el cual registró el mayor número de publicaciones (165).
Asimismo, de lo registrado (1890), el 97.87% corresponde a publicaciones académicas, 2.08% a revistas y 0.05% a libros.
Por otro lado, la revista científica que registra el mayor número de publicaciones es Parasitology research (162), seguido de Journal of helminthology (72).
43
Los conceptos mayormente empleados en los registros de las publicaciones son Anisakis, Anisakiasis, Fish disease y parasites, encontrándose los conceptos relacionados a reacciones alérgicas o compuestos alérgenos dentro de los primeros 15 conceptos empleados.
Los registros de las publicaciones, que incluyen conceptos relacionados a reacciones alérgicas, alérgenos o sus compuestos representan el 18.89%; mientras que los relacionados a los alimentos y la presencia de Anisákidos, representan el 8.25%, y a métodos de diagnóstico, el 4.55%.
Del análisis realizado se menciona que, existen métodos de diagnóstico de parásitos de la familia Anisakidae tanto de la forma larvaria y adulta, como de sus alérgenos, por lo que, considerando que Perú también reporta casos de anisákidos en peces de consumo humano y en el humano, y que a la fecha no se registra algún estudio en el Perú relacionado a la detección de alergenos de anisákidos, es necesario desarrollar proyectos de investigación a nivel nacional, que permitan establecer la real repercusión de este parásito en nuestros peces, identificar a nivel molecular las especies de anisákidos realmente implicados y determinar su incidencia en la población humana, considerando factores de riesgo como el consumo de productos crudos o poco cocidos o la manipulación de los mismos, hasta el consumo de productos térmicamente procesados, como es el caso de las conservas de pescado, ya que aunque sean escasas las investigaciones, existe el reporte de la presencia de alérgenos en productos sometidos a altas temperaturas.
44
Desde la propiedad intelectualLas 22 patentes halladas se encuentran registradas en la Clasificación Internacional de Patentes (CIP) A01, A23, A61, C07, C12 y G01 (A01K; A23K; A61K; C07K; C12N; C12P; C12Q; G01N), y están dirigidas principalmente al desarrollo de métodos de diagnóstico de la presencia del parásito o sus alérgenos en peces o alimentos, registrándose un mayor número de solicitudes de patentes, en China (10).
Del análisis realizado se menciona que existen patentes dirigidas a establecer métodos de diagnóstico para la detección del parásito y sus alérgenos, los cuales pueden servir para implementarlos y validarlos en el Perú, o en su defecto modificarlos, según la necesidad.
45
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