UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR CARRERA … · presentada, su apoyo no solo se refleja en la...
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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
CARRERA DE QUÍMICA DE ALIMENTOS
“EVALUACIÓN DE LAS PROPIEDADES REOLÓGICAS Y FUNCIONALES DEL
AISLADO PROTEICO DE QUINUA (Chenopodium quinoa Willd) ECUATORIANA,
VARIEDAD INIAP-TUNKAHUAN”
Trabajo de investigación presentado como requisito previo a la obtención del título de
Químico de Alimentos
Autor
Richy Paolo Lozano Pilca
Tutora
MSc. Verónica Jeanneth Taco Taco
Quito, MAYO 2017
ii
“La ciencia sirve para darnos una idea de cuán vasta es nuestra ignorancia”
- Robert de Lamennais
iii
DEDICATORIA
Este logro culminado, es dedicado al esfuerzo año tras año de mis padres y hermano, los
cuales supieron darme el cariño y la confianza necesarios para completar toda prueba
presentada, su apoyo no solo se refleja en la culminación de este trabajo, más bien se ve
reflejado en la formación como persona que he logrado llegar a ser.
iv
AGRADECIMIENTOS
En primer lugar a mis padres, hermano y tío, los cuales me han apoyado en cada
aspecto de mi vida y aunque a veces se encuentren un poco alejados, estoy seguro que
siempre estarán presentes cuando los necesite para brindarme toda su ayuda.
A mi profesora, Ing. Milene Díaz por brindarme la confianza para usar su
laboratorio mientras realizaba esta investigación.
Al Dr. Wilson Parra, que a más de ser un excelente profesor, demostró ser un buen
amigo al cual aprecio mucho y deseo que todo vaya bien en su vida junto a su esposa e
hijos.
A MSc. Verónica Taco, Dr. Iván Tapia y Dr. Pablo Bonilla en calidad de tutora y
miembros del tribunal respectivamente, los cuales supieron darme consejos adecuados
durante la elaboración de este trabajo, sin los cuales me habría costado más tiempo
entender varios temas de esta investigación.
A mis amigos Dayana S., Paul G., Jessica L., Fernando J., Henry V. y Carlos S., los
cuales supieron ser buenos compañeros desde el inicio de esta aventura y espero que logren
todas sus metas propuestas.
A mis compañeros de carrera, Estefanía C., Gaby P., Jenny R., Germania G., Ingrid
T., Anita P., Gina F., Nelly G., Jessica A., Cristian G., José Luis Y., y Jefferson C. por
haber hecho que el tiempo invertido en las aulas de clase haya sido más ameno y espero
que todos sus logros propuestos sean alcanzados como buenos profesionales, colegas y
amigos que supieron ser.
Un agradecimiento especial a Diana Iza, que en poco tiempo se convirtió en una
persona muy importante en mi vida, dándome ánimos y apoyo moral durante la
culminación de este trabajo, persona a la cual tengo un gran cariño, y espero que su vida
esté llena de felicidad y éxitos como se lo merece gracias a su dedicación y empeño.
v
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMCIAS
CARRERA DE QUÍMICA DE ALIMENTOS
AUTORIZACIÓN DE AUTORÍA INTELECTUAL
Yo, Richy Paolo Lozano Pilca en calidad de autor del trabajo de investigación:
EVALUACIÓN DE LAS PROPIEDADES REOLÓGICAS Y FUNCIONALES DEL
AISLADO PROTEICO DE QUINUA (Chenopodium quinoa Willd) ECUATORIANA,
VARIEDAD INIAP-TUNKAHUAN, autorizo a la Universidad Central del Ecuador a
hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o parte de los que contiene esta obra,
con fines estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente autorización,
seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8 y
19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.
También, autorizo a la Universidad Central del Ecuador a realizar la digitalización y
publicación de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo
dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
Autor
_______________________
Richy Paolo Lozano Pilca
C.I.: 172186170-4
vi
vii
viii
ÍNDICE DE CONTENIDO
Introducción ........................................................................................................................... 1
CAPÍTULO I EL PROBLEMA ............................................................................................ 2
1.1 Planteamiento del problema......................................................................................... 2
1.2 Formulación del problema ........................................................................................... 2
1.3 Objetivos ...................................................................................................................... 3
1.3.1 Objetivo general .................................................................................................... 3
1.3.2 Objetivos específicos ............................................................................................ 3
1.4 Justificación e importancia .......................................................................................... 3
CAPITULO II MARCO TEÓRICO ..................................................................................... 5
2.1 Antecedentes ................................................................................................................ 5
2.2 Fundamento teórico ..................................................................................................... 6
2.2.1 Quinua (Chenopodium quinoa Willd) ................................................................... 6
2.2.2 Composición química del grano de quinua variedad INIAP – Tunkahuan .......... 7
2.2.3 Proteínas del grano de quinua ............................................................................... 8
2.2.4 Reacciones entre proteínas y compuestos fenólicos ............................................. 8
2.2.5 Propiedades funcionales ........................................................................................ 9
2.2.5.1 Capacidad de retención de agua ..................................................................... 9
2.2.5.2 Capacidad gelificante ................................................................................... 11
2.2.5.3 Capacidad emulsificante ............................................................................... 11
2.2.5.4 Capacidad espumante ................................................................................... 13
2.2.6. Reología ............................................................................................................. 14
2.2.6.1 Reología en alimentos .................................................................................. 14
2.2.6.2 Viscosidad .................................................................................................... 15
2.2.6.3 Viscosímetro de plato y cono ....................................................................... 16
2.2.6.4 Tipos de viscosidad ...................................................................................... 17
2.2.7. Solubilidad alcalina y precipitación isoeléctrica ................................................ 17
2.2.8 Liofilización ........................................................................................................ 18
ix
2.3 Hipótesis .................................................................................................................... 20
CAPITULO III METODOLOGÍA DE INVESTIGACIÓN ............................................... 21
3.1 Diseño de la investigación ......................................................................................... 21
3.2 Población y muestra ................................................................................................... 21
3.2.1 Población ............................................................................................................. 21
3.2.2 Muestra ................................................................................................................ 21
3.3 Métodos para la determinación de las propiedades reológicas y funcionales. .......... 21
3.3.1 Acondicionamiento de la muestra ....................................................................... 21
3.3.1.1 Molido y disminución del tamaño de partícula ............................................ 21
3.3.1.2 Desengrasado de la harina de quinua (Método oficial A.O.A.C. 991.36) .... 22
3.3.2 Extracción de proteína (solubilización / precipitación isoeléctrica) ................... 23
3.3.3 Métodos para determinar las propiedades funcionales ....................................... 25
3.3.3.1 Capacidad de retención de agua (CRA) ....................................................... 25
3.3.3.2 Capacidad emulsificante ............................................................................... 25
3.3.3.3 Capacidad espumante ................................................................................... 26
3.3.4 Métodos para determinar las propiedades reológicas ......................................... 27
Viscosidad ................................................................................................................ 27
3.4 Materiales y equipos .................................................................................................. 28
3.5 Diseño experimental .................................................................................................. 29
3.6 Matriz de operacionalización de las variables ........................................................... 32
3.7 Técnicas e instrumentos de recolección de datos ...................................................... 32
3.7.1 Porcentaje de proteína ......................................................................................... 32
3.7.2 Capacidad de retención de agua .......................................................................... 33
3.7.3 Capacidad espumante .......................................................................................... 33
3.7.4 Capacidad emulsificante ..................................................................................... 34
3.7.5 Reología .............................................................................................................. 34
3.8 Técnicas de procesamiento de datos .......................................................................... 34
CAPÍTULO IV ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS ..................................... 35
4.1 Acondicionamiento de la muestra.............................................................................. 35
4.1.1Reducción de tamaño ........................................................................................... 35
4.1.2 Desengrasado ...................................................................................................... 35
x
4.2 Extracción de proteína ............................................................................................... 36
4.3 VARIABLE 1 - Porcentaje de proteína ..................................................................... 37
4.4 VARIABLE 2 - Capacidad de retención de agua (CRA) .......................................... 38
4.5 VARIABLE 3 - Capacidad emulsificante (CEM) ..................................................... 39
4.6 VARIABLE 4 - Capacidad espumante (CES) ........................................................... 42
4.7 VARIABLE 5 - Reología .......................................................................................... 44
CAPÍTULO V CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ......................................... 46
Conclusiones .................................................................................................................... 46
Recomendaciones ............................................................................................................ 47
Bibliografía ......................................................................................................................... 48
ANEXOS ............................................................................................................................ 55
Anexo 1 – Funcionamiento del extractor de grasa .......................................................... 55
Anexo 2- Agitador ........................................................................................................... 55
Anexo 3 – Potenciómetro ................................................................................................ 56
Anexo 4 – Centrifuga ....................................................................................................... 56
Anexo 5 – Frascos de Liofilizador .................................................................................. 56
Anexo 6 – Ultracongelador .............................................................................................. 57
Anexo 7 – Liofilizador ..................................................................................................... 57
Anexo 8 – Especificaciones del proceso de liofilización ................................................ 57
Anexo 9 – Balanza analítica OSP .................................................................................... 58
Anexo 10 – Balanza analítica IIPFCQ ............................................................................. 58
Anexo 11 – Vortex ........................................................................................................... 58
Anexo 12 – Microscopio óptico....................................................................................... 59
Anexo 13 – Funcionamiento del programa ImageJ ......................................................... 59
Anexo 14 - Cocineta ....................................................................................................... 59
Anexo 15 – Reómetro ...................................................................................................... 60
Anexo 16 – Parámetros del reómetro modo Viscosidad.................................................. 60
Anexo 17 – Parámetros del reómetro modo Oscilación .................................................. 61
Anexo 18 – Distribución t student (Miller J.C. & Miller J.N., 1993) .............................. 61
Anexo 19 – Molino Manual ............................................................................................. 61
Anexo 20 – Molido de Quinua. ....................................................................................... 62
xi
Anexo 21 – Diagrama de causa y efecto. ......................................................................... 62
Anexo 22 – Diagrama de la metodología de trabajo ....................................................... 63
Anexo 23 – Control de Temperatura y Humedad. ........................................................... 64
Anexo 24 – Juego de tamices .......................................................................................... 64
Anexo 25 – Equipo de extracción de grasa ...................................................................... 65
Anexo 26 – Fundas herméticas ........................................................................................ 65
Anexo 27 – Desecador ..................................................................................................... 65
Anexo 28 – Aceite de girasol ........................................................................................... 65
xii
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1 Características nutricionales y de calidad del grano de quinua ............................... 7
Tabla 2 Porcentaje de proteínas para diferentes productos alimenticios ............................... 8
Tabla 3 CRA para diferentes fuentes proteicas .................................................................. 10
Tabla 4 Capacidad de retención de aceite .......................................................................... 12
Tabla 5 Tamaño de gotas de emulsiones usando diferentes proteínas como tensoactivos 13
Tabla 6 Capacidad espumante del aislado proteico de quinua (Sobrerrendimiento) ......... 14
Tabla 7 Viscosidad de ciertas sustancias a T y P ambiental............................................... 16
Tabla 8 Materiales y equipos .............................................................................................. 28
Tabla 9 Variable de estudio – Porcentaje de proteína ........................................................ 29
Tabla 10 Variable de estudio – Capacidad de retención de agua (CRA) ........................... 29
Tabla 11 Variable de estudio – Capacidad emulsificante (CEM) ...................................... 29
Tabla 12 Variable de estudio – Capacidad espumante (CES) ............................................ 30
Tabla 13 Variable de estudio – Viscosidad ........................................................................ 30
Tabla 14 Esquema para organizar los datos obtenidos ....................................................... 31
Tabla 15 Variables, dimensiones e indicadores ................................................................. 32
Tabla 16 Esquema para organizar los datos obtenidos del porcentaje de proteína ............ 32
Tabla 17 Esquema para organizar los datos obtenidos de la CRA ..................................... 33
Tabla 18 Esquema para organizar los datos obtenidos de la CEM .................................... 33
Tabla 19 Esquema para organizar los datos obtenidos de la CES ...................................... 34
Tabla 20 Esquema para organizar los datos obtenidos de la Viscosidad ........................... 34
Tabla 21 Porcentaje de grasa en harina de quinua ............................................................. 35
Tabla 22 Porcentaje de proteína (Rendimiento) ................................................................. 37
Tabla 23 Resultados de la Capacidad de retención de agua (CRA) ................................... 38
Tabla 24 Resultados de la Capacidad emulsificante (CEM) .............................................. 40
Tabla 25 Capacidad espumante (CES) ............................................................................... 42
Tabla 26 Resultados de Viscosidad .................................................................................... 44
xiii
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1: Secuencia de la hidratación de una proteína ........................................................ 10
Figura 2: Desnaturalización de una proteína por algún agente desnaturalizante ................ 11
Figura 3: Probabilidad de adsorción en la interfaz de dos líquidos ..................................... 12
Figura 4: Modelo de funcionamiento de un viscosímetro de cono y plato. ........................ 16
Figura 5: Plato Peltier PP 20 de un Reómetro Bohlin Instruments ..................................... 17
Figura 6: Espectro de fluorescencia de aislado proteico de quinua IF 0,5 .......................... 18
Figura 7: Solubilidad de las proteínas de quinua a diferentes valores de pH ...................... 18
Figura 8: Proceso de sublimación del agua ......................................................................... 19
Figura 9: Proceso de desengrasado de harina de quinua ..................................................... 22
Figura 10: Agitación de HQD ............................................................................................. 23
Figura 11: Proceso de extracción proteica ........................................................................... 23
Figura 12: Solubilidad de las proteínas de quinua a diferentes valores de pH .................... 24
Figura 13: Emulsión W/O vista desde un microscopio óptico con un lente de 4x .............. 26
Figura 14: Medición de la cantidad de espuma formada ..................................................... 26
Figura 15: Proceso de formación de gel y medición de sus propiedades reológicas .......... 27
Figura 16: Porcentaje de grasa en harina ............................................................................. 36
Figura 17: Porcentaje de proteína expresado como rendimiento. ....................................... 38
Figura 18: Capacidad de retención de agua ......................................................................... 39
Figura 19: Capacidad emulsificante .................................................................................... 40
Figura 20: Emulsione W/O vistas a través de un microscopio ............................................ 41
Figura 21: Emulsión W/O con azul de metileno ................................................................. 41
Figura 22: Capacidad espumante ......................................................................................... 43
Figura 23: Formación de espuma usando el aislado proteico seco. .................................... 43
Figura 24: Valores de viscosidad genérica .......................................................................... 44
Figura 25: Viscosidad Vs velocidad de cizallamiento ........................................................ 45
xiv
ÍNDICE DE ECUACIONES
Ecuación 1 – Expresión matemática para calcular la viscosidad dinámica..………………15
Ecuación 2 – Expresión matemática para calcular el esfuerzo cortante……..…………….15
Ecuación 3 – Expresión matemática para calcular el porcentaje de proteína……..……….24
Ecuación 4 – Expresión matemática para calcular la CRA………………………….…….25
Ecuación 5 – Expresión matemática para calcular la CES como sobrerrendimiento....….26
Ecuación 6 – Expresión matemática usada en la prueba t student por parejas…………….30
xv
SIMBOLOGÍA
mm milímetros
g gramos
ml mililitro (s)
w masa
v volumen
°C grados Celcius
HQD harina de quinua desengrasada
min minuto (s)
rpm revoluciones por minuto
pH potencial de hidrógeno
N normalidad (Normal)
CRA capacidad de retención de agua
CRAc Capacidad de retención de aceite
CEM capacidad emulsificante
CES capacidad espumante
PL aislado proteico liofilizado
P1 Procedimiento 1 – Con remoción de compuestos fenólicos
P2 Procedimiento 2 – Sin remoción de compuestos fenólicos
PH aislado proteico hidratado
Pa*s Pascales por segundo (viscosidad)
s segundos
xvi
“EVALUACIÓN DE LAS PROPIEDADES REOLÓGICAS Y FUNCIONALES DEL
AISLADO PROTEICO DE QUINUA (Chenopodium quinoa Willd) ECUATORIANA,
VARIEDAD INIAP-TUNKAHUAN”
Autor: Richy Paolo Lozano Pilca
Tutora: Verónica Jeanneth Taco Taco
Resumen
La quinua (Chenopodium quinoa Willd) es un alimento con alto potencial en la
alimentación humana por su valor nutricional y alta calidad proteica. En esta investigación
se estudiaron diferentes procedimientos de aislamiento de proteínas de la harina integral de
quinua ecuatoriana (variedad INIAP Tunkahuan), de alta producción en el país por su bajo
contenido de saponinas. El aislamiento de las proteínas de la quinua se realizó por
solubilización / precipitación isoeléctrica probando dos procedimientos con y sin remoción
de compuestos fenólicos, éstos podrían provocar efectos indeseables como el
oscurecimiento en el aislado proteico e influir en su digestibilidad. A partir de la harina de
quinua seca y desengrasada se solubilizó el contenido proteico a pH alcalino (9,0), luego se
realizó una precipitación a pH ácido (5,0). La remoción de compuestos fenólicos se
efectuó usando tratamiento ácido previo (pH 4,5) a su extracción.
Para evaluar su potencial tecnológico en el aislado liofilizado, se evaluaron sus
propiedades funcionales y reológicas. Los resultados mostraron que la remoción de
compuestos fenólicos afectó en gran medida a su color haciéndolo más oscuro y provocó
disminución en la cantidad de proteínas aisladas así como su capacidad de retención de
agua y emulsificante. Mientras que la capacidad espumante fue independiente del
procedimiento usado, por último en el aislado proteico obtenido sin la remoción de
compuestos fenólicos se observó una mayor viscosidad. Estos resultados muestran que las
características organolépticas y tecnológicas del aislado proteico de quinua ecuatoriana
variedad INIAP-Tunkahuan, que son importantes en la elaboración de productos
alimenticios al conferirle textura y consistencia, son afectadas con la remoción de
compuestos fenólicos.
Palabras clave: proteínas de quinua, solubilización / precipitación isoeléctrica,
propiedades funcionales y reológicas, compuestos fenólicos.
xvii
“EVALUATION OF THE REOLOGICAL AND FUNCTIONAL PROPERTIES OF THE
PROTEIN ISOLATION OF QUINUA (Chenopodium quinoa Willd) ECUATORIANA,
INIAP-TUNKAHUAN VARIETY”
Author: Richy Paolo Lozano Pilca
Tutor: Verónica Jeanneth Taco Taco
Abstract
Quinoa (Chenopodium quinoa Willd) is a food with high potential in human food for its
nutritional value and high quality protein. This research studied different procedures of
isolation of proteins of Ecuadorian quinoa (INIAP Tunkahuan variety) wheat flour, high
production in the country due to its low content of saponins. Isolation of proteins of quinoa
was conducted by solubilization / precipitation isoelectric testing two procedures with and
without removal of phenolic compounds, these could cause undesirable effects such as
dimness of the isolated protein and influencing its digestibility. From the defatted and dry
quinoa flour is solubilized protein content to alkaline pH (9.0), then held a precipitation at
acid pH (5.0). The removal of phenolic compounds was carried out using acid pretreatment
(pH 4.5) to its extraction.
To assess their technological potential in isolated lyophilized, rheological and functional
properties were evaluated. The results showed that the removal of phenolic compounds
greatly affect its color making it darker and caused a decrease in the amount of proteins
isolated as well as its capacity of water retention and emulsifier. While the foaming ability
was independent of the procedure used, last in the isolated protein obtained without the
removal of phenolic compounds was observed a higher viscosity. These results show that
organoleptic and technological characteristics of the isolated protein quinoa Ecuadorian
variety INIAP-Tunkahuan, which are important in the production of foodstuffs to give
texture and consistency, are affected by the removal of phenolic compounds.
Key words: quinoa proteins, solubilization / isoelectric precipitation, functional properties
and rheological, phenolic compounds.
xviii
.
1
Introducción
La quinua ha sido declarada por la Organización de las Naciones Unidas para la
alimentación y la agricultura FAO (por su siglas en inglés: Food and Agricultural
Organization) como uno de los cultivos que garantizará seguridad alimentaria en todo el
mundo en el siglo XXI (INAGROFA, 2016). En el 2013 fue declarado como año
internacional de la quinua debido a que fue uno de los principales alimentos en la
antigüedad de los pueblos andinos preincaicos (FAO, 2013). El interés en la quinua se ha
incrementado en los últimos años debido a su calidad nutricional comparable al de muchos
cereales los cuales tienen gluten, siendo de consumo idóneo para las personas con
enfermedades celiacas (Cordeiro. M.C. et al, 2012). La quinua en una excelente fuente de
proteínas en comparación con otros granos, pues contiene un espectro balanceado de
aminoácidos con alto contenido de lisina y metionina (Ng. Anderson et al., 2007).
La cantidad de proteínas que contiene la quinua depende de la variedad y el lugar en el que
se cultive, por lo que su contenido varía entre el 10,4 % y el 17,0 %; y aunque el contenido
de proteínas en la quinua sea mayor que en otros granos, se las reconoce más por su
calidad nutricional (FAO, 2013) la cual tiene una funcionalidad en cuanto a su utilización
(Matthews. D.E., 2005). La quinua ecuatoriana variedad INIAP-Tunkahuan es considerada
como una variedad dulce debido a su bajo contenido de saponinas (<0,011%) lo cual evita
un procesamiento posterior a su cosecha (Gómez-Caravaca. A. M. et al, 2014). Esta
característica hace que sea rentable además de disminuir gastos de energía y recursos
económicos, se ha reportado que la cantidad de proteínas en las semillas de quinua de esta
variedad es del 14,15 ± 0,28 % (Taco D., 2016) comparable a muchos cereales de consumo
masivo.
Las propiedades funcionales de las proteínas como la capacidad de retención de agua,
capacidad emulsificante y capacidad espumante, dependen de su peso molecular, la forma
estructural y su composición nutricional. En la quinua, las proteínas más importantes son
las globulinas y albuminas de pesos moléculas bajos (55 kDa y 66 kDa respectivamente)
por lo que estas proteínas tendrán efectos importantes sobre las características funcionales
organolépticas, sensoriales y nutricionales del producto en las que se incluyan influyendo
en la textura y consistencia (Badui. S., 2006).
Las proteínas de la quinua pueden interaccionar con los compuestos fenólicos provocando
reacciones no deseadas que modifican el color, sus características sensoriales y
nutricionales (Shahidi. F., 1992), debido a la pérdida de aminoácidos y vitaminas por
reacciones de oscurecimiento, afectando así a la solubilidad proteica, capacidad espumante
y capacidad emulsificante, (Badui. S., 2006), además podría tener efecto desfavorables
sobre las propiedades reológicas del aislado proteico de quinua como su viscosidad; se ha
visto en otras matrices como la canola que las reacciones proteína-fenol son responsables
de coloraciones oscuras y reacciones no deseadas (Rubino. M. I. et al, 1996), siendo este
entonces el objetivo del presente estudio, conocer el efecto de la remoción de compuestos
fenólicos del aislado proteico de la quinua ecuatoriana variedad INIAP-Tunkahuan usando
un tratamiento ácido previo a la extracción proteica de la harina desengrasada de quinua.
2
CAPÍTULO I
EL PROBLEMA
1.1 Planteamiento del problema
Los compuestos fenólicos al igual que varios ácidos grasos insaturados y
compuestos de carbonilo son causantes del pardeamiento no enzimático lo cual produce
sabores y colores desagradables, así también la oxidación enzimática que produce quinonas
las cuales se unen a la lisina y metionina en la estructura de las proteínas por lo que
dificulta su uso en alimentos. Si no se realiza un tratamiento inicial adecuado que remueva
la mayor cantidad de estos compuestos fenólicos responsables de los cambios
organolépticos y oscurecimientos del aislado proteico (Sosulski. F., 1979), éstos podrían
afectar directamente a sus propiedades (Badui. S., 2006), provocando astringencia debido a
su contenido de taninos (Shahidi. F., 1992), la mayoría de estos compuestos fenólicos se
unen a las proteínas por diferentes medios como enlaces de hidrogeno, enlaces covalente,
interacciones hidrofóbicas y uniones iónicas; siendo predominante la unión iónica con un
30% aproximadamente y las otras causas de unión alrededor de un 10% (Xu L. & Diosady
L., 2002).
Xu y Diosady en 2002, encontraron que la eliminación de compuestos fenólicos en el
aislado proteico de canola dio como resultado un color más claro y un sabor más suave al
gusto por lo que su incorporación a nuevos productos alimenticios es más viable. De
acuerdo a lo mencionado anteriormente, en esta investigación se evaluará el efecto de la
remoción de los compuestos fenólicos de los aislados proteicos de quinua ecuatoriana de la
variedad INIAP Tunkahuan en sus propiedades reológicas y funcionales, los resultados que
se han obtenido servirá de base para estudios posteriores sobre la elaboración de productos
de alto valor agregado, destinados a la alimentación humana como suplementos
alimenticios destinados a grupos específicos como niños, ancianos, vegetarianos o
deportistas de alto rendimiento (Bean. A., 2005), y alimentos funcionales para personas
que busquen alimentos de elevada calidad nutricional y que pueda prevenir enfermedades
por su buen contenido de aminoácidos esenciales (Badui. S., 2006).
1.2 Formulación del problema
¿El procedimiento usado para remover los compuestos fenólicos previo a su
solubilización alcalina a pH 9,0 y posterior precipitación isoeléctrica a pH 5,0 en la
obtención del aislado proteico de quinua tendrá efecto en sus propiedades
funcionales y reológicas?
¿La remoción de los compuestos fenólicos previo a su extracción afectará a la
cantidad de proteínas extraídas y su rendimiento?
3
1.3 Objetivos
1.3.1 Objetivo general
Evaluar las propiedades reológicas y funcionales del aislado proteico de quinua
(Chenopodium quinoa Willd) variedad INIAP – Tunkahuan
1.3.2 Objetivos específicos
Aislar las proteínas de quinua por ambos procedimientos: con y sin remoción de
compuestos fenólicos.
Liofilizar las suspensiones proteicas de quinua para obtener los aislados
deshidratados (secos) por ambos procedimientos.
Verificar si existe una diferencia entre la cantidad de proteínas extraídas por
ambos procedimientos: con y sin remoción de compuestos fenólicos.
Determinar el efecto de la remoción de compuestos fenólicos del aislado proteico
sobre sus propiedades funcionales como: capacidad de retención de agua,
capacidad emulsificante y capacidad espumante.
Determinar el efecto de la remoción de compuestos fenólicos del aislado proteico
sobre sus propiedades reológicas como viscosidad.
1.4 Justificación e importancia
La quinua es un producto nativo de la región Andina de alto valor, no solo
nutricional sino también ancestral, pues constituyó uno de los alimentos principales de la
cultura Inca. En la actualidad dentro del país la quinua se limita al consumo de sus semillas
en sopas o reemplazando al arroz en las comidas, también en el mercado se encuentran
diversos productos como galletas, cereales, pan, etc. a nivel mundial el interés en este
pseudocereal se ha incrementado notablemente por su amplia variabilidad genética, su
adaptación para crecer en condiciones medioambientales muy adversas y por sus posibles
aplicaciones tecnológicas y comerciales en la elaboración de productos de alto valor
agregado, no solo en la industria de los alimentos sino también en la farmacéutica
(Miranda M. et al, 2010).
El aislado proteico de la quinua ecuatoriana variedad INIAP-Tunkahuan es una fuente
prometedora e impresionante de nutrientes, con un gran potencial para ser usado en la
elaboración de nuevos productos como suplementos alimenticios destinados a grupos
específicos como niños, adultos mayores, vegetarianos y deportistas de alto rendimiento
(Bean. A., 2005) o alimentos funcionales destinados para las personas que busquen
alimentos cada vez más sanos y de mejor calidad, pero todavía se requieren de más
estudios para probar y mejorar sus propiedades funcionales y reológicas que tienen una
4
elevada importancia en la elaboración de alimentos y aditivos (Elsohaimy S. A. et al,
2015).
Estas propiedades pueden modificarse por interacciones no deseadas con compuestos
fenólicos contenidas en forma natural en las semillas de quinua, siendo necesario su
remoción previa a la extracción de sus proteínas, por lo que el presente estudio se enfoca
en la evaluación del efecto de la remoción de los compuestos fenólicos en las propiedades
funcionales y reológicas del aislado proteico, el que será utilizado en investigaciones
posteriores en la elaboración de nuevos productos con alto valor agregado contribuyendo
de esta forma al cambio de la matriz productiva que promueve el gobierno Ecuatoriano
actual.
5
CAPITULO II
MARCO TEÓRICO
2.1 Antecedentes
Se han realizado investigaciones acerca de la determinación de propiedades
reológicas y funcionales en aislados proteicos de quinua de diferentes regiones de sus
países de origen a más de estudios que demuestran la interacción entre proteínas y
compuestos fenólicos que afectan a las propiedades antes mencionadas de los cuales
podemos citar los siguientes artículos científicos y revisiones:
- Elsohaimy S.A. y colaboradores en 2015 investigaron las propiedades
fisicoquímicas y funcionales del aislado proteico de quinua para un uso potencial
en la fabricación de alimentos a base de este asilado, este aislado proteico mostró
absorción de agua de 3,94 +/- 0,06 ml/g y absorción de aceite con valor de 1,88 +/-
0,02 ml/g; el valor de capacidad de formación de espuma fue de 69,28 +/- 9,39% en
promedio y este valor aumento con el incremento de la concentración de proteína,
es por eso que la quinua está siendo usada como ingrediente en suplementos
alimenticios y alimentos funcionales.
- L´Hocine L. y colaboradores, en 2006 se evaluaron las condiciones de extracción y
se evaluó el efecto sobre las propiedades funcionales del aislado proteico de soja,
dentro de las cuales la principal diferencia es la disminución en la capacidad
emulsionante, marcada disminución en la capacidad de retención de grasa de harina
desengrasada usando un método alternativo al de desengrasado con hexano, este
trabajo concluyó que las condiciones de procesamiento de soja modifican las
propiedades funcionales específicas de los aislados proteicos obtenidos por
diferentes tratamiento los cuales removían los compuestos fenólicos previa a su
solubilización.
- Cordero-de-los-Santos M.Y. y colaboradores en 2005 evaluaron dos métodos de
extracción de proteínas en amaranto como fueron precipitación isoeléctrica y
micelación con lo que demostraron que los tratamientos extremos de pH en ambos
métodos dan como resultado una desnaturalización parcial con una mejora de
algunas propiedades funcionales del aislado proteico.
- Lilian E. Abugoch James en 2009 evaluó las propiedades funcionales, composición
química y nutricional de la quinua (Chenopodium quinoa willd) donde se encontró
que el aislado obtenido a un pH de 9 es ideal como ingrediente en bebidas nutritivas
mientras que el aislado a pH 11 se podía usar más en salsas y sopas por su color y
propiedades funcionales propias del aislado proteico.
- L. Xu& L.L. Diosady en 2002 nos dicen que la causa importante del color oscuro y
del sabor indeseable en aislados de proteína de canola se deben a las interacciones
proteína-compuestos fenólicos por lo que se desarrollaron una variedad de
tratamientos previos para la eliminación de compuestos fenólicos antes de la
6
extracción de la fracción proteica de canola, finalmente luego de estos tratamientos
previos en los que incluye un pretratamiento ácido para lograr la mayor remoción
de compuestos fenólicos y luego de la evaluación sensorial se confirmó la
eliminación de colores y sabores desagradables de los aislados proteicos de canola.
- F. Sosulski en 1979 evaluaron los efectos organolépticos y nutricionales de los
compuestos fenólicos en los productos de semillas oleaginosas, dentro de esta
revisión destaca que los compuestos fenólicos son tan importantes como los ácidos
grasos insaturados compuestos de carbonilo y el pardeamiento no enzimático en el
desarrollo de colores y sabores desagradables en productos alimenticios ya que
estos compuestos fenólicos al oxidarse y formar quinonas se unen a aminoácidos
como lisina y metionina en la estructura de las proteínas lo cual es el causante de
los colores oscuros y marones.
- M.I. Rubino, y colaboradores en 1997 investigaron acerca de las interacciones entre
los compuestos fenólicos y la proteína de canola produciendo la unión entre el
ácido sinápico y la proteína de canola a través de interacciones electrostáticas, la
presencia de cualquiera de estos compuestos fenólicos dio lugar a un deterioro de
las características de los geles.
Luego de haber revisado estos artículos acerca de las propiedades funcionales de aislados
proteicos de quinua, amaranto y canola a más de artículos acerca de la remoción de los
compuestos fenólicos por el procedimiento propuesto que consiste en un tratamiento ácido
antes de la solubilización alcalina y su posterior precipitación isoeléctrica; se puede
verificar que no existen estudios acerca de la variedad INIAP Tunkahuan especifica de este
estudio por lo que se tomaran como antecedentes estos estudios previos para
comparaciones.
2.2 Fundamento teórico
2.2.1 Quinua (Chenopodium quinoa Willd)
La quinua es una planta de desarrollo anual, dicotiledónea que alcanza alturas de 1 a 3
metros cuyo grano (semilla) puede medir en promedio 2.5 mm con un gran valor
nutricional debida a su buen balance de aminoácidos esenciales, la quinua es considerada
un pseudocereal debido a que no pertenece a la familia de las gramíneas y son
dicotiledóneas a diferencia de los cereales que son monocotiledóneas, sin embargo
producen granos y semillas similares tanto en función como en composición siendo usados
de igual forma que ciertos cereales (Alvarez-Jubete L. et al, 2010), a más de no poseer
gluten y ser adaptables a muchos ambientes rústicos al igual que otros pseudocereales
como el amaranto (Peralta. E., 2009-11); en el Ecuador durante 2010-2014, ha tenido un
crecimiento promedio anual del 53,78% y en el último año se denota un crecimiento del
243,72% en relación al año anterior (Banco Central del Ecuador, 2015).
Actualmente se reconoce a la quinua por su alto valor nutritivo y fácil digestibilidad, sus
granos poseen mayor valor nutricional que los cereales tradicionales consumidos en el
Ecuador y ya es un prometedor cultivo mundial para la nutrición humana (Vega-Gálvez A.
et al, 2010). En la actualidad se producen dos variedades que son: INIAP Tunkahuan e
7
INIAP Pata de Venado las cuales son cultivadas por INIAP y están guardadas en su banco
de germoplasma, esta variedad ecuatoriana INIAP-Tunkahuan tiene excepcionales
porcentajes de vitaminas, minerales, antioxidantes y otros nutrientes el cual conjuntamente
con MAGAP han desarrollado kits para fomentar la siembra y cosecha de esta variedad
baja en saponinas (Peralta. E. et al, 2012).
Es así una fuente muy buena de vitaminas y minerales como también de polifenoles,
fitoesteroles, flavonoides y una proporción interesante de omega 6 junto a un notable
contenido de tocoferoles con posibles beneficios nutracéuticos (Abugoch. L., 2009).
2.2.2 Composición química del grano de quinua variedad INIAP – Tunkahuan
En la Tabla 1 se muestran las características nutricionales y de calidad del grano de quinua
(Chenopodium quinoa Willd) de la variedad INIAP Tunkahuan que, aunque siendo un
pseudocereal se asemeja en la cantidad de proteínas de muchos cereales de mayor consumo
como maíz y arroz, incluso llegando a superar esta cantidad (Peralta. E., 2009-11).
Tabla 1
Características nutricionales y de calidad del grano de quinua
Característica Variedad INIAP Tunkahuan
Color de grano Blanco
Grano de primera, % 80 a 90
Peso hectolítrico, kg/hl 65
Tamaño de grano, mm 1,7 a 2,1
Contenido de saponinas, % 0,06
Deterioro de grano Muy bajo
Forma de grano Redondo aplanado
Proteína total, % 15,73
Grasa, % 6,11
Cenizas, % 2,57
Fibra, % 6,22
Calcio, % 0,10
Fósforo, % 0,35
Potasio, % 0,66
Energía total, kcal 4744
Nota: Tomado de Nieto (1992)
8
2.2.3 Proteínas del grano de quinua
La quinua posee una alta calidad de proteínas que se determina en base a la composición
de aminoácidos presentes, la cual le confiere un valor nutricional muy alto (Vega-Gálvez
A. et al, 2010), cabe destacar que al comparar el perfil de aminoácidos del grano de quinua
con el de otros cereales de mayor consumo no se observa la deficiencia de Lisina como
sucede en el caso del maíz, arroz y trigo al compararlo con el patrón de FAO, de ahí la
importancia de conocer las propiedades del grano de quinua, el análisis bromatológico
muestra un alto contenido de proteínas (14,15 +/- 0,28 %) comparable a varios cereales de
gran consumo como el arroz y el maíz como se muestra en la Tabla 2; dentro de las
proteínas de quinua, las más importantes son las globulinas con pesos moleculares
alrededor de 52 kDa y las albuminas entre 76 y 12 kDa, estas proteínas confieren
propiedades organolépticas, fisicoquímicas y funcionales a la matriz del alimento lo cual
aumenta su valor nutricional (Badui. S., 2006).
Tabla 2
Porcentaje de proteínas para diferentes productos alimenticios
Producto g de proteína / 100 g de producto
Quinua 14,12
Quinua Salta * 16,30
Trigo KAMUT Khorasan 14,54
Trigo Sarraceno * 13,10
Soya 36,50
Arroz blanco 6,81
Cebada descascarada 12,48
Maíz amarillo 9,42
Amaranto (grano) 13,56
Nota: Tomado de USDA, (2017) y Mora C. et al., (2016)
2.2.4 Reacciones entre proteínas y compuestos fenólicos
La variedad INIAP-Tunkahuan muestra un contenido de 37 ± 3,58 mg de ácido gálico /
100 g de muestra (Taco D., 2016), estos compuestos fenólicos en general son ácidos
fenólicos, flavonoides, estilbenos y ligninas y son los principales antioxidantes que se
extraen de las plantas, los cuales evitan fenómenos de oxidación de los ácidos grasos
presentes en la quinua, todo esto debido a las propiedades reductoras y la estructura
química de estos compuestos los cuales estabilizan los radicales libres formados durante
procesos oxidativos (Shahidi. F., 1992).
La unión entre proteínas y compuestos fenólicos, tiene una gran importancia en las
propiedades organolépticas, funcionales y reológicas, ya que se conoce que la interacción
proteína-fenol da como resultado polímeros altamente coloreados responsables de la
coloración marrón oscura en aislados de proteínas. (Xu L. & Diosady L., 2002), existen
muchos mecanismos por los cuales los compuestos fenólicos pueden ligarse a las proteínas
9
como son enlaces de hidrógeno, enlaces covalentes, interacciones hidrofóbicas y enlaces
iónicos (Rubino. M. I. et al, 1996), además de que el medio en el que se encuentren
también ayuda a esta reacción, ya que se ha comprobado que en condiciones alcalinas se
favorece la reacción entre estos compuestos (Sosulski. F., 1979), también pueden ser
afectadas estas reacciones por el nivel de oxígeno, el tiempo y la temperatura a la cual
estén expuestas (Bejosano. F. & Corke. H., 1998).
2.2.5 Propiedades funcionales
Las proteínas para su uso como complemento en productos alimenticios deben tener un
buen valor nutricional, a más de esto se caracterizan por poseer propiedades funcionales,
las cuales se definen como toda propiedad que intervenga o no en su manipulación
(Kligner. K. & Mangino. M., 1991) y que proporcionan información acerca de su
comportamiento dentro de un sistema alimenticio (Hermansson. M., 1979), este
comportamiento depende de las propiedades fisicoquímicas las cuales tienen cambios
durante el proceso, almacenamiento, preparación (Badui. S., 2006) y separación de las
proteínas por diferentes métodos de extracción para la obtención de aislados proteicos
(Libia. L., 2012), a más de tener influencias sobre sus atributos sensoriales (Damodaran,
2010), las propiedades que se destacan son la solubilidad, viscosidad, absorción de agua,
gelación, emulsificación como la capacidad de ligar grasa en su estructura y espumado
para aumentar el volumen en productos batidos, helados o merengues, etc. (Kinsella. J.E. et
al, 1985).
2.2.5.1 Capacidad de retención de agua
Dentro de estas propiedades de las proteínas se encuentran las propiedades de hidratación
que depende de las interacciones agua-proteína dentro de un alimento y modifica las
propiedades fisicoquímicas de las mismas (Badui. S., 2006), lo cual resulta de la gran
afinidad de los grupos iónicos que se solvatan en el agua para luego la solvatación de los
grupos polares y apolares para formar una monocapa en la superficie de la proteína
formando puentes entre el agua y la proteína como se muestra en la figura 1 (Damodaran,
2010). Esta capacidad de ligamiento de agua se expresa como gramos de agua por gramo
de proteína en polvo cuando está a un 90-95% de humedad relativa (Kunts. I., 1971),
existen factores ambientales como conformación de la estructura interna de las proteínas,
pH, temperatura, fuerza iónica de las sales presentes los cuales influyen sobre esta
capacidad de retener agua ligada generando importantes funciones en las propiedades de
superficie de las proteínas (Vani B. & Zayas J., 1995), para las distintas aplicaciones en
alimentos se debe tener presente que interesa más la capacidad de retener agua contra la
fuerza de gravedad como en el caso de los geles en lugar de su capacidad de ligar agua
(Quinn. J. & Paton. D., 1979), por lo que no existe una correlación entre la solubilidad de
las proteínas y la capacidad de ligar agua dentro de su estructura (Ahmedna M. P., 1999).
10
Figura 1: Secuencia de la hidratación de una proteína
Nota: Tomado de Damodaran (2010)
La proteína no hidratada (A) se hidrata primero sus grupos cargados (B) para luego agrupar
más moléculas de agua (C) terminando así su hidratación (D) y se empieza a formar una
monocapa de agua (E) y esta se rodea con una capa de agua (F) y luego finaliza este
proceso en (G)
Tabla 3
CRA para diferentes fuentes proteicas
Proteína CRA (ml de agua / g de
proteína)
Quinua 3,94 ± 0,06
Trigo 3,67 ± 0,05
Soya 4,05 ± 0,15
Arroz * 2,60 ± 0,27
Cebada Cañicapa ** 1,35 ± 0,00
Maíz I – 122 ** 1,249 ± 0,01
Nota: Tomado de Elsohaimy, (2015); Pinciroli, (2010)* y Cerda, (2010)**
Densidad agua: 1,0 g/ml
Esta capacidad de ligar agua se relaciona con la composición de aminoácidos, mientras
más aminoácidos cargados más agua podrán retener la proteína (Badui. S., 2006), en la
Tabla 3 se muestra la CRA de varias proteínas extraídas de las respectivas harinas donde se
ve claramente que la quinua tiene una similar CRA que la soya y superior al trigo y maíz
que son de mayor consumo.
11
2.2.5.2 Capacidad gelificante
Esta propiedad consiste en la transformación de una proteína de estado sol a un estado gel,
este es un sistema intermedio entre un sólido y un líquido que no presenta flujo o fluidez en
estado estacionario (Ferry. J. D., 1961) pero que en estado no estacionario exhiba un flujo
de sus sistema diluido, facilitado en la mayoría de casos por calor, enzimas o cationes
divalentes dando como resultado una desnaturalización de las proteína y formando una
estructura de red dando la apariencia de estructura gelificada (Fennema O. R., 1996), puede
darse la formación de un estado progel por desnaturalización debida al calor inducido para
la polimerización de las proteínas las cuales al enfriarse forman uniones estables debidas a
sus grupos funcionales constituyendo así la gelificación (Renkema. J. M. et al, 2000).
La desnaturalización por calor como se muestra en la figura 2 es generalmente irreversible
debido a que al momento del despliegue de las proteínas estas pierden su conformación y
no regresan a su estado natural, mientras que en ciertos casos puede ser reversible (Sathe S.
y Salunkhe D., 1997) como por ejemplo los geles formados por interacciones no covalentes
son reversibles térmicamente como el caso de la gelatina, al contrario que los geles
formados por interacciones hidrofóbicas como son los puentes sulfhidrilo-disulfuro hechos
entre grupos cisteína y cistina son térmicamente irreversibles como en el caso de la clara de
huevo compuesta especialmente por Ovoalbúminas (Meng. G-T. et al, 2002).
Figura 2: Desnaturalización de una proteína por algún agente desnaturalizante
Nota: Tomado de http://powerexplosive.com/desnaturalizacion-proteica/
Termodinámicamente hablando la estructura de un gel es estable cuando la energía cinética
térmica sea menor a la suma de interacciones dentro de un gel, por lo que la estructura en
forma de gel se mantendrá en el caso que la agregación sea irreversible (Clark. A. H. &
Tuffnell Lee, 1986) así entonces estas propiedades se usan con la finalidad de mejorar la
formación de geles o sólidos viscoelásticos, como también la estabilidad de emulsiones y
espumas (Fennema, 1993), como se ha visto en la formación de geles con proteínas de
amaranto (Avanza M.V. et al, 2004).
2.2.5.3 Capacidad emulsificante
Es una de las propiedades interfaciales más importantes que se basa en la hidrofobicidad
del compuesto apolar y la hidrofilicidad del componente polar para poder formar una fase
estable que es formada por aceite, agua, un emulsificante y aplicando energía generalmente
mecánica gracias a la flexibilidad, rigidez, tamaño y textura de la proteína para una buena
formación de películas dentro de su estructura (Badui. S., 2006).
12
Figura 3: Probabilidad de adsorción en la interfaz de dos líquidos
Nota: Tomado de Damodaran (1990)
Siendo esta propiedad consecuencia de los fenómenos de superficie al igual que la
formación de espuma (capacidad espumante), depende de las regiones hidrofóbicas que
están en contacto con la interfase acuosa y oleosa (Damodaran. S., 1990), como se muestra
en la figura 3 la formación de una emulsión usando proteínas como emulsificante depende
de la probabilidad de adsorción en la interfase entre el agua y el aceite (Badui. S., 2006).
Tabla 4
Capacidad de retención de aceite
Proteína CRAc (ml de aceite / g de proteína)
Quinua 1,88 ± 0,02
Trigo 1,58 ± 0,03
Soya 2,10 ± 0,10
Nota: Tomado de Elsohaimy et al. (2015)
En la Tabla 4, se muestran diferentes valores de absorción de aceite debida a sus centros
activos en la superficie de la proteína al momento de unir ambas fases, esta CRAc difiere
de la capacidad emulsificante debida a la capacidad de formación de micelas para formar
una sola fase, mientras que la CRAc es solo un fenómeno de superficie. (Badui. S., 2006).
Existen varios métodos los cuales permiten determinar la formación y estabilidad de
emulsiones como son la medición del tamaño de gota por microscopia óptica, fluorescencia
y determinar si la emulsión es del tipo O/W o W/O y verificar si es una emulsión
homogénea o heterogénea, otro método se basa en el cambio de viscosidad, resistencia
eléctrica o color antes de la ruptura de la emulsión, centrifugación o calentamiento
(McClemens. D., 1999), velocidad de degradación, la estabilidad a tiempos grandes, la
resistencia al cremado y la distribución del tamaño de gotas (Mason. T., 1999), reactividad
13
química como cinética de las reacciones de polimerización (Sood. A. & Awasthi. S., 2003),
una forma común de caracterizar una emulsión es la determinación del tamaño de las
emulsiones usando parámetros que indican su dispersión, como el tamaño de gota medio lo
cual se puede determinar por microscopía óptica (Polat H. et al, 1999), y aunque son una
medida de aproximación son ampliamente usados ya que su observación es directa y puede
considerarse como absolutos (Isaacs. E. & Chow. R., 1992).
Tabla 5
Tamaño de gotas de emulsiones usando diferentes proteínas como tensoactivos
Proteína Tamaño (um) Velocidad (rpm) pH
Cangrejo 2,5 ± 1 6000 10
Gluten 15 ± 1 6000 10
Soya 10 ± 1 6000 10
Nota: El tamaño de gota depende de pH, velocidad, temperatura, etc.
Nota: Tomado de Bengoechea (2008)
Dentro de los factores que influye en la formación de la emulsión es la solubilidad de las
proteínas, aunque se tienen buenos resultados con rangos de solubilidad que van desde
25%-80%, el problema se da cuando las proteínas usadas son insolubles o débilmente
solubles en cuyos casos se puede usar sales para aumentar la solubilidad (Elsohaimy S. A.
et al, 2015).
“Se ha observado que un incremento de la velocidad de agitación empleada durante la
preparación o de la concentración de emulsionante dan lugar a un aumento de los módulos
viscoelásticos y a una disminución del tamaño de gotas” (Bengoechea, 2008, p 62).
2.2.5.4 Capacidad espumante
Esta propiedad sigue un mecanismo de adsorción en la interfase de las proteínas con la
formación de una película, dependiendo como estén organizadas dentro de su estructura,
esta propiedad brinda flexibilidad, rigidez y volumen a productos batidos, helados,
aderezos y espumas (Kinsella. J. & Melachouris. N., 2009) Estas espumas están
constituidas de una fase continua liquida acuosa y una fase dispersa que generalmente es
aire, las espumas hechas usando proteínas se pueden formar por burbujeo, agitación
constante o batido para la incorporación de aire dentro de las estructuras. (Fennema, 1993).
Para la evaluación de esta propiedad se mide la cantidad de área interfacial (volumen) que
puede crearse con las proteínas usadas y expresarse como sobrerrendimiento o poder
espumante, sabe recalcar que la formación de espuma se ve afectada por el método que se
use para la incorporación de gas dentro del sistema, esta capacidad de formación de
espuma aumenta cuando la concentración de proteína. (Kinsella. J.E. et al, 1985), como se
puede ver en la Tabla 6 al aumentar la cantidad de proteínas, su capacidad de formación de
espuma aumenta, siendo esta propiedad de mucha importancia en la elaboración de
helados, cremas, merengues, etc. (Badui. S., 2006).
14
Tabla 6
Capacidad espumante del aislado proteico de quinua (Sobrerrendimiento)
Proteína de quinua (% w/v) % Espuma
0,10 58.37 ± 2,14
0,50 64,71 ± 1,79
1,00 75,41 ± 2.38
3,00 78,62 ± 2.54
Nota: Tomado de Elsohaimy et al. (2015)
Antes de la utilización de las proteínas para formar espumas se debe considerar la
estabilidad frente a la gravitación y también al estrés mecánico, algunas pruebas brindan
resultados empíricos ya que depende del tamaño de las gotas dentro de la espuma formada,
aunque el método más directo es la reducción del área interfacial de la espuma en función
del tiempo (Murray B. & Ettelaie R., 2004).
Existen factores que influyen en la formación y estabilidad de la espuma como son el pH,
sales, azucares, lípidos, temperatura y concentración de la propia proteína. (Carrera S. et al,
2005).
2.2.6. Reología
Parte de la ciencia que estudia los fenómenos de flujo y deformación de un cuerpo, todo
esto dentro del análisis de las propiedades mecánicas de los diferentes sistemas que pueden
ser gases, líquidos, plásticos u otros sistemas de tipo pastoso o suspensiones (Bird B. et al,
1998), dentro de las cuales la elasticidad, plasticidad y viscosidad de la materia tiene un
papel importante en el comportamiento final de un sistema (Alvarado. J de D., 2001).
Una sustancia que tiende a deformarse cuando se aplica un esfuerzo (cizalla) generalmente
mecánico tiende a fluir, por lo que la relación que exista entre esfuerzo y deformación nos
indica el tipo de propiedades y caracteriza el comportamiento reológico de un fluido como
puede ser viscoso, elásticos o viscoelásticos. (Alvarado, 1996), así entonces se debe usar la
reometría como medida para determinar relaciones cuantitativas y cualitativas entre estas
propiedades como el caso de la viscosidad en la cual se usa un reómetro. (Alvarado. J de
D., 2001)
2.2.6.1 Reología en alimentos
El comportamiento reológico dentro de la industria alimentaria tiene diferentes
aplicaciones dentro del campo de la ingeniería como son los extrusores, intercambiadores
15
de calor, mezcladoras entre otras, además de la evaluación de textura (propiedades
texturales) y consistencia como también estabilidad de emulsiones y de suspensiones
(Ramírez. J. S., 2006). Aquí se estudia todo lo que es el flujo y la deformación de materias
primas, productos en proceso y los productos terminados (White. G., 1970), aunque no
cubre todo aspectos como la reducción de tamaño por masticación, la habilidad de cambiar
de estado al aplicar calor, entre otros (Bourne. M., 2002).
Estas aplicaciones de igual manera sirven para conocer el estado que puede tomar ciertos
alimentos al aplicar un esfuerzo mecánico sobre ellos, así entonces sus propiedades tendrán
un enfoque diferente hacia la elaboración de distintos productos de consumo y que a partir
de 1929 ha ganado un importante espacio dentro de los procesos industriales (Ramírez. J.
S., 2006).
2.2.6.2 Viscosidad
Definida como la resistencia de una solución a fluir bajo una fuerza aplicada o esfuerzo
cizalla debido a que no puede soportar el esfuerzo aplicado sobre el mismo sin ponerse en
movimiento, es decir es la relación entre el esfuerzo y el cizallamiento (Bird B. et al,
1998), esto se produce debido a que la fuerza de atracción que mantienen unidas a las
moléculas al pasar por un tubo generan fricción y se produce una resistencia a fluir
denominada viscosidad (Romo S., 1972). En las proteínas esta propiedad depende de la
forma, tamaño, flexibilidad e hidratación de las mismas, dependiendo del peso molecular
la viscosidad aumentará (Badui. S., 2006), pero a medida que se induce calor y aumenta la
temperatura en un sistema líquido su viscosidad decrece (Romo S., 1972).
η = A
F∗
Δ𝑣
Δ𝑧 Ecuación 1
Donde 𝜂 es el valor de la viscosidad, F es la fuerza tangencial proporcional al área A y al gradiente
de velocidad de cizallamiento Δ𝑣 / Δ𝑧.
Ecuación 2
Donde es el esfuerzo cortante, es la viscosidad y es la velocidad de deformación.
En las proteínas esta propiedad sigue una relación exponencial con la concentración por
sus interacciones proteína-proteína y su capacidad de hidratación (Damodaran, 2010), en la
tabla 2 se muestran los rangos de valores de viscosidad aproximados de diferentes
sustancias:
16
Tabla 7
Viscosidad de ciertas sustancias a T y P ambiental
Fluido Viscosidad
aproximada (mPa*s)
Fluido Viscosidad aproximada
(mPa*s)
Vidrio 1x1044
Glicerol 1x103
Vidrio fundido 1x1013
Miel líquida – jarabes 1x102
Betún 1x1011
Aceite de oliva 1x102
Polímeros fundidos 1x106
Agua 1x100
Miel de abeja 1x104
Aire 1x10-2
Proteína de Quinua 0,5%* 80,88 ± 0,64 Proteína de patata 2%
y quitosano 0,5% **
(3-4)x103
Nota: Tomado de Ramírez, (2006); Cerezal, (2012)* y Calero, (2013)**
2.2.6.3 Viscosímetro de plato y cono
En este tipo de equipo, el fluido se mantiene unido por su propia tensión superficial
al plato o cono que presiona al fluido mientras este gira y genera fricción como se muestra
en la figura 4 mientras que la superficie de abajo se mantiene estacionario (Bourne. M.,
2002).
Figura 4: Modelo de funcionamiento de un viscosímetro de cono y plato.
Nota: Tomado de Bourne (2002)
La ventaja de utilizar este tipo de viscosímetro es su velocidad de cizallamiento, la cual en
todos los puntos del fluido es uniforme a las condiciones que se realice las mediciones
siempre y cuando el ángulo del cono sea pequeño (Slattery. H. S., 1961).
Las proteínas al momento de la desnaturalización forman una red la cual dependiendo del
tipo de gel formado y su consistencia se debe definir el tipo de viscosímetro a ser usado, se
debe cuidar que al momento que se encuentra el plato o cono en contacto con la muestra y
la superficie de abajo solamente se encuentre el fluido entre ambos para no generar tensión
superficial fuera del plato como se indica en la figura 5.
17
Figura 5: Plato Peltier PP 20 de un Reómetro Bohlin Instruments
Nota: Tomado de Laboratorio de Nanotecnología – FCQ (2017)
Este tipo de viscosímetro tiene varias ventajas como el uso de una pequeña cantidad de
muestra, debido a que se coloca entre ambos platos se puede controlar muy bien la
temperatura, incluso dependiendo el equipo se podría analizar cómo cambia la estructura
del fluido en función de una rampa de temperatura, de igual manera se tienen desventajas
sobre los disolventes volátiles cuando se realiza este tipo de experimentaciones dando
como resultado un aumento en la concentración de los compuestos no volátiles (Steffe. J.,
1992).
2.2.6.4 Tipos de viscosidad
Viscosidad Dinámica, denominada “η” se define como la pendiente en cada punto en una
representación gráfica donde se usa como variable el esfuerzo cortante en función de la
velocidad de deformación.
Viscosidad Aparente, igual que la viscosidad dinámica con la diferencia que esta es la
pendiente desde el origen.
Viscosidad Cinemática, definida como el cociente entre la viscosidad dinámica y la
densidad del fluido para fluidos no newtonianos (Ramírez. J. S., 2006).
2.2.7. Solubilidad alcalina y precipitación isoeléctrica
Muchas proteínas de fuentes vegetales son solubles en pH alcalinos entre 8-9 por lo cual se
usa como método de extracción en fuentes como cereales y leguminosas, luego la proteína
se recupera por precipitación isoeléctrica en el rango de pH de 4,5 a 4,8 (Lakemond. C. et
al, 1985-90), en la Figura 7 se puede ver la solubilidad de las proteínas de quinua en la que
se evidencia que desde el pH de 4,0 ya empieza a solubilizarse la proteína y a un pH de 5,0
gran cantidad de proteínas ya están solubilizadas, alcanzando su mayor porcentaje de
solubilidad entre un pH de 8,5-9,0.
18
Figura 6: Espectro de fluorescencia de aislado proteico de quinua IF 0,5
Nota: Tomado de Rivera (2006)
Hay que tomar en cuenta que el comportamiento de la solubilidad y precipitación
basándose en los puntos isoeléctricos, cambia cuando se trata a las proteínas térmicamente
por motivo del desplegamiento debido a la desnaturalización (Zhu H. & Damodaran S.,
1994), y como se indica en la Figura 6 se observa que a un pH de 9,0 existe una mayor
intensidad fluorescente indicando que a ese pH se encuentra la mayor cantidad de
proteínas, por lo que se toma este dato como referente para la extracción proteica posterior.
Figura 7: Solubilidad de las proteínas de quinua a diferentes valores de pH
Nota: Tomado de Rivera (2006)
2.2.8 Liofilización
Este proceso consiste en el secado de un producto por sublimación (paso directo de solido
a gas sin pasar por líquido) del agua, este proceso sigue la ruta a-b-c de la Figura 8 en el
cual inicialmente el producto debe congelarse a una temperatura de al menos -20°C lo cual
forma hielo amorfo y no redes estructurales, luego mientras el agua del producto sigue
congelada se produce una disminución de presión por debajo del punto triple y por último
19
se aplica una cantidad pequeña de calor por radicación suficiente para sublimar el agua y
evitando así el proceso de fusión del hielo (Badui. S., 2006).
Figura 8: Proceso de sublimación del agua
Nota: Tomado de Badui (2006)
El proceso de sublimación del agua es usado como fuerza directriz dentro del proceso de
liofilización al cual se le aplica un calor latente de sublimación de 675 cal/g para retirar el
agua (Badui. S., 2006), inicialmente era usada en la industria farmacéutica, pero cada vez
se usa más en la industria alimentaria para la deshidratación de alimentos sensibles al calor
como por ejemplo el caso de la degradación de las vitaminas o la acción de antioxidantes
dentro de una fruta y aunque sea una técnica de secado costosa, para que esta funcione de
la mejor manera se debe reducir los tiempos de secado y ser energéticamente rentable (M.
Ramšak et al, 2017).
Tiene ventajas sobre las propiedades funcionales, nutracéuticas y en la industria
alimentaria los cuales no son modificados (García-Amezquita. A. E.et al, 2015), además de
que el secado en varios productos alimenticios sirve de utilidad para prolongar su vida útil
y evitar el deterioro microbiano ya que la mayoría son susceptibles a degradaciones
térmicas y desnaturalización de ciertos componentes dentro del producto, ayudando
también a conservar de mejor manera los pigmentos que tienden a sufrir reacciones
térmicas (Mujumdar. A. S. et al, 2015); así, luego de este proceso el material en este caso
el producto alimenticio se conserva con toda su calidad y al no contener agua se hace más
estable durante largos periodos de tiempo (Liapis. A. & Bruttini. R., 2007).
20
2.3 Hipótesis
Hi: El procedimiento usado para remover los compuestos fenólicos del aislado
proteico de quinua (Chenopodium quinoa Willd) variedad INIAP-Tunkahuan, tiene
efecto sobre las propiedades reológicas y funcionales.
Ho: El procedimiento usado para remover los compuestos fenólicos del aislado
proteico de quinua (Chenopodium quinoa Willd) variedad INIAP-Tunkahuan, no
tiene efecto sobre las propiedades reológicas y funcionales
21
CAPITULO III
METODOLOGÍA DE INVESTIGACIÓN
3.1 Diseño de la investigación
La investigación que se realizó es de tipo descriptiva experimental y se llevó a cabo
en el Laboratorio de Biotecnología del Instituto de Investigación y Posgrado de la Facultad
de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador a cargo de la Ing. Milene
Díaz, durante este estudio se mantuvo un control de humedad y temperatura como se indica
en el Anexo 23, donde se realizaron las etapas más críticas, como fue la extracción proteica
y liofilización de los respectivos aislados proteicos.
3.2 Población y muestra
3.2.1 Población
Se tomó como base quinua comercial de variedad INIAP – Tunkahuan, marca comercial
INAGROFA.
3.2.2 Muestra
La muestra usada fue de 50 repeticiones de aislado proteico liofilizado de quinua
(Chenopodium quinoa Willd) ecuatoriana, variedad INIAP – Tunkahuan, marca comercial
INAGROFA con lo cual se aseguró una muestra homogénea.
3.3 Métodos para la determinación de las propiedades reológicas y funcionales.
3.3.1 Acondicionamiento de la muestra
Dentro de este proceso se disminuyó el tamaño de partículas y se desengrasó para eliminar
las posibles variables como oxidaciones en procesos futuros, cada uno de estos
procedimientos se lo realizó por etapas de la siguiente manera.
3.3.1.1 Molido y disminución del tamaño de partícula
Se usó la cantidad de 5 kg de quinua la cual se sometió a un proceso de disminución de
tamaño en un molino manual (Anexo 19) con lo que se obtuvo harina de quinua, este se
hizo pasar por un juego de tamices (Anexo 24) por 10 minutos y luego se procedió a
almacenar la fracción con un diámetro de partícula de 0,250 mm según la Norma INEN
0517 y 0154, para finalmente ser almacenado en un frasco plástico oscuro alejado de
fuentes de luz y calor.
22
3.3.1.2 Desengrasado de la harina de quinua (Método oficial A.O.A.C. 991.36)
Se tomó como referencia el método de extracción con solventes (sumersión), método
oficial de la A.O.A.C., usando el equipo de extracción de grasa (Anexo 25), se pesó 5
vasos de extracción previamente lavados y tarados a 130°C (se esperó que los vasos
alcancen la temperatura ambiente) y se colocó 50 ml de éter dietílico, inmediatamente se
pesó en 5 dedales de celulosa 10,0000 ± 0,0002 g de harina de quinua en una balanza
analítica (Anexo 9) y se colocó en el equipo de extracción de grasa siguiendo los pasos del
Anexo 1. En la figura 9 se muestra el proceso de cómo fueron desengrasadas las muestras
de harina de quinua, al final del proceso se pesó cada vaso con la grasa como se indica en
Figura 9-C y se almacenó cada muestra de harina de quinua desengrasada (HQD) por
separado en fundas herméticas (Anexo 26), se codificó cada muestra, se cubrió con papel
aluminio y finalmente se almacenaron en un desecador (Anexo 27).
Figura 9: Proceso de desengrasado de harina de quinua
Nota: Tomado de Laboratorio OSP de Alimentos - FCQ
El equipo de extracción de grasa puede desengrasar 5 muestras a la vez por lo tanto este
procedimiento se llevó a cabo 10 veces, con el fin de obtener las 50 muestras
representativas y respectivas para cada análisis posterior realizado.
23
3.3.2 Extracción de proteína (solubilización / precipitación isoeléctrica)
Figura 10: Agitación de HQD
Se pesó 9,1000 ± 0,0002 g de cada muestra de HQD en una balanza analítica (Anexo 10),
se suspendió en agua Tipo 1 en relación 1:10 w/v en vasos de precipitación de 250 ml y se
mantuvo agitación constante con un agitador (anexo 2) en velocidad media como se
muestra en la Figura 10 y se siguió el procedimiento mencionado por Paredes-López en
1988 con ligeras modificaciones de la siguiente manera:
Figura 11: Proceso de extracción proteica
Como se indica en la Figura 11, para el procedimiento 1 (P1) en el cual se removieron los
compuestos fenólicos, luego de obtener la suspensión de HQD se ajustó el pH a 4,5 ± 0,1
con HCl 1N verificándolo con un potenciómetro (Anexo 3), esta suspensión de colocó en
tubos de 100 ml y se procedió a centrifugar en una centrifuga (Anexo 4) por 15 min a 3000
rpm, se separó la fracción sedimentada, se colocó en un vaso de precipitación de 250 ml y
24
nuevamente se llenó con agua hasta la marca de 100 ml, manteniendo agitación continua se
fue agregando NaOH 1N hasta llegar a pH de 9,0 ± 0,1 y se llevó a centrifugación por 15
min a 3000 rpm, se recolectó la fracción acuosa (aislado proteico solubilizado) en un vaso
de 250 ml y usando HCl 1N se llevó a un pH de 5,0 ± 0,1 manteniendo agitación constante,
luego de esto se llevó nuevamente a centrifugación por 15 min a 3000 rpm, finalizado este
proceso se recolectó el precipitado en un vaso de 250 ml y se neutralizó con NaOH 0,025N
hasta un pH de 6,5 ± 0,1.
Mientras que para el procedimiento 2 (P2), se realizó el mismo procedimiento exceptuando
el paso inicial en el cual se lleva la suspensión a un pH de 4,5 (paso necesario para remover
los compuestos fenólicos) y se comenzó directamente llevando la suspensión a un pH de
9,0 ± 0,1 para solubilizar las proteínas.
Al finalizar las extracciones por los dos métodos, ambos aislados proteicos neutralizados se
colocaron en los frascos del liofilizador (Anexo 5) previamente lavados y pesados, se
congeló los frascos que contenían las muestras en un Ultracongelador (Anexo 6) por 3
horas, para luego ser deshidratados en un liofilizador (Anexo 7) con las condiciones
indicadas en el Anexo 8 obteniendo así las proteínas de quinua secas.
% 𝑝𝑟𝑜𝑡𝑒í𝑛𝑎 =(𝑤 𝑓𝑟𝑎𝑠𝑐𝑜+𝑝𝑟𝑜𝑡𝑒í𝑛𝑎)−(𝑤 𝑓𝑟𝑎𝑠𝑐𝑜)
𝑤 𝐻𝑄𝐷 Ecuación 3
Se pesaron los frascos conjuntamente con las proteínas liofilizadas y usando la Ecuación 3
por diferencia se calculó el porcentaje de proteína en las muestras de HQD, luego cada
muestra por separado se guardó en fundas herméticas (Anexo 26), se cubrió con papel
aluminio y se almacenaron en un lugar oscuro lejos de calor y humedad, todo el
procedimiento en general se detalla en el Anexo 22.
Figura 12: Solubilidad de las proteínas de quinua a diferentes valores de pH
Nota: Tomado de Elsohaimy et al. (2015)
25
En la Figura 12 se muestra como varía el porcentaje de proteína a diferentes valores de pH
donde se puede ver que a valores bajos de pH ya existe solubilización proteica.
En el liofilizador usado se puede colocar 10 frascos con muestras (5 muestras del P1 y 5
muestras del P2) por lo cual este proceso se realizó 5 veces, obteniendo así las 50 muestras
de proteínas liofilizadas necesarias para las diferentes pruebas.
3.3.3 Métodos para determinar las propiedades funcionales
Para la evaluación de estas propiedades se usó el material y equipos detallados en la Tabla
8, siguiendo cada metodología detallada a continuación.
3.3.3.1 Capacidad de retención de agua (CRA)
Ser siguió el procedimiento según Sathe & Salunkhe en 1981 con modificaciones, para
ambos procedimientos (P1 y P2), se pesó 1,0000 ± 0,0002 g de aislado proteico liofilizado
(PL) en una balanza analítica (Anexo 10), se colocó en un tubo de centrifuga (previamente
pesado y tarado a 130 °C) y se colocó 30 ml de agua Tipo 1, se agitó con una espátula
durante 1 minuto y se dejó reposar por 18 horas según Robertson J. A. en 2000. Luego se
centrifugó a 3000 rpm durante 1 minuto en una centrífuga (Anexo 4), se retiró el agua, se
pesó el tubo más el aislado proteico hidratado (PH) y por diferencia se determinó la
cantidad de agua retenida por la proteína.
La CRA se calculó con la ecuación 4.
𝐶𝑅𝐴 =(𝑤 𝑡𝑢𝑏𝑜+𝑃𝐻)−(𝑤 𝑡𝑢𝑏𝑜)−(𝑤 𝑃𝐿)
𝑤 𝑃𝐿 Ecuación 4
(Robertson. J.A. et al, 2000)
Esto se lo realizó por quintuplicado para ambos métodos y considerando la densidad del
agua Tipo 1 como 1,0 g/ml.
3.3.3.2 Capacidad emulsificante
Se preparó 2 ml de una suspensión proteica 0,5% w/v y se ajustó el pH a 9,0 con NaOH
0,1N para solubilizar completamente el aislado proteico, luego se procedió a agregar gota
a gota aceite de girasol (Anexo 28) mientras se agitó en un Vortex (Anexo 11) hasta la
formación de una emulsión, después se dejó en reposo por 5 minutos y se colocó una gota
de la emulsión en una placa portaobjetos para ver en el microscopio (Anexo 12) con un
lente de 4x como se muestra en la figura 12 y se determinó el promedio del diámetro de
las gotas de la emulsión formada usando el programa ImajeJ, esto se lo realizó por
quintuplicado para ambos métodos. El funcionamiento del programa ImajeJ se muestra en
el Anexo 13.
26
Figura 13: Emulsión W/O vista desde un microscopio óptico con un lente de 4x
3.3.3.3 Capacidad espumante
Se siguió el procedimiento según Chau, C. F. en 1997 modificado, usando una
concentración constante, se preparó 20 ml de una suspensión proteica 0,5% w/v y se agitó
en un agitador (Anexo 2) a la máxima velocidad durante 1 minuto, luego se trasvasó a una
probeta graduada y se determinó la cantidad de espuma como se muestra en la Figura 14.
Figura 14: Medición de la cantidad de espuma formada
La capacidad espumante se determinó con la Ecuación 5 y se expresó como
sobrerrendimiento, realizando este procedimiento por quintuplicado para ambos
procedimientos.
𝑆𝑂𝐵𝑅𝐸𝑅𝑅𝐸𝑁𝐷𝐼𝑀𝐼𝐸𝑁𝑇𝑂 =𝑣 𝑒𝑠𝑝𝑢𝑚𝑎 (𝑚𝑙)−𝑣 𝑙𝑖𝑞𝑢𝑖𝑑𝑜 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙 (𝑚𝑙)
𝑣 𝑙í𝑞𝑢𝑖𝑑𝑜 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙 (𝑚𝑙)∗ 100 Ecuación 5
27
3.3.4 Métodos para determinar las propiedades reológicas
Viscosidad
Se pesó 1,0000 ± 0,0002 g de PL en una balanza analítica (Anexo 10) y se colocó en un
vaso de precipitación de 100 ml, se agregó 20 ml de agua Tipo 1, se solubilizó hasta pH 9,0
con NaOH 1N y se precipitó a pH de 5,0 con HCl 1N manteniendo agitación constante, se
añadió agua Tipo 1 hasta la marca de 40,0 ml y se calentó en una cocineta (Anexo 14) a
temperatura media hasta ebullición, se esperó que el volumen disminuya hasta 20 ml, el
contenido se trasvasó a un tubo de ensayo y se dejó en reposo por 60 min, se separó la
fracción gelificada, se analizó en un reómetro (Anexo 15) como se indica en la Figura 15 y
a continuación se determinó su viscosidad usando los parámetros que se muestran en el
Anexo 16. Esto se realizó por quintuplicado para ambos procedimientos.
Figura 15: Proceso de formación de gel y medición de sus propiedades reológicas
28
3.4 Materiales y equipos
Tabla 8
Materiales y equipos
Materiales Equipos
1 Espátula Molino (Anexo 19)
2 Papel filtro Cocineta (Anexo 14)
3 Papel aluminio Balanza analítica (Anexo 9 y 10)
4 Papel film Extractor de grasa (Anexo 25)
5 Vasos de precipitación 1000 ml, 250 ml,
100 ml y 50 ml
Agitador magnético (Anexo 2)
6 Tubos de ensayo Centrífuga (Anexo 4)
7 Tubos 10 y 100 ml para centrífuga Termohigrómetro BRIXCO
8 Buffer pH 4,0 - 7,0 y 10,0 Ultracongelador (Anexo 6)
9 NaOH 1 N; 0,1 N y 0,025 N Liofilizador (Anexo 7)
10 HCl 1 N Microscopio óptico (Anexo 12)
11 Papel de cocina Vortex (Anexo 11)
12 KCl 3 N Potenciómetro (Anexo 3)
13 Fundas herméticas Electrodo (Anexo 3)
14 Placas portaobjetos Reómetro (Anexo 15)
15 Aceite de Girasol Juego de tamices (Anexo 24)
16 Solución Azul de metileno 0,1% w/v
17 Jeringas de 3 y 10 ml
18 Gradilla para tubos
19 Frascos 100 ml de liofilizador
20 Probeta graduada 100 ml
21 Desecador
22 Bureta 25 ml
29
3.5 Diseño experimental
Tabla 9
Variable de estudio – Porcentaje de proteína
Porcentaje de proteína
Niveles a) Procedimiento de extracción de proteínas sin remoción
de los compuestos fenólicos
b) Procedimiento de extracción de proteínas con
remoción de los compuestos fenólicos
Tratamientos: 2
Replicas: 5
Tabla 10
Variable de estudio – Capacidad de retención de agua (CRA)
CRA
Niveles a) Procedimiento de extracción de proteínas sin remoción
de los compuestos fenólicos
b) Procedimiento de extracción de proteínas con
remoción de los compuestos fenólicos
Tratamientos: 2
Replicas: 5
Tabla 11
Variable de estudio – Capacidad emulsificante (CEM)
CEM
Niveles a) Procedimiento de extracción de proteínas sin remoción
de los compuestos fenólicos
b) Procedimiento de extracción de proteínas con
remoción de los compuestos fenólicos
Tratamientos: 2
Replicas: 5
30
Tabla 12
Variable de estudio – Capacidad espumante (CES)
CES
Niveles 2: a) Procedimiento de extracción de proteínas sin
remoción de los compuestos fenólicos
b) Procedimiento de extracción de proteínas con
remoción de los compuestos fenólicos
Tratamientos: 2
Replicas: 5
Tabla 13
Variable de estudio – Viscosidad
Viscosidad
Niveles 2: a) Procedimiento de extracción de proteínas sin
remoción de los compuestos fenólicos
b) Procedimiento de extracción de proteínas con
remoción de los compuestos fenólicos
Tratamientos: 2
Replicas: 5
Variable dependiente:
1) Contenido de proteína (%)
2) Capacidad de retención de agua ( g de agua / g de proteína seca)
3) Capacidad emulsificante (diámetro de gota en la emulsión - mm)
4) Capacidad espumante (sobrerrendimiento %)
5) Viscosidad (Pa*s)
En el presente estudio se obtuvo el concentrado proteico del grano de quinua por
dos métodos con y sin remoción de compuestos fenólicos a partir de la HQD.
Se realizó un proceso de solubilidad alcalina y la posterior precipitación isoeléctrica para la
obtención del aislado proteico, después se liofilizó para obtener la proteína en polvo (seca).
A partir del PL se realizó la distintas pruebas para determinar las propiedades funcionales y
reológicas de la proteína de quinua; luego de obtener los resultados, se realizó una prueba
de contraste, la prueba t-student por parejas usando la Ecuación 6 con un nivel de
significancia del 95% usando el anexo 18 para las distintas pruebas como se muestra en la
tabla 9.
|𝑡| = �̅�𝑑∗√𝑛
𝑆𝑑 Ecuación 6
(Miller J.C. & Miller J.N., 1993)
31
Donde:
𝑛: Número de pareja de datos
𝑆𝑑 : Desviación estándar de las diferencias
�̅�𝑑: Media de las diferencias entre cada pareja de datos
𝑡: Valor de la Prueba t student.
El valor crítico para 5 parejas de datos con 4 grados de libertad es de 2,78 al 95% de
confianza (P = 0,05) y 4,60 al 99% de confianza (P = 0,01); (Miller J.C. & Miller J.N.,
1993).
Tabla 14
Esquema para organizar los datos obtenidos
Repetición
Variable medida ( x )
Con remoción de
compuestos fenólicos (1)
Sin remoción de compuestos
fenólicos (2)
1 x.1.1 x.2.1
2 x.1.2 x.2.2
3 x.1.3 x.2.3
4 x.1.4 x.2.4
5 x.1.5 x.2.5
Donde ( x ) es el número de prueba con su variable de estudio.
Las tablas de recolección de datos se organizaron de la siguiente manera:
Variable dependiente medida ( x = 1-5)
Procedimiento (1 ó 2)
Numero de repetición 1-5
Por ejemplo 3.2.4 sería la prueba 3 (CEM) por el método 2 (sin remoción de compuestos
fenólicos) y la repetición número 4.
32
3.6 Matriz de operacionalización de las variables
Tabla 15
Variables, dimensiones e indicadores
VARIABLES DIMENSIONES INDICADORES
Cantidad de proteína Porcentaje de proteína g de proteína / g de HQD (%)
Capacidad de retención de agua Cantidad máxima de
agua retenida
g de agua / g de proteína seca
Capacidad emulsificante Diámetro de gota de la
emulsión
Diámetro de gota (mm)
Capacidad espumante Cantidad de espuma Sobrerrendimiento (%)
Reología Viscosidad Pa*s
3.7 Técnicas e instrumentos de recolección de datos
3.7.1 Porcentaje de proteína
Los datos recolectados experimentalmente fueron recolectados en una hoja de
observación como se indica en las tablas 16, 17, 18, 19 y 20 respectivamente:
Tabla 16
Esquema para organizar los datos obtenidos del porcentaje de proteína
VARIABLE 1 - Porcentaje de proteína
Repetición Con remoción de
compuestos fenólicos (1)
Sin remoción de compuestos
fenólicos (2)
1 1.1.1 1.2.1
2 1.1.2 1.2.2
3 1.1.3 1.2.3
4 1.1.4 1.2.4
5 1.1.5 1.2.5
33
3.7.2 Capacidad de retención de agua
Tabla 17
Esquema para organizar los datos obtenidos de la CRA
VARIABLE 2 - Capacidad de retención de agua
Repetición Con remoción de
compuestos fenólicos (1)
Sin remoción de compuestos
fenólicos (2)
1 2.1.1 2.2.1
2 2.1.2 2.2.2
3 2.1.3 2.2.3
4 2.1.4 2.2.4
5 2.1.5 2.2.5
3.7.3 Capacidad espumante
Tabla 18
Esquema para organizar los datos obtenidos de la CEM
VARIABLE 3 - Capacidad emulsificante
Repetición Con remoción de
compuestos fenólicos (1)
Sin remoción de compuestos
fenólicos (2)
1 3.1.1 3.2.1
2 3.1.2 3.2.2
3 3.1.3 3.2.3
4 3.1.4 3.2.4
5 3.1.5 3.2.5
34
3.7.4 Capacidad emulsificante
Tabla 19
Esquema para organizar los datos obtenidos de la CES
VARIABLE 4 - Capacidad espumante
Repetición Con remoción de
compuestos fenólicos (1)
Sin remoción de compuestos
fenólicos (2)
1 4.1.1 4.2.1
2 4.1.2 4.2.2
3 4.1.3 4.2.3
4 4.1.4 4.2.4
5 4.1.5 4.2.5
3.7.5 Reología
Tabla 20
Esquema para organizar los datos obtenidos de la Viscosidad
VARIABLE 5 - Viscosidad
Repetición Con remoción de
compuestos fenólicos (1)
Sin remoción de compuestos
fenólicos (2)
1 5.1.1 5.2.1
2 5.1.2 5.2.2
3 5.1.3 5.2.3
4 5.1.4 5.2.4
5 5.1.5 5.2.5
3.8 Técnicas de procesamiento de datos
Se realizó una prueba de contraste t pareada con un nivel de significancia del 95%
(P = 0,05) entre ambos métodos (con y sin remoción de compuestos fenólicos), usando el
procesamiento de datos de Excel que toma en cuenta la Ecuación 6, para las diferentes
pruebas y comparando los resultados con el Anexo 18 (Miller J.C. & Miller J.N., 1993).
35
CAPÍTULO IV
ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS
4.1 Acondicionamiento de la muestra
Este proceso permitió obtener una muestra homogénea desde el inicio de la
experimentación, esto se lo realizó en dos etapas como se muestra a continuación.
4.1.1Reducción de tamaño
La reducción de tamaño de partícula se efectuó para obtener una mayor superficie de
contacto y generó una muestra con un diámetro de partícula homogéneo de 0,25 mm como
indican Taco D. (2016) y Delgado & Albarracín (2012), posterior a esto se almacenó en un
frasco de plástico oscuro para evitar las posibles oxidaciones por luz o calor. Esto nos
aseguró una muestra homogénea desde el inicio del y gracias a esto se pudo hacer un
análisis de los resultados usando la prueba t por parejas en los análisis posteriores.
4.1.2 Desengrasado
En la Tabla 21 se indican los resultados del porcentaje de grasa en cada muestra de harina
de quinua, obteniendo en promedio 8,64 ± 0,18 % y 8,59 ± 0,23% de grasa para P1 y P2
respectivamente, la prueba t por parejas dio un resultado de 0,36 mientras que el valor
crítico de |t| es de 2,78 (P = 0,05) y puesto que el valor calculado es menor que el valor
obtenido se verifica que no existe diferencia significativa entre las muestras usadas debido
a que se tenía una muestra inicial homogenizada y el tratamiento para la remoción de
compuestos fenólicos se lo realiza después del desengrasado.
Tabla 21
Porcentaje de grasa en harina de quinua
M1 (%) M2 (%)
1 8,80 8,22
2 8,48 8,78
3 8,66 8,64
4 8,45 8,54
5 8,84 8,79
MEDIA 8,64 8,59
RDS 0,18 0,23
|t| 0,36
Los datos obtenidos superan a los determinados por Taco D. en 2016 de 6,73 ± 0,15% y
Mina D. en 2014 de 6,53% respectivamente y, aunque contiene 87,8% de ácidos grasos
insaturados (Bermúdez W., 2016) es muy estable por el alto contenido de Vitamina E que
evita la oxidación lipídica, por lo que la quinua podría ser usada potencialmente como
semilla oleaginosa (Koziol M. J., 1992), para la fabricación de aceites de cocina o para
36
agregar valor a productos en los cuales el contenido de ácidos grasos insaturados sea
esencial como el omega 3, 6 o 9. Como se puede ver en la Figura 16, no existe una
diferencia marcada entre las repeticiones de cada muestra, así entonces se siguió
manteniendo una muestra de HQD homogénea para el siguiente paso que es la extracción
proteica. Todas las muestras de HQD se almacenaron en fundas herméticas para evitar
posibles oxidaciones.
Figura 16: Porcentaje de grasa en harina
Las 50 muestras sometidas al desengrasado se almacenaron cada una por separado para
asegurar la trazabilidad durante todo el proceso de extracción proteica, liofilización y las
posteriores determinaciones de propiedades funcionales y reológicas.
4.2 Extracción de proteína
Durante el proceso de extracción proteica se observó que la suspensión de HQD a
la cual se le removieron los compuestos fenólicos (P1) es de color más claro (blanco gris)
mientras que la suspensión de HQD a la que no se le removieron los compuestos fenólicos
(P2) se mantiene de un color amarillo claro, al momento de la solubilización alcalina
(Figura 11-C) se puede verificar que la proteína solubilizada por el P1 es de color más
oscuro (izquierda) mientras que la fracción solubilizada por el P2 es de un color más claro
(derecha), después al momento de la precipitación isoeléctrica de igual manera como se
indica en la Figura 11-E el aislado proteico por el P1 es más opaco que el aislado por el P2,
en la Figura 11-G y 11-H se muestran los aislados proteicos deshidratados y secos por
ambos procedimientos donde también podemos observar una coloración más oscura por el
P1 cuando se remueven los compuestos fenólicos.
Xu y Diosady en 2002 concluyeron que las reacciones proteína-fenol pueden generar
coloración marrón oscura en los aislados proteicos, pero el tratamiento ácido parece
5,00
5,50
6,00
6,50
7,00
7,50
8,00
8,50
9,00
9,50
1 2 3 4 5
PO
RC
ENTA
JE D
E G
RA
SA (
%)
NÚMERO DE MUESTRA
PORCENTAJE DE GRASA EN HARINA DE QUINUA
PROCEDIMIENTO 1 PROCEDIMIENTO 2
37
favorecer las reacciones proteína-fenol en cierto grado lo cual se ve reflejado en su
coloración, de igual manera al retirar los compuestos fenólicos en el P1 inicialmente la
harina pretratada tiene una coloración más clara, la cual luego del proceso de
solubilización se hace más oscura, esto pudiendo deberse a que estos compuestos sirven
como antioxidantes y al momento de retirarlos estos se vuelven más propensos a sufrir
reacciones oxidativas por la luz, aire o calor (Shahidi. F., 1992).
4.3 VARIABLE 1 - Porcentaje de proteína
Se determinó el porcentaje de proteínas extraídas en cada muestra cuyos resultados
se muestran en la Tabla 22, donde se puede apreciar que existe un mayor porcentaje por el
P2 cuando no se remueven los compuestos fenólicos (sin el tratamiento ácido inicial), esto
nos muestra que el tratamiento para la remoción de compuestos fenólicos disminuye la
cantidad de proteínas extraídas, esto puede deberse a una posible solubilización de las
proteínas a pH ácidos como indica Rivera (2006), (Figura 7) y Elsohaimy et al. (2015),
(Figura 12) donde demuestra que a valores de pH ácidos (4,5), las proteínas de quinua son
ligeramente solubles, lo cual se ve reflejado en la cantidad de proteínas extraídas y se
verifica con la prueba t por parejas.
Tabla 22
Porcentaje de proteína (Rendimiento)
P1 (%) P2 (%)
1 13,11 16,03
2 13,57 15,96
3 13,24 15,21
4 14,76 18,63
5 13,81 15,78
MEDIA 13,70 16,32
RDS 0,65 1,33
|t| 7,35**
El valor de |t| obtenido para esta prueba fue de 7,35 mientras que el valor crítico de |t| es
2,78 (P = 0,05) y 4,60 (P = 0,01), lo cual indica que existe una diferencia muy significativa
entre el procedimiento 1 y 2, se demuestra así que el tratamiento para la remoción de
compuestos fenólicos si tiene efecto sobre la cantidad de proteína extraída afectando
directamente a las proteínas o causando una ligera solubilización inicial.
38
Figura 17: Porcentaje de proteína expresado como rendimiento.
Se puede ver en la Figura 17, como en cada par de muestras que, al mantener las mismas
condiciones de extracción de proteína cada día, se evidencia una diferencia similar en cada
repetición para ambos procedimientos (con y sin remoción de compuestos fenólicos). El
porcentaje de proteínas extraídas fue de 12,47 ± 0,60 % y 14,85 ± 1,21 % para P1 y P2
respectivamente en la harina de quinua molida tomando en cuenta el contenido de grasa,
para P1 el valor esperado es muy bajo, mientras que para P2 el contenido de proteínas es
mayor al hallado por Taco D. en 2016 de 14,15 ± 0,15 %; comparable también al contenido
de proteínas de trigo y amaranto (Tabla 2) e incluso superior al contenido proteico de arroz
blanco, cebada y maíz, los cuales se consumen mayoritariamente en el país.
4.4 VARIABLE 2 - Capacidad de retención de agua (CRA) Tabla 23
Resultados de la Capacidad de retención de agua (CRA)
P1 (g de agua / g de
proteína)
P2 (g de agua / g de
proteína)
1 3,26 3,70
2 3,29 3,75
3 3,25 3,64
4 3,27 3,69
5 3,26 3,66
MEDIA 3,27 3,69
RDS 0,02 0,04
|t| 32,95**
0,00
5,00
10,00
15,00
20,00
25,00
1 2 3 4 5
PO
RC
ENTA
JE (
%)
NÚMERO DE MUESTRA
PORCENTAJE DE PROTEINA
PROCEDIMIENTO 1 PROCEDIMIENTO 2
39
En la Tabla 23 se indican los valores de la CRA en gamos de agua por gramo de
proteína, obteniendo en promedio (3,27 ± 0,02 y 3,69 ± 0,04) g de agua / g de proteína para
P1 y P2 respectivamente, siendo el valor de P1 inferior a P2, comparando estos datos con
los hallados por Elsohaimy en 2015 (Tabla 3) se aprecia que en ambos procedimientos (P1
y P2) la CRA determinada es baja, esto pudiendo deberse a que al disminuir el pH a 4,5
para remover los fenoles, se ven afectados los centros activos hidrofílicos de la superficie
de la proteína generando una disminución de la retención y ligamiento de agua dentro de su
estructura (Badui. S., 2006).
El valor de |t| para esta prueba mostró un valor de 32,95; el valor crítico de |t| es de 2,78 (P
= 0,05), mucho mayor al valor crítico de |t| de 4,60 (P = 0,01), por lo que se ha encontrado
una diferencia altamente significativa entre ambos procedimientos usados.
Figura 18: Capacidad de retención de agua
En la Figura 18, se puede notar una diferencia clara entre cada pareja de datos cuando se
mantienen las condiciones de trabajo en cada repetición, resultando estos valores, cercanos
a los considerados críticos para alimentos como sopas, salsas o jugos en los cuales se
podría colocar como reemplazo de ciertos componentes (Aletor O. et al, 2002).
4.5 VARIABLE 3 - Capacidad emulsificante (CEM)
La CRAc fue de 1,9 ml de aceite por g de proteína para ambos procedimientos por
lo cual se procedió a medir el tamaño de las gotas dentro de la emulsión; los datos de la
tabla 24 muestran los resultados de las mediciones del diámetro de las gotas formadas en
las diferentes emulsiones con valores de (0,1579 ± 0,0091 y 0,1966 ± 0,0166) mm para P1
y P2 respectivamente, el valor de la prueba |t| fue de 5,41 dado que el valor crítico de |t| es
2,00
2,50
3,00
3,50
4,00
1 2 3 4 5
GR
AM
OS
DE
AG
UA
/ G
RA
MO
DE
PR
OTE
INA
(g
Agu
a /
g P
rote
ina)
NÚMERO DE MUESTRA
CAPACIDAD DE RETENCIÓN DE AGUA
PROCEDIMIENTO 1 PROCEDIMIENTO 2
40
de 2,78 (P = 0,05) por lo cual indica que existe una diferencia significativa entre ambos
procedimientos realizados.
Tabla 24
Resultados de la Capacidad emulsificante (CEM)
P1 (mm) P2 (mm)
1 0,1683 0,2208
2 0,1448 0,1912
3 0,1646 0,1798
4 0,1554 0,2058
5 0,1562 0,1856
MEDIA 0,1579 0,1966
RDS 0,0091 0,0166
|t| 5,41**
Se evidencia que el tratamiento ácido afectó la superficie y centro hidrofílicos e
hidrofóbicos y cuando éstas forman una emulsión, las gotas que se forman tienden a ser de
menor tamaño debido a que la fuerza de los enlaces disminuye (Badui. S., 2006), por eso
en la Figura 19 se puede verificar que para P2 el tamaño de las gotas es mayor debido a
que no se realizó un tratamiento ácido y sus centros hidrofílicos/hidrofóbicos no fueron
afectados.
Figura 19: Capacidad emulsificante
0,0000
0,0500
0,1000
0,1500
0,2000
0,2500
1 2 3 4 5
DIÁ
MET
RO
DE
GO
TA (
mm
)
NÚMERO DE MUESTRA
CAPACIDAD EMULSIFICANTE
PROCEDIMIENTO 1 PROCEDIMIENTO 2
41
Figura 20: Emulsione W/O vistas a través de un microscopio
En la Figura 20 se muestran las imágenes vistas a través del microscopio y analizadas con
el programa ImageJ, se puede ver que el tamaño de las gotas dentro de la emulsión son de
un tamaño uniforme y se observa como las gotas, a las cuales no se le aplicó el tratamiento
de remoción de compuestos fenólicos, son ligeramente más grandes y uniformes.
Figura 21: Emulsión W/O con azul de metileno
42
Se comprobó el tipo de emulsión formada usando un colorante afín al agua como es el azul
de metileno, por lo que al momento de colocar una gota en la emulsión inicialmente no
sucede nada, debido a que las gotas de agua se encuentran dentro de la fase oleosa, pero al
momento de agitar nuevamente en el Vortex a máxima velocidad toda la solución toma un
color azul blanquecino como se muestra en la Figura 21 y al momento de colocar una gota
en el portaobjetos se puede ver que la fase continua es el aceite y la fase dispersa es el
agua, cabe recalcar que la emulsión formada por P2 tiene más consistencia, mientras que
la emulsión formada por P1 tiende a ser más fluida pero en ambos casos las emulsiones son
del tipo W/O.
4.6 VARIABLE 4 - Capacidad espumante (CES)
En la tabla 25 se muestran los resultados de la CES con valores de 73,10 ± 0,72 y
74,10 ± 0,74 para P1 y P2 respectivamente; dando un valor de |t| para esta prueba de 2,08
que se encuentra por debajo del valor crítico de |t| es 2,78 (P = 0,05) por lo que se puede
decir que no hay diferencia significativa entre los procedimientos, esto debido a la
precisión del método usado para medir el nivel de espuma formado y también debido a que
las concentraciones usadas son bajas, no se puede determinar con mayor exactitud la
diferencia entre el volumen de espuma formado para ambos procedimientos por lo cual
existe mucha dudad si hay o no diferencia entre estos procedimientos.
La cantidad de espumas que se obtiene al disolver la proteína y agitar vigorosamente es
alta y se expresó como sobrerrendimiento como se muestra en la Tabla 25, los cuales son
superiores en ambos procedimientos a los determinados por Elsohaimy et al en 2015 de
64,71 ± 1,79% medidas a la misma concentración de 0,5% w/v
Tabla 25
Capacidad espumante (CES)
P1 (%) P2 (%)
1 72,50 74,00
2 73,25 73,00
3 73,00 74,00
4 72,50 75,00
5 74,25 74,50
MEDIA 73,10 74,10
RDS 0,72 0,74
|t| 2,08
43
En la Figura 22 no se observa una diferencia clara como en el caso del porcentaje de
proteína, CRA o CEM, aun así se puede ver que en P2 se obtiene en ciertas
determinaciones más cantidad de espuma que para P1, esto puede deberse a que al estar las
proteínas libres de compuestos fenólicos tienen mayor facilidad de formación de espumas,
aunque no se podría saber si es mayor la cantidad de espuma formada o si las burbujas de
aire formadas son las que tienen mayor tamaño, esto nuevamente debida al método usado
el cual no permite tener una diferencia marcada entre ambos procedimientos.
Figura 22: Capacidad espumante
Figura 23: Formación de espuma usando el aislado proteico seco.
Como se puede ver en la Figura 23, la formación de espuma no genera un menisco como
tal por lo que hace difícil su lectura, para que esta medición sea más exacta se limpió bien
las paredes y se tomó como referencia la parte central del tubo para indicar hasta que altura
60,00
62,00
64,00
66,00
68,00
70,00
72,00
74,00
76,00
78,00
80,00
1 2 3 4 5
SOB
RER
END
IMIE
NTO
(%
)
NÚMERO DE MUESTRA
CAPACIDAD ESPUMANTE
PROCEDIMIENTO 1 PROCEDIMIENTO 2
44
llego la espuma, esto debido principalmente por la apreciación del método y el material
usado para las mediciones.
4.7 VARIABLE 5 - Reología
Viscosidad
Tabla 26
Resultados de Viscosidad
P1 (Pa*s) P2 (Pa*s)
1 3,685 3,749
2 3,673 3,719
3 3,679 3,722
4 3,675 3,734
5 3,682 3,727
MEDIA 3,6788 3,7302
RDS 0,0049 0,0119
|t| 12,16**
Para esta prueba el valor de |t| fue de 12,16; puesto que el valor crítico de |t| para 5 parejas
de datos es de 2,78 se acepta la hipótesis que nos dice que existe una diferencia entre
ambos procedimientos realizados antes de la formación del gel, esto debido a que la
remoción de compuestos fenólicos altera la superficie de la proteína lo que hace que, al
momento de la desnaturalización por calor no forme una red fuerte, resultando así en una
disminución de la viscosidad (Badui. S., 2006).
Figura 24: Valores de viscosidad genérica
3,620
3,640
3,660
3,680
3,700
3,720
3,740
3,760
3,780
1 2 3 4 5
n (
Pa*
s)
NÚMERO DE MUESTRA
VISCOSIDAD
PROCEDIMIENTO 1 PROCEDIMIENTO 2
45
En la Figura 24 se puede apreciar de mejor manera como la variación entre cada pareja de
muestras tiene cierta similitud, además de que el gel formado por el procedimiento 2 tiene
mayor viscosidad, esto pudiendo deberse posiblemente a que los compuestos fenólicos que
no se han removido al momento de calentar para formar el gel, tienden a dar reacciones
con las proteínas desnaturalizadas lo cual genera que aumente su viscosidad, los datos que
se obtienen para mediciones reológicas dependen de la frecuencia, velocidad de
cizallamiento, la presión generada, diámetro y distancia entre plato y plato (GAP) en caso
de usar un reómetro, por lo cual se puede comparar a ciertos fluidos elaborados con
proteínas de papa al 2% encontrado por Calero en 2013, como se muestra en la tabla 7,
además de definir que la consistencia de los geles formados tienen aspectos entre aceite de
oliva y miel liquida y difieren mucho de fluidos de extractos líquidos como menciona
Cerezal en 2012 para una suspensión de quinua al 0,5%.
Figura 25: Viscosidad Vs velocidad de cizallamiento
En la Figura 25 se puede observar como al aumentar la velocidad de cizallamiento la
viscosidad disminuye, esto se explica con la Ecuación 2 la cual indica que la viscosidad en
inversamente proporcional a la velocidad de corte, por lo que al aumentar la velocidad
disminuye la viscosidad.
46
CAPÍTULO V
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
Conclusiones
- Se logró aislar las proteínas de quinua por ambos procedimientos, obteniendo los
aislados proteicos P1 más opaco en comparación con P2, debiendo posiblemente a
reacciones de oxidación. El porcentaje de proteínas extraídas fue de 13,70 ± 0,65%
para P1 y de 16,32 ± 1,33% para P2 en HQD y de 12,47 ± 0,60 % y 14,85 ± 1,21 %
para P1 y P2 en HQ, esta diferencia debida que al momento de realizar el
tratamiento para remover los compuestos fenólicos, el medio ácido solubiliza a una
pequeña cantidad de proteínas.
- Se obtuvieron aislados proteicos secos por el método de liofilización, con estos
aislados sólidos libre de humedad, se realizaron adecuadamente la determinaciones
de las propiedades funcionales y reológicas de las proteínas extraídas de la quinua
ecuatoriana.
- La CRA fue de 3,27 ± 0,02 g de agua / g de proteína y de 3,69 ± 0,04 g de agua / g
de proteína para P1 y P2 respectivamente, los cuales son inferiores a los reportado
en un estudio realizado en quinua comercializada en Egipto. En los resultados se
encontró diferencia significativa, esto de deba posiblemente a una alteración en los
centros hidrofílicos de la superficie alterando la capacidad de la proteína para ligar
o retener el agua
- La CEM fue de 0,1579 ± 0,0091 mm y de 0,1966 ± 0,0166 mm para P1 y P2
respectivamente, la prueba t por parejas demuestra que existe una diferencia
significativa a nivel microscópico de las emulsiones formadas, de igual manera que
la CRA, existe una diferencia en la textura y consistencia (mayor en P2) de las
emulsiones formadas debidas al tamaño de la gota formada, al sufrir alteraciones la
superficie de la proteína esta no puede formar una emulsión con gotas de mayor
tamaño ya que estas colapsarían o simplemente se romperían porque la proteína
usada por P1 no tiene la resistencia necesaria para poder formar gotas más grandes.
- La CES fue de 73,10 ± 0,72% y de 74,10 ± 0,74% para P1 y P2 respectivamente,
ambas superiores a valores reportados. Los resultados de la CES fueron
independientes del procedimiento usado. Esta capacidad de formación de espuma
puede ser útil en el caso de la elaboración de helados, pastas, cremas, soufflés,
cerveza, etc.
- La viscosidad fue de 3,679 ± 0,005 Pa*s y de 3,730 ± 0,012 Pa*s para P1 y P2
respectivamente. La remoción de compuestos fenólicos afectó la viscosidad.
47
Recomendaciones
- Realizar el análisis de la capacidad espumante con más detalle a fin de que se
indique si existe diferencia cuando se remueven los compuestos fenólicos, para esto
se podría usar un método que permita medir el volumen de gas incorporado dentro
de la espuma o de igual manera medir el tamaño de la burbujas de aire que se
forman dentro de la espuma por microscopia.
- Realizar pruebas de estabilidad de la capacidad espumante (CES) y de la capacidad
emulsificante (CEM) que son las que más tienden a cambiar con el tiempo, usando
un tensiómetro de fuerza.
- Realizar el mismo estudio para ver si la remoción de compuestos fenólicos alteran
de alguna manera las propiedades sensoriales y organolépticas, las cuales pueden
influir en la decisión de ver si se retiran o no los compuestos fenólicos que actúan
como antioxidantes, principalmente por el sabor más no por su color.
- Dentro del estudio reológico se puede estudiar distintos parámetros como el modulo
elástico y viscoso de distintas suspensiones proteicas cuando están en forma de gel,
las cuales pueden ayudar de mejor manera a la textura y consistencia de ciertos
productos elaborados.
- Analizar la cantidad de minerales como por ejemplo hierro y potasio para aumentar
el valor de productos bajos en estos minerales.
48
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55
ANEXOS
Anexo 1 – Funcionamiento del extractor de grasa
- Los vasos que usa el equipo deben estar limpios, lavados y tarados a 130°C.
- Dejar en reposo a temperatura ambiente en un desecador.
- Pesar los vasos.
- Colocar el solvente (éter-dietílico).
- Colocar los dedales con la muestra en el equipo.
- Colocar los vasos con el solvente en el equipo.
- Prender el equipo.
- Abrir la llave de reflujo.
- Mantener 25 minutos en la posición de sumergido.
- Mantener 30 minutos en la posición de lavado.
- Mantener 25 minutos en la posición recuperado de solvente.
- Esperar que la temperatura baje a 45 grados
- Retirar los vasos.
- Esperar que todo el solvente restante del vaso se evapore.
- Pesar los vasos con grasa.
- Cerrar el reflujo de agua.
- Apagar el equipo.
Anexo 2- Agitador
Equipo Especificaciones
Agitador magnético
Modelo: Velp Scientifica
S/N: 68475
56
Anexo 3 – Potenciómetro
Equipo Especificaciones
Potenciómetro
Modelo: SevenCompact
____________________
Electrodo InLab
InLab 413
Anexo 4 – Centrifuga
Equipo Especificaciones
Centrifuga
Marca: MLB
Modelo: 13893351
Anexo 5 – Frascos de Liofilizador
Equipo Especificaciones
Frasco de vidrio Pyrex
Marca: AFORA
Esmeril: 29/32
57
Anexo 6 – Ultracongelador
Equipo Especificaciones
Ultracongelador
Marca: Artika
Modelo: ULUF 450 freexer -86°C
Anexo 7 – Liofilizador
Equipo Especificaciones
Liofilizador
Marca: Telstar
Modelo: LYOALFA -85
Anexo 8 – Especificaciones del proceso de liofilización
58
Anexo 9 – Balanza analítica OSP
Equipo Especificaciones
Balanza analítica
Marca: Mettler Toledo
Modelo: XSE204
Anexo 10 – Balanza analítica IIPFCQ
Equipo Especificaciones
Balanza analítica
Marca: Mettler Toledo
Modelo: AB204-S
Anexo 11 – Vortex
Equipo Especificaciones
Vortex
Marca: Fisher Scientific
Modelo: mini vortexer
Velocidad min 500 rpm
Velocidad max 2500 rpm
59
Anexo 12 – Microscopio óptico
Equipo Especificaciones
Microscopio óptico
Marca: Nikon
Modelo: SC
Anexo 13 – Funcionamiento del programa ImageJ
- Conectar la cámara al computador.
- Abrir el programa ImageJ.
- Abrir el programa de WebCam.
- Calibrar el equipo con la escala correspondiente al lente.
o Ir a File/Open para abrir la imagen con la escala.
o Ir a Analyze/Set Scale y calibrar la longitud con el número de pixeles
deseados.
o La escala usada en este análisis fue de 625 pixeles = 1 mm.
- Tomar fotos con la WebCam.
- Con el mouse seleccionar el botón Straight y medir las gotas.
- Al finalizar las mediciones cerrar el programa.
- Desconectar la WebCam.
- Apagar el computador.
Anexo 14 - Cocineta
Equipo Especificaciones
Marca: HACEB
Modelo: EM1
60
Anexo 15 – Reómetro
Equipo Especificaciones
Reómetro
Marca: Bohlin Instruments
Modelo: MAL 1053730
Anexo 16 – Parámetros del reómetro modo Viscosidad
61
Anexo 17 – Parámetros del reómetro modo Oscilación
Anexo 18 – Distribución t student (Miller J.C. & Miller J.N., 1993)
Anexo 19 – Molino Manual
Equipo Especificaciones
Molino manual
Marca: CORONA
Modelo: Landers y CIA
S.A.
62
Anexo 20 – Molido de Quinua.
Anexo 21 – Diagrama de causa y efecto.
Extracción 1 Evaluación
Productos extranjeros caros
Mantenimient
o
Caros
Falta de
recursos
Alimentos con bajo valor
agregado
Desconocimiento de
variedades
Falta de uso de
producto nacional
Rendimiento
Contaminación
Alteración
Degradación
No perceptible
Contenido proteico
Valor Biológico y
digestibilidad
Equipos
Desarrollo de
producto
Purificación 2
Contaminación
Residuos
Liofilización
Rendimiento
Método
Cantidad de muestra
Tiempo de
duración
Complejidad de método
63
Anexo 22 – Diagrama de la metodología de trabajo
64
Anexo 23 – Control de Temperatura y Humedad.
LABORATORIO DE BIOTECNOLOGÍA - IIPFCQ
HUMEDAD (%) TEMPERATURA ºC
TIEMPO DIA 1 DIA 2 DIA 3 DIA 4 DIA 5 DIA 1 DIA 2 DIA 3 DIA 4 DIA 5
9:00:00 47 50 60 64 58 21 20 19 17 19
10:00:00 49 51 62 58 60 21 19 19 19 17
11:00:00 43 49 56 58 63 23 21 19 17 17
12:00:00 45 49 56 54 63 21 20 19 18 18
13:00:00 47 47 56 54 64 21 21 19 18 18
14:00:00 42 46 56 54 65 20 20 19 17 17
15:00:00 39 51 50 50 67 23 20 22 18 17
16:00:00 47 49 59 56 64 20 21 19 17 18
17:00:00 43 53 55 53 57 22 20 20 18 19
PROMEDIO 53,8 19,3 DESV-M 6,9 1,7
Anexo 24 – Juego de tamices
Equipo Especificaciones
Tamices Fisher Scientific Company
A.S.T.M. E – 11 Specipication
U.S.A. Estándar Testing Sieve
65
Anexo 25 – Equipo de extracción de grasa
Equipo Especificaciones
Marca: Velp Scientific
Modelo: 10 1242
Ubicación: OSP Alimentos FCQ
Anexo 26 – Fundas herméticas
Anexo 27 – Desecador
Anexo 28 – Aceite de girasol