UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR CARRERA DE … · FORMULARIO DE CONSENTIMIENTO INFORMADO.....55...
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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS
CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO E HISTOTECNOLÓGICO
“ESTUDIO DE LA ESTABILIDAD DE LA CARBOXIHEMOGLOBINA EN
MUESTRAS RECOLECTADAS EN TUBOS CON EDTA Y HEPARINA
CONSERVADAS A TEMPERATURA AMBIENTE, Y ANALIZADAS A 1, 24 Y 48
HORAS DESPUÉS DE LA TOMA SANGUÍNEA.”
Proyecto de Investigación previo a la obtención del Título de Licenciado en
Laboratorio Clínico e Histotecnológico
Autor: Cuenca Guerrero Andrés David
Tutora: M.Sc. Toscano Gallardo Cristina Estefanía
Quito, marzo 2017
ii
DERECHOS DE AUTOR
Yo, CUENCA GUERRERO ANDRÉS DAVID, en calidad de autor del Proyecto de
Investigación: “ESTUDIO DE LA ESTABILIDAD DE LA
CARBOXIHEMOGLOBINA EN MUESTRAS TOMADAS EN TUBOS CON
EDTA Y HEPARINA CONSERVADAS A TEMPERATURA AMBIENTE, Y
ANALIZADAS A 1, 24 Y 48 HORAS DESPUÉS DE LA TOMA SANGUÍNEA.”,
autorizó a la Universidad Central del Ecuador, hacer uso del contenido total o parcial que
me pertenecen, con fines estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autor me corresponde, con excepción de la presente autorización,
seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6, 8;
19 y demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.
También, autorizo a la Universidad Central del Ecuador realizar la digitalización y
publicación de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo
dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
Firma:
Andrés David Cuenca Guerrero
CC. N°: 171874977-1
iii
APROBACIÓN DEL TUTOR/A DEL TRABAJO DE TITULACIÓN
Yo Cristina Estefanía Toscano Gallardo en mi calidad de tutora del trabajo de titulación,
modalidad Proyecto de Investigación, elaborado por ANDRES DAVID CUENCA
GUERRERO, para optar por el Grado de Licenciado en Laboratorio Clínico e
Histotecnológico; cuyo título es: “ESTUDIO DE LA ESTABILIDAD DE LA
CARBOXIHEMOGLOBINA EN MUESTRAS TOMADAS EN TUBOS CON
EDTA Y HEPARINA CONSERVADAS A TEMPERATURA AMBIENTE, Y
ANALIZADAS A 1, 24 Y 48 HORAS DESPUÉS DE LA TOMA SANGUÍNEA.”,
previo a la obtención de Grado de Licenciado en Laboratorio Clínico e Histotecnológico;
considero que el mismo reúne los requerimientos y méritos necesarios en el campo
metodológico y epistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal
examinador que se designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo sea
habilitado para continuar con el proceso de titulación determinado por la Universidad
Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 10 días del mes de junio del 2016.
M.Sc. Cristina Estefanía Toscano Gallardo
DOCENTE-TUTORA
C.C. 171581187-1
iv
APROBACIÓN DE LA PRESENTACION ORAL/TRIBUNAL
El tribunal constituido por: Dr. Milton Tapia, M.Sc. Yolanda Paredes, Dr. Patricio
Muñoz.
Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación a la obtención del título (o
grado académico) de Licenciado Laboratorio Clínico e Histotecnológico presentado por
el señor Andrés David Cuenca Guerrero.
Con el título:
“ESTUDIO DE LA ESTABILIDAD DE LA CARBOXIHEMOGLOBINA EN
MUESTRAS TOMADAS EN TUBOS CON EDTA Y HEPARINA
CONSERVADAS A TEMPERATURA AMBIENTE, Y ANALIZADAS A 1, 24 Y 48
HORAS DESPUÉS DE LA TOMA SANGUÍNEA.”
Emite el siguiente veredicto: Aprobado
Fecha: 27 de marzo del 2017
Para constancia de lo actuado firman:
Nombre Apellido Calificación Firma
Presidente Dr. Milton Tapia 19
Vocal 1 Dr. Patricio Muñoz 19
Vocal 2 M.Sc. Yolanda Paredes 19
v
CONTENIDO ÍNDICE Pág.
LISTADO DE TABLAS .................................................................................................... viii
LISTADO DE GRÁFICOS .................................................................................................. ix
LISTADO DE ILUSTRACIONES .......................................................................................... x
RESUMEN ...................................................................................................................... xi
INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 1
CAPÍTULO I ......................................................................................................................... 2
PROBLEMA ......................................................................................................................... 2
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ........................................................................... 2
1.2 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA ............................................................................... 3
1.3 PREGUNTA DIRECTRIZ .............................................................................................. 3
1.4 OBJETIVOS ................................................................................................................ 4
1.4.1 Objetivo general .................................................................................................... 4
1.4.2 Objetivos específicos ............................................................................................. 4
CAPÍTULO II ........................................................................................................................ 7
FUNDAMENTO TEÓRICO .................................................................................................... 7
2.1 BIOMARCADORES..................................................................................................... 7
2.2 CARBOXIHEMOGLOBINA .......................................................................................... 8
2.2.1 Procedimiento y cuidado del paciente .............................................................. 8
2.2.2 Resultados normales ......................................................................................... 9
2.2.3 Posibles valores críticos >20% ........................................................................... 9
2.3 HEMOGLOBINA ...................................................................................................... 10
2.3.1 Estructura ........................................................................................................ 10
2.3.2 Estructura primaria ......................................................................................... 11
2.3.3 Estructura secundaria...................................................................................... 11
2.3.4 Estructura terciaria de las cadenas α y β ......................................................... 11
2.3.5 Estructura cuaternaria ..................................................................................... 12
2.3.6 Unión del 2,3-BPG al tetrámero de desoxihemoglobina ................................. 12
2.3.7 Equilibrio del oxígeno de la hemoglobina-curva de disociación del oxígeno ... 12
2.3.8 Afinidad por el oxígeno de la hemoglobina ..................................................... 13
2.3.9 Factores que afectan a la afinidad por el oxígeno ........................................... 13
vi
2.3.10 Funciones ...................................................................................................... 13
2.3.11 Biosíntesis ..................................................................................................... 14
2.3.12 Síntesis del hemo .......................................................................................... 14
2.3.13 Síntesis de la globina ..................................................................................... 15
2.3.14 Expresión de los genes de globina ................................................................. 15
2.3.15 Regulación genética de la expresión ............................................................. 16
2.3.16 Síntesis de hemoglobina durante el desarrollo ............................................. 17
2.4 ANTICOAGULANTES ............................................................................................... 17
2.4.1 Sal sódica o potásica del ácido etilenodiaminotetraacético ............................ 18
2.4.2 Heparina .......................................................................................................... 18
2.5 CO-OXIMETRÍA ....................................................................................................... 19
CAPITULO III ..................................................................................................................... 20
METODOLOGÍA ................................................................................................................ 20
DISEÑO DE INVESTIGACIÓN ......................................................................................... 20
3.1 Tipo de investigación .......................................................................................... 20
3.2 Población y muestra ........................................................................................... 20
3.3 Área de investigación ......................................................................................... 20
3.4 Criterios de inclusión .......................................................................................... 20
3.5 Criterios de exclusión ......................................................................................... 20
3.6 Técnica e instrumento de recolección de datos ................................................. 21
TÉCNICAS DE PROCESAMIENTO ................................................................................... 21
3.7.1 Fase preanalítica ............................................................................................. 21
3.7.2 Fase analítica ................................................................................................... 22
3.7.3 Fase postanalítica ............................................................................................ 27
ASPECTOS ÉTICOS ........................................................................................................ 27
MATRIZ DE OPERACIONALIZACIÓN DE VARIABLES....................................................... 28
CAPÍTULO IV ..................................................................................................................... 30
ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS ......................................................... 30
4.1. ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS EN EL GRUPO DE PERSONAS NO
FUMADORAS ............................................................................................................ 30
4.2. ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS EN EL GRUPO DE PERSONAS
FUMADORAS ............................................................................................................ 38
4.3 ANÁLISIS DE RESULTADOS .................................................................................. 46
4.4 DISCUSIÓN.......................................................................................................... 48
vii
4.5 CONCLUSIONES .................................................................................................. 49
4.6 RECOMENDACIONES .......................................................................................... 50
CAPITULO V ...................................................................................................................... 51
PROPUESTA ...................................................................................................................... 51
TÍTULO.......................................................................................................................... 51
5.1 JUSTIFICACIÓN ................................................................................................... 51
5.2 BENEFICIARIOS ................................................................................................... 51
5.3 OBJETIVO ............................................................................................................ 51
5.4 PLAN DE TRABAJO Y METODOLOGÍA .................................................................. 51
REFERENCIAS.................................................................................................................... 52
ANEXO 1. Cronograma de Actividades ..................................................................... 53
ANEXO 2. RECURSOS ................................................................................................ 53
ANEXO 3. PRESUPUESTO .......................................................................................... 54
ANEXO 4. FORMULARIO DE CONSENTIMIENTO INFORMADO ................................. 55
ANEXO 5. ENCUESTA INFORMATIVA ....................................................................... 56
viii
LISTADO DE TABLAS
INDICE Pág.
Tabla 1 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 1 hora en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas NO FUMADORAS. ................................................................ 30
Tabla 2 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 24 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas NO FUMADORAS ................................................................. 31
Tabla 3 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 48 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas NO FUMADORAS. ................................................................ 32
Tabla 4 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas, medidos en
los tubos EDTA. Personas NO FUMADORAS ............................................................... 33
Tabla 5 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas, medidos en
los tubos EDTA. Personas NO FUMADORAS. .............................................................. 34
Tabla 6 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas, medidos en
los tubos HEPARINA. Personas NO FUMADORAS ...................................................... 35
Tabla 7 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas, medidos en
los tubos HEPARINA. Personas NO FUMADORAS. ..................................................... 36
Tabla 8 Representación estadística de medidas de tendencia central y dispersión del
%COHb medido en los tubos EDTA y HEPARINA en personas NO FUMADORAS .... 37
Tabla 9 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 1 hora en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas FUMADORAS. ....................................................................... 38
Tabla 10 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 24 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas FUMADORAS. ....................................................................... 39
Tabla 11 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 48 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas FUMADORAS. ....................................................................... 40
Tabla 12 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas, medidos
en los tubos EDTA. Personas FUMADORAS. ................................................................ 41
Tabla 13 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas, medidos
en los tubos EDTA. Personas FUMADORAS. ................................................................ 42
Tabla 14 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas, medidos
en los tubos HEPARINA. Personas FUMADORAS ........................................................ 43
Tabla 15 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas, medidos
en los tubos HEPARINA. Personas FUMADORAS ........................................................ 44
Tabla 16 Representación estadística de medidas de tendencia central y dispersión del
%COHb medido en los tubos EDTA y HEPARINA en personas FUMADORAS ........... 45
ix
LISTADO DE GRÁFICOS
INDICE Pág.
Gráfico 1 Porcentaje de carboxihemoglobina medido en los tubos EDTA y HEPARINA
en personas NO FUMADORAS. PERIODO 1 HORA .................................................... 30
Gráfico 2 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 24 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas NO FUMADORAS ................................................................. 31
Gráfico 3 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 48 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas NO FUMADORAS ................................................................. 32
Gráfico 4 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas, medidos
en los tubos EDTA. Personas NO FUMADORAS........................................................... 33
Gráfico 5 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas, medidos
en los tubos EDTA. Personas NO FUMADORAS........................................................... 34
Gráfico 6 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas, medidos
en los tubos HEPARINA. Personas NO FUMADORAS ................................................. 35
Gráfico 7 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas, medidos
en los tubos HEPARINA. Personas NO FUMADORAS. ................................................ 36
Gráfico 8 Representación estadística de medidas de tendencia central y dispersión del
%COHb medido en los tubos EDTA y HEPARINA en personas NO FUMADORAS .... 37
Gráfico 9 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 1 hora en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas FUMADORAS. ....................................................................... 38
Gráfico 10 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 24 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas FUMADORAS. ....................................................................... 39
Gráfico 11 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 48 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas FUMADORAS ........................................................................ 40
Gráfico 12 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas, medidos
en los tubos EDTA. Personas FUMADORAS. ................................................................ 41
Gráfico 13 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas, medidos
en los tubos EDTA. Personas FUMADORAS. ................................................................ 42
Gráfico 14 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas, medidos
en los tubos HEPARINA. Personas FUMADORAS ........................................................ 43
Gráfico 15 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas, medidos
en los tubos HEPARINA. Personas FUMADORAS ........................................................ 44
Gráfico 16 Representación estadística de medidas de tendencia central y dispersión del
%COHb medido en los tubos EDTA y HEPARINA en personas FUMADORAS ........... 45
x
LISTADO DE ILUSTRACIONES
INDICE Pág.
Ilustración 1. Rangos operacionales del CO-oxímetro. ................................................... 23
Ilustración 2. Exactitud y precisión del CO-oxímetro. .................................................... 23
Ilustración 3. Rango de los controles de calidad ............................................................. 24
Ilustración 4. Cubetas del CO-oxímetro ......................................................................... 24
Ilustración 5. Display del equipo .................................................................................... 25
Ilustración 6. Método de llenado de la cubeta del CO-oxímetro. .................................... 26
Ilustración 7. Resultados de los parámetros medidos. ..................................................... 26
Ilustración 8. Interferencias en la medición. ................................................................... 27
xi
TÍTULO: “Estudio de la estabilidad de la carboxihemoglobina en muestras recolectadas
en tubos con EDTA y heparina conservadas a temperatura ambiente, y analizadas a 1, 24
y 48 horas después de la toma sanguínea.”
Autor: Andrés David Cuenca Guerrero
Tutora: M.Sc. Cristina Estefanía Toscano Gallardo
RESUMEN
El estudio de la estabilidad de la carboxihemoglobina en las condiciones preseleccionadas
expuestas, permitieron concluir que la utilización del anticoagulante heparina es el más
idóneo para valorar el porcentaje del biomarcador. Esta conclusión se basa en la
comparación de los estudios de las medidas de tendencia central calculados en los
periodos de 1, 24 y 48 horas para ambos anticoagulantes. Con respecto a la temperatura
de conservación, se observó que en el periodo de 1-24 horas se aprecia una disminución
mayor al 10% de carboxihemoglobina en los tubos con heparina y EDTA. Sin embargo
en el periodo de 1-48 horas se observó que hay una disminución de menos del 5% de
carboxihemoglobina en ambos tubos. Con lo que se concretó que no se puede conservar
la muestra sanguínea a temperatura ambiente puesto existe una media de variación alta,
con lo cual se hace necesaria la refrigeración de la muestra hasta su análisis.
PALABRAS CLAVE: CARBOXIHEMOGLOBINA / ANTICOAGULANTE EDTA /
ANTICOAGULANTE HEPARINA / PERIODOS / TEMPERATURA /
BIOMARCADOR.
xii
TITLE: “STUDY ON THE STABLILITY OF CARBOXIHEMOGLOBIN IN
SAMPLES COLLECTED IN TUBES WITH EDTA AND HEPARIN PRESERVED
AT ROOM TEMPERATURE AND ANALYZED 1,24 AND 48 HOURS AFTER
HAVING DRAWN THE BLOOD SAMPLE”
Author: Andrés David Cuenca Guerrero
Tutor: M.SC. Cristina Estefania Toscano Gallardo
ABSTRACT
The study of carboxihemoglobin stability under the study´s preselected conditions
allowed concluding that the use of the anticoagulant heparin is the most ideal in
estimating the percentage of the biomarker. This conclusion is based in the comparison
between the studies of central tendency measurements calculated at t = 1, 24 and 48
hours, for both anticoagulants. With respect to the preservation temperature, it was
observed that in the 1-24 hours period there was over a 10% reduction in
carboxyhemoglobin values in tubes heparin and EDTA. However, in the 1-48 hours
period, we observed a reduction of less than 5% in carboxyhemoglobin values in both
tubes. This allowed concluding that blood samples should not be preserved at room
temperature, as this produces high variation; it is necessary to refrigerate the samples up
until their analysis.
KEYWORDS: CARBOXYHEMOGLOBIN/ EDTA ANTICOAGULANT/ HEPARIN
ANTICOAGULANT/ PERIODS/ TEMPERATURE/ BIOMARKER.
1
INTRODUCCIÓN
La inhalación del monóxido de carbono emitido por el parque automotriz e industrial,
provoca la unión de forma irreversible con la hemoglobina contenido en los eritrocitos a
nivel de los alveolos pulmonares, evitando que el oxígeno sea transportado en una
concentración adecuada hacia los tejidos, induciendo una muerte celular por falta de
oxígeno, lo que se denomina hipoxia. El resultado de la unión del monóxido de carbono
con la hemoglobina se denomina carboxihemoglobina, el cual es un biomarcador único
utilizado en 1) medicina legal, para determinar si el deceso de una persona es producido
por envenenamiento con monóxido de carbono; 2) toxicología ocupacional, el cual utiliza
este biomarcador para determina la aparición de enfermedades de origen laboral
relacionadas con la exposición al monóxido de carbono presente en los sitios de trabajo;
3) toxicología ambiental, para analizar el impacto del monóxido de carbono presente en el
ambiente sobre los seres humanos.
Dada la importancia y el uso de la carboxihemoglobina en diferentes áreas, es
indispensable realizar una medición correcta del parámetro para evitar resultados falsos
negativos que comprometan la salud de las personas. Sin embrago el método de medición
del biomarcador (denominado CO-oximetría) es un limitante para realizar la valoración
inmediata una vez obtenida la muestra sanguínea, puesto que de este método carece tanto
los laboratorios particulares como públicos, haciendo necesario el almacenamiento y el
transporte de la muestra sanguínea hacia laboratorios de referencia.
Por ello se realizó este estudio sobre la estabilidad de la carboxihemoglobina en
condiciones preseleccionadas para conocer las variaciones en el %COHb que suscitan
durante el periodo de almacenamiento y transporte de la muestra hasta su análisis. Las
condiciones preseleccionadas en el que se realizó el estudio son: la utilización de dos
tipos de anticoagulantes EDTA y HEPARINA para la recolección de la muestra
sanguínea, la valoración de la carboxihemoglobina en tres etapas, a 1, 24 y 48 horas
después de obtenida la muestra sanguínea y el almacenaje a temperatura ambiente de
todas las muestras durante el estudio. El análisis de los resultados obtenidos permitió
establecer la forma adecuada para la recolección, el almacenamiento y el transporte de la
muestra sanguínea para evitar la alteración del biomarcador.
2
CAPÍTULO I
PROBLEMA
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
La carboxihemoglobina es un biomarcador único utilizado en áreas como medicina legal,
toxicología clínica y en salud ocupacional, el cual permite determinar la concentración
del monóxido de carbono inhalado por una persona.
Basta una concentración de 0.2% del gas en el aire, para provocar la inconsciencia en
hora y media y la muerte en tres horas. Así, la inhalación del monóxido de carbono,
incluso a presiones parciales bajas, produce niveles significativos de carboxihemoglobina
en la sangre (Williams & Beutler, 2001).
El método de medición de la carboxihemoglobina se denomina Co-oximetría. Es una
técnica espectrofotométrica que permite determinar la concentración de hemoglobina y
sus fracciones, ayudando a valorar el cuadro clínico y el posible desplazamiento de la
curva de disociación del oxígeno (curva CDO). Debido a las características de esta
metodología, puede emplearse tanto en el ámbito del laboratorio clínico como en
unidades de críticos con Point-of-Care Testing (POCT), donde la incidencia de patologías
relacionadas con el estado de oxigenación es elevada (P. Oliver Sáez, 2016).
Sin embargo, esta técnica no está al alcance de todos los hospitales y laboratorios
clínicos, lo que obliga a que la muestra sea almacenada hasta su transporte a un
laboratorio de referencia, para su análisis (J. Bascuñana, 1996).
Por ello una elección adecuada del tipo del material que se va a utilizar puede prevenir de
numerosos errores posibles en la conservación de la muestra y es conveniente determinar
la estabilidad de la muestra en condiciones preseleccionadas (Cases & Ríos, 1992).
El estudio de la estabilidad de la carboxihemoglobina permitirá estandarizar la forma
adecuada en la que la muestra debe ser recolectada, (si se debe recolectar la muestra
usando el anticoagulante EDTA o HEPARINA), almacenada (si la temperatura ambiente
es suficiente para la conservación del biomarcador), transportada y analizada en el
laboratorio de referencia, y evitar de esta manera alteraciones en la valoración del
biomarcador.
3
1.2 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA
¿Cuál es la estabilidad de la carboxihemoglobina, en muestras tomadas en tubos EDTA y
HEPARINA, medidos en diferentes periodos de tiempo y conservadas a temperatura
ambiente?
1.3 PREGUNTA DIRECTRIZ
¿En cuál de los tubos utilizados para la obtención de muestra se observa una variación
significativa en los valores de la carboxihemoglobina?
¿Cuál es la variación de la concentración del %COHb, si la muestra es almacenada a una
temperatura ambiente?
¿Cuál es la variación del %COHb en los periodos de 1-24 horas y de 1-48 horas?
¿Existe alguna diferencia en la medición del %COHb en el tubo EDTA y en el tubo con
HEPARINA?
4
1.4 OBJETIVOS
1.4.1 Objetivo general
Estudio de la estabilidad de la carboxihemoglobina en muestras tomadas en tubos con
EDTA y HEPARINA conservadas a temperatura ambiente, y analizadas a las 1, 24 y 48
horas después de la toma.
1.4.2 Objetivos específicos
• Identificar el anticoagulante idóneo, para la recolección y almacenamiento de la
muestra sanguínea.
• Comparar el %COHb valorado en los tubos EDTA-heparina, en los periodos 1,
24, 48 horas.
• Determinar la variación del %COHb en los periodos 1-24 horas, 1-48 horas para
los tubos EDTA y heparina.
• Establecer si la temperatura ambiente sirve para el almacenamiento de la muestra
evitando que haya variaciones del %COHb.
5
1.5 JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA
El estudio de la estabilidad de la carboxihemoglobina se basa en tres puntos de vista. El
primero se basa en la importancia de la carboxihemoglobina en diferentes áreas de la
salud como medicina legal, toxicología clínica y salud ocupacional, que lo utilizan para
determinar la cantidad de monóxido de carbono inhalado.
Tal como lo indica J. Bascuñana, (1996) “La carboxihemoglobina es un marcador
biológico que permite valorar la concentración de monóxido de carbono inhalado en
una persona, como procedimiento diagnóstico de la intoxicación aguda o crónica por
monóxido de carbono (CO) y como marcador de la exposición reciente al humo del
tabaco.”
También Albiano, (1999) lo señala así “La carboxihemoglobina es un biomarcador de
valiosa importancia en el monitoreo de los niveles de monóxido de carbono en
trabajadores expuestos al medio ambiente durante periodos laborales largos.”
Además, forma parte de terapias no farmacológicas en atención primaria como lo revela
Palomo Cobos Luis, (2004) “La utilización de métodos analíticos destinados a
comprobar la abstinencia de tabaco durante el proceso de abandono son también
fundamentales. La determinación del monóxido de carbono mediante cooximetría es un
procedimiento fácil que, además de informarnos de la abstinencia o no del paciente en
las revisiones sucesivas, actúa también como factor motivador para él, al comprobar el
descenso de en la concentración del monóxido de carbono”.
El segundo punto de vista para este estudio se basa en la referencia de Cases & Ríos.
(1992). “Generalmente los errores de muestreo que pueden cometerse en todo proceso de
toma de muestra, preparación y análisis, en especial para el análisis de trazas, son
debidos a la contaminación, perdida de analitos y variaciones de la composición y forma
química de los mismos. Por ello una elección adecuada del tipo del material y de la
forma del mismo puede prevenir de numerosos errores posibles en la conservación de la
muestra y es conveniente determinar la estabilidad de la muestra en condiciones
preseleccionadas.”
La poca accesibilidad de los servicios de salud para realizar la medición de este
parámetro. Lo que obliga a almacenar y remitir la muestra hacia un laboratorio de
referencia. Así se hace necesario determinar la estabilidad de la carboxihemoglobina, que
brindara el conocimiento de cuál es el mejor anticoagulante para recolectar la muestra, el
6
tiempo óptimo para su medición y si la temperatura ambiente es suficiente para su
almacenaje.
El tercer punto se basa en la utilización de tubos de EDTA para el análisis del porcentaje
de carboxihemoglobina, pese a la indicación que hace el manual operativo del CO-
oxímetro GEM-OPL, en cual expresa: “obtener muestras de sangre en una jeringa de
plástico heparinizada de sodio o de litio. Evitar los anticoagulantes como Citrato que es
conocido por cambiar el pH de la sangre y causar errores en las medidas
espectrofotométricas. De manera similar, el fluoruro, oxalato, y EDTA debe ser evitado”
7
CAPÍTULO II
FUNDAMENTO TEÓRICO
2.1 BIOMARCADORES
Los biomarcadores de exposición permiten detectar y cuantificar que un individuo ha
absorbido un xenobiótico. (Manuel Repetto, 2009).
Se asocia a un cambio que se puede medir en un sistema biológico, que es inducido por
un contaminante en los componentes bioquímicos o celulares de un proceso, estructura o
función en tal sistema. Los marcadores biológicos, o biomarcadores, son los cambios
medibles, que ocurren en el organismo y que se asocian con la exposición a un toxico. La
Food and Drug Administration (FDA) de los EUA definió a un biomarcador como una
característica que es medida objetivamente y evaluada como una indicación de un
proceso biológico normal, de procesos patológicos o de respuestas farmacológicas. Por su
parte, la Organización Mundial de la Salud, por medio del Programa Internacional de
Seguridad Química (IPCS), ha definido a los biomarcadores como una sustancia o sus
productos, estructura o proceso, que puede ser medido en el tiempo y que puede
influenciar o predecir la incidencia de consecuencias o enfermedades resultantes. Una
característica importante que tienen los biomarcadores es que sirven como disparadores
de medidas preventivas en un contexto de toxicología reguladora, para prevenir un daño a
las poblaciones que están en contacto con las sustancias que provocan la elevación de
esos marcadores. Entre los biomarcadores tenemos los biomarcadores de exposición que
tienen la característica fundamental de evidenciar el resultado de un contacto entre el
agente tóxico y el organismo expuesto. Pueden ser también el resultado de una
interacción entre el compuesto externo y una macromolécula del organismo en cuestión
(por ejemplo proteínas).Epidemiológicamente, representan un cambio reversible y
subclínico, que no es una prueba diagnóstica, sino una indicativo que ha ocurrido una
absorción de la sustancia tóxica. (Francisco Jaramillo Gonzalez, 2006).
Para que se produzca la formación de los biomarcadores tiene que haber un efecto nocivo
de alguna sustancia química sobre el organismo, necesariamente debe haber un contacto,
una interacción química entre la molécula de esa sustancia externa y algún componente
membranal o del interior de la célula en donde se dará la interacción, que da por resultado
el cambio que denominamos efecto toxico. El efecto toxico de las sustancias químicas y
8
productos farmacéuticos provocan intoxicaciones agudas. Aunque la mayoría de las
intoxicaciones agudas son leves, si provocan una elevada morbilidad y de acuerdo con el
toxico una alta mortalidad, por lo que hay que establecer un diagnóstico rápido para
brindar un tratamiento eficaz. El Laboratorio Clínico forma parte importante en el
diagnostico medico mediante el análisis de biomarcadores principalmente en sangre,
orina, o aire exhalado. (Francisco Jaramillo Gonzalez, 2006)
2.2 CARBOXIHEMOGLOBINA
La carboxihemoglobina se produce por la unión del monóxido de carbono al hierro del
hemo. La velocidad de disociación mucha más lentamente de lo que lo hace el oxígeno.
La hemoglobina une monóxido de carbono con una fuerza 200 veces mayor que la unión
del oxígeno. Así la inhalación de monóxido de carbono, incluso a presiones parciales
bajas, produce niveles significativos de carboxihemoglobina en la sangre. Por ejemplo,
una concentración del 0.1% de monóxido de carbono en el aire inspirado producirá en
equilibrio un 50% de carboxihemoglobina. (Williams & Beutler, 2001).
Parte de la carboxihemoglobina se produce en forma endógena en el cuerpo humano. El
intervalo de referencia es 0,2 a 0,8%. En los fumadores, los niveles pueden varias entre el
4 y el 20%. Los efectos tóxicos, como cefaleas y mareos, se experimenta en niveles del
10 a 15%. Concentraciones mayores del 50% pueden causar coma y convulsiones. La
carboxihemoglobina puede ser detectada por instrumentos de espectrometría de absorción
a 541 nm. (Bernadette F Rodak, 2005).
Esta prueba mide la cantidad de carboxihemoglobina sérica, y debe tomarse una muestra
para análisis lo antes posible tras la exposición, dado que el CO es rápidamente eliminado
de la Hb en cuanto el sujeto respira aire normal (Pagana & Pagana, 2013).
2.2.1 Procedimiento y cuidado del paciente
Antes
Explicar el procedimiento al paciente a la familia.
Obtener la historia en relación con cualquier posible fuente de inhalación de CO.
Evaluar al paciente en relación a los signos y síntomas de intoxicación leve por
CO (cefalea, debilidad, inestabilidad, malestar general, disnea) y de intoxicación
moderada a severa por CO (cefalea intensa, mucosas rojas, color rojo cereza de la
sangre). Mantener las precauciones de seguridad si existe confusión.
9
Durante
Recoger 5-10 ml de sangre venosa aproximadamente en un tubo de tapón lavanda
o verde.
Después
Aplicar presión o un apósito a presión en el punto de punción venosa.
2.2.2 Resultados normales
Pacientes Porcentaje de carboxihemoglobina
No fumadores < 3%
Fumadores ≤ 12%
Recién nacidos ≥ 12%
Fuente: (Pagana & Pagana, 2013). Guías de pruebas diagnósticas y de laboratorio. Pág. 180.
2.2.3 Posibles valores críticos >20%
20-30% Inestabilidad, cefalea, trastorno del juicio.
30-40% Taquicardia, hiperapnea, hipotensión, confusión.
50-60% Coma
>60% Muerte
Fuente: (Pagana & Pagana, 2013). Guías de pruebas diagnósticas y de laboratorio. Pág. 180.
10
2.3 HEMOGLOBINA
La hemoglobina es el componente mayoritario de los eritrocitos maduros, y su función
principal es la oxigenación de los tejidos. Esta función la realiza gracias a su capacidad
para fijar reversiblemente el oxígeno molecular que, de esta forma es transportado dese
los pulmones hasta los tejidos. (Sans-Sabrafen, 2001)
2.3.1 Estructura
La hemoglobina es una proteína formada por cuatro subunidades proteicas (globinas), con
un grupo hemo en cada una de ella. Existen seis tipos de cadenas globínicas que se
denominan alfa, beta, gamma, delta, épsilon y zeta, y cada molécula de hemoglobina
posee cuatro de ellas, iguales dos a dos. Las subunidades proteicas, al unirse entre ellas,
forman una estructura globular conocida como estructura cuaternaria de la hemoglobina.
(Sans-Sabrafen, 2001)
Las hemoglobinas normales de los mamíferos contiene dos pares de cadenas
polipeptídicas distintas: una cadena de cada par es α y la otra no es α (β, γ o δ). Las
cadenas α de todas las hemoglobinas humanas encontradas son la misma. Las cadenas no
α incluyen la cadena β de la hemoglobina normal del adulto (hemoglobina A (α2β2), la
cadena γ de la hemoglobina fetal (hemoglobina F (α2γ2)) y de la cadena δ de la
hemoglobina A2 (hemoglobina A2 (α2δ2). En la secuencia de aminoácidos de cada cadena
de polipéptidos ciertos residuos parecen ser críticos en la estabilidad y en la función.
Dichos residuos son normalmente el mismo en las cadenas α o β. Las valinas del extremo
NH2 de las cadenas β son importantes en las interacciones con el 2,3-BPG. Los residuos
del extremo C son importantes en los puentes salinos que caracterizan a las moléculas
libres. Las zonas de contacto entre las cadenas y entre el hemo y la globina tienden a
contener residuos invariables (Williams & Beutler, 2001).
Esta estructura dispone de cavidades en las que se alojan los grupos hemo, y en su región
central delimitan un espacio para que el 2,3-difosfoglicerato, pueda realizar su función
reguladora del transporte de oxígeno. La capacidad de la Hb para enlazar oxígeno
depende de la presencia de cuatro grupos prostéticos denominados grupos hemo, los
cuales constan de una estructura cíclica planar, llamada protoporfirina IX y de un átomo
de hierro en estado reducido (Fe++) lo que permite la unión del O2 (Sans-Sabrafen, 2001).
11
2.3.2 Estructura primaria
Las cadenas no α (β, γ, δ o ε) son todas de 146 aminoacidos de longitud; la cadena β
comienza con una valina y una histidina. Los residuos del extremo C son Tyr β145 y His
β146. La cadena δ (de la hemoglobina A2) se diferencia de la cadena β (de la
hemoglobina A) en solo 10 residuos. La cadena γ de la hemoglobina fetal (hemoglobina
F) se diferencia de la cadena β en 39 residuos. Los residuos del extremo N de la cadena γ
y de la cadena β son la glicina y la valina, respectivamente, mientras que los residuos del
extremo C, Tyr 145 y His 146, son los mismos tanto en las cadenas γ como en la β. Se
hallan cantidades apreciables de cadenas γ libres en los hematíes de algunos niños con α
talasemia; las cadenas libres γ pueden formar homotetrameros conocidos como
hemoglobina de Bart. (Williams & Beutler, 2001)
2.3.3 Estructura secundaria
El 75% de los aminoacidos en las cadenas α o β tienen una disposición helicoidal. Ocho
zonas helicoidales, enumeradas de la A a la H, se producen en las cadenas β. La
nomenclatura de la hemoglobina especifica que los aminoácidos en las hélices se
designan por el número del aminoácido y la letra de la hélice, mientras que los
aminoácidos entre las hélices toman el nombre del aminoácido y la letra de las dos
hélices. Así, el residuo EF3 es el tercer residuo del segmento que conecta las hélices E y
F, mientras que el residuo F8 es el octavo residuo de la hélice F (Williams & Beutler,
2001).
2.3.4 Estructura terciaria de las cadenas α y β
La disposición espacial que genera el plegamiento de la cadena polipeptídica y de sus
estructuras helicoidales constituye la estructura terciaria de la hemoglobina (Sans-
Sabrafen, 2001).
El grupo hemo se localiza en una hendidura entre las hélices E y F de cada cadena. Las
cadenas laterales de propionato altamente polares del hemo están sobre la superficie de la
molécula y están ionizadas a un pH fisiológico. El resto del hemo está dentro de la
molécula, rodeado de residuos no polares, excepto dos histidinas. El átomo de hierro esta
enlazado mediante una unión coordinada del nitrógeno imidazólico de la histidina F8; la
histidina E7 distal, sobre el otro lado del plano del hemo, no está unida la átomo de
hierro. (Williams & Beutler, 2001)
Los residuos importantes en contacto con el hemo son Val FG5, Leu FG3, His F8, Leu
F7, leu H19 y Leu F4; sobre le lado distal, los contactos importantes del hemo son Phe
12
CD4, His E7, Leu G8, Val E11 y Lys E10. La Val producida por las hélices E y F
proporciona las principales paredes del bolsillo del hemo. Las hélices B, G y H forman el
suelo, y los segmentos C y CD guardan la apertura de este bolsillo. (Williams & Beutler,
2001)
2.3.5 Estructura cuaternaria
En el estado desoxidado, el tetrámero de hemoglobina se mantiene unido por uniones
electroestáticas y de contactos hidrofóbicos entre las subunidades, además de un cierto
número de enlaces de hidrogeno. (Williams & Beutler, 2001)
1. Uniones de intersubunidades de sal (enlaces electrostáticos). Cuatro de estas
uniones de sal que implican a la Arg HC3 (141), estan entre las dos cadenas α.
Las dos uniones de sal que implican a las His HC3 (146) están entre las cadenas β
y α. Hay dos uniones de sal intramoleculares en las cadenas β. (Williams &
Beutler, 2001)
2. Contactos entre subunidades α1β1 (o α2β2) y α1β2 (o α2β1)
a. El contacto α1β1. Este contacto mas amplio, entre las subunidades α1 y β1,
implica 32 residuos, incluyendo 126 átomos, 4 enlaces de hidrogeno y 1
enlace de hidrogeno mediado por disolvente. (Williams & Beutler, 2001)
b. El contacto α1β2. Ligeramente menos extenso que los contactos α1β1,
afecta a 27 residuos, incluyendo 107 átomos, 6 enlaces de hidrógeno y 3
enlaces de hidrogeno mediados por disolvente. (Williams & Beutler,
2001)
2.3.6 Unión del 2,3-BPG al tetrámero de desoxihemoglobina
En la desoxihemoglobina, el 2,3-BPG está situado en la cavidad central entre las dos
cadenas β. Los grupos fosfato forman puentes salinos con los grupos amino β N-
terminales y los imidazoles de la histidina β2 y β143; los grupos carboxílicos se unen a la
Lys β82 (Williams & Beutler, 2001).
2.3.7 Equilibrio del oxígeno de la hemoglobina-curva de disociación del oxígeno
La afinidad por el oxígeno aumenta conforme lo hace la saturación con oxígeno de la
hemoglobina. Este aumento la afinidad por el oxígeno con el aumento de la saturación
describe una forma sigmoide en la curva de disociación del oxígeno. La unión de más
protones a la desoxihemoglobina que a la oxihemoglobina, conocida como efecto Bohr,
se refleja en el desplazamiento a la izquierda de las curvas de disociación del oxígeno con
13
e l aumento del pH. La afinidad por el oxígeno depende del estado de oxigenación y del
pH. (Williams & Beutler, 2001)
2.3.8 Afinidad por el oxígeno de la hemoglobina
La afinidad del oxígeno por la hemoglobina se expresa en términos de P50 la presión de
oxígeno con la que la hemoglobina está saturada a la mitad. Este valor es de 26 torr en los
hematíes normales o en los hemolizados concentrados a 37ºC y en un plasma de un pH de
7.4. La presión parcial de oxígeno en el aire ambiental es de alrededor de 100 torr; en el
alveolo pulmonar es de alrededor de 95 torr. Conforme la sangre atraviesa los capilares
sistémicos, la liberación de oxígeno está determinada por la Po2 de los tejidos (Williams
& Beutler, 2001).
2.3.9 Factores que afectan a la afinidad por el oxígeno
Los tres determinantes del valor de la P50 son la temperatura, el pH y la concentración de
2,3-BPG del hematíe. Con el aumento de la concentración de iones de hidrogeno, la P50
aumenta, es decir la afinidad por el oxígeno disminuye. Los protones estabilizan el estado
T mediante la estabilización de las uniones de las intersubunidades y de las uniones entre
las dos cadenas β y el 2,3-BPG. (Williams & Beutler, 2001)
El desplazamiento de Bohr constituye un sistema tampón importante del cuerpo. Cuando
la sangre alcanza los tejidos, donde la presión de oxígeno es menor y la concentración de
iones de hidrógeno está aumentada por el ácido láctico o el dióxido de carbono, el
desplazamiento de Bohr de la curva de disociación hace que el oxígeno esté más
disponible. Conforme la hemoglobina pierde su oxígeno y la libre forma puentes de
protones, se disminuyen los cambios en la concentración de hidrógeno. La unión del
protón de la desoxihemoglobina proporciona una parte importante del transporte de
carbono; el dióxido de carbono difunde al interior del hematíe, y su conversión allí a
bicarbonato está catalizada por la anhidrasa carbónica. El ión bicarbonato deja el hematíe,
y el ion hidrogeno es captado por la desoxihemoglobina. (Williams & Beutler, 2001)
El dióxido de carbono reacciona con los residuos N-terminal de las cadenas β de la
hemoglobina para entregar derivados carbamino, un efecto distinto al efecto Bohr.
(Williams & Beutler, 2001)
2.3.10 Funciones
La función de la hemoglobina es transportar oxigeno desde los pulmones a los tejidos y
dióxido de carbono desde los tejidos a los pulmones, y también sirve para destruir la
molécula de óxido nítrico fisiológicamente importante (Williams & Beutler, 2001). Cada
14
molécula de Hb puede unirse a un máximo de cuatro moléculas de O2, una molécula por
cada grupo hemo. La unión hemo-O2 es reversible, de modo que cuando la concentración
de O2 o la PO2 es elevada, el O2 se une a la Hb hasta saturarla, y cuando la PO2
disminuye, el O2 se libera en los tejidos. Fisiológicamente, esta propiedad facilita que la
Hb se cargue de O2 e3n el pulmón (PO2 ~ 100 mmHg) y lo libere en los tejidos (PO2 ~ 25
mmHg). Está afinidad es regulada por diversos factores intraeritrocitarios entre los que
destacan la temperatura, el pH y la concentración de 2,3-difosfoglicerato. (Sans-Sabrafen,
2001)
1. La unión del O2 a la Hb disminuye al aumentar la temperatura. En estados
febriles, las células aumenta su metabolismo y, por tanto, su necesidad de
consumo de O2. (Sans-Sabrafen, 2001)
2. Pequeños cambios de pH modifican de forma importante la capacidad de la
hemoglobina para unirse al oxígeno. Así, cuanto mayor sea el pH a una
determinada PO2 mayor será el porcentaje de saturación con O2. El incremento
de la concentración de H+ provoca un descenso de la saturación, estabilizando el
estado desoxigenado de la molécula de Hb y favoreciendo la liberación de O2 en
los tejidos. Por el contrario, la disminución de la concentración de H+ provoca un
incremento de la saturación de la Hb. La Hb también es responsable del
transporte directo del 10% del CO2 respirado, que reacciona con el grupo N-
terminal, facilitando la liberación de la circulación. (Sans-Sabrafen, 2001)
3. El fosfato orgánico 2,3-DFG aumenta la estabilidad de la desoxi-Hb la forma T.
Esta molécula se introduce en la cavidad central que forman las cuatro
subunidades de la desoxi-Hb, modificando la entrada de oxígeno. Cuando la PO2
se eleva el O2 desplaza al 2,3-DFG y se une a la Hb. (Sans-Sabrafen, 2001)
2.3.11 Biosíntesis
La hemoglobina se sintetiza por dos vías metabólicas diferentes pero estrechamente
relacionadas. (Sans-Sabrafen, 2001)
2.3.12 Síntesis del hemo
La biosíntesis comienza por la condensación de glicina y succinil-CoA, generandose δ‑
aminolevulinato (δ‑ALA), catalizada por la δ‑aminolevulinato sintetasa, enzima
mitocondrial dependiente de piridoxalfosfato (vitamina B6). El siguiente paso de la
síntesis es extramitocondrial, donde se produce la condenación de dos moléculas (δ‑
15
ALA), para formar porfobilinógeno, reacción catalizada por δ‑aminolevulinato
deshidrasa (José María Teijón Rivera, 2009).
La siguiente etapa se desarrolla en presencia de dos enzimas uroporfirinógeno I-sintetasa
o porfobilinógeno desaminasa y uroporfirinógeno III-cosintetasa o uroporfirina III-
sintetasa, que provocan la condensación de cuatro moléculas de PBG para dar lugar al
compuesto hidroximetilbilano (HMB). Bajo la acción de la enzima uroporfirín III-
sintetasa el HBM se transforma en uroporfirinógeno III (Sans-Sabrafen, 2001).
Los radicales de uroporfirinógeno III se descarboxilan a metilos, formándose un nuevo
compuestos que es el coproporfirinógeno III, por medio de la enzima uroporfirinógeno
descarboxilasa. La siguiente etapa el coproporfirinógeno III es transportado a la
mitocondria y bajo la acción del coproporfirinógeno oxidasa convierte dos grupos
propiónicos se convierten en vinílicos, formándose en protoporfirina IX. La
incorporación del hierro en forma ferrosa a la protoporfirina IX se realiza gracias a la
ferroquelatasa formando así el grupo hemo (José María Teijón Rivera, 2009).
El control de esta vía de síntesis interviene fundamentalmente la δ‑aminolevulinato
sintetasa, enzima clave cuya actividad y su síntesis resulta inhibida por el propio grupo
hemo (retroinhibición) (Sans-Sabrafen, 2001).
2.3.13 Síntesis de la globina
Las cadenas α y β de la globina están codificas por loci genéticos independientes, su
expresión está regulada para formar una producción equivalente de ambos péptidos. La
síntesis de estas cadenas globínicas está regulada por dos familias de genes organizados
en agrupaciones que se localizan en diferentes cromosomas: la agrupación de genes que
codifican para las cadenas α se halla en el cromosoma 16 y, la agrupación de genes que
codifican parta las cadenas β, en el cromosoma 11. (Sans-Sabrafen, 2001)
2.3.14 Expresión de los genes de globina
El mecanismo implicado en la expresión génica y síntesis proteica, incluye los siguientes
pasos: 1) transcripción; 2) procesamiento o maduración del ARN mensajero (ARNm); 3)
transporte del ARNm desde el núcleo hasta el citoplasma, y 4) traducción del ARNm a
proteína por la acción de los ribosomas. En la conformación definitiva de la molécula de
hemoglobina intervienen también otras tres etapas: 1) liberación del aminoácido N-
terminal metionina; 2) ensamblado o unión del grupo hemo a cada globina, y formación
16
de dímeros de globina-hemo, y 3) unión de los dímeros globina-homo para constituir la
molécula definitiva de hemoglobina (Sans-Sabrafen, 2001).
1. La transcripción se inicia por delante del codón de iniciación (AUG), el cual
constituira el extremo 5’ del ARNm maduro después de su procesamiento. Los
genes de la globina se transcriben mediante la acción de la ARN polimerasa de
tipo II, que se sintetiza un transcrito primario, que es procesado para convertirse
en ARNm maduro.
2. La maduración del ARNm consiste en la fijación al extremo 5’ un nucleótido de
guanina modificado CAP, y de una cola de poliadenilato o poli(A) al 3’,
elementos que estabilizan el transcrito y prevenir los ataques de las exonucleasas.
A continuación tiene lugar un proceso de escisión y empalme (splicing) que
elimina los intrones en varias etapas, mediante roturas y regeneraciones de los
enlaces fosfodiéster. En la última etapa se unen los exones anterior y posterior
mediante un enlace covalente formando un ARNm maduro sin intrones.
3. El transporte de ARNm maduro desde el núcleo hasta el citoplasma es seguido de
su unión a los ribosomas para iniciar el proceso de la traducción o síntesis de
cadenas globínicas en presencia de aminoácidos apropiados y de diversas
enzimas.
4. Para la traducción, los ARNm de las cadenas α y β-globina se asocian
individualmente con polisomas de diferente tamaño para sintetizar las cadenas α
y β las cuales, inicialmente, se combinan entre sí para formas dímeros. Estos
dímeros incorporan los grupos hemo y, posteriormente, se asocian para constituir
tetrameros estables de hemoglobina. Las globinas α y β individuales no son
estables como los tetrameros normales de la Hb (α2 β2). Cuando existe un exceso
de cadenas α-globina, estas tienden a agregarse, haciéndose insolubles y
precipitando en concentraciones elevadas. Las cadenas β-globina que no se
asocian con las cadenas α, se combinan entre ellas para formar tetrameros de
cadenas β (β4), dando lugar a la llamada Hb H, que se encuentra en la α
talasemia.
2.3.15 Regulación genética de la expresión
La expresión del grupo de genes que codifican para las globinas está regulada
fundamentalmente por las regiones HS-40 y β-LCR localizadas en el extremo 5’ del
cluster α y β. Asimismo, la regulación de la expresión de estos genes esta mediada, por
17
proteínas activadoras que interactúan con los promotores, intensificadores, silenciadores y
con las regiones reguladoras. (Sans-Sabrafen, 2001)
La hemoglobinogénesis es un proceso íntimamente regulado por la propia concentración
de hemoglobina, de manera que cuando esta alcanza un nivel crítico, actúa directamente
sobre el núcleo de los precursores eritroides inhibiendo su maduración. Si por alguna
causa existe un trastorno en la síntesis de la hemoglobina (ferropenia o talasemia), se
tarda más tiempo en alcanzar este límite crítico, con lo que aumenta el número de mitosis
por cada ciclo y disminuye el tamaño de los eritrocitos (microcitosis). Por el contrario, si
debido a un trastorno de la eritropoyesis con una síntesis normal de hemoglobina este
límite ya se alcanza antes que se finalice el proceso madurativo (anemia megaloblástica),
disminuye el número de mitosis por ciclo y aumenta el tamaño eritrocitario
(macrocitosis). (Sans-Sabrafen, 2001).
2.3.16 Síntesis de hemoglobina durante el desarrollo.
Existen varias moléculas de hemoglobina humana sintetizadas en diferentes etapas del
desarrollo ontogénico y que responde a la adaptación al oxígeno. En el embrión, la
síntesis de Hb está restringida a los primitivos eritroblastos del saco vitelino, que produce
tres tipos de hemoglobinas: Hb Gower-I, Hb Gower-II y Hb Portlan-I, Hb Portlan-II, Hb
Portlan-III. A partir de las 8 semanas de gestación, la eritropoyesis tiene lugar en el
hígado del feto, que sintetiza, Hb F y una pequeña cantidad de Hb A. Al nacer, el nivel de
HB F oscila entre el 60 al 90%, niveles que disminuyen por debajo del 2% a los seis
meses de vida (Sans-Sabrafen, 2001).
En el adulto, la Hb más abundante es la Hb A. la relación Hb A2: Hb A es de 1:100 en el
momento del nacimiento y de 1:40 en el adulto (Sans-Sabrafen, 2001).
2.4 ANTICOAGULANTES
Para evitar el fenómeno de la coagulación se emplea los anticoagulantes. Para los
estudios de la sangre se debe saber cuál es en cada momento el anticoagulante idóneo y
mantener siempre una adecuada proporción entre este ye l volumen de sangre extraída.
Excepto la heparina, que actúa inhibiendo la acción de la trombina, prácticamente todos
los anticoagulantes actúan fijando el calcio y evitando el desarrollo de la coagulación
sanguínea. Existen diversos efectos adversos que los anticoagulantes pueden producir
sobre las células sanguíneas, por lo que, en hematología, los anticoagulantes que se
emplean para los estudios deben cumplir los siguientes requisitos:
18
No alterar el volumen de los eritrocitos.
No producir hemólisis.
Evitar la agregación de las plaquetas.
No alterar la morfología de los leucocitos.
La sangre tratada con anticoagulante debe procesarse lo antes posible, ya que se deteriora
con gran facilidad incluso mantenida bajo refrigeración. El tiempo máximo que puede
transcurrir entre la extracción y la realización de las diversas pruebas hematológicas, no
debe ser superior a las 24 h. Actualmente, la centralización del laboratorio clínico obliga
al traslado de las muestras sanguíneas, con lo que la realización de los análisis puede
tener lugar después de muchas horas de haberse efectuando la extracción. (Joan Lluís
Vives Corrons, 2014)
2.4.1 Sal sódica o potásica del ácido etilenodiaminotetraacético
Las sales de EDTA realizan su acción mediante un efecto quelante sobre el calcio,
fijándolo pero sin llegar a precipitarlo. En la práctica se han empleado sales de EDTA
disódicas (EDTA-Na2), dipotásicas (EDTA-K2) y tripotásicas (EDTA-K3); las de potasio
son más recomendables que las de sodio por su mayor solubilidad en la sangre. El EDTA-
K3 tiene el inconveniente de que a determinada concentración disminuye el tamaño de los
eritrocitos, especialmente a partir de las 2 h de realizada la extracción y puede inducir una
agregación de las plaquetas. Por ello la mejor elección es la sal de EDTA-K2 , ya que
respeta la morfología eritrocitaria y leucocitaria, de manera que permite una demora de 2
h en la realización de la extensión sanguínea, asegura la conservación de las células
sanguíneas durante 24 h si la sangre se mantiene a 4·c. (Joan Lluís Vives Corrons, 2014)
2.4.2 Heparina
La heparina es un anticoagulante fisiológico y, por tanto, ideal para evitar la coagulación
sanguínea in vivo. Presenta el inconveniente de que, si no se agita rápida y
uniformemente con la sangre inmediatamente después de extraída, puede formarse
microcoágulos. Aunque tiene la ventaja de no alterar el volumen eritrocitario ni la
morfología de los leucocitos, su empleo no es recomendable para la realización de la
extensión sanguínea. La heparina es el anticoagulante de elección para realizar estudios
eritrocitarios (pruebas de hemólisis) o pruebas especiales como el estudio de las
actividades enzimáticas o hemoglobinopatías. También es el anticoagulante recomendado
para recoger las muestras destinadas a estudios de citogenética. La porción aconsejable es
de 0.1-0.2 mg de heparina por 1 ml de sangre. (Joan Lluís Vives Corrons, 2014)
19
2.5 CO-OXIMETRÍA
Se basa en una técnica espectrofotométrica, en la cual la hemoglobina y sus fracciones
presentan picos de absorbancia a longitudes de onda específicas y por tanto tienen un
espectro característico que sigue la ley de Lambert-Beer, los resultados de las
absorbancias medidas a múltiples longitudes de onda son utilizados para calcular la
concentración de cada derivado de la hemoglobina (O2Hb, COHb, MetHb, SHb). El
rango de absorción es 520-620 nm. La ctHb es calculada a través de la suma de los
derivados. (P. Oliver Sáez, 2016)
Las ventajas que ofrece la CO-oximetría son múltiples: rapidez, facilidad de manejo,
requiere un volumen pequeño de muestra, tiene un pequeño coste añadido al del estudio
de gases, permite el análisis de derivados de la hemoglobina y no está sujeta a
interferencia por un contaje elevado de leucocitos (P. Oliver Sáez, 2016).
La diferencia con los oxímetros de pulso, es que estos proveen una estimación no
invasiva del porcentaje de saturación de O2 de la hemoglobina, sin embargo no puede
distinguir entre los diferentes derivados de la hemoglobina como la oxihemoglobina y el
nivel de carboxihemoglobina o de metahemoglobina, necesaria en los pacientes que han
expuestos al monóxido de carbono o que han tenido una exposición prolongada a los
nitritos o al nitroprusiato, también permite evaluar a los pacientes con ventilación
mecánica, para descartar la retención de CO2 (Grenvik, 1998).
20
CAPITULO III
METODOLOGÍA
DISEÑO DE INVESTIGACIÓN
3.1 Tipo de investigación
La presente investigación es un estudio transversal, descriptivo, no experimental.
El diseño de investigación es de tipo descriptivo puesto que se compara el tiempo en el
que se realiza la medición de la carboxihemoglobina, el tubo en el cual se recolecto la
muestra de sangre (EDTA y HEPARINA), y el valor porcentual que se obtienen de los
parámetros medidos.
3.2 Población y muestra
El estudio de la estabilidad de la carboxihemoglobina se realizó en el personal de la
Clínica MEDIRECREO, de los cuales se estudiaron 20 muestras de sangre de personas
de ambo sexos, fumadores (n=10) y no fumadores (n=10), que no presentaron ninguna
patología respiratoria.
3.3 Área de investigación
Personal de la clínica MEDIRECREO ubicado en Av. Vicente Maldonado SN y Teodoro
Gómez C.C. Recreo, Acceso 3, Tercer Piso.
3.4 Criterios de inclusión
Personas mayores de 18 años de edad.
Cualquier nivel económico, sexo o etnia.
Personas con hábito o no de fumar.
3.5 Criterios de exclusión
Personas que han recibido hidroxicobalamina o azul de metileno como medida
terapéutica.
Muestras que presenten hiperlipemia e ictericia.
21
3.6 Técnica e instrumento de recolección de datos
3.6.1Técnica
La técnica utilizada para la determinación del porcentaje de la carboxihemoglobina fue la
espectrofotometría. La cual nos permitió medir la concentración de los diferentes
derivados de la hemoglobina (carboxihemoglobina, metahemoglobina, sulfohemoglobina)
en cada muestra sanguínea estudiada, y de esta manera evaluar la estabilidad de la
carboxihemoglobina conservada en los tubos con EDTA y en los tubos con HEPARINA.
3.6.2 Instrumentos
Para la recolección de los datos se utilizó el programa Excel, en el cual se registraron
todos los valores obtenidos del porcentaje de la carboxihemoglobina. También se utilizó
gráficos de barra agrupada para ilustrar y comparar el porcentaje de carboxihemoglobina
medido en los tubos EDTA como en los tubos con HEPARINA.
TÉCNICAS DE PROCESAMIENTO
3.7 CARBOXIHEMOGLOBINA
3.7.1 Fase preanalítica
3.7.1.1 Recolección de la muestra
La muestra sanguínea se recolecto en dos tubos con diferentes anticoagulantes EDTA y
heparina. Estas muestras se obtuvieron por punción venosa; una vez obtenida la muestra
se mezcló bien los tubos para que la sangre se combine con el anticoagulante para evitar
la formación de coágulos sanguíneos o hemolisis.
Las muestras recolectadas se almacenaron a temperatura ambiente y fueron transportadas
de manera inmediata a NETLAB. De cada muestra, se extrajo una alícuota. La primera
alícuota de cada muestra se valoró en el momento de la extracción y luego a intervalos
fijos de 24 horas, hasta 48 horas después de la punción venosa inicial. Utilizando una
jeringuilla de 10 ml, en las cuales se determinó la concentración de COHb,
respectivamente.
22
3.7.2 Fase analítica
3.7.2.1 Información del instrumento
La concentración de la carboxihemoglobina se determinó utilizando el equipo GEM OPL.
Es un instrumento que se fundamenta en la espectrofotometría, que nos permite
determinar la concentración de varios derivados de la hemoglobina como
carboxihemoglobina, sulfohemoglobina, y metahemoglobina, mediante la absorción de
una longitud de onda específica para cada derivado de la hemoglobina.
3.7.2.2 Principio de prueba
El principio de la medición se basó en la ley de Beer, la cual expresa que la absorbancia
de un analito a determinada longitud de onda depende de su concentración en la solución.
El instrumento utilizado GEM OPL utiliza varias longitudes de onda para obtener
mediciones precisas del porcentaje de los derivados de la hemoglobina, utilizando la
absorbancia específica de cada derivado de hemoglobina.
La concentración de hemoglobina total medida por el Gem OPL incluye oxi-, desoxi-,
met-, y carboxihemoglobina:
[THb] = [HbO2] + [Hb] + [MetHb] + [COHb].
No se requirió ninguna preparación de la muestra. El análisis se llevó a cabo de forma
rápida, mediante la inyección de la muestra en una cubeta desechable y la inserción de la
misma en el instrumento. Se ilumina la muestra contenida en la cubeta con múltiples
longitudes de onda, se registra la densidad óptica de la muestra en cada una de las
longitudes de onda, y se calcula los resultados. En menos de 10 segundos, la fracción de
oxihemoglobina, carboxihemoglobina, y metahemoglobina, la concentración de
hemoglobina total y el contenido de oxígeno la muestra se visualiza en las unidades
correspondientes en la pantalla de cristal líquido en el panel frontal (Pappagiannopoulos,
2010)
23
3.7.2.3 Mediciones y rangos operacionales
Ilustración 1. Rangos operacionales del CO-oxímetro.
Fuente: (Pappagiannopoulos, 2010). Manual de operación GEM-OPL. Pág. 40.
3.7.2.4 Exactitud y precisión
La exactitud y precisión está determinada por el error estándar y la desviación estándar de
análisis repetidos de la misma muestra. (Pappagiannopoulos, 2010)
Ilustración 2. Exactitud y precisión del CO-oxímetro.
Fuente: (Pappagiannopoulos, 2010). Manual de operación GEM-OPL. Pág. 40.
3.7.2.5 Operación
1. Encienda el instrumento presionando el botón ENTER
2. Durante el encendido, la OPL ejecuta una autocomprobación para confirmar el
buen funcionamiento de sus fuentes de luz. Si el autodiagnóstico falla, la OPL le
ayudará a diagnosticar el problema.
3. Realizar la calibración mediante la utilización de los filtros ópticos amarillos y
naranjas.
4. Elimine cualquier resto de la superficie de los filtros ópticos frotándolos con una
gasa seca antes de insertar en el OPL.
5. Inserte el filtro en la ranura de la cubeta e introduzca el tipo de muestra, en este
caso calibrador. Verifique que cada uno de los resultados está dentro del rango
24
establecido para el filtro. Proceder con el otro filtro si cada valor no está dentro
de rango.
Ilustración 3. Rango de los controles de calidad
Fuente: (Pappagiannopoulos, 2010). Manual de operación GEM-OPL. Pág. 29.
6. Si las lecturas de filtro ópticos están todos dentro de los rangos establecidos,
entonces el sistema está listo para analizar muestras de pacientes.
3.7.2.6 Preparación de la muestra y cubetas del equipo
1. Homogenizar los tubos, de manera que se mezcle correctamente los glóbulos
rojos y el plasma. Para evitar resultados inexactos.
2. Manipular las cubetas de GEM-OPL solo por tapa negra ubicado en el extremo
superior de la cubeta.
3. Para evitar el calentamiento de la cubeta, no recogerlo hasta que esté listo para
llenarlo y analizar la muestra.
4. Siempre llene la cubeta antes de insertarlo en el instrumento.
Ilustración 4. Cubetas del CO-oxímetro
Fuente: (Pappagiannopoulos, 2010). Manual de operación GEM-OPL. Pág. 6.
25
3.7.2.7 Análisis de muestras
1. Pulse el botón ENTER / ON para encender la OPL y confirmar que la auto-
prueba se ha realizado correctamente. El instrumento está listo para analizar las
muestras cuando el display lee:
Ilustración 5. Display del equipo
Fuente: (Pappagiannopoulos, 2010). Manual de operación GEM-OPL. Pág. 13.
2. Una vez calibrado el equipo, se procede a recoger la muestra homogenizada de
los tubos, utilizando una jeringuilla de 10 ml.
3. Expulsar una gota de la muestra de la jeringa y conectar la jeringa llena de
muestra a una cubeta desechable nueva.
4. Mantener la cubeta hacia abajo en ángulo de 45 e inyectar la muestra en la cubeta
hasta que la muestra alcanza el parche de ventilación en el extremo opuesto.
Nunca fuerce la muestra en cubeta. Si la cubeta no se llena fácilmente, deséchela
y use otra.
5. Verifique que no haya burbujas de aire o desechos en la porción más ancha de la
cubeta.
26
Ilustración 6. Método de llenado de la cubeta del CO-oxímetro.
Fuente: (Pappagiannopoulos, 2010). Manual de operación GEM-OPL. Pág. 13.
6. Inserte la cubeta en la ranura del panel frontal del instrumento, en un máximo de
10 segundos a partir del llenado de la cubeta.
7. Observe la pantalla LCD. En el indicador de la pantalla seleccionar el tipo de
muestra y sacar la cubeta.
8. Después de ingresar el tipo de muestra, los resultados se mostrarán en la pantalla
de la siguiente forma:
Ilustración 7. Resultados de los parámetros medidos.
Fuente: (Pappagiannopoulos, 2010). Manual de operación GEM-OPL. Pág. 13.
9. Después de que aparezcan los resultados, los datos permanecerá en la pantalla
hasta que se presiona la tecla Enter. Pulsando la tecla Enter una segunda vez
volverá a la pantalla-disponible.
27
10. Para analizar la siguiente muestra, obtener una cubeta nueva de la bolsa al lado
del instrumento y repita los pasos anteriores.
3.7.2.8 Interferencia en la medición
Ilustración 8. Interferencias en la medición.
Fuente: (Pappagiannopoulos, 2010). Manual de operación GEM-OPL. Pág. 40.
3.7.3 Fase postanalítica
3.7.3.1 Valor de referencia: COHb: 0-75%
ASPECTOS ÉTICOS
Todos los datos para la realización de la investigación se manejaron con total
confidencialidad, con la autorización de la gerencia de la clínica MEDIRECREO y fueron
utilizados únicamente con fines académicos.
Se manejó un consentimiento escrito para informar a los participantes de la investigación,
cuál era la finalidad de la muestra sanguínea. El modelo del consentimiento informado se
encuentra en el ANEXO 4.
28
MATRIZ DE OPERACIONALIZACIÓN DE VARIABLES
VARIABLES INDEPENDIENTES
VARIABLES
DEFINICIÓN
CONCEPTUAL
DEFINICIÓN
OPERACIONAL
CATEGORÍAS INDICADORES TECNICAS
ANTICOAGULANTES Son sustancias químicas
que se utiliza para evitar la
formación de coágulos
sanguíneos.
Tubo EDTA: es un
anticoagulante que fija
el calcio evitando el
inicio de la cascada de
coagulación. Además
evita la conversión del
fibrinógeno en fibrina.
Tubo HEPARINA: es
un anticoagulante que
inhibe la protrombina y
los factores XIIa, XIa y
IXa.
Cualitativos
TIEMPO Período determinado
durante el que se realiza
El tiempo es medido en
segundos, minutos y
Cuantitativo Medida en números
29
una acción o se desarrolla
un acontecimiento.
horas por un
cronometro.
TEMPERATURA
AMBIENTE
Es la temperatura en el cual
se desarrolla de forma
cotidiana las actividades de
las personas
Es la temperatura que
indica los dispositivos
de control climático sin
modificar de forma
física el ambiente
circundante.
Cuantitativo Medida en números
VARIABLES DEPENDIENTES
CARBOXIHEMOGLOBINA Es una hemoglobina ligada
que se forma cuando el
monóxido de carbono se
une con el hierro de la
hemoglobina.
La concentración de la
carboxihemoglobina se
determina por un Co-
oxímetro.
Cuantitativo % en la sangre técnica
espectrofotométrica
30
CAPÍTULO IV
ANÁLISIS E INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS
4.1. ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS EN EL GRUPO DE
PERSONAS NO FUMADORAS
Tabla 1 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 1 hora en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas NO FUMADORAS.
%COHb 1 hora
no fumadores EDTA HEPARINA
1 3,7 4,4
2 5 4,5
3 3,7 4,2
4 3,9 3,7
5 2,1 3,1
6 3,9 5,5
7 3,6 5,2
8 3,3 4
9 4,9 4,8
10 3,5 4,2
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 1 Porcentaje de carboxihemoglobina medido en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas NO FUMADORAS. PERIODO 1 HORA
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
3,7
5
3,7 3,9
2,1
3,9 3,6 3,3
4,9
3,5
4,4 4,5 4,23,7
3,1
5,5 5,2
44,8
4,2
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
%COHb-1 HORA-EDTA Y HEPARINA
EDTA HEPARINA
31
Análisis e interpretación: En las muestras analizadas podemos observan que la valoración del
%COHb en los tubos con heparina es claramente superior que la valoración del %COHb medido
en los tubos EDTA.
Tabla 2 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 24 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas NO FUMADORAS
%COHb 24 horas
no fumadores EDTA HEPARINA
1 2,8 3,9
2 3,3 4,1
3 2,3 4,1
4 3,5 3,8
5 2,3 3,1
6 2,6 3,3
7 3,2 4,5
8 2,8 4,2
9 2,3 4
10 2,1 3,6 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 2 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 24 horas en los tubos EDTA
y HEPARINA en personas NO FUMADORAS
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: En las muestras analizadas podemos observan que la valoración del
%COHb en los tubos con heparina es claramente superior a la valoración del %COHb medido en
los tubos EDTA.
2,8
3,3
2,3
3,5
2,32,6
3,22,8
2,32,1
3,94,1 4,1
3,8
3,13,3
4,54,2
43,6
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
%COHb-24 HORAS-EDTA Y HEPARINA
EDTA HEPARINA
32
Tabla 3 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 48 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas NO FUMADORAS.
%COHb 48 horas
no fumadores EDTA HEPARINA
1 4,3 4,7
2 4,7 5,7
3 4 5,1
4 2,3 5,2
5 3,8 5
6 4,2 4,6
7 4,7 5,6
8 3,6 4,4
9 3,8 4,9
10 4,4 4,7 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 3 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 48 horas en los tubos EDTA
y HEPARINA en personas NO FUMADORAS
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: En las muestras analizadas podemos observan que la valoración del
%COHb en los tubos con heparina es claramente superior a la valoración del %COHb medido en
los tubos EDTA.
4,34,7
4
2,3
3,84,2
4,7
3,6 3,8
4,44,7
5,7
5,1 5,2 54,6
5,6
4,44,9 4,7
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
%COHb-48 HORAS-EDTA Y HEPARINA
EDTA HEPARINA
33
Tabla 4 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas,
medidos en los tubos EDTA. Personas NO FUMADORAS
%COHb EDTA
no fumadores 1 hora 24 horas
1 3,7 2,8
2 5,0 3,3
3 3,7 2,3
4 3,9 3,5
5 2,1 2,3
6 3,9 2,6
7 3,6 3,2
8 3,3 2,8
9 4,9 2,3
10 3,5 2,1 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 4 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas,
medidos en los tubos EDTA. Personas NO FUMADORAS
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: Observamos que existe una variación significativa en la valoración del
%COHb en el periodo de 1-24 horas. La media aritmética calculada para el periodo de 1 hora es de
3,76, siendo mayor a la media aritmética calculada de 2,72 en el periodo de 24 horas.
3,7
5
3,7 3,9
2,1
3,93,6
3,3
4,9
3,5
2,83,3
2,3
3,5
2,32,6
3,22,8
2,3 2,1
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
VARIACIÓN DEL %COHb. PERIODO 1-24 HORAS. TUBO EDTA
1 hora 24 horas
34
Tabla 5 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas,
medidos en los tubos EDTA. Personas NO FUMADORAS.
%COHb EDTA
no fumadores
1 hora 48 horas
1 3,7 4,3
2 5,0 4,7
3 3,7 4,0
4 3,9 2,3
5 2,1 3,8
6 3,9 4,2
7 3,6 4,7
8 3,3 3,6
9 4,9 3,8
10 3,5 4,4
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016
Gráfico 5 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas,
medidos en los tubos EDTA. Personas NO FUMADORAS
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: Observamos que existe una variación menos notoria en la valoración
del %COHb en el periodo de 1-48 horas. La media aritmética calculada para el periodo de 1 hora
es de 3,76, siendo mayor a la media aritmética calculada de 3,98 en el periodo de 48 horas.
3,7
5
3,7 3,9
2,1
3,93,6
3,3
4,9
3,5
4,34,7
4
2,3
3,84,2
4,7
3,6 3,84,4
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
VARIACIÓN DEL %COHb. PERIODO 1-48 HORAS. TUBO EDTA
1 hora 48 horas
35
Tabla 6 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas,
medidos en los tubos HEPARINA. Personas NO FUMADORAS
%COHb HEPARINA
no fumadores 1 hora 24 horas
1 4,4 3,9
2 4,5 4,1
3 4,2 4,1
4 3,7 3,8
5 3,1 3,1
6 5,5 3,3
7 5,2 4,5
8 4,0 4,2
9 4,8 4,0
10 4,2 3,6 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 6 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas,
medidos en los tubos HEPARINA. Personas NO FUMADORAS
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: Observamos que existe una variación poco significativa en la
valoración del %COHb en el periodo de 1-24 horas. La media aritmética calculada para el periodo
de 1 hora es de 4.36, y la media aritmética calculada de 3,93 en el periodo de 24 horas.
4,4 4,54,2
3,73,1
5,55,2
4
4,84,2
3,9 4,1 4,13,8
3,1 3,3
4,54,2 4
3,6
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
VARIACIÓN DEL %COHb. PERIODO 1-24 HORAS. TUBO HEPARINA
1 hora 24 horas
36
Tabla 7 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas,
medidos en los tubos HEPARINA. Personas NO FUMADORAS.
%COHb HEPARINA
no fumadores 1 hora 48 horas
1 4,4 4,7
2 4,5 5,7
3 4,2 5,1
4 3,7 5,2
5 3,1 5,0
6 5,5 4,6
7 5,2 5,6
8 4,0 4,4
9 4,8 4,9
10 4,2 4,7 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 7 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas,
medidos en los tubos HEPARINA. Personas NO FUMADORAS.
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: Observamos que existe una variación poco significativa en la
valoración del %COHb en el periodo de 1-48 horas. La media aritmética calculada para el periodo
de 1 hora es de 4.36, y la media aritmética calculada de 4.99 en el periodo de 48 horas.
4,4 4,54,2
3,73,1
5,55,2
4
4,84,2
4,7
5,75,1 5,2 5
4,6
5,6
4,44,9 4,7
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
VARIACIÓN DEL %COHb. PERIODO 1-48 HORAS. TUBO HEPARINA
1 hora 48 horas
37
Tabla 8 Representación estadística de medidas de tendencia central y dispersión del
%COHb medido en los tubos EDTA y HEPARINA en personas NO FUMADORAS
PERIODOS 1 hora 24 horas 48 horas
MEDIDAS DE TENDENCIA
CENTRAL
Media Desviación estándar
Media Desviación estándar
Media Desviación estándar
EDTA 3.76 0.81 2.65 0.46 3.98 0.70
HEPARINA 4.36 0.70 3.86 0.42 4.99 0.42 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 8 Representación estadística de medidas de tendencia central y dispersión
del %COHb medido en los tubos EDTA y HEPARINA en personas NO
FUMADORAS
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: El análisis de las medidas de tendencia central en los periodos de 1
hora, 24 horas y 48 horas, permite demostrar que, en los tubos con heparina las medias aritméticas
son mucho mayores y sus desviaciones estándar menores, concluyendo que tiene mayor
estabilidad en comparación a la media aritmética y desviación estándar de los tubos EDTA.
0
1
2
3
4
5
6
1 hora 24 horas 48 horas
EDTA
HEPARINA
38
4.2. ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS EN EL GRUPO DE
PERSONAS FUMADORAS
Tabla 9 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 1 hora en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas FUMADORAS.
%COHb 1 hora
fumadores EDTA HEPARINA
1 5,5 6,2
2 3,8 5,9
3 4,5 4,4
4 3,3 5,0
5 5,3 5,9
6 6,3 6,6
7 5,0 6,1
8 3,3 5,3
9 3,1 5,1
10 5,7 7,2 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 9 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 1 hora en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas FUMADORAS.
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: En las muestras analizadas podemos observan que la valoración del
%COHb en los tubos con heparina es claramente superior que la valoración del %COHb medido
en los tubos EDTA.
.
5,5
3,84,5
3,3
5,3
6,3
5
3,3 3,1
5,76,2 5,9
4,45
5,96,6
6,1
5,3 5,1
7,2
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
%COHb-1 HORA-EDTA Y HEPARINA
EDTA HEPARINA
39
Tabla 10 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 24 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas FUMADORAS.
%COHb 24 horas
fumadores EDTA HEPARINA
1 5,7 5,5
2 4,2 5,2
3 3,9 4,1
4 3,4 5,2
5 2,5 4,6
6 4,5 6,0
7 4,3 5,2
8 2,0 4,2
9 3,0 4,9
10 6,1 5,8 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 10 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 24 horas en los tubos EDTA
y HEPARINA en personas FUMADORAS.
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: En las muestras analizadas podemos observan que la valoración del
%COHb en los tubos con heparina es claramente superior que la valoración del %COHb medido
en los tubos EDTA.
5,7
4,23,9
3,4
2,5
4,5 4,3
2
3
6,15,5
5,2
4,1
5,24,6
6
5,2
4,2
4,9
5,8
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
%COHb-24 HORAS-EDTA Y HEPARINA
EDTA HEPARINA
40
Tabla 11 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 48 horas en los tubos EDTA y
HEPARINA en personas FUMADORAS.
%COHb 48 horas
fumadores EDTA HEPARINA
1 5,5 6,1
2 4,2 6,9
3 4,1 5,2
4 3,9 4,9
5 3,1 4,7
6 3,1 5,9
7 5,5 6,2
8 3,8 4,9
9 3,3 4,8
10 6,8 7,1 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 11 Porcentaje de carboxihemoglobina medido a 48 horas en los tubos EDTA
y HEPARINA en personas FUMADORAS
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: En las muestras analizadas podemos observan que la valoración del
%COHb en los tubos con heparina es claramente superior que la valoración del %COHb medido
en los tubos EDTA.
5,5
4,2 4,1 3,9
3,1 3,1
5,5
3,83,3
6,86,1
6,9
5,2 4,9 4,7
5,9 6,2
4,9 4,8
7,1
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
%COHb-48 HORAS-EDTA Y HEPARINA
EDTA HEPARINA
41
Tabla 12 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas,
medidos en los tubos EDTA. Personas FUMADORAS.
%COHb EDTA
fumadores 1 hora 24 horas
1 5,5 5,7
2 3,8 4,2
3 4,5 3,9
4 3,3 3,4
5 5,3 2,5
6 6,3 4,5
7 5,0 4,3
8 3,3 2,0
9 3,1 3,0
10 5,7 6,1 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 12 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas,
medidos en los tubos EDTA. Personas FUMADORAS.
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: La valoración del %COHb medidas a 1hora y 24 horas, indican que
hay una media de 4.58 a 1 hora y de 3.96 a 24 horas, lo que demuestra que hay poca diferencia
entre las valoraciones.
5,5
3,84,5
3,3
5,3
6,3
5
3,3 3,1
5,75,7
4,2 3,93,4
2,5
4,5 4,3
2
3
6,1
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
VARIACIÓN DEL %COHb. PERIODO 1-24 HORAS. TUBO EDTA
1 hora 24 horas
42
Tabla 13 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas,
medidos en los tubos EDTA. Personas FUMADORAS.
%COHb EDTA
fumadores 1 hora 48 horas
1 5,5 5,5
2 3,8 4,2
3 4,5 4,1
4 3,3 3,9
5 5,3 3,1
6 6,3 3,1
7 5,0 5,5
8 3,3 3,8
9 3,1 3,3
10 5,7 6,8 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 13 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas,
medidos en los tubos EDTA. Personas FUMADORAS.
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: : La valoración del %COHb medidas a 1hora y 48 horas, indican que
hay una media de 4.58 a 1 hora y de 4.33 a 48 horas, lo que demuestra que hay poca diferencia
entre las valoraciones.
5,5
3,84,5
3,3
5,3
6,3
5
3,3 3,1
5,75,5
4,2 4,1 3,93,1 3,1
5,5
3,83,3
6,8
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
VARIACIÓN DEL %COHb. PERIODO 1-48 HORAS. TUBO EDTA
1 hora 48 horas
43
Tabla 14 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas,
medidos en los tubos HEPARINA. Personas FUMADORAS
%COHb HEPARINA
fumadores 1 hora 24 horas
1 6,2 5,5
2 5,9 5,2
3 4,4 4,1
4 5,0 5,2
5 5,9 4,6
6 6,6 6,0
7 6,1 5,2
8 5,3 4,2
9 5,1 4,9
10 7,2 5,8 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 14 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-24 horas,
medidos en los tubos HEPARINA. Personas FUMADORAS
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: : La valoración del %COHb medidas a 1hora y 24 horas, indican que
hay una media de 5.77 a 1 hora y de 5.07 a 24 horas, lo que demuestra que hay poca diferencia
entre las valoraciones.
6,2 5,9
4,45
5,96,6
6,15,3 5,1
7,2
5,5 5,2
4,1
5,24,6
65,2
4,24,9
5,8
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
VARIACIÓN DEL %COHb. PERIODO 1-24 HORAS. TUBO HEPARINA
1 hora 24 horas
44
Tabla 15 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas,
medidos en los tubos HEPARINA. Personas FUMADORAS
%COHb HEPARINA
fumadores 1 hora 48 horas
1 6,2 6,1
2 5,9 6,9
3 4,4 5,2
4 5,0 4,9
5 5,9 4,7
6 7,6 5,9
7 6,1 6,2
8 6,3 5
9 5,1 4,8
10 7,2 7,1
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 15 Variación del %COHb en el periodo comprendido entre 1-48 horas,
medidos en los tubos HEPARINA. Personas FUMADORAS
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: La valoración del %COHb medidas a 1hora y 48 horas, indican que
hay una media de 5.77 a 1 hora y de 5.67 a 48 horas, lo que demuestra que hay una diferencia casi
inexistente entre las valoraciones.
6,2 5,9
4,45
5,9
7,6
6,1 6,3
5,1
7,2
6,16,9
5,2 4,9 4,7
5,9 6,2
5 4,8
7,1
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
VARIACIÓN DEL %COHb. PERIODO 1-48 HORAS. TUBO HEPARINA
1 hora 48 horas
45
Tabla 16 Representación estadística de medidas de tendencia central y dispersión del
%COHb medido en los tubos EDTA y HEPARINA en personas FUMADORAS
PERIODOS 1 hora 24 horas 48 horas
MEDIDAS DE TENDENCIA
CENTRAL Media
Desviación estándar
Media Desviación estándar
Media Desviación estándar
EDTA 4.58 1.15 3.96 1.30 4.33 1.22
HEPARINA 5.77 0.83 5.07 0.63 5.68 0.88 Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Gráfico 16 Representación estadística de medidas de tendencia central y dispersión
del %COHb medido en los tubos EDTA y HEPARINA en personas FUMADORAS
Elaborado: Cuenca Andrés, 2016.
Fuente: Personal de la Clínica Medirecreo, 2016.
Análisis e interpretación: El análisis de las medidas de tendencia central en los periodos de 1
hora, 24 horas y 48 horas, permite demostrar que, en los tubos con heparina las medias aritméticas
son mucho mayores y sus desviaciones estándar menores, concluyendo que tiene mayor
estabilidad en comparación a la media aritmética y desviación estándar de los tubos EDTA
0
1
2
3
4
5
6
1 hora 24 horas 48 horas
EDTA
HEPARINA
46
4.3 ANÁLISIS DE RESULTADOS
El número total de muestras sanguíneas evaluadas fueron 40, que constaron de dos grupos
de personas, fumadoras y no fumadoras. De cada persona se obtuvieron 2 muestras
sanguíneas recolectadas en dos tubos con anticoagulantes diferentes, EDTA y
HEPARINA. Las muestras obtenidas fueron evaluadas en diferentes horarios, la primera
medición se realizó a 1 hora de obtenida la muestra, y posteriormente se realizaron dos
mediciones más a las 24 y 48 horas. Durante todas las mediciones, las muestras
sanguíneas se mantuvieron a temperatura ambiente.
En los resultados proporcionados durante el estudio de la estabilidad de la
carboxihemoglobina, se observó que en la primera medición existe una diferencia en la
valoración del porcentaje de la carboxihemoglobina cuando se comparan los dos
anticoagulantes utilizados (EDTA y HEPARINA). En el grupo de personas no
fumadoras, la valoración de la carboxihemoglobina en los tubos EDTA se definió en una
media de 3,76%COHb, mientras que en el tubo con HEPARINA se definió una media
mayor de 4,36%COHb. Esta diferencia se observó durante las mediciones posteriores,
siendo de 2,72%COHb en los tubos EDTA y 3,86%COHb en los tubos de HEPARINA
realizadas a las 24 horas, y a las 48 horas se observó una media de 3,98%COHb en los
tubos EDTA y de 4,99%COHb en los tubos con HEPARINA.
En el grupo de personas fumadoras se observó que la valoración de carboxihemoglobina
en la primera medición en los tubos EDTA tiene una media de 4,58%COHb, por otro lado
en los tubos HEPARINA se determinó una media mayor 5.77%COHb. A las 24 horas se
determinó una media de 3.96%COHb en los tubos EDTA y de 5,07%COHb en los tubos
con HEPARINA, y a las 48 horas la media en los tubos EDTA es de 4,33%COHb y en
los tubos con HEPARINA de 5,68%COHb. Manteniéndose una mayor medición del
%COHb en los tubos con HEPARINA.
Con respecto a la influencia de la temperatura en la estabilidad del %COHb, se debe citar
que las muestras fueron evaluadas a una temperatura ambiental de 24.12°C±1.62. En el
cual se observó que en la segunda valoración realizada a las 24 horas en el grupo de
personas NO FUMADORAS hay una disminución del 25% en los tubos EDTA, en
comparación con los tubos de HEPARINA en el cual se determinó una disminución del
10%. En la tercera medición realizada a las 48 horas hay un aumento del 11% en la
concentración de la carboxihemoglobina en los tubos de EDTA, y un aumento del 17% en
los tubos con HEPARINA.
47
Por otro lado, en la medición realizada a las 24 horas en el grupo de persona
FUMADORAS hay una disminución del 13% tanto en los tubos con EDTA y
HEPARINA. Con respecto a la medición realizada a las 48 horas hay una disminución del
2% en los tubos EDTA y del 3% en los tubos con HEPARINA.
48
4.4 DISCUSIÓN
El objetivo de la investigación fue determinar la estabilidad de la carboxihemoglobina, la
cual se realizó a temperatura ambiente, con muestras recolectadas en tubos con EDTA y
en tubos con HEPARINA, y con mediciones a la primera hora de la extracción y en
intervalos de 24 horas, hasta 48 horas posteriores a la primera medición. Se obtuvo una
disminución del %COHb en el grupo de NO FUMADORES de una media del 25% a las
24 horas en los tubo EDTA y del 10% en los tubo con HEPARINA. A las 48 horas hubo
un aumento, cuya media fue del 11% en la valoración de la carboxihemoglobina en los
tubo EDTA y de 17% en los tubo con HEPARINA. En el grupo de FUMADORES a las
24 horas se observa una disminución del 13% en ambos tubos EDTA y HEPARINA. A
las 48 horas se observó una disminución del 2% y 3% en los tubos EDTA y HEPARINA
respectivamente.
En comparación con otros estudios sobre la estabilidad de la carboxihemoglobina
podemos citar la investigación realizada por Bascuña (1996), se estudiaron 30 muestras
sanguíneas en tubos EDTA, conservadas a una temperatura de 4°C, y se realizó
mediciones a la primera hora de la extracción sanguínea y posteriormente a intervalos de
24 horas fijas, hasta 408 horas después de la valoración inicial. Se concluyó que existe
una disminución del 5% de COHb en las mediciones realizadas a los 2 días tras la
extracción sanguínea. Del mismo modo Hampson (2008) indico que los niveles de
carboxihemoglobina en muestras sanguíneas anticoaguladas con heparina sódica son
estables con o sin refrigeración hasta 4 semanas. Kunsman, (2000) realizo un estudio
sobre la estabilidad de la carboxihemoglobina, en el cual las muestras sanquíneas fueron
recogidas en tubos de color rojo, gris y purpura, y fueron almacenadas a 3°C. Los
resultados que se obtuvieron sugieren que la carboxihemoglobina es estable en muestras
de sangre recogidas en tubos de vacutainer, con o sin conservante, y alamcenadas en
refrigeración hasta dos años.
49
4.5 CONCLUSIONES
Del estudio realizado sobre la estabilidad de la carboxihemoglobina se deriva las
siguientes conclusiones:
El porcentaje de carboxihemoglobina medido en los tubos EDTA mostraron una
menor valoración del biomarcador en la primera medición, a diferencia con el
porcentaje medido en los tubos con HEPARINA. Se estableció en el grupo de
NO FUMADORES una media de 4,4% COHb valorada en los tubos con heparina
y de 3,8% COHb valorada en los tubos con EDTA. En el grupo de
FUMADORES se observó que la valoración en los tubos con HEPARINA hay
una media de medición de 6,0% COHb, a diferencia con la media de 4,6% COHb
medida en los tubos con EDTA.
Existe una mayor estabilidad del %COHb en las muestras recogidas en los tubos
con HEPARINA, al presentar menor desviación estándar y media aritmética
tanto en los grupos de NO FUMADORES como en el grupo de FUMADORES.
Debido a que la acidificación de la muestra en los tubos EDTA provocan la
disociación de la molécula de monóxido de carbono del hierro de la hemoglobina.
No se debe almacenar las muestras sanguíneas a temperatura ambiente, ya que
presentan una variación de mayor al 10% en algunas muestras, al comparar la
valoración realizada a 1 hora, 24 horas y 48 horas. Necesariamente se debe
almacenar en refrigeración para conservar al biomarcador
50
4.6 RECOMENDACIONES
La muestra sanguínea debe ser recogida en tubos que contengan como
anticoagulante la HEPARINA, para evitar que disminuya la concentración del
%COHb y mantener la estabilidad del mismo.
Si la muestra debe ser transportada a un laboratorio de referencia se debe
mantener en refrigeración, ya sea que la muestra se va enviar el mismo o al
siguiente día.
Se debe implementar en los exámenes ocupacionales este biomarcador al
personal de trabajo, principalmente al personal que está expuesta por su trabajo al
medio ambiente.
51
CAPITULO V
PROPUESTA
TÍTULO: Estudio de la estabilidad de la carboxihemoglobina en muestras tomadas en
tubos con EDTA y HEPARINA conservadas a temperatura ambiente, y analizadas a 1, 24
y 48 horas después de la toma.
5.1 JUSTIFICACIÓN
En el presente estudio se determinó que existe una mejor la estabilidad de la %COHb en
los tubos con HEPARINA que en los tubos con EDTA.
5.2 BENEFICIARIOS
La contribución de la estabilidad de la carboxihemoglobina se dirige al personal de
laboratorio clínico.
5.3 OBJETIVO
Dar a conocer el anticoagulante adecuado para tomar la muestra de sangre, su
almacenamiento y el tiempo óptimo para su análisis. Para evitar resultados falsos
negativos.
5.4 PLAN DE TRABAJO Y METODOLOGÍA
Se realizara la publicación del estudio para ayudar al conocimiento de la
estabilidad de la carboxihemoglobina.
Se comunicara a los laboratorios clínicos que envíen las muestras al laboratorio
de referencia de NETLAB, que se debe recoger las muestras sanguíneas en tubos
con heparina y mantener la cadena de frio.
52
REFERENCIAS
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Bernadette F Rodak, O. G. (2005). Hematología. Buenos Aires: Medica panamericana.
Cases, M. V., & Rios, A. (1992). La calidad en los laboratorios analiticos. Barcelona:
Reverte.
Francisco Jaramillo Gonzalez, A. R. (2006). Toxicología básica. Mexico: Impresora
Posadas.
Grenvik, A. A. (1998). Compendio del Tratado de medicina critica y terapia intensiva.
Buenos Aires: Editoral Media Panamericana.
Hampson, N. B. (2008). Stability of carboxyhemoglobin in stored and mailed blood
samples. The American Journal of Emergency Medicine, 191-195.
J. Bascuñana, G. G.-S.-S. (1 de enero de 1996). archivos de bronconeumología.
Recuperado el 20 de 05 de 2016, de http://www.archbronconeumol.org:
http://www.archbronconeumol.org
Joan Lluis Vives Corrons, J. L. (2014). Manual de tecnicas de laboratorio en hematologia
(4a. ed.). España: Elsevier Health Sciences Spain - T.
José María Teijón Rivera, A. G. (2009). Bioquímica metabólica. Madrid: Editorial Tebar.
Kunsman, G. W. (2000). Carbon Monoxide Stability in Stored Postmortem Blood
Samples. Journal of Analytical Toxicology, 572-578.
Manuel Repetto, G. R. (2009). Toxicología fundamental. Madrid: Díaz de Santos.
Nekrasov, B. V. (1975). Quimica general. URSS: MIR, 1975.
P. Oliver Sáez, A. B. (2016). Recomendaciones para el estudio de la cooximetría: SEQC
Sociedad Española de Bioquímica Clínica y Patología Molecular. Recuperado el
10 de 05 de 2016, de SEQC Sociedad Española de Bioquímica Clínica y Patología
Molecular: http://www.seqc.es
Pagana, K. D., & Pagana, T. J. (2013). Guia de pruebas diagnosticas y de laboratorio.
London: Elsevier Health Sciences Spain.
Palomo Cobos Luis, P. S. (2004). Terapias no farmacologicas en atencion primaria.
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Pappagiannopoulos, P. (2010). GEM OPL Procedure. U.S: Instrumentation Laboratory.
Sans-Sabrafen, J. R. (2001). Hematologia clinica. Madrid: Harcourt.
Williams, W. J., & Beutler, E. (2001). Williams hematology. New York: Mc-Graw-Hill.
53
ANEXO 1. Cronograma de Actividades
ACTIVIDADES
2015- 2016
Meses
Marzo
Ab
ril
May
o
Jun
io
Julio
Ag
osto
Sep
tiemb
re
Octu
bre
No
viem
bre
Revisión bibliográfica X X
Planteamiento y delimitación del
problema X X
Delimitación del problema X X
Marco teórico X X
Revisión de datos X
Recolección de información X X X
Análisis de información X X X
Elaboración de borrados e informe
final X X X
Sustentación de la tesis X
ANEXO 2. RECURSOS
Recursos humanos
Tutora del Proyecto de Investigación
Investigador Cuenca Andrés
Personal del laboratorio NETLAB
Personal de la clínica MEDIRECREO
Personal del laboratorio MEDLIFE
54
ANEXO 3. PRESUPUESTO
RECURSOS VALOR
UNITARIO
VALOR
TOTAL
Copias 0.03 25.05
Impresiones 0.11 30.80
Anillados 1.50 9.00
Empastados 15.00 15.00
Internet 0.70 77.00
Memory flash 4GB 12 12.00
CDs 0.30 0.60
Oficios 1.00 3.00
Pasaje 0.25 5.00
Jeringuillas de 10 ml 0.50 60.0
Cubetas ópticas
GEM-OPL 12.0 1440
Tubos EDTA
Tubos HEPARINA
Total 1821
55
ANEXO 4. FORMULARIO DE CONSENTIMIENTO INFORMADO
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIA MÉDICAS
CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO E HISTOTECNOLÓGICO
FECHA:
FORMULARIO DE CONSENTIMIENTO INFORMADO PARA LA TESIS
“ESTABILIDAD DE LA CARBOXIHEMOGLOBINA EN MUESTRAS
RECOLECTADAS EN TUBOS CON EDTA Y HEPARINA CONSERVADAS A
TEMPERATURA AMBIENTE, Y ANALIZADAS A 1, 24 Y 48 HORAS DESPUÉS
DE LA TOMA SANGUÍNEA”.
Por medio de la presente le extiendo un cordial saludo y le hago llegar mi invitación de la
manera más cordial a participar de un proyecto de investigación que permitirá determinar
la estabilidad de la carboxihemoglobina. Para este estudio se le extraerá 10 ml de sangre
por venopunción en dos tubos diferentes.
La información obtenida es confidencial y anónima: en ningún lugar se hará público el
nombre de las personas participantes ni sus características. Solo serán publicados datos
generales.
Si usted acepta participar de este estudio le agradeceremos que preste su conformidad por
escrito completando y firmando el formulario.
Yo,…………………………………………………………..., acepto donar una muestra
de sangre de 10 ml y proveer información general para el proyecto explicado arriba.
Nombre y apellido
N. CI:
Firma
56
ANEXO 5. ENCUESTA INFORMATIVA
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIA MÉDICAS
CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO E HISTOTECNOLÓGICO
FECHA:
ENCUESTA CON FINES INFORMATIVOS PARA EL PROYECTO DE
INVESTIGACIÓN “ESTABILIDAD DE LA CARBOXIHEMOGLOBINA EN
MUESTRAS RECOLECTADAS EN TUBOS CON EDTA Y HEPARINA
CONSERVADAS A TEMPERATURA AMBIENTE, Y ANALIZADAS A 1, 24 Y 48
HORAS DESPUÉS DE LA TOMA SANGUÍNEA”.
PREGUNTA
(Por favor lea la pregunta y marque con una X su respuesta en el paréntesis. Si su
respuesta es NO pase a la pregunta 4) SI NO
1.- Usted es fumador(a) activo (a) ( ) ( )
2.- ¿Cuantos tabacos fuma diariamente?
3.- ¿Cuantos años fuma?
4.- ¿Alguna persona dentro de su núcleo familiar es un fumador activo?
4.- ¿Cuantas horas está expuesto al medio ambiente de la ciudad?
5.- ¿Presenta alguna enfermedad respiratoria?