UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR … · A Dios por ser mi guía y mi consejero en este arduo camino...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

CARRERA DE ODONTOLOGÍA

EFICACIA DE LA IRRIGACIÓN DE CONDUCTOS RADICULARES IN

VITRO MEDIANTE TRES SUSTANCIAS. SODA CLORADA, AGUA

OXIGENADA MÁS SODA CLORADA Y HERBAL ALOE CONCENTRADO.

Trabajo Teórico de Titulación previo a la Obtención del título de Odontólogo

Corella Viana Edison David

TUTOR: Dr: Roberto Romero

Quito, Mayo 2016

ii

DEDICATORIA

A Dios por ser mi guía y mi consejero en este arduo camino que nos tiene preparado la

vida.

A mi madre por ser la persona que siempre estuvo conmigo ayudándome, enseñándome

a no desfallecer y seguir por el buen camino, por darme siempre su buen ejemplo de

lucha, constancia y valentía.

A mis Tíos y Abuelita por ser la voz de aliento, y demostrarme que nada llega fácil sin

sacrificio, ahínco y amor por lo que haces.

A mi Padre por ser la persona que me apoyo en mi vida profesional.

A ustedes mi familia

iii

AGRADECIMIENTO

Doy gracias a todos mis queridos profesores que me supieron guiar y enseñar el bello

arte y ciencia de la Odontología, doy gracias a mi tutor, el Doctor Roberto Romero

quien con su paciencia y entrega supo guiarme en este arduo trabajo de investigación, a

las personas que se vieron involucradas en mi trabajo de titulación, Así mismo quiero

dar gracias aquí en fué mi compañera, amiga, confidente y amor, gracias Diana por

tantas bellas experiencias vividas en nuestra corta vida universitaria, no hubiese logrado

este pequeño escalón en mi vida si no hubiera sido por ti, siempre mostrándome tu

lealtad y amor incondicional. Y en especial quiero dar gracias a la persona que fue mi

guía y mentor en esta profesión, el Doctor Jimmy Tin Tin quien supo darme su

confianza y sus conocimientos, quien fue un amigo fiel en toda mi carrera universitaria,

quien me enseño a apasionarme de mi carrera y quien me enseño que no hay fronteras si

te lo propones.

Gracias a todos

iv

AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL

Yo. EDISON DAVID CORELLA VIANA, en calidad de autor del trabajo de

investigación de tesis realizada sobre “EFICACIA DE LA IRRIGACIÓN DE

CONDUCTOS RADICULARES IN VITRO MEDIANTE TRES SUSTANCIAS.

SODA CLORADA, AGUA OXIGENADA MÁS SODA CLORADA Y HERBAL

ALOE CONCENTRADO.", por la presente autorizo a la UNIVERSIDAD CENTRAL

DEL ECUADOR, hacer uso de todos los contenidos de los que me pertenecen o de

parte de los que contienen esta obra, con fines estrictamente académicos o de

investigación.

Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente

autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los

artículos 5, 6, 8, 19, y además pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su

Reglamento.

Quito,

Edison David Corella Viana

CI:172168369-4

Telf: 0984843760

E-mail: [email protected]

v

INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR O DIRECTOR DE TESIS

En mi carácter de tutor del Trabajo de Grado, presentado por la señorita EDISON

DAVID CORELLA VIANA, para optar por el título de Odontólogo cuyo tema es

“EFICACIA DE LA IRRIGACIÓN DE CONDUCTOS RADICULARES IN


OXIGENADA MÁS SODA CLORADA Y HERBAL ALOE CONCENTRADO”.

Considero que dicho trabajo reúne todos los requisitos y méritos suficientes, para ser

sometido a la presentación pública y evaluación por parte del jurado que se le designe.

En la ciudad de Quito a los 01 días del mes de Febrero del 2016.

vi

HOJA DE APROBACION DEL JURADO O TRIBUNAL

“EFICACIA DE LA IRRIGACIÓN DE CONDUCTOS RADICULARES IN


OXIGENADA MÁS SODA CLORADA Y HERBAL ALOE CONCENTRADO”.

Autor: Edison David Corella Viana.

APROBACIÓN DEL JURADO EXAMINADOR

El presente trabajo de investigación luego de cumplir con todos los requisitos

normativos, en nombre de la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR,

FACULTAD DE ODONTOLOGIA aprueba, por lo tanto el jurado detalla a

continuación, autoriza al postulante la presentación a efecto de la sustentación pública.

Quito, 05 de Mayo del 2016

vii

INDICE DE CONTENIDO

DEDICATORIA ............................................................................................................... ii

AGRADECIMIENTO ..................................................................................................... iii

AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL ............................................... iv

INFORME DE APROBACIÓN DEL TUTOR O DIRECTOR DE TESIS ..................... v

HOJA DE APROBACION DEL JURADO O TRIBUNAL ........................................... vi

INDICE DE CONTENIDO ............................................................................................ vii

ANEXOS ................................................................................................................... xii

ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................................. xiii

ÍNDICE DE TABLAS ................................................................................................... xvi

RESUMEN ................................................................................................................. xvii

ABSTRACT ................................................................................................................ xviii

INTRODUCCIÓN ............................................................................................................ 1

CAPÍTULO I .................................................................................................................... 3

1.1. EL PROBLEMA ............................................................................................ 3

1.1.1. Planteamiento del problema .......................................................................... 3

1.2. OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN ..................................................... 4

1.2.1. Objetivo general: ........................................................................................... 4

1.2.2. Objetivos específicos: .................................................................................... 4

1.3. ANTECEDENTES ........................................................................................ 4

1.4. JUSTIFICACIÓN: ......................................................................................... 5

1.5. HIPÓTESIS: .................................................................................................. 6

CAPÍTULO II ................................................................................................................... 7

2. MARCO TEÓRICO ...................................................................................... 7

2.1. ENDODONCIA:............................................................................................ 7

2.1.1. Concepto: ....................................................................................................... 7

2.2. OBJETIVOS DE LA ENDODONCIA .......................................................... 7

2.3. 2.3. FASES DE LA ENDODONCIA ............................................................ 7

2.4. CONCEPTO DE IRRIGACIÓN ................................................................... 8

2.5. OBJETIVOS DE LA IRRIGACIÓN ............................................................. 8

2.5.1. Físicos: ........................................................................................................... 9

2.5.2. Químicos: ....................................................................................................... 9

viii

2.5.3. Bacteriológicos: ............................................................................................. 9

2.6. CLASIFICACIÓN DE LAS SUSTANCIAS IRRIGANTES ..................... 10

2.7. PROPIEDADES DE LAS SOLUCIONES IRRIGANTES ......................... 11

2.7.1. Humectación: ............................................................................................... 11

2.7.2. Baja tensión superficial: .............................................................................. 11

2.7.3. Tensoactividad: ............................................................................................ 12

2.7.4. Potencial Bactericida: .................................................................................. 12

2.7.5. Biocompatibilidad: ...................................................................................... 12

2.7.6. Acción Lubricante: ...................................................................................... 12

2.7.7. Efervescencia: .............................................................................................. 12

2.8. TÉCNICAS DE IRRIGACIÓN ................................................................... 13

2.9. SOLUCIONES IRRIGADORAS ................................................................ 15

2.9.1. Hipoclorito de Sodio .................................................................................... 15

2.9.1.1. . Concepto: ................................................................................................... 15

2.9.1.2. Características Físicas .................................................................................. 16

2.9.1.2.1. Baja tensión superficial: .............................................................................. 16

2.9.1.2.2. Auxiliar en la instrumentación: ................................................................... 16

2.9.1.2.3. Temperatura: ................................................................................................ 16

2.9.1.2.4. No es irritante en las condiciones de uso: .................................................... 16

2.9.1.2.5. Arrastre mecánico: ....................................................................................... 17

2.9.1.3. Características Químicas ............................................................................. 17

2.9.1.3.1. Acción disolvente: ....................................................................................... 17

2.9.1.3.2. Saponificación de las grasas: ....................................................................... 17

2.9.1.3.3. Lubricante: ................................................................................................... 18

2.9.1.4. Caraterísticas Biológicas ............................................................................. 18

2.9.1.4.1. Bactericida: .................................................................................................. 18

2.9.1.4.2. Neutraliza los productos tóxicos: ................................................................ 18

2.9.1.5. Mecanismo de Acción ................................................................................. 18

2.9.1.6. Hipoclorito de sodio- Necropulpectomías ................................................... 19

2.9.2. Peróxido de hidrógeno ................................................................................. 19

2.9.2.1. Concepto ...................................................................................................... 19

2.9.2.2. Características Físicas .................................................................................. 19

2.9.2.3. Características Químicas ............................................................................. 20

2.9.2.4. Característica Biológicas ............................................................................. 20

ix

2.9.2.5. Mecanismo de Acción ................................................................................. 21

2.9.2.6. Combinación con hipoclorito de sodio ........................................................ 21

2.9.2.7. Usos en necropulpectomías ......................................................................... 21

2.10. HERBAL ALOE CONCENTRADO .......................................................... 21

2.10.1. Concepto ...................................................................................................... 21

2.10.2. Características Físicas .................................................................................. 22

2.10.3. Características Químicas ............................................................................. 23

2.10.4. Características Biológicas ............................................................................ 23

2.10.5. Mecanismo de acción .................................................................................. 24

2.10.6. Uso como sustacia irrigante ......................................................................... 25

2.11. MICROBIOLOGÍA EN ENDODONCIA ................................................... 26

2.12. ETIOLOGÍA DE LA ENFERMEDAD PULPAR ...................................... 26

2.12.1. Causas Físicas .............................................................................................. 26

2.12.1.1. Traumatismos: ............................................................................................. 26

2.12.1.1.1. Traumatismos agudos: ................................................................................. 26

2.12.1.1.2. Traumatismos crónicos: ............................................................................... 26

2.12.1.1.3. Traumatismos Iatrogénicos: ........................................................................ 27

2.12.1.2. Térmicas: ..................................................................................................... 27

2.12.1.3. Electrogalvanismo Bucal: ............................................................................ 27

2.12.1.4. Radiaciones: ................................................................................................. 27

2.12.1.5. Barodontalgias: ............................................................................................ 27

2.12.2. Causas Químicas:......................................................................................... 28

2.12.2.1. Por exposición local:.................................................................................... 28

2.12.2.2. Generales: .................................................................................................... 28

2.12.3. Causas Bacterianas: ..................................................................................... 28

2.13. VIAS DE PROPAGACIÓN DE LA ENFERMEDAD PULPAR ............... 28

2.13.1. Acceso directo ............................................................................................. 28

2.13.1.1. Coronarios: .................................................................................................. 28

2.13.1.2. De la raiz: ..................................................................................................... 29

2.13.1.2.1. Caries Radicular: ......................................................................................... 29

2.13.2. Túbulos dentinarios: .................................................................................... 29

2.13.3. Infección Periodontal: .................................................................................. 29

2.13.4. Torrente Sanguineo:..................................................................................... 29

2.13.5. Extención: .................................................................................................... 30

x

2.14. MICROBIOLOGÍA DE LOS CONDUCTOS RADICULARES................ 30

2.14.1. Formas de colonización ............................................................................... 30

2.14.2. Nutrición: ..................................................................................................... 30

2.14.3. Virulencia: ................................................................................................... 31

2.14.4. . Microorganismos localizados en conductos radiculares necróticos .......... 31

2.15. BIOFILM DENTAL .................................................................................... 31

2.15.1. . Estadíos de la biopelícula .......................................................................... 31

2.15.2. . Formación del biofilm ............................................................................... 32

2.15.2.1. Atravéz de una célula planctónica: .............................................................. 32

2.15.2.2. A partir de otro biofilm: ............................................................................... 32

2.15.3. Estructura del Biofilm.................................................................................. 32

2.15.4. Propiedades de los Biofilm .......................................................................... 32

CAPÍTULO III ............................................................................................................... 34

3. METODOLOGÍA: ....................................................................................... 34

3.1. TIPOS DE INVESTIGACIÓN .................................................................... 34

3.2. POBLACIÓN Y MUESTRA ...................................................................... 34

3.2.1. Población: .................................................................................................... 34

3.2.2. Muestra: ....................................................................................................... 35

3.3. CRITERIOS DE INCLUSIÓN Y EXCLUSIÓN: ....................................... 35

3.3.1. Criterios de Inclusión:.................................................................................. 35

3.3.2. Criterios de exclusión: ................................................................................. 35

3.4. VARIABLES DEPENDIENTES E INDEPENDIENTES .......................... 36

3.5. METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN ........................................... 38

3.5.1. Materiales: ................................................................................................... 38

3.5.1.1. Recursos humanos: ...................................................................................... 38

3.5.1.2. Materiales fungibles: ................................................................................... 38

3.5.1.3. Materiales no fungibles: .............................................................................. 38

3.5.2. Métodos ....................................................................................................... 38

3.5.2.1. Recolección de la muestra: .......................................................................... 38

3.5.2.2. Incubación de las muestras obtenidas y transportadas en Tioglicolato: ...... 38

3.5.3. Señalética del medio de cultivo Mueller-Hinton: ........................................ 39

3.5.3.1. Botones de sensibilidad: .............................................................................. 39

3.5.3.2. Siembra bacteriana en el cultivo Mueller-Hinton:....................................... 39

3.5.3.3. Incubación del medio de cultivo: ................................................................. 39

xi

3.6. TÉCNICA E INSTRUMENTOS DE RECOLECCIÓN DE DATOS: ....... 40

3.6.1. Recolección de la muestra. .......................................................................... 40

3.6.2. Incubación de las muestras obtenidas y transportadas en Tioglicolato. ...... 42

3.6.3. Señalética del medio de cultivo Mueller-Hinton. ........................................ 43

3.6.4. . Botones de sensibilidad. ............................................................................ 44

3.6.5. Siembra bacteriana en el cultivo Mueller-Hinton. ....................................... 47

3.6.6. Incubación del medio de cultivo. ................................................................. 49

3.7. . ASPECTOS ETICOS: ............................................................................... 78

9. PRESUPUESTO .......................................................................................... 82

CAPITULO IV ............................................................................................................... 54

4.1. RESULTADOS ........................................................................................... 54

4.1.1. Análisis de resultados .................................................................................. 54

4.1.2. Pruebas ......................................................................................................... 54

4.1.2.1. . Prueba no paramétrica: Kruskal Wallis a las 24 horas .............................. 55

4.1.2.2. Prueba no paramétrica: Kruskal Wallis a las 48 horas ................................ 57

4.1.2.3. Prueba no paramétrica: Kruskal Wallis a las 72 horas ................................ 59

4.1.3. Frecuencia .................................................................................................... 61

CAPITULO V ................................................................................................................ 71

5.1. DISCUSIÓN ................................................................................................ 71

CAPITULO VI ............................................................................................................... 73

6. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .......................................... 73

6.1. CONCLUSIONES ....................................................................................... 73

6.2. RECOMENDACIONES ............................................................................. 74

BIBLIOGRÁFICA ......................................................................................................... 75

ANEXOS ................................................................................................................... 78

xii

ANEXOS

Anexo 1 ASPECTOS ETICOS: ..................................................................................... 78

Anexo 2 DECLARACIÓN DEL PARTICIPANTE ....................................................... 80

Anexo 3 ASPECTOS ADMINISTRATIVOS ................................................................ 81

Anexo 4 PRESUPUESTO .............................................................................................. 82

xiii

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 3.1: Bioseguridad en la mesa de trabajo.............................................................. 40

Figura 3.2 Colocación de solución anestésico local técnica infiltrativa ......................... 40

Figura 3.3 Aislamiento absoluto del campo operatorio. ................................................. 41

Figura 3.4 Apertura y desinfección del campo operatorio. ............................................ 41

Figura 3.5 Toma de muestra con conos de papel estéril. ................................................ 41

Figura 3.6 Colocación de la muestra en Tioglicolato de Sodio ...................................... 42

Figura 3.7 Laboratorio de microbiología de la F.O de la U.C.E. ................................... 42

Figura 3.8 Colocación de las muestras en la incubadora. .............................................. 43

Figura 3.9 Siembra de Microorganismos en la incubadora a 35°C .............................. 43

Figura 3.10 Rotulación de las cajas petri que contiene el agar Mueller-Hinton. ........... 44

Figura 3.11 División de las cajas petri en tercios ........................................................... 44

Figura 3.12 Sustancias de estudio................................................................................... 45

Figura 3.13 Discos de sensibilidad esterilizados ............................................................ 45

Figura 3.14: Esterilización de pinza porta discos. .......................................................... 45

Figura 3.15 Colocación de los discos de sensibilidad en cajas petri vacías estériles. ... 46

Figura 3.16 Calibrador digital de 10 microlitros ............................................................ 46

Figura 3.17 Colocación de Soda clorada en los botones de sensibilidad. .................... 46

Figura 3.18: Colocación de Peróxido de Hidrógeno mas Soda Clorada en los botones de

sensibilidad. .................................................................................................................... 47

Figura 3.19 Colocación de herbal aloe concentrado en los botones de sensibilidad. ..... 47

Figura 3.20 Incubación de microorganismos ................................................................. 48

Figura 3.22 Toma de muestra del Tioglicolato con hipos estériles. ............................... 48

Figura 3.23 Siembra de microorganismos en agar Mueller-Hinton. .............................. 48

Figura 3.24 Colocación del botón de sensibilidad embebido de la sustancia de estudio.

........................................................................................................................................ 49

Figura 3.25 Colocación de los tres botones de sensibilidad embebido de la sustancia de

estudio. ............................................................................................................................ 49

Figura 3.26 Incubación de los microorganismos a 35°C. ............................................... 50

Figura 3.27 Observación del crecimiento bacteriano ..................................................... 50

Figura 3.28 Medición del halo de Soda Clorada a 24 horas ......................................... 50

Figura 3.29 Medición del halo de Peróxido de Hidrógeno mas Soda Clorada 24 horas.

........................................................................................................................................ 51

xiv

Figura 3.30 Medición del halo de Herbal Aloe Concentrado a 24 horas. ..................... 51

Figura 3.31 Medición del halo de Soda Clorada a,48 horas ........................................... 51

Figura 3.32 Medición del halo de Peróxido de Hidrógeno mas Soda Clorada a 48

horas. .............................................................................................................................. 52


Figura 3.34 Medición del halo de Soda Clorada a72 horas .......................................... 52

Figura 3.35 Medición del halo de Peróxido de Hidrógeno mas Soda clorada 72 horas. 53


Figura 4.1 Prueba Kruskal-Wallis de muestras independientes a las 24 horas ............. 55

Figura 4.2 Prueba Kruskal-Wallis de muestras independientes a las 24 horas .............. 56

Figura 4.3 Comparación por pareja de sustancias a las 24 horas ................................... 56






Figura 4.9 Agrupación de los halos de inhibición de Soda Clorada a 24horas. ............. 61

Figura 4.10 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda Clorada 24 horas. .............. 62

Figura 4.11 Agrupación de los halos de inhibición de Soda Clorada a 48 horas. .......... 62

Figura 4.12 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda Clorada a 48 horas. .......... 63

Figura 4.13 Agrupación de los halos de inhibición de Soda Clorada a 72 horas. ......... 63

Figura 4.14 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda Clorada 72 horas. .............. 64

Figura 4.15 Agrupación de los halos de inhibición de Herbal Aloe Concentrado a 24

horas. .............................................................................................................................. 64

Figura 4.16: Porcentaje de agrupación de la sustancia Herbal Aloe Concentrado a 24

horas. .............................................................................................................................. 65


horas. .............................................................................................................................. 65

Figura 4.18 Porcentaje de agrupación de la sustancia Herbal Aloe Concentrado a 48

horas. .............................................................................................................................. 66


horas. .............................................................................................................................. 66

Figura 4.20 Porcentaje de agrupación de la sustancia Herbal Aloe Concentrado a 72

horas. .............................................................................................................................. 67

xv

Figura 4.21 Agrupación de los halos de inhibición de Soda clorada/Agua oxigenada a

24 horas. ......................................................................................................................... 67

Figura 4.22 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda clorada /Agua oxigenada a

24 horas. ......................................................................................................................... 68

Figura 4.23 Agrupación de los halos de inhibición de Soda Clorada/Agua Oxigenada a

48 horas. ......................................................................................................................... 68

Figura 4.24 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda Clorada /Agua Oxigenada a

48 horas. ......................................................................................................................... 69

Figura 4.25 Agrupación de los halos de inhibición de Soda clorada/Agua oxigenada a

72 horas. ......................................................................................................................... 69

Figura 4.26 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda clorada /Agua oxigenada a

72 horas. ......................................................................................................................... 70

xvi

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 3.1 Variable Dependiente .................................................................................... 36

Tabla 3.2 Variables Independiente de sustancias ........................................................... 37

Tabla 3.3 Variables Independiente Tiempo .................................................................... 37

Tabla 3.4 Cronograma de actividades ............................................................................ 81

Tabla 3.5 Tabla de presupuesto ..................................................................................... 82

Tabla 4.1 Pruebas no paramétricas: Pruebas de Normalidad ......................................... 55

Tabla 4.2 Comparación por pareja de sustancias a las 24 horas..................................... 57

Tabla 4.3 Comparación por pareja de sustancias a las 48 horas..................................... 59

Tabla 4.4: Prueba Kruskal-Wallis de muestras independientes a las 72 horas............... 60

Tabla 4.5: Comparación por pareja de sustancias a las 72 horas ................................... 61

Tabla 4.6: Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada a 24 horas ....................... 61

Tabla 4.7 Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada a 48 horas ....................... 62

Tabla 4.8 Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada a 72 horas ........................ 63

Tabla 4.9 Halos de inhibición de la sustancia Herbal Aloe Concentrado a 24 horas. .... 64

Tabla 4.10 Halos de inhibición de la sustancia Herbal Aloe Concentrado a 48 horas. .. 65

Tabla 4.11 Halos de inhibición de la sustancia Herbal Aloe Concentrado a 72 horas. .. 66

Tabla 4.12 Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada mas Agua oxigenada a 24

horas. .............................................................................................................................. 67

Tabla 4.13 Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada mas Agua oxigenada a 48

horas. .............................................................................................................................. 68

Tabla 4.14 Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada mas Agua Oxigenada a 72

horas. .............................................................................................................................. 69

xvii

TEMA: “Eficacia de la irrigación de conductos radiculares in vitro mediante tres

sustancias. Soda clorada, agua oxigenada más soda clorada y herbal aloe concentrado”

Autor: Corella Viana Edison David

Tutor: Dr. Romero Roberto

RESUMEN

El presente trabajo tiene por objeto resaltar nuevos técnicas en la irrigación de

conductos radiculares. La Fitoterapia es una buena alternativa, los productos hechos a

base de Aloe Vera nos brindan buenos resultados en la terapéutica Odontológica. En

nuestro estudio determinamos el efecto bactericida de Soda Clorada, la combinación de

la Soda Clorada más Agua Oxigena y Herbal Aloe Concentrado; in vitro, para ello se

tomaron 25 muestras de conductos uniradiculares de pacientes que presentaban

diagnóstico de necrosis pulpar. Las muestras se transportaron en Tioglicolato de Sodio

posteriormente sembradas en el agar Mueller-Hinton, después se medió los alos de

inhivisión formados, para determinar el crecimiento bacteriano en 24, 48 y 72 horas

respectivamente, determinando así que el mayor efecto antibacterial lo obtuvo la Soda

Clorada seguida por la Soda Clorada más Agua Oxigenada y por último el Herbal Aloe

Concentrado. Dichas mediciones no tuvieron cambios importantes en el trascurso de los

tres días de evaluadas las muestras por primera vez.

PALABRAS CLAVES: FITOTERAPIA / BACTERICIDA / SODA CLORADA /

AGUA OXIGENA / HERBAL ALOE CONCENTRADO / HALOS DE INHIBICIÓN.

xviii

ABSTRACT

Phytotherapy is a good alternative as an adjunct in medicine today, the products made

from aloe vera give us good results in dental treatment, since this plant has a number of

advantages which makes it ideal for use. In dentistry we use as an analgesic,

antimicrobial, healing, etc. In our study we determined the antimicrobial effect of

Chlorinated Soda, Soda combining more chlorinated water oxygenates and Herbal Aloe

Concentrate; in vitro, for that 25 samples uniradiculares ducts patients with

diagnostically pulp necrosis were taken, the samples were transported in sodium

thioglycolate, after the samples were incubated at 35 ° C and waited 24 hours to observe

the growth bacterial. After agar Mueller-Hinton became bacterial seeding, after three

buttons sensitivity was placed in each embebiéndoles agar each disc with one of the

substances to be studied, then we returned to incubate the sample Agar Mueller-Hinton

to it temperature for 24 hours, to remove the halos of inhibition formed around the

buttons containing the respective substance was observed, that we measure with a

millimeter ruler and we noted, this procedure is repeated for 48 to 72 hours and

determining the I had greater antibacterial effect Soda Chlorinated Chlorinated followed

by more Hydrogen Peroxide and finally the Herbal Aloe Concentrate. Such

measurements were no significant changes in the course of three days the samples

evaluated first.

Key words: Phytotherapy, Antimicrobial, Chlorinated Soda, Water oxygenates, Herbal

Aloe Concentrate, halos of inhibition.

1

INTRODUCCIÓN

Se dice que la causa mas común de la patología pulpar son los microorganismos de la

flora oral, asi mismo la pulpa puede ser afectada por diferentes etiologías, los

microorganimos invaden el tejido pulpar tarde o temprano dando lugar a una infección,

las toxinas bacterianas aumentan la necrosis pulpar, esto se produce directa o

indirectamente por una rección inflamatoria. (Liébana, 1997)

(Canalda, 2006). Mencionó que en la pasada década de los cuarenta, la Endodoncia

evolucionó aplicando bases cada vez mas científicas, con ayuda de los avances

tecnológicos. La necesidad de poder obturar correctamente los conductos radiculares

estimuló a muchos endodoncistas a establecer secuencias y normas para su preparación.

(Leonardo, 2005). Afirma que la preparación biomecánica convencional se realiza por

medio de la instrumentación de los conductos radiculares, completada con la irrigación,

aspiración e inundación con las soluciones de irrigación, teniendo por lo tanto la

función de limpieza mecánica y de acción antibacteriana en los casos de

necropulpectomías y/o también la funsión de limpieza citofiláctica en las

biopulpectomías.

No se debe pensar solo en un conducto radicular único si no englobar a toda su

anatomía ya que estas zonas son de dificil acceso para los instrumentos, por ende en la

actualidad es de mucha importancia no solo seleccionar el instrumental y su técnica sino

también la sustancia irrigadora para tener mejores beneficios en el tratamiento de

químico-quirurgico de conductos. (Machado, 2009)

(Machado, 2009). Argumenta que la selección de una u otra solución irrigadora esta

condicionada con sus propiedades físico-químicas. De acuerdo con Paiva & Antoniazzi,

“Las soluciones deben presentar: acción antimicrobiana, ser solventes de materia

orgánica e inorgánica, capacidad de humectación y lubricación con el fin de facilitar la

acción de los instrumentos, aumentar la permeabilidad dentinaria y, también, presentar

biocompatibilidad tisular”.

2

(Cohen, 2011) Menciona que los estudios han desarrollado concluyentemente que la

instrumentación mecánica no puede proporcionar suficiente desinfección de los

conductos radiculares, con independencia que se usen instrumentos de acero inoxidable

o NiTi. Se nesecitan irrigantes para eliminar los microorganismos, y a lo largo del

tiempo se han propuesto diversas sustancias para ese fin.

3

CAPÍTULO I

1.

1.1.EL PROBLEMA

1.1.1. Planteamiento del problema

Se presenta una resistencia bacteriana cada vez mas marcada, y hace que las sustancias

irrigantes posean mayores y mejores propiedades para su eficacia, esto hace que sea mas

difícil la elección de las distintas sustancias irrigadoras, por lo cual nos vemos en la

necesidad de ver otro tipo de componentes para lograr tener un efecto positivo en

nuestros tratamientos endodónticos, ya que la irrigación de conductos es un paso

primordial para tener un buen pronóstico.

El irrigante más utilizado ha sido por décadas el Hipoclorito de Sodio, ya que cumple

con la mayor parte de requisitos. Se han descrito varias concentraciones de dicha

sustancia en el transcurso del tiempo, llegando a niveles del 0,5% al 6%, dando como

resultado un desinfectante de alto poder, con un pH de 12 aproximadamente, estas

propiedades también hace que sea una sustancia citotóxica para los tejidos blandos, por

lo cual se debe emplear con mucha precaución en Endodoncia.

Se han descrito muchos casos por el contacto accidental de piel y mucosas con

Hipoclorito de Sodio, la sintomatología es variada, dependiendo del tiempo de

exposición a la solución, siendo el dolor, ardor y enrojecimiento del área afectada los

mas frecuentes, por este motivo se ve la necesidad de obtener otro tipo de sustancia para

evitar todos los trastornos que conllevan la exposición de esta sustancia halogenada.

El Herbal Aloe Concentrado puede ser una alternativa en la irrigación de conductos, ya

que esta sustancia posee Aloe Vera, el cual ha sido descrito durante décadas como una

planta con muchas bondades en el área de la Medicina, no siendo ajena también para la

Odontología, recolecta la mayor parte de propiedades que debe presentar un irrigante en

el tratamiento de conductos, por ese motivo se lo ha implementado en la Endodoncia.

Dentro de sus componentes se encuentra ácido cítrico, el cual sabemos que ha sido

utilizado como un quelante para eliminar el smear layer en el preparación químico-

4

mecánico de conductos, esta sustancia se la ha creado para el consumo humano para

prevenir enfermedades y mantener una buena salud, así que si ocurriese un contacto

accidental en los tejidos no correremos riesgos desafortunados como ocurre con otras

sustancias irrigantes.

1.2. OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN

1.2.1. Objetivo general:

Comprobar la capacidad bactericida de las sustancias irrigadoras in vitro, Soda

Clorada, combinación de Agua Oxigenada con Soda Clorada y Herbal Aloe

Concentrado.

1.2.2. Objetivos específicos:

Verificar la acción bactericida mediante halos de inhibición de la Soda Clorada, la

combinación de Agua Oxigenada mas Soda Clorada y Herbal Aloe Concentrada.

Comprobar cual sustancia irrigadora es mas efectiva contra microorganismos presentes

en los conductos con necrosis pulpar.

Analizar la sustantividad de las tres sustancias irrigadoras en 24, 48 y 72 horas después

de su exposición en el medio de cultivo.

1.3.ANTECEDENTES

En el transcurso del tiempo las sustancias fueron utilizadas en forma líquida o viscosa

con la finalidad de mejorar la preparación de los conductos radiculares eliminando el

detritus orgánico. (STOCK, 1996). Fue un complemento para la instrumentación en

Endodoncia, reduciendo la carga bacteriana por el lavado y por la acción antimicrobiana

que presentaron estas sustancias, también permitió la hidratación de los conductos

radiculares. (SOARES, 2005).

5

Con el transcurso del tiempo se produjeron muchas sustancias irrigadoras de conductos,

estas se eligieron por sus componentes, potencia bacteriana, además se han elegido de

acuerdo al tratamiento que se realizó dentro de la Endodoncia, se eligieron las

sustancias como el Hipoclorito de Sodio en varias concentraciones, Agua Oxigenada,

Clorhexidina, estas sustancias cumplían la mayor parte de requisitos que se necesitaban

para la limpieza de los conductos radiculares y eliminación de los microorganismos.

(SOARES, 2005).

Así mismo se descubrió que el Aloe Vera contiene aminoácidos, lípidos, esteroles,

taninas y enzimas. Además de ello también se logró constatar que tiene una serie de

bondades las cuales fueron implementadas en la Odontología, entre estas tenemos.

Analgesia, estimula la reparación tisular, modula el sistema inmune, antimicrobiano,

antimutagénico. Se constató que en la Endodoncia resulta ser una sustancia interesante,

ya que el gel de Aloe vera está constituida por una alta proporción de agua, presentando

un pH de 5, y además, tiene una capacidad amortiguadora del pH. (PAZ, 2009).

1.4. JUSTIFICACIÓN:

Por mucho tiempo fue un reto la eliminación de los microorganismos dentro del

conducto radicular, actualmente se sabe por muchos estudios que las sustancias

irrigadoras tienen varias propiedades, las cuales nos permiten tener un correcto control

del material necrótico que se encuentra dentro de los conductos. Actualmente muchas

de esas propiedades, combinaciones entre sustancias irrigadoras, nos han permitido

lograr una desinfección meticulosa de los conductos para tener mejoras y avances en la

Endodoncia. (LEONARDO, 2005)

Se consideró que muchos de los microorganismos y sus toxinas son la principal causa

de las lesiones endo-periodontales, por ello actualmente se consideran que los

microorganismos que mas prevalencia se encuentran en los conductos radiculares son

aerobios, anaerobios estrictos y facultativos (STOCK, 1996). Se preverá que las

sustancias halogenadas, biguanidas, agentes oxidantes y Herbal Aloe Concentrado

cumplirán con los requerimientos de un desinfectante para el tratamiento de conductos.

6

El Aloe Vera, así denominado y descrito por Linneo, y el aloe barbadensis descrito por

Miller, así como el aloe vulgaris de Lamarck, son una misma y única planta.

Recientemente su incorporación a la Odontología hace un método nuevo de tratamiento

por su efecto cicatrizante, antiinflamatorio y hemostático, (Schweizer, 2009). Se

preverá que por sus propiedades reducirá al mínimo las molestias post-operatorias de la

instrumentación a mas que nos servirá como un irrigante para la desinfección de los

conductos radiculares.

1.5. HIPÓTESIS:

El Soda Clorada tiene mayor efectividad bactericida, a diferencia del Agua Oxigenada

y Herbal Aloe Concentrado.

7

CAPÍTULO II

2. MARCO TEÓRICO

2.1.ENDODONCIA:

2.1.1. Concepto:

(Soares & Goldberg, 2012, pág.21) mencionaron que “La Endodoncia es el campo de la

Odontolología, que estudia la morfología de la cavidad pulpar. La fisiología y patología

de la pulpa dental, así como la prevención y el tratamiento de las alteraciones pulpares

y de sus repercuciones sobre los tejidos peridentarios”.

2.2. OBJETIVOS DE LA ENDODONCIA

Los objetivos de la Endodoncia podemos agruparlos en dos grandes grupos, de acuerdo

al tratamiento que se vaya a realizar, los cuales son, tratamientos conservadores y

radicales. En el primer grupo tenemos la protección pulpar directa e indirecta, curetaje

pulpar y la pulpotomía, es decir mantenemos la pulpa vital, mientras que en el segundo

tenemos la pulpectomía y tratamientos con pulpa mortificada. (Soares & Goldberg,

2012).

En el tratamiento de la Endodoncia radical podemos agrupar a esta en tres objetivos, los

cuales son: Vaciar, limpiar el sistema de conductos radiculares y sellarlo

hermeticamente, procurando no causar daños a los tejidos perirradiculares los cuales son

los responsables de la curación definitiva. (García B. J., 2015)

2.3.2.3. FASES DE LA ENDODONCIA

Las fases clínicas de la Endodoncia son secuenciales, es decir se realiza un protocolo de

forma ordenada. (García, 2015). No debemos continuar a la fase siguiente mientras no

se haya terminado el procedimiento predesesor. (García, 2015).

8

Las etapas de la pulpectomía y el tratamiento de conductos radiculres (TRC) constan de

las siguentes fases. (Soares & Goldberg, 2012).

1. Diagnóstico.

2. Planificación.

3. Procedimientos preoperatorios:

Esterilización y desinfección del instrumental de uso endodóntico

Preparación del paciente

Anestesia

Preparación de la corona

Aislamiento del campo operatorio

4. Acceso al conducto radicular:

Apertura de la corona

Limpieza de la camara pulpar

Localización y preparación de la entrada de conductos

Preparación del tercio cervical

5. Preparación del conducto.

6. Procedimiento y productos químicos auxiliares de la preparación mecánica.

7. Obturación del conducto.

2.4. CONCEPTO DE IRRIGACIÓN

La irrigación es el lavado y la aspiración de los restos de tejido necrótico pulpar,

dentina, bacterias y sus toxinas, que se encuentran tanto en la cámara pulpar como en

los conductos radiculares (García B. J., 2015).

2.5. OBJETIVOS DE LA IRRIGACIÓN

Podemos clasificar los objetivos en tres grandes pilares (García B. J., 2015)

9

2.5.1. Físicos:

Eliminar los dentritos presentes tanto en la camara pulpar como en los conductos

radiculares (restos de tejido pulpar, restos del medio bucal o tambien restos formados

por la propia instrumentación mecánica de los conductos), estos suelen alojarse en el

tercio apical y pueden en algunos casos sobrepasarse ocacionando alteraciones en el

periapice, mas aun si el dentritus se encuentra con material infeccioso (Soares &

Goldberg, 2012).

Lubricar las paredes de la cámara y conductos radiculares para facilitar la penetración

del instrumental endodóntico (limas) (García B. J., 2015). Ademas nos permite una

conformación de las paredes de los conductos ya que la solución química las mantiene

hidratadas (Soares & Goldberg, 2012).

2.5.2. Químicos:

Disolver los residuos orgánicos e inorgánicos presentes en la anatomía interna del

órgano dentario y ejercer una acción quelante del calcio (García B. J., 2015).

2.5.3. Bacteriológicos:

Reducir la carga bacteriana que se localiza en la camara pulpar y los conductos

radiculares mediante una fase mecánica o de instrumentación y una fase química o de

lavado por acción antibacteriana de la solucíon irrigadora (Soares & Goldberg, 2012).

El lavado de los conductos incluso nos permite alcanzar a zonas donde la

instrumentación no es capaz de llegar, así permitiendo un mejor tratamiento en el area a

tratarse (García B. J., 2015).

Un objetivo complementario es evitar la opacidad y oscurecimiento de las coronas

dentarias por restos dentinarios propios de la instrumentación y por secuelas de fluido

sanguineo que pudiesen haber ingresado en los túbulos dentinarios o camara pulpar

(Canalda & Brau, 2014).

10

2.6. CLASIFICACIÓN DE LAS SUSTANCIAS IRRIGANTES

(Leonardo, 2005, págs. 438-439) “Menciona que en Endodoncia las soluciones y

sustancias mas comunes indicadas son:

Compuestos

Halogenados

Detergentes

Sintéticos

Quelantes

Asociasiones

Solución de hipoclorito de sodio al 0,5% (líquido de Dakin)

Solución de hipoclorito de sodio al 1%+ ácido bórico (Solución

de Milton)

Solución de hipoclorito de sodio al 2,5% (licor de Labarraque)

Solución de hipoclorito de sodio al 4-6,5% (Soda clorada

doblemente concentrada)

Solución de hipoclorito de sodio al 5,25% (Preparación, USP)

Solución de Gluconato de Clohexidina al 2%

Solución de hipoclorito de sodio al 0,5% (liquido de Dakin.

Duponol C – al 1% (alquil-sulfato de sodio)

Zefirol - Cloruro de alquildimetil - bencilamonio ( cloruro de

Benzalconium)

Dehyquart-A (Cloruro de cetiltrimetilmonio)

Tween- 80 (Polisorbato 80)

Soluciones de ácido etilenodiaminotetracético-EDTA

Largal ultra (agente quelante comercial)

Redta (agente quelante comercial)

RC Prep (ácido etilenodiaminotetracético + peróxido de urea +

base hidrosoluble e polietilenoglicol – carbowax)

Endo-PTC (peróxido de urea + Tween 80 + Carbowax

Glyde File prep

MTAD – (asociación de una tetraciclina isomérica, ácido cítrico

y un detergente – Tween 80

Smear Clear

11

Otras

Soluciones de

Irrigación

2.7. PROPIEDADES DE LAS SOLUCIONES IRRIGANTES

La selección adecuada de la sustancia irrigante dependerá, no sólo de sus propiedades y

de los efectos que pudriamos apreciar en los procedimentos clínicos en los dientes a

tratar (Soares & Goldberg, 2012).

Los dientes con pulpa viva al no presentar microorganismos o una carga bacteriana

incipiente, no requieren de una sustancia antiséptica ya que estás sustancias pudieren

interferir en el proceso de reparación de los tejidos apicales y periapicales. (Soares &

Goldberg, 2012).

En los conductos necróticos la elección son sustancias irrigadoras que presenten

propiedades antisépticas, disolventes de materia orgánica y con capacidad de neutralizar

las toxinas, sin que esto conlleve alterar los tejidos apicales y periapicales o lo hagan de

forma parcial (Soares & Goldberg, 2012).

2.7.1. Humectación:

Nos permite humedecer dicha sustancia, la cual debe permitirle dispersarse por toda la

superficie, para ello debe tener un buen poder de humectación. (De Lima Machado,

2009).

2.7.2. Baja tensión superficial:

Mientras esta sea alta tendra una mayor dificultad de unirse a otras sustancias, cabe

recalcar que el tejido pulpar posee abundante líquido por lo que necesita ser removido,

Agua destilada esterilizada

Agua de hidrócido de calcio- 0,14g%

Peróxido de hidrógeno

Suero Fisiológico

Solución de ácido cítrico”.

12

al tener la sustancia irrigadora una baja tensión superficial la unión de moléculas de

dicha sustancia no serán fuertes y se unirán mas facilmente a otras sustancias, por lo que

se relacionan con propiedades de penetración y contacto (De Lima Machado, 2009).

2.7.3. Tensoactividad:

Es la capacidad que tiene una sustancias química de disminuir la tensión superficial del

medio en la que esta se aplique. (De Lima Machado, 2009).

2.7.4. Potencial Bactericida:

La sustancia a elegirse debe tener propiedades bactericidas y no bacteriostáticas ya que

ello puede no inactivar por completo los microorganismos presentes en los conductos

infectados, lo cual puede ocacionar residivas en los órganos dentarios tratados

endodonticamente (De Lima Machado, 2009).

2.7.5. Biocompatibilidad:

Los tejidos del periápice deben estar libres de todo componente irritante ya que es en

ese lugar dode se efectuará la reparación de una pieza endodonciada, por ello se debe

elegir una sustancia irrigante que sea bactericida y que no genere mucho daño a dicho

tejido (De Lima Machado, 2009).

2.7.6. Acción Lubricante:

Lo que se consigue con una buena lubricación es evitar el calentamiento de los

instrumentos endodónticos que se introduzcan en el conducto, de esta manera

evitaremos daños a los tejidos del periodonto, además el atrito evita la fractura del

instrumento en el interior del conducto (De Lima Machado, 2009).

2.7.7. Efervescencia:

Cuando se realiza la técnica mecánico-química en el interior del conducto se generan

gases en el medio acuoso, lo que conlleva a que el detrito se mantenga en la superficie

13

impidiendo que descienda a zonas mas profundas (periápice) evitando el daño a los

mismos. (De Lima Machado, 2009).

2.8. TÉCNICAS DE IRRIGACIÓN

(Canalda & Brau, 2014, pág.189 ) mencionaron que “la técnica más habitual consiste en

introducir las soluciones en jeringas de plástico. Las ajugas se conectan a las jeringas

mediante un mecanismo de rosca para evitar que se puedan desprender al presionar el

émbolo. Se eligen ajugas de calibre moderado 27 y 30mm y estas últimas son las de

elección en conductos curvos y estrechos”.

La mayoría de agujas que se utiliza en la irrigación endodóntica utilizan un calibre

mayor al diámetro de las limas k #25, por ende se debe utilizar la suatancia química

cuando ya se aya preparado el conducto radicular con dicho instrumento, para llegar a

introducir con mayor profundidad una sustancia irrigadora se debe colocar en las

jeringas agujas de un diametro menor (Soares & Goldberg, 2012).

Las agujas de calibre pequeño presentan mayor flexibilidad pero el operador debe

ejercer mayor presión sobre el émbolo para trnasportar mayor líquido através de esta

(García B. J., 2015).

Se corre el riesgo de embolizar la sustancia irrigadora a los tejidos periodontales cuando

la aguja queda trabada en el conducto (García B. J., 2015). En ciertos casos al irrigar

profundamente la sustancia irrigadora con la aguja y al no presentar reflujo se forma una

columna de aire la cual alcanza los tejidos periapicales y puede ocacionar enfisemas

(Soares & Goldberg, 2012).

Se aconseja llevar la solución irrigadora al interior de los conductos radiculares y no

dejarlo en la cámara pulpar (García B. J., 2015).

Cuando se este irrigado en los conductos radiculares debe tenerse cuidado de no

alcanzar los tejidos periapicales con la sustancia irrigadora por ello la presión ejercida

sobre el émbolo debe ser delicada (Leonardo, 2005).

14

Un factor primordial es el volumen de la sustancia irrigado (Cohen, 2011). El volumen

de una sustancia es mas importante que la naturaleza de dicha sustancia, cuanto mas

volumen de sustancia se aplique mayor será su acción limpiadora. (Leonardo, 2005).

Existe una dinámica entre flujos que se produce a una distancia de 1 a 1,5mm en

dirección apical cuando atraviza la sustancia irrigadira y esta es expulsada por la aguja

(Cohen, 2011).

La eficacia de los irrigantes deben tener porcentajes de 2,5% al 6%, mantenerlos a una

temperatura de 37°C hacen que tenga mayor actividad biológica, además se debe

colocar abundantes cantidades de irrigante, e irrigar los conductos de manera

desbordante, es recomendable utilizarlo después de cada intrumento y aplicarlo

despacio en el interior del conducto (Gutmann, Dumsha, & Lovdahl, 2012).

(Soares & Goldberg, 2012) Establecieron que “la irrigación/aspiración se realiza en las

diversas fases de preparación de los conductos radiculares siguiendo los mismos

principios técnicos.

a) Seleccione la aguja para irrigación y coloque en la jeringa. Utilice topes de

goma, calibre la aguja con menos de 3mm respecto del largo del diente y llene la

jeringa con la solución irrigadora. Escoja la cánula aspiradora y acóplela al

aspirador.

b) Luego, sujete la jeringa que contiene la solución irrigadora con una de las manos

y haga que la punta de la aguja llegue hasta la entrada del conducto radicular.

c) Con la otra mano, sostenga el dispositivo para la aspiración, de manera que el

extremo de la punta aspiradora quede colocada en nivel de entrada la cámara

pulpar, donde permanecerá durante la irrigacón.

d) Con la aguja colocada en la posición descrita y con leve presíon sobre el émbolo

de la jeringa, inicie la irrigación.

15

e) Con suavidad y a medida que el líquido se deposita, se introduce la aguja

irrigadora tomando los recaudos necesarios para que no obstruya la luz del

conducto e impida el reflujo de la solución.

f) La punta de la aguja irrigadora debe alcanzar siempre que sea posible, el inicio

del tercio apical, a 3 o 4 mm del tope de la preparación del conducto. Entonces

debemos imprimir discretos movimientos de vaivén, esta maniobra aumentará la

agitación mecánica de la solución y ayudará a remover los residuos. La

preparación del tercio cervical facilitará la introducción de la aguja para la

irrigación y el reflujo de la solución.

g) La irrigación y la aspiración se realizan al mismo tiempo, esto es, a medida que

el líquido se deposita en el conducto radicular, se lo retira en forma simultánea a

través de la cánula adaptada al aspirador y ubicada cerca de la cámara pulpar.

h) Para cada irrigación, se utiliza alrededor de 2 a 3 ml de solución. Recargue la

jeringa cada vez que se le termine el líquido.

i) Irrigue con frecuencia y copiosamente.

j) Concluida la irrigación (que se realiza siempre después de usar cada

instrumento), introduzca la aguja aspiradora en el conducto, con la mayor

profundidad posible a fin de eliminar los dentritos atrapados en su interior.

k) Si se continúa con la conformación, antes de utilizar el próximo instrumento

llene la cavidad pulpar con la solución irrigadora. Como se recomendó, esto

permitirá que el instrumento trabaje embebido en líquido.

2.9. SOLUCIONES IRRIGADORAS

2.9.1. Hipoclorito de Sodio

2.9.1.1. Concepto:

(Lahoud & Galvéz, 2006, pág. 30) Según la Asociación Americana de Endodoncistas

han definido el Hipoclorito de Sodio como un líquido claro, pálido, verde-amarillento,

16

extremadamente alcalíno y con fuerte olor a clorino, que presenta una acción disolvente

sobre el tejido necrótico y restos orgánicos y además es un potente agente

antimicrobiano.

2.9.1.2. Características Físicas

2.9.1.2.1. Baja tensión superficial:

Esta propiedad es inversamente proporcional a la velocidad de disolución de la pulpa

radicular, por ende la saponificacón que esta solución presenta es mayor (De Lima

Machado, 2009).

2.9.1.2.2. Auxiliar en la instrumentación:

Por la humectación del conducto radicular y la saponificación facilita la

instrumentación del mismo (Leonardo, 2005).

2.9.1.2.3. Temperatura:

El NaCOl mejora su poder bactericida calentandolo a una temperatura de 37°C

(Gutmann, Dumsha, & Lovdahl, 2012).

Calentar el NaCOl a temperaturas mayores de 41°C por un minuto, prodría ocacionar

detrucción de los osteoblastos u otras células del hospedador; a temperaturas de 50°C o

60°C aumenta el poder desinfectante de dicha solución pero también ocaciona

destrucción de las fibras colágenas, además pueden tener efectos perjudiciales en el

instrumental (limas NiTi) ocacionando corroción de dicho instrumento (Cohen, 2011).

2.9.1.2.4. No es irritante en las condiciones de uso:

Cuando se utiliza el NaCOl a concentraciones intermedias o altas no se produce riesgo

clínico, ya sea en tratamientos con pulpa necrótica y lesiones crónicas periapicales

(Leonardo, 2005).

17

2.9.1.2.5. Arrastre mecánico:

En concentraciones altas (Soda Clorada) el NaCOl puede penetrar áreas de dificil

acceso, disolviendo y eliminando los restos de tejido orgánico donde el instrumental

endodóntico no es capaz de llegar (García B. J., 2015).

2.9.1.3.Características Químicas

(Sánchez, Furuya, Padilla, Gómez, & Gómez, 2009, pág. 10) Mencionaron que “el

Hipoclorito de Sódio es hipertónico (2,800 mOs-mol7kg) y muy alcalino (pH= 11,5 a

11.7)”.

2.9.1.3.1. Acción disolvente:

Para valorar al NaCOl en cuanto a su eficacia limpiadora y desinfectante se debe tener

en cuenta la concentración de cloro disponible (cloro activo) y el pH de la solución

(Gutmann, Dumsha, & Lovdahl, 2012).

La solución de NaCOl podemos clasificarlas de acuerdo a su concentración de cloro

activo que presenten, de esta manera obtenemos bajas concentraciones como la

solución de Dakin (0,5%) y Milton (1%), concentraciones medias como la solución de

Labarraque (2,5%) y en altas concentraciones como la Soda Clorada (4-6%) (Soares &

Goldberg, 2012).

Las concentraciones mayores de NaCOl disuelven el tejido tisular necrótico como vivo,

siendo este último no deseado dentro del tratamiento endodóntico (Cohen, 2011).

2.9.1.3.2. Saponificación de las grasas:

Los Alcalis pueden tranformar los lípidos en jabones, ocasionando una disminución de

la tensión superficial en el interior del conducto radicular, facilitando la remoción del

tejido necrótico. (De Lima Machado, 2009).

18

2.9.1.3.3. Lubricante:

El NaCOl es un alcali, por ende actua sobre los ácidos grasos de los tejidos, esto

ocaciona la saponificación, transformando estos ácidos en jabón; de esta manera se

facilita la eliminación de recíduos orgánicos del interior del conducto radicular

(Leonardo, 2005).

2.9.1.4. Caraterísticas Biológicas

2.9.1.4.1. Bactericida:

El NaCOl disuelve de tejido orgánico y necrótido, además es un potente agente

germicida (Lahoud & Galvéz, 2006).

(Sánchez, Furuya, Padilla, Gómez, & Gómez, 2009). Mencionaron que “la actividad

solvente, y las propiedades antimicrobianas son debidas primariamente; a) La habilidad

del Hioclorito de Sódio de oxidar e hidrolizar las proteínas celulares, b) La liberación de

cloro, para formar ácido hipocloroso, y c) A largo plazo, su habilidad osmótica de

extraer líquido fuera de las células”.

2.9.1.4.2. Neutraliza los productos tóxicos:

Es una importante propiedad de la Soda Clorada puesto que neutraliza parcialmente las

tóxinas presentes en el conducto radicular al inicio del tratamiento, ya que no ocurre

ningún riesgo de agudización en las infecciones periapicales crónicos ya que la

instrumentación se efectua en un medio aséptico (Leonardo, 2005).

2.9.1.5. Mecanismo de Acción

Cuando el NaOCl entra en contacto con proteínas tisulares forma hidrógeno,

formaldehido y acetaldehído, rompe las cadenas peptídicas y disuelve proteinas,

ocacionando que el hidrógeno sea sustituido por cloro en forma de clorina, y actua

sobre microorganismos intervieniendo en la acción oxidativa celular, evitando su acción

19

enzimática; asi disuelve el tejido necrótico y penetra en áreas contaminadas (Sánchez,

Furuya, Padilla, Gómez, & Gómez, 2009).

2.9.1.6. Hipoclorito de sodio- Necropulpectomías

En tratamientos de necropulpectomías; la preparación mecánica auxiliada con

sustancias irrigadoras y la aspiración de la misma es primordial para la desinfección de

los conductos radiculares, puesto que la presencia de restos necróticos serviran para el

desarrollo de microorganismos que podrían ocacionar una reinfección de la pieza dental

tratada (Soares & Goldberg, 2012).

La mejor solución irrigadora es el NaClO en sus diferentes concentraciones, esta

sustancia es muy eficaz puesto que posee efectos antimicrobianos y la capacidad de

disolver tejidos, pero hay que tener encuenta que esta sustancia no elimina el barrillo

dentinario, se debe usar en concentraciones mayores de 2,5% para tratamientos de pulpa

necrótica ya que posee un buen efecto bactericida (Gutmann, Dumsha, & Lovdahl,

2012).

2.9.2. PERÓXIDO DE HIDRÓGENO

2.9.2.1. Concepto

(Instructivo Proceso de Esterilización por Peróxido de Hidrógeno, 2012, pág. 1) Se

mencionó que es “También conocido como agua oxigenada, dioxogen o dioxidano, es

un compuesto químico con características de un líquido altamente polar, fuertemente

enlazado con el hidrógeno tal como el agua, que por lo general se presenta como un

líquido ligeramente más viscoso que ésta. Es conocido por ser un poderoso oxidante”.

2.9.2.2. Características Físicas

(Wikipedia, 2015) Se mencionó que “a temperatura ambiente es un líquido incoloro con

olor penetrante e incluso desagradable y sabor amargo”.

20

El Peróxido de Hidrógeno es utilizado como antiséptico en la limpieza de heridas,

gracias a su propiedad liberadora de oxígeno, la cual produce un burbugeo eliminando

microorganismos y tejidos presentes en la herida gracias a su poder mecánico de

arrastre (Negroni, 2009).

La capacidad de penetración tisular del Peróxido de Hidrógeno es débil, escasa y

transitoria. (Tripathi, 2008).

Esta sustancia con el tiempo pierde su eficacia por lo cual el tiempo de utilización es

limitado. (Tripathi, 2008).

2.9.2.3. Características Químicas

(Wikipedia, 2015) Se estableció que “el Peróxido de Hidrógeno puro (H2O2) es un

líquido denso y claro, con una densidad de 1,47 g/cm³ a 0 °C. El punto de fusión es de –

0,4 °C, y su punto de ebullición normal es de 150 °C”.

La solución de Peróxido de Hidrógeno a una concentración del 30% produce 10 de

volumenes de oxígeno la cual gran parte se escapa en forma molecular (Tripathi, 2008).

2.9.2.4. Característica Biológicas

Posee gran capacidad oxidante sobre los microorganismos, que se acentua en la fase

gaseosa, actua contra esporas, hongos, virus y bacterias principalmente gram positivas,

su poder bactericida disminuye en presensia de micrroorganismos productores de

catalasa, por ende, es preferible utilizarlo a concentraciones de 20% al 30% (Gonzáles,

Marco, 2008).

(Wikipedia, 2015) Se afirmó que “la enzima catalasa presente en los tejidos degrada

rápidamente el Peróxido de Hidrógeno, produciendo oxígeno, que dificulta la

germinación de esporas anaerobias”.

https://es.wikipedia.org/wiki/Grados_cent%C3%ADgrados

https://es.wikipedia.org/wiki/Espora

https://es.wikipedia.org/wiki/Anaerobia

21

2.9.2.5. Mecanismo de Acción

(Rojas, Silva-Herzog, Gonzáles, & Oliva, 2013, pág. 183) Indicaron que “se atribuye al

efecto de oxidación de los grupos sulfhidrilo y aminoácidos de la pared bacteriana, lo

que afecta el proceso de respiración y nutrición, mediante oxidación de los componentes

respiratorios, inhibición de la síntesis de proteínas, mientras que sobre los virus genera

represión en la síntesis de RNA y ruptura del material genético”.

2.9.2.6. Combinación con Hipoclorito de Sodio

Al usar alternadamente la Soda Clorada y el Peróxido de Hidrógeno a 10 vol constituye

un método opcional para el tratemiento de conductos necróticos (Leonardo, 2005).

En el año de “1943 Grossman” propuso una técnica en la cual se combina el Agua

Oxigenada a 10 volúmenes y la Soda Clorada, en dicha técnica se inicia y termina con

la irrigación de la Soda Clorada para evitar la liberación de oxígeno naciente entre

seciones, esta combinacion genera el nacimiento de oxigeno naciente, efervecencia y

exotérmica (Leonardo M. R., 2005).

2.9.2.7. Usos en necropulpectomías

Cuando el H2O2 libera oxígeno al entrar en contacto con los restos de tejidos

necróticos, se destruirán las bacterias anaerobias estrictas presentes en gran cantidad en

estos conductos radiculares (Leonardo, 2005).

Su acción solvente es menor, por ende es menos perjudicial para los tejidos periapicales

a diferencia que el Hipoclorito de Sodio, este presenta una acción solvente mayor, por

eso es perjudicial para los tejidos que rodean al periápice (Leonardo, 2005).

2.10. HERBAL ALOE CONCENTRADO

2.10.1. Concepto

Es una planta ornamental y medicinal perteneciente a la familia de las liliáceas,

conocida como babosa o sávila (Delle, Silva, Semenoff-Segundo, & Biasoli, 2008). Esta

22

planta (Aloe barbadensis Miller) posee funciones biológicas y terapéuticas tales como,

cicatrizantes, antiinflamatórias, inmunológicas y antimicrobianas (Sahebi, Khosravifar,

SedighShamsi, & Motamedifar, 2014).

(López, 2004, pág. 96) Afirma que “si bien el áloe o acíbar y el gel de Aloe Vera se

obtienen a partir de las hojas de la misma planta, no deben ser confundidos, ya que se

trata de productos muy distintos entre sí, tanto química como farmacológicamente. Así,

mientras el primero se emplea principalmente como laxante, el segundo se utiliza por

vía tópica para el tratamiento de quemaduras, irritaciones de la piel, etc., debido a su

acción cicatrizante y antiinflamatoria”.

Esta planta se compone de dos partes, cada una posee sustancias diferentes de acuerdo a

sus propiedades terapéuticas, su cubierta externa (corteza verde) y el parénquima

interno que contiene el gel de aloe, los túbulos pericíclicos que se encuentra debajo de la

corteza exterior produce el látex que le brindan a esta planta propiedades laxantes

(Subramaniam, Dwivedi, Uma, & Babu, 2012).

La "pulpa" o "tejido del parénquima" es la parte interna carnoso de la hoja, incluyendo

las paredes celulares y orgánulos; mientras que el "gel" o "mucílago" es el liquido que

exuda de las células del parénquima (Subramaniam, Dwivedi, Uma, & Babu, 2012).

2.10.2. Características Físicas

La corteza externa o alcivar se obtiene a partir del exudado gracias a las incisiones de

las hojas frescas de la planta de sábila, se presenta como un jugo de color marrón,

negruszco, amargo, nauseabundo y olor desagradable (López, 2004).

El gel que presenta esta planta es gelatinoso claro, suave, húmedo, resbaladizo y fino el

cual se lo obtiene retirandolo de sus hojas (Subramaniam, Dwivedi, Uma, & Babu,

2012).

(Sahebi, Khosravifar, SedighShamsi, & Motamedifar, 2014) concluyeron que el “Aloe

Vera no sólo posee propiedades antiinflamatorias, sino que también estimula la

23

proliferación de células de la pulpa dental, la diferenciación y mineralización de la

matriz extracelular”.

También dentro de sus cualidades, esta planta medicinal nos ayuda a la regeneración

celular después de una intervención quirúrgica (Schweizer, 1994).

Actúa como antiséptico ya que en sus componentes presenta la antraquinona (Prerna,

Indushekar, Bhavna Gupta, & Divesh, 2013).

2.10.3. Características Químicas

El alcibar se lo utiliza fundamentalmente como laxante, esta acción le confieren los

derivados hidroxiantraquinónicos que contienen las aloínas A y B (aloína, barbaloína) y

aloerresinas A, B y C (glucosilcromonas) (López, 2004).

El gel se compone de 99,5% de agua y el material sólido restante 0,5-1% se compone de

una serie de compuestos que incluyen vitaminas solubles en agua y solubles en grasa,

minerales, enzimas, polisacáridos, compuestos fenólicos y ácidos orgánicos

(Subramaniam, Dwivedi, Uma, & Babu, 2012).

La composición química incluye vitaminas B1, B2, B6, C y betacaroteno; enzimas

como la amilasa, fosfatasa alcalina, superóxido dismutasa, deshidrogenasa láctica y

lipasa; sacáridos entre estos la manosa, glucosa; compuestos inorgánicos como el calcio,

cloro, cobre, potasio, zinc, cromo; danthraquinones tales como la barbaloína y emodina

y también aluminio, boro, bario, calcio, hierro , sodio magnesio, fósforo, silicio y

estroncio en gel de Aloe Vera (Subramaniam, Dwivedi, Uma, & Babu, 2012).

2.10.4. Características Biológicas

El líquido de aloe presenta una amplia gama contra bacterias Gram positivas y Gram

negativas. (Prerna, Indushekar, Bhavna Gupta, & Divesh, 2013)

En varios estudios realizados se ha demostrado que la planta de Aloe Vera tiene efecto

antibacteriano y antifúngico frente a microorganismos como el Streptococcus pyogen,

24

Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus y Candida albicans. (Sahebi,

Khosravifar, SedighShamsi, & Motamedifar, 2014).

(López, 2004, pág 98. ) Asevera que “en cuanto a la capacidad antiviral del gel de

Aloe, se ha demostrado que la estimulación de los macrófagos por el acemanano

explicaría en parte sus efectos antivirales, mejorando la evolución del herpes genital, y

siendo útil como coadyuvante en el tratamiento de pacientes infectados con el virus del

sida”.

(López, 2004, pág 98.) Concluye que “entre las numerosas virtudes que se atribuyen al

gel de Aloe, se citan las propiedades anticancerígenas y antitumorales. Si bien hasta la

actualidad no hay datos concluyentes en este sentido, se han publicado numerosos

trabajos que demuestran su eficacia frente a ciertas líneas celulares tumorales”.

2.10.5. Mecanismo de acción

Los estudios han demostrado que los extractos del gel de Aloe tiene acción inhibidora

en la ruta del ácido araquidónico a través de inhibición de la ciclooxigenasa (Sugatha,

Shentil, Muruganandan, & Srinivasa, 2014).

La aloemicina le permite poseer beneficios antiinflamatorios y analgésicos; y la

aloeuricina que activa y fortalece las células epiteliales (Barrantes, Barrantes, &

Rodríguez, 2009). A mas de ello posee también aloeferon, que actúa sobre la

cicatrización de los tejidos. (Prerna, Indushekar, Bhavna Gupta, & Divesh, 2013)

El acemanano (mucopolisacárido) que posee esta planta le brinda su actividad

antifungica, antiviral y antibacterial, puesto que este componente activa el sistema

inmune del hospedador, el cual permite su producción de anticuerpos (Prerna,

Indushekar, Bhavna Gupta, & Divesh, 2013).

(López, 2004, pág. 98) Menciona que el “acemanano estimula la formación de

macrófagos y leucocitos y activa la fagocitosis por los macrófagos. También se ha

descrito que aumenta la liberación de citocinas, estimula las interacciones entre

macrófagos, linfocitos T y linfocitos B, favorece la formación de los linfocitos

25

T-citotóxicos, estimula la actividad de las células NK e induce la maduración de las

células dendríticas del sistema inmunitario.

La propiedad curativa de Aloe Vera se produce por el aumento del suministro de sangre

en el citio de la herida, esto hace que aumenten las cantidades de oxígeno en los

eritrocitos (Sugatha, Shentil, Muruganandan, & Srinivasa, 2014). El gel de Aloe Vera

nos ayuda a la curación del periápice dental tras la instrumentación endodóntica, ya que

el gel mucilaginoso de la sávila tiene acción sobre los tejidos epiteliales y conjuntivos

(Delle, Silva, Semenoff-Segundo, & Biasoli, 2008).

2.10.6. Uso como sustacia irrigante

(Delle, Silva, Semenoff-Segundo, & Biasoli, 2008, pág. 284) concluyeron que “el

proceso patogénico de la enfermedad endodóntica implica muchos eventos infecciosos e

inflamatorios capaces de estimular la generación de moléculas tales como interleucinas,

prostaglandinas, metaloproteinasas, que conduce a la activación de la respuesta innata y

específica, determinando una mayor o menor progresión de la enfermedad en los tejidos

periapicales”.

(Delle, Silva, Semenoff-Segundo, & Biasoli, 2008, pág. 284) mencionaron que “en el

tratamiento de Endodoncia, buscamos una sustancia química capaz de tener buena

tolerancia de los tejidos, ayudar en el proceso de reparación, disolver los residuos en el

interior del sistema de canales y producir efecto antimicrobiano”.

Debido a la creciente resistencia de microorganismos a diferentes medicamentos, se le

está dando énfasis al uso de remedios naturales tales como Aloe Vera para la inhibición

de diversas infecciones presente en los conductos radiculares. (Prerna, Indushekar,

Bhavna Gupta, & Divesh, 2013).

El gel de Aloe Vera se ha utilizado como un lubricante y un apósito sedante durante la

preparación biomecánica de conducto radicular tratante (Sugatha, Shentil,

Muruganandan, & Srinivasa, 2014).

26

2.11. MICROBIOLOGÍA EN ENDODONCIA

La Microbiología endodóntica tiene como objeto permitir el estudio de las patologías

pulpares que se asocian a microorgnismos que son los causales de procesos

inflamatorios a nivel de los tejidos periapicales (Negroni, 2009).

Los microorganismos presentes en la cavidad bucal son los causales de las lesiones

pulpares mas frecuentementes de la pulpa dentaria. La complejidad de la infección

depende de los microorganismos (especies), del tejido pulpar, así también por los

mecanismos de defensa del hospedador (Negroni, 2009).

Los microorganismos pueden invadir la esterilidad de la pulpa dentaria por tres

diferentes vías (Nageswar Rao, 2011).

2.12. ETIOLOGÍA DE LA ENFERMEDAD PULPAR

2.12.1. Causas Físicas

2.12.1.1. Traumatismos:

Con el pasar del tiempo las caras triturantes de las piezas molares y premolares pierden

su estructura (esmalte, dentina) y esto ocasiona la proximidad de las caras oclusales

hacia la pulpa dental, de esta manera se facilita la filtarción microbiana rapidamente

(Canalda & Brau, 2014).

2.12.1.1.1. Traumatismos agudos:

Luxaciones, fisuras, fracturas dentales que comprometan invación bacteriana o por

lesión del paquete vasculonervioso pulpar (García B. J., 2015).

2.12.1.1.2. Traumatismos crónicos:

Alteraciones que pueden cambiar la morfología dental, como la erosión, abfracción,

abración, atricción (bruxismo) y al fractura dental (Graham & Hume, 1999).

27

2.12.1.1.3. Traumatismos Iatrogénicos:

Movimientos bruscos ortodónticos, tallado excesivo de cavidades, deshidratación

(García B. J., 2015).

2.12.1.2. Térmicas:

El calor generado al cortar el tejido dentario puede ocasionar trastornos pulpares si no se

utiliza la refrigeración adecuada para lavar, limpiar y lubricar, de esta manera se enfría

el tejido dental intervenido y el instrumental cortante, de la misma manera debemos

observar que las fresas de corte como la alta velocidad esten en buenas condiciones para

no causar daños pulpares (Graham & Hume, 1999).

2.12.1.3. Electrogalvanismo Bucal:

La presencia de metales puede ocacionar descargas elétricas al friccionarse, esto

ocaciona desplazamientos de iones entre ellos, por lo general no ocasiona alteraciones

pulpares (García B. J., 2015).

2.12.1.4. Radiaciones:

La caries asociada a radioterapia (CART) se manifista por la alteración de las glándulas

salivales, lo cual ocaciona xerostomía por la alteración del pH y cambios de la

microflora oral residente, esto hace que las lesiones sean mas agresivas y de rápida

progresión. (Ceccotti, Sforza, Carzoglio, Luberti, & Filchman, 2007).

2.12.1.5. Barodontalgias:

Cuando hay una variación brusca de presión, en el ascenso pueden ocasionar hiperémias

y pulpitis en dientes que presenten pulpas expuestas o restauraciones recien realizadas,

lo contrario ocurre cuando hay un descenso ya que son las pulpas necróticas las que

presentan sintomatología (García B. J., 2015).

28

2.12.2. Causas Químicas:

2.12.2.1. Por exposición local:

Algunos materiales odontológicos pueden ser tóxicos para la pulpa dental, o ciertos

materiales de obturación (García B. J., 2015).

2.12.2.2. Generales:

En ciertas patologías sistémicas que producen intoxicaciones endógenas y algunas que

ocacionan intoxicaciones exógenas que pueden alterar los tejidos pulpares (García B. J.,

2015).

2.12.3. Causas Bacterianas:

Los microorganismos son la principal causa de infección de los tejidos pulpares, las

bacterias y sus toxinas pueden migrar hacia tejidos mas profundos sin que

necesariamente exista una comunicación buco-dental (García B. J., 2015).

2.13. VIAS DE PROPAGACIÓN DE LA ENFERMEDAD PULPAR

2.13.1. Acceso directo

2.13.1.1. Coronarios:

Los microorganismos avanzan mas rápidamente hacia la pulpa por división que por

desplazamiento, y puede facilitarce su progreción gracias a procedimientos

odontológicos de rutina como la toma de impresiones o por la presión que ejercen los

materiales de obturación (Canalda & Brau, 2014).

La exposición pulpar esta dentro de la etiología común de la infección e invación de los

tejidos pulpares, esto ocurre gracias a la extensión que esta presente (Nageswar Rao,

2011).

29

2.13.1.2. De la raiz:

2.13.1.2.1. Caries Radicular:

Se manifiesta en el tercio gingival de la corona anatómica o mediante una reseción

gingival tras una exposición radicular. (Henostroza, 2007).

2.13.2. Túbulos dentinarios:

Los microorganismos utilizan esta vía para alojarse en los tejidos pulpares ya que la

lesión cariosa sigue un trayecto en sentido centrípeto hacia la pulpa dental, o también

puede ser causado por intervenciones odontológicas accidentales (Estrela, 2005).

2.13.3. Infección Periodontal:

Una infección pulpar puede ocacionar un daño en los tejidos periodontales y viceversa,

las vías mas comunes de entrada de una infección desde los tejidos periodontales son

los conductos laterales, accesorios, teniendo como consecuencia un daño menos

inducido que a diferencia del foramen apical que tiene un mayor diámetro (Canalda &

Brau, 2014).

2.13.4. Torrente Sanguineo:

Los microorganismos pueden acceder al flujo sanguineo por otro tipo de intervenciones

odontológicas (perforaciones apicales, extraciones dentales etc.) La mayor parte de

microorganismos son neutralizados por los sistemas inmunológicos del husped cuando

estos ingresan a la sangre, pero un pequeño número de microorganismos se localizan en

los tejidos inflamados, este fenómeno se lo denomina anacoresis (Nageswar Rao, 2011).

La anacoresis consiste el la colonización de microorganimos en áreas donde el

hospedador presente una resistencia inmunológica disminuida, de esta manera el agente

agresor se aprovecha para causar una lesión (Estrela, 2005).

30

2.13.5. Extención:

Debe tomarse en cuenta la pérdida de vitalidad pulpar y de lesiones periapicales

(radiolucencias) de los dientes adyacentes (Canalda & Brau, 2014).

Los microorganismos de dientes infectados pueden colonizar a órganos dentarios sanos

alcanzando el foramen apical o los conductos laterales por contiguidad de sus tejidos

(Estrela, 2005).

2.14. MICROBIOLOGÍA DE LOS CONDUCTOS RADICULARES

Cuando ingresan los microorganismos a la pulpa dental, estos se adhieren y pueden

invadir la totalidad del conducto radicular, subsecuente a este proceso se forma la

biopelícula en el interior de los tejidos pulpares, esto ocaciona un avance de la

infección, ocacionando destrucción de los tejidos pulpares (Negroni, 2009).

2.14.1. Formas de colonización

Los microorganismos colonizadores del conducto radicular pueden estar en forma

planctónica, las cuales requieren una fase líquida, o pueden crecer como biopelícula

bacteriana, que no es mas que el empaquetamiento de colonias bacterianas de diferente

especie (Bergenholtz, Horsted-Bindslev, & Reit, 2011).

La biopelícula bacteriana esta compuesta por morfotipos, los cuales crecen en multiples

capas, o adheridos a las paredes de los conductos radiculares, o bien como agregados

densos presentes en necrosis pulpar, el morfotipo no es mas que material extracelular

que llena los espacios de la biopelícula denominada matriz extracelular (Bergenholtz,

Horsted-Bindslev, & Reit, 2011).

2.14.2. Nutrición:

En los condctos radiculares los nutrientes son obtenidos del fluido de los tejidos y de los

tejidos pulpares desintegrados puesto que estas sustancias son semejantes a las

encontradas en el suero, siendo ideales para la nutrición bacteriana (Estrela, 2005).

31

En los conductos radiculares se presentan tres fases para la nutrición de

microoranismos: Los carbohidratos se degradan y forman ácido láctico y fórmico,

después las proteínas se hidrolizan, algunos aminácidos sufrirán fermentación y los

carbohidratos restantes se movilizaran, por último ocurrirá una marcada degradación

proteíca ocacionando una masiva fermentación de peptidos y aminoácidos (Estrela,

2005).

2.14.3. Virulencia:

La severidad de la infección causada por microorganismos presentes en la pulpa y los

tejidos periapicales dependen de ciertos factores tales como; carácter de la invación,

riqueza microbiológica, número de microorganismos, endotoxinas, exoenzimas,

metabolitos, tiempo y los niveles de defensa del hospedador.

2.14.4. Microorganismos localizados en conductos radiculares necróticos

En los conductos radiculares necróticos se han encontrado espiroquetas, la presencia de

Porphyromonas, Prevotella, Peptostreptococcus y Micromonas se asocian con

sintomatología clinica de dolor e hipersensibilidad a la compresión (Negroni, 2009).

2.15. BIOFILM DENTAL

(Serrano, Jorge; Herrera, David; Léon, Rubén, 2009, pág. 2). Menciona que “A lo largo

de la vida la superficies del cuerpo están expuestas a la colonización por

microorganismo en al boca, los dientes aportan superficies duras, donde no existe

descamación, lo que permite el desarrollo de depósitos bacterianos”.

La placa dental puede estar localizada de dos formas, una en forma líquida suspendidas

en saliva denominada planctónica o encontrados en una superficie dura tomando un

aspecto gelatinosa: el biofilm dental (Serrano, Jorge; Herrera, David; Léon, Rubén,

2009).

2.15.1. Estadíos de la biopelícula

32

Un primer estadío o fase I, se forma la biopelícula en la superficie limpia del diente,

compuesta en su mayoría por glicoproteínas. Fase II, observamos la adhesión de

algunas bacterias a la biopelícula formada. Fase III, se produce prolifración bacteriana.

Fase IV, gracias a la multiplicación bacteriana se presenta una coagregación de especies

bacterianas nuevas (Serrano-Granger & Herrera, 2005).

2.15.2. . Formación del biofilm

El biofilm dental se forma por medio de dos procesos.

2.15.2.1. Atravéz de una célula planctónica:

Las bacterias poseen la capacidad de desarrollar ciertos organelos (Fimbrias y Fibrillas)

que les permiten adherirse a diferentes estructuras, dentro de este grupo se encuentran

las bacterias del genero Actinomyces o especies como estreptococo, otro factor

importante es el movimiento que poseen ciertas bacterias y las adhesinas, presentes en

la mebrana celular (Serrano, Jorge; Herrera, David; Léon, Rubén, 2009).

2.15.2.2. A partir de otro biofilm:

Se pueden formar por células sueltas o por partes desprendidas del própio biofilm

(Serrano-Granger & Herrera, 2005).

2.15.3. Estructura del Biofilm

Se encuentra constituido por un 15% a 25% de bacterias, un 75% a 80% que

representaría la matriz o glicocalix, el mismo que se encuentra formado por

exopolizacáridos, sales minerales, proteínas y material celular (Serrano-Granger &

Herrera, 2005).

2.15.4. Propiedades de los Biofilm

La microflora se mantiene en su sitio, se estable mientras no se observe alteraciones en

dicho ambiente, cuando existe una estabilidad en la microflora se lo denomina

33

homeostasis microbiana, y esta se mantiene por interacciones de antagonismo y

sinergismo por parte de los microorganismos (Philip & Michael, 2011).

Dentro del sinergismo podemos mencionar la coadhesión, la degradación de complejos

del hospedador y desarrollo de cadenas alimenticias. En el antagonismo podemos

apreciar un pH bajo lo cual esto genera la producción de peróxido de hidrógeno,

bacteriocinas y ácidos orgánicos (Philip & Michael, 2011).

34

CAPÍTULO III

3. METODOLOGÍA:

3.1. TIPOS DE INVESTIGACIÓN

El método empleado fue de tipo prospectivo ya que las muestras obtenidas de 25

conductos radiculares con diagnóstico de necrosis pulpar que obtuvimos de conductos

uniradiculares, los colocamos en medios de cultivo Mueller-Hinton, ya que es un medio

de cultivo para realizar pruebas de sensibilidad a antimicrobianos independientemente

que sean microorganismos aerobios y/o anaerobios.

Fue de tipo comparativo, ya que medimos con una regla milimetrada el diámetro en

milímetros del halo inhibitorio que se forme alrededor de los botones de sensibilidad

embebidas con las sustancias, Soda Clorada, Soda Clorada mas Agua Oxigenada y

Herbal Aloe Concentrado después de la siembra del medio de cultivo.

Fue de tipo transversal ya que, colocamos en dicho medio de cultivo los botones de

sensibilidad embebidos con las sustancias que son del objeto de estudio de nuestro

proyecto, observamos el halo inhibitorio que se formó en el medio de cultivo, y vemos

su prevalencia y magnitud del halo inhibitorio de dichas sustancias en un tiempo de 24,

48 y 72 horas después de su exposición.

3.2. POBLACIÓN Y MUESTRA

3.2.1. Población:

Pacientes que acudieron a las clínicas de posgrado de Endodoncia de la Facultad de

Odontología de la Universidad Central del Ecuador por tratamientos de conductos

unirradiculares con presencia de necrosis pulpar.

35

3.2.2. Muestra:

La muestra la obtuvimos de 25 pacientes que fueron sometidos a tratamiento de

Endodoncia con diagnóstico de necrosis pulpar, que accedieron a colaborar previa

aceptación del consentimiento informado en la clínica de posgrado de Endodoncia de la

Facultad de Odontología, para ello hemos aplicado la siguiente fórmula para nuestra

investigación.

3.3. CRITERIOS DE INCLUSIÓN Y EXCLUSIÓN:

3.3.1. Criterios de Inclusión:

- Pacientes que aceptaron participar en el proyecto de estudio de investigación y

han firmado el consentimiento informado.

- Pacientes que fueron sometidos a tratamientos de Endodoncia y que se les haya

diagnosticado necrosis pulpar.

- Muestras de dientes uniradiculares que fueron diagnosticados necrosis pulpar.

3.3.2. Criterios de exclusión:

- Pacientes que han sido diagnosticados clínicamente necrosis pulpar con presencia

de absceso periapical agudo.

- Piezas unirradiculares con presencia de fractura coronaria que impiden el

aislamiento absoluto del campo operatorio.

2

22 *)(2

d

SZZn

36

3.4. VARIABLES DEPENDIENTES E INDEPENDIENTES

Tabla 3.1 Variable Dependiente

Variable Clasificación Definición Escala de

medición

Instrumento

Microorganismos

Bacterias

(Liébana, 1997, pág. 12)

Mencionó que “son los

seres vivos mas pequeños

con capacidad propia para

crecer y dividirse,

procesos esenciales para

su supervivencia”.

Halo de

inhibición

mediante

calibradores

en escala de

milímetros

Agar

Mueller-

hinton.

Elaborado por el Autor.

37

Tabla 3.2 Variables Independiente de sustancias

Variable

Clasificación

Definición

Escala de

medición

Instrumento

Sustancias

Halogenados

(Soda clorada).

Oxidantes

(Peróxido de

Hidrógeno).

Herbal aloe

concentrado

(Tripathi, 2008). Menciona

que es un desinfectante

potente, la irrigación del

conducto radicular disuelve la

pulpa dentaria necrótica,

además de ejercer antisepsia

rápida.

(Tripathi, 2008). Dijo que

libera oxígeno que oxida

materia necrótica y a las

bacterias.

(Sujatha, 2014). Mencionó que

el Aloe vera, la planta

medicinal proviene de la

familia "Asphodelaceae"

género 'Aloe'.

Botones de

sensibilidad

embebidos

con Soda

Clorada, Soda

Clorada mas

Agua

Oxigenada y

Herbal Aloe

Concentrada.

Agar

Mueller-

hinton


Tabla 3.3 Variables Independiente Tiempo

Variable

Clasificación

Definición

Escala de

medición

Instrumento

Tiempo

Horas

Minutos

Segundos

La hora es una unidad de

tiempo que se corresponde con

la vigésimo-cuarta parte de un

día solar medio (Wikipedia,

2016).

El minuto es una unidad de

tiempo que equivale a la

sexagésima parte de una hora

(2015).

El segundo es la unidad de

tiempo. (Wikipedia, 2015).

Halos de

inhibición

medidos con

una regala

milimetrada

en 24, 48 y 72

horas.

Agar

Mueller-

hinton


https://es.wikipedia.org/wiki/Tiempo

https://es.wikipedia.org/wiki/D%C3%ADa_solar_medio

https://es.wikipedia.org/wiki/Sistemas_de_tiempo

https://es.wikipedia.org/wiki/Sistemas_de_tiempo

https://es.wikipedia.org/wiki/Hora

https://es.wikipedia.org/wiki/Unidad_de_tiempo

https://es.wikipedia.org/wiki/Unidad_de_tiempo

38

3.5. METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN

3.5.1. Materiales:

3.5.1.1. Recursos humanos:

- Investigador

- Tutor

- Pacientes que acuden a la clínica integral de posgrado de Endodoncia de la

U.C.E.

3.5.1.2. Materiales fungibles:

- Tinta de impresión

- Papel A4 de 75gr

3.5.1.3. Materiales no fungibles:

- Laptop

- Impresora

- Procesador de texto Word 2010

3.5.2. Métodos

3.5.2.1. Recolección de la muestra:

Obtención de la muestra de pacientes con diagnóstico de necrosis pulpar en dientes

uniradiculares, transporte de las muestras en un medio de cultivo líquido (tioglicolato)

al laboratorio de Microbiología de la F.O de la U.C.E.

3.5.2.2. Incubación de las muestras obtenidas y transportadas en Tioglicolato:

Colocadas las muestras en la incubadora para la crecimiento de microorganismos, esto

lo realizamos por 24 horas.

39

3.5.3. Señalética del medio de cultivo Mueller-Hinton:

Rotulamos la parte superior de la cubierta de las cajas Petri que contienen el agar y las

enumeramos para su respectiva identificación, despues dividimos la parte posterior del

agar en tercios, escribimos a que tercio pertenecía la sustancia que se colocará el botón

de sensibilidad.

3.5.3.1. Botones de sensibilidad:

Embebemos las sustancias irrigadoras de nuestro estudio en botones de sensibilidad

previamente esterilizados en autoclave, colocamos en tres cajas Petri diferentes los

botones de sensibilidad, después vertimos las sustancias en tres frascos diferentes y

tomamos de los frascos con el endochek una cantidad de 10micro litros y embebemos

los discos con dicha sustancia.

3.5.3.2. Siembra bacteriana en el cultivo Mueller-Hinton:

Tomamos la muestra del Tioglicolato con un hisopo previamente esterilizado en

Autoclave, luego procedemos a realizar la siembra en el agar Mueller-Hinton, después,

tapamos la muestra, esto lo hacemos de las 25 muestras de Tioglicolato y las

sembramos en los 25 cultivos de agar Mueller-Hinton.

3.5.3.3. Incubación del medio de cultivo:

Por último los medios de cultivo sembrados los colocamos en la incubadora por un

tiempo de 24 horas como primero, y medimos los halos de inhibición de los tres botones

de sensibilidad con una regla milimetrada, este procedimiento lo repetimos a 48 y 72

horas respectivamente.

40

3.6. TÉCNICA E INSTRUMENTOS DE RECOLECCIÓN DE DATOS:

3.6.1. Recolección de la muestra.

La recolección de la muestra fue realizada a 25 pacientes que acudieron a la clínica del

posgrado de Endodoncia de la Facultad de Odontología de la Universidad Central del

Ecuador que mostraron diagnóstico de necrosis pulpar en dientes unirradiculares, se les

pidió su colaboración, después de haber leído, comprendido el consentimiento

informado y firmado, mediante estrictas normas de bioseguridad se procedió a recoger

la muestra, previo a ello el paciente se encontraba anestesiado, con aislamiento

absoluto, hecho la apertura cavitaria, localizado el conducto necrótico, asepsia de la

cavidad: Por último se le introdujo conos de papel estériles en el interior del conducto

mórbido, esperamos entre 10 a 20 segundos retiramos los conos con carga bacteriana

suficiente para el estudio y lo colocamos en el medio de transporte (tioglicolato).

Figura 3.1: Bioseguridad en la mesa de trabajo

Elaborado por el Autor

Figura 3.2 Colocación de solución anestésico local técnica infiltrativa


41

Figura 3.3 Aislamiento absoluto del campo operatorio.


Figura 3.4 Apertura y desinfección del campo operatorio.


Figura 3.5 Toma de muestra con conos de papel estéril.


42

Figura 3.6 Colocación de la muestra en Tioglicolato de Sodio


3.6.2. Incubación de las muestras obtenidas y transportadas en Tioglicolato.

Para la experimentación solicitamos la autorización para utilizar las instalaciones del

laboratorio de Microbiología de la Facultad de Odontología de la U.C.E. Con estrictas

normas de bioseguridad las muestras obtenidas que fueron colocadas en Tioglicolato de

Sodio, las colocadas en una incubadora para la siembra de microorganismos por 24,

48 y 72 horas a una temperatura de 35°C respectivamente.

Figura 3.7 Laboratorio de microbiología de la F.O de la U.C.E.


43

Figura 3.8 Colocación de las muestras en la incubadora.


Figura 3.9 Siembra de Microorganismos en la incubadora a 35°C


3.6.3. Señalética del medio de cultivo Mueller-Hinton.

Rotulamos con cinta adhesiva la parte superior de la cubierta de las cajas Petri que

contienen el agar y las enumeramos para su respectiva identificación, a mas de ello

dividimos la parte posterior del agar en tres tercios, escribimos con tinta permanente a

que tercio pertenecía la sustancia que se colocará el botón de sensibilidad.

44

Figura 3.10 Rotulación de las cajas petri que contiene el agar Mueller-Hinton.


Figura 3.11 División de las cajas petri en tercios


3.6.4. . Botones de sensibilidad.

Colocamos los botones de sensibilidad en cajas Petri vacías y las embebimos con las

sustancias irrigantes a ser evaluadas, Soda Clorada - Soda Clorada + Agua Oxigenada -

Herbal Aloe Concentrado, esto lo realizamos con un calibrador digital, en su parte

activa colocamos una punta desechable, introducimos en la sustancia irrigadora a ser

evaluada, tomamos 10 microlitros de las sustancias y la vertimos en los botones de

sensibilidad dichas sustancias, este procedimiento lo hacemos para las tres sustancias.

45

Figura 3.12 Sustancias de estudio


Figura 3.13 Discos de sensibilidad esterilizados


Figura 3.14: Esterilización de pinza porta discos.


46

Figura 3.15 Colocación de los discos de sensibilidad en cajas petri vacías estériles.


Figura 3.16 Calibrador digital de 10 microlitros


Figura 3.17 Colocación de Soda clorada en los botones de sensibilidad.


47

Figura 3.18: Colocación de Peróxido de Hidrógeno mas Soda Clorada en los botones de

sensibilidad.


Figura 3.19 Colocación de herbal aloe concentrado en los botones de sensibilidad.


3.6.5. Siembra bacteriana en el cultivo Mueller-Hinton.

Una vez tomadas las muestras del cultivo líquido (tioglicolato) con un hisopo

previamente esterilizado en Autoclave, sembramos todo el contenido del hisopo al

cultivo Mueller-Hinton, y por último los botones de sensibilidad los colocamos en los

tercios respectivos señalados previamente de la caja Petri y las tapamos, esto lo

hacemos con todas las cajas Petri.

48

Figura 3.20 Incubación de microorganismos


Figura 3.21 Toma de muestra del Tioglicolato con hipos estériles.


Figura 3.22 Siembra de microorganismos en agar Mueller-Hinton.


49

Figura 3.23 Colocación del botón de sensibilidad embebido de la sustancia de estudio.


Figura 3.24 Colocación de los tres botones de sensibilidad embebido de la sustancia de estudio.


3.6.6. Incubación del medio de cultivo.

Por último las placas colocamos en la incubadora a una temperatura de 35°C por 24, 48

y 72 horas respectivamente, retiramos las muestras de la incubadora y mediante una

regla milimetrada medimos el diámetro de los halos formados de los tres botones de

sensibilidad, esto lo realizamos a las 24, 48 y 72 horas de la incubación y anotamos los

datos obtenidos.

50

Figura 3.25 Incubación de los microorganismos a 35°C.


Figura 3.26 Observación del crecimiento bacteriano


Figura 3.27 Medición del halo de Soda Clorada a 24 horas


51

Figura 328 Medición del halo de Peróxido de Hidrógeno mas Soda Clorada 24 horas.


Figura 3.29 Medición del halo de Herbal Aloe Concentrado a 24 horas.


Figura 3.30 Medición del halo de Soda Clorada a,48 horas


52

Figura 3.31 Medición del halo de Peróxido de Hidrógeno mas Soda Clorada a 48 horas.




Figura 3.33 Medición del halo de Soda Clorada a72 horas


53

Figura 3.34 Medición del halo de Peróxido de Hidrógeno mas Soda clorada 72 horas.




54

CAPITULO IV

4.

4.1. RESULTADOS

4.1.1. Análisis de resultados

Los resultados obtenidos de la investigación se las anotó en una tabla, en ella se registró

los halos de inhibición formados después de haber hecho la siembra con las tres

sustancias de estudio, también colocadas con numeración para no tener confusiones,

siendo 1 para Soda Clorada, 2 para Herbal Aloe Concentrado y 3 para Soda Clorada

mas Agua Oxigenada, esto lo repetimos a las 24, 48 y 72 horas, anotando los resultados

en las tablas específicas de acuerdo al tiempo de valoración.

Con los datos obtenidos se elaboró las respectivas tablas de frecuencias en Excel de lo

cual se obtuvo lo siguientes resultados:

4.1.2. Pruebas

Inicialmente se verifica que las muestras tomadas en la clínica de postgrado de

Endodoncia provienen de una población de 25 muestras con distribución Normal, esto

se realiza con las pruebas de Kolmogorov - Smirnov o con la prueba de Shapiro - Wilk

(menor a 20 datos), luego a demostrar:

Ho: La muestra proviene de una población con distribución Normal

Ha: La muestra NO proviene de una población con distribución Normal

55

Tabla 4.1 Pruebas no paramétricas: Pruebas de Normalidad

Pruebas de normalidad

Kolmogorov-Smirnov Shapiro-Wilk

Estadístico Gl Sig. Estadístico Gl Sig.

Soda Clorada en 24 h ,174 25 0,048 ,902 25 0,020

Soda Clorada en 48 h ,181 25 0,033 ,915 25 0,039

Soda Clorada en 72 h ,183 25 0,030 ,896 25 0,015

Herbal aloe Concentrado en 24 h ,503 25 0,000 ,467 25 0,000



Soda clorada + Agua Oxigenada en 24 h ,383 25 0,000 ,702 25 0,000



Sig: nivel crítico de significación

gl: grados de libertad

ELABORACIÓN: Ing. Jaime Molina

FUENTE: David Corella

De la prueba de normalidad, en todas las muestras se tiene valores del nivel de

significación (sig) menores que 0,05 (95% de confiabilidad) luego las mismas no

provienen de poblaciones con distribución Normal, entonces se procede a realizar

pruebas de hipótesis no paramétricas Kruskal Wallis y Mann Whitney.

4.1.2.1.. Prueba no paramétrica: Kruskal Wallis a las 24 horas

Ho: Las medias de las dos muestras son similares

Ha: Las medias de las dos muestras NO son similares.

Figura 4.1 Prueba Kruskal-Wallis de muestras independientes a las 24 horas



56




De la prueba de Kruskal Wallis Sig. Asintótica = 0,00 es menor que 0,05 (95% del nivel

de significación) luego se rechaza Ho, esto es alguna de las medias no son similares a

las demás, se compara dos a dos a ver cuáles son similares:

Figura 4.3 Comparación por pareja de sustancias a las 24 horas



57

Tabla 4.2 Comparación por pareja de sustancias a las 24 horas



De la prueba dos a dos se observa que la media de Herbal aloe Concentrado No es

similar a la media de Soda clorada y también no son estadísticamente similares entre la

Soda Clorada + Agua Oxigenada y la Soda Clorada, lo que quiere decir que la Soda

Clorada es la sustancia mas bactericida que las sustancias Soda Clorada mas Agua

Oxigenada y que Herbal Aloe Concentrado valoradas en 24 horas.

4.1.2.2. Prueba no paramétrica: Kruskal Wallis a las 48 horas


Ha: Las medias de las dos muestras NO son similares




58










59

Tabla 4.3 Comparación por pareja de sustancias a las 48 horas



De la prueba dos a dos se observa que la media de Herbal aloe Concentrado No es

similar a la media de Soda Clorada y también no son estadísticamente similares entre la

Soda clorada + Agua Oxigenada y la Soda Clorada, lo que quiere decir que la Soda



4.1.2.3. Prueba no paramétrica: Kruskal Wallis a las 72 horas


Ha: Las medias de las dos muestras NO son similares




60

Tabla 4.4: Prueba Kruskal-Wallis de muestras independientes a las 72 horas









61

Tabla 4.5: Comparación por pareja de sustancias a las 72 horas



De la prueba dos a dos se observa que la media de Herbal Aloe Concentrado No es

similar a la media de Soda Clorada y también no son estadísticamente similares entre la

Soda clorada + Agua Oxigenada y la Soda Clorada, lo que quiere decir que la Soda



4.1.3. Frecuencia

Tabla 4.6: Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada a 24 horas

Milímetros

Frecuencia

Absoluta

Frecuencia

Relativa

Frecuencia Absoluta

Acumulada

Frecuencia Relativa

Acumulada

10-11 mm 5 20% 5 20%

12-13 mm 8 32% 13 52%

14-15mm 5 20% 18 72%

16-17mm 2 8% 20 80%

18-19mm 1 4% 21 84%

20-21mm 3 12% 24 96%

22-23mm 1 4% 25 100%

Figura 4.9 Agrupación de los halos de inhibición de Soda Clorada a 24horas.


5

8

5

2 13

1

62

Figura 4.10 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda Clorada 24 horas.

Elaborado por el autor

Podemos interpretar que los halos de inhibición marcados a las 24 horas representa

un 20% las medidas correspondientes a 10-11mm, un 32% las medidas

correspondientes a 12-13mm, un 20% las medidas correspondientes a 14-15mm, un

8% las medidas correspondientes a 16-17mm, un 4% las medidas correspondientes a

18-19mm, un 12% las medidas correspondientes a 20-21mm y por último un 4% las

medidas correspondientes a 22-23mm.

Tabla 4.7 Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada a 48 horas

Milímetros

Frecuencia

Absoluta

Frecuencia

Relativa

Frecuencia Absoluta

Acumulada

Frecuencia Relativa

Acumulada

10-11mm 3 12% 3 12%

12-13mm 9 36% 12 48%

14-15mm 3 12% 15 60%

16-17mm 4 16% 19 76%

18-19mm 2 8% 21 84%

20-21mm 3 12% 24 96%

22-23mm 1 4% 25 100%

Figura 4.11 Agrupación de los halos de inhibición de Soda Clorada a 48 horas.


10-11 mm20%

12-13 mm32%

14-15mm20%

16-17mm8%

18-19mm4%

20-21mm12%

22-23mm4%

3

9

3 42 3

1

63

Figura 4.12 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda Clorada a 48 horas.


Podemos interpretar que los halos de inhibición marcados a las 48 horas, los cuales

un 12% representa las medidas correspondientes a 10-11mm, un 36% las medidas

correspondientes a 12-13mm, un 12% las medidas correspondientes a 14-15mm, un

16% las medidas correspondientes a 16-17mm, un 8% las medidas correspondientes

a 18-19mm, un 12% las medidas correspondientes a 20-21mm y por último un 4%

las medidas correspondientes a 22-23mm.

Tabla 4.8 Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada a 72 horas

Milímetros

Frecuencia

Absoluta

Frecuencia

Relativa

Frecuencia Absoluta

Acumulada

Frecuencia Relativa

Acumulada

10-11mm 5 20% 5 20%

12-13mm 8 32% 13 52%

14-15mm 5 20% 18 72%

16-17mm 2 8% 20 80%

18-19mm 1 4% 21 84%

20-21mm 3 12% 24 96%

22-23mm 1 4% 25 100%

Figura 4.13 Agrupación de los halos de inhibición de Soda Clorada a 72 horas.


10-11mm12%

12-13mm36%

14-15mm12%

16-17mm16%

18-19mm8%

20-21mm12%

22-23mm4%

5

8

5

21

3

1

64

Figura 4.14 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda Clorada 72 horas.


Podemos interpretar que los halos de inhibición marcados a las 72 horas, los cuales un

20% representa las medidas correspondientes a 10-11mm, un 32% las medidas

correspondientes a 12-13mm, un 20% las medidas correspondientes a 14-15mm, un 8%

las medidas correspondientes a 16-17mm, un 4% las medidas correspondientes a 18-

19mm, un 12% las medidas correspondientes a 20-21mm y por último un 4% las

medidas correspondientes a 22-23mm.

Tabla 4.9 Halos de inhibición de la sustancia Herbal Aloe Concentrado a 24 horas.

Milímetros

Frecuencia

absoluta

Frecuencia

Relativa

Frecuencia Absoluta

Acumulada

Frecuencia Relativa

Acumulada

0-1mm 21 84% 21 84%

6-7mm 1 4% 22 88%

8-9mm 1 4% 23 92%

10-11mm 2 8% 25 100%

Figura 4.15 Agrupación de los halos de inhibición de Herbal Aloe Concentrado a 24 horas.


10-11mm20%

12-13mm32%

14-15mm20%

16-17mm8%

18-19mm4%

20-21mm12%

22-23mm4%

0-1mm 6-7mm 8-9mm 10-11mm

21

1 1 2

65

Figura 4.16: Porcentaje de agrupación de la sustancia Herbal Aloe Concentrado a 24 horas.




correspondientes a 6-7mm, un 4% las medidas correspondientes a 8-9mm y por último

un 8% las medidas correspondientes a 10-11mm.


Milímetros

Frecuencia

Absoluta

Frecuencia

Relativa

Frecuencia Absoluta

Acumulada

Frecuencia Relativa

Acumulada

0-1mm 21 84% 21 84%

6-7mm 1 4% 22 88%

8-9mm 1 4% 23 92%

10-11mm 2 8% 25 100%



0-1mm84%

6-7mm4%

8-9mm4%

10-11mm8%

0-1mm 6-7mm 8-9mm 10-11mm

21

1 12

66

Figura 4.18 Porcentaje de agrupación de la sustancia Herbal Aloe Concentrado a 48 horas.




correspondientes a 6-7mm, un 4% las medidas correspondientes a 8-9mm y por último

un 8% las medidas correspondientes a 10-11mm.


Milímetros

Frecuencia

Absoluta

Frecuencia

Relativa

Frecuencia Absoluta

Acumulada

Frecuencia Relativa

Acumulada

0-1mm 21 84% 21 84%

6-7mm 1 4% 22 88%

8-10mm 3 12% 25 100%



0-1mm84%

6-7mm4%

8-9mm4%

10-11mm8%

0-1mm 6-7mm 8-10mm

21

13

67

Figura 4.20 Porcentaje de agrupación de la sustancia Herbal Aloe Concentrado a 72 horas.




correspondientes a 6-7mm, un 12% las medidas correspondientes a 8-10mm.

Tabla 4.12 Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada mas Agua oxigenada a 24 horas.

Milímetros

Frecuencia

Absoluta

Frecuencia

Relativa

Frecuencia Absoluta

Acumulada

Frecuencia Relativa

Acumulada

0-2mm 15 60% 15 60%

9-11mm 2 8% 17 68%

12-14mm 5 20% 22 88%

15-17mm 3 12% 25 100%

Figura 4.21 Agrupación de los halos de inhibición de Soda clorada/Agua oxigenada a 24 horas.


0-1mm84%

6-7mm4%

8-10mm12%

0-2mm 9-11mm 12-14mm 15-17mm

15

2

5

3

68

Figura 4.22 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda clorada /Agua oxigenada a 24 horas.






Tabla 4.13 Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada mas Agua oxigenada a 48 horas.

Milímetros

Frecuencia

Absoluta

Frecuencia

Relativa

Frecuencia Absoluta

Acumulada

Frecuencia Relativa

Acumulada

0-2mm 15 60% 15 60%

9-11mm 3 12% 18 72%

12-14mm 5 20% 23 92%

15-17mm 2 8% 25 100%

Figura 4.23 Agrupación de los halos de inhibición de Soda Clorada/Agua Oxigenada a 48 horas.


0-2mm60%

9-11mm8%

12-14mm20%

15-17mm12%

0-2mm 9-11mm 12-14mm 15-17mm

15

35

2

69

Figura 4.24 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda Clorada /Agua Oxigenada a 48 horas.






Tabla 4.14 Halos de inhibición de la sustancia Soda Clorada mas Agua Oxigenada a 72 horas.

Milímetros

Frecuencia

Absoluta

Frecuencia

Relativa

Frecuencia Absoluta

Acumulada

Frecuencia Relativa

Acumulada

0-2mm 15 60% 15 60%

9-11mm 3 12% 18 72%

12-14mm 5 20% 23 92%

15-17mm 2 8% 25 100%

Figura 4.25 Agrupación de los halos de inhibición de Soda clorada/Agua oxigenada a 72 horas.


0-2mm60%

9-11mm12%

12-14mm20%

15-17mm8%

0-2mm 9-11mm 12-14mm 15-17mm

15

35

2

70

Figura 4.26 Porcentaje de agrupación de la sustancia Soda clorada /Agua oxigenada a 72 horas.






0-2mm60%

9-11mm12%

12-14mm20%

15-17mm8%

71

CAPITULO V

5.

5.1. DISCUSIÓN

(Prerna, Indushekar, Bhavna Gupta, & Divesh, 2013) Realizaron un estudio

comparando que sustancia tiene mayor efecto antibacterial mediante halos de inhibición

entre el Aloe Vera e Hipoclorito de Sodio, obteniendo como resultado, una diferencia

significativa del Hipoclorito de Sodio en comparación con Aloe Vera, en nuestro

estudio obtuvimos los mismos resultados puesto que en todas nuestras muestras

realizadas la Soda Clorada presentó efecto antibacterial en un 100%, el diámetro de los

halos de inhibición van desde 10mm hasta 23mm, a diferencia de Herbal Aloe

Concentrado que sus halos de inhibición van desde 1mm hasta 10mm, presentando un

84% de efecto no antibacterial.

(Bhardwaj, Velmurugan, Sumitha, & Ballal, 2013) Realizaron un estudio para comparar

el efecto antibacterial entre el Hipoclorito de Sodio al 1% y el Jugo de Aloe Vera como

sustancia irrigante, esto lo realizaron mediante halos de inhibición, determinando que

dichas sustancias tienen el mismo efecto bactericida, en nuestro estudio diferimos de los

resultados ya que Soda Clorada tiene mayor efecto bactericida frente a Herbal Aloe

Concentrado puesto que nuestra metodología uso una concentración del 5% de

Hipoclorito de Sodio en los halos de inhibición, obteniento un efecto bactericida de

100% de Sodad Clorada contra un 84% de efecto no bactericida de Herbal Aloe

Concentrado.

(Leonardo, 2005) Realizó un estudio para determinar el efecto bactericida en conductos

radiculares necróticos, combinando dos sustancias irrigantes, la Soda Clorada mas Agua

Oxigenada, obteniendo como resultado un 100% de efecto bactericida en todas sus

muestras realizadas, en nuestro estudio diferimos de sus resultados puesto que nuestra

metodología es in vitro y combinando ambas sustancias al mismo tiempo en los halos

de inhibición y no de forma aleatoria como lo hace dicho autor, de esta manera

obtuvimos los siguientes resultados, la Soda Clorada mas Agua Oxigenada presentó un

efecto bactericida de solo un 40% del 100% de las muestras realizadas.

72

(Estrela, 2005) Realizó un estudio combinando dos sustancias antibacteriales para

obtener mejores resultados en el tratamiento de conductos radiculares necróticos, el

Hipoclorito de Sodio mas Agua Oxigenada, obteniendo un 100% de efecto bactericida

en todas las muestras realizadas, En nuestro estudio no obtuvimos los mismos

resultados, ya que la metodología usada por Estrela fue diferente a la nuestra, lo hizo en

vivo y con porcentajes de 0.5%, 1%, 2.25% de Hipoclorito de Sodio y de una forma

aleatorea, nuesto estudio lo realizamos in vitro y mediante halos de inhibición y una

concentración de Soda Clorada al 5% obteniendo como resultado solo un 40% de efecto

bactericida de todas las muestras realizadas.

73

CAPITULO VI

6. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

6.1. CONCLUSIONES

Se comprobó que la sustancia Soda Clorada tiene la mayor capacidad bactericida

a diferencias de las sustancias Herbal Aloe Concentrado y Soda Clorada mas

Agua Oxigenada, objeto de estudio.

Se verificó en los halos de inhibición el crecimiento bacteriano, el mayor

diámetro y presencia lo obtuvo la sustancia Soda Clorada, verificando así la

mayor acción bactericida, la Soda Clorada mas Agua Oxigenada no presenta en

todas las pruebas realizadas efecto antibacterial, puesto que en algunas pruebas

obtuvimos crecimiento bacteriano alrededor de los discos de sensibilidad, y

Herbal Aloe Concentrado presenta en casi todos los discos de sensibilidad

crecimiento bacteriano.

Se verificó que las tres sustancias tienen acción bactericida, la Soda Clorada es

la sustancia mas bactericida, puesto que en todas las muestras obtenidas se

evidencian efecto antibacterial, la Soda Clorada mas Agua Oxigenada y Herbal

Aloe Concentrado no muestran en todas las pruebas realizadas efecto

antibacterial sobre los microorganismos.

Se comprobó que la sustancia Soda Clorada, Soda Clorada mas Agua Oxigenada

y Herbal Aloe Concentrado presentan una buena sustantividad ya que la

variación del tiempo en sus halos de inhibición en 24, 48 y 72 horas no varía

considerablemente en su efecto antibacterial en las pruebas que presentaron

halos de inhibición.

74

6.2. RECOMENDACIONES

La irrigación con Hipoclorito de Sodio a una concentración de 5% nos

garantiza una mayor desinfección en los conductos radiculares con procesos

de necrosis, puesto que esta sustancia tiene mayor actividad bactericida.

No es recomendable mezclar la Soda Clorada con Agua Oxigenada puesto

que el Agua Oxigenada hace que pierda sus propiedades bactericidas el

Hipoclorito de Sodio, de esta forma no obtendremos un buen pronóstico en el

tratamiento de conductos necróticos con pulpa necrosada.

Realizar una prueba de antibiograma nos garantiza un mayor éxito en

tratamientos con pulpa mórbida, ya que no todas las sustancias irrigadoras

presenta sensibilidad a todos los microorganismos, en todo caso es

recomendable usar el Hipoclorito de Sodio ya que tiene una buena acción

bactericida frente a la mayoría de microorganismos.

En caso de que se necesite mas de dos sesiones en el tratamiento de

conductos necróticos, usar la Soda Clorada como irrigante nos garantiza un

buen control de la infección de dichos conductos, ya que no pierde su poder

bactericida con el transcurrir del tiempo en el interior del conducto a tratarse.

75

BIBLIOGRÁFICA

Instructivo Proceso de Esterilización por Peróxido de Hidrógeno. (2012). Hospital Regional de

Artica, 1-6.

Wikipedia. (6 de Diciembre de 2015). Recuperado el 5 de Diciembre de 2015, de Wikipedia:

https://es.wikipedia.org/wiki/Per%C3%B3xido_de_hidr%C3%B3geno

Barrantes, M., Barrantes, S., & Rodríguez, J. (2009). Aloe vera, Llantén y Mentol para uso

odontológico. Odontología Vital, 29-35.

Bergenholtz, G., Horsted-Bindslev, & Reit, C. (2011). Endodoncia. México.D.F: Manual

Moderno.

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78

ANEXOS

Anexo 1 ASPECTOS ETICOS:

Formulario de consentimiento explicativo Informado.

Tema: EFICACIA DE LA IRRIGACIÓN DE CONDUCTOS RADICULARES IN


OXIGENADA MÁS SODA CLORADA Y HERBAL ALOE CONCENTRADA.

Investigadores, tutores y/o responsables:

Autor: David Corella

Tutor: Dr: Roberto Romero

Propósito del estudio: La muerte y contaminación de la pulpa dentaria directa o

indirectamente se deben a microorganismos, los cuales se encargaran de destruir y

necrosar a este tejido, causando una sintomatología aguda como el caso de los abscesos

y flemones o una crónica como en el caso de los granulomas, quistes etc. Por estas

razones se hace indispensable un correcto diagnóstico y tratamiento de los conductos

radiculares, esto conlleva a una combinación químico–mecánico para su correcta

limpieza y desinfección de los mismos para tener éxito en los tratamientos.

Procedimiento a seguir: Si usted permite participar en ese estudio le realizaremos lo

siguiente.

- Un diagnóstico el cual debe de ser necrosis pulpar.

- Toma de muestra mediante conos de papel esterilizados, los cuales se le

introducirán dentro del conducto radicular por cinco a diez segundos y se le

retirara. Las muestras se les colocarán en un medio de cultivo y llevadas para

luego hacer la investigación en el laboratorio de microbiología de la Facultad

de odontología de la U.C.E.

79

Riesgos:

En el momento de la introducción de los conos de papel en los conductos radiculares

puede presentar una ligera molestia que será por unos segundos.

Beneficios:

Los pacientes participaran en un estudio el cual puede determinar que sustancia es la

mas ideal para la descontaminación y desinfección de conductos radiculares para dar

mejoras y nuevas herramientas para la ciencia endodóntica.

Alternativa:

La participación en este estudio es de forma voluntaria por lo cual es una alternativa

si usted decide participar o no de esta investigación y puede salir del estudio.

Costos:

Todo este procedimiento será de forma gratuita para el paciente por lo tanto usted no

debe pagar materiales y pruebas de laboratorio.

Confidencialidad:

Se guardara absoluta confidencialidad ya que las muestras obtenidas serán manejadas

mediante códigos por lo cual usted no debe preocuparse por si otras personas podrían

conocer los datos que se manejen en el laboratorio.

80

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE ODONTOLOGÍA

INSTITUTO SUPERIOR DE INVESTIGACIÓN Y POSGRADO

Anexo 2 DECLARACIÓN DEL PARTICIPANTE

Yo……………………………………………………………….mediante el presente

documento estoy dando mi consentimiento de ser incluido en este estudio de

investigación titulado. “Eficacia de la irrigación de conductos radiculares in vitro

mediante tres sustancias. soda clorada, agua oxigenada más soda clorada y herbal aloe

concentrado”.

El investigador de este estudio; Edison David Corella Viana, me ha propiciado la

respectiva información acerca de los objetivos, características, y propósito de estudio,

para la colaboración del mismo. El investigador me ha permitido realizar preguntas

sobre todos los aspectos del estudio que va a realizar. Comprendo que mi aporte en esta

investigación no tiene ninguna remuneración monetaria.

Deseo y accedo a cooperar en la investigación de manera voluntaria y es posible

retirarme de la investigación en cualquier momento sin que ello conlleve a ninguna

consecuencia. Tengo conocimiento que mi identidad no será revelada y que la

información recolectada será utilizada estrictamente para el estudio que va a realizarse.

Apruebo no poner restricciones en el uso de los resultados obtenidos en el estudio.

Por lo antes mencionado, consiento mi participación en este estudio

……………………....

Firma del participante

C.I.

http://www.google.com.ar/url?sa=i&rct=j&q=&esrc=s&source=images&cd=&cad=rja&uact=8&ved=0CAcQjRw&url=http://es.wikipedia.org/wiki/Universidad_Central_del_Ecuador&ei=_EpZVdrsBYimgwSsqYE4&bvm=bv.93564037,d.cWc&psig=AFQjCNEbMtRj7WI-hXDcDsfLHKdOCM4u4A&ust=1432001659166717

81

Anexo 3 ASPECTOS ADMINISTRATIVOS

Tabla 6.1 Cronograma de actividades

TIEMPO

Marzo Abril Mayo Junio Julio/Septiembre

/Octubre

Noviembre/ Diciembre/

Enero N° SEMANA

ACTIVIDAD

1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4

Planteamiento

del problema

( tema)

X

Revisión

bibliográfica

factibilidad del

tema a investigar

X

X

Aprobación del

tema. X

Realización del

anteproyecto X X X X

Aprobación del

Anteproyecto

Realización y

revisión del

marco teórico

X X X X X X X X

X

X

Toma de muestra

para

investigación

X

X

X

Realización de la

investigación en

la F.C.Q de la

U.C.E

X

Revisión final

del proyecto

X

X

Aprobación del

proyecto

X

82

Anexo 4 PRESUPUESTO

Tabla 6.2 Tabla de presupuesto

PRESUPUESTO DEL PROYECTO

GASTOS Unidad Cantidad Monto

o Fotocopias $ 0,3ctvs 500 $ 150

o Computador/Internet $ 0 ctvs $ 0 $ 0

o Transporte $ 25ctvs S 50 $ 12.5

OTROS GASTOS

Impresiones $ 30

Análisis del laboratorio $ 350

TOTAL DE GASTOS DEL PROYECTO $ 542.5

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