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Técnicas de Bacteriología,Técnicas de Bacteriología,Análisis en Fresco, CalidadAnálisis en Fresco, Calidadde Agua y Buenas Prácticas de Agua y Buenas Prácticas de Manejo y Bioseguridadde Manejo y Bioseguridaden Granjas Camaronerasen Granjas Camaroneras

Mazatlán, Sin. Marzo - 2003

• Bacteriología en Sedimentos, Agua y Organismos- Ocean. Judith González Benitez- B.P. Patricia Prado- Aux. Téc. Dominga Quiñonez Aragón

• Análisis Patológico de organismos- Ocean. Judith González Benitez- Ocean. Carlos Magaña Cervántes

• Análisis de Agua – Parámetros FQ- B.A. Leonardo Sainz Carrión

• Generalidades de EnfermedadesVirales, Parásitos, Hongos.- Ocean. Judith González Benitez

• Principios de PCR- Ocean. Judith González Benitez- Pas. B.A. Irene Janet Ibarra Viera

• Buenas Prácticas de Manejo y Bioseguridaden Granjas Camaroneras

- Biól. Francisco Jiménez Valdez

• Sistemas de Registro y Análisis de Resultados- Ing. Luis Miguel Aguiar Pérez


1. Objetivos

2. Enfermedades Bacterianas

3. Equipo y Material

4. Lavado y Esterilización de material

5. Medios de Cultivo (preparación y uso)

6. Análisis de Agua y Sedimentos

7. Análisis de postlarvas

8. Análisis de juveniles y adultos (HL y HP)

9. Estimación de Unidades Formadoras de Colonias (UFC)

10. Interpretación de Resultados

11. Aislamiento de Bacterias

12. Pruebas de susceptibilidad a antibióticos (Antibiograma yMIC).


12. Bibliografía

1. Conocer las principales enfermedades causadas por bacterias en las poblaciones de camarones peneidos.

2. Conocer y preparar los medios de cultivo utilizados para el análisis bacteriológico de agua, sedimentos y camarones.

3. Conocer y aplicar los procedimientos para determinar la cantidady el tipo de bacterias que se encuentran en el agua y los sedimentos de los estanques de cultivo.

4. Conocer y aplicar los procedimientos para determinar la cantidady el tipo de bacterias que se encuentran en la hemolinfa y en elhepatopáncreas del camarón.

5. Conocer y aplicar los procedimientos para cuantificar las Unidades Formadoras de Colonias (UFC).

6. Interpretar los resultados que generen los análisis bacteriológicos en agua, sedimentos y organismos.

7. Conocer los procedimientos para el aislamiento de bacterias.

8. Conocer y aplicar las procedimientos para estimar la susceptibilidad de bacterias a antibióticos (Antibiograma y MIC).

Las bacterias del género Vibrio, se han reportado a menudo como patógenas oportunistas para camarón, tanto en la fase de larvicultura como en la engorda.

En cada una de estas etapas algunos vibrios se han perfilado como más frecuentes, de esta manera se ha reconocido la presencia de Vibrio parahaemolyticus, V. alginolyticus, V. vulnificus y V. damsela principalmente en estanques de engorda de camarón así como de V. harveyi y V. spendidus se han detectado mayormente en el cultivo larvario.

Vibriosis: se puede definir como una enfermedad ocasionada por bacterias del género Vibrio en organismos acuáticos. Esto, por consiguiente, también es válido para infecciones ocasionadas por este género en camarones, independientemente del estadio de desarrollo de éstos.

Sin embargo, el rol de las bacterias en un estanque de camarón no solo debe ser enfocado desde el punto de vista de las enfermedades, pues estos microorganismos también cumplen un papel importante en el reciclamiento de los nutrientes y la degradación del detritus en el estanque y contribuyen por lo tanto a mantener la calidad del agua.

Vibriosis durante la engorda: Prácticamente todas las especies de Vibrio han sido encontradas en camarones con problemas, pero esto no implica que sean las responsables de la infección, sino que debido a su carácter oportunista, proliferan cuando el camarón se encuentra debilitado.

• Esta enfermedad se considera una infección generalizada que involucra varios sitios como: cutícula, hepatopáncreas, órgano linfoide, glándula antenal, corazón, hemolinfa y músculo estriado.• Los camarones presentan señales de severo estrés: opacidad en musculatura abdominal y anorexia, expansión de cromatóforos y flexión ocasional del abdomen cerca del tercer segmento abdominal.• Se les observa nadando erráticamente en la superficie y a orillas de los estanques.• La coagulación de la hemolinfa es muy lenta y con apariencia turbia.

Vibriosis Sistémica

• Forma crónica de vibriosis. El organismos presenta pequeñas lesiones localizadas en la cutícula que se infectan secundariamente con especies de Vibrio y se melanizan. La infección progresa hasta desarrollar áreas ennegrecidas en el tejido muscular.• Esta forma de vibriosis parece más común en camarones adultos debido, probablemente, a que los camarones grandes son más propensos a herirse entre sí por disputas territoriales, sexuales o por alimentos.

“Black spliter”(Astilla negra)

• Infecciones en la cutícula, apéndices o branquias.• Lesiones localizadas en tonos de café a negro, en los cuales la cutícula se encuentra erosionada.• Involucra a otras bacterias oportunistas como Aeromonas sp., Spirillum sp y Flavobacterium sp.• Si no es controlada se vuelve más grave dando lugar al desarrollo de “black splinter” o astilla negra que a su vez puede llegar a una Vibriosis sistémica.

Camarón manchado(Brown spot disease)

Signos ClínicosTipos de Vibriosis

• Vibrio harveyi es la bacteria causal de la vibriosis luminiscente y, como en la mayoría de las bacteremias, constituye parte de la flora normal de las aguas costeras y lagunares.• Se adhiere a las superficies de los crustáceos marinos o establecerse en el tracto digestivo al ser ingeridas.• Los camarones en etapa juvenil son los más afectados.• Este tipo de bacteria daña el hepatopáncreas invidiéndolo masivamente.

Vibriosis luminiscentes

• Esta es una manifestación más de vibriosis y su nombre proviene de la presencia de gaviotas que se alimentan de camarones moribundos que nadan en la superficie y en las orillas de los estanques.• La bacteria más frecuentemente aislada de estos camarones es un Vibrio que produce colonias verdes en agar TCBS.• Se asocia con algunos factores ambientales como alta temperatura, cambios en la salinidad y elevadas concentraciones de nitrogeno.• También se han visto involucrados factores como: conteos inusualmete altos de bacterias en las tomas de agua, delicado estado de salud en los camarones debido a la presencia de virus y gregarinas y altos niveles de nutrientes en la entrada de agua con baja recirculación.

Síndrome de la gaviota

Signos ClínicosTipos de Vibriosis

Brown spot disease

Síndrome de la astilla negraVibrio parahaemolyticus

Corte del órgano linfoide: se observan granulomas

Dosificador1

Estuche de disección1

Paquetes de cajas petri desechables20

Varilla de vidrio para rastrillo de siembra5

Paquete de guantes de latex estéril 1

Punta azul para micropipeta de 101 – 10001

Grádilla de plástico para tubo de cultivo con capacidad de 40 tubos

1

Espátula con mango de madera1

Asa microbiológica de 1 – 10005

Placas multicelda de 96 pozos40

Recipientes para pesar medios de cultivo20

Lts de alcohol de 96°5

Lts de Agua destilada con envase20

Cajas de petri de cristal de 100 x 15 mm5

Vasos de precipitado de 1000 ml2



Probeta graduada de 500 ml1

Probeta graduada de 100 ml1

Matraz Erlenmeyer con tapa de rosca de 1000 ml2

Matraz Erlenmeyer con tapa de rosca de 500 ml4

Tubo de Ensaye con tapa de rosca de 20 x 150 mm40

Tubo de Ensaye con tapa de rosca de 16 x 150 mm50

Materiales:

Flumequina (sensidiscos)1

Norfloxacina (sensidiscos)1

Enrofloxacina (sensidiscos)1

Eritromicina (sensidiscos)1

Oxitetraciclina (sensidiscos)1

Agar Marino Difco2

Agar bacteriológico1

Cloruro férrico1

Cloruro de sodio fisher2

Extracto de levadura1

Bactopeptona1

Caldo Muller Hinton1

Agar TSA1

Agar TCBS Difco1

Agares y Reactivos:

Olla de presión de 25 Lts 1

Autoclave alum. Eléctrica 21 Lts1

Estufa incubadora std. 75°C1

Contador de colonias 1

Balanza de precisión 200 gr x 0.01 grs1

Quemador de gas artificial1

Parrilla de calentamiento con agitación magnética1

Equipo:

1. El material a utilizar consistente en frascos de cristal, cajas petri, rastrillos de cristal o asas deberá estar en condiciones de asepsia para evitar cualquier tipo de contaminación.

2. El área de trabajo deberá estar limpia y despejada, con excepción de los materiales que serán utilizados.

3. El personal deberá de asearse las manos, así como usar bata, cubreboca y guantes de latex.

Los medios de cultivo se dividen de acuerdo a sus características en: generales, selectivos o diferenciales.

Generales: permiten el crecimiento de cualquier tipo de bacteria.

- Agar de Soya Tripticasa (TSA)- Agar Marino o Zobell- Agar Nutritivo

Selectivos: sólo permiten crecer un cierto tipo de bacterias, p. ej., sólo un género.

- Agar TCBS : Vibrio- Agar Cetrimida: Pseudomonas- Caldo lactosado: coliformes

Diferenciales: permiten distinguir entre dos o más bacterias por características coloniales.

- Agar TCBS: Diferencia entre colonias verdes yamarillas de Vibrio.

- Agar Eosina Azul de Metileno: coliforme y E. coli

Medio tiosulfato citrato bilis sacarosa

Medio diferencial para el género Vibrio sp.

Procedimiento :

a) Se pesa la cantidad requerida de acuerdo al número de cajas que se desea elaborar, y se disuelve en agua destilada en un matraz.

b) Se pone a calentar en un termoagitador hasta que hierva (dos veces); se deja enfriar hasta una temperatura de 45 °C.

c) Se mide el pH el cual debe ser de 8.6 ± 0.2

d) Posteriormente se vacia en cajas de petri (aproximadamente 20 ml/caja de 90x10). Se espera a que gelifique y se meten a secar en un horno a 30°C durante 24 horas.

Nota: Este medio no requiere de esterilización.

Medio tripticaseina de soya

Medio para crecer todo tipo de bacterias.

Procedimiento :

a) Se pesa la cantidad requerida de acuerdo al número de cajas que se desea elaborar.

b) Para este medio se agregan 2.0 gr de NaCl por cada 100 ml.

c) Se disuelve el medio en agua destilada en un matraz y se calienta en un termoagitador hasta el punto de ebullición para que se disuelve completamente (debe quedar cristalino).

d) Se mide el pH el cual debe ser de 7.3 ± 0.2

e) Se esteriliza en autoclave a 120°C por 15 minutos.

f) Se deja enfriar hasta alcanzar una temperatura de 45°C, y posteriormente se vacia en cajas de petri (aproximadamente 20 ml/caja de 90x10). Se espera a que solidifique el medio y se meten a secar invertidas en un horno a 30°C durante 24 horas.

Medio Zobell


Procedimiento :


b) Se disuelve el medio en agua destilada en un matraz y se calienta en un termoagitador hasta el punto de ebullición para que se disuelva completamente (debe quedar cristalino).

c) Se mide el pH el cual debe ser de 7.6 ± 0.2

d) Se esteriliza en autoclave a 121-124°C por 15 minutos.

e) Se deja enfriar hasta alcanzar una temperatura de 45°C, y posteriormente se vacia en cajas de petri (aproximadamente 20 ml/caja de 90x10). Se espera a que solidifique el medio y se meten a secar invertidas en un horno a 30°C durante 24 horas.

Medio MHA


Procedimiento :



c) Se disuelve el medio en agua destilada en un matraz y se calienta en termoagitador hasta el punto de ebullición para que se disuelve completamente (debe quedar cristalino).

d) Se mide el pH el cual debe ser de 7.3 ± 0.2

e) Se esteriliza en autoclave a 120°C por 15 minutos.

f) Se deja enfriar hasta alcanzar una temperatura de 45°C, y posteriormente se vacia en cajas de petri (aproximadamente 20 ml/caja de 90x10). Se espera a que solidifique el medio y se meten a secar invertidas en un horno a 30°C durante 24 horas.

Caldo de tripticaseina de Soya


Procedimiento :



c) Se disuelve el medio en agua destilada y se calienta hasta el punto de ebullición, se vacía en tubos de ensaye con tapón de rosca y se esteriliza en autoclave a 120°C durante 15 minutos.

Caldo Muller – Hinton (MHB)

Procedimiento :


b) Para MIC se emplea el medio concentrado. El doble de la cantidad indicada (gr).

c) Se disuelve el medio en agua destilada y se calienta hasta el punto de ebullición para disolverlo completamente.

d) Se vacía en un frasco para medio con tapón de rosca y se esteriliza en autoclave a 120°C durante 10 minutos.

Caldo Nutritivo

Medio para dilución en tubo, comprobaciones desensibilidad y resistencia a antibióticos.

Fórmula: Extracto de carne 3 g y Peptona 5 g.

Procedimiento :

a) Se pesan 11 gr para un litro y medio, 70% de agua de mar filtrada y 30% de agua destilada, o la cantidad requerida de acuerdo al número de tubos que desea elaborar.

b) Se disuelve el medio y se calienta hasta el punto de ebullición para que se disuelva completamente.

c) Se distribuye en los tubos.

d) Se esteriliza en autoclave a 121°C por 15 minutos.

Solución Salina al 2.5%

Procedimiento :

a) Se pesan 2.5 gr de NaCl y se disuelve en 100 ml de agua destilada. Si se puede se filtra.

5101520253035404550Rinde para(Cajas)

1002003004005006007008009001000Para Preparar (ml)

Nota: Todas las cajas de agar deben ser llenadas a poco menos de la mitad, para evitar que éstas guarden humedad, así como la interferencia en la observación de colonias bioluminiscentes.

Toma de Muestras: Se deberán tomar en frascos o bolsas estériles, se llenan dos tercios del volumen total del recipiente y se colocan en hielo hasta su proceso en laboratorio.

Procedimiento:

1.- Tomar 1.0 ml de la muestra y ponerlo en un tubo con 9.0 ml de solución salina (2.5%), volver a tomar 1.0 ml de la primera dilución y ponerlo en otro tubo con 9.0 ml. De esta forma tenemos en el primer tubo una dilución de 10-2 y en el segundo tubo una de 10-3.

2.- Tomar 0.1 ml de cada dilución y sembrarlos en cajas petri con agar marino y con agar TCBS, así tendremos en las cajas una dilución final de 10-3 y 10-4 respectivamente.

3.- Incubar a 30°C por 24 horas y contar las Unidades Formadoras de Colonias (UFC), volver a incubar las placas en agar marino y volver a contar.

Toma de Muestras: Se deberán tomar con una jeringa de 10 ml con la punta recortada a manera de solo tener un tubo con un embolo. Clavar la jeringa en el sedimento y obtener más de 2 cm de sedimento. El sedimento puede sacarse previamente con una pala tratando de no alterarlo o revolverlo. La jeringa debe clavar en la parte menos perturbada y entrando por lo que sería la superficie del sedimento hacia abajo.

Procedimiento:

1.- Tomar 1.0 gr de la muestra y ponerlo en un tubo con 9.0 ml de solución salina (2.5%), volver a tomar 1.0 ml de la primera dilución y ponerlo en otro tubo con 9.0 ml. De esta forma tenemos en el primer tubo una dilución de 10-2 y en el segundo tubo una de 10-3.

2.- Tomar 0.1 ml de cada dilución y sembrarlos en cajas petri con agar marino y con agar TCBS, así tendremos en las cajas una dilución final de 10-3 y 10-4

respectivamente.

3.- Incubar a 30°C por 24 horas y contar las Unidades Formadoras de Colonias (UFC), volver a incubar las placas en agar marino y volver a contar.

Toma de Muestras: Se deberán tomar las postlarvas vivas y colocar en una bolsa estéril con agua del tanque (o estanque) y transportarla hacia el laboratorio de análisis a una temperatura alrededor de los 24°C.

Procedimiento:

1.- Las postlarvas deberán de estar vivas y siempre son medidas y pesadas de manera individual.

2.- Se toma una larva con una pinza y se coloca en una malla de 150 µ, se comienza el lavado que consiste en pasar sobre la larva un chorro de agua destilada estéril, alcohol al 70% y solución salina estéril al 2.5%. Este lavado se puede hacer ayudándose de una jeringa estéril.

3.- Se realiza una disección. Se extrae el hepatopáncreas, se pone en un microtubo previamente tarado y se pesa. Después se le agregan 1000 µl de solución salina y se macera.

4.- Se homogeniza bien macerado y se colocan 100 µl de éste en un tubo con 900 µl de solución salina estéril. Se homogeniza la solución.

5.- Teniendo ya los pasos 3 y 4 se procede a sembrar ambas muestras en diferentes cajas de petri. Se colocan 100 µl de cada muestra en agar TCBS como en agar Marino a fin de obtener conteo de bacterias dentro de los rangos de 30-300 UFC.

6.- Ambas placas se incuban a 30°C durante un periodo de 18 a 24 horas.

7.- Pasado el tiempo de incubación se procede a realizar el conteo de colonias para establecer las Unidades Formadoras de Colonias por gramo (UFC/gr).

Nota: En caso de que las larvas sean demasiado pequeñas y no se pueda extraer el hepatopáncreas, éstas se maceran completas. Las UFC se establecen por ml.

Toma de Muestras: Se deberán tomar los organismos vivos y colocar en una bolsa estéril con agua del estanque y transportarla hacia el laboratorio de análisis a una temperatura alrededor de los 24 °C.

Procedimiento:

1.- Los organismos deberán de estar vivos y ser medidos y pesados de manera individual.

2.- Se limpia el camarón con una torunda con etanol al 96 %.

3.- Se realiza una disección. Se extrae el hepatopáncreas, se pesa y se coloca en un tubo con 10 ml de solución salina estéril al 2.5%; se macera y se extrae 1 ml para transferirlo a un tubo con 9 ml de solución salina estéril.

4.- Se homogenizan bien los inóculos y se procede a sembrar ambas muestras en diferentes cajas de petri. Se colocan 100 µl de cada muestra en agar TCBS.

5.- Ambas placas se incuban a 30°C durante un periodo de 18 a 24 horas.

6.- Pasado el tiempo de incubación se procede a realizar el conteo de colonias para establecer las Unidades Formadoras de Colonias por gramo (UFC/gr).

Toma de Muestras: Se deberán tomar los organismos vivos y colocar en una bolsa estéril con agua del estanque y transportarla hacia el laboratorio de análisis a una temperatura de alrededor de 24°C.

Procedimiento:

1.- Se seleccionan organismos vivos que presenten signos clínicos tales como: cutícula blanda o melanización, tracto digestivo vacío, coloración anormal en apéndices, letárgia, nado errático, opacidad muscular, edema subcuticular, expansión de cromatóforos, etc.

2.- Se saca el organismo con una red y se elimina el exceso de agua con una toalla de papel. Se mide y se pesa.

3.- Se limpia toda la cutícula del camarón con una torunda de algodón impregnada con alcohol al 96%; poniendo énfasis en la asepsia de las áreas cercanas al corazón o a los pereiópodos; según sea el caso.

4.- Se procede a hacer la extracción de hemolinfa con una jeringa de insulina (aproximadamente 50 µl, dependiendo del tamaño del camarón), de tal manera que la aguja entre al corazón sin llegar a tocar el hepatopáncreas. Otro sitio donde se puede extraer hemolinfa es el seno ventral y en la base del cuarto o quinto pereiópodo.

5.- La hemolinfa extraída es cuantificda y sembrada en una placa de agar TCBS, teniendo cuidado de dispersarla bien con un rastrillo sobre toda la superficie del agar. Se deja una gota para colocarla sobre un portaobjetos y observar el tiempo de coagulación; el cual no debe ser mayor a un minuto.

6.- La placa de TCBS es incubada a 30° durante un periodo de 18 a 24 horas.

7.- Pasado el tiempo de incubación se procede a realizar el conteo de colonias para establecer las Unidades Formadoras de Colonias por mililitro (UFC/ml). Es importante saber la cantidad de hemolinfa que fue sembrada.

Procedimiento:Una vez transcurrido el tiempo de incubación de las bacterias (18-24 h), se cuenta el número total de colonias de cada caja de agar. El cálculo de las unidades formadoras de colonias (UFC), se describe a continuación:

HEMOLINFA:UFC/ml = Número de colonias / Volumen de hemolinfa en ml

Ejemplo: 15 / 0.1 = 150 UFC/ml

HEPATOPÁNCREAS: En este caso se considera el peso en gramos del hepatopáncreas y la dilución a la que se hizo la siembra de éste.

UFC/gr = Número de colonias x dilución / peso en gramos del HP

Ejemplo: Cuando un HP de 0.28 gr se diluye en 10 ml de solución salina al 2.5%, la dilución es 10-2

25 x 100 / 0.28 = 8,928 UFC/gr

POSTLARVAS: En este caso las larvas se maceran completas. Las UFC se reportan por ml, gr o larva.

UFC/gr = Número de colonias x dilución / peso en gramos de la pl.UFC/ml = Número de colonias x dilución / mlUFC/larva = Número de colonias x dilución / # larvas

AGUA: UFC/ml = Número de colonias x dilución / volumen inóculo ml5 x 100 / 0.1 = 5,000 UFC/ml

SEDIMENTO: Se toma 1 gr de sedimento y se mezcla en 9 ml de solución salina estéril obteniendo así una dilución de 10-2, por lo tanto:

UFC/gr = Número de colonias x dilución / gr5 x 100 / 0.1 = 5,000 UFC/gr

Interpretación tentativa de los tipos de colonias bacterianasobtenidas de camarones en agar TCBS:

Normal

Normal-elevado

Elevado-serio

Serio

< 105> 105

Normal-elevado

Elevado

Elevado-serio

Grave

< 103> 103

Normal-elevado

ElevadoAmarillas

ElevadoElevado-serio

Verdes < 50%

SerioSerioVerdes > 50%

GraveGraveVerdes Luminiscentes 100%

Hepatopáncreas (UFC/gr)

Hemolinfa(UFC/ml)Tipos de UFC en agar

TCBS

Fuente: Dr. Bruno Gómez-Gil, CIAD, AC.

Normal

Normal-elevado

Elevado-serio

Serio

< 103> 103

Normal-elevadoAmarillas

ElevadoVerdes < 50%

SerioVerdes > 50%

GraveVerdes Luminiscentes 100%

(UFC/postlarva)Tipos de UFC en agar TCBS


El aislamiento e identificación bacteriológico implica el uso de diferentes medios de cultivo, tanto generales como selectivos adicionados de cloruro de sodio para la observación de la morfología colonial, pruebas bioquímicas, de movilidad, fermentación de carbohidratos, producción de enzimas, pruebas de metabolismo respiratorio y crecimiento a diferentes concentraciones de sal. La identificación bacteriana es de vital importancia para la eleccion apropiada de agentes químicos y antimicrobianos, así como la determinación de la dosis efectiva.

---+Método de RyuFlagelos polares

-(-)++Mediante discos de carbón-gelatina

Hidrólisis de gelatina

+-+-Agua peptonada (10 g) sin sal

Crecim. 0% NaCl

FFFFMétodo de Hugh y Leifson

O-F glucosa

+-+Sensidisco de 150 µgSensitiv. 0/129

+V++KitOxidasa

-VV-Caldo con camapan de Durham y aceite mineral

Gas de glucosa

++++Acid. De glucosa

++(+)+Gota golgante y en el medio OF

Motilidad

-

Aeromonas

-

Photobacterium

--Tínción de GramGram

PlesiomonasVibrioMétodoPrueba

Pruebas necesarias para la identificación del género Vibrio:


Toma de Muestras: Se deberán tomar con un asa algunas de las colonias crecidas en las cajas petri con agar TCBS.

Procedimiento:

1.- De las bacterias crecidas en TCBS se seleccionan algunas colonias de acuerdo con características tales como: color (verdes o amarillas), biolominiscencia y/o abundancia.

2.- Estas colonias son aisladas, sembradas con asa en agar TSA e incubadas a 30°C de 18 a 24 horas para su crecimiento.

3.- Una vez pasadas las 24 horas, las bacterias son tomadas con un isopo hume-decido en solución salina estéril (NaCl al 2.5%) y sembradas en tapete sobre una caja petri (150 x 20 mm) preparadas previamente con medio de cultivo Agar Mueller – Hinton.

4.- La placa de Mueller – Hinton ya sembrada se deja secar entre 3 y 15 minutosdependiendo de la humedad que se observe, pero siempre tratando de no exceder estos rangos.

5.- Finalmente proceder a colocar los sensidiscos de cada antibiótico a una distancia no menor de 2.5 cm el uno del otro, para permitir la diferenciación del halo de inhibición de forma independiente.

6.- Estas placas son incubadas a 30°C de 18 a 24 horas. Transcurrido este tiempo se miden los halos de inhibición.

7.- Los resultados de las mediciones se comparan con los sugeridos para cada uno de los antibióticos y se define a cuales son sensibles (S), Intermedios (I) y/o resistentes ( R ).

2116-20155Enrofloxacin

2117-201630NuflorFlorfenicol

Sulfamethoxazole

1611-15101.25/23.75BactrimTrimethoprim

1915-181430Oxytetraciclina

1813-171230Cloranfenicol

SIRConcentración

(µg)Nombre comúnAntibiótico

R: Resistente, I: Intermedio, S: Sensible Fuente: Dr. Bruno Gómez-Gil, CIAD, AC.

Toma de Muestras: Se deberán tomar las cepas bacterianas de las cajas petri con agar TCBS para determinar la mínima concentración de antibiótico que inhibe su crecimiento.

Procedimiento:Preparación de la cepa bacteriana:1.- Se eligen las cepas que van a ser empleadas para el MIC.

2.- Estas cepas son sembradas en medio TSA para su crecimiento e incubadas a 30°C durante un periodo de 18-24 horas.

3.- Una vez incubadas las cepas, se toman con un asa y se disuelven en solución salina estéril (NaCl al 2.5%). La concentración es ajustada basándose en la turbidez, tomando como referencia el 0.5 de Mc. Farland.

Limpieza de microplacas:1.- Se lavan las microplacas con agua y jab{on bactericida, se dejan escurrir y se

limpia cada uno de los pozos con un isopo remojado en alcohol al 96% alternado con agua destilada (dos veces). Después se exponen las placas a luz ultravioleta para su esterilización, cuatro horas destapadas y una hora más tapadas.

2.- Las microplacas son preparadas de la siguiente manera:

a) Se llena los pozos de la microplaca con 150 µl de caldo Mueller-Hinton concentrado la línea A, a partir de la línea B hasta la línea H se vacían 100 µl. Se mete a incubar durante 24 horas para asegurar que la microplaca no esté contaminada.

b) Después de las 24 h se observa que la microplaca no presente ninguna contaminación como hongos o bacterias (turbidez).

c) Posteriormente se llenan los pozos verticalmente y de acuerdo a la numeración de placa:

Control 150 µl de caldo Mueller-Hinton (control negativo) (A)Medio M-H + Bacteria 100 µl de caldo Mueller-Hinton 50 µl de bacteria (control positivo) (B)Experimentales 100 µl de Mueller-Hinton+50µl del antibiótico de la concentración más

alta + 50 µl de bacterias

Nota: El llenado de los pozos se hace: primero se coloca el caldo de Mueller –Hinton; después se pone el antibiótico en el cuarto pozo de cada fila (D) y a partir de éste se comienzan a hacer las diluciones en forma descendente hasta llegar al último pozo (H); del pozo H se toman 50 µl y se vierten al pozo C; se homogeniza cuidadosamente se extraen 50 µl y se desechan.

Una vez terminadas las diluciones de cada antibiótico (cuatro antibióticos por microplaca), se procede a realizar la inoculación agregando 50 µl de l solución bacteriana a cada pozo (a excepción del control negativo (Pozo A), y del control del antibiótico (Pozo C).

3. La microplaca es incubada a 30°C durante 24 h.

4. Después de 24 h se observan los cambios de turbidez en cada pozo para detectar en que concentración se obtuvo la inhibición.

1. Objetivos

2. Enfermedades causadas por Virus / Bacterias intracelulares

3. Enfermedades casuadas por protozoarios parásitos

4. Enfermedades causadas por protozoarios epicomensales



7. Selección y toma de muestra

8. Análisis en Fresco (Método de Diagnóstico)

9. Análisis de Branquias

10. Análisis de Hepatopáncreas

11. Análisis de Intestino

12. Análisis de Músculo

13. Técnica de Tinción rápida para detección de WSSV y TSV

11. Bibliografía

1. Conocer las principales enfermedades causadas por organismos patógenos en las poblaciones de camarones peneidos.

2. Conocer y preparar los materiales, equipo y soluciones utilizados para el análisis patológico de camarones.

3. Conocer y aplicar los procedimientos para determinar el grado deinfestación y el tipo de protozoarios parásitos que se encuentran en los organismos.

4. Conocer y aplicar los procedimientos para determinar el grado deinfestación y el tipo de protozoarios epicomensales que se encuentran en en los organismos.

5. Conocer y aplicar los procedimientos para determinar el grado deinfestación y especies de virus (principalmente del tipo DNA) que se encuentran en los organismos mediante técnicas de tinción rápida.

6. Interpretar los resultados que generen los análisis patológicos realizados a los organismos.

El diagnóstico se realiza mediante la elaboración de placas en fresco de hepatopáncreas, intestino medio, posterior y heces de protozoea I, postlarvas, juveniles, adultos y reproductores. En las muestras se observan cuerpos de oclusión tetrahédricos. Los métodos que son utilizados para la detección de este tipo de virus son:

- Hibridación in situ- Analisis en fresco- Histopatología

Para el control de BP es necesario desechar los organismos que lo presenten.

Altas mortalidades en larvas, postlarvas y juveniles. Se presenta una reducción de la tasa de crecimiento y alimentación en los organismos infectados con BP e incremento en la proliferación de epibiontes en la cutícula y branquias de los organismos.

BP(Baculovirus Penei)

BP ha sido reportado como una enfermedad, que causa altas mortalidades en larvas, postlarvas y juveniles de camarones blancos y azules. Ataca al hepatopáncreas, intestino medio y posterior. Está ampliamente distribuido en cultivos de Estados Unidos, Centroamérica, México, el Caribe, Brasil, entre otros.

Diagnóstico y ControlSignos ClínicosNombre

Fuente: Lightner

Diagnóstico presuntivo:• Histopatología directa.• Potenciamiento seguido por histopatología o pruebas de hibridación in situ.• Hibridación en “Dot-Blot”.• Hibridación in situ (histología).

• PCR en hemolinfa o de tejidos en camarones sospechosos.

• En L vannamei es típicamente una enfermedad de tipo crónico. El síndrome de las deformidades y el enanismo que afecta a esta especie ha sido ligado a IHHNV.

• Típicamente, los juveniles afectados por RDS exhiben rostrums doblados o deformes, antenas arrugadas, caparazón áspero o rugoso y otras deformidades.• Distribución de tallas relativamente amplia con una proporción de tallas pequeñas (enanas) mucho mayor de lo normal (~ 30% - 50%), miéntras que en poblaciones libres de IHHNV (y por lo tanto sin RDS) son entre 10 – 30%.

• RDS: Runt Deformity Syndrome.

IHHNV(Virus de la Necrosis Hipodérmica y Hematopoyética Infecciosa)

IHHNV: Síndrome de la deformidad y enanismo

IHHNV es un pequeño parvovirus constituído por una sencilla cadena de ADN.

Se presume que IHHNV es enzootico en camarones peneidos silvestres ya que ha sido detectado en poblaciones silvestres del Indopacífico, incluído México.


Especimenes de P. Stylirosris durante la fase aguda de la enfermedad causada por IHHNV. Nótese el patrón anormal de coloración en los segmentos abdominales impartiéndole al camarón una apariencia bandeada o moleada, mostrándose extremadamente letárgicos.

Se muestran varios ejemplos de rostra derformados en P. vannamei con IHHNV en fase crónica (síndrome de las deformaciones y el enanismo). El rostrum puede llegar a mostrar desviaciones prácticamente en cualquier dirección.

Corte histológico de un juveniles P. stylirostris en la etapa aguda de l enfermedad causada por IHHNV (G4=Grado severo). La preparación muestra un corte hecho a través del epitelio cuticular y del tejido conectivo subcuticular, en la parte dorsal del cuerpo. Se observan numerosas células nicróticas con núcleos picnóticos o con cuerpos de inclusión intracelulares eosinofilicos de tipo patognómico (inclusiones de Cowdry tipo A y CAI).

Diagnóstico presuntivo:• Método histológico.• Método rápido de campo para la tinción de improntas de hepatopáncreas utilizando la técnica de Giemsa.• Hibridación in situ usando sondas genéticas especí-ficas para HPV.

• Los síntomas externos de la enfermedad no son específicos de HPV. Sin embargo, en casos en los que la infección es severa es posible observar atrofia y decoloración del hepatopáncreas, reducción en la tasa de crecimiento, anorexia, reducción en la actividad de limpieza dando como resultado un incremento en el ensuciamiento de branquias y apéndices ocasionado por la colonización de organismos epicomen-sales, opacidad ocasional de músculos abdominales e infecciones secundatias por patógenos tales como Vibrio sp.

HPV(Parvovirus Hepatopancreático)

HPV es un parvovirus pequeño (22 a 24 nm de diámetro) con un genoma constituido por ADN de una sola cadena.

Debido a la manera de replicarse, al tamaño del virión y al tipo de inclusiones intranucleares que se tiñen fuertemente con la reacción de Feulgen (confirmando el contenido de ADN del genoma), HPV es considerado como miembro de la familia Parvoviridae.


Corte histológico de un juvenil P. esculentus con infección avanzada de HPV. Se pueden observar numerosos cuerpos de inclusión basofílicos dentro de los núcleos de las células epiteliales de los túbulos del hepatopáncreas. Tinción H&E de Mayer-Bennett. Magnificación 700X..

Impronta de tejido del hepatopáncreas mostrando racimos de células infectadas por HPV y células normales. La tres células vecinas en la porción superior de la fotografía están infectadas y muestran cuerpos de inclusión en diferentes etapas de madurez. Las seis células en la porción inferior se encuentran aparentemente normales. Tinción: Método rápido de campo con colorante Giemsa de Wolbach. Magnificación: 2,600X.

Resultados de una prueba de hibridación in situ para HPV utilizando una sonda de ADN, marcada como DIG, específica para la detección de este virus. La presencia de un precipitado azul obscuro o negro indica una reacción positiva de la sonda y por lo tanto la presencia del virus.Tinción: Bismarck Brown y sonda genética marcada con DIG. Magnificación: 100 X

Prueba rápida: Tinción con Hematoxilina y Eosina con solución Davidson modificado en organismos vivos.

Se ha observado que esta enfermedad se presenta principalmente en cultivos con un medio ambiente de mala calidad, altas densidades, larvas con muy poca resistencia a los agentes patógenos, mala calidad del alimento, uso irracional de antibióticos y mala calidad del agua.

Se requiere reducir el estrés por mala calidad del agua y fondos, así como por altas densidades y dando una buena alimentación puede ayudar a minimizar el impacto de esta enfermedad.

• La primera señal es una drástica reducción en la alimentación en camarones juveniles tardíos y subadultos hasta dejar de comer por completo.• Posteriormente se detec-ta la aparición de camarones moribundos nadando cerca de la superficie y en las orillas de los estanques. Estos animales pueden o no tener manchas blancas (0.5 a 2.0 mm de diámetro) en el cefalotorax y en el sexto segmento abdo-minal. Las manchas blancas son depósitos de calcio las cuales comun-mente comienzan a manifestarse después de pasar la fase aguda.• Una de las formas de transmisión es el canibalismo de animales moribundos o muertos, así como de partículas virales libres en el agua, así como de gran número de huéspedes como otros crustáceos e insectos.

WSSV(Virus de la Mancha Blanca)

El Virus de la Mancha Blanca se encuentra distribuído en los cultivos de camarón de P. monodon, P. japonicus, P. chinensis, entre otros. Sin embargo, posiblemente por la importación de cama-rones crudos congelados a las costas del Atlántico Sur de los Estados Unidos, este virus de ha distribuído ampliamente en los camarones cultivados y silvestres en muchos países del continente americano.


Fuente: Lightner

• Se base en demostrar las lesiones histopatológicas específicas de los tejidos cuticular y subcuticular de camarones sintomáticos.• El aspecto más importante del TSV es claramente la prevención y control del problema.• Como en las enfermedades infecciosas, al reducir el reclutamiento se ayuda a disminuir el estrés, y se reduce la transmisión del patógeno.

• Al iniciarse la epidemia es posible ver camarones muertos o moribundos durante los muestreos. • En ocasiones la presencia de camarones muertos se confirma con aves predadoras en los estanques.• Los juveniles de L. vannamei en fase inicial o aguda son débiles, presentan cutícula suave, tracto digestivo vacío y usualmente sus cromatóforos están expandidos.• Los individuos que sobreviven a un episodio agudo presentan lesiones cuticulares a manera de melanosis, de forma irregular en todo el cuerpo, y usualmente tienen un comportamiento normal.• Los cambios histológicos que caracterizan al TSV en su fase aguda son: necrosis multifocal del epitelio cuticular y frecuentemente el tejido conectivo subcuticular. La picnosis nuclear es común, presentándose cuerpos de inclusión esféricos con tamaños de 1 a 20 µ.

TSV(Virus del Síndrome del Taura)

El síndrome del Taura (TSV) es una enfermedad que fue reconocida en junio de 1992 en granjas situadas cerca del Río Taura, en el Golfo de Guayaquil, Ecuador.


Fuente: Lightner

• Histología del hepatopán-creas mostrando atrofia, lesiones y la presencia masiva de bacterias intracelualres, Gram negativas en el celulas de los túbulos epiteliales del HP.• Métodos de diagnóstico:

- Técnica de Dot Blot.

• Temperatura y Salinidad son factores ambientales los cuales pueden jugar un papel muy importante en el presencia de NHP en organismos.

• Reducida ingesta de alimento, anorexia, tracto digestivo vacío.• Bajos crecimientos.• Letargia• Cutícula suave y flacidez.• Branquias negras o obscurecidas.• Expansión de cromató-foros dando apariencia de suciedad en pleopodos y uropodos.• Organismos epicomen-sales en la superficie de los organismos infectados.• Elevadas tasas de mortalidad (en algunos casos más del 90%).

NHP(Hepatopancreatitis Necrotizante)

La posición taxonómica de NHP ha sido recientemen-te determinada.

La bacteria es pequeña, Gram negativa, de altamente pleomórfica, intracelular que infecta a las celular epiteliales hepatopancreaticas.


Juvenil moribundo con NHP mostrando cromatóforos negros sobre los pleópodos dando una apariencia de falsa melanosis o suciedad.

Juvenil moribundo con NHP mostrando hepatopáncreas atrofiado y reducido en un ~50% de su volumen normal.

Hepatopáncreas de camarón con NHP mostrando túbulos melanizados y ausencia de lípidos.

Hepatopáncreas de camarón juvenil con presencia en grado 3-4 de NHP. Se observa severa inflamación hemocitica.Fuente: Lightner

• Análisis en fresco de todo el intestino del camarón infectado.

• Para el control de gregarinas es necesario erradicar al molusco que es el huésped intermediario que utilizan para completar su ciclo de vida, mejor la calidad del agua del estanque, remoción del sedimento entre cada ciclo de cultivo y administración de cal u otros productos para la desinfección y destrucción de Polydora sp.

• El uso de Monensina sódica ha sido utilizada de manera exitosa para el control de este tipo de infección.

• Color amarillento en la parte superior del estómago.• Cuando las gregarinas se presentan con alta prevalencia y su grado de severidad son altos causan en los organismos destrucción del epitelio del estómago e intestino.• Otros signos son la reducción en las altas de conversión y crecimiento.• Incremento en la proliferación de epicomen-sales y bacterias, causando mortalides en los cultivos, las cuales suceden en pocos días.

GREGARINAS(Nematopsis sp.)

Se encuentran infectando la mucosa del instestino medio y posterior, hepatopáncreas y ciegos de los camarones, causando destrucción del epitelio intestinal y afectan la absorción del alimento.

La infección se da cuando los organismos ingieren moluscos bivalvos y poliquetos del género Polydora sp. Que contienen esporas del parásito, las cuales se encuentran en el fondo de los estanques. Nematopsis penaeus es la especie de gregarinas más reportada a nivel mundial causante de enfermedad y mortalidades en los estanques.


Muestra de intestino medio, donde se observa la sicigia de gregarina de 2.

Muestra en fresco de intestino medio, donde se observan los trofozoitos de gregarinas.

Muestra de intestino medio, donde se observan las sicigias de gregarinas de 2 y 3 divisiones. Muestra en fresco donde se observan los

gametocistos de gregarinas.

Fuente: Lightner

• Se realizan montajes de branquias, cutícula y pleópodos para análisis en fresco. Se observan al microscopio de luz las formas bien definidas de los protozoarios epicomen-sales de Zoothamnium sp., Epistylis sp., Acineta sp., y Ascophrys sp.• Para tener control sobre estos protozoarios es necesario tener buena calidad de agua de cultivo, buena alimentación y desinfección de los estanques entre cada cosecha.• Para el control de protozoarios en reproductores en los laboratorios se utilizan baños con mezcla de formaldehido a dosis de 50 ppm y cobre a dosis de 0.25 ppm por un tiempo de 5 horas repitiendo este proceso cada 28 días.

• Es difícil detectar las infecciones leves; sin embargo signos como coloración rojiza en la superficie del cuerpo y decoloración de las branquias pueden servir como ayuda para el diagnóstico preliminar.

Zoothamnium sp.Epistilis sp.Acineta sp.Ascophrys sp.

Los protozoarios epico-mensales son organismos cosmopolitas que se encuentran de manera natural en los estanques de cultivo. Con frecuencia se observan sobre branquias, apéndices y cutícula de diversas partes del cuerpo del camarón a cierto número de éstos organismos, sin que con ello se encuentren enfermos. Sin embargo cuando los camarones se encuentran sometidos a condiciones estresantes reducen su actividad limpiadora y/o no mudan, y por lo tanto son altamente susceptibles a una invasión masiva.

Diagnóstico y ControlSignos ClínicosNombres

Zoothamnium sp. Epistylis sp.

Acineta sp. Ascophrys sp.

Fuente: Lightner

Juego de jeringas desechables de varias medidas1

Resina1

Tinción de Wright´s1

Frasco de solución de Giemsa1

Frasco de solución al 1% de verde de malaquita1

Bidón de solución salina al 2.5%1

Paquete de guantes de latex1

Pizetas2

Cajas petri10

Tabla de disección1

Tijeras finas de disección1

Pinzas de disección1

Juego de navajas de disección1

Bisturí1

Caja de cubreobjetos1

Caja de portaobjetos1

Materiales:

Frasco de Parafina1

Xileno1

Frasco de Etanol al 80 y al 100% (1 lt)1

Solución Davidson (1 lt)1

Frasco de Eosina –floxina (250 ml)1

Frasco de Hematoxilina (1 lt)1

Químicos:

Microscopio compuesto con objetivos de 10, 20, 40 y 100 X

1

Equipo:

1. El material a utilizar consistente en portaobjetos, cubreobjetos, cajas petri de cristal y equipo de disección deberá estar en condiciones de asepsia para evitar cualquier tipo de contaminación.



La toma de muestra debe estar elegida de acuerdo al estado de salud de los organismos o a la sospecha de alguna enfermedad.

La intensidad o periodicidad del muestreo dependerá de las siguientes condiciones:

* Impacto de enfermedades en la unidad decultivo y de la región donde se ubica

* Intensidad del cultivo* Condiciones climatológicas* Condiciones de calidad de agua y sedimentos en

los estanques y del sistema lagunar del cual seabastece.

Tipos de muestreo: Al Azar: Si solamente el análisis es rutinario y no se

espera encontrar alguna enfermedad.

Dirigido: Si se tiene sospecha de la presencia de alguna enfermedad o síndrome. Se seleccionan 10 organismos que presente signos clínicos como :

* Decoloración en la cutícula* Anorexia (falta de apetito)* Letargia (reducción de la actividad normal)* Mortalidad (flotando en las orillas de los

estanques)* Coloración rojiza de los pleópodos y telsón.

El análisis en fresco es la técnica que se utiliza para monitorear el estado de salud de los organismos y la realización de diagnósticos presuntivos en laboratorio y campo. Consiste en la disección delcamarón en todos sus estadíos para observar las alteraciones quepresenten en órganos y tejidos del mismo.

Procedimiento:

1.- Los organismos se miden y pesan para sacar el peso y tamaño promedio.

2.- Se selecciona una pequeña porción de cada tejido u órgano. Cada porción se coloca en portaobjetos separados y limpios, se les adicionan unas gotas de agua de mar estéril y se pone el cubreobjetos procurando que en la muestra no se formen burbujas que puedan interferir, para ello hay que realizar una leve presión sobre el cubreobjetos con la pinza de disección.

3.- Las muestas ya preparadas se analizarn en el microscopio iniciando con el objetivo de menor aumento y finalizando con el mayor. Se anota todo lo que se observa en cada uno de los objetivos en la hora de reporte para después calcular el porcentaje de prevalencia y determinar el grado de severidad que presente la muestra para finalizar con el diagnóstico.

Se observan gran cantidad de patógenos, parásitos o epicomensales. Se observan severas lesiones características del síndrome. Muy letal con altas mortalidades.

4

Se observa la presencia moderada de patógenos, parásitos o epicomensales. Se observan muchas lesiones características del síndrome. Potencialmente letal si no se aplica tratamiento (cuando existe tratamiento).

3

Se observa la presencia baja y moderada de patógenos, parásitos o epicomensales. Se observan muchas lesiones características del síndrome. Incremento en la mortalidad si no se aplica tratamiento (cuando existe tratamiento)..

2

Presencia muy baja de patógenos, parásitos o epicomensales. En aquellos donde se tiene un número estándar permitido, éste se encuentra justo arriba del límite normal. Se observan muy pocas lesiones características del síndrome.

1

No presentan singnos de infección por patógenos, parásitos o epicomensales. No presentan lesiones características de síndromes.

0

SIGNOS CLÍNICOSGRADO

Fuente: Lightner, 1996.

Procedimiento:

1.- Con tijeras finas se toma una pequeña porción y se coloca en el portaobjetos par buscar: cuerpo de inclusión viral, epibiontes, hongos, bacterias, melanizaciones, deformaciones, etc.

Procedimiento:

1.- Se elimina todo el exoesqueleto del cefalotorax para descubrir el hepatopáncreas y el estómago. Se observa la coloración (color normal verde obscuro al microscopio), el tamaño del hepatopáncreas para decidir si hay atrofias (reducción de tamaño) o hipertrofia (aumento de tamaño) de este órgano.

2.- Con un bisturí se parte por la mitad y se observa la coloración del fluido. Se toma una pequeña muestra y se coloca en un portaobjetos para buscar : BP, MBV, gregarinas, bacterias y cantidad de lípidos presentes.

3.- En la observación de HP revisar el estado de los túbulos, presencia de patógenos, abundancia de lípidos, entre otros.

Procedimiento:

1.- El abdomen, se separa del cefalotórax, telson y urópodos para facilitar la extracción del intestino.

2.- Por la parte posterior se localiza el intestino que puede o no contener hilo fecal, con una pinza se extrae con cuidado, se pesa y se coloca en el portaobjetos de la siguiente manera:

Uno de los extremos del intestino se detiene con una pinza se jala para extraer el contenido que se analiza al microscopio para buscar: gregarinas, nemátodos, MBV y BP.

Procedimiento:

1.- Se toma una pequeña muestra de músculo, especialmente que muestre opacidad de tipo lechoso, se coloca en un portaobjetos y se presiona para facilitar la búsqueda de microsporidios.

Procedimiento:

1.- Se pesa el organismo que va a ser fijado para saber la cantidad de solución Davidson que deberá ser aplicada.

2.- Para la fijación de organismos juveniles y adultos, inclusivepostlarvas grandes, se deberá iniciar con la zona del HP, el cual es uno de los tejidos de más tendencia a autolizarse, debido a su alta actvidad enzimática.

Procedimiento: (cont...)

3.- Posteriormente se continua con los segmentos abdominales, abarcando ambos costados del organismo. El volumen inyectado deberá ser del 5 al 10% del peso corporal.

4.- Después de aplicar la solución el organismo es seccionado por la parte ventral a trozarlo en dos secciones utilizando una navaja de disección.

5.- El organismo es sumergido en volumen fijador 10 veces mayor del volumen corporal.

6.- Los camarones ya fijados deberán durar de 24 a 72 horas, dependiendo del tamaño del organismo. Posteriormente se deberán cambiar a alcohol al 70% en el cual podrán almacenarse por periodos largos.

7.- En caso de larvas y postlarvas (hasta PL18 inyectar lentamente sólo el HP con jeringa de insulina) son sumergidas en el fijador, las cuales deberán permanecer de 12 a 24 horas. Posteriormente se cambian a alcohol al 70% para su almacenamiento.

8.- Es importante realizar las observaciones de las condiciones del camarón ya que puede resultar útil para determinar la fuente y causa del problema.

Procedimiento:

1.- Se toma una muestra de branquias y/o estómago y se coloca en un tubo eppendorf con fijador Davidson. Si los organismos fueron fijados con fijador Davidson-HCL deberán de permanecer 1 hr.

2.- Lavar con agua corriente por 15 minutos (a los 7:30 minutos se enjuaga y se vuelve a lavar el tiempo restante).

3.- Adicionar alchol al 100% durante 2 minutos, descartar y repetir esta operación 2 veces más.

4.- Adicionar alcohol al 96% durante 2 minutos, descartar y repetir esta operación 2 veces más.

5.- Lavar con agua corriente por 10 minutos (a los 5 minutos se enjuaga y se vuelve a lavar el tiempo restante).

6.- Anadir hematoxilina durante 10 minutos.

7.- Lavar con agua corriente por 15 minutos (a los 7:30 minutos se enjuaga y se vuelve a lavar el tiempo restante).

8.- Añadir eosina durante 1-2 minutos.

9.- Adicionar alcohol al 96% por 2 minutos, descartar y repetir 2 veces

10.- Adicionar alcohol al 100% por 2 minutos, descarta y repetir 2 veces

11.- Adicionar xileno por 30 segundos. Repetir está operación 2 veces.

12.- Montar la muestra adicionando agua destilada cubriéndola con elcubreobjetos y observar al microscopio (oculares de 20X y 40X).

330 ml de alcohol etílico absoluto220 ml de formaldehido de 37 a 40%115 ml de ácido acético glacial335 ml de agua destilada

Procedimiento: Se mezclan todos los reactivos iniciando con el alcohol y finalizando en agua.Nota: Se inyecta el Davidson del 5 al 10% del peso corporal. Para organismos juveniles se dejan en fijador de 24 horas, para reproductores hasta 72 horas y para postlarvas se dejan en un periodo de 24 horas.

330 ml de alcohol etílico absoluto220 ml de formaldehido de 37 a 40%115 ml de HCl335 ml de agua destilada

Procedimiento: Se mezclan todos los reactivos iniciando con el alcohol y finalizando en agua.Nota: Se inyecta el Davidson del 5 al 10% del peso corporal. Para procedimientos de tinción los organismos deberán permanecer durante un periodo de 1 hr en el fijador.

Hematoxilina Mayer-Bennett2000 ml de agua destilada caliente2.0 gr de hematoxilina180 gr de sulfato de aluminio y potasio2.0 ml de ácido cítrico100 gr de hidrato de cloral.

Procedimiento: Se mezclan todos los reactivos siguiendo el orden del listado.

Eosina – Floxina100 ml de solución Eosina (1% de eosina “Y” acuosa).10 ml de solución de Floxina (1% de floxina “B” acuosa).780 ml de alcohol al 95%.4 ml de ácido acético glacial

0.3 gr de Wright3.0 ml de glicerol97.0 ml de alcohol absoluto

Procedimiento: Moler la tinción de Wright en un mortero y adicionarle el glicerol. Mezclar completamente y adicionar el alcohol. Poner la solución en un frasco ámbar y dejar reposar por 12 horas. Se filtra y se deja madurar por 2 días para poder utilizarse.

1.0 de Giemsa66.0 ml de glicerina

66.0 ml de alcohol absoluto

Procedimiento: Adicionar la glicerina a la Giemsa y poner a 60° por 1 hr. Adicionar el aocohol y dejar en reposo sin filtrar. Se realiza la filtración cuando se va a utilizar la tinción.

2.0 ml de tinción de Giemsa50 ml de agua destilada a pH de 6.5

Nota: Mezclar y utilizar como solución de trabajo.

1. Objetivos



4. Análisis de Fitoplancton

5. Análisis de Zooplancton

6. Parámetros Físico-Químicos


11. Bibliografía

1. Conocer los equipos y materiales necesarios para realizar los análisis de calidad de agua de los estanques y sistemas lagunares aledaños a las unidades acuícolas.

2. Conocer y aplicar los procedimientos para determinar la densidadde especies de fitoplancton en las muestras de agua de las unidades acuícolas.

3. Conocer y aplicar los procedimientos para determinar la densidadde especies de zooplancton en las muestras de agua de las unidades acuícolas.

4. Conocer y utilizar los equipos para determinar los niveles de amonia, sulfitos, nitritos, nitratos, fostatos, salinidad y pH presentes en las muestras de agua de las unidades acuícolas.

5. Interpretar los resultados que generen los análisis de calidad de agua.

Pipeta Pasteur1

Filtro para zooplancton1

Lote de chupones de 1 ml1

Frasco de Yodo-Lugol1

Litro de agua destilada1

Lote de celdillas de cristal de 25 ml con tapón de hule1

Materiales:

Buffers para calibrar pHmetro (4.0,7.0,10.0)1

Lote de reactivos para Fosfatos (Phosfate)1

Lote de reactivos para Nitratos (Nitriver 5)1

Lote de reactivos para Nitritos (Nitriver 3)1

Lote de reactivos para Sulfitos (Sulfide 1 y 2)1

Lote de reactivos para Amonia (Cyanurate y Sallyicilate)1

Reactivos:

Microscopio con objetivos de 10X, 20X y 40X1

Cámara para contar zooplancton1

Hematocitómetro (cámara de Neubawer)1

Contadores manuales1

Refractometro1

pHmetro de mesa / pluma1

Hach modelo DR/20101

Equipo:

1. El material deberá de estár limpio y seco. No requiere esterilización.



Toma de Muestras: Se deberán tomar en frascos de 250 ml, debiéndose tomar de la columna de agua entre 30 – 40 cm de la superficie y se colocan en hielo hasta su proceso en laboratorio.

Procedimiento:

1.- Se homogeniza la muestra tomándose una cantidad con una pipeta pasteur para ser colocada en una cámara de conteo de fitoplancton (hemacitómetro).

2.- Colocarla en el microscopio utilizando el objetivo de 10X.

3.- Hacer un recorrido por el campo para contaje de dinoflagelados y otros, apoyándose de un contador manual.

4.- Hacer de nuevo un recorrido por el campo para contaje e identificación de especies de microalgas, como diatomeas, cianofitas y clorofitas.

Interpretación: Para determinar la cantidad de células/ml de fitoplancton, se cuentan las células de los cuadrantes del campo de la cámara multiplicándose x 10,000 y el resultado dividirlo entre 4.

Ejemplo: 160 cél/ml = 160 x 10,000 / 4 = 400,000 cel/ml

Especies de Diatomeas (Chaetoceros sp.)

Toma de Muestras: Se filtran 5 litros de agua con un filtro para zooplancton (< 30 µ) concentrando el contenido del filtro en 25 ml de agua previamente filtrada y se colocan en hielo hasta su proceso en laboratorio.

Procedimiento:

1.- Una vez concentrados los mircroorganismos en 25 ml de agua, se le agrega de 4 a 5 gotas de solución lugol.

2.- Se homogeniza la muestra tomándose aproximadamente 1 ml para ser colocada en una cámara de conteo de zooplancton.

3.- Colocarla en el microscopio utilizando el objetivo de 10X.

3.- Hacer un barrido total por la cámara para contaje e identificación de especies de zooplancton, entre ellos copépodos, nauplios, larvas de poliquetos, cladóceros y otros, apoyándose de un contador manual.

Interpretación: Para determinar la cantidad de organismos/lt de zooplancton, se cuentan las organismos en la cámara multiplicándose x 5.

Ejemplo: 25 org = 25 x 5 = 125 org/lt

Especies de Copépodos Especies de Copépodos

Especies de Copépodos Especies de Rotíferos

Toma de Muestras: Se deberán tomar en frascos de 250 ml, debiéndose tomar de la columna de agua entre 30 – 40 cm de la superficie y se colocan en hielo hasta su proceso en laboratorio.

Procedimiento General:

1.- Instalación del equipo lector y organización de los reactivos que serán utilizados para los diferentes análisis.

2.- Calibrar el aparato con una celdilla conteniendo 25 ml de agua destilada (blanco).

3.- Programación del aparato dependiento del análisis químico a realizar.

4.- Se vacía en las celdillas de cristal de 25 ml la muestra para la aplicación del reactivo y su posterior léctura (se sugiere que antes y después de cada lectura, calibrar el aparato).

Se utiliza solamente agua del estanqueFosfatos

Se utiliza solamente agua destiladaNitratos

Se prepara con agua destilada y reactivoSulfitos

Se utiliza solamente agua del estanqueNitritos

Se prepara con agua destilada y reactivoAmonia

ProcedimientoParámetro

Nitratos(NO3)

Fosfatos(PO4)

Nitritos(NO2)

Sulfitos(S2)

Amonia1

(NH3-N)

Químico

5:00

---

---

---

15:00

Timer 2(minutos)

Timer 1(minutos)

400

890

507

665

655

Long. (nm)

# Prog.

1:00353Nitriver 5

2:00490Phosver

20:00371Nitriver 3

5:00690Sulfide 1Sulfide 2

3:00385SallycilateCyanurate

Tiempo de reacciónProgramación

Reactivo

Observaciones:Amonia: El primer reactivo a aplicar a la muestra es amonia sallycilate, se

homogeniza y se le dá el tiempo de reacción (3 min), para enseguida aplicar el segundo reactivo, (amonia cyanurate) colocando la muestra luego de haber concluído el 2do. tiempo de reacción (15:00 min).Sulfitos: Una vez aplicado el primer reactivo (Sulfide 1) se homogeniza para luego aplicar el segundo reactivo (Sulfide 2) colocando la muestra una vez concluído el tiempo de reacción (5:00 min).Nitritos: Se aplica el reactivo a la muestra (Nitriver 3), se homogenizacolocando la muestra una vez concluído el tiempo de reacción (20:00 min).Fosfatos: Se aplica el reactivo a la muestra (Phosver), se homogeniza colocando la muestra una vez concluído el tiempo de reacción (2:00 min).Nitratos: Se aplica el reactivo a la muestra (Nitriver 5), se homogeniza por 1:00 min (primer tiempo de reacción), colocando la muestra una vez concluído el 2do. tiempo de reacción (5:00 min).

Procedimiento:

1.- Calibración del pHmetro o potenciómetro utilizando los buffers de 4.0, 7.0 y 10 en dicho órden y viceversa.

2.- Proceder con la lectura de la muestra.

Procedimiento:

1.- Calibración del Refractómetro con agua destilada o agua dulce.

2.- Proceder con la lectura de la muestra.

Interpretación:

1.- Se registrán los resultados de los análisis en un formato para luego correlacionarlos con los rangos óptimos de los diferentes parámetros físico-químicos.

1. Preparación de muestras para análisis de PCR- Preparación de postlarvas- Preparación de muestras de juveniles y adultos

2. Recorrido por el laboratorio

3. Plática sobre PCR

Bibliografía

Desinfectar bien el material con el que se va a tomar la muestra con alcohol del 96%.

1. Tomar de 150 a 200 postlarvas por estanque y colocarla en dos microtubos eppendorf de 1.5 ml.

2. Sacar la mayor cantidad de agua al tubo con postlarvas y llenarlo de alcohol absoluto o con alcohol al 96%.

3. Tapar bien los microtubos y sellar con papel parafilm. Poner con plumón indeleble y letra grande únicamente el número del estanque colectado en el tubo.

4. Enviar las muestras en una caja de cartón con uno o dos bolsas de gel para conservarlas frescas.

5. Especificar en documento de referencia la cantidad de muestras que se están enviando (número de viales), la procedencia, tamaño del organismo, especie y análisis a realizar.

Nota: El número de cada tubo puede ir cubierto con cinta transparente y sellar con papel parafilm. Poner con el plumón indeleble y letragrande únicamente el número del tanque colectado en el tubo.Para el caso de muestras para análisis de TSV se realizará el mismo procedimiento de envío, solo que las muestras no serán fijadas en alcohol sino se deberán mandar organismos vivos o congelados completamente.

Desinfectar bien el material con el que se va a tomar la muestra con alcohol del 96%.

1. Tomar de 5 a 10 juveniles por estanque y cortar el cuarto par depleópodos y colocarlos por separado en dos micotubos eppendorf de 1.5 ml.

En el caso de reproductores se toman 5 organismos por estanque y se corta un pleópodo del cuarto par (solo uno) y se secciona en dos para colocarlos en dos microtubos eppendorf de 1.5 ml.

2. Llenar los microtubos con alcohol absoluto o con alcohol al 96%.

3. Tapar bien los microtubos y sellar con papel parafilm. Poner conplumón indeleble y letra grande únicamente el número del estanque colectado en el tubo.

4. Enviar las muestras en una caja de cartón con uno o dos bolsas de gel para conservarlas frescas.

5. Especificar en documento de referencia la cantidad de muestras que se están enviando (número de viales), la procedencia, tamañodel organismo, especie y análisis a realizar.

Nota: El número de cada tubo puede ir cubierto con cinta transparente y sellar con papel parafilm. Poner con el plumón indeleble y letragrande únicamente el número del tanque colectado en el tubo.Para el caso de muestras para análisis de TSV se realizará el mismo procedimiento de envío, solo que las muestras no serán fijadas en alcohol sino se deberán mandar organismos vivos o congelados completamente.

1. Consideraciones generales previo alinicio del ciclo de cultivo- Características predominantes en la microregión- Condiciones de calidad de agua y suelos en la

unidad acuícola- Condiciones de cada estanque- Uso de estructuras de control de depredadores

(filtros)

2. Prácticas preventivas

3. Recirculación en unidad acuícola

4. Uso y aplicación de productos para mejorarla calidad del agua de los estanques

Bibliografía

a) Características predominantes en la zona- Parámetros medio-ambientales (T° y salinidad)- Parámetros químicos de los sistemas

lagunares o estuarinos aledaños- Análisis bacteriológico y de PCR de organismos

muestreados en los afluentes.

b) Condiciones de calidad de agua y suelos de la unidad acuícola.

- Análisis bacteriológico de sedimentos (Vibrio,Heterotrofas y Autótrofas).

- Análisis de agua del canal de llamada (Amonia,Nitritos, Sulfitos, Nitratos y Sulfatos, Salinidad ypH).

c) Condiciones de cada estanque en partícular.- Análisis bacteriológico de sedimentos (Vibrio,

Heterotrofas –Beige- y Autótrofas –Naranja-).- Análisis del Materia Orgánica.

RASTREOS PARA PULVERIZAR SUELOS

Cuando sólo se efectua un solo rastreo y debido al tamaño de los“terrones” que no se desintegran, la materia orgánica no se oxida completamente en la parte interior, es por ello que un segundo rastreo permite pulverizar de tal manera que por los efectos queproduce el oxígeno se logra oxidar dicha materia orgánica haciendo más efectivo este proceso de preparación de suelos.

• Considerar las condiciones climáticas, principalmente temperatura y salinidad para la programación del ciclo de cultivo.

• Desinfección de estructuras fijas (marcos, mallas y tablas), debiendo ser removido todo resto de organismo o residuo vegetal que pudiera propagarse y afectar el ciclo de cultivo. Las estructuras deberán ser desinfectadas con productos que muestren un notable efecto bactericida y viricida, como por ejemplo los derivados de cuaternarios de amonio.

• Estructuras de control de depredadores y especies de fito y zooplancton ubicadas en canal de llamada, cárcamo, reservorio y compuertas.

• Acondicionamiento del agua antes de la siembra (fertilización)

• Adquirir postlarvas PCR-Negativa.

• Pruebas de estrés a las postlarvas antes de la siembra.

• Aclimación adecuada para reducir estrés en la siembra.

• Recambio de agua controlado.

• Regimen de fertilización controlado para reducir el riesgo de un deterioro en la calidad del agua (oxígeno y amonio entre los principales).

• Uso adecuado de alimento balanceado (utilización de charolas para el monitoreo del consumo).

• Monitoreo contínuo de la condición del camarón (microbiología, técnica rápida de branquias, signos externos, histología e inmunología).

• Aplicación de antibióticos en base a resultados de análisis de sensibilidad o antibiogramas.

• Tránsito restringido a personal entre estanques.

• Desinfección de los utensilios de trabajo (botas, atarrayas y pangas).

Marzo – 2003.

1. Sistema de Registro de Resultados de Análisis- Formato para el registro de análisis patológico- Formato para el registro de análisis bacteriológico

en organismos- Formato para el registro de análisis bacteriológico

en sedimentos- Formato para el registro de análisis bacteriológico

en agua- Formato para el registro de análisis de fitoplancton,

zooplancton y parámetros químicos de agua- Gráficas de resultados.

Marzo – 2003.

JUNTA LOCAL DE SANIDAD ACUÍCOLA SUR IIILABORATORIO DE ANÁLISIS EN FRESCOSISTEMA DE MONITOREO EN SISTEMA LAGUNARCAIMANERO

Impresión GráficasAnálisis

FechasaldeMonitoreo

15/08/200201/08/20023

Patológico

Bact. Fresco

Bact. Sedimentos

Bact. Agua

Fito,Zoo,Químicos

Gráficas

Gráficas

Gráficas

Gráficas

Gráficas

Patológico

Bact. Fresco

Bact. Sedimentos

Bact. Agua

Fito,Zoo,Químicos

Carátula

JUNTA LOCAL DE SANIDAD ACUÍCOLA SUR IIILABORATORIO DE ANÁLISIS EN FRESCOANALISIS PATOLOGICO

FechaHora de MuestreoGranja Camaronera

HEPATOPANCREASINTESTINOSPALPO LABIALEPIPODITOSBRANQUIASGregarinasPesoLong.# de

Observaciones de campoCondiciónObserv.GradoTipoGradoTipoGradoTipoGrado(gr.)(cm.)EspecieCamarónEstanque

Observaciones:Definiciones:Ectocomensales:

1 - Chico# de camarón2 - MedianoIntestino: Gregarinas3 - GrandeX - Presencia (10 - 30%)EpicomensalesXX - afectado (30 - 70%)Hepatopáncreas:XXX - Afectado crítico (> 70%)X - Presencia (10 - 20%)GregarinasXX - Afectado (20 - 50%)Generales:XXX - Afectado crítico (> 50%)G1- Túbulos llenosHepatopáncreasG2 - Túbulos semillenosRecomendaciones:G3 - Túbulos a la mitad con corrugaciónG4 - Túbulos vacios y corrugadosG5 - Túbulos vacios, deformes, necroz.

JUNTA LOCAL DE SANIDAD ACUÍCOLA SUR IIILABORATORIO DE ANÁLISIS EN FRESCOANALISIS BACTERIOLOGICO EN HEPATOPÁNCREAS Y HEMOLINFA

Fecha deFecha deAnálisisToma de MuestraGranja Camaronera

HEMOLINFAHEPATOPÁNCREAS

VibriosTiempoVibriosVerdesAmarillasdeVerdesAmarillasPeso

(UFC/gr)(UFC/gr)Coagulación(UFC/gr)(UFC/gr)(gr)Estanque

HEPATOPÁNCREASVibrio:

Amarillas

Verdes

HEMOLINFAVibrio:

Amarillas

Verdes

JUNTA LOCAL DE SANIDAD ACUÍCOLA SUR IIILABORATORIO DE ANÁLISIS EN FRESCOANALISIS BACTERIOLOGICO EN SEDIMENTOS

Fecha deFecha deAnálisisToma de MuestraEmpresa

AutótrofasHeterotróficasVibriosNaranjaBeigeVerdesAmarillas(UFC/gr)(UFC/gr)(UFC/gr)(UFC/gr)Estanque

SEDIMENTOSVibrio:

Heterotróficas:

Autotrófas:

SEDIMENTOS (UFC/gr)Autotrof.Heterot.VibriosNaranjaBeigeVerdesAmarillasRangos:2,000,000< 500,000< 6,000< 30,000Bajo4,000,0001,000,00012,00050,000Medio6,000,0003,000,00018,00070,000Medio alto8,000,0005,000,000> 20,000> 70,000Alto

JUNTA LOCAL DE SANIDAD ACUÍCOLA SUR IIILABORATORIO DE ANÁLISIS EN FRESCOANALISIS BACTERIOLOGICO EN AGUA

Fecha deFecha deAnálisisToma de MuestraGranja Camaronera

AutótrofasHeterotróficasVibriosNaranjaBeigeVerdesAmarillas

(UFC/ml)(UFC/ml)(UFC/ml)(UFC/ml)Estanque

AGUAVibrio:

Heterotróficas:

Autotrófas:

AGUA (UFC/ml)Autotrof.Heterot.VibriosNaranjaBeigeVerdesAmarillasRangos:150,000< 50,000< 300< 500Bajo300,000100,000400 - 600600 - 1,000Medio900,000300,000700 - 1,0001,100 - 3,000Medio alto

1,500,000500,000> 1,100> 3,000AltoFuente: Tecnimar

JUNTA LOCAL DE SANIDAD ACUÍCOLA SUR IIILABORATORIO DE ANÁLISIS EN FRESCOANALISIS DE FITOPLANCTON, ZOOPLANCTON, QUÍMICOS

Fecha deFecha deAnálisisMuestreoGranja Camaronera

RESULTADOS DE ANÁLISIS% deNo TóxicosTóxicosZooplancton (Org/lt)Fitoplancton (Cel/ml)

SalinidadMateriaFosfatosNitratosSulfitosNitritosAmoniaTotalNauplios deTotalesDinoflageladosFlageladosCainofitasDiatomeas

pH(ppm)Orgánica(mg/lt)(mg/lt)(mg/lt)(mg/lt)(mg/lt)Z00P/LTOtros*PoliquetosRotíferosCladocerosCopépodosCopépodos(cel/ml)EspecieCantidadEspecieCantidadEspecieCantidadEspecieCantidadEstanques

OBSERVACIONES:RECOMENDACIONES:AMONIADIATOMEAS

(NH3)NITRITOSCIANOFITAS(NO2)SULFITOSFLAGELADOS(S2)

Rangos óptimos de parámetros *NITRATOSDINOFLAGELADOS(NO3)

SalinidadpHMateriaSilicatosFosfatosNitratosSulfitosNitritosAmoniaFOSFATOSZOOPLANCTON(S°/oo)Orgánica(SIO2)(PO4)(NO3)(S2)(NO2)(NH3)(PO4)RECOMENDACIONES:15.0 - 45.08.10 - 9.001.0 - 4.02.0 - 4.00.10 - 0.300.40 - 0.800.009-0.010< 0.1< 0.1SILICATOS

(SIO2)ppm%mg/ltmg/ltmg/ltmg/ltmg/ltmg/ltSALINIDAD (°/oo)MATERIA ORGÁNICA

* Según H. Clifford / BoydpH(%)

LABORATORIO DE ANÁLISIS EN FRESCOGRÁFICAS DE ANALISIS DE FITOPLANCTON, ZOOPLANCTON, QUÍMICOS

CicloEmpresaPiscina19

0

500,000

1,000,000

1,500,000

2,000,000

2,500,000

3,000,000

3,500,000

4,000,000

Cel

/ml

06/06/200208/07/2002

15/07/200222/07/2002

29/07/200205/08/2002

12/08/200219/08/2002

26/08/200202/09/2002

09/09/200216/09/2002

23/09/200230/09/2002

07/10/200214/10/2002

21/10/200228/10/2002

04/11/2002

Diatomeas Cianofitas Flagelados Dinoflagelados

Gráfica de FitoplanctonEstanque 19

0 250 500 750

1,000 1,250 1,500 1,750 2,000 2,250 2,500 2,750 3,000 3,250 3,500 3,750 4,000 4,250 4,500 4,750 5,000 5,250 5,500 5,750 6,000

Org

/lt

06/06/200208/07/2002

15/07/200222/07/2002

29/07/200205/08/2002

12/08/200219/08/2002

26/08/200202/09/2002

09/09/200216/09/2002

23/09/200230/09/2002

07/10/200214/10/2002

21/10/200228/10/2002

04/11/2002

Copépodos Nauplios Cladoceros Rotíferos Poliquetos Otros

Gráfica de ZooplanctonEstanque 19

0.00

0.20

0.40

0.60

0.80

1.00

1.20

1.40

1.60

1.80

2.00

mg/

lt

06/06/200208/07/2002

15/07/200222/07/2002

29/07/200205/08/2002

12/08/200219/08/2002

26/08/200202/09/2002

09/09/200216/09/2002

23/09/200230/09/2002

07/10/200214/10/2002

21/10/200228/10/2002

04/11/2002

Amonia (NH3-N)

Gráfica de AmoniaEstanque 19

0.000 0.025 0.050 0.075 0.100 0.125 0.150 0.175 0.200 0.225 0.250 0.275 0.300

mg/

lt

06/06/200208/07/2002

15/07/200222/07/2002

29/07/200205/08/2002

12/08/200219/08/2002

26/08/200202/09/2002

09/09/200216/09/2002

23/09/200230/09/2002

07/10/200214/10/2002

21/10/200228/10/2002

04/11/2002

Nitritos (NO2)

Gráfica de NitritosEstanque 19

0.000 0.020 0.040 0.060 0.080 0.100 0.120 0.140 0.160 0.180 0.200 0.220 0.240 0.260 0.280 0.300 0.320 0.340 0.360 0.380 0.400

mg/

lt

06/06/200208/07/2002

15/07/200222/07/2002

29/07/200205/08/2002

12/08/200219/08/2002

26/08/200202/09/2002

09/09/200216/09/2002

23/09/200230/09/2002

07/10/200214/10/2002

21/10/200228/10/2002

04/11/2002

Sulfitos (S2)

Gráfica de SulfitosEstanque 19

0.000 0.200 0.400 0.600 0.800 1.000 1.200 1.400 1.600 1.800 2.000 2.200 2.400 2.600 2.800 3.000 3.200 3.400 3.600 3.800 4.000

mg/

lt

06/06/200208/07/2002

15/07/200222/07/2002

29/07/200205/08/2002

12/08/200219/08/2002

26/08/200202/09/2002

09/09/200216/09/2002

23/09/200230/09/2002

07/10/200214/10/2002

21/10/200228/10/2002

04/11/2002

Nitratos (NO3)

Gráfica de NitratosEstanque 19

0.000 0.500 1.000 1.500 2.000 2.500 3.000 3.500 4.000 4.500 5.000 5.500 6.000

mg/

lt

06/06/200208/07/2002

15/07/200222/07/2002

29/07/200205/08/2002

12/08/200219/08/2002

26/08/200202/09/2002

09/09/200216/09/2002

23/09/200230/09/2002

07/10/200214/10/2002

21/10/200228/10/2002

04/11/2002

Fosfatos (PO4)

Gráfica de FosfatosEstanque 19

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

ppm

06/06/200208/07/2002

15/07/200222/07/2002

29/07/200205/08/2002

12/08/200219/08/2002

26/08/200202/09/2002

09/09/200216/09/2002

23/09/200230/09/2002

07/10/200214/10/2002

21/10/200228/10/2002

04/11/2002

Salinidad

Gráfica de SalinidadEstanque 19

7.0

7.5

8.0

8.5

9.0

9.5

06/06/200208/07/2002

15/07/200222/07/2002

29/07/200205/08/2002

12/08/200219/08/2002

26/08/200202/09/2002

09/09/200216/09/2002

23/09/200230/09/2002

07/10/200214/10/2002

21/10/200228/10/2002

04/11/2002

pH

Gráfica de pHEstanque 19

• Programa de Capacitación en Análisis Bacgeriológico de Agua, Sedimentos y Camarones. Dr. Bruno Gómez Gil. QFB Carmen Bolán M. Laboratorio de Bacteriología. CIAD, A.C. Unidad Mazatlán en Acuicultura.

• Lightner, D.V. 1996. A Handbook of Shrimp Pathology and Diagnostic Procedures for Diseases of Cultured Penaeid Shrimp. World Aquaculture Society, Baton Rouge, Louisiana, USA.

• Brock, J.A., and K. Main. 1994. A Guide to the Common Problems and Diseases of Cultured Penaeus vannamei. Ocean Institute, Majapuu Point P.O. Box 25280, Honolulu, Hi.

• Brock, J.A., and D.V. Lightner. 1990. Diseases of Crustacea, Diseases Caused by Microorganims. In: O. Kinne (ed.) Diseases of Marine Animals. Volume 3. Biologische Anstalt Helgoland Hamburg, Gemany.

• Conroy, D.A., and G. Conroy. 1990. Manual de Patología de los Camarones Peneidos. Publicación Jorge Santacana. Segunda Edición. Maracay Venezuela.

• Atlas de Enfermedades de Peneidos. SEMARNAP. Dirección General de Acuacultura.

Marzo – 2003.

Deseamos expresar nuestro más sincero agradecimiento a las siguientes personas cuyos trabajos de investigación e incondicional apoyo en este Programa de Capacitación, han motivado a la realización del presente Manual y en cuyo contenido hemos expresado su valiosa contribución a la sanidad en camaronicultura.

• Dr. Bruno Gómez-Gil. CIAD. A.C.

• Dra. Ana Margarida Trigo de Sousa Roque. CIAD, A.C.

• Dra. Alejandra García Gazca. CIAD, A.C.

• Ing. Cesareo Cabrera V. Maricultura del Pacífico, SA de CV

Marzo – 2003.

Silvia M. Montes SalasNavolato4

1718

141516

13

101112

89

67

5

3

2

1

Santiago Rocha RivasEfraín Cerda Orozco

CESASIN

Luis Miguel Aguiar PérezLeonardo Sainz CarriónDavid Espinoza Prieto

Sur III (Rosario)

Mateo Palomares BáesSur I (S. Ignacio, Maz)

Juan Ibarra OsunaHéctor Julián Hernández CastroHéctor Ceja Pérez

Elota

Fernando López LópezGilberto Soto Cabrera

Culiacán III

José Luis Beltrán FelixJesús Alejo Gálvez López

Culiacán II

Miguel Angel Ibarra BernalCuliacan I

José Humberto Romero PeñuelasGuasave II

Ramón de Jesús Rubio ZúñigaGuasave

Sergio A. Prado BrambilaAngostura

AsistentesJunta Local


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