37

PRÁCTICA 4

PROTOZOARIOS ENTOFLAGELADOS

Z J Molina Garza

Introducción

En el lumen intestinal habita una gran

variedad de parásitos, por ello, en el

examen coproparasitoscópico se

diagnostica a las amibas como Entamoeba

histolytica, flagelados (Giardia), coccidios

(Isospora sp, Sarcocystis sp. y

Cryptosporidium sp), Ciliophora (ciliados

como Balantidium coli), helmintos

(tremátodos, céstodos y nemátodos). En

esta sección, se tratará solo a los

entoflagelados siguiendo el programa del

curso teórico (Unidad B2). Entre los

flagelados intestinales sólo Giardia lamblia

(sin. G. intestinalis) y Trichomonas hominis

se asocian a cuadros patogénicos. G.

lamblia afecta preferentemente a niños. Los

quistes de este protozoo pueden hallarse en

heces formadas o incluso duras y son la

fuente de infección entre los familiares de

los portadores. Los entoflagelados y amibas,

pueden habitar y reproducirse en el

intestino humano y el diagnóstico

microscópico es el que veremos en está

práctica aunque existen estuches de

diagnóstico basados en las técnicas de

inmunofluorescencia, inmunoensayo

enzimático ligado a enzimas (ELISA) y

amplificación de ADN de fragmentos

específicos (PCR).

Objetivo general

Dar a conocer la morfología de los

diferentes protozoarios flagelados

intestinales que parasitan al ser humano,

capacitando al alumno en el

reconocimiento de estos al microscopio de

luz. Esta práctica concuerda con la Unidad

B2 y (Flagelados de aparato digestivo y

urogenital) de la carta descriptiva de la

materia de Parasitología Clínica.

Objetivo particular:

Capacitar a los estudiantes sobre el

diagnóstico de los protozoarios

entoflagelados de México y el mundo en

preparaciones permanentes teñidas con la

técnica de hematoxilina férrica y tricrómica

de Gomori.

Material

El maestro proporcionará laminillas de

colección de los entoflagelados (Giardia

lamblia, Chilomastix mesnili, Trichomonas

hominis y T. vaginalis.

38

El estudiante proporcionará el material

necesario para dibujo e ilustración de los

protozoarios.

Método

Coloque las laminillas de colección que le

proporcione el instructor en el microscopio

y esquematice los protozoarios (10X, 40X y

100X), coloreándolos según las estructuras.

Identifique la morfología característica de

cada uno y señale con una flecha el nombre

de cada organelo.

Resultados y discusiones.

En cada una de los esquemas, señale el

nombre del estadio o fase de desarrollo,

estructuras subcelulares, tipo de tejido

donde se localiza y la técnica de tinción.

Indique las características diagnósticas de

cada parásito.

1. Trichomonas vaginalis 2. Trchomonas hominis.

3. Giardia lamblia. Trofozoito. 4. G. lamblia. Quiste inmaduro y maduro.

39

5. Chilomastix mesnili. Trofozoito. 6. Chilomastix mesnili Quiste.

Literatura consultada (por el alumno)

40

Bibliografía Andrew Thompson RC. 2008. Giardiasis:

Conceptos modernos sobre su control y

tratamiento. Ann Nestle. 66:23.

Ash LR & Orighel, TC. 1997. Atlas of

Human Parasitology. 4° ed. American

Society of Clinical Pathologists. ASCP

Press, Chicago. 410 pp.

Ávila-Rodríguez EH, A Ávila-Rodríguez,

JM Araujo-Contreras, A Villarreal-

Martínez & T. Douglas T. 2007.

Factores asociados a parasitosis

intestinal en niños de la consulta

ambulatoria de un hospital asistencial.

Rev Mex Pediatr. 74: 5-8.

Beaver, PC, Jung, RC & EW Cupp. 2003.

Parasitología Clínica. 2003. 3° ed.

Masson Doyma México, S.A. México,

DF. 823 pp.

Becerril MA. 2008. Parasitología Médica.

2ª. Ed. Mc Graw Hill/Interamericana

Editores, SA de CV. México. 308 pp.

Botero D. & M. Restrepo. 2005.

Parasitosis humanas. 4° ed. Quebecor

Word, Bogota, Colombia. CIB. 235-237

pp.

Brito T. 2006. Diagnóstico laboratorial

da Giardia lamblia. Saúde & Ambiente

em Revista, Duque de Caxias. 1: 18-

25.

Brooke MM & Melvin DM. 1984.

Morphology, of Diagnostic Stages of

Intestinal Parasites of Humans. Center

for Disease Control, Atlanta, GA. HHS

Publication CDC N° 84-8116. 30 pp.

Dawson D. 2005. Foodborne protozoan

parasites. International Journal of

Food Microbiology, 103:207-227.

Eligio-García L, A Cortes-Campos, S Cota-

Guajardo, S Gaxiola E Jiménez-

Cardoso. 2008. Frequency of Giardia

intestinalis assemblages isolated from

dogs and humans in a community

from Culiacan, Sinaloa, Mexico using

ß-giardin restriction gene. Vet

Parasitol. 156:205-209.

Garcia, LS. 2001. Diagnostic Medical

Parasitology. 4° ed. American Society

for Microbiology. ASM Press.

Washingthon, DC. Pp. 329-362.

Garcia LS, RY Shimizu & CN Bernard.

2000. Detection of Giardia lamblia,

Entamoeba histolytica/Entamoeba

dispar, and Cryptosporidium parvum

Antigens in human fecal specimens

using the Triage Parasite Panel

Enzyme Immunoassay. J. Clin-

Microbiol. 3337-3340.

Hunter PR & RCA Thompson. 2005. The

zoonotic transmission of Giardia and

Cryptosporidium. Invited review. Int J

Parasitol. 35:1181-1190.

Katanik MT, SK Schneider, JE Rosenblatt,

GS Hall & GW Procop. 2001.

Evaluation of ColorPAC

Giardia/Cryptosporidium Rapid Assay

41

and ProSpecT

Giardia/Cryptosporidium Microplate

Assay for Detection of Giardia and

Cryptosporidium in Fecal Specimens. J.

Clin. Microbiol. 39: 4523-4525.

Luján Hugo D. 2006. Giardia and giardiasis.

Medicina (B. Aires). 66:70-74

Monis PT, SM Caccio & RCA Thompson.

2009. Variation in Giardia: towards a

taxonomic revision of the genus. Trends

in Parasitology. 25:93-100.

Ortega-Pierres G, HV Smith, S Cacciò, RC

Thompson. 2009. Review. New tools

provide further insights into Giardia and

Cryptosporidium biology. Trends in

Parasitology. 25:410-416.

Pajuelo CG, RD Luján, PB Paredes & CR

Tello. 2006. Aplicación de la técnica de

sedimentación espontánea en tubo en el

diagnóstico de parásitos intestinales. Rev

Mex Patol Clin. 53: 114-118.

Ponce-Macotela M, GE Peralta-Abarca &

MN Martínez-Gordillo. 2005. Giardia

intestinalis and other zoonotic parasites:

Prevalence in adult dogs from the

southern part of Mexico City. Vet

Parasitol. 131:1-4.

Ponce-Macotela M, MN Martínez, RM

Bermúdez, PM Salazar, G Ortega & PL

Eyd. 2002. Unusual prevalence of the

Giardia intestinalis A-II subtype amongst

isolates from humans and domestic

animals in Mexico. Int J Parasitol. 32:

1201-1202.

Savioli L, H Smith & A. Thompson 2006.

Giardia and Cryptosporidium join the

'Neglected Diseases Initiative'. Trends in

Parasitology. 22:203-208.

Tato Saldivar P & García Yáñez, Y. 2010.

Prácticas de Laboratorio. Programa

académico de la asignatura de

Microbiología y Parasitología.

Departamento de Microbiología y

Parasitología. Facultad de Medicina,

Universidad Nacional Autónoma de

México.

Uribarren Berrueta T. 2004. Recursos en

Parasitología. Depto. de Microbiología y

Parasitología, UNAM. México, D.F.

http://www.facmed.unam.mx/

marco/index.php?dir_ver=87. Accerso

Marzo 27, 2010.

Youn S, M Kabir, R Haque, & WA Petri.

2009. Evaluation of a Screening Test for

Detection of Giardia and

Cryptosporidium Parasites. J Clin.

Microbiol. 47: 451-452.

42

PRÁCTICA 5

AMIBAS

L. Galaviz Silva

Introducción

Las amibas constituyen el grupo de

parásitos más a menudo asociado con

diarreas, dolor abdominal, colitis, etc.

Dentro de este grupo destacan los que

pertenecen al Infrareino Sarcomastigota,

Filum Amebozoa del género Entamoeba. E.

histolytica es un organismo implicado en el

síndrome de diarrea del viajero

(antecedentes de viajes a zonas endémicas)

y constituye el agente etiológico de la

disentería amebiana. Otras especies de

Entamoeba como E. coli no tienen tanta

significación patógena y su detección en

heces indica una contaminación de origen

fecal-oral. Lo mismo ocurre con las especies

del género Endolimax cuya presencia en

muestras fecales carece de interés clínico,

considerándose comensales. Cabe destacar

las amibas de vida libre que viven en el

agua, Naegleria (Filum Percolozoa) y

Acanthamoeba (Amebozoa), que al ser

parásitos accidentales, ocasionan cuadros

clínicos fatales como la meningoencefalitis

amebiana.

Las amibas presentan como órganos de

locomoción pseudópodos (en forma

general), los cuales emite proyectando el

contenido citoplásmico de una región a otra

de la célula. Por ello, a diferencia de los

grupos antes vistos, las amibas no se

pueden reconocer por la forma. Para ello, el

Parasitólogo debe tener en cuenta

solamente la estructura nuclear. En base a

ello, el núcleo presenta un corpúsculo cerca

de la región central llamado endosoma o

cariosoma (carion=núcleo) “sostenido” por

una serie de fibrillas ordenadas radialmente

conocidas como fibrillas acromáticas y una

serie de gránulos de cromatina en la

periferia interior del núcleo.

Del tamaño, forma y disposición del

endosoma, fibrillas acromáticas y gránulos

de cromatina, depende la ubicación

taxonómica de la especie. Las amibas

43

reciben este nombre general porque están

ubicadas en el Filum Amebozoa, por eso, las

encontraremos citadas en la literatura con

nombres tales como sarcodinos o amibas,

más comúnmente. Existen amibas de vida

libre, otras que parasitan invertebrados y

otras más que son específicas de

vertebrados. Algunos ejemplos de núcleos y

fases de desarrollo se esquematizan a

continuación con el objeto de ilustrar el

diagnóstico microscópico tradicional,

aunque cabe aclarar que existen

herramientas disponibles para el

diagnóstico inmunológico (ELISA,

inmunofluorescencia,

inmunocromatografia) y moleculares

(reacción en cadena de la polimerasa, PCR).

Objetivo general

Proporcional al estudiante los

conocimientos prácticos para el diagnóstico

diferencial de las amibas que parasitan al

ser humano. Esta información concuerda

con la teoría de la Unidad B3 (Filum

Amebozoa, Infrareino Sarcomastigota) de la

carta descriptiva de la materia.

Objetivo particular:

Revisar la morfología de las amibas de

importancia clínica al microscopio de luz y

con diferentes técnicas de tinción como son

hematoxilina férrica y tricrómica de Gomorí,

además de los cortes histológicos de tejidos

invadidos, teñidos con hematoxilina y

eosina.

Material

El maestro proporcionará laminillas de

colección de amibas (Entamoeba coli, E.

histolytica, Endolimax nana, Iodamoeba

buetshlii, etc.) en las fases de trofozoíto,

prequiste y quistes, así como también de

ulceras amebianas.

El estudiante proporcionará el material

necesario para dibujo e ilustración de los

protozoarios.

Método

Coloque las laminillas de colección que le

proporcione el instructor en el microscopio

y esquematice los protozoarios en 10X, 40X

y 100X. Coloree según las estructuras.

Identifique la morfología característica de

cada uno y señale con una flecha el nombre

de cada organelo.

Resultados y Discusiones.

En cada una de los esquemas, señale el

nombre del estadio o fase de desarrollo,

estructuras subcelulares, tipo de tejido o

células donde se localiza y la técnica de

tinción. Indique las características

diagnósticas de cada parásito. Esquematice

en 10X, 40X y 100X las laminillas

44

permanentes proporcionadas por el

instructor. Los nombres de las partes

estructurales se consultarán en la literatura.

1. E. histolytica. Trofozoito y prequiste 2. E. histolytica. Metaquiste

con uno y dos núcleos. completamente desarrollado.

3. Corte histológico de amebomas 4. E. coli, Fases de prequiste intestinales.

con 1, 2 y 4 núcleos.

45

5. Fases de trofozoito de E. coli 6. Fase de metaquiste con 8

. núcleos de E. coli.

7. Fase vegetativa de Endolimax nana 8. E. nana. Prequiste con 1 o

2 núcleos y Quiste maduro

46

9. Prequiste de E. hartmanni 10. Quiste maduro de E. hartmanni

Literatura consultada (por el alumno)

47

Bibliografía Araujo J, ME García, O Díaz-Suárez1 y H

Urdaneta. 2008. Amibiasis: Importancia

de su diagnóstico y tratamiento. Mini-

revisión. Invest Clín. 49: 265-271.

Bravo F, E Gotuzzo. 2005. Amebiasis de vida

libre. Presentación de un caso. Lesiones

cutáneas.Dermatol Pediatr Lat. 3: 67-70.

Bonilla-Lemus P, GA Ramírez-Bautista, C

Zamora-Muñoz, MR Ibarra-Montes, E

Ramírez-Flores , MD Hernández-

Martínez. 2010 . Acanthamoeba spp. in

domestic tap water in houses of contact

lens wearers in the metropolitan area of

Mexico City. Experimental Parasitology,

In Press, Corrected Proof.

doi:10.1016/j.exppara.2009.11.019

Centers for Disease Control and Prevention.

2010. Stool Specimens. Centers for

Disease Control and Prevention.

http://www.cdc.gov/ncidod/dpd/parasites/i

ndex.htm Ultimo Acceso Abril 12, 2010.

Cox, FEG. 2004. Modern Parasitology. 2a

Edición. BlackwelI Science Ltd. USA. 276

pp.

da Rocha-Azevedo B, B Herbert, HB

Tanowitz & F Marciano-Cabral. 2009.

Diagnosis of Infections Caused by

Pathogenic Free-Living Amoebae.

Interdiscip Perspect Infect Dis. 2009:

251406.

Fotedar R, Stark D, Beebe N, Marriott D,

Ellis J, Harkness. 2007. Laboratory

diagnostic techniques for Entamoeba

species.Clin Microbiol Rev. 20:511-32.

Lares Villa F, JF de Jonckheere, H de Moura,

A Rechi Iruretagoyena A, Ferreira E, G

Fernández, C Ruíz Matus, GS Visvesvara.

1993. Five Cases of Primary Amebic

Meningoencephalitis in Mexicali, Mexico:

Study of the Isolates. J Clin Microbiol. 93:

685-688.

Garcia Zepeda EA, A. Rojas López, M

Esquivel Velázquez, P Ostoa Saloma.

2007. Regulation of the inflammatory

immune response by the

cytokine/chemokine network in

amoebiasis. Parasite Immunology. 29:

679–684.

Griesemer DA, LL Barton, CM Reese, PC

Johnson, JAB Gabrielsen, D Talwar & GS

Visvesvara. 1994. Amebic

meningoencephalitis caused by

Balamuthia mandrillaris. Pediatric

Neurology. 10:249-254.

Herrera GM, NC Chávez-Tapia, C. Lizardi.

2003. Absceso hepático amibiano. Med

Sur. 10:35-37.

Khan NA. 2009. Acanthamoeba: Biology and

Pathogenesis. Horizon Scientific Press, 1

220 pp.

Khan NA. 2007. Acanthamoeba invasion of

the central nervous system. International

Journal for Parasitology. 37:131-138.

48

Khan NA. 2006. Acanthamoeba: biology and

increasing importance in human health.

FEMS Microbiology Reviews. 30:564-595.

Lares-Villa F. 2001. Free-living amoebae

infections in Mexico. Proc. IX

International Meeting on the Biology

and Pathogenicity on Free-Living

Amoebae. In: S. Billot-Bonef, P.A.

Cabanes, F. Marciano-Cabral, P.

Pernin, E. Pringuez, Editors, Editions

John Libbey Eurotext, Paris pp. 13–18.

Leippe M, H. Bruhn, O Hecht & J

Grötzinger J. 2005. Ancient weapons:

the three-dimensional structure of

amoebapore A. Trends in

Parasitology. 21:5-7

Madarová L, K Trnková, F Soña, K Cyril &

O Margita. 2010. A real-time PCR

diagnostic method for detection of

Naegleria fowleri. Experimental

Parasitology,. In Press, Corrected

Proof.

http://dx.doi.org/10.1016/j.exppara.

2009.11.001.

Melvin DM, Brooke MM. 1982.

Laboratory Procedures for the

Diagnosis of Intestinal Parasites. 3rd

Edition. US Dept. of Health and

Human Services publication no. (CDC)

82-8282. Atlanta (GA): Centers for

Disease Control and Prevention.

Olivos-García A, E Saavedra, E Ramos-

Martínez, M Nequiz, R Pérez-Tamayo.

2009. Molecular nature of virulence in

Entamoeba histolytica. Infection,

Genetics and Evolution. 9:1033-1037.

Schuster FL, GS Visvesvara. 2004.

Amebae and ciliated protozoa as

causal agents of waterborne zoonotic

disease. Veterinary Parasitology. 126:

91-120.

Schuster FL, S Honarmand, GS

Visvesvara, CA Glaser. 2006. Detection

of antibodies against free-living

amoebae Balamuthia mandrillaris and

Acanthamoeba species in a

population of patients with

encephalitis. Clin Infect Dis. 42:1260-

5.

Schuster FL, GS Visvesvara. 2004. Free-

living amoebae as opportunistic and

non-opportunistic pathogens of

humans and animals. Int J Parasitol.

34:1001-1027.

Oddo B D. 2006. Infecciones por amebas

de vida libre. Comentarios históricos,

taxonomía y nomenclatura,

protozoología y cuadros anátomo-

clínicos. Rev. Chil. Infectol. 23:200-

214.

Tanyuksel M & W Petri, Jr. 2003.

Laboratory Diagnosis of Amebiasis.

Clin Microbio Rev. 16: 713-729.

Tato Saldivar P & Y García Yáñez. 2010.

Prácticas de Laboratorio. Programa

académico de la asignatura de

49

Microbiología y Parasitología.

Departamento de Microbiología y

Parasitología. Facultad de Medicina,

Universidad Nacional Autónoma de

México.

Valadez A & C Ximenez. 2005.

Entamoeba histolytica and

Entamoeba dispar: prevalence

infection in a rural mexican

community. Exp Parasitol. 110:327-

30.

Vargas-Zepeda J, AV Gómez-Alcalá, JA

Vázquez-Morales, L Licea-Amaya, JF de

Jonckheere JF & F Lares-Villa. 2005.

Successful Treatment of Naegleria

fowleri Meningoencephalitis by Using

Intravenous Amphotericin B, Fluconazole

and Rifampicin. Arch Med Res. 36:83-86.

Visvesvara GS, FL Schuster. 2008.

Opportunistic free-living amebae, Part II.

Clinical Microbiology Newsletter.

30(21):159-166.

Visvesvara GS, H Moura, FL Schuster. 2007.

Pathogenic and opportunistic free-living

amoebae: Acanthamoeba spp.,

Balamuthia mandrillaris, Naegleria

fowleri, and Sappinia diploidea. FEMS

Immunology & Medical Microbiology.

50(1):1–26.

Uribarren Berrueta, T. 2010. Recursos en

Parasitología. NAEGLERIOSIS,

ACANTHAMOEBOSIS, BALAMUTHIOSIS.

Facultad de Medicina, Depto. de

Microbiología y Parasitología, UNAM.

http://www.facmed.unam.mx/marco/in

dex.php?dir ver=87 Último acceso Abril

12, 2010.

50

PRÁCTICA 6

DIAGNOSTICO COPROPARASITOSCOPICO (CPS)

A. RECOLECCIÓN, CONSERVACIÓN Y CPS INMEDIATO

DIRECTO

Z J Molina Garza

Introducción

El examen coproparasitoscópico (CPS) es el

análisis técnico de laboratorio utilizado para

el diagnóstico clínico de los parásitos

intestinales que consiste en detectar alguna

de las etapas del desarrollo que son

características de cada protozoos o

helminto. En el grupo de los protozoarios se

ubican los quistes o trofozoitos de los

entoflagelados (ento=intestino) como

Giardia lamblia y Chilomastix mesnili;

ooquistes de esporozoarios (Isospora,

Sarcocystis, Eimeria), mientras que de los

helmintos se pueden encontrar huevos o

gusanos completos (o proglótides) de

tremátodos, céstodos, nemátodos y

acantocéfalos. El fecalismo al aire libre y

otras situaciones socio económicas como la

falta de drenaje, agua o pavimento facilitan

la propagación de las formas quísticas de un

hospedero a otro. Una vez ingerido el

quiste, la pared externa es destruida por los

jugos gástricos y acidez del estómago,

liberándose los trofozoitos en el duodeno,

los cuales buscan entonces el sitio ideal en

el intestino para alimentarse, crecer y

reproducirse. En las heces recuperadas por

vía natural o con purgantes debe

presentarse atención especial a la zona

donde existe moco o sangre pues aquí

existe mayor probabilidad de detectar

parásitos. En el caso de protozoarios

intestinales la probabilidad de encontrar

trofozoitos o quistes varía según se trate de

heces duras o líquidas. En las primeras

encontraremos solo quistes, y en las

segundas, trofozoitos. En cambio, si la

51

consistencia es intermedia, veremos una

mezcla proporcional de ambas fases.

Quistes Heces duras 100%

100% Heces diarreicas o líquidas

Trofozoitos

Fig. 14. Frecuencia de quistes y trofozoitos en heces duras y líquidas.

Objetivo general

Desarrollar en el estudiante la habilidad de

analizar macroscópica y

microscópicamente, muestras de heces

para examen parasitológico. Este le ayudará

a complementar su formación profesional

como Parasitólogo, capacitándolo para

realizar labores diagnósticas clínicas o de

investigación en el campo de la biología de

los entoparásitos. Esta práctica

complementa los conocimientos teóricos

revisados en la Unidad B2 (Flagelados del

aparato digestivo y urogenital), Unidad B3

(Protozoarios Amebozoa), B4 (puntos 2 al 5;

Toxoplasmosis, Sarcocistosis,

Criptosporidiosis); Unidades C y D

(Tremátodos y Cestodos de importancia

médica) y Unidad E (Nemátodos de

importancia médica).

Objetivos particulares:

1. Desarrollar en el estudiante la

habilidad en los protocolos más

adecuados para la selección y

preservación de muestras de heces

fecales, así como en la elaboración

de preparaciones temporales para

examen en fresco.

2. Conocer y ejecutar, los

procedimientos sobre la realización

de frotis, fijación y tinción para la