UNIVERSIDAD AUTóNOMA METROPOLITANA-IZTAPALAPA DIVISI~N DE CIENCIAS BIOL~GICAS Y DE LA SALUD

DEPARTAMENTO DE BIOLOGÍA ÁREA DE BOTÁNICA ESTRUCTURAL Y SISTEMÁTICA VEGETAL

Servicio Social

Elaboración de preparaciones fijas de material biológico de Angiospermas: monocotiledóneas y dicotiledóneas.

I _ \ c. QU' ?l\oL~,\Pt María Valentina Diego Escobar

Informe Final

15 de diciembre del 2000 -

CONTENIDO

1. Carátula

2. Carta oficial de los asesores

3. Formato del informe de los asesores

4. Resumen del Servicio Social . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 1

5. Presentación del Informe final

. . . . . . e . . . . . . 2 a. Introducción . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .

b. Objetivos. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 2

c. Metodología. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 3

d. Actividades realizadas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 5

e. Objetivos y metas alcanzadas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 5

f. Resultados y conclusiones. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 5

g. Criterios de avaluación . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 7

h. Bibliografia . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 7

4. Resumen del Servicio Social a) Nombre: María Valentina Diego Escobar

Matrícula 96335398 Licenciatura Biología

b) Título del trabajo

ELABORACI~N DE PREPARACIONES FIJAS DE MATERIAL B I O L ~ G I C O DE ANGIOSPERMAS: MONOCOTILED~NEAS Y DICOTILED~NEAS

c) Clave de registro del Servicio Social y fecha de entrega: B02000, 15 de diciembre del 2000.

d) Nombre y adscripción de los asesores Carmen de la Paz Perez Olvera Jacqueline Ceja Romero Profesor titular C Profesor asociado D Departamento de Biologia Departamento de Biología UAMI UAMI

e) Resumen de los objetivos, resultados y conclusiones

El objetivo de este Servicio Social fue elaborar laminillas fijas de alta calidad como apoyo principal en el trabajo de laboratorio de-algunas uu. ee. aa. de las licenciaturas de Biología y Biología Experimental, básicamente en la parte botánica.

El material biólogico procesado fue de: tallo, hoja, raíz, y estructuras reproductoras (flor) de algunas Angiospermas. Sólo, en una especie se trabajo fruto y en otra, epidermis. La selección de los géneros se hizo tomando como base la variación anatómica de las distintas especies, siendo las asesoras las encargadas de esta selección. Se obtuvieron 288 laminillas: 79 de monocotiledóneas y 209 de dicotiledóneas.

Del órgano que mayor número de laminillas se obtuvo fue el tallo, por ser el órgano que se pueden procesar más fácilmente. Las otras estructuras, hoja, raíz y flor, por su tamaño, forma y anatomía son más dificiles de procesar sin embargo, aunque en menor número, se obtuvieron buenas preparaciones de las mismas.

Contar con buenas preparaciones de las distintas estructuras de la planta, es importante para tener un mejor conocimiento de los diversos aspectos de su biología, estando entre los más importantes la observación de su anatomía, que sirve como base en la toma de decisiones taxonómicas, en inferir el tipo de hábitat, auxiliar en el entendimiento de su fisiología, entender la evolución de las distintas estructuras etc., siendo por ello importante, el manejo de las diferentes técnicas de tinción que permitan la elaboración de preparaciones fijas.

Finalmente se comprueba la bondad de la técnica de inclusión en parafina y el protocolo de tinción safranina-verde rápido en el procesamiento de las estructuras de los distintos órganos de este grupo vegetal, así como la conveniencia de ablandar previamente el material que presenta crecimiento secundario con el fin de evitar que se desgarre al cortar.

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5Presentación del informe final

a. Introducción Entre las plantas que habitan la tierra, las Angiospermas o plantas con flores son el

grupo que tiene el mayor número de representantes, habiéndose descrito hasta el momento aproximadamente 300 O00 especies contenidas en 12 O00 géneros(Bo1d et al., 1980).

El taxón es prácticamente cosmopolita, teniendo representantes en una amplia variedad de hábitats, desde xéricos, mésicos y acuáticos, constituyendo la mayor parte de la vegetación de muchas áreas (Bold et al., 1980).

En el grupo se incluyen árboles, arbustos y hierbas, tanto perennes como anuales y bianuales; flotantes, epífitas e incluso parásitas (lámina 1). Su tamaño abarca desde la pequeña lenteja de agua hasta las sequoyas gigantes (Bold et al., 1980).

Presentan una gran variedad de formas reproductoras y vegetativas, producto de las adaptaciones en los distintos hábitats. Esta diversidad morfológica se refleja en su anatomía, siendo este un carácter importante en la diferenciación de los taxa que integran a las angiospermas (Foster & Gifford, 1974).

Para tener un mejor conocimiento de este grupo de plantas, es básico conocer los diversos aspectos de su biología, estando entre los más importantes la observación de su anatomía. Para lo anterior es necesario contar con buenas preparaciones de las distintas estructuras de la planta: hoja, tallo primario y secundario, raíz y estructuras reproductoras (flor), ya que este conocimiento anatómico sirve como base en la toma de decisiones taxonómicas, nos puede ayudar a inferir el tipo de hábitat, auxiliar en el entendimiento de su fisiología: entender la evolución de las distintas estructuras etc., siendo por ello importante el manejo de las técnicas de tinción, que permitan la elaboración de preparaciones fijas.

Existe una gran variedad de literatura relacionada con técnicas anatómicas. Entre los trabajos más tradicionales se encuentran el de Johansen (1940), el de Sass (1958) y el de Gaviño et al. (1972), donde se reportan diversas técnicas para los distintos grupos de plantas, en particular se encuentra la técnica de inclusión en parafina y el protocolo de tinción safranina-verde rápido, que son los que se usaron en el presente Servicio Social, por ser las más conveniente en la elaboración de preparaciones fijas para microscopía óptica.

b. Objetivos El objetivo de este Servicio Social fue elaborar laminillas fijas de alta calidad como

apoyo principal en el trabajo de laboratorio de algunas uu. ee. aa. de las licenciaturas de Biología (Anatomía Vegetal) y Biología Experimental (Histología Vegetal y Organografia Vegetal), básicamente en la parte botánica. El material procesado fue de: tallo primario y secundario, raíz, hoja y estructuras reproductoras (flor) de algunas Angiospermas: monocotiledóneas y dicotiledóneas, seleccionadas con base en su variación anatómica.

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c. Metodología Recolección y preparación de las muestras

El material procesado se obtuvo en los jardines de la UAMIZ y de las salidas de campo de las uu.ee.aa Fitogeografia de México y Sistemática Vegetal, de la Licenciatura de Biología. El material procesado fue: tallo primario y secundario, hoja, raíz. ~ y estructuras reproductoras (flor) de varios grupos de angiospermas: monocotiledóneas y dicotiledóneas. La técnica utilizada fue la de inclusión en parafina.

El material fresco, se cortó en trozos de aproximadamente 5 mm de largo (Fig. l), los cuales se colocaron en frascos con fijador (FAA), durante 48 horas, procurando que el material quedara cubierto completamente (Fig. 2). Transcurrido este tiempo,. se lavó el material con agua corriente hasta eliminar el fijador.

Deshidratación En los mismos frascos, una vez fijado y lavado el material, se inició la

deshidratación de las muestras, usando para ello alcohol terbutilico a distintos grados de concentración: 30, 50, 70, 85, 95 y loo%, haciendo cambios cada 24 horas en cada uno, a excepción del de loo%, del cual se hicieron tres cambios.

Infiltración e inclusión en parafina Para la infiltración en parafina, se fueron agregando poco a poco, pequeñas escamas

de parafina histológica con punto de fusión de 56 a 58 "C cada dos o tres horas durante 2 días (Fig. 3 ) . Para la infiltración los frascos se colocaron en un horno a temperatura de 58" a 60 "C durante un tiempo variable dependiendo de la consistencia del material (Fig. 4).

Una vez que el material quedó infiltrado, se procedió a incluir en pequeños moldes con parafina, en donde se orientaba dependiendo del tipo de corte deseado y se dejo solidificar (Fig. 5).

Cortes Los cubos de parafina fueron colocados en soportes de madera (Fig. 6), para hacer

los cortes en un microtomo de rotación de las diferentes estructuras, de un grosor de entre 15 y 25 micras (Fig 7).

Se obtuvieron listones de parafina con cuatro o cinco cortes, que se colocaron en agua a una temperatura de 55-60 "C. A el agua se le agregó un poco de grenetina con el fin de que la parafina se estire. Después con la ayuda de una aguja o pinzas con punta fina, el listón se colocó sobre un portaobjetos (Fig. 8).

Cada portaobjetos, se marcó con un plumón indeleble anotando el nombre vulgar o científico de la planta, el órgano y el tipo de corte. Posteriormente, con un lápiz de punta de diamante se remarcó la misma información, para evitar confusiones en el manejo del material.

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Desparafinado y 'tinción con safranina Para desparafinar, se colocaron 10 portaobjetos en una canastilla, pasándola, por

xilol (30 min), xilol-alcohol (20 min), alcohol del 100% (20 mill), alcohol del 96% (20 min), alcohol del 70% (20 min), alcohol del 50% (20 min) y alcohol del 30% (20 min) (Fig. 9).

Una vez desparafinados los cortes, se inició el protocolo de tinción, colocandd los portaobjetos en safranina durante 24 horas, pasando este tiempo. se sacaron del colorante y se lavaron con agua destilada hasta quitarles el excedente.

Tinción con verde rápido y montaje Después de la safranina, se agregaron de cinco a diez gotas de alcohol del 30%,

50%, 70% y 96%, dejándolas por espacio de un minuto en cada alcohol. Inmediatamente, se agregó el verde rápido, el cual se dejó de 10 a 25 segundos dependiendo del tipo de órgano. Enseguida se agregaron 2 cambios de un minuto cada uno de alcohol absoluto, a continuación se dejaron en aceite de clavo por cinco minutos. Una vez transcurrido este tiempo, se hicieron dos a tres cambios en xilol de lminuto cada uno (Fig. 10). En esta fase se hizo la observación al microscopio para corroborar la calidad de los cortes (Fig. 1 1). Si éste era de buena calidad se procedía al montaje agregando algunas gotas de resina y se colocaba un cubreobjetos con el cuidado de no formar burbujas.

Limpieza y etiquetado Una vez seca la resina, se limpiaron las laminillas con xilol y se etiquetaron con el

nombre científico, el órgano correspondiente, el tipo de corte y el protocolo de tinción. Finalmente se colocaron en cajas de preparaciones (Fig. 12).

En cuadros se resume las laminillas obtenidas y el nombre del género y/o especie de las plantas

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Lamina l . Grupos estudiados.

METODOLOGiA

Fig. 1 .

b

í I

Fig. 2. Fijación

Corte del material

Fig. 3 . Inicio de 1 a inclusión

F 4. 311 xac :ión de los fiasc el n el hol mo

Fig. 5. Orientación de las muestras dentro de los moldes

Fig. 6. Colocación del bloque en el soporte de madera

Fig. 8. Obtención del listón en el portaobjetos

Fig. 7. Corte con :I microtomo de rotación

Fig. 9. Desparafinado

1 O. Tinción

Fig. 11 . Observación de la muestra

3g. 12. Limpieza y etiquetado de las laminillas

d. Actividades realizadas

Cuadro l. Calendario de las actividades realizadas

Deshidratación

X X X X X Elaboración de cortes

X X X X X Inclusión en parafina

X X X X X

Desparafinado X X X

X X X Montaje

X X X Tinción

X

Elaboración del X X informe

e. Objetivos y metas alcanzados El objetivo de este Servicio Social fue la elaboración de laminillas fijas de algunas

Angiospermas: Monocotiledóneas y Dicotiledóneas de alta calidad. En total se obtuvieron 288 de las 80 programadas en el anteproyecto (Cuadro 2).

Cuadro 2. Laminillas obtenidas. ANGIOSPERMAS

Monocotiledóneas 1 Dicotiledóneas 79 209

f. Resultados y conclusiones El material biológico procesado fue de: tallo, hoja, raíz y estructuras reproductoras

(flor) de algunas Angiospermas. Sólo en una especie se trabajo fruto y en otra epidermis. Se obtuvieron 288 laminillas: 79 de monocotiledóneas y 209 de dicotiledóneas.

Los resultados se resumen en los cuadros 3 y 4. El material de algunas de las laminillas obtenidas se ilustra en las figuras de la 13 a la 23.

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Cuadro 3. Laminillas de monocotiledóneas Monocotiledóneas

Géneros I Tallo I Hoja I Raíz I Estructuras I Epidermis reproductoras

Gibasis sp. 7 KniDofia SD.

7 . 9 5 3 1 J 1

Monstera deliciosa I 3 7 4 Xanthosoma SD.

6 1 I I

Zantedeschia sp. 4 6 1 5 , 8 Zea mavs

5

Cuadro 4. Laminillas de dicotiledóneas

I Taraxacum oficinale

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Conclusiones

1.

2.

3.

4.

5.

6.

El órgano del que mayor numero de laminillas se obtuvieron fue el tallo primario y secundario ya que su anatomía permite se procese más fácilmente.

Los otros órganos: hoja, raíz y estructuras reproductoras fueron más dificiles de procesar debido a su forma, tamaño y anatomía, sin embargo, aunque pocas. se obtuvieron buenas preparaciones de los mismos.

Es conveniente ablandar previamente el material que presenta crecimiento secundario avanzado con el fin de evitar se desgarre al cortar.

Se obtuvo un mayor número de laminillas de dicotiledóneas, ya que la variación y el número de especies del grupo es mayor que el que se presenta en las monocotiledóneas.

Contar con buenas preparaciones de las distintas estructuras de la planta, es importante para tener un mejor conocimiento de los diversos aspectos de su biología, estando entre los más importantes la observación de su anatomía, que sirve como base en la toma de decisiones taxonómicas, en inferir el tipo de hábitat, auxiliar en el entendimiento de su fisiología, entender la evolución de las distintas estructuras etc., siendo por ello importante el manejo de las diferentes técnicas de tinción , que permitan la elaboración de preparaciones fijas.

Finalmente se comprueba la bondad de la técnica de inclusión en parafina y el protocolo de tinción safranina-verde rápido en el procesamiento de las estructuras de los distintos órganos de este grupo vegetal.

g. Criterios de evaluación - Cumplimiento de los objetivos en los tiempos señalados - Obtención de laminillas de alta calidad - Entrega del informe final

Agradecimientos

especies y al Sr. Jorge Lodigiani la toma y procesado del material fotográfico. La alumna agradece al maestro Francisco Medrano la identificación de algunas

h. Bibliografía Bold, H. C.; C. J. Alexopoulos. y T. Delevoryas. 1980. Morphology of the plants and hngi.

Foster, A. S. y E. M. Gifford, Jr. 1974. Comparative morphology of vascular plant. 2a ed.

Gaviño, G., J. C. Juárez y H. H. Figueroa. 1972. Ténicas biológicas selectas de laboratorio

Johansen, D. A. 1940. Plant microtechnique. McGraw-Hill. Nueva York. 523 p. Sass, J. E. 1958. Botanical microtecnique. 3a ed. College Press. Iowa. 228 p.

4”. ed. Harper International. EUA. 819 p.

W.H. Freeman. San Francisco. 751 p.

y de campo. Limusa-Wiley, S. A. México. 251 p.

fotografías de los órganos

de algunas de las laminillas obtenidas

Fig 13. Vainas de Zea mayz (maíz)

Fig. 14. Hoia de Zea mayz (maíz)

Fig 1 5. Hoja de Carpobrutus edulis (crasulácea)

Fig. 16. Hoja de Nerium oleander (laurel)

Fig. 17. Tallo de Tagetes erecta (cempaxúchitl)

Fig. 18. Tallo de Helianfhus annuss (girasol)

Fig. 19. Tallo de Knipofia sp. (bandera española)

Fig. 20. Tallo de Solanum salviifolium (hierbamora)

RAÍZ

Fig. 2 1. Raíz de Monstera deliciosa (piñanona)

ESTRUCTURAS REPRODUCTORAS

Fig. 22. Ovario de Datura sp. (floripondio)

Fig. 23. Embrión Solanum salviifolium (hierbamora)