Memorias del XXXI Encuentro Nacional de la AMIDIQ 4 al 7 de Mayo de 2010, Huatulco Oaxaca

© 2010 Academia Mexicana de Investigación y Docencia en Ingeniería Química AMIDIQ

PRODUCCIÓN DE PECTINASAS POR FERMENTACIÓN EN

ESTADO SÓLIDO UTILIZANDO RESIDUOS AGROINDUSTRIALES

J. Villalpando

a, S. Jaubert

a, J. Cordova

b, D. Ibarra

c, L. Amaya

c, J.C. Mateos

c, D. Díaz

c, J. Rodriguez

c, y

E. Herrera*c

a Posgrado en Ciencias Biológico Agropecuarias. Universidad Autónoma de Nayarit, Km 9 carretera Tepic-Vallarta, Tepic

Nayarit. bDepartamento de Ingeniería Química, Universidad de Guadalajara. MarcelinoGarcía Barragán 1421, 44430,

Guadalajara Jalisco, México. c

Departamento de Biotecnología Industrial. Centro de Investigación y Asistencia en Tecnología y Diseño del Estado de

Jalisco A.C. Av. Normalistas 800, 44270, Guadalajara Jalisco, México, eherrera@ciatej.net.mx,

Resumen

El desarrollo de bioprocesos y productos mediante fermentación en estado sólido ha mantenido un

creciente interés en los últimos años. Diversas investigaciones se realizan en este tema

fundamentalmente, dedicadas al enriquecimiento proteico de los residuos agroindustriales de la

producción azucarera y alimenticia. Actualmente han sido desarrolladas mejores tecnologías con el

propósito de lograr el aprovechamiento y degradación de desechos agrícolas mediante procesos

fermentativos de bajo costo y alto rendimiento. Las pectinasas son enzimas que se utilizan ampliamente

a nivel industrial con aplicaciones como clarificación de jugos y vinos, producción de papel, extracción

de aceites, entre muchas otras. Es deseable encontrar nuevas fuentes de producción de petinasas a

partir de residuos agroindustriales. En este trabajo se reportan resultados previos sobre la producción de

pectinasas en fermentación de estado sólido utilizando como sustrato residuos de cáscara de mango y

como soporte bagazo de caña.

Palabras clave: Fermentación de estado sólido; pectinasa; residuos agroindustriales.

1. Introducción

El Estado de Nayarit es el principal productor de Mango de México aportando casi el 19% de la

cosecha nacional, seguido por estados como Guerrero, Oaxaca, Michoacán, Veracruz, Sinaloa y Jalisco

entre otros. La producción de mango en el Estado de Nayarit en el año 2006 fue de 1’408,527 toneladas

[1]. No obstante, en el Estado de Nayarit se generan anualmente más de 5000 toneladas de residuos de

cáscara de mango. Por lo tanto el aprovechamiento del bagazo de caña y la cáscara de mango para la

producción de metabolitos de interés alimentario o comercial tales como enzimas sería de especial

importancia para el estado de Nayarit. La fermentación en estado sólido es un proceso en el cual se

reproducen microorganismos en materiales sólidos húmedos. Actualmente han sido desarrolladas

mejores tecnologías con el propósito de lograr el aprovechamiento y degradación de desechos agrícolas

mediante procesos fermentativos de bajo costo y alto rendimiento. La fermentación de medio sólido

presenta las siguientes ventajas en comparación con la fermentación en medio líquido: 1) una elevada

productividad de enzimas, 2) mejor oxigenación, 3) mayor estabilidad del producto, 4) bajos costos

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operativos y de capital de inversión, 5) disminución de volúmenes de operación, 6) equipos y medios

de cultivo sencillos, 7) procesos de recuperación más fáciles, 8) bajos efluentes acuosos, 9) la

posibilidad de utilizar directamente los sólidos fermentados como alimentos, 10) su operación requiere

de tecnologías sencillas y económicas y 11) los subproductos agroindustriales sólidos pueden ser

utilizados como medios de cultivo para la obtención de productos (enzimas) de alto valor agregado [2,

3].

Las sustancias pécticas son polisacáridos ácidos complejos, que están localizados principalmente en la

matriz de la pared primaria y laminilla media de plantas superiores. Actúan como controladoras de la

porosidad y difusión pasiva de diversos solutos y participan en la regulación de los procesos de

elongación y absición [4]. Las sustancias pécticas han sido consideradas como aquellos polisacáridos

ácidos de los tejidos vegetales que son extraídos con agua caliente, ácido diluido u oxalato de amonio y

otros agentes quelantes [5]. Estas características de solubilidad han permitido clasificar las sustancias

pécticas en: pectina soluble en agua, la cual puede ser extraída del tejido vegetal con agua caliente o

soluciones salinas diluídas; pectina soluble en agentes quelantes, que se extrae con soluciones de

EDTA, CDTA, hexametafosfato, imidazol, etc., y protopectina que se solubiliza por calor en presencia

de ácido o álcali [6].

Las enzimas pectolíticas se han aplicado en la industria de bebidas y alimentos por más de 60 años. La

fuente principal de su producción son hongos del género Aspergillus [7]. Este microorganismo, como

otros, produce diferentes enzimas pécticas en respuesta a las condiciones de cultivo, obteniéndose al

final de la fermentación un cultivo que contiene una mezcla compleja de enzimas que degradan tanto

pectina como otros polisacáridos de la pared celular. La aplicación más tradicional de las pectinasas, es

en la clarificación de jugos. El jugo que resulta luego del prensado de la fruta, por ejemplo de manzana

o uva, es turbio debido a la presencia de fragmentos de pared celular y a complejos formados por

proteínas positivamente cargadas rodeadas de una capa de pectina con carga negativa. Otro proceso de

gran interés es la maceración, cuyo objetivo es degradar la laminilla media del tejido vegetal para

producir células libres relativamente intactas [8]. Dicho proceso fue originalmente desarrollado para

obtener bebidas viscosas, turbias y con pulpa, llamada néctares. Algunas de las frutas usadas para estos

productos son las peras, duraznos, chabacano, papaya, maracuyá y guayaba.

A través de la acción combinada de pectinasas y celulasas se puede lograr la degradación completa de

la pared celular dando lugar a la lisis y la consiguiente liberación del jugo celular. Este proceso

conocido como licuefacción se aplicó a la producción de jugos de frutas difíciles de filtrar como

mango, plátano o guayaba. Este proceso presenta una restricción importante, el uso de celulasas

purificadas en la elaboración de alimentos no es aceptado por las agencias regulatorias. Un proceso

alternativo muy difundido es el llamado licuefacción del bagazo, que involucra el prensado de la pulpa

y la obtención de jugo y el respectivo bagazo. Luego el bagazo se diluye en agua, se licuefacciona y se

vuelve a filtrar obteniéndose un segundo jugo. Esta alternativa es corrientemente empleada en la

elaboración de jugos de manzana y piña. Además de los procesos mencionados, las pectinasas son

empleadas como auxiliares tecnológicos en alimentos, para el desgomado y biorefinado (bioscouring)

de fibras textiles, producción de papel, tratamiento de madera, alimentación animal, producción de

detergentes y tratamiento de aguas residuales [9, 10]. Son también empleadas como herramientas

analíticas en fitoquímica, en particular en estudios sobre la estructura de la pared celular vegetal,

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química de polisacáridos, y para la producción de oligosacáridos y polisacáridos con propiedades

farmacológicas [11].

2. Metodología

Se recolectaron residuos de cáscara de mango Tommy Atkins del Estado de Nayarit. A la cáscara de

mango en forma de pellet se le dio tres tratamientos térmicos de secado (50°C, 60°C y 70° C). El

hongo productor de pectinasas fue Aspergillus awamori. Se realizaron tres cinéticas de producción

denominadas FES-1, FES-2 y FES-3 en un fermentador de estado sólido de columnas. Las condiciones

de fermentación para la FES-1 fueron pellet a 50°C y bagazo de caña (50%-50%), inoculo con 1.3x107

esporas/ml y humedad del 75%. Para la FES-2 pellet a 60°C y bagazo de caña (50%-50%) inoculo de

1.1x107 esporas/ml y humedad del 75% y para la FES-3 pellet a 70° y bagazo de caña (50%-50%),

inoculo de 1.9x107 esporas/ml y humedad del 75%. La temperatura de la fermentación se ajustó a 30°C

y se dejó fermentar durante 5 días. Las muestras se tomaron cada 24 horas. La actividad de pectinasa de

los extractos, se determinó utilizando el método de DNS [12], para la medición de azúcares reductores

liberados por la actividad de pectinasa. Para la caracterización bioquímica de los extractos, se

determinaron los pH óptimos (3.6, 4.5, 5.0, 6.0 y 6.5), y las temperaturas óptimas (35°C hasta 70°C),

además de la termoestabilidad a 50, 60 y 70°C (cada 30 min.).

3. Resultados y Discusión

A partir de la fermentación en estado sólido con bagazo de caña y cáscara de mango deshidratado como

fuente de carbono y soporte para el hongo Aspergillus awamori, se obtuvieron los extractos

enzimáticos cada 24 h hasta completar un tiempo de fermentación de 120 h. Se determinó la actividad

enzimática a diferente pH y temperatura. Los resultados de estas pruebas se reportan en la tabla 1. El

pH óptimo encontrado fue de 4.5, 6.0 y 4.5 para los extractos de la FES-1, 2 y 3, respectivamente. Con

respecto a las temperaturas óptimas, las mejores actividades se detectaron a los 60°C, 50°C y 45°C para

los extractos de la FES-1, 2 y 3, respectivamente.

Tabla 1. Actividad enzimática a pH y temperaturas óptimas FES-1 FES-2 FES-3

Pellet 50 °C Pellet 60°C Pellet 70°C

pH óptimo

4.5 (UI/ml)

Temp. óptima

60 °C (UI/ml)

pH óptimo

6.0 (UI/ml)

Temp. óptima

50 °C (UI/ml)

pH óptimo

4.5 (UI/ml)

Temp. óptima

45 °C (UI/ml)

24 h 0.299 0.197 0.142 0.149 0.638 1.496

48 h 0.775 0.000 0.153 0.240 0.662 0.874

72 h 0.909 0.373 0.044 0.137 0.353 0.374

96 h 0.436 0.247 0.085 0.083 0.319 0.342

120 h 0.946 0.839 0.081 0.100 0.276 0.309

4. Conclusiones

De acuerdo a los primeros resultados obtenidos de las cinéticas enzimáticas, la máxima actividad de la

pectinasa se obtiene dentro de las primeras 48 horas de iniciada la fermentación, posteriormente no

existe un incremento significativo de la actividad. Con estos resultados previos hemos iniciado una fase

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de optimización de las condiciones de la fermentación para incrementar la producción de la actividad

de pectinasas.

Agradecimientos

A CONACYT y al Fondo Mixto Nayarit, por el apoyo otorgado al proyecto 92071.

Referencias

1 SAGARPA, (2006). Superficie sembrada y cosechada volumen y valor de producción agrícola por

tipo de cultivo y principales cultivos, Nayarit.

2 Castilho, L.R., Polato, C.M.S., Baruque, E.A., Sant'Anna Jr, G.L. & Freire, D.M.G. (2000).

Economic analysis of lipase production by Penicillium restrictum in solid-state and submerged

fermentations. Biochem. Eng. J. 4, 239-247

3 Holker, U., Hofer, M. & Lenz, J. (2004). Biotechnological advantages of laboratory-scale solid-state

fermentation with fungi. Appl Microbiol Biotechnol , 64, 175-186

4 Jarvis, M.C. (1984) Structure and properties of pectin gels in plant cell walls. Plant Cell Environ,

7:153-164.

5 Rolin, C.; Nielsen, B.U. y Glahn, P.-E. (1998) Pectin. In: Polisaccharides. Structural diversity and

function versatility. S. Dumitriu (Ed.). Mercel Dekker: New York. pp: 377-431

6 Van Buren, J.P. (1991) Function of pectin in plant tissue structure and firmness. In: The Chemistry

and Technology of Pectin. Walter, R.H. (Ed.) San Diego:Academic Press, Inc. pp: 1-22.

7 Voragen, A.G.J. y Pilnik, W. (1988) Pectin-degrading enzymes in fruit and vegetable processing. En

Biocatalyisis in Agricultural Biotechnology. Ed. Whitaker, J.R. y Sonnet, P.E. ACS Symp. Series

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8 Pilnik, W. and Romboust, F.M. (1981) Pectic enzymes. In: Enzymes an Food Processing. Birch,

G.G.; Blakebrough, N.; Parker, K.J. (Eds). London: Appl. Sci. Publishers Ltd. pp 105-128.

9 Shivakumar, P.D.; Nand, Krishna (1995) Anaerobic degradation of pectin by mixed consortia and

optimization of fermentation parameters for higher pectinase activity. Lett. Appl. Microbiol.,

20:117-119.

10 Hoondal, G.S.; Tiwari, R.P.; Dahiya, N.; Dahiya, N. and Beg, Q.K. (2002) Microbial alkaline

pectinases and their industrial applications: a review. Applied Microbiology Biotechnology,

59409:409-418

11 Yamada, H. (1994) Pectic polysaccharides from chinese herbs: structure and biological activity.

Carbohydrate Polymers, 25:269-276.

12 Miller, G.L, 1959, Use of Dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugars. Anal

Chem, pp. 426-428

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