Cultivo in vitro de hojas Violeta Africana (Saintpaulia ionantha) para la inducción a organogénesis directa.

Mosquera D. Katherine1

Laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales, Carrera de Ingeniería en Biotecnología, Departamento de Ciencias de la Vida, Escuela Politécnica del Ejército, Sangolquí-Ecuador

RESUMEN

En el presente trabajo se estudió el desarrollo de organogénesis directa en violeta africana (Saintpaulia ionantha) para la obtención de brotes. La metodología utilizada durante este estudio consistió en tomar explantes de hoja de Saintpaulia ionantha, los cuales fueron desinfectados con una solución al 1% de detergente más tres gotas de Tween durante 20 minutos y una solución de cloro al 0,5% más 3 gotas de Tween durante 10 minutos. Para la siembra se utilizó medio MS enriquecido con: 0.8mg/L de tiamina, 0.2mg/L de KIN, 2mg/L de AIA, 20g/L de azúcar y 7.5g/L de agar. Después de una semana de incubación en luz natural y a temperatura ambiente se observó la presencia de contaminación fúngica en uno de los frascos utilizados en este ensayo.

INTRODUCCIÓN

Las plantas ornamentales han sido de interés para el hombre desde tiempos antiguos, para la ornamentación de casas, parques y otros lugares; además, de su valor ornamental estas plantas proporcionan bienestar social y psicológico (Pereira, C. et al., 2004).

La violeta africana (Saintpaulia ionantha) fue descubierta por el Barón Walter von Saint Paul-Illaire en Tanganyika (ahora Tanzania) en 1892, quien envió las semillas a su padre en Alemania, un botánico aficionado. Fue cultivada por primera vez como planta de interior y actualmente es una de las plantas de flor de interior más populares (Pasqual, M. et al. 1996).

Inicialmente se reproducía por semilla o, sobre todo, por esqueje foliar. Hoy la forma más habitual de reproducirla es el cultivo in vitro de secciones de peciolo (Bianchini, F. & Pantano, A. 1991.).

La obtención de plantas cultivadas in vitro surge como una alternativa para la producción a gran escala de material vegetal de alta calidad genética y fitosanitaria en cortos periodo de tiempo, respondiendo de esta forma a las demandas de los productores (Pereira, C. et al., 2004). Estas plantas resultan libres de gérmenes patógenos e incluso es posible eliminar virus endémicos (García, L. et al., 2002).

La regeneración in vitro de plantas mediante organogénesis directa es altamente deseable en los trabajos de micropropagación y de conservación de germoplasma. Mediante este proceso se da la formación de brotes adventicios o de raíz a partir de un explante de un órgano, los explantes más utilizados para este procedimiento son partes de la plantas con rudimentos de yemas o potencial para producción de meristemos adventicios,

este proceso no implica la formación de callo (Roca, W. y Mroginski, L. 1993).

El objetivo del presente trabajo fue inducir organogénesis directa en explantes tomados de las hojas de violeta africana (Saintpaulia ionantha) utilizando medio MS enriquecido con ciertos reguladores de crecimiento, para la obtención de brotes.

METODOLOGÍA Muestreo

Como material experimental se utilizaron hojas (incluyendo el peciolo) de violeta africana (Saintpaulia ionantha), tomando en cuenta que las muestras presenten buen color y aspecto en general.

Desinfección del explante

Se lavó las muestras con agua corriente para retirar todas las impurezas, frotando el haz y el envés con las manos. Posterior a esto se las sumergió en una solución al 1% de detergente más tres gotas de Tween 20 durante 20 minutos en agitación. Se enjuagó las muestras, dos veces con agua destilada y una con agua estéril, se eliminó el agua y se las sumergió en una solución de cloro al 0,5% más 3 gotas de Tween 20, durante 10 minutos más en agitación. Finalmente se procedió a realizar tres lavados con agua estéril dentro de la cámara de siembra.

Siembra e Incubación

Después de realizados los tres lavados dentro de la cámara, se colocaron los instrumentos metálicos sobre la superficie, se aspergearon con etanol 90% y se flamearon. Se colocó la muestra sobre la superficie estéril, después de lo cual se procedió a realizar cortes pequeños en forma de cuadrado (>1cm), tomando en cuenta que se hayan eliminado tejidos necrosados. Los explantes fueron sembrados en frascos con medio MS ajustado a un pH de 5.7–5.8 y enriquecido con 0.8mg/L de tiamina, 0.2mg/L de KIN, 2mg/L de AIA, 20g/L de azúcar y 7.5g/L de agar, en el primer recipiente se colocaron dos explantes con el haz en contacto con el medio y en el segundo recipiente se colocaron dos explantes con el envés en contacto con el medio. Se incubó en luz natural y a temperatura ambiente durante una semana, después de lo cual se observaron los resultados obtenidos.

RESULTADOS

Figura 1. La figura muestra: A) Ausencia total de contaminación en el frasco en el que los explantes fueron colocados con el envés en contacto con el medio y B) Presencia de contaminación fúngica en el frasco en el que los explantes fueron colocados con el haz en contacto con el medio.

Tabla 1. La tabla muestra en cantidades la contaminación que existió en los medios de cultivo y explantes de hojas de violeta africana (Saintpaulia ionantha), obteniendo como resultado contaminación fúngica en uno de los explantes que fueron colocados con el haz en contacto con el medio.

Contaminación bacteriana (No. de explantes

contaminados)

Contaminación fúngica (No. de explantes contaminados)

Frasco 1 (envés en contacto con el medio)

0 0

Frasco 2 (haz en contacto con el medio)

0 1

Tabla 2. La tabla muestra en porcentajes la contaminación que existió en los medios de cultivo y explantes de hojas de violeta africana (Saintpaulia ionantha), obteniendo como resultado contaminación fúngica en el 50% de los explantes que fueron colocados con el haz en contacto con el medio.

Contaminación bacteriana (Porcentaje de contaminación)

Contaminación fúngica (Porcentaje de contaminación)

Frasco 1 (envés en contacto con el medio)

0% 0%

Frasco 2 (haz en contacto con el medio)

0% 50%

DISCUSIÓN

La contaminación microbiana, principalmente por hongos es una de las limitantes en el éxito del establecimiento aséptico de los cultivos in vitro. La presencia de microorganismos contaminantes ocurre principalmente cuando la planta donante crece directamente en el campo y está expuesta a plagas, enfermedades, polvo y otros agentes, sin ningún tipo de control ambiental (Ramírez-Villalobos, M. y Salazar, E. 1997).

Danby et al. (1994) y Alvarado, Y. (1998) citaron a los géneros Cladosporium, Aspergillus, Penicillium, Curvularia y Fusarium como los microorganismos fungosos más comúnmente introducidos al cultivo de tejidos.

Este tipo de contaminación se favorece por las características anatómicas propias de la violeta africana (Saintpaulia ionantha) como la presencia de pelos en las hojas que impiden la penetración de los desinfectantes lo cual dificulta la eliminación de contaminantes como el polvo, bacterias,

esporas de hongos y otros (Barker, P.et al., 1979) o puede deberse a técnicas inadecuadas de trabajo del operador (Alvarado, Y. 1998).

Estos resultados corroboraron el criterio de que para el establecimiento de material vegetal en condiciones in vitro se requiere de la existencia de un banco de donantes que garantice su calidad fitosanitaria (Jiménez, E. 1998), a pesar de ello cabe mencionar que no existió la presencia de contaminación bacteriana en este ensayo.

También es importante citar que existió un 100% de viabilidad en los explantes, pero hay que tener en cuenta que a futuro puede presentarse ennegrecimiento del tejido y necrosis. Para evitar estos inconvenientes es recomendable disminuir la intensidad de luz, agregar antioxidantes al medio y al explante, subcultivar con frecuencia, incrementar las sales de calcio, reducir el nivel de nitrato en el medio y sumergir el explante en medio líquido por un día (Swartz, H. y Lindstrom, J. 1986).

CONCLUSIONES

Se determinó que la contaminación fúngica tuvo una incidencia del 25% en la inducción de organogénesis directa utilizando explantes tomados de las hojas de violeta africana (Saintpaulia ionantha) y que los contaminantes fungosos predominaron sobre otros grupos microbianos.

Los resultados obtenidos en este trabajo indican la necesidad de atender esta problemática en el cultivo in vitro de plantas y de desarrollar estrategias para su control, como la utilización de muestras producidas en condiciones in vitro.

BIBLIOGRAFÍA

1 Alvarado, Y. 1998. “Contaminación microbiana en el cultivo in vitro de plantas”. En: Pérez Ponce, J.N. (Ed), Propagación y Mejora Genética de Plantas por Biotecnología. Instituto de Biotecnología de las Plantas. Santa Clara, Cap 5 pp 81-104

2 Baker, P. Fossard, R. y Bourne, R. 1979. “Progress towards clonal propagation of Eucalyptus species by tissue culture techniques”.

3 Bianchini, F. y Pantano, A. 1991. “Tudo verde, Guía de plantas e flores”. Sao Paulo: Mehloramentos. 135 p.

4 García, L. et al. 2002. “Desarrollo de yemas adventicias en banano (Musa sp.) cv. Gran Enano (AAA)”. Biotecnología Vegetal, 2: 47-49.

5 Jiménez, E. 1998. “Cultivo de ápices y meristemos”. Propagación y mejora genética de plantas por biotecnología. Santa Clara.

6 Pasqual, M. et al. 1996. “Enraizamiento de rotacoes de Violeta Africana (Saintpaulia ionnatha Weld): Efecio da incubacao em acido indolbutirico”. Ciencia e Agrotecnología, 20 (4):462-467.

7 Pereira, C. et al. 2004. “Efeito de la concentracao salina da solucao nutritiva na aclimatacao de plantas micropropagadas de Violeta Africana (Saintpaulia ionnatha Wendl)”. Revista de Biologia e Ciências da Terra 4(2):44-49.

8 Ramírez-Villalobos, M. y Salazar, E. 1997. “Establecimiento in vitro de segmentos nodales de guayabo (Psidium guajava L.)”. Rev. Fac. Agrom. (LUZ). 1997, 14: 497-506

9 Roca, W. Mroginski, L. 1993 “Cultivo de Tejidos en la Agricultura Fundamentos y Aplicaciones”. Colombia.

10 Swartz, H. J. y Lindstrom, J.T. 1986. “Small fruit and grape tissue culture from 1980 to 1985: Commercialization of the technique”. 201-220 p.