GUIA TOXI

UNSCH INGENIERÍA AGROINDUSTRIAL

PRACTICA DE LABORATORIO Nº 01

NORMAS PARA EL RECOJO, PREPARACIÓN Y REMISIÓN DE MUESTRAS PARA EL ANÁLISIS TOXICOLÓGICO

I. OBJETIVOS

I.1 Capacitar al alumno en la obtención de muestras para el análisis toxicológico.I.2 Conocer las normas específicas para la toma de muestras

II. FUNDAMENTO TEÓRICO

Al éxito de la investigación toxicológica se encuentra ligado la calidad y grado de conservación de las muestras que se remitan. Las diversas actuaciones de la Toxicología se determinan el tipo de muestra y la investigación requerida en cada caso. Una vez realizado el recojo de las muestras debe enviarse previamente etiquetado al Laboratorio Toxicológico para su respectivo análisis. Siendo el objetivo fundamental de la toma de muestra obtener una muestra representativa y homogénea.Las muestras deben ser tomadas por personal calificado y debidamente autorizado y entrenado en las técnicas apropiadas.Es necesario tomar medidas para prevenir cualquier contaminación de las muestras durante el transporte al laboratorio, el almacenamiento y las manipulaciones subsiguientes.Para la toma adecuada de las muestras se debe tener en cuenta las siguientes definiciones:

LOTE.- Es una cantidad identificable de productos entregados en un momento determinado que tiene o se supone tiene propiedades comunes o características uniformes tales como el mismo origen, variedad, consignatario, envasador, envase, fecha de vencimiento, composición y otros. Varios lotes pueden tomar una partida.PARTIDA.- Una cantidad de material incluida en un determinado documento de consignación o embarque. Varios lotes de una partida pueden entregarse en diferentes momentos y contener distintas cantidades de residuos de plaguicidas.MUESTRA PRIMARIA.- La muestra tomada de un solo lugar del lote.MUESTRA A GRANEL.- Total de todas las muestras primarias tomadas del mismo lote.MUESTRA FINAL.- La muestra a granel o una parte representativa de ésta que se utiliza con fines de control.MUESTRA DE LABORATORIO.- La muestra final o porciones representativas de ésta que va al laboratorio.

III. MATERIALES Y MÉTODOS

III.1 Materiales

Recipientes para muestreo. Se deben utilizar recipientes limpios, secos y estériles; de boca ancha, con tapa de acero inoxidable u otro material adecuado y con

INGº SAÚL RICARDO CHUQUI DIESTRA TOXICOLOGÍA (TA- 446)

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capacidad para una unidad de muestra (mínimo 250 gramos). Instrumentos para muestreo: pipetas, espátulas, cucharas, tijeras, cuchillos u otros

dispositivos necesarios previamente limpios y si es posible esterilizados. Marcadores, plumones indelebles, papel engomado, etiquetas suficientemente

grandes para anotar los datos. Otros: refrigeradora, estufa esterilizante, alcohol etílico y termómetro.

III.2 Metodología

III.2.1 TOMA DE MUESTRA PARA EL ANÁLISIS TOXICOLÓGICO

Para obtener la muestra de laboratorio se sigue el siguiente procedimiento: Las muestras de cada lote a examinar deberán tomarse por separado Deberán adoptarse precauciones para evitar la contaminación de las muestras desde la

primaria a la del laboratorio. Las muestras primarias deberán ser de tamaño semejante y el peso total de todas las

muestras (muestras a granel) no deberá ser menor al necesario para la muestra final, teniendo e cuenta la provisión de muestras de laboratorio adecuadas.

En el Cuadro Nº 1 se indica el número de muestras primarias a tomar, según el peso del lote. Para productos en botellas, envases u otros recipientes, se puede seguir lo indicado en el Cuadro Nº 2.

Las muestras a granel se forma uniendo y mezclando las muestras primarias. Si la muestra a granel es demasiado grande, la muestra final se obtiene dividiéndola.

Cuadro Nº 1: Toma de muestras de lotes en Kilogramos

Peso del lote en Kilogramos Número mínimo de muestras primarias que han de tomarse

< 5051 – 500

501 – 2000> 2000

351015

Cuadro Nº2: Toma de muestras de lotes en envases, botellas o recipientes

Número de envases Número mínimo de muestras primarias que han de tomarse

1 – 2526 – 100101 – 250

> 250

151015

NOTA: La muestra de laboratorio deberá ser una cantidad de 250 gramos como mínimo.


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III.2.2 ACONDICIONAMIENTO DE LA MUESTRA

La muestra a granel o bruta debe guardarse en recipientes herméticamente cerrados, conservándolos a temperaturas convenientes a fin de retardar las alteraciones en almacenaje y las posibles variaciones de la humedad.Si no se toman medidas para conservarlas, muchas muestras sólidas sufrirán cambios en su composición fisicoquímica por pérdida de materiales volátiles, biodegradación y reacciones químicas (redox).

Para obtener la muestra de laboratorio se debe acondicionar según la naturaleza y características del producto (líquido, semisólido y sólido), de la siguiente forma: A diferencia de las muestras líquidas, que apenas suelen requerir preparación, las

muestras sólidas sí han de ser procesadas muchas veces antes de su análisis. En muestras sólidas la reducción del tamaño de partículas se logra machacando o

moliendo la muestra bruta. Luego se mezclan homogéneamente y se dividen hasta obtener una muestra de laboratorio.

En muestras sólidas para obtener la muestra de laboratorio para su respectivo análisis se aplica el método del cuarteo, que consiste en lo siguiente:

Este proceso consiste en reducir el tamaño de una muestra grande.

A B

C D

(I)(I). La muestra triturada y pulverizada se extiende formando un cuadrado que se divide

en otros cuatro cuadros. Los cuartos B y C se rechazan. Los cuartos A y D se mezclan para dar (II).

E F

G H

(II)

(II). Se opera de manera análoga a (I), rechazando las partes E y H; F y G se mezclan para dar (III).

I J

K L

(III) (III). Se repite el proceso, se rechazan J y K y se mezclan I y L; se continúa así hasta

obtener la cantidad de muestra adecuada para realizar el análisis respectivo.Si los análisis no se realizan en forma inmediata, las muestras deben guardarse en


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recipientes cerrados y en condiciones de almacenaje convenientes (Tº adecuada), además no deben guardarse por mucho tiempo para evitar su descomposición o evaporación

III.2.3 ETIQUETADO Y SELLADO DE LA MUESTRA

Etiquetar los recipientes que contienen las muestras, antes o después de la toma de las mismas, fijar bien las etiquetas a fin de prevenir remoción accidental durante las manipulaciones subsiguientes..

Numerar las muestras y elaborar un reporte incluyendo lo necesario para identificarlas. En situaciones críticas, por ejemplo, cuando el cliente está involucrado en una

dirimencia o es sospechoso de haber ocasionado un brote de intoxicación, es necesario colocar un sello oficial en el recipiente, de preferencia en presencia de personas autorizadas que representen las partes interesadas.

Para el REPORTE DEMUESTREO las muestras deben estar acompañadas por un reporte firmado por la persona responsable del muestreo y por representantes de las partes interesadas, si están presentes. Este reporte debe indicar la siguiente información:

a) INSTITUCION SOLICITANTEb) LUGAR, FECHA Y HORA DE MUESTREOc) MÉTODO DEL MUESTREO (Al azar, por estratificación, etc)d) NOMBRE DEL PRODUCTO (VULGAR Y CIENTIFICO)e) FORMA DE PRESENTACION DEL PRODUCTOf) NATURALEZA Y NÚMERO DE UNIDADES QUE CONSTITUYEN EL LOTE

CON EL CÓDIGO RESPECTIVO Y NÚMERO DE LOTE DE FABRICACIÓN.g) FECHA DE PRODUCCIÓN Y EXPIRACION DEL PRODUCTO. h) LUGAR AL QUE SE DEBE ENVIAR LA MUESTRAi) NOMBRE Y DIRECCIÓN DEL PRODUCTOR, IMPORTADOR O VENDEDOR.j) NOMBRE DEL MUESTREADOR

IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓNIndique sus resultados y discútalos con la ayuda de la bibliografía

V. CONCLUSIONESPrecise sus conclusiones de acuerdo a los objetivos planteados

VI. CUESTIONARIOVI.1 Explique la importancia que tiene la toma adecuada del muestreo, del

transporte y almacenamiento de las muestras.VII. BIBLIOGRAFÍA

VII.1 PEARSON, D. 1989. Técnicas de Laboratorio en el Análisis de Alimentos. Edit. ACRIBIA. Zaragoza. España.

VII.2 RUBINSON, K. 2001. Análisis Instrumental. Pearson Educación. USA.



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CONTROL DE CALIDAD DEL AGUA

I. OBJETIVOS

I.1 Evaluar la calidad de los diferentes tipos de aguaI.2 Descartar la presencia de tóxicos químicos y metálicos en el agua.


El agua es una de las sustancias más difundidas y abundantes del planeta Tierra. Es parte integrante de la mayoría de los seres vivientes tanto animales como vegetales, y está presente en cantidad de minerales.Apropiadamente se le denomina “el solvente universal” y es un raro caso de sustancia que está presente en nuestro entorno, en los tres estados físicos: gas, líquido y sólido.En el agua podemos encontrar residuo que pueden afectar la salud humana, los cuales pueden ser sólidos, líquidos y/o gaseosos o mezcla de ellos producido por actividades humanas. Los residuos en el agua pueden ser: peligrosos y riesgosos, donde el primero se caracteriza por su toxicidad, biopatogenicidad, corrosividad, reactividad, inflamabilidad y radioactividad y el segundo son aquellos residuos previamente tratados.

DISPONIBILIDAD DE AGUA EN LA TIERRA

En la Tierra hay 1500 millones de Km3 de agua 97% está en los mares y océanos 2% está en los glaciares y zonas polares 0,06% está en los ríos y lagos 0,54% está en las aguas subterráneas Total del agua dulce en la Tierra: 39 millones de Km3

Sólo el 0,12% del agua de la Tierra es apta para ser potabilizada.


III.1 Materiales y reactivos

Materiales Vasos de 100 y 250 mL Pipetas de 1, 5 y 10 mL Tubos de ensayo con gradilla Matraz erlenmeyer de 250 mL Placas petri Estufa Cocina eléctrica pH Metro

Reactivos


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Cloruro de potasio saturado Ácido nítrico 0,1 N Acido acético 1 N Nitrato de plata 0,1 N Hidróxido de calcio 0,1 N Sulfuro de hidrógeno (recién preparado Acido sulfúrico 0,2 N Permanganato de potasio 0,1 N Oxalato de amonio: disolver 3,5 g de O. A. en 20 mL de agua destilada y enrasar a 100

mL Cloruro de bario TS. Pesar 12 g, disolver en agua destilada y enrasar a 100 mL.

III.2 Metodología

Para evaluar la calidad del agua existen dos métodos: FISICO y QUIMICO

III.2.1 METODOS FÍSICOS

A) DETERMINACIÓN DEL pHA 100 mL de muestra problema (agua destilada, potable o de río) agregar 0,3 mL de solución saturada de cloruro de potasio y medir el pH. El cual debe estar comprendido entre 5,0 y 7,0.

b) SÓLIDOS TOTALESEvaporar 100 mL de muestra de agua a 105º C por una hora en una placa petri previamente pesada. El remanente no debe ser mayor a 1 mg (0,001%).

III.2.2 METODOS QUÍMICOS

a) DETECCIÓN DE CLORUROSA 100 mL de agua a analizar añadir 5 gotas de ácido nítrico 0,1 N y luego 1 mL de nitrato de plata 0,1 N. No debe presentar opalescencia, si presenta indica la presencia de cloruros en la muestra.

b) DETECCIÓN DE SULFATOSA 100 mL de muestra añadir 0,1 mL de cloruro de bario, no debe presentar turbidez, si existiera turbidez indica que en el agua hay sulfatos.

c) DETECCIÓN DE CO2

A 100 mL de agua a analizar añadir 25 mL de hidróxido de calcio y observar, si la mezcla presenta una opalescencia indica la presencia de CO2 en la muestra.

d) DETECCIÓN DE CALCIOA 100 mL de agua añadir 1 mL de oxalato de amonio y observar, si la mezcla presenta una opalescencia indica la presencia de calcio en la muestra


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IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓNIndique sus resultados y discútalos con la ayuda de la bibliografía

V. CONCLUSIONESIndique sus conclusiones de acuerdo a los objetivos planteados.

VI. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

VII. CUESTIONARIOVII.1 ¿Qué indica la presencia de cada uno de los iones y sustancias analizadas en

el agua?VII.2 Investigue cuáles son los procedimientos de purificación del aguaVII.3 Escriba las reacciones químicas de los ensayos realizadosVII.4 Describa brevemente como se realiza el tratamiento físico, químico y

biológico de las aguas residuales.




DETERMINACIÓN DE CAFEÍNA EN CAFÉ PROCESADO.

I. OBJETIVOS

I.1 Extraer y cuantificar la cafeína contenida en muestras de café.I.2 Correlacionar el contenido de cafeína con posibles efectos tóxicos.


La cafeína se encuentra no sólo en el café, sino en algunos tés, en el chocolate, en la nuez de kola y en otros alimentos derivados de ellos, por lo que a continuación se incluye una síntesis breve del origen de las fuentes principales.

La leyenda sobre el descubrimiento del café proviene de Arabia: Kaldi el pastor observó que después de haber comido las cerezas del cafeto, sus cabras retozaban con más brío que de costumbre, parecían más activas, más contentas. Kaldi también probó los frutos de la planta e inmediatamente lo embargó la euforia, se puso a bailar y aquella noche durmió menos que de costumbre. Kaldi compartió su hallazgo con uno de sus vecinos, un ferviente seguidor del Corán.

La cafeína fue aislada en 1820. Es el principal alcaloide de la Caffea planta típica del café y del cacao de cuyos granos se elabora el chocolate.

Con respecto al té suele haber una confusión porque en 1827, al ser aislado su principio activo, recibió el nombre de teína. Años más tarde un análisis molecular permitió descubrir que la teína era en realidad cafeína. Este alcaloide también se encuentra presente en el mate argentino y en la nuez de kola usada para preparar las bebidas de cola.


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III.1 MATERIALES Y REACTIVOS Muestras de café o té. Fiolas de 100 ml Probetas de 100 ml Peras de decantación Papel de filtro Embudos Baño maría Centrífuga

Balones con tapón Acetato de zinc Ácido acético Ferrocianuro de potasio Amoniaco KOH al 1% Agua destilada

III.2 METODOLOGÍA

Preparar las siguientes soluciones:

CARREZ 1: Disolver 21,9 g de acetato de zinc deshidratado en agua con 3 ml de ácido acético y enrasar a 100 ml.

CARREZ 2: Disolver en agua 10,6 g de ferrocianuro de potasio trihidratado y enrasar a 100 ml.

Colocar en una fiola de 100 ml, 20 ml de muestra y 60 ml de agua destilada. Homogenizar.

Agregar 5 ml de solución de acetato de zinc (CARREZ 1), mezclar y añadir 5 ml de solución de ferrocianuro (CARREZ 2). Mezclar y enrasar con agua destilada. Dejar en reposo por 5 minutos o más.

Filtrar y/o centrifugar para obtener solución libre de impurezas. Recibir el filtrado o centrifugado en probeta de 100 m l y agregarle 10 ml de amoniaco. Colocar la muestra en balón con tapón y extraer la cafeína mediante la adición de

cloroformo en tres etapas: con 40, 30 y 10 ml de cloroformo. En cada etapa se añade el cloroformo, se agita durante 10 a 15 minutos y se transfiere

al embudo de decantación. Se separa la fase clorofórmica y se continúa la extracción de la otra fase con

cloroformo. Los extractos clorofórmicos de las tres etapas se reúnen en un balón y se lavan con 5

ml de KOH al 1%. Agitar y separar las fases acuosa y clorofórmica. Evaporar el extracto clorofórmico hasta obtener 10 a 15 ml de muestra. Colocar la muestra en placa petri tarada y llevar a estufa a 60°C hasta obtener cristales. Enfriar y pesar los cristales.

IV. RESULTADOS Y DISCUSION


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Calcular el porcentaje de cafeína en la muestra del siguiente modo:

Donde: P1: peso de cristales de cafeína, en gramos M : peso de muestra, en gramos

V. CONCLUSIONES

Indique sus conclusiones de acuerdo a los objetivos planteados

VI. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

6.1 DERACHE, R.- 1990.- Toxicología y seguridad de los alimentos. Ediciones Omega S.A. Barcelona, España

6.2 LINDNER E. 1995 “Toxicología de los Alimentos”. Ed. Acribia. España6.3 PEARSON, E., KIRK, R., SAWYER, R. 1991. “Análisis Químico de Alimentos”. Ed.

CECSA. México6.4 QUITO, M., SALVÁ, B. 1996.- Manual de prácticas de Toxicología de Alimentos.

Copias Mimeo UNA La Molina. Lima. Perú.

VII.CUESTIONARIO

7.1 ¿Investigue que efectos tóxicos tiene la cafeína en dosis mayores a los admisibles?7.2 ¿Qué otros alcaloides tiene el café?


% CAFEINA = (P1/M) x 100

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DETERMINACIÓN DE ÁCIDO FÍTICO EN CEREALES

I. OBJETIVOS

1.1 Determinar la concentración de ácido fítico en cereales y derivados.1.2 Correlacionar el contenido de ácido fítico con posibles efectos tóxicos.

I. FUNDAMENTO TEÓRICO

El ácido fítico se encuentra naturalmente en diferentes alimentos, principalmente en cereales, soya, zanahoria, etc., como un complejo de fitato-mineral-proteína, incluso se ha sugerido que también pueden formar complejos con los carbohidratos. Este compuesto decrece la unión de gastroferrina (Fe++, Fe+++), disminuyendo así la absorción del calcio, magnesio, fósforo, zinc y molibdeno en el intestino. Se ha demostrado que el pan integral puede llegar a contener ácido fítico cuando no se usan levaduras para su elaboración, ya que estos organismos poseen fitasas que se encargan de hidrolizar a los grupos fosfato.

II. MATERIALES Y METODOLOGÍA

MATERIALES Y REACTIVOS

Materia prima: harina de cereales Matraz con tapa de 250 ml Pipetas de 1, 5, 10 y 50 ml Papel de filtro Fiola de 100 Ml y de 1 litro Agitador magnético HCl concentrado Na2SO4

Sal de Mohr Persulfato amónico Äcido sulfosalicílico al 20% Glicina EDTA-Na2 0.01 M (3.7214g/1000

ml) Peróxido de oxígeno Agua destilada

3.2 METODOLOGÍA

Colocar en un matraz con tapón 4 a 15 g de muestra, 40 ml de una solución que contiene 34 ml de HCl concentrado y 50 g de Na2SO4 por litro.

Agitar el matraz fuertemente durante 90 minutos. Luego dejar sedimentar. Colocar 20 ml del sobrenadante en una fiola de 1 000 ml. Agregar 20 ml de

la solución de HCl y Na2SO4, 20 ml de la siguiente solución: 7, 8432 g de Sal de Mohr en agua y 14 ml de HCl concentrado

Oxidar la solución anterior agregando H2O2 en caliente y posteriormente una punta de espátula de persulfato amónico.

Enfriar la mezcla y llevar a 10000 ml con agua destilada. Agregar 20 ml de ácido sulfosalicílico al 20%. Cerrar con tapón atravesado

por un tubo de vidrio. Calentar en baño de agua hirviente por 15 minutos.



Enfriar el frasco con chorro de agua y comprobar la presencia de precipitado blanco de fitato férrico.

Tomar 20 ml de sobrenadante límpido y completar a 200 ml con agua en un vaso. Añadir 0,75 g de glicina para llevar a pH 2.5. Calentar a 70°C.

Titular en caliente y con agitador magnético el exceso de Fe III con EDTA-Na2 0,01M (3,2714 g/1 000 ml) hasta viraje del color rojo-marrón a amarillo claro.

Calcular el % de ácido fítico utilizando la siguiente fórmula:

Donde: v = ml de EDTA-Na2 0.01M gastadosP = Peso de muestra en gramos

III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Reporte sus resultados y realice la discusión respectiva con la ayuda de la bibliografía

IV. CONCLUSIONES


V. BIBLIOGRAFÍA

6.1 CHARLEY, H. 1987. Tecnología de Alimentos. Editorial Limusa, México6.2 CHEFTEL Y CHEFTEL. 1998. Introducción a la Bioquímica y Tecnología de

Alimentos. Vol 2. Ed. Acribia. España6.3 DERACHE, R. 1990. Toxicología y seguridad de los alimentos. Ediciones

Omega S.A. España6.4 LINDNER, E. 1995. Toxicología de Alimentos. Ed. Acribia. España.6.5 SCHMIDT – HEBEL, H. 1986. Tóxicos químicos en alimentos: Avances en su

identificación, previsión y desintoxicación. Editorial Fundación Chile. Chile


% Ácido Fítico = 0.66 (30-v)/P

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DETERMINACIÓN DE ANHÍDRIDO SULFUROSO

I. OBJETIVOS1.1 Determinar el contenido de dióxido de azufre (anhídrido sulfuroso) en alimentos que

hayan sido sometidos a sulfitado.1.2 Establecer los posibles problemas de toxicidad.


El anhídrido sulfuroso es uno de los conservantes con una mayor tradición en su uso. También es el que tiene más siglos de prohibiciones y limitaciones a sus espaldas. Su uso se conoce desde la Roma clásica en donde se empleaba para la desinfección de bodegas. En el siglo XV se prohibió su uso en Colonia (Alemania) por sus efectos perjudiciales sobre los bebedores.

El anhídrido sulfuroso es un gas, comercializado en forma líquida a presión que se obtiene al quemar azufre.

Es un aditivo autolimitante en su uso, es decir, por encima de una cierta dosis altera las características gustativas del producto. Es especialmente eficaz en medio ácido, inhibiendo bacterias y mohos, y en menor grado, levaduras. Actúa destruyendo la tiamina (vitamina B1), por lo que no debe usarse en aquellos alimentos que la aporten en una proporción significativa a la dieta, como es el caso de la carne; sin embargo, protege en cierto grado a la vitamina C.

III. MATERIALES Y METODOLOGÍA

3.1 MATERIALES Y REACTIVOS

- Muestras: pasas, néctar- Balanza- Fiolas de 500 mL- Morteros con pilón- Probetas de 250 mL- Embudos y papel filtro- Erlenmeyer de 400 mL

- Piscetas con agua destilada- Probetas- Fiolas- Vasos de 250 mL- Solución de Yodo 0,02N- Solución acuosa de H2SO4 (1:3)- Indicador de almidón

3.2 METODOLOGÍA

Pesar 50 g de muestra y colocarla en fiola de 500 mL con tapa esmerilada Adicionar aproximadamente 245 mL de agua destilada Agitar y dejar reposar por 30 minutos Enrasar a 500 mL. Mezclar Filtrar o centrifugar.


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Enrasar a 500 mL. Tomar 200 mL del filtrado, agregar 10 mL de solución acuosa de ácido sulfúrico

(1:3) y gotas de solución de almidón como indicador. Titular con la solución de yodo 0,02N hasta color azul o morado

CÁLCULOS:

Donde: G : Gasto del titulante (mL)Meq S : 32/ 1000N : Normalidad de la solución titulanteM : Peso de muestra en la alícuota (g)

IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Muestre sus resultados y discutir con la ayuda de la bibliografía.

V. CONCLUSIONES

Indique sus conclusiones de acuerdo a los objetivos planteados.

VI. BIBILIOGRAFÍA

6.1 BRAVERMAN, J. B. S. 1980. Introducción a la bioquímica de alimentos. Ed. El Manual Moderno. México

6.2 DERACHE, R. 1990. Toxicología y seguridad de los alimentos. Ediciones Omega S.A. España

6.3 CHEFTEL Y CHEFTEL. 1998. Introducción a la Bioquímica y Tecnología de Alimentos. Vol 2. Ed. Acribia. España.

6.4 LINDNER, E. 1995. Toxicología de Alimentos. Ed. Acribia. España

VII. CUESTIONARIO

7.1. ¿Cuáles son los límites permisibles de consumo del SO2 (anhídrido sulfuroso)?7.2. Qué efectos nocivos tiene el anhídrido sulfuroso cuando se consume por encima del

límite permisible.


PPM (SO2) = (G x N x Meq S x 106)/ M

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PRÁCTICA DE LABORATORIO Nº 06

DETERMINACIÓN DE BROMATO DE POTASIO EN HARINAS DE PANIFICACIÓN

I. OBJETIVOS

1.1 Establecer la presencia de bromato de potasio en harinas utilizadas en panificación.1.2 Cuantificar el contenido de bromato de potasio y correlacionarlo con problemas de

toxicidad. II. FUNDAMENTO TEÓRICO

III. MATERIALES Y MÉTODOS.


- Muestras: harina de trigo- Balanza analítica- Pipetas de 1, 5, 10 mL- Probetas- Frascos erlenmeyer de 250 mL- Embudos- Fiolas de 25 ml- Baño María- Agitador magnético

- Centrífuga- Buretas- Solución de Sulfato de Zinc al 2%- NaOH 0,4 y 0,5 N- H2SO4 diluído (112 ml/L)- KI al 50%- Molibdato amónico al 3%- Yodato de potasio 0.00359N - Tiosulfato de Sodio 0.00359N

3.2 METODOLOGÍA

Tomar 200 ml de sulfato de zinc al 2% en un vaso y agitar suavemente en agitador magnético

Añadir muestra de harina (50 +/- 0.1 g), en porciones pequeñas de 2 – 5 g mientras se agita.

Agitar por 5 minutos hasta dispersar totalmente y añadir con agitación, 50 ml de NaOH 0,4N. Reducir la velocidad del agitador y continuar agitando por 5 minutos más.

Filtrar o centrifugar. Tomar 50 ml de sobrenadante claro en erlenmeyer de 250 ml. Añadir 10 ml de la solución de H2SO4 diluido, 1 ml de la solución de KI, 1 gota de

la solución de molibdato amónico y 50 ml de agua. Añadir 5 –10 ml de solución de tiosulfato de sodio 0,00359 N y agitar. Añadir 5 ml de solución fresca de almidón al 1% y titular con Yodato de potasio

0.00359N Observar el viraje contra fondo blanco, hasta la primera aparición de un color rojizo

o violeta. Léase la bureta y compruebe que se alcanzó el punto de equivalencia añadiendo una o dos gotas de Yodato


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Añadir una gota más de tiosulfato de sodio 0.00359N y titular hasta un nuevo punto de viraje.

Establezca la diferencia entre las titulaciones y calcule el contenido en bromato.

(*) Siempre que las disoluciones sean exactamente 0.00359N

IV. RESULTADO Y DISCUSIÓN

Realice sus cálculos y sus resultados discútalos con la ayuda de la bibliografía.

V. CONCLUSIONES


VI. BIBILIOGRAFÍA


6.2 DERACHE, R. 1990. Toxicología y seguridad de los alimentos. Ediciones Omega S.A. España.

6.3 CHEFTEL Y CHEFTEL. 1998. Introducción a la Bioquímica y Tecnología de Alimentos. Vol 2. Ed. Acribia. España

6.4 HART Y FISHER .1984. Análisis moderno de los alimentos. Editorial Acribia. España.

6.5 LINDNER, E. 1995. Toxicología de Alimentos. Ed. Acribia. España.

VII. CUESTIONARIO

7.1. ¿Qué efectos tóxicos tiene el bromato de potasio?7.2. ¿Por qué se comenta que el bromato de potasio es cancerígeno?


Bromato en ppm = 10 veces la diferencia en el título

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DETERMINACION DE OXALATOS EN ESPINACAS

I. OBJETIVOS

1.1 Determinar el contenido de oxalatos en espinacas1.2 Correlacionar el contenido de oxalatos con posibles daños a consumidores

II. FUNDAMENTO TEÓRICOLas hojas de ruibarbo (Rheum undulatum) se emplean como verdura en tiempos de escasez, pero también por los partidarios del régimen crudo, lo que provoca intoxicaciones graves, que se manifiestan por vómitos, calambres y colapso circulatorio, desembocando en lesiones renales y hepáticas. Puede producirse ictericia y anuria. El envenenamiento es achacado sobre todo al ácido oxálico. No obstante, hay verduras muy empleadas, como espinacas (0,8%), apio y nabo rojo, que contienen cantidades no despreciables de ácido oxálico y que no producen intoxicaciones.El ácido oxálico y sus sales solubles, como el oxalato potásico, precipitan en el organismo en forma de oxalato cálcico, cuyos cristales se depositan en los conductos renales de los intoxicados e incluso en el interior de las células si la cantidad ingerida es grande. Por este mecanismo el ácido oxálico puede producir un descenso de la calcemia. Normalmente la orina contiene pequeñas cantidades de ácido oxálico, ya que se trata de un metabolismo intermediario. Sin embargo, es muy improbable que por consumo de verduras que contengan ácido oxálico lleguen a ingerirse cantidades tales que causen un descenso del nivel de calcio en sangre y una elevada eliminación renal.



Balanza Fiolas Pipetas Mufla

Equipo de titulación Estufa Acido sulfúrico Permanganato de potasio 0,001N

3.2 METODOLOGÍA

Pesar 2 muestras de espinacas en cantidad tal que, luego de 12 horas a 105º C se obtenga de 10 a 15 g de materia seca de cada muestra.

Separar las espinacas frescas en dos porciones y llevar una a hervir por 10 minutos. Colocar las muestras cruda y hervida a estufa a 105º C por 12 horas Pesar de 10 a 15 gramos de las muestras secas y llevar a una mufla para

incineración. Elevar gradualmente la temperatura para que llegue a 330º C en 9 a 10 horas.


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Si, luego de la incineración se observa carbón, elevar la temperatura a 370 hasta que no haya carbón. Dejar en la mufla durante 2 horas a la temperatura final y luego enfriar.

Tomar las muestras y añadir 10 a 15 mL de ácido sulfúrico al tercio Filtrar lavando con agua caliente. Añadir 20 mL más de ácido sulfúrico al tercio y

50 mL de agua destilada caliente. Titular en caliente con solución de permanganato de potasio 0,001N hasta aparición

del color rosado. Anotar el gasto.


Realice sus cálculos y sus resultados discútalos con la ayuda de la bibliografía.

V. CONCLUSIONES

Indique sus conclusiones de acuerdo a los objetivos planteados.

VI. BIBLIOGRAFÍA

6.1 BRAVERMAN, J. 1980 Introducción a la Bioquímica de Alimentos. Ed. El Manual Moderno. México.

6.2 DERACHE, R.- 1990.- Toxicología y seguridad de los alimentos. Ediciones Omega S.A. Barcelona, España

6.3 CHEFTEL Y CHEFTEL. 1998. Introducción a la Bioquímica y tecnología de Alimentos. Vol 2. Ed. Acribia. España.

6.4 LINDNER E. 1995 “Toxicología de los Alimentos”. Ed. Acribia. España6.5 PEARSON, E., KIRK, R., SAWYER, R. 1991. “Análisis Químico de Alimentos”. Ed.

CECSA. México

VII. CUESTIONARIO

7.1 ¿Que son los oxalatos y cuales son su efectos tóxicos?7.2 En que cantidades de oxalatos se encuentran en las espinacas, ruibarbo, cacao,

betarraga blanca y judías.


1 mL de permanganato de potasio = 64x10-4 g de oxalato

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EVALUACIÓN CUALITATIVA DE ADITIVOS EN BEBIDAS

I. OBJETIVOS

I.1. Establecer la presencia de aditivos: conservantes y edulcorantesI.2. Correlacionar la presencia de aditivos con problemas de toxicidad.


III. MATERIALES Y MÉTODOLOGÍA


Muestras diversas de bebidas Pipetas de 1, 5, 10 ml Probetas Frascos erlenmeyer Embudos Fiolas Baño María Peras de separación Cápsula de evaporación

Solución de cloruro férrico al 0.5%

HCl Hidróxido de amonio al 10% Cloruro de Bario al 10% Nitrito de sodio HCl en solución acuosa (1+3) KMnO4 al 5% NaOH en lentejas Éter etílico

3.2 METODOLOGÍA

3.2.1. PRESENCIA DE BENZOATO

Colocar 50 ml de muestra en pera de separación y añadir 5 ml de solución acuosa de HCl (1 : 3)

Extraer por duplicado con 50 ml de éter etílico. Recuperar la fase etérea Lavar dos veces el extracto etéreo con porciones de 5 ml de agua. Descartar el agua

y evaporar el éter en baño maría Evaporar el resto de éter al medio ambiente. Añadir una gota de solución neutra de cloruro férrico (Neutralizar la solución de

cloruro férrico añadiendo amoniaco diluido hasta que comience a formarse precipitado. Filtrar y utilizar el filtrado)

Observar la presencia de precipitado en la muestra: El color salmón indica presencia de benzoato.


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3.2.2 PRESENCIA DE EDULCORANTES ARTIFICIALES

A) CICLAMATO

Tomar 10 mL de muestra y añadir 1 mL de BaCl2 al 10%. Dejar en reposo por 5 minutos. Filtrar. Añadir 1 mL de HCl y 0.2 g de Nitrito de sodio. Se observará presencia de precipitado blanco si hay ciclamato en la muestra.

B) SACARINA

Prueba cualitativa: Tomar 100 ml de muestra. Acidificar con HCl y extraer dos o tres veces con éter. Lavar con 5 ml de agua y evaporar espontáneamente a sequedad. Un extracto dulce

indica presencia de sacarina.


Indique sus resultados y discútalos con la ayuda de la bibliografía.

V. CONCLUSIONES

Precise sus resultados de acuerdo a los objetivos planteados.

VI. BIBILIOGRAFÍA


6.2 DERACHE, R. 1990. Toxicología y seguridad de los alimentos. Ediciones Omega S.A. España

6.3 CHEFTEL Y CHEFTEL. 1978. Introducción a la Bioquímica y Tecnología de Alimentos. Vol 2. Ed. Acribia. España.

6.4 HART Y FISHER .1984. Análisis moderno de los alimentos. Editorial Acribia. España.

6.5 LINDNER, E. 1995. Toxicología de Alimentos. Ed. Acribia. España.


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DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD UREÁSICA EN SOYA

I. OBJETIVOS 1.1 Establecer la presencia de enzima ureasa activa en harina de soya.1.2 Correlacionar la actividad ureásica con la presencia de compuestos tóxicos y

antinutrientes en harina de soya




Muestras de harina de soya cruda y cocida.

Fiolas de 100 ml y 500 ml Probetas de 100 ml Tubos de prueba con tapa Placas de petri Vasos de precipitado Varillas de vidrio

Pisetas con agua destilada Pipetas Baño maría Potenciómetro Buffer fosfato a pH 7.0 Solución de urea en buffer

fosfato Solución de prueba para urea

3.2 METODOLOGÍA

3.2.1 PRUEBA CUALITATIVA Preparar la solución de prueba diluyendo 15 g de urea con 300 ml de agua

destilada y luego añadir 1.5 ml de H2SO4 0.2N. Enrasar a 500 ml con agua destilada.

Pesar 5 g de soya cruda y 5 g de soya cocida. Esparcir en placas petri. Rociar con 5 ml de solución de prueba. Humedecer toda la placa. Observar a los 5 minutos si hay aparición de manchas rojas. Si no hay

manchas rojas dejar en reposo por 25 minutos más. La aparición de manchas rojas indica si la harina ha sido sometida a

tratamiento térmico. Si la superficie está con manchas entre 75 y 100%, la harina no ha sido tratada térmicamente. Las enzimas siguen activas. Si las manchas abarcan hasta 25% de la superficie, la harina ha recibido tratamiento térmico que ha inactivado la enzima y por tanto a los antinutrientes y las toxinas.

3.2.2 PRUEBA CUANTITATIVA

Pesar 0,2 g de harina de soya y colocar en un tubo de prueba con tapa. Agregar 10 ml de urea en buffer fosfato. Tapar, mezclar y llevar a baño


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maría por 30’ agitando cada 5 minutos Retirar del baño maría y separar el sobrenadante a un vaso de precipitación. Medir el pH luego de 5 minutos de extraer del baño. Proceder del mismo modo con un blanco.

Calcular el Índice de actividad ureásica por diferencia entre el pH de la úrea en buffer y el

pH de la solución que contiene la muestra.

Un IAU mayor a 0.2 indica que la harina es cruda y la ureasa está activa


Muestre sus resultados y discuta con la ayuda de la bibliografía.

V. CONCLUSIONES

Precise sus resultados de acuerdo al objetivo planteado.

VI. BIBLIOGRAFÍA

6.1 DERACHE, R.- 1990.- Toxicología y seguridad de los alimentos. Ediciones Omega S.A. Barcelona, España.

6.2 QUITO, M., SALVÁ, B. 1996.- Manual de prácticas de Toxicología de Alimentos. UNA La Molina. Lima. Perú.


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DETERMINACIÓN DE GOSIPOL EN SEMILLAS DE ALGODÓN

I. OBJETIVOS

1.1 Determinar el contenido de gosipol libre en semillas de algodón.1.2 Correlacionar el contenido de gosipol libre con posibles problemas de toxicidad.

II. FUNDAMENTO TEÓRICO El Gosipol es un pigmento que ejerce un efecto inhibidor en las enzimas digestivas. También es un antioxidante biológico que hace que disminuya el apetito y que se produzca estreñimiento. Las gallinas alimentadas con harina de semilla de algodón pueden dar huevos con yemas moteadas debido al efecto del gosipol. El gosipol es tóxico para los animales monogástricos cuando se les suministra en cantidades excesivas. El cerdo y los conejos son los animales más sensibles. Las aves de corral son más tolerantes. Los rumiantes adultos pueden ingerir gosipol mientras que los bovinos jóvenes son mucho más susceptibles. Únicamente el " gosipol libre " (definido por la cantidad de gosipol que puede extraerse con acetona acuosa) es fisiológicamente activo y tóxico. En la semilla bruta, el gosipol libre representa del 0,4-1,4% del peso de la pepita.



- Balanza- Pipetas volumétricas de 1, 2, 5, 10

y 50 ml- Probetas- Matraces erlenmeyer- Embudos

- Fiolas de 25 ml- Baño María- Espectrofotómetro a 440 nm- Acetona al 70% (solución acuosa)- Anilina pura- Alcohol al 80%

METODOLOGÍA

Pesar 1g de muestra (previamente triturada) en frascos erlenmeyer y añadirle perlas de vidrio.

Adicionar 50 ml de solución de acetona al 70% exactamente pipeteado. Tapar el frasco y agitar durante 30 minutos.

Filtrar rápidamente para evitar evaporación del solvente. Descartar las primeras gotas del filtrado.

Preparar por duplicado fiolas de 25 mL, en el siguiente orden: Fiola A: Pipetear una alícuota de 5 mL de filtrado y enrasar con alcohol al

80%


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Fiola B: BLANCO. Pipetear 5 mL de acetona al 70%. Añadirle 1 ml de anilina y llevar a Baño María a 95° C por 30 minutos.

Fiola C: pipetear 5 ml de filtrado. Añadir 1 mL de anilina pura y llevar al Baño María junto con B.

Retirar las fiolas B y C del Baño María. Enfriar y enrasar con alcohol al 80% Leer en el Espectrofotómetro a 440 nm la absorbancia de las fiolas A, B y C. Calcular la

absorbancia real según la siguiente fórmula:Unidades Klett= Lectura de C – (Lectura de A + Lectura de B)

Interpolar la lectura real (unidades Klett), con el contenido de gosipol estándar ( en 25 ml de solución) que se muestra en la Tabla 1 y luego calcular el % de gosipol de la muestra original.

TABLA 1.- CANTIDAD DE GOSIPOL EN RELACIÓN A SU ABSORBANCIAmg de gosipol

0.02 0.04 0.08 0.12 0.16 0.20 0.30 0.40

Unidades Klett

0.015 0.039 0.079 0.124 0.166 0.209 0.314 0.444


Reporte sus resultados y realice la discusión respectiva con la ayuda de la bibliografía

V. CONCLUSIONES


VI. BIBILIOGRAFÍA- BRAVERMAN, J. B. S. 1980. Introducción a la bioquímica de alimentos. Ed. El

Manual Moderno. México- DERACHE, R. 1990. Toxicología y seguridad de los alimentos. Ediciones Omega

S.A. España- CHEFTEL Y CHEFTEL. 1978. Introducción a la Bioquímica y Tecnología de

Alimentos. Vol 2. Ed. Acribia. España- LINDNER, E. 1995. Toxicología de Alimentos. Ed. Acribia. España- MEHLENBACHER, V.C. 1979. Análisis de aceites y grasas. Ediciones Urmo.

España.

VII. CUESTIONARIO

7.3 ¿Investigue que efectos tóxicos tiene el gosipol en dosis mayores a los admisibles?7.4 ¿Qué otros componentes tóxicos tiene la semilla de algodón?7.5 ¿Cómo se destruye este pigmento tóxico?7.6 Investigue que tipos de gosipol se encuentran en la semilla de algodón.


% gosipol = mg gosipol en 25 ml x 50 x 100/ml alícuota x peso muestra

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