FRECUENCIA DE CEPAS DE ESCHERICHIA COLI PRODUCTORA … · General Enrique Garcés con aislamiento...

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS

CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO E HISTOTECNOLÓGICO

“FRECUENCIA DE CEPAS DE ESCHERICHIA COLI PRODUCTORA DE

BLEE EN CULTIVOS DE ORINA DE PACIENTES ATENDIDOS EN EL

SERVICIO DE CONSULTA EXTERNA DEL HOSPITAL GENERAL

ENRIQUE GARCÉS DURANTE EL PERIODO ENERO 2013 - DICIEMBRE

2013”

Trabajo previo a la obtención del Título de Licenciada en Laboratorio Clínico E

Histotecnológico

Autora: Imbaquingo Chiguano Karla Tatiana

Tutor: Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz

Quito, Junio, 2015

ii

Dedicatoria

Este trabajo lo dedico a mis padres, Rosa y Carlos quienes han sido mi

inspiración, por guiarme en la vida, por haberme inculcado muchos valores y

darme fuerza para esforzarme y conseguir mis metas. Estas importantes

circunstancias son las que me llevaron a la culminación de mi carrera

universitaria, con la ilusión de seguir alcanzando nuevos éxitos en el futuro.

A mis hermanas Leonela y Stefy por brindarme su compañía todos los días

de mi vida.

Gracias a ustedes por estar siempre a mi lado

Los llevaré en mí corazón.

Karla Tatiana Imbaquingo Chiguano

iii

Agradecimientos

Le agradezco a Dios por darme la vida y haberme acompañado a lo

largo de mi carrera, por ser mi fortaleza en los momentos de debilidad y por

brindarme una vida llena de aprendizajes.

Le doy gracias a mis padres por apoyarme en todo momento y por

haberme dado la oportunidad de tener una excelente educación en el transcurso

de mi vida.

Agradezco también al Dr. Freddy Trujillo, tutor de mi proyecto de

investigación pues sus conocimientos me han guiado en la culminación este

trabajo.


iv

AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL

Yo, IMBAQUINGO CHIGUANO KARLA TATIANA en calidad de autora del trabajo de

fin de carrera sobre “Frecuencia de cepas de escherichia coli productora de blee en cultivos

de orina de pacientes atendidos en el servicio de consulta externa del hospital general

Enrique Garcés durante el periodo enero 2013 - diciembre 2013”, por la presente autorizo

a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR, hacer uso de todos los contenidos que me

pertenecen o de parte de los que contienen esta obra, con fines estrictamente académicos o de

investigación.

Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente autorización,

seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6,8; 19 y

demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.

Quito, 15 de junio de 2015


C.I. 1724371180

Telf. 0991977839

E-mail: [email protected]

v

Quito, D.M, 04 de marzo del 2014

SR. Dr.

VICTOR HUGO ROJAS

DIRECTOR DE LA ESCUELA DE TECNOLOGÍA MÉDICA

Presente.-

De mi consideración:

Por medio del presente le comunico que estoy de acuerdo con la tesis presentada por la Srta.

Karla Tatiana Imbaquingo Chiguano, con cédula de identidad 172437118-0 egresada de la

carrera de Laboratorio Clínico, con el tema: “FRECUENCIA DE CEPAS DE

ESCHERICHIA COLI PRODUCTORA DE BLEE EN CULTIVOS DE ORINA DE

PACIENTES ATENDIDOS EN EL SERVICIO DE CONSULTA EXTERNA DEL

HOSPITAL GENERAL ENRIQUE GARCÉS DURANTE EL PERIODO ENERO –

DICIEMBRE 2013”

Particular que pongo en su conocimiento para los fines pertinentes.

Atentamente,

Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz

TUTOR DE TESIS

vi

Listado de contenidos

Dedicatoria............................................................................................................................ ii

Agradecimientos .................................................................................................................. iii

Autorización de la autoría intelectual ................................................................................... iv

Autorización del tutor............................................................................................................ v

Listado de contenidos ........................................................................................................... vi

Listado de tablas .................................................................................................................. ix

Listado de gráficos ................................................................................................................ x

Resumen .............................................................................................................................. xi

Abstract .............................................................................................................................. xii

CAPÍTULO I ....................................................................................................................... 1

1.1 Introducción .................................................................................................................... 1

1.2 Planteamiento del problema ........................................................................................... 2

1.3 Formulación del problema .............................................................................................. 3

1.4 Objetivos ........................................................................................................................ 3

1.4.1 Objetivo general .................................................................................................................... 3

1.4.2 Objetivos específicos ............................................................................................................ 3

1.5 Justificación ................................................................................................................... 4

CAPÍTULO II ..................................................................................................................... 5

Marco teórico ........................................................................................................................ 5

2.1 Antecedentes ................................................................................................................... 5

2.2 Escherichia coli ............................................................................................................... 7

2.2.1 Características morfológicas.................................................................................................. 7

2.2.2 Estructura antigénica ............................................................................................................. 9

2.2.3 Determinantes de patogenicidad ............................................................................................ 9

2.2.4 Patogénesis y datos clínicos ................................................................................................ 10

2.2.4.1 Infecciones del tracto urinario ................................................................................... 10

2.2.4.2 Enfermedades diarreicas asociadas con E. coli .......................................................... 14

2.2.4.3 Sepsis ....................................................................................................................... 15

2.2.4.4 Meningitis ................................................................................................................ 15

2.3 Diagnóstico de Laboratorio Microbiología ................................................................... 16

2.4 Obtención y cultivo de la muestra de orina ................................................................... 16

2.4.1 Obtención de la muestra ...................................................................................................... 16

vii

2.4.2 Siembra primaria de muestra de orina.................................................................................. 16

2.4.3 Lectura.............................................................................................................................. 17

2.4.4 Interpretación ...................................................................................................................... 18

2.5 Pruebas bioquímicas ..................................................................................................... 18

2.5.1 Agar TSI ............................................................................................................................. 19

2.5.2 Agar citrato de Simmons ..................................................................................................... 19

2.5.3 Producción de Indol ............................................................................................................ 19

2.5.4 Prueba de rojo de metilo...................................................................................................... 20

2.5.5 Motilidad (SIM) .................................................................................................................. 20

2.5.6 Producción de ureasa .......................................................................................................... 20

2.6 Pruebas de susceptibilidad antimicrobiana .................................................................... 20

2.6.1 Prueba de susceptibilidad por difusión en agar .................................................................... 21

Preparación del inóculo ............................................................................................................ 21

Inoculación de las placas .......................................................................................................... 21

Aplicación de los discos a las placas inoculadas ....................................................................... 21

Lectura de las placas ................................................................................................................ 22

2.6.2 Estándares de interpretación de zonas de diámetro............................................................... 22

2.6.2.1 Categorías interpretativas ............................................................................................. 22

2.6.3 Susceptibilidad antimicrobiana mediante el sistema Vitek 2 ................................................ 23

2.6.3.1 Introducción ................................................................................................................. 23

2.6.3.2 Procedimiento .............................................................................................................. 24

2.8.3.3 Inoculación .................................................................................................................. 24

2.6.3.4 Sellado e incubación de las tarjetas ............................................................................... 24

2.6.3.5 Lectura de las reacciones .............................................................................................. 24

2.7 Detección de Escherichia coli productora de BLEE ...................................................... 25

Test confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido” (Según el NCCSL

- USA) 25

Test confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido” (Según el Comité

de Antibiograma de la Sociedad Francesa de Microbiología) .................................................... 26

2.8 Reporte de antibiograma de las Escherichia coli productora de BLEE .......................... 27

2.9 Resistencia bacteriana .................................................................................................. 27

2.10 Mecanismos de resistencia en Escherichia coli ............................................................. 28

2.10.1 Resistencia a los antibióticos betalactámicos ..................................................................... 28

2.10.1.1 Resistencia a las penicilinas ........................................................................................ 29

2.10.1.2 Resistencia a las cefalosporinas .................................................................................. 31

2.10.1.3 Resistencia a los carbapenémicos................................................................................ 32

viii

2.10.1.4 Resistencia a monobactámicos .................................................................................... 34

2.10.2 Resistencia a las quinolonas .............................................................................................. 34

2.10.3 Resistencia a tetraciclinas .................................................................................................. 35

2.10.4 Resistencia al cloranfenicol ............................................................................................... 35

2.10.5 Resistencia al trimetoprim sulfametoxazol ......................................................................... 35

2. 11 Antimicrobianos que bloquean mecanismos de resistencia .......................................... 36

VARIABLES Y SU OPERACIONALIZACIÓN ................................................................ 37

CAPÍTULO III .................................................................................................................. 38

METODOLOGÍA ............................................................................................................... 38

3.1 Tipo de investigación .................................................................................................... 38

3.2 Técnicas e instrumentos de recolección de datos ............................................................ 38

3.3 Universo y muestra........................................................................................................ 38

3.3.1 Universo ............................................................................................................................. 38

3.3.2. Muestra .............................................................................................................................. 39

3.3.3 Criterios de inclusión y exclusión ........................................................................................ 39

3.4 Tipo de análisis ............................................................................................................. 39

3.5 Logística ....................................................................................................................... 39

3.6 Ética .............................................................................................................................. 39

CAPÍTULO IV .................................................................................................................. 40

4. RESULTADOS ............................................................................................................... 40

4.11 Discusión .................................................................................................................... 58

4.12 Conclusiones ............................................................................................................... 61

4.13 Recomendaciones ........................................................................................................ 62

CAPÍTULO V ................................................................................................................... 63

LA PROPUESTA ............................................................................................................... 63

5.1 Título: .................................................................................................................................... 63

5.2 Justificación ........................................................................................................................... 63

5.3 Beneficiarios .......................................................................................................................... 63

5.4 Objetivos ............................................................................................................................... 63

Bibliografía ......................................................................................................................... 71

ix

Listado de tablas

Tabla 1. Frecuencia porcentual de cultivos de orina de Consulta Externa ............................ 40

Tabla 2. Frecuencia de microorganismos aislados en cultivos de orina positivos................. 42

Tabla 3. Frecuencia de BLEE en Escherichia coli ............................................................... 44

Tabla 4. Frecuencia según la edad de los pacientes portadores de Escherichia coli productora

de BLEE ............................................................................................................................. 46

Tabla 5. Frecuencia según el sexo de los pacientes portadores de Escherichia coli productora

de BLEE ............................................................................................................................. 48

Tabla 6. Distribución de los pacientes portadores de E. coli productora de BLEE de acuerdo a

los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique Garcés. ............... 50

Tabla 7. Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada ..... 52

Tabla 8. Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada de

acuerdo al sexo.................................................................................................................... 53

Tabla 9. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli productora

de BLEE ............................................................................................................................. 54

Tabla 10. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli NO

productora de BLEE ............................................................................................................ 56

x

Listado de gráficos

Ilustración 1. Frecuencia porcentual de cultivos de orina ................................................... 41

Ilustración 2. Frecuencia de microorganismos aislados en cultivos de orina positivos ........ 43

Ilustración 3. Frecuencia de BLEE en Escherichia coli ...................................................... 45

Ilustración 4. Frecuencia según la edad de los pacientes portadores de Escherichia coli


Ilustración 5. Frecuencia según el sexo de los pacientes portadores de Escherichia coli


Ilustración 6. Distribución de los pacientes portadores de E. coli productora de BLEE de

acuerdo a los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique Garcés. 51

Ilustración 7. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli


Ilustración 8. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli NO


xi

Resumen

TEMA: Frecuencia de cepas de escherichia coli productora de blee en cultivos de orina de

pacientes atendidos en el servicio de consulta externa del hospital general Enrique Garcés

durante el periodo enero 2013 - diciembre 2013



Escherichia coli es el germen aislado con mayor frecuencia en infecciones del tracto urinario

en pacientes ambulatorios (Navarro, y otros, 2013). El tratamiento inicial es generalmente

empírico, pero la administración de antibióticos de manera indiscriminada o en dosis

inadecuadas sin ajustarse a los resultados de un cultivo de orina previo contribuye al aumento

de la resistencia de Escherichia coli (Sánchez, Ríos, & Mattar, 2008). La presencia de cepas

productoras de BLEE varía geográficamente y son el problema de mayor repercusión en la

práctica clínica (Navarro, y otros, 2013).

Objetivo. Establecer la frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en cultivos de orina

de pacientes atendidos en el Servicio de Consulta Externa del Hospital General Enrique Garcés

durante el periodo enero - diciembre 2013.

Métodos: Estudio descriptivo. La información fue recolectada de los registros manuales y

automáticos archivados en el laboratorio de Microbiología y fueron unificados en una sola base

de datos en Excel.

Resultados: Se encontraron 77 pacientes con aislamientos de Escherichia coli productora de

BLEE en cultivos de orina sobre un total de 338 pacientes de Consulta Externa del Hospital

General Enrique Garcés con aislamiento de Escherichia coli durante el año 2013, con una

frecuencia de BLEE del 22,78%. La edad con mayor frecuencia de casos positivos para

Escherichia coli productora de BLEE fue de 41-60 años con predominio en el género femenino

(94,81%.). La mayoría de casos se presentaron en los servicios de Medicina Interna (38,96%)

y Ginecología/Obstetricia (29,87%). La sensibilidad a la nitrofurantoína fue el 82%,

fosfomicina 69% y norfloxacina 62%.

PALABRAS CLAVES. ESCHERICHIA COLI / ESCHERICHIA COLI PRODUCTORA

DE BLEE / CULTIVO DE ORINA / RESISTENCIA BACTERIANA.

xii

Abstract

TITLE: Strains indicence of esbl producing escherichia coli in orin cultures of medical

consutation patients of hospital general Enrique Garcés during the period of january 2013

through december 2013



Escherichia is an isolated germ found most frequently in outpatients´urinary system infections

(Navarro, and others, 2013). The initial treatment is commonly empiric, however, proviging

antibiotics indiscriminately or in inadequate doses without adjusting to the results of a previous

urina culture would contribute to an increase of the Escherichia coli resistance (Sanchez, Rios,

& Mattar, 2008). The presence of ESBL producing strains varies geographically and it is the

issue of major impact in clinical practice (Navarro, and others, 2013).

Objetive: to establish the incidence of ESBL producing Escherichia coli in urine cultures of

medical consultation patients of Hospital General Enrique Garcés during the period of January

through December 2013.

Methods: descriptive study. The information was gathered from manual and automatized

records kept at the microbiology laboratory and were unified in a single Excel database.

Results: 77 patients were found with ESBL producing Escherichia coli in urine cultures of a

total of 338 medical consultation patients of Hospital General Enrique Garces with Escherichia

coli isolation during 2013, with an ESBL incidence of 22.78%. The age with most incidence

of positive cases of ESBL producing Escherichia coli was the age group of 41 – 60 years old

with a female gender predominance of 94.81%. Most of these cases were presented in the

internal medicine (38.96%) and gynecology/obstetrics (29.87%) services. The nitrofurantoin

sensitivity was of 82%, the fosfomycin sensitivity was of 69% and the norfloxacion sensitivity

was of 62%.

KEYWORDS. ESCHERICHIA COLI / ESBL PRODUCING ESCHERICHIA COLI /

URINE CULTURE / BACTERIA RESISTANCE.

1

CAPÍTULO I

1.1 Introducción

Las infecciones urinarias constituyen una de las principales causas de consulta en los

centros de salud y en los hospitales (Guajardo, González, & Ayala, 2009). La población

femenina es la que acude con más frecuencia, debido a sus problemas ligados a su género;

problemas vulvares, vaginales y reproductivos. La mayoría de infecciones urinarias no

complicadas obligan a establecer un tratamiento empírico previo al diagnóstico etiológico,

generando un alto consumo de antibióticos. Lo cual ha provocado la aparición y diseminación

de cepas bacterianas resistentes, dificultando el tratamiento antibiótico (Caro, Hernando,

Carrero, & García, 2007).

El agente etiológico aislado con más frecuencia en infecciones urinarias es Escherichia

coli. Pero este microorganismo ha mostrado una progresiva disminución de la sensibilidad a

los antimicrobianos. Por lo cual se requiere necesariamente conocer su perfil de sensibilidad

y resistencia antibiótica antes de comenzar un tratamiento antibiótico (Caro, Hernando,

Carrero, & García, 2007).

El principal mecanismo de resistencia de Escherichia coli es la producción de enzimas

conocidas como betalactamasas (Navarro, Miró, & Mirelis, 2002). Estas enzimas son capaces

de hidrolizar las cefalosporinas de amplio espectro y los monobactámicos, pero no las

cefamicinas ni los carbapenémicos. Son betalactamasas mediadas generalmente por

plásmidos y derivan de otras enzimas con menor espectro hidrolítico. La aparición de BLEE

tanto comunitaria y nosocomial complica más aun el tratamiento.

En un estudio realizado en el laboratorio de Microbiología del Complejo Asistencial de

Segovia (España); se aislaron 5247 cepas de Escherichia coli, el 37,9% era de procedencia

2

hospitalaria y el 62,1% extrahospitalaria. Un 75,4% correspondía a mujeres y el 24,6% a

varones. Se encontraron 48 cepas productoras de BLEE hospitalarias y 62 extrahospitalarias

(Caro, Hernando, Carrero, & García, 2007). En este estudio muestra que la mayor cantidad de

aislamientos de E. coli productora de BLEE se encuentra en la población extrahospitalaria.

Por tanto esta investigación se va centrar en los pacientes de Consulta Externa del Hospital

Enrique Garcés para conocer la cantidad de cepas de E. coli productora de BLEE que

hubieron en el año 2013. Otro de los objetivos es dar a conocer la resistencia y sensibilidad

encontrada en este microoganismo.

1.2 Planteamiento del problema

Las infecciones del tracto urinario (ITU) se caracterizan por una notable morbilidad y

Escherichia coli es la causante del 75% - 90% de las ITU en pacientes ambulatorios.

Generalmente el tratamiento de las ITU es realizado sin un cultivo de orina previo. Sin

embargo los antibiogramas suelen realizarse cuando la terapia empírica falla (Navarro, y

otros, 2013).

Varios estudios han demostrado un incremento de la resistencia en Escherichia coli

uropatógena comunitaria y hospitalaria. La prevalencia de aislamientos resistentes varía de

acuerdo a la región geográfica y también depende de los patrones de consumo de antibióticos

(Navarro, y otros, 2013).

En los últimos años se ha producido cambios preocupantes en los patrones de sensibilidad

de los principales patógenos urinarios, con un incremento progresivo de infecciones causadas

por Escherichia coli productora de BLEE. Este aumento de resistencia complica el

tratamiento y puede comprometer aún más la salud del paciente (Guajardo, González, &

Ayala, 2009).

3

1.3 Formulación del problema

¿Con qué frecuencia se presentan infecciones urinarias causadas por Escherichia coli

productora de BLEE en pacientes de Consulta Externa del Hospital General Enrique Garcés?

1.4 Objetivos

1.4.1 Objetivo general

Determinar la frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en cultivos de orina de

pacientes atendidos en Consulta Externa del Hospital General Enrique Garcés durante el

periodo enero – diciembre del año 2013.

1.4.2 Objetivos específicos

Establecer la frecuencia de cepas productoras de BLEE en cultivos de Escherichia

coli identificadas en el año 2013.

Identificar la edad y el sexo de los pacientes más propensos a adquirir infección

urinaria por Escherichia coli productora de BLEE.

Distribuir a los pacientes portadores de Escherichia coli productora de BLEE de

acuerdo a los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique

Garcés.

Detallar la sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli productora de

BLEE.

4

1.5 Justificación

Las infecciones del tracto urinario constituyen la segunda causa de consulta por infección

en la población y las resistencias bacterianas de los uropatógenos más frecuentes,

especialmente las causadas por Escherichia coli son el problema de mayor repercusión en la

práctica clínica. El uso indiscriminado de los antimicrobianos o en dosis inadecuadas son las

principales causas en el desarrollo de estas resistencias.

El alcance del presente estudio radica en conocer la sensibilidad y resistencia de

Escherichia coli productora de BLEE a los antibióticos comúnmente utilizados en

infecciones del tracto urinario de pacientes de la consulta externa del Hospital General

Enrique Garcés, se podría imaginar la utilidad práctica que tiene este conocimiento, ya que

servirá especialmente a los médicos tratantes para que adopten esquemas terapéuticos más

adecuados para el tratamiento de los pacientes.

En el laboratorio de Microbiología se realizan pruebas de identificación y susceptibilidad

antimicrobiana y las cepas sospechosas de producción de BLEE son confirmadas por

métodos manuales y automáticos como por ejemplo el sistema Vitek 2.

Existen muy pocos estudios acerca de la frecuencia de Escherichia coli productora de

BLEE en nuestro país, y menos aún estudios epidemiológicos de infecciones del tracto

urinario ocasionadas por este microorganismo. Por lo cual esta investigación se realiza para

poner en evidencia las cepas productoras de BLEE en Escherichia coli que circulan en la

Consulta Externa del H.G.E.G. Aunque se trate de una población reducida servirá para evitar

problemas clínicos, terapéuticos y económicos en los pacientes y el hospital.

5

CAPÍTULO II

Marco teórico

2.1 Antecedentes

Escherichia coli es el agente etiológico más frecuente en infecciones del tracto urinario y

una de las principales causas de meningitis neonatal, entre otras; sin embargo también puede

ser causante de bacteriemia (García, y otros, 2008). E. coli tiene altos porcentajes de

resistencia a la ampicilina, trimetoprim-sulfametoxazol, tetraciclina, cloranfenicol y ácido

nalidíxico, lo que supone grandes complicaciones en el tratamiento antibiótico cuando este es

requerido (Mosquito, Ruiz, Bauer, & Ochoa, 2011).

El aislamiento de cepas Escherichia coli productora de betalactamasas de espectro

extendido (BLEE) tanto en la comunidad como en el hospital se ha convertido en un

problema creciente, debido a que son capaces de inactivar a las penicilinas, cefalosporinas

(1era, 2da y 3era generación) y al aztreonam (García, y otros, 2008). La parición y

diseminación de resistencias motivan que el tratamiento de las infecciones del tracto urinario

causadas por este microorganismo constituya un importante problema terapéutico (Caro,

Hernando, Carrero, & García, 2007).

Un estudio nacional multicéntrico realizado en España durante el año 2006 en el cual se

dio seguimiento a las infecciones urinarias de vías bajas de adquisición comunitaria y a la

resistencia de E. coli a los antimicrobianos de primera línea. Se obtuvieron 3.109

uropatógenos. De los cuales E. coli fue el más frecuente, seguido de Klebsiella spp., Proteus

spp. y Enterococcus spp. Las tasas de resistencia y de resistencias cruzadas que se evidencian

en E. coli representan un grave problema que obliga a reevaluar el tratamiento empírico de

las ITU, ya que el 5,2% produjo betalactamasas de espectro extendido (BLEE). (Andreu &

Planells, 2006)

6

Un estudio descriptivo y de corte transversal realizado en el Hospital Departamental de

Villavicencio, Colombia. Se tamizaron 29.451 estudios de microbiología. Se identificaron

2.551 como E. coli. De estos cultivos 867 fueron aislados en urocultivos provenientes de la

consulta externa y se confirmó la presencia de BLEE en el 6,9%. Este estudio sugiere que

probablemente este fenómeno no está limitado al ambiente hospitalario. (Pérez, Pavas, &

Rodríguez, 2011)

Un estudio retrospectivo de corte transversal realizado en el Hospital de los Valles

(Cumbayá) en el 2009. Se analizaron 426 muestras de urocultivos y antibiogramas. Después

del análisis de 101 historias clínica, se encontró que la bacteria más frecuente fue E. coli,

seguida P. mirabilis, E. faecalis y K. pneumioniae. Dentro de las cepas BLEE se encontraron

E. coli y Klebsiella, de igual forma la primera con una mayor frecuencia. (Salazar Barragán,

2010)

En un estudio de prevalencia de E. coli productoras de BLEE en pacientes ambulatorios

de los Centros de Salud 1, 2 y 3 de la ciudad de Cuenca en el año 2013. Se analizaron un total

de 274 muestras de orina. Los resultados mostraron que de 103 cepas de E. coli, se

recuperaron siete (6.8%) cepas productoras de BLEE. (León & Vázquez, 2013)

Estos estudios muestran que las infecciones por E. coli productora de betalactamasas de

espectro extendido (BLEE) no solo son un problema en el ambiente intrahospitalario sino

también en el extrahospitalario. El aumento de la resistencia antibiótica se debe a la

adquisición de diferentes mecanismos moleculares de resistencia mediante mutaciones

puntuales a nivel cromosómico o transferencia horizontal de material genético entre especies

relacionadas o diferentes, facilitada por algunos elementos genéticos tales como los

integrones (Mosquito, Ruiz, Bauer, & Ochoa, 2011).

7

Estos microorganismos resistentes pueden no ser detectados mediante los procedimientos

microbiológicos de rutina y pueden generar fallas terapéuticas (Prada, 2002); (Carrillo &

García, 2008).

2.2 Escherichia coli

E. coli pertenece a la familia de Enterobacteriaceae, es anaeróbico facultativo y son

reductores de nitratos a nitritos. Es un miembro de la flora intestinal normal. Por lo general,

las bacterias entéricas no causan enfermedad e incluso pueden contribuir a la función normal

del intestino y a la nutrición. Pero se convierten en patógenas cuando alcanzan los tejidos

fuera de sus sitios normales en el intestino o en otros menos frecuentes. Cuando las defensas

normales del huésped son inadecuadas (particularmente en la infancia o en la senectud, etc)

pueden producirse infecciones localizadas de importancia clínica. (Brooks, Carrol, Butel, &

Morse, 2008)

E. coli se considera un germen indicador de contaminación fecal cuando está presente en

el ambiente, agua y alimentos, junto con otros similares agrupados bajo la denominación de

"bacterias coliformes" (Villegas, 2010). Es una de las especies bacterianas más

minuciosamente estudiadas, y no solamente por sus capacidades patogénicas, sino también

como sustrato y modelo de investigaciones metabólicas, genéticas, poblacionales y de diversa

índole. (Molina & Manjarrez, 2015)

2.2.1 Características morfológicas

Escherichia coli es un bacilo corto Gram negativo, mide aproximadamente 0.5-1μm, es

móvil porque posee flagelos perítricos, no forma esporas o pueden tener cápsulas y ser

inmóviles. (Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)

8

Membrana citoplasmática: son membranas unitarias típicas, compuestas por fosfolípidos

y que contienen hasta 200 tipos distintos de proteínas. Sus funciones principales son:

permeabilidad selectiva y transporte de solutos, transporte de electrones y fosforilación

oxidativa, excreción de exoenzimas hidrolíticas, soporte de las enzimas y moléculas

transportadores que participan en la biosíntesis de DNA y presentación de receptores y de

otras proteínas de los sistemas quimiotácticos y sensitivos para transducción (Brooks, Carrol,

Butel, & Morse, 2008).

Pared celular: mantiene la presión osmótica interna

Membrana externa: su hoja interna tiene composición similar a la membrana celular

y su capa externa contiene componentes distintivos, los lipopolisacáridos (LPS).

Impide el paso a las moléculas hidrofóbicas y protege a la bacteria.

Posee canales especiales denominadas porinas, que permiten la difusión pasiva de

compuestos hidrofílicos de bajo peso molecular como azúcares, aminoácidos y ciertos

iones. Las moléculas antibióticas grandes penetran la membrana externa en forma

lenta, lo que explica la resistencia antibiótica alta relativa de las bacterias Gram

negativas (Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008).

Lipopolisacáridos: se encuentran en la superficie de la bacteria y son el componente

esencial en las endotoxinas, también dan capacidad para causar enfermedad y

proporcionan la carga negativa neta.

Lipoproteínas: las moléculas de una lipoproteína inusual forman puentes cruzados en

la membrana externa y las capas de peptidoglucano.

Peptidoglucano: es un polímero relativamente delgado de N-acetil murámico y N-

acetil glucosamida entrelazados, es el responsable de mantener la forma de la bacteria

y está localizado en el espacio periplásmico.

9

Espacio periplásmico: es el espacio que existe entre las membranas externas e

internas que alberga la capa de peptidoglucanos y una solución de proteínas que

semeja un gel, este corresponde aproximadamente 20 a 40% del volumen celular

(Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)

2.2.2 Estructura antigénica

En 1944, Kauffman propuso un esquema para la clasificación de E. coli utilizando sueros

de conejos inmunizados con las variedades de los antígenos somáticos O (lipopolisacáridos)

termoestables, H (flagelares), K (capsulares) termolábiles, F (fimbrias /pili) que facilitan su

adherencia al urotelio. (Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)

Los antígenos O son la parte más externa de la pared lipopolisacárida de la bacteria y

constan de unidades repetidas de polisacáridos. Son resistentes al calor y al alcohol,

generalmente se detectan mediante aglutinación bacteriana. El antígeno K corresponde al

polisacárido capsular que envuelve a la bacteria. Los antígenos H se localizan sobre los

flagelos y se desnaturalizan o retiran mediante calor o alcohol. Actualmente se conocen un

total de 167 antígenos somáticos, 75 flagelares, 102 capsulares y 12 fimbrias/pili. (Brooks,

Carrol, Butel, & Morse, 2008)

2.2.3 Determinantes de patogenicidad

Adhesinas: son proteínas que favorecen la capacidad de adhesión de la bacteria al

epitelio.

Toxinas: Son lipopolisacáridos complejos ubicados en la pared celular. Estas

sustancias, endotoxinas, muestran varios efectos fisiopatológicos.

10

2.2.4 Patogénesis y datos clínicos

2.2.4.1 Infecciones del tracto urinario

Generalidades

Una infección del tracto urinario (ITU) se puede presentar en cualquier parte de las

mismas. La orina normal es estéril pero contiene fluidos, sales y desechos, sin embargo está

libre de bacterias, virus, y hongos. Cuando microorganismos, generalmente bacterias del tubo

digestivo, se aferran a la uretra, que es la abertura a las vías urinarias y comienzan a

reproducirse, ocurre una infección, puede afectar a una o más partes del sistema urinario

(riñones, uréteres, la vejiga y la uretra). Provocando dolor y ardor durante la emisión de la

orina a veces con dolor abdominal y fiebre. (Torres & Mattera, 2000)

Etiopatogenia

Los gérmenes más frecuentemente aislados en las ITU procedentes de la comunidad son

Escherichia coli y Staphylococcus coagulasa negativo. Al parecer las cepas obtenidas de

pacientes con bacteriuria asintomática tendrían menos factores de virulencia que las aisladas

de pacientes con ITU sintomática. Sin embargo, el tratamiento de la bacteriuria asintomática

no reduce el riesgo de desarrollar una infección sintomática en el futuro pero sí contribuye a

un aumento de las resistencias a antimicrobianos (Jimenez , Sáiz, & Gómez, 2005)

Las estadísticas muestran que las infecciones del tracto urinario (ITU) afectan al 20% de

las mujeres de entre 20 y 50 años, y sólo al 0.1% de los varones en idéntico rango de edad.

Las mujeres son las más afectadas, debido a que la distancia desde el colon a la abertura

uretral es mucho más corta que en los hombres. Las mujeres menores de 10 años y las de 18 a

40 años (con vida sexual activa) son las que más frecuentemente adquieren estas infecciones.

(Molina & Manjarrez, 2015). Sin embargo el género masculino presenta incremento

11

considerable de éstas a partir de la quinta década de vida, debido a que su proceso de

envejecimiento se acompaña de circunstancias que dificultan el tránsito de orina y favorecen

la reproducción de microorganismos. (Jimenez , Sáiz, & Gómez, 2005)

Factores que predisponen a la infección urinaria

1. ITU recurrente en mujeres

Postmenopausia: Ausencia de estrógenos, ITU en período pre-menopáusico,

estado no secretor, aumento de factores de riesgo de ITU asociados a

incontinencia, cistocele y aumento del residuo postmiccional.

Edad avanzada: sondaje, incontinencia urinaria, uso de antibióticos,

incapacidad funcional.

2. Ancianos:

Disminución de la respuesta inmunológica relacionada con la edad

Alteración de las defensas naturales: disminución del grosor de la piel,

aclorhidria gástrica, disminución del aclarado mucociliar, atrofia de mucosa

vaginal y uretral, hipertrofia prostática, disfunción esfinteriana.

Comorbilidad: como diabetes o demencia avanzada (riesgo de aspiración)

Instrumentación y nosocomialidad

Fármacos: como antibióticos (especialmente cefalosporinas 3ª generación y

fluoroquinolonas) o esteroides que favorecen la infección

3. ITU complicada

Obstrucción: HBP (hipertrofia benigna de próstata), estenosis ureteral,

tumores, litiasis, estenosis pielocalicial, divertículos, quistes renales.

Cuerpos extraños: sondaje urinario, tubo de nefrostomía, estenosis ureteral.

12

Metabólicos: diabetes mellitus, fracaso renal, trasplante renal, riñón esponjoso

medular

Funcional: vejiga neurógena, reflujo vesicoureteral

Otros: instrumentación, conducto ileal, tratamientos cortos, inadecuados o

anomalía renal subyacente (litiasis, obstrucción, prostatitis crónica)

Vías de infección:

Ascendente: La existencia de sondas, traumatismos o estasis urinario produce una

migración de las bacterias por la uretra. Lo que conduce a una colonización y

multiplicación vesical pudiendo alcanzar el riñón. El hecho de que la uretra en la

mujer sea más corta que en varones y exista menor distancia entre el meato uretral y

ano, explica que las infecciones urinarias sean más frecuentes en el género femenino

(Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008).

Hematógena: Generalmente como consecuencia de una sepsis

Por contigüidad: A través de las manos del personal y de equipos instrumentales

contaminados.

Síntomas:

Fiebre baja o alta, escalofríos

Dolor o ardor al orinar

Dolor, presión o calambres en la parte inferior del abdomen o en la espalda

Fuerte necesidad de orinar con frecuencia, incluso poco después de haber vaciado la

vejiga

Poliuria, disuria, hematuria y piuria.

13

Clasificación:

ITU baja: Colonización bacteriana a nivel de uretra y vejiga que normalmente se

asocia a la presencia de síntomas y signos urinarios como disuria, polaquiuria,

turbidez y olor fétido de la orina. Incluye a la cistitis y uretritis.

ITU alta: Presencia de signos y síntomas de ITU baja, asociada a colonización

bacteriana a nivel ureteral y del parénquima renal, con signos y síntomas sistémicos

como, escalofríos, fiebre, dolor lumbar, náuseas y vómitos. En este grupo se

encuentran las pielonefritis.

ITU no complicada: Ocurre en pacientes que tienen un tracto urinario normal, sin

alteraciones funcionales o anatómicas, sin una historia reciente de instrumentación y

cuyos síntomas están confinados a la uretra y vejiga. Estas infecciones son muy

frecuentes en mujeres jóvenes con una vida sexual activa.

ITU complicada: Ocurre debido a factores anatómicos, funcionales o farmacológicos

que predisponen al paciente a una infección persistente, recurrente o al fracaso del

tratamiento. Estos factores incluyen condiciones a menudo encontradas en ancianos

(ampliación de la próstata, obstrucciones y otros problemas que requieren la

colocación de dispositivos urinarios y a la presencia de bacterias resistentes a

antibióticos múltiples. Su espectro comprende desde una cistitis complicada hasta una

urosepsis con choque séptico.

ITU o bacteriuria asintomática: Muchos pacientes pueden tener una bacteriuria

significativa (≥ 105 UFC/mL de orina) sin presentar síntomas.

ITU recurrente: Más de tres episodios de ITU demostrados por cultivo en un periodo

de un año.

14

ITU nosocomial: Aparición de infección urinaria a partir de las 48 horas de la

hospitalización de un paciente sin evidencia de infección, asociada a algún

procedimiento invasivo, en especial, colocación de un catéter urinario.

2.2.4.2 Enfermedades diarreicas asociadas con E. coli

La E. coli causante de diarrea es muy común en todo el mundo. Estas se clasifican por las

características de sus propiedades de virulencia y cada grupo causa la enfermedad por un

mecanismo diferente. Las propiedades de adherencia a las células epiteliales de los intestinos

grueso y delgado son codificadas por genes situados en los plásmidos. De manera similar,

con frecuencia las toxinas son mediadas por plásmidos o por fagos. (Brooks, Carrol, Butel, &

Morse, 2008)

E. coli enteropatógena (ECEP): Es causa importante de diarrea en los lactantes. La ECEP

se adhiere a las células mucosas del intestino delgado. Hay pérdida de las microvellosidades,

formación de pedestales de actina filamentosa o estructuras caliciformes. Algunos trastornos

intestinales incluyen diarrea, anorexia y desgaste rápido, que puede causar la muerte.


E. coli enteroinvasiva (ECEI): Las ECEI produce la enfermedad al invadir las células

epiteliales de la mucosa intestinal. Estas cepas se parecen bioquímica y antigénicamente al

género Shigella. En las manifestaciones clínicas existen evacuaciones escasas acompañadas

de moco y sangre, dolor abdominal tipo cólico y fiebre. (Molina & Manjarrez, 2015)

E. coli enterohemorrágica (ECEH): La ECEH produce verotoxina, esta tiene muchas

propiedades similares a la toxina de Shiga producida por algunas cepas de Shigella

dysenteriae. La ECEH la cual se asocia con colitis hemorrágica, una variedad grave de

diarrea y con el síndrome urémico hemolítico, enfermedad capaz de producir insuficiencia

15

renal aguda, anemia hemolítica microangiopática y trombocitopenia. (Brooks, Carrol, Butel,

& Morse, 2008)

E. coli enteroagregativa (ECEA): Estas se adhieren a la mucosa intestinal y favorecen la

secreción de moco, atrapando a las bacterias en la película mucosa, produciendo un efecto

citopático sobre la mucosa intestinal y una respuesta inflamatoria leve, edema e infiltración

mononuclear de la submucosa. El blanco de ataque es el íleon. Las manifestaciones clínicas

de la infección intestinal es una diarrea secretora acuosa con moco y sangre, y febrícula.

(Molina & Manjarrez, 2015)

E. coli enterotoxígena (ETEC): Es causa común de la “diarrea del viajero” y agente

etiológico importante de diarrea en lactantes. Factores específicos de colonización de la

ECET promueven la adherencia a las células epiteliales del intestino delgado. Produce

enterotoxinas que producen hipersecreción intensa y prolongada de agua y cloruros e inhibe

la reabsorción de sodio. La luz intestinal se distiende con el líquido y conlleva a un aumento

de la peristalsis y diarrea durante varios días. (Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)

2.2.4.3 Sepsis

Cuando las defensas normales del huésped son inadecuadas, la E. coli puede alcanzar el

torrente sanguíneo y causar sepsis. Los recién nacidos a veces son muy susceptibles a la

sepsis por E. coli debido a que carecen de anticuerpos IgM. La sepsis también puede

presentarse como consecuencia de infección del aparato urinario. (Brooks, Carrol, Butel, &

Morse, 2008)

2.2.4.4 Meningitis

La E. coli y los estreptococos del grupo B son las principales causas de meningitis en los

lactantes. (Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)

16

2.3 Diagnóstico de Laboratorio Microbiología

El cultivo de orina es uno de los métodos tradicionalmente realizados en el laboratorio de

microbiología clínica, no sólo por ser sencillo y barato, sino porque establece un diagnóstico

de certeza identificando al agente causal, dan a conocer la susceptibilidad antimicrobiana y

confirman la curación bacteriológica.

2.4 Obtención y cultivo de la muestra de orina

2.4.1 Obtención de la muestra

Se debe utilizar un frasco estéril, boca ancha y tapa de rosca. En el cual se va a recoger la

porción media del chorro de orina emitida en forma espontánea, descartando la porción

inicial para eliminar la flora. Es preferible la primera orina de la mañana o al menos tres

horas de retención. Se debe indicar al paciente lavar la zona genital con abundante agua antes

de recolectar la muestra. (Torres & Mattera, 2000)

La muestra debe ser procesada dentro de las 2 horas después de haber sido obtenida o

debe refrigerarse a 4 °C (máximo 24 horas) hasta su procesamiento. Generalmente el

desarrollo de dos o más tipos de colonias indica que la muestra se ha contaminado por

recolección incorrecta o demora en la siembra. (Sacsaquispe & Ventura, 2005)

2.4.2 Siembra primaria de muestra de orina

Los cultivos deben realizarse en una cabina de bioseguridad o cerca del mechero Bunsen.

Procedimiento

Las medios de cultivo con agar sangre, MacConkey o CLED deben estar a

temperatura ambiente y antes de realizar el cultivo deben ser rotuladas correctamente.

Esterilizar el asa de platino flameándola en el mechero Bunsen hasta que se ponga

rojo vivo y dejarla enfriar.

17

Tomar el frasco con la muestra de orina, abrir la tapa y flamear la boca del frasco en

el mechero Bunsen.

Tomar la muestra de orina con el asa de platino (4 mm de diámetro) introduciéndola y

sacándola del frasco en forma vertical. Tapar el frasco con la muestra.

Inocular en el centro de la placa con agar a partir del cual se extiende la muestra,

hacia delante y hacia atrás. Luego, sin quemar el asa, el inóculo se disemina

uniformemente con trazos perpendiculares a la siembra inicial en toda la placa.

Esterilizar el asa de siembra en el mechero. Concluida la siembra, cerrar la placa y

colocarla con la parte que tiene el medio de cultivo hacia arriba. Incubar las placas a

35 – 37° C en condiciones aeróbicas por 24 horas.

Es recomendable colocar una gota de la muestra en un portaobjetos y colorearla con

Gram, esto ayuda a identificar la presencia de bacilos o cocos Gram positivos y Gram

negativos; 1 bacteria/campo equivale 105UFC/ml orina. La presencia de leucocitos también

indicativo de infección.

2.4.3 Lectura

Realizar la evaluación a las 24 horas, si no hay crecimiento bacteriano dejar incubar hasta

las 48 horas. La evaluación consiste en realizar el recuento de colonias, cuyo resultado se

multiplica por el factor de dilución para obtener las UFC por mL (Sacsaquispe & Ventura,

2005).

El agar MacConkey se utiliza para el aislamiento de bacilos Gram negativos de fácil

desarrollo, aerobios y anaerobios facultativos posee peptonas las cuales aportan los nutrientes

necesarios para el desarrollo bacteriano, lactosa es el hidrato de carbono fermentable, y una

mezcla de sales biliares y cristal violeta para inhibir el desarrollo de gran parte de la flora

18

Gram positiva. Los microorganismos fermentadores de lactosa producen colonias rosadas-

rojizas y los no fermentadores producen colonias incoloras (Sacsaquispe & Ventura, 2005).

2.4.4 Interpretación

En pacientes sin sonda vesical, la cuenta significativa de bacterias en orina es la presencia

de más de 105 UFC / mL de un solo germen. Los recuentos intermedios (10³– 104 UFC/mL)

indican infección si el procedimiento de recolección de orina fue realizado correctamente. En

pacientes sin infecciones del tracto urinario, el recuento es nulo o se reduce a pocas colonias.

(Sacsaquispe & Ventura, 2005)

2.5 Pruebas bioquímicas

La identificación bioquímica se fundamenta en las características metabólicas específicas

de cada microorganismo, en la detección de la actividad de ciertas enzimas, etc. (Pabón,

2009)

Tabla 1. Principales características bioquímicas de Escherichia coli

Kli

ger

H2S

Indol

Rojo

de

met

ilo

Lis

ina

Moti

lidad

Cit

rato

Mal

onat

o

Ure

a

Fen

ilal

anin

a

Voges

Pro

skau

er

Oxid

asa

Man

itol

Cat

alas

a

A/A - + + + + - - - - - - + +


Procedimiento

Identificar la colonia sospechosa que se encuentra en la placa de agar. Esterilizar al

rojo vivo el asa de siembra recta en un mechero de Bunsen y dejar enfriar el asa.

Obtener la colonia seleccionada con el asa recta, tratando de no tocar el fondo del

medio de cultivo ni otra colonia vecina. Sembrar por estría en los medios diferenciales

19

empezando por los medios sólidos, semisólidos y líquidos. Después incubar a 35 – 37

°C de 18 a 24 horas.

2.5.1 Agar TSI

En estos medios se determina la capacidad de la bacteria de utilizar la lactosa, glucosa y

sacarosa (en TSI), con producción o no de gas y la producción de ácido sulfhídrico.

La fermentación de lactosa produce una reacción ácida en el pico de flauta (color

amarillo) y la fermentación de glucosa produce una reacción ácida (color amarillo) en la

columna del medio y se utilizará las abreviaturas (A/A). Caso contrario sino se observa el

cambio de color, la abreviatura será (K/K). Cuando el microorganismo también produce H2S

se observa un precipitado negro y si produce gas se producirá un desplazamiento del medio

dejando un área clara. Estos dos parámetros se registran en caso de ser positivos utilizando

cruces (+/+) (Sacsaquispe & Ventura, 2005).

2.5.2 Agar citrato de Simmons

Este medio contiene citrato como única fuente de carbono, fosfato de amonio como única

fuente de fosfato y azul de bromotimol como indicador de pH. Si el microorganismo tiene la

capacidad de metabolizar el citrato se observa un intenso color azul en el pico de flauta, caso

contrario permanecerá color verde. (Sacsaquispe & Ventura, 2005)

2.5.3 Producción de Indol

Esta prueba se realiza para determinar la capacidad de las bacterias para producir indol a

partir del triptófano. La presencia de indol se puede detectar al añadir un compuesto químico

(para-dimetil-amino-benzaldehído) al cultivo de bacterias y observar la formación de un

anillo rojo en la superficie del medio. (Sacsaquispe & Ventura, 2005)

20

2.5.4 Prueba de rojo de metilo

El rojo de metilo es un indicador de pH (rojo=acido, amarillo=alcalino) que permite

identificar la concentración de iones de hidrógeno presentes cuando un microorganismo

fermenta la glucosa. (Sacsaquispe & Ventura, 2005)

2.5.5 Motilidad (SIM)

La presencia de flagelos hace que una bacteria sea motil. Se siembra la bacteria en un

medio semisólido. Si solo crece en el lugar de inoculación la bacteria será no motil, pero si se

extiende hacia los lados y superficie la bacteria será motil. En suspensión cuando la bacteria

es no motil solo sigue el movimiento browniano; si es motil se mueve a todos los lados.

(Sacsaquispe & Ventura, 2005)

2.5.6 Producción de ureasa

Es útil para determinar la capacidad de un organismo de degradar la urea, formando dos

moléculas de amoniaco por acción de la enzima ureasa. Si la prueba positiva se observa un

color rosado intenso en el pico de flauta o todo el agar. (Sacsaquispe & Ventura, 2005)

2.6 Pruebas de susceptibilidad antimicrobiana

Cuando se realiza el método de difusión los resultados se reportan en términos de

diámetro de inhibición de crecimiento de la bacteria a causa del antibiótico y cuando se

realizan los métodos de dilución como concentración mínima inhibitoria (CIM), el resultado

se da en términos de ug/ml, en ambos casos se acompaña la interpretación en términos de

sensible, intermedio o resistente de acuerdo a los puntos de corte. (Alí, 2013)

Los puntos de corte están dados por organizaciones dedicadas a la vigilancia de la

resistencia y a evaluar el comportamiento de las bacterias frente a los antimicrobianos de

acuerdo a sus características microbiológicas, farmacocinéticas y farmacodinámicas; dentro

21

de estas organizaciones se encuentran Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI),

European Commite on Antimicrobial Susceptibility Testing (ECAS), entre otros (Alí, 2013).

2.6.1 Prueba de susceptibilidad por difusión en agar

Preparación del inóculo

Se deben seleccionar al menos 3 a 5 colonias bien aisladas en el agar de cultivo y del

mismo tipo de morfología. Se toca la colonia por arriba con un asa esterilizada y el

crecimiento se transfiere a un tubo con 4 a 5 ml de un medio de cultivo adecuado, tal como

caldo soya tripticasa. La turbidez del caldo se ajusta con solución salina estéril o con caldo

para obtener una turbidez ópticamente comparable a un estándar de 0,5 McFarland.

(Sacsaquispe & Velásquez, 2002)

Inoculación de las placas

Después de ajustar la turbidez de la suspensión del inóculo se sume un hisopo estéril y se

rota varias veces, luego se presiona firmemente contra la pared interna del tubo sobre el nivel

de líquido, para remover el exceso de inóculo. Se inocula la superficie de una placa de agar

Mueller Hinton por rayado sobre toda la superficie. Este procedimiento es repetido 2 o 3

veces rotando la placa aproximadamente 60º C cada vez para asegurar una distribución

constante del inóculo y luego se pasa sobre los bordes del agar (Sacsaquispe & Velásquez,

2002).

Aplicación de los discos a las placas inoculadas

Los discos se dispensan sobre la superficie del agar y presionarlos para asegurar contacto

pleno con la superficie del agar. Deben ser distribuidos en forma constante y no debe quedar

a menos de 24 mm de distancia entre centros. No más de 12 discos se deben poner por placa

de 150 mm o no más de 5 en placas de 100 mm. Debido a que algunas drogas difunden casi

instantáneamente, un disco no debe ser relocalizado una vez que haya tomado contacto con la

22

superficie del agar. Las placas son invertidas y puestas en una incubadora a 35ºC

(Sacsaquispe & Velásquez, 2002).

Lectura de las placas

Después de 16 a 18 horas de incubación, cada placa debe ser examinada. Las zonas de

inhibición resultantes deben ser uniformemente circulares en una capa homogénea de

crecimiento. Si aparecen colonias individuales debido a que el inóculo estaba muy diluido y

la prueba debe ser repetida. Los diámetros de la zona de inhibición completa son medidos en

mm. Los tamaños de las zonas de inhibición son interpretados en las tablas NCCLS para ser

informado como susceptible, intermedio, o resistente a los antimicrobianos que se han

probado. (Sacsaquispe & Velásquez, 2002)

2.6.2 Estándares de interpretación de zonas de diámetro

Existen tablas específicas NCCLS las que indican los criterios para interpretar los

diámetros de zonas para categorizar exactamente los niveles de susceptibilidad de los

microorganismos a diferentes agentes antimicrobianos. (Sacsaquispe & Velásquez, 2002)

2.6.2.1 Categorías interpretativas

Sensible:

Cuando el microorganismo implicado es inhibido por las concentraciones del

antimicrobiano que se alcanzan usualmente cuando se utilizan dosis recomendadas de

acuerdo al sitio de la infección. (Alí, 2013)

Intermedio:

Esta categoría incluye aislamientos con CIMs del agente antimicrobiano que se aproximan

a las alcanzadas usualmente en sangre y tejidos y para los cuales las tasas de respuesta

pueden ser más bajas que para los aislamientos sensibles. Un resultado intermedio implica

eficacia clínica en los sitios corporales en los cuales el fármaco se concentra con mayor

facilidad. (Alí, 2013)

23

Resistente:

Las cepas resistentes no son inhibidas por las concentraciones usualmente alcanzables del

agente antimicrobiano en sangre o tejidos con los esquemas normales de dosificación o que

demuestren tener CIMs o zonas de diámetro en mm que caen en el rango donde existe la

probabilidad de expresar mecanismos específicos de resistencia microbiana y donde la

eficacia clínica del fármaco contra el microorganismo no ha sido demostrada confiablemente

en estudios clínicos. (Alí, 2013)

2.6.3 Susceptibilidad antimicrobiana mediante el sistema Vitek 2

2.6.3.1 Introducción

VITEK 2 es un sistema que utiliza tarjetas con reactivos colorimétricos, las que son

inoculadas con la suspensión de un cultivo puro microbiano y el perfil de desarrollo es

interpretado de forma automática. Las tarjetas reactivas tienen 64 pozos que contienen, cada

uno, un sustrato de prueba individual. Con estos sustratos se miden varias actividades

metabólicas como acidificación, alcalinización, hidrólisis enzimáticas y desarrollo en

presencia de sustancias inhibidoras. (Jordá, y otros, 2005)

Las tarjetas están selladas en ambos lados por una película clara que evita el contacto entre

las diferentes mezclas sustrato-microorganismo y a la vez permite la transmisión del nivel de

oxígeno apropiada. Cada tarjeta tiene un tubito de transferencia pre insertado para la

inoculación. Estas tarjetas tienen códigos de barras que contienen información sobre el tipo

de producto, número de lote, fecha de caducidad y un identificador único que puede ser

ligado a la muestra ya sea antes o después de cargar la tarjeta al sistema. (Jordá, y otros,

2005)

24

2.6.3.2 Procedimiento

Transferir con asa estéril, a partir de un cultivo puro desarrollado durante 24 h en Agar

nutritivo o TSA, una cantidad suficiente de inóculo a un tubo de ensayo de poliestireno claro

de 12x75 mm que contiene 3 mL de solución salina estéril. Ajustar la turbiedad a 0.50-0.63

unidades de la escala de McFarland con el densitómetro DensiChek™.

Colocar el tubo de ensayo que contiene la suspensión bacteriana dentro de la gradilla

especial (casete), y la tarjeta de identificación se coloca en la ranura cercana, insertando el

tubo de transferencia dentro del tubo con la suspensión correspondiente. Colocar el casete

con las muestras en el sistema VITEK 2. Una vez dentro del equipo, las muestras se someten

a los siguientes procesos de forma automática:

2.8.3.3 Inoculación

Las muestras son trasportadas a una cámara en la que se aplica vacío y en seguida se

reintroduce nuevamente el aire, ésta acción hace que la suspensión bacteriana pase a través

del tubo de transferencia hacia los microcanales que llenan todos los pozos.

2.6.3.4 Sellado e incubación de las tarjetas

Las tarjetas inoculadas pasan por un mecanismo que corta los tubos de transferencia y las

sella, previo a la carga dentro del carrusel incubador. Todos los tipos de tarjetas se incuban en

línea a 35.5 ± 1.0° C.

2.6.3.5 Lectura de las reacciones

Cada tarjeta es removida del carrusel incubador cada 15 min, transportada al sistema

óptico de transmitancia el que usa diferentes longitudes de onda del espectro visible para

interpretar las reacciones de turbiedad o el color de los productos metabólicos, y devuelta a su

sitio en el carrusel hasta el siguiente tiempo de lectura. Los datos son registrados a intervalos

de 15 min durante el periodo de incubación total.

25

Las bases de datos de los productos de identificación están construidos con un gran

número de cepas de microorganismos perfectamente caracterizados y probados bajo varias

condiciones de cultivo. Estas cepas provienen de una variedad de fuentes clínicas e

industriales, así como de colecciones de cultivo públicas (Ej.: ATCC) y universitarias.

2.7 Detección de Escherichia coli productora de BLEE

Algunas cepas productoras de estas enzimas pueden presentar halos de inhibición lo

suficientemente grandes como para ser clasificadas erróneamente como sensibles a las

Cefalosporinas de tercera generación y a Aztreonam. Se tomará en cuenta los diámetros para

Ceftazidima, Cefotaxima, Ceftriaxona y Aztreonam como test de tamizaje y los cuales nos

permiten sospechar la presencia de estas enzimas.

Si la cepa estudiada presenta halos de inhibición, para al menos uno de estos antibióticos,

iguales o inferiores a los diámetros referidos en las tablas de CLSI deberá realizarse un test

confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido”. (Sacsaquispe &

Velásquez, 2002)

Test confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido” (Según el

NCCSL - USA)

Este test requiere el uso de discos de Ceftazidima, Cefotaxima, Ceftazidima/Acido

Clavulánico y Cefotaxima/Acido Clavulánico, con los que se realiza un test difusión en disco

sin ninguna variante. Si los discos de Ceftazidima/Acido Clavulánico y Cefotaxima/Acido

Clavulánico presentan zonas de inhibición superiores 5 mm a aquellos producidos por los

discos de Ceftazidima y Cefotaxima, respectivamente, se considera el test como positivo.

(Sacsaquispe & Velásquez, 2002)

26

Test confirmatorio de BLEE (Según el NCCSL - USA)

ANTIBIÓTICO CONCENTRACIÓN

CEFOTAXIMA CTX 30 ug

CEFTAZIDIMA CAZ 30 ug

CEFOTAXIMA/AC. CLAV CTC 30/10 ug

CEFTAZIDIMA/AC. CLAV CZC 30/10 ug

Fuente: (Sacsaquispe & Ventura, 2005)

Elaborado por: Karla Imbaquingo. Año 2013

Test confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido” (Según el

Comité de Antibiograma de la Sociedad Francesa de Microbiología)

Este test requiere el uso de discos habituales de Amoxicilina/Acido Clavulánico,

Ceftazidima, Cefotaxima, Aztreonam y Ceftriaxona, con los que se realiza un test de difusión

en disco sin ninguna variante.

Los discos de Ceftazidima, Aztreonam, Cefotaxima y Ceftriaxona se disponen a 30 mm

del disco de Amoxicilina/Ácido Clavulánico (distancia de centro a centro de los discos). Si

una imagen de sinergia aparece entre el disco Amoxicilina/Ácido Clavulánico y los discos de

Ceftazidima y/o Aztreonam y/o Cefotaxima y/o Ceftriaxona, se considera el test como

positivo. (Sacsaquispe & Velásquez, 2002)

Una diferencia mayor de 5 mm

nos confirma la presencia de

BLEE

27

Test confirmatorio de BLEE (Según el Comité de Antibiograma de la Sociedad Francesa de

Microbiología)

ANTIBIÓTICO CONCENTRACIÓN CLSI (mm) CIM (ug/ml)

S I R S I R

CEFOTAXIMA CTX 30 ug ≥ 26 23-25 ≤ 22 ≤ 1 2 ≥ 4

CEFTAZIDIMA CAZ 30 ug ≥ 21 18-20 ≤ 17 ≤ 4 8 ≥ 16

CEFTRIAXONA CRO 30 ug ≥ 23 20-22 ≤ 19 ≤ 1 2 ≥ 4

AZTREONAM ATM 30 ug ≥ 21 18-20 ≤ 17 ≤ 4 8 ≥16

AMOX/AC.

CLAVULANICO AMC

20/10 ug ≥18 14-17 ≤13 ≤8/4 16/8 ≥32/16

Fuente: (Sacsaquispe & Ventura, 2005)

Elaborado por: Karla Imbaquingo. Año 2013

2.8 Reporte de antibiograma de las Escherichia coli productora de BLEE

Una vez detectadas las cepas productoras de estas “betalactamasas de espectro extendido”

deben ser reportadas como resistentes a todas las penicilinas, las cefalosporinas de todas las

generaciones (incluyendo los de cuarta generación) y al Aztreonam, cualquiera que sea el

diámetro de los discos de estos antibióticos. (Sacsaquispe & Velásquez, 2002)

2.9 Resistencia bacteriana

La resistencia es la capacidad que tienen las bacterias para evitar la acción de los

antibióticos. Una bacteria es sensible a un antibiótico cuando la concentración de este en el

La presencia de BLEE se

manifestó por el efecto

sinérgico del inhibidor y los

discos (efecto de huevo,

cola de pez o balón de futbol

americano).

28

lugar de la infección es 4 veces mayor a la concentración inhibitoria mínima (CIM) y por

ende una concentración inferior la hará resistente. (Alí Munive, Arango, Tovar, Cabrera, &

Cortés, 2013)

Las bacterias, por su tremenda capacidad de adaptación, pueden desarrollar mecanismos

de resistencia frente a los antibióticos. Existe una resistencia natural o intrínseca propia de la

bacteria, significa que todas las bacterias de la misma especie son resistentes a un

determinado grupo de antibióticos lo que definitivamente les da una ventaja evolutiva. (Alí,

2013)

La resistencia adquirida es cuando una bacteria se hace resistente a un antibiótico que

antes era efectivo en su tratamiento. Se presenta por mutaciones en el ADN bacteriano o por

incorporación de elementos genéticos de otras bacterias. En el primer caso se transmite de

una célula a una célula hija y así de generación en generación (transmisión vertical). En el

segundo caso, la transferencia de material genético se hace de una célula a otra a través de

elementos móviles como plásmidos, integrones, transposones, etc. (transmisión horizontal) y

aquí las bacterias ni siquiera deben ser de la misma especie pero evidentemente pueden

transmitir a sus descendientes. (Alí, 2013)

2.10 Mecanismos de resistencia en Escherichia coli

2.10.1 Resistencia a los antibióticos betalactámicos

Los betalactámicos actúan inhibiendo la última etapa de la síntesis de la pared celular

bacteriana, constituyen la familia más numerosa de antimicrobianos y la más utilizada en la

práctica clínica. Se trata de compuestos de acción bactericida lenta, relativamente

independiente de la concentración plasmática, que presentan escasa toxicidad y poseen un

amplio margen terapéutico. (Seija & Vignoli)

29

2.10.1.1 Resistencia a las penicilinas

En la división activa de la bacteria, las penicilinas inhiben ciertas enzimas que crean

reacción cruzada entre las cadenas peptídicas de la pared y de esta forma impiden el

desarrollo de la estructura normal del peptidoglicano. Mediante este mecanismo se crea una

pared celular defectuosa que no protege a la bacteria y fácilmente se produce la lisis celular

del microorganismo por la alta presión osmótica de su interior (Alí, 2013).

Los mecanismos de resistencia son:

1.- Producción de enzimas (betalactamasas):

Estas betalactamasas son capaces de romper este anillo e inactivar estos antibióticos. Las

betalactamasas hidrolizan el anillo betalactámico antes de su unión con las PBPs. Las

betalactamasas de E. coli, las cuales son mediadas por plásmidos pueden ser transferibles e

inactivadas por los inhibidores de las betalactamasas. (Alí, 2013)

Betalactamasas de espectro extendido (BLEE)

Son enzimas que se caracterizan por conferir resistencia a penicilinas, cefalosporinas,

oximino-cefalosporinas y al aztreonam (Prada, 2002). Las cepas que producen BLEE son

resistentes a todos los antibióticos betalactámicos con la excepción de las carbapenemas, las

cefamicinas y las combinaciones de betalactámicos con inhibidores de betalactamasas (ácido

clavulánico, sulbactam y tazobactam). (Carrillo & García, 2008)

Además de las BLEE clásicas, de naturaleza plasmídica, existe una serie de

microorganismos que producen betalactamasas cromosómicas que, en el caso de una

hiperproducción, confieren fenotipos de resistencia similares al que determinan las BLEE,

esto es, resistencia a las cefalosporinas de espectro extendido e inhibición por el ácido

clavulánico. (Carrillo & García, 2008)

30

Por tanto, cuando se habla de BLEE se hace referencia a las enzimas de codificación

plasmídica, ya que estas representan un mayor problema epidemiológico debido a su elevada

capacidad de diseminación. (Álvarez, 2010)

Epidemiología

La primera descripción de una betalactamasa plasmídica con un perfil de resistencia a

penicilinas y cefalosporinas (1era y 2da generación) pero sensibles a cefoxitina se realizó en

Alemania en 1983, a partir de una cepa de Klebsiella ozaenae. (Perozo, Castellano, Ginestre,

& Harris, 2007) Las BLEE clásicas derivan de las betalactamasas con actividad

fundamentalmente penicilinasa e inhibibles por el ácido clavulánico como TEM-1, TEM-2 y

SHV-1. Pero el análisis de estas cepas demostró que la resistencia es debida a la producción

de una betalactamasa plasmídica transferible derivada de SHV-1 y que se denominó SHV-2.

(Perozo, Castellano, Ginestre, & Harris, 2007)

El incremento de espectro que generaba este descubrimiento, hizo que se las denominara

betalactamasas de espectro ampliado, por hidrolizar un rango de betalactámicos más amplio

que las enzimas plasmídicas TEM-1, TEM-2 y SHV-1.

Las BLEE han evolucionado a partir de sustituciones de aminoácidos en la penicilinasas,

temonieta (TEM), variable sulfidril (SHV) y oxacilina (OXA). Dentro de estas familias de

enzimas se encuentran las primeras variantes de BLEE identificadas, las cuales siguen siendo

las más prevalentes. (Martín, Martín, & Liso, 2001)

En 1989 se describió un nuevo tipo de BLEE, las cefotaximasas o CTX-M, prácticamente

de forma simultánea en una cepa de E. coli en Alemania y en una cepa de Salmonella en

Argentina. Estas enzimas se caracterizan por conferir resistencia de alto nivel a la

cefuroxima, cefotaxima y cefepima. (Hernández E. , 2009) En los últimos años estamos

asistiendo a una serie de cambios en la epidemiología de las enterobacterias productoras de

31

BLEE. Mientras que en los años 1980 y 1990 la mayoría de las BLEE eran del tipo TEM o

SHV, actualmente las más frecuentes en la mayoría de los países, incluyendo Ecuador, son

las CTX-M. (Hernández E. , 2009)

Cada vez es más frecuente el aislamiento de enterobacterias con BLEE, especialmente E.

coli, fuera del ámbito hospitalario, particularmente como causa de infección urinaria en

pacientes de atención primaria. (Perozo, Castellano, Ginestre, & Harris, 2007)

2.- Modificación de las diana en las PBP

Las alteraciones en las PBP pueden interrumpir la unión del betalactámico a la proteína, lo

que disminuye su actividad, a través de mutaciones, hiperexpresión y modificación de la

afinidad. (Alí, 2013)

3.- Alteración de la permeabilidad y bombas de expulsión

La membrana celular es una barrera ante las sustancias poco lipofílicas como los

betalactámicos para poderse unir a las PBP. Ciertos microorganismos disponen de un

bombeo de antibióticos muy eficaz, determinando su resistencia intrínseca a muchos

antibióticos incluidos los betalactámicos. (Alí, 2013)

2.10.1.2 Resistencia a las cefalosporinas

Las cefalosporinas comparten el mismo mecanismo de acción que las penicilinas y los

demás betalactámicos, inhibiendo el crecimiento de bacterias sensibles por la inactivación de

enzimas localizadas en la membrana celular, las cuales intervienen en la tercera fase de la

síntesis de la pared bacteriana. Las cefalosporinas tienen afinidad por ciertas PBPs más que

otros betalactámicos, condicionando la inhibición del crecimiento bacteriano o muerte del

microorganismo. (Alí, 2013)

Los principales mecanismos de resistencia a cefalosporinas:

32

1.- Disminución de la penetración del antibiótico al sitio de acción

Las cefalosporinas ingresan al espacio periplásmico favoreciendo altas concentraciones y

resistencia relativa a la hidrolisis a este nivel. Posteriormente se adhiere a las PBPs

respectivas con el fin de interferir la formación de peptidoglicano. La pérdida de porinas en la

membrana externa puede alterar la relación entre la concentración del medicamento y las

betalactamasas del espacio periplásmico conllevando a una mayor hidrolisis del

medicamento. (Alí, 2013)

2.- Alteración del sitio de acción

El sitio de acción de las cefalosporinas son las PBSs de la membrana citoplasmática

bacteriana. A este nivel pueden producirse inserciones o sustituciones de aminoácidos que se

traducen en perdida de la afinidad del antimicrobiano a la proteína. (Alí, 2013)

3.- Inactivación del antibiótico mediada por enzimas bacterianas

El mecanismo de resistencia más frecuente a las cefalosporinas es la destrucción por

hidrólisis del anillo betalactámico. Tales enzimas son denominadas cefalosporinasas o

betalactamasas. Su producción puede ser codificada dentro del cromosoma o adquirida por

plásmidos o transposones. De tal manera, las bacterias pueden generar betalactamasas

constitutivas o inducir su producción por estimulo del agente microbiano. (Alí, 2013)

4.- Bombas de eflujo

Son proteínas transmembrana encargadas de generar la extrusión del antibiótico en contra

gradiente de concentración con lo cual incurren en un gasto energético para la bacteria. (Alí,

2013)

2.10.1.3 Resistencia a los carbapenémicos

Los carbapenémicos son los antibióticos betalactámicos dotados de mayor espectro,

actividad y resistencia a las betalactamasas. Poseen un amplio espectro de actividad y son

33

altamente potentes contra bacterias Gram negativas. Inhiben la síntesis de la pared bacteriana

e inducen la autolisis bacteriana. La resistencia a carbapenémicos emerge cuando se

combinan los mecanismos de resistencia (Moreno Monge, 2013)

1.- Producción de carbapenemasas

Las carbapenemasas tienen la capacidad de hidrolizar tanto a los carbapenémicos como a

otros betalactámicos. Además presentan la característica de ser resistentes contra la acción de

los inhibidores de betalactamasas disponibles. Pueden estar codificadas en el cromosoma

bacteriano o estar presentes en elementos genéticos móviles. Se ha propuesto una

clasificación en dos grupos: serin-carbapenemasas que pertenecen a la clase molecular A o D

de Ambler y metalo-β-lactamasas (MBLs) que corresponden a la clase B de Ambler,

denominadas así por la dependencia de metales como el zinc para su funcionamiento. Estos

grupos difieren en su mecanismo de hidrólisis, el modo de transferencia y la acción de los

inhibidores. (Bush & Jacoby, 2010)

Las serin-carbapenemasas clase A hidrolizan penicilinas, cefalosporinas (en menor grado

cefalosporinas de tercera y cuarta generación), monobactámicos y carbapenémicos.

Las Metalo-β-lactamasas (MBLs) clase B son enzimas que típicamente hidrolizan todos los

betalactámicos excepto monobactámicos y son inhibidas por quelantes de iones metálicos

tales como EDTA. (Bush & Jacoby, 2010)

2.- Alteraciones de la permeabilidad

Los carbapenémicos utilizan a las porinas para llegar a su sitio blanco, ante la presión de

selección que ejercen, emergen cepas de bacterias mutantes deficientes en porinas, ya sea

porque transportan mutaciones que generan porinas alteradas no funcionales o una expresión

disminuida de éstas. De esta manera, la cantidad de carbapenémico que llega al espacio

34

periplásmico disminuye considerablemente y por lo tanto se generan cepas con fenotipos de

resistencia. (Moreno Monge, 2013)

3.- Bombas de e-flujo

Las bombas de e-flujo son estructuras proteicas capaces de expulsar del citoplasma y del

periplasma bacteriano compuestos tóxicos para la bacteria, tales como metabolitos,

detergentes, solventes orgánicos y antibióticos. Para su funcionamiento utilizan la hidrólisis

de ATP o un mecanismo de contra-transporte iónico como sustrato de energía. Su expresión

puede ser permanente o inducida. (Moreno Monge, 2013)

2.10.1.4 Resistencia a monobactámicos

Los monobactámicos son antibióticos estructuralmente relacionados con los

betalactámicos, pero con configuración monocíclica. Aunque estos compuestos tienen débil

actividad antibacteriana, la modificación en sus cadenas laterales mejora su espectro y

estabilidad. El primero en importancia clínica es aztreonam, el que fue obtenido por síntesis.

Tiene un espectro de acción similar a los aminoglucósicos, sin ser nefrotóxico (Braselli).

La droga puede ser activa contra cepas resistentes de bacilos gramnegativos de origen

hospitalario. Si bien el aztreonam no es hidrolizado por las betalactamasas más habituales, ha

sido descrita la resistencia mediada por betalactamasas tanto cromosómicas como

plasmídicas. (Braselli)

2.10.2 Resistencia a las quinolonas

El mecanismo de acción de las quinolonas es la inhibición de la acción de las

topoisomerasas tipo II (ADN girasa en gram negativas y topoisomerasa IV en gram

positivas). La ADN girasa es una enzima compuesta por cuatro subunidades dos tipo A y dos

tipo B codificadas por gyrA y gyrB respectivamente, y que es la encargada de catalizar el

superenrrollamiento negativo del ADN. Una vez que las topoisomerasas rompen las hebras

35

de ADN, las fluoroquinolonas se unen al ADN roto impidiendo que la replicación continúe

(Calvo & Martinez, 2009).

Mecanismo de resistencia: Se da por mutaciones puntuales que generan el cambio de

aminoácidos en la enzima blanco del antibiótico, sistemas de expulsión activa y presencia de

genes plasmídicos de resistencia antibiótica (Calvo & Martinez, 2009).

2.10.3 Resistencia a tetraciclinas

Esos antibióticos penetran en el citoplasma bacteriano por un proceso dependiente de

energía y se unen de forma reversible a la subunidad 30S del ribosoma y bloquea la síntesis

proteica (Calvo & Martinez, 2009).

Mecanismo de resistencia: Presencia de bombas de eflujo específicas para tetraciclina.

2.10.4 Resistencia al cloranfenicol

Antibiótico bacteriostático que bloquean la síntesis proteica bacteriana uniéndose

reversiblemente a la proteína L16 localizada en la subunidad 50S (Calvo & Martinez, 2009).

Mecanismo de resistencia: Inactivación enzimática por acetilación y exportadores

específicos de cloranfenicol.

2.10.5 Resistencia al trimetoprim sulfametoxazol

Inhiben la síntesis de dihidropteorato sintasa, enzima clave en la ruta del ácido fólico

(Calvo & Martinez, 2009).

Mecanismo de resistencia: Los mecanismos de resistencia a sulfonamidas y a trimetropim

mayormente descritos son los relacionados con la adquisición de genes mutantes mediante

elementos móviles. En el caso del sulfonamidas se han descrito los genes sul1, sul2 y sul3

relacionados con integrones y que codifican formas mutantes de la enzima dihidropteroato

36

sintasa que no pueden ser inhibidas por el antibiótico. Lo mismo sucede en el caso del

trimetropim, se han descritos múltiples genes dfr que generan resistencia antibiótica

(Mosquito, Ruiz, Bauer, & Ochoa, 2011).

2. 11 Antimicrobianos que bloquean mecanismos de resistencia

Los más importantes son los inhibidores de betalactamasas de serina, que incluyen ácido

clavulánico, sulbactam y tazobactam. Carecen de acción antibacteriana intrínseca de

verdadera importancia clínica, pero se unen irreversiblemente a algunas betalactamasas,

protegiendo de su acción a los antibióticos betalactámicos. Aunque se conocen sustancias que

bloquean in vitro las bombas de expulsión activa o las enzimas modificadoras de

aminoglucósidos, ninguna de ellas a podido introducirse en terapéutica.

37

VARIABLES Y SU OPERACIONALIZACIÓN

VARIABLES DEFINICIÓN CONCEPTUAL DEFINICIÓN OPERACIONAL INDICADORES

Variable Independiente

Pacientes

Persona que padece de dolor o

malestar que es atendida por un

servicio de salud

Personas de Consulta Externa que

acudieron al Laboratorio de

Microbiología del Hospital

General Enrique Garcés.

1. Sexo

Masculino

Femenino

2. Edad

0-20 años

21-40 años

41-60 años

61-80 años

81-100 años

Variable Dependiente

Escherichia coli productora de

BLEE

Escherichia coli es el germen

aislado con mayor frecuencia en

infecciones del tracto urinario. El

uso indiscriminado de antibióticos

es la principal causa en la

generación de resistencia,

encontrándose cepas productoras

de betalactamasas de espectro

extendido (BLEE) tanto en la

comunidad y en el hospital. Estas

enzimas son capaces de inactivar

penicilinas, cefalosporinas (1era y

2da generación) excepto

cefamicinas y carbapenémicos. El

aumento de resistencias complica

aún más el tratamiento del

paciente.

Resultados de cultivos de orina y

antibiogramas que fueron

realizados en el año 2013. Se

obtendrá esta información de los

registros manuales y automáticos

existentes en el Hospital.

1. Cultivos de orina

Positivos

Negativos

2. Microorganismos

Bacilos gram

negativos

Cocos gram

positivos

3. Escherichia coli

BLEE positivo

BLEE negativo

4. Resistencia y sensibilidad

Escherichia coli

productora de

BLEE

38

CAPÍTULO III

METODOLOGÍA

3.1 Tipo de investigación

El diseño del presente estudio es descriptivo. La información fue recolectada del

Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés del período enero - diciembre del

año 2013.

3.2 Técnicas e instrumentos de recolección de datos

El registro de información se realizó en una hoja de recolección de datos en la que constó

datos como: nombre del paciente, edad, historia clínica, tipo de muestra, fecha, tipo de

microorganismo y resultados de los antibiogramas obtenidos en las técnicas manuales y

automáticas del sistema Vitek 2.

Una vez obtenida la información necesaria para el estudio, fue unificada en una sola base

de datos evitando la duplicidad. Esta base de datos fue procesados en el sistema SPSS

Stadistics Versión 2.0

3.3 Universo y muestra

3.3.1 Universo

La población está constituida por 1132 pacientes de la Consulta Externa del Hospital

General Enrique Garcés que se realizaron cultivos de orina en el laboratorio de Microbiología

durante el período enero – diciembre del año 2013.

39

3.3.2. Muestra

Se trabajó con toda la población. Debido a que se tomó en cuenta un solo aislamiento por

paciente el universo coincide con la muestra (1132 pacientes = 1132 cultivos de orina).

3.3.3 Criterios de inclusión y exclusión

Criterios de inclusión

Se incluyó a todos los pacientes cuyos cultivos de orina fueron positivos para Escherichia

coli con su respectivo antibiograma.

Criterios de exclusión

Se excluyó a todos los pacientes con cultivos de orina mixtos o sin crecimiento bacteriano.

3.4 Tipo de análisis

El análisis de los datos que se llevó acabo en esta investigación fue expresada en

porcentajes, para lo cual utilicé gráficos y tablas con su respectivo detalle.

3.5 Logística

Este proyecto de investigación tuvo el respaldo del personal profesional del laboratorio de

Microbiología y sobre todo de la Unidad de Epidemiología del Hospital General Enrique

Garcés, quienes supervisaron la investigación.

3.6 Ética

Todos los datos obtenidos en esta investigación fueron manejados con total

confidencialidad y discreción. Los nombres de los pacientes fueron encriptados para el

análisis de las bases de datos.

40

CAPÍTULO IV

4. RESULTADOS

4.1.- Frecuencia porcentual de cultivos de orina de Consulta Externa realizados en el Hospital

General Enrique Garcés. Período enero – diciembre del 2013

Tabla 1. Frecuencia porcentual de cultivos de orina de Consulta Externa

Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013

Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013

Cultivos N° casos Porcentaje

Positivos 399 35,25%

Negativos 733 64,75%

Total 1132 100%

41

Ilustración 1. Frecuencia porcentual de cultivos de orina de Consulta Externa



Durante el período enero a diciembre del año 2013 se determinó como base un total de

1132 resultados de análisis de cultivos de orina de los cuales 733 (64,75%) fueron negativos

y 399 (35,25%) casos fueron positivos, es decir presentaron crecimiento bacteriano de un

solo germen.

Positivos

35,25%

Negativos

64,75%

FRECUENCIA PORCENTUAL DE CULTIVOS DE ORINA DE

CONSULTA EXTERNA

399

733

42

4.2.- Frecuencia de los microorganismos aislados en cultivos de orina positivos realizados en

el Hospital Enrique Garcés. Período enero – diciembre 2013

Tabla 2. Frecuencia de microorganismos aislados en cultivos de orina positivos

Grupo

microbiológico Microorganismo N° casos Porcentaje

Bacilos Gram

negativos

Citrobacter freundii 4 1,00%

Enterobacter aerogenes 1 0,25%

Escherichia coli 338 84,71%

Klebsiella oxytoca 5 1,25%

Klebsiella pneumoniae spp

pneumoniae

24 6,02%

Morganella morgani 1 0,25%

Proteus mirabilis 10 2,51%

Providencia rettgeri 1 0,25%

Serratia liquefaciens 1 0,25%

Cocos Gram

positivos

Staphylococcus aureus 1 0,25%

Staphylococcus saprophyticus 4 1,00%

Enterococcus spp 9 2,26%

Total: 399 100%



43

Ilustración 2. Frecuencia de microorganismos aislados en cultivos de orina positivos



De los 399 cultivos positivos; 338 (84,71%) correspondieron a Escherichia coli, mientras

que 61 (15,29%) presentaron otras bacterias. Este resultado evidencia a E. coli como el

agente etiológico aislado con mayor frecuencia a diferencia de los otros microoganismos. Los

gérmenes menos frecuentes son: 24 casos de Klebsiella pneumoniae spp pneumoniae

(6,02%), 10 casos de Proteus mirabilis (2,51%), 9 casos de Enterococcus spp (2,26%), 5

casos de Klebsiella oxytoca (1,25%), 4 casos de Staphylococcus saprophiticus (1%), 4 casos

de Citrobacter freundii (1%), entre otros.

1 0,25

84,71

1,256,02

0,25 2,51 0,25 0,25 0,25 1 2,26

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

FRECUENCIA DE MICROORGANISMOS AISLADOS EN CULTIVOS DE ORINA POSITIVOS

%

44

4.3.- Frecuencia porcentual de BLEE en cultivos de Escherichia coli realizados en el Hospital

General Enrique Garcés. Período enero – diciembre del 2013

Tabla 3. Frecuencia de BLEE en Escherichia coli



BLEE N° casos Porcentaje

Negativo 261 77,22%

Positivo 77 22,78%

Total: 338 100%

45

Ilustración 3. Frecuencia de BLEE en Escherichia coli



De los 338 casos de Escherichia coli se encontró que 77 (22,78%) fueron productoras de

betalactamasas de espectro extendido (BLEE) y las 261 (77,22%) restantes no fueron

productoras de BLEE. Este porcentaje debe ser tomado en cuenta debido a las posibles

complicaciones que podrían generar en el tratamiento de infecciones de vías urinarias la

presencia de esta enzima. Cabe recalcar que se trabajó con cultivos de consulta externa y no

de hospitalización en donde es más común la presencia de BLEE, por tanto es de vital

importancia la realización de un cultivo de orina previo al tratamiento.

Negativo

77,22%

Positivo

22,78%

FRECUENCIA DE BLEE EN ESCHERICHIA COLI

77

261

46

4.4.- Frecuencia según la edad de los pacientes portadores de Escherichia coli productora de

BLEE. Período enero – diciembre 2013

Tabla 4. Frecuencia según la edad de los pacientes portadores de Escherichia coli productora

de BLEE

Edad (años) N° casos Porcentaje

0 a 20 14 18,18%

21 a 40 16 20,78%

41 a 60 24 31,17%

61 a 80 18 23,38%

81 a 100 5 6,49%

Total: 77 100%



47

Ilustración 4. Frecuencia según la edad de los pacientes portadores de Escherichia coli

productora de BLEE



De los 77 pacientes portadores de Escherichia coli productora de BLEE se determinó que

de 1-20 años se presentaron 14 casos (18,18%), mientras que 21-40 años se encontraron 16

casos (20,78%), de 41-60 años se presentó 24 casos (31,17%), de 61-80 años se encontró 29

casos (8,58%), de 41-50 años se presentó 30 casos (8,88%), de 51-60 años se encontraron 65

casos (23,38%) y de 81-70 años se presentó 5 casos(6,49%).

Este resultado determina que la edad más propensa a contraer infección por Escherichia

coli productora de BLEE está comprendida entre los 41-60 años.

18,1820,78

31,17

23,38

6,49

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 a 20 21 a 40 41 a 60 61 a 80 81 a 100

FRECUENCIA SEGÚN LA EDAD DE LOS PACIENTES PORTADORES DE E. coli PRODUCTORA DE BLEE

%

48

4.5.- Frecuencia según el sexo de los pacientes portadores de Escherichia coli productora de


Tabla 5. Frecuencia según el sexo de los pacientes portadores de Escherichia coli productora

de BLEE

Sexo N° casos Porcentaje

Masculino 4 5,19%

Femenino 73 94,81%

Total 77 100%



49

Ilustración 5. Frecuencia según el sexo de los pacientes portadores de Escherichia coli

productora de BLEE



De los 77 pacientes portadores de Escherichia coli productora de BLEE; 73 (94,81%)

casos corresponden al sexo femenino y 4 (5,19%) casos pertenecen al sexo masculino.

Este resultado muestra que el sexo femenino es el más propenso a adquirir infecciones

urinarias por Escherichia coli productora de BLEE.

Masculino

5%

Femenino

95%

FRECUENCIA SEGÚN EL SEXO DE LOS PACIENTES PORTADORES DE

E. COLI PRODUCTORA DE BLEE

4

73

50

4.6.- Distribución de los pacientes portadores de Escherichia coli productora de BLEE de

acuerdo a los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique Garcés.

Período enero – diciembre 2013

Tabla 6. Distribución de los pacientes portadores de E. coli productora de BLEE de acuerdo

a los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique Garcés.

Servicios de Consulta Externa N° casos Porcentaje

Ginecología/Obstetricia 23 29,87%

Medicina Interna 30 38,96%

Pediatría 14 18,18%

Cirugía 10 12,99%

TOTAL 77 100%



51

Ilustración 6. Distribución de los pacientes portadores de E. coli productora de BLEE de

acuerdo a los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique Garcés



La mayoría de pacientes portadores de Escherichia coli productora de BLEE provienen de

Medicina Interna (38,96%), Ginecología/Obstetricia (29,87%) y de los dos servicios restantes

en menor frecuencia: Pediatría (18,18%) y Cirugía (12.99%).

Ginecología/Obst

etricia 29,87%

Medicina Interna 38,96%

Pediatría 18,18%

Cirugía 12,99%

DISTRIBUCIÓN DE LOS PACIENTES PORTADORES DE E. COLI

PRODUCTORA DE BLEE

30

23

10

14

52

4.7.- Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada. Período

enero – diciembre del 2013

Tabla 7. Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada

Microorganismo N° casos Frecuencia

porcentual

Escherichia coli productora de BLEE 77 6,8%

Total población en estudio: 1132 100%



De los 1132 casos que se presentaron durante el año 2013, se obtuvieron 77 casos de

Escherichia coli productora de BLEE, por tanto la frecuencia de E. coli productora de BLEE

encontrada es 77/1132= 0.068 (6,8%).

53

4.8.- Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada de acuerdo

al sexo. Período enero – diciembre del 2013

Tabla 8. Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada de

acuerdo al sexo

N° de pacientes

atendidos en el

2013

Sexo

N° casos

Escherichia coli

BLEE

Frecuencia

porcentual

1002 Femenino 73 7,29%

130 Masculino 4 3,08%



De los 1132 casos que se presentaron durante el año 2013, se encontraron 73 casos de

Escherichia coli productora de BLEE en el sexo femenino (1002), por tanto la frecuencia de

E. coli productora de BLEE encontrada es 77/1002= 0.0729 (7,29%). Mientras que 4 casos se

presentaron en el sexo masculino (130), por tanto la frecuencia de E. coli productora de

BLEE es 4/130= 0.0308 (3,08%).

La frecuencia de mujeres con aislamientos de Escherichia coli productora de BLEE fue

más alta que la encontrada en los varones.

54

4.9.- Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli productora de


Tabla 9. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli

productora de BLEE

Antibiótico n = 77 casos Porcentajes

S I R S I R

Amox/Ac. Clav AMC 9 17 51 12% 22% 66%

Ampicilina AM 0 0 77 0% 0% 100%

Ampi/Sulbactam SAM 9 21 47 12% 27% 61%

Cefazolina CZ 0 0 77 0% 0% 100%

Cefepime FEP 8 57 12 10% 74% 16%

Ceftriaxona CRO 0 3 74 0% 4% 96%

Cefuroxima CXM 4 2 71 5% 3% 92%

Ciprofloxacina CIP 19 0 58 25% 0% 75%

Fosfomicina FF 53 3 21 69% 4% 27%

Nitrofurantoina F 63 10 4 82% 13% 5%

Norfloxacina NOR 48 10 19 62% 13% 25%

Trimetoprim/Sulfa SXT 18 0 59 23% 0% 77%

S=sensible I=intermedio R=resistente



55

Ilustración 7. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli

productora de BLEE



Escherichia coli productora de BLEE mostró buena sensibilidad a nitrofurantoína 82%,

fosfomicina 69% y fluoroquinolonas (norfloxacina 62%) y la resistencia encontrada fue:

100% para ampicilina, más del 92% para cefalosporinas de 1era, 2da y 3era generación, 77%

para Trimetoprim-sulfametoxazol, 75% para ciprofloxacino, 66% amoxicilina-ácido

clavulánico, 61% ampicilina sulbactam, 27% para fosfomicina, 25% para norfloxacina y 5%

para nitrofurantoína. Estos son los antibióticos comúnmente utilizados en infecciones

urinarias de pacientes ambulatorios.

12

0

12

0

10

05

25

69

82

62

23

66

100

61

100

16

9692

75

27

5

25

77

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

SENSIBILIDAD Y RESISTENCIA DE E. coli PRODUCTORA DE BLEE

Sensible Resistente

%

56

4.10.- Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli NO

productora de BLEE. Período enero - diciembre 2013

Tabla 10. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli NO

productora de BLEE

Antibiótico n = 261 casos Porcentajes

S I R S I R

Amox/Ac. Clav AMC 118 49 94 45% 19% 36%

Ampicilina AM 98 0 163 38% 0% 62%

Ampi/Sulbactam SAM 126 52 83 48% 20% 32%

Cefazolina CZ 249 4 8 95% 2% 3%

Cefepime FEP 259 0 2 99% 0% 1%

Ceftriaxona CRO 259 0 2 99% 0% 1%

Cefuroxima CXM 252 2 6 97% 1% 2%

Ciprofloxacina CIP 179 0 82 69% 0% 31%

Fosfomicina (200) FF 240 2 19 92% 1% 7%

Nitrofurantoina F 224 29 8 86% 11% 3%

Norfloxacina NOR 165 17 78 63% 7% 30%

Trimetoprim/Sulfa SXT 115 0 146 44% 0% 56%

S=sensible I=intermedio R=resistente



57

Ilustración 8. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli NO

productora de BLEE



Escherichia coli NO productora de BLEE mostró buena sensibilidad a cefalosporinas de

1era, 2da, 3era generación y 4ta generación (cefepime 99%, ceftriaxona 99%, cefuroxima

97% y cefazolina 97%), fosfomicina 92%, nitrofurantoína 86%, fluoroquinolonas

(ciprofloxacina 69% y norfloxacina 63%) y la resistencia encontrada fue: 62% para

ampicilina, combinaciones con inhibidores de betalactamasas (56% para trimetoprim-

sulfametoxazol, 36% para amoxicilina-ácido clavulánico y 32% para ampicilina-sulbactam),

fluoroquinolonas (31% para ciprofloxacino y 30% para norfloxacina).

4538

48

9599 99 97

69

9286

63

44

36

62

32

3 1 1 2

31

73

30

56

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

SENSIBILIDAD Y RESISTENCIA DE E. coli NO PRODUCTORA DE BLEE

Sensible Resistente

%

58

4.11 Discusión

En esta investigación realizada en el Hospital Enrique Garcés se determinó que de los 399

pacientes con cultivos de orina positivos el 84,71% corresponde a cepas de E. coli, valor

superior a un estudio realizado en el Hospital de los Valles en el que incluyeron 426 cultivos

de orina y el 76,7% fue E. coli (Salazar Barragán, 2010). Ambos estudios muestran a E. coli

como el agente etiológico más frecuente en infecciones urinarias. Estas infecciones

constituyen un importante problema de salud que afecta a millones de personas cada año

(Echevarría, Sarmiento, & Osores, 2006).

De los 338 pacientes con aislamientos de E. coli se observó que el 93,2% pertenecieron a

las mujeres, similar a un estudio realizado en el Hospital San José en Monterrey donde se

aislaron 652 cepas de E. coli y el 89% correspondieron a mujeres. Los dos estudios solo

reafirman lo que dice en la literatura médica, acerca de la ocurrencia de las infecciones

urinarias con mayor frecuencia en el sexo femenino (Andreu & Planells, 2006).

La mayor frecuencia de aislamientos de E. coli en esta investigación fue en pacientes

menores de 10 años y de 50-60 años, porcentaje que difiere del estudio antes mencionado en

el Hospital San José donde la mayor frecuencia de E. coli fue en pacientes de 15 a 50 años

(Guajardo, González, & Ayala, 2009). Sin embargo en varios estudios manifiestan que este

microorganismo puede afectar a cualquier grupo etario en mayor o menor frecuencia (Andreu

& Planells, 2006).

La resistencia de E. coli no productora de BLEE encontrada en esta investigación fue:

62% para ampicilina, 36% amoxicilina-ácido clavulánico, 7% fosfomicina, 3%

nitrofurantoína y 2% cefuroxima, valores que no difieren tanto de un estudio multicéntrico

realizado en España donde encontraron el siguiente patrón de resistencia: 61% para

59

ampicilina, 23,90% ciprofloxacina, 8,1% amoxicilina-ácido clavulánico, 8,9% cefuroxima,

3,8% nitrofurantoína y 1,7% para fosfomicina (Planells, 2008). Ambos estudios demuestran

que el porcentaje de resistencia de E. coli a la ampicilina es muy elevado lo que desaconseja

su empleo en el tratamiento empírico de las infecciones del tracto urinario (ITU). Tanto la

amoxicilina-ácido clavulánico como las cefalosporinas de segunda y tercera generación

mantienen un porcentaje de resistencia bajo, lo que las convierte en opciones válidas. Sin

embargo, las guías norteamericanas no recomiendan la utilización empírica de betalactámicos

como pauta de primera elección en las ITU (Hooton, Besser, Foxman, & Fritsche, 2004),

debido a que la exposición previa a cefuroxima predispone a la aparición de E. coli

productora de BLEE (Calbo, Romaní, Xercavins, & Gómez, 2006).

Los estudios realizados para conocer la susceptibilidad antimicrobiana de Escherichia coli

causante de infecciones del tracto urinario, son importantes al momento de elegir la terapia

empírica más adecuada para los pacientes (Navarro, y otros, 2013). Pero la administración

indiscriminada de antibióticos es un factor que influye en el aumento de resistencia (Sanchez,

Ríos, & Mattar, 2008).

De los 338 pacientes con aislamientos de Escherichia coli se encontró que 77 casos

fueron productoras de BLEE, correspondiente al 22.78%, valor superior a los siguientes

estudios: uno realizado en Hospitales de Hermosillo se determinó BLEE en el 15,5% de 767

aislamientos de E. coli. En el estudio realizado en el Hospital de Villavicencio se encontró

una prevalencia de 6,9% en 867 cepas de E. coli (Pérez, Pavas, & Rodríguez, 2011). Otro

estudio realizado en Cuenca de 103 aislamientos de E. coli el 6.8% fueron productoras de

BLEE (León & Vázquez, 2013). Mientras que en otro estudio realizado en el Hospital San

Carlos en Madrid se identificaron 563 cepas de E. coli en tres años consecutivos dando una

60

prevalencia de 2,61% en el 2009; 6,52% en el 2010 y 5,98% en el 2011 (García M. , 2013), lo

cual hace notar un incremento de la resistencia en el pasar de los años.

El aislamiento de Escherichia coli productora de BLEE en nuestro estudio afectó en su

mayoría al género femenino (94,81%) y a todos los grupos de edad, especialmente los

comprendidos entre 41-60 años; pero varios estudios manifiestan que la edad no es un factor

predisponente para padecer de esta infección, pudiendo afectar a cualquier persona sin una

edad en específico (Andreu & Planells, 2006).

La resistencia de E. coli productora de BLEE en nuestro estudio fue: 100% para

ampicilina, cefazolina, cefotaxima, 96% ceftriaxona, 92% cefuroxima, 77% Trimetoprim-

sulfametoxazol, 75% ciprofloxacino, 66% amoxicilina-ácido clavulánico, 61% ampicilina

sulbactam, 27% para fosfomicina, 25 norfloxacina y 5% nitrofurantoína. En un estudio

realizado en Cuenca la sensibilidad para Escherichia coli productora de BLEE fue: 100%

para norfloxacina, 57,14% para gentamicina y 85,71% para nitrofurantoína (León &

Vázquez, 2013). Las cepas productoras de BLEE en nuestro estudio tienen buena sensibilidad

a fosfomicina (69%), norfloxacina (62%) y nitrofurantoína (82%).

Por último, el porcentaje de BLEE (22,78%) encontrado en esta investigación debe ser

tomado en cuenta, debido a las posibles complicaciones que podría generar en el tratamiento

de las infecciones de vías urinarias. (Pérez, Pavas, & Rodríguez, 2011).

61

4.12 Conclusiones

La frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE encontrada en los 1132

cultivos de orina de los pacientes de Consulta Externa del Hospital General Enrique

Garcés durante el periodo enero - diciembre del año 2013 fue del 6,8% con 77 casos.

Se encontraron 77 cepas productoras de BLEE en 338 cepas de Escherichia coli

aisladas en cultivos de orina de pacientes de la Consulta Externa del Hospital General

Enrique Garcés, representando el 22,78%.

La edad más propensa a adquirir infección urinaria por Escherichia coli productora

de BLEE está comprendida entre los 41-60 años con 24 casos que equivalen al

31,17%.

El sexo más propenso a adquirir infección urinaria por Escherichia coli productora

de BLEE es el sexo femenino, con un mayor número de casos, 73 que equivalen al

94,81%.

La distribución de los pacientes con aislamientos de E. coli productora de BLEE

de acuerdo al servicio en Consulta Externa del H.G.E.G es: 30 casos en Medicina

Interna (38,96%), 23 casos en Ginecología/Obstetricia (29,87%), 14 casos en

Pediatría (18,18%) y 10 casos en cirugía (12,99%).

Las cepas de Escherichia coli productora de BLEE mostraron buena sensibilidad a

nitrofurantoína 82%, fosfomicina 69% y norfloxacina 62%. Mientras que la

resistencia encontrada fue: 100% para ampicilina, más del 92% para cefalosporinas de

1era, 2da y 3era generación, 77% para Trimetoprim-sulfametoxazol, 75% para

ciprofloxacino, 66% amoxicilina-ácido clavulánico, 61% ampicilina sulbactam, 27%

para fosfomicina, 25% para norfloxacina y 5% para nitrofurantoína.

62

4.13 Recomendaciones

Sería conveniente incentivar a las autoridades de la institución a elaborar políticas

de uso racional de antibióticos utilizados en infecciones urinarias de pacientes

ambulatorios.

Se sugiere considerar los patrones de sensibilidad y resistencia detallados en el

estudio para ser utilizado en la realidad del Hospital Enrique Garcés.

Es fundamental que los médicos tratantes informen a los pacientes la importancia

del cumplimiento en el tratamiento de las infecciones.

Se sugiere realizar una continua vigilancia por parte del Servicio de Microbiología

y la Unidad de Epidemiología, para disminuir infecciones causadas por

microorganismos resistentes.

63

CAPÍTULO V

LA PROPUESTA

5.1 Título:

Programa de difusión y orientación sobre la infección de vías urinarias por Escherichia

coli productora de BLEE: factores predisponentes y medidas preventivas.

5.2 Justificación

Los resultados provenientes del presente estudio, muestran que la prevalencia de

Escherichia coli productora de BLEE ha alcanzado un nivel moderado del 22,78% en el

Hospital Enrique Garcés. Situación que preocupa ya que esta bacteria produce una amplia

gama de infecciones, entre ellas las del tracto urinario, provocando infecciones leves,

moderadas y graves como la sepsis. Es por esta razón que debemos difundir medidas de

prevención para evitar el aumento de resistencias antimicrobianas en nuestro medio, debido a

las implicaciones clínicas, terapéuticas y económicas que provocan en los pacientes y en los

centros hospitalarios.

5.3 Beneficiarios

El personal de salud del Hospital Enrique Garcés tanto médicos tratantes de

hospitalización, consulta externa y emergencia, personal de enfermería y de Laboratorio

Clínico para que se informen acerca de esta bacteria y adopten medidas de prevención ante el

aumento de resistencia antimicrobiana.

También a las personas que acuden a la consulta médica o asisten al Laboratorio Clínico.

5.4 Objetivos

Sociabilizar al personal de salud con el tema de infecciones urinarias ocasionadas por

Escherichia coli productora de BLEE.

Informar a los pacientes sobre los principales factores predisponentes para una

infección urinaria por bacterias resistentes.

64

La mayoría de infecciones urinarias son

tratadas sin un cultivo de orina previo, lo

que genera un alto consumo de

antibióticos. El uso indiscriminado de los

antimicrobianos o en dosis inadecuadas

son las principales causas en el desarrollo

de estas resistencias, especialmente en

Escherichia coli. Esto provoca que la

bacteria genere mecanismos que le

permitan inactivar potentes antibióticos,

generando una falla terapéutica.

El principal mecanismo de resistencia de

Escherichia coli es la producción de

betalactamasas. Estas enzimas son capaces

de hidrolizar las cefalosporinas de amplio

espectro y los monobactámicos, pero no las

cefamicinas ni los carbapenémicos.

Sondaje vesical previo, uropatía

obstructiva de cualquier etiología, reflujo

vesicoureteral, cirugía reciente de vías

urinarias, insuficiencia renal crónica,

ingreso hospitalario reciente, diabetes

mellitus, inmunodeficiencia de cualquier

etiología, IVU recurrentes y terapia

antibiótica previa (especialmente con

cefalosporinas de 3ª generación o con

fluorquinolonas). No incluye la edad ni

género.

Algunos exámenes incluyen: EMO, cultivos

de orina. Cuando hay sospecha de bacterias

resistentes a antibióticos betalactámicos se

realizan pruebas de tamizaje y de

confirmación de BLEE.

Evitar el uso de cefalosporinas de 3ª

generación o con fluorquinolonas en el

tratamiento de primera línea, higiene de

manos, adecuada higiene ambiental, uso de

equipos de protección para la

manipulación de pacientes y uso de

materiales previamente esterilizados.

UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS

CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO E

HISTOTECNOLÓGICO

Autora: Karla Imbaquingo (2015)

INFECCIÓN DE VÍAS URINARIAS

POR ESCHERICHIA COLI

PRODUCTORA DE BLEE

INFECCIÓN DE VÍAS URINARIAS

MECANISMOS DE RESISTENCIA

FACTORES PREDISPONENTES

PREVENCIÓN

PRUEBAS DIAGNÓSTICAS DE

LABORATORIO

RESISTENCIA ANTIBIÓTICA EN

ESCHERICHIA COLI

65

Se considera a la infección de vías urinarias

como la existencia de microorganismos

patógenos en el tracto urinario.

El germen más frecuente aislado en las

infecciones de vías urinarias es Escherichia

coli. Se trata de un bacilo corto Gram

negativo, que mide aproximadamente 0.5-

1μm, es móvil porque posee flagelos

perítricos, no forma esporas o pueden tener

cápsulas y ser inmóviles.

Vías de infección:

Ascendente: La existencia de sondas,

traumatismos o éstasis urinario produce una

migración de las bacterias por la uretra. Lo

que conduce a una colonización y

multiplicación vesical pudiendo alcanzar el

riñón. El hecho de que la uretra en la mujer

sea más corta que en varones y exista menor

distancia entre el meato uretral y ano,

explica que las infecciones urinarias sean

más frecuentes en el género femenino.

Hematógena: Generalmente como

consecuencia de una sepsis.

Por contigüidad: A través de las manos del

personal y de equipos instrumentales

contaminados.

Algunos de los síntomas incluyen:

Fiebre baja o alta, escalofríos

Dolor o ardor al orinar

Calambres o presión en la parte

inferior de la espalda o en el

abdomen

Fuerte necesidad de orinar con

frecuencia, incluso poco después de

haber vaciado la vejiga

Orina turbia, oscura, sanguinolenta,

o con olor fuerte

FORMA DE CONTAGIO

MICROORGANISMOS

IMPLICADOS

SÍNTOMAS

66

ANEXO 1.- HOJA DE RECOLECCIÓN DE DATOS

Mes……………………………de 2013

INFORMACIÓN PERSONAL SENIBILIDAD Y RESISTENCIA A LOS ANTIBIÓTICOS

Núm

ero

His

tori

a C

línic

a

Sex

o

Edad

Ser

vic

io e

n C

on. E

xte

r

Tip

o d

e m

ues

tra

Fec

ha

del

Exam

en

Mic

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M

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Cef

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CZ

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c. C

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C

Cef

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xona-

CR

O

Cip

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Cef

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xim

a-C

XM

Coli

stin

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TP

Fosf

om

icin

a-F

F

Gen

tam

icin

a-C

N

Imip

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M

Mer

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em-M

EM

Nit

rofu

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ína-

FT

Norf

loxac

ina-

NO

R

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tam

-TP

Z

Poli

mix

ina

B-P

B

Tri

met

opri

ma/

Sulf

amet

oxaz

ol-

SX

T

67

ANEXO 2.- CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES

CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES

N° ACTIVIDAD Septiembre Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo

1 Identificación del tema

2 Aprobación

3 Elaboración del diseño de la investigación

4 Aprobación del diseño

5 Desarrollo del marco teórico

6 Elaboración de los instrumentos de la investigación

7 Recolección de datos

8 Análisis de la información

9 Redacción de la información

10 Conclusiones- Recomendaciones

11 Diseño de la propuesta

12 Informe

13 Entrega del informe final

68

ANEXO 3.- PRINCIPALES ANTIBIÓTICOS UTILIZADOS EN UROCULTIVOS

ANTIBIÓTICO CONCENTRACIÓN DIFUSIÓN EN

DISCO CIM

S I R S I R

AMIKACINA AK 30 ug

≥17 15-16

≤14 ≤16 32

≥64

GENTAMICINA CN 10 ug

≥15 13-14

≤12 ≤4 8

≥16

AMPICILINA AM 10 ug

≥17 14-16

≤13 ≤8 16

≥32

CEFUROXIMA CXM 30 ug

≥18 15-17

≤14 ≤8 16

≥32

CEFTRIAXONA CRO 30 ug

≥23 20-22

≤19 ≤1 2

≥4

CEFEPIME FEP 30 ug

≥18 15-17

≤14 ≤8 16

≥32

FOSFOMICINA FF 200 ug

≥16 13-15

≤12 ≤64 128

≥256

NITROFURANTOINA F 300 ug

≥14 15-16

≤17 ≤16 64

≥128

AZTREONAM ATM 30 ug

≥21 18-20

≤17 ≤4 8

≥16

TIGECICLINA TGC 15 ug

≥14 15-18

≤19 - -

-

TRIMETOPRIM/SULFA SXT 1.25/23.75ug

≥16 11-15

≤10 ≤2/38 -

≥4/76

PIPERACILINA/TAZOB

TPZ 75/10ug

≥20 15-19

≤14 ≤16/2 32/2-64/2

≥128/

2

AMPI/SULBACTAM

SAM 10/10 ug

≥15 12-14

≤11 ≤8/4 16/8

≥32/1

6

AMOX/AC. CLAV

AMC 20/10 ug ≥18

14-17 ≤13 ≤8/4

16/8 ≥32/1

6

CIPROFLOXACINA CIP 5ug

≥21 16-20

≤15 ≤1 2

≥4

IMIPENEM IMP 10 ug

≥ 23 20-22

≤19 ≤1 1

≥4

ERTAPENEM ETP 10 ug

≥22 19-21

≤18 ≤0.5 1

≥2

MEROPENEM MEM 10 ug

≥23 20-22

≤19 ≤1 2

≥4

Fuente: (CLSI, 2013)

69

ANEXO 4.- PRINCIPALES MECANISMOS DE RESISTENCIA EN ESCHERICHIA

COLI

Familia de

antibióticos Mecanismos de acción Mecanismo de resistencia Genes implicados

Betalactámicos

Interfiere en las últimas

fases de la síntesis de

peptidoglicano,

componente necesario en

la formación de la pared

bacteriana

Betalactámicos: enzimas que

se caracterizan por hidrolizar

el enlace amida del núcleo

betalactámico, inactivando de

esta manera el antibiótico

Genes que codifican

betalactamasas: blaTEM,

blaSHV, blaCARB,

blaOXA, blaCTX-M y

blaGES

Quinolonas

Inhibe la acción de las

topoisomerasas y de la

ADN girasa bacterianas

Mutaciones puntuales que

generan el cambio de aminoácidos en la enzima

blanco del antibiótico

Mutaciones a nivel gyrA

(gen que codifica una

subunidad de la ADN

girasa) y parC (gen que codifica una subunidad de

la topoisomerasa IV)

Sistemas de expulsión

AcrAB-like (sistemas

presente en diferentes

enterobacterias)

Presencia de genes

plasmídicos de resistencia antibiótica

Familia de genes qnr (A,

B, C, D S) que codifican

proteinas Qnr que

impiden estéricamente la

unión del antibiótico al

blanco

Gen que codifica la

variante cr de la

acetiltransferasa 6´ (AAC

(6´)-lb-cr), capaz de

acetilar fluoroquinolonas

Trimetoprim-

Sulfametoxazol

Inhibe la síntesis de la

enzima

dihidronepteroato sintasa

(sulfametoxazol) y de la

enzima dihidrofolato

reductasa (trimetoprim),

las cuales osn enzimas

necesarias en la ruta de ácido fólico

Presencia de genes que

codifican formas mutantes de

la enzima blanco

Genes sul1 y sul2

(sulfametoxazol) y genes

dfr (trimetoprim)

Tetraciclinas

Se unen al ribosoma

bacteriano, inhibiendo la

síntesis de proteínas

Presencia de bombas de

eflujo específicas para

tetraciclinas

Genes tetA y tetB que

codifican sistemas de

eflujo

Cloranfenicol

Inhibidor de la

biosíntesis de las

proteínas, previene la

elongación de la cadena

de péptidos al unirse al

centro de la

peptidiltransferasa del

ribosoma 70 S

Inactivación enzimática por

acetilación

Gen cat que codifica a la

enzima cloranfenicol

acetiltransferasa

Exportadores específicos de

cloranfenicol Genes floR y cmlA

Fuente: (Mosquito, Ruiz, Bauer, & Ochoa, 2011)

70

ANEXO 5.- CLASIFICACIÓN DE LAS BETALACTAMASAS

Clasificación de Ambler

Clasificación de

Bush-Jacoby-

Medeiros

Sustratos

Inhibición

por ácido

clavulánico

Enzimas

representativas

A (Serin penicilinasas)

2a Penicilinas + PC 1 de S. aureus

2b

Penicilinas,

cefalosporinas de

espectro reducido

+ TEM-1, TEM-2,

SHV-1

2be

Penicilinas,

cefalosporinas de espectro reducido y

extendido,

monobactámicos

+ SHV-2 o SHV-6,

TEM-3 o TEM-26,

CTX-Ms

2br Penicilinas - TEM-30, SHV-72

2c Penicilinas,

carbenicilinas + PSE-1

2e Cefalosporinas de espectro extendido

+ FEC-1, CepA

2f

Penicilinas,

cefalosporinas y

carbapenémicos

+ / - KPC-2, SME-1,

NMC-A

B (Metalo

betalactamasas) 3

Mayoría de

betalactámicos,

incluidos

carbapenémicos excepto

aztreonam

-

IMP-1, VIM-1,

CcrA, y BcII (B 1);

CphA (B2); L1

(B3)

C (cefalosporinasas) 1 Cefalosporinas - AmpC, CMY-2,

ACT-1

D (Oxacilinasas) 2d Penicilina y cloxacilina + / - OXA-1, OXA-10

No clasificadas 4 Penicilinas -

Penicilinasa de

Pseudomonas

cepacia

*La clasificación de Ambler está basada en la secuencia de aminoácidos, no se altera por

mutaciones.

*La clasificación de Bush-Jacoby-Medeiros está basada en el sustrato de preferencia y su

susceptibilidad a inhibición por ácido clavulánico.

Fuente: (Alí, 2013)

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FRECUENCIA DE CEPAS DE ESCHERICHIA COLI PRODUCTORA … · General Enrique Garcés con aislamiento...

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