Periodo embrionario humano Primera semana de desarrollo embrionario.
ESTUDIO EMBRIONARIO Y LARVAL DE
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1 ESTUDIO EMBRIONARIO Y LARVAL DE Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) GLORIA AMPARO GIRALDO ALFARO BOGOTÁ PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA PROGRAMA DE POSTGRADO FACULTAD DE CIENCIAS 2005
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ESTUDIO EMBRIONARIO Y LARVAL DE Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818)
GLORIA AMPARO GIRALDO ALFARO
BOGOTÁ PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
PROGRAMA DE POSTGRADO FACULTAD DE CIENCIAS
2005
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ESTUDIO EMBRIONARIO Y LARVAL DE Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818)
GLORIA AMPARO GIRALDO ALFARO
TRABAJO DE GRADO PRESENTADO COMO REQUISITO PARA OPTAR AL MAGISTER EN BIOLOGÍA
DIRECTORA: Dra. EDILMA GUEVARA M. Sc.
BOGOTÁ PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
PROGRAMA DE POSTGRADO FACULTAD DE CIENCIAS
2005
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ESTUDIO EMBRIONARIO Y LARVAL DE Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818)
__________________________________ Dra. ANGELA HUMAÑA Ph.D
DECANA ACADÉMICA FACULTAD DE CIENCIAS
_________________________________ Dr. CARLOS CORREDOR Ph.D DIRECTOR DE POSTGRADO
FACULTAD DE CIENCIAS
______________________________ Dra. EDILMA GUEVARA M. Sc.
DIRECTORA
4
FIRMA JURADOS
__________________________________ Dra. IRMA DE ESCAMILLA
__________________________________ Dra. NUBIA DE PARRA
__________________________________ Dra. HELA DE BONILLA
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Los criterios expuestos, las opiniones expresadas, las conclusiones anotadas
en este trabajo son responsabilidad del autor y no comprometen en nada a la
Pontificia Universidad Javeriana.
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Dedicatoria
A Gloria Teresa Alfaro de Giraldo.
A mis hermanas y sobrino.
Por su constante apoyo amor, comprensión y ejemplo
A mis amigos porque siempre están cuando los necesito
7
AGRADECIMIENTOS
PISICOLA ACUICULTURA EL PORVENIR DEL LLANO
Dra. EDILMA GUEVARA M. Sc.
Dra. IRMA DE ESCAMILLA M. Sc.
MARÍA FERNANDA URIZA DE GÓMEZ
Ing. CLAUDIA LÓPEZ PAZMIÑO
DAVID RESTREPO DURAN
MARTHA SABOGAL
MÓNICA PATRICIA MEDINA CORREA
Dra. AURA ROSA MANASCERO M. Sc.
Dr. RUBEN TORRENEGRA
Dr. JULIO ALBERTO ARANGO
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RESUMEN
El presente estudio es una descripción histológica del desarrollo embrionario
y larval de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818)
La secuencia de hechos descritos se inicia con la fecundación extendiéndose
hasta la ruptura de la membrana bucofaríngea y reabsorción total del vitelo.
Se determinó la tabla de desarrollo con un total de diecinueve estadios.
Para la realización de este estudio se analizaron siete desoves, en cada uno
de los cuales, se muestrearon embriones en las primeras dos horas cada
quince minutos y luego cada hora hasta llegar al día cinco, donde se observó
la reabsorción total del vitelo.
El material obtenido fue observado y descrito, in vivo, luego se fijo en una
solución de Bowin para ser sometidos a procesamiento histológico.
El material examinado tanto in toto como en cortes histológicos fue
microfotografiado y se presenta como parte de los resultados.
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ABSTRACT Study embrionary and larval development of the Piaractus brachypomus
(CUVIER, 1818)
The sequence of the facts described started with the fertilization until the
rupture of the bucofaringea membrane. In this way development table was
determinated and includes nineteen stages.
In order to carry on this study seven layings were analyzed. In ach one of
these the embryos were tested every fifteen minutes in the first two hours,
and the every hour until they reached the fifth day. The material obtained was
observed and described in vivo, and lately the samples were processing
according to GUEVARA 1997 proposes.
The material examinated was microphotographed and it is presentated as
part of the results.
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II. OBJETIVOS Objetivo General
Determinar las características generales y específicas del desarrollo
embrionario y larval de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818)
Objetivos específicos
Seleccionar las características específicas que determinarán cada estadio del
desarrollo embrionario y larval de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818).
Registrar el tiempo de duración de cada una de los estadios del desarrollo
embrionario y larval de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818).
Describir microscópica y microscópicamente cada uno de los estadios del
desarrollo embrionario y larval de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818).
Determinar el tiempo total del desarrollo embrionario y larval de Piaractus
brachypomus (CUVIER, 1818).
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III. INTRODUCCION
La acuicultura es hoy una actividad que reporta excelentes beneficios
económicos por esta razón representa una alternativa viable para el
mejoramiento de la calidad de vida de nuestros campesinos y población en
general.
Las investigaciones encaminadas a la reproducción de especies nativas
constituyen un avance importante en biología del desarrollo, debido a que
responden a las necesidades del país, tanto hacia la protección y
conocimiento de los recursos naturales como al ofrecimiento de condiciones
que mejoren la calidad de vida de las poblaciones.
El principal aporte de este trabajo es la caracterización biológica del
desarrollo embrionario y larval de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818),
posibilitando a los acuicultores un conocimiento menos técnico de los
procedimientos que realizan.
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CONTENIDO
RESUMEN ABSTRACT CONTENIDO INTRODUCCION OBJETIVOS 1. ANTECEDENTES 2. MARCO TEÓRICO 2.1 Desarrollo embrionario de los teleósteos 2.2 El Cultivo de la Cachama 2.3 Requerimientos básicos para el cultivo de la Cachama 2.4 Ubicación taxonómica de la cachama blanca, Piaractus brachypomus (Cuvier, 1818) 2.5 Los Espermatozoides 2.6 El oocito 2.7 La fecundación 3. MATERIALES Y MÉTODOS 4. RESULTADOS 5. DISCUSIÓN DE RESULTADOS 6. CONCLUSIONES REFERENCIASBIBLIOGRÁFICAS ANEXOS TABLA DE RESULTADOS INDICE DE FIGURAS
Pág I ii iii iv v 13 19
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19 21 21 22 23 23 24 26 39 46 48 59 60 6
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1. ANTECEDENTES
A pesar del extenso período histórico que ha precedido a la investigación en
Embriología, muchos aspectos de los mecanismos responsables del
desarrollo embrionario permanecen en el misterio. En la actualidad se ha
logrado dilucidar ciertos aspectos del comportamiento celular y molecular
durante la formación de tejidos y órganos, pero es poco el avance en cuanto
a la comprensión del papel que tienen algunos genes en la diferenciación
celular. (Balinsky, 1983).
En uno de sus trabajos Balinsky (1983), que para analizar la diferenciación
en el desarrollo embrionario de un individuo, es necesario conocer las
características morfológicas alcanzadas por el embrión y el grado de
desarrollo de las mismas. De acuerdo a estos estudios , se puede observar
cómo la Embriología Experimental ha ido avanzando hasta lograr integrar un
panorama en el que los trabajos en biología del desarrollo han abarcado
desde estudios encaminados a determinar tablas de desarrollo normales,
que han servido como patrones, con el objetivo de probar los efectos de
agentes químicos de importancia farmacológica, para realizar estudios que
determinen los efectos de sustancias que puedan alterar los procesos
involucrados en el desarrollo.
Los cambios en el aspecto del embrión, en especial durante la organogénesis,
han permitido distinguir ciertas fases, las cuales se pueden utilizar para indicar
el grado de desarrollo a nivel celular, molecular, de tejidos y de órganos.
Los estudios realizados en tablas de desarrollo se iniciaron en 1926 con
STEWART, quien describió tres estadios iniciales y cinco durante la
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organogénesis de Catostomus commersoni, sin especificar sus tasas y
velocidades de desarrollo. Además, describió algunas características
específicas para el desarrollo de la especie. Posteriormente en 1938,
SOLBERG estableció treinta y tres estadios para el desarrollo embrionario y
larval de Fundulus heteroclitus a una temperatura de 25 °C. La decripción
comienza con el ovocito sin fertilizar y concluye con la pigmentación de la
vejiga natatoria. En 1940, BATTLE realizó el estudio denominado "Embriología
y desarrollo larval del Goldfish, Carassius auratus", obtuvo diecinueve estadios
de desarrollo. En este trabajo describe detalladamente los eventos biológicos
de la organogénesis. BALINSKY (1948), realizó un estudio sobre los estadios
normales de tres especies de la familia Cyprinidae: Carassius auratus,
Cyprinus carpio y Rutilus rutilus. Los datos obtenidos fueron consignados en
su escrito "Caracteres específicos en el desarrollo de los peces Cyprinidos".
En la década del 60 los principales trabajos realizados incluyen a KAJISHIMA
(1960), quien describe veintiocho estadios del desarrollo embrionario del
Goldfish Carassius auratus, a una temperatura de 21 °C. En este mismo año
SAKSENA ET AL, trabajando con Ictalurus punctatus, identifica diecinueve
estadios en el desarrollo embrionario. Hacia 1962, PEARCY realiza un estudio
sobre el desarrollo temprano del pez Scorpaenido, del género Sebastolobus;
describe cuatro estadios de acuerdo con el tiempo de desarrollo transcurrido
desde antes de la fertilización, un día después de la fertilización, cuatro días y
diez días después de ocurrida la fertilización. En el mismo año RUGH
trabajando con Xiphophorus maculatus, Oryzias latipes, Fundulus heteroclitus
estableció los diseños experimentales para la determinación de las tablas de
desarrollo. Tres años después CIECHOMSKI realizó un estudio sobre la
reproducción y el desarrollo embrionario y larval de Anchoita argentina, pez de
gran importancia nutricional y económica.
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Hacia la década de los setenta MOSER en 1972, trabajando con el pez roca
Sebastes macdonaldi (Familia Scorpaenidae), del sur y baja California,
determinó cuatro estadios del desarrollo, partiendo del período larval hasta el
juvenil: larva temprana, larva planctónica, larva pelágica y juvenil. En 1976
WILBUR & BALLARD, estudiaron el desarrollo embrionario de Catostomus
commersoni, describiendo 26 estadios tomados desde la fertilización hasta la
total reabsorción del vitelo. En 1977 BALBOTIN & GARRETON, realizaron un
estudio sobre el desove y primeras fases del desarrollo embrionario de la
Sardina española, Sardinops sagax musica en la provincia de Valparaíso
(Chile). El desarrollo embrionario fue clasificado, teniendo en cuenta sus
características morfológicas externas, en seis estadios, mientras que el
desarrollo larval ocurrido después de la eclosión se catalogó en cinco estadios,
según la Longitud Total (LT) desde 3.5 a 4.2 mm. Al final de esta década
PÉREZ, 1979. .Estudió el desarrollo postembrionario de Tripterygion chilensis,
describió larvas entre 4.81 y 28.12 mm de LT, ilustrando los diferentes estados
del desarrollo y describiendo la secuencia de osificación.
En la década de los ochenta los estudios se iniciaron con ARON (1980),
quien describió los oocitos y larvas de la sardina española descrita por
BALBOTÍN y GARRETÓN (1977), en 1978 BALBOTIN y PÉREZ, realizaron
una descripción de los estados larvales de Normanichthys crockeri clarck,
encontrando que los caracteres más sobresalientes de las larvas son las
grandes aletas pectorales pigmentadas, el tubo digestivo corto y enrollado, el
pigmento ventral en la región abdominal y postanal, y hasta cierto estado de
desarrollo, la presencia de pigmento en la línea media dorsal del cuerpo y en
el margen ventral de la aleta embrionaria media, características que usan para
determinar cinco estadios larvales. Hacia 1983 ORELLANA & BALBOTIN, en
su trabajo llamado "Estudio comparativo de las larvas de Clupeiformes de la
costa de Chile" describieron las características larvales; realizaron un análisis
de la morfología general, morfometría, pigmentación, formación de aletas
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abarcando los estadios de preflexión a postflexión notocordal de las larvas de
Ethmidium maculata, Chupea (Stragomera benticki), Sardinops sagax musica
y Engraulis ringens. Compararon, además, los caracteres merísticos de las
larvas con los de los adultos. SARMIENTO en 1988, realizó una tabla de vida
de la "cachama blanca" Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) determinó
25 estadios con algunos datos del comportamiento sexual de la especie. La
descripción del desarrollo de los órganos, estructuras y tejidos fue realizada
de una manera general, dejando muchos interrogantes alrededor de la
misma. Hacia 1989 ESCOBAR en su trabajo con Megalamphodus sweglesi
describió 17 estadios, iniciando la serie con el ovocito sin fertilizar y la
finalizandola con el pez juvenil.
Los estudios en la década de los noventa tienen su inicio con ARAUJO –
LIMA, (1994) en su estudio sobre la relación del tamaño del oocito y el
desarrollo embrionario en catorce especies de peces del Amazonas (siete
characiformes, cinco ciclidos y dos siluriformes) los resultados sugieren que el
desarrollo embrionario de las especies estudiadas fue similar, estando éste
pobremente relacionado con el tamaño del oocito. Hacia 1996 VIEIRA &
JOHNSTON, estudiaron el desarrollo de la musculatura de Colossoma
macropomum, determinando que la somatogenesis es rápida después de la
formación de la placa neural y la notocoda.
A nivel institucional la Unidad de Biología del desarrollo de la Universidad
Javeriana inicio los estudios en embriología de peces con el trabajo de
Bejarano (1983), quien describió la morfológica externa del desarrollo
embrionario y larval de la trucha Salmo gairdneri, reportando un total de
dieciocho estadios a una temperatura de 10 - 12° C. A partir CUBILLOS y
MARTINEZ (1994) determinaron el patrón de desarrollo embrionario y larval a
nivel macroscópico e histológico de Pterophyllum scalare (Linchtenstain, 1828)
y Aequidens pulchor (Gill, 1858) a una temperatura 28 °C y pH 6,9. En 1997
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GUEVARA, estableció la tabla de desarrollo embrionario y larval de Betta
Splendens (Regan, 1909). Reporto veintidós estadios del desarrollo
comprendidos desde el ovocito fertilizado hasta la apertura de la boca. En
este mismo año LOZANO, trabajó con Trichogaster trichopterus trichopterus
(Pallas, 1777), determinó una duración promedio de 20 días para el desarrollo
embrionario y larval de esta especie a una temperatura 26 °C y pH 6,5.
Posteriormente CANTOR 1998, estableció veintiún estadios, diecisiete
embrionarios y cuatro larvales en el estudio sobre el pez paraíso Macropodus
opercularis (Linnaeus, 1758). En el 2004 MAESTRE, con la caracterización y
determinación de la actividad específica de las isoenzimas de L-Lactato: Nad
Oxido-reductasa (EC. 1.1.1.27), durante las etapas tempranas del desarrollo
embrionario de Betta splendens (Regan, 1909), demuestra la importancia y
aplicabilidad de las tablas de desarrollo para este tipo de estudios.
Los estudios realizados sobre tablas de desarrollo han sido muy importantes
en las investigaciones de biología del desarrollo, debido a que, a más de
describir los procesos biológicos involucrados en la formación de agregados
celulares, diferenciación de órganos y sistemas, han permitido establecer
modelos biológicos para estudios posteriores a nivel molecular, celular y
genético.
Los estudios en investigación básica como las tablas de desarrollo embrionario
posibilitan el desarrollo de estudios posteriores, tales como la alteración de las
condiciones fisicoquímicas, el efecto de contaminantes, fármacos y sustancias
teratogénicas en el desarrollo embrionario. El efecto de estos cambios se
puede determinar mediante la comparación con tablas de desarrollo normal.
Un ejemplo de este tipo de estudios son los trabajos de JIMENEZ 1992, sobre
los efectos del herbicida Gramoxone en el desarrollo embrionario de la Trucha
Arco iris, CEPEDA 1993 con el Análisis histológico en embriones de trucha
arco iris expuestos a tres concentraciones de Paraquat; KAMLER, et al
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en1994 quienes concluyen que la temperatura induce a cambios en el
desarrollo temprano y en la reabsorción del vitelo en African catfish Clarias
gariepinus. VECINO en 1998, utilizando anticuerpos unidos a calcio (CB),
estudiaron el desarrollo embrionario y larval de las células de la retina,
empleando modelos animales. Los resultados revelan que el curso de tiempo
de expresión de CB es semejante al tiempo de progresión vítreo-escleral en la
diferenciación de la retina de los teleósteos. Y en 1999 BOHLEN, en su
estudio sobre el desarrollo embrionario de Cobitis taenia concluye que las
concentraciones de salinidad óptimas para el desarrollo están entre 0.12 y 4.8.
Establecer el impacto económico de los proyectos de investigación es
importante debido a que la academia debe responder con propuestas reales
que se ajusten a las necesidades económicas del país, LOPEZ Y
McCORMICK en 1987. Con su estudio de factibilidad para el levante,
producción y comercialización de la cachama, concluyen que la piscicultura
representa una ventaja sobre otros sistemas de producción de carne en
cuanto a calidad y precio. Además, mediante un cultivo intensivo, es posible
comercializar pescado a bajo costo, con carne de óptima calidad y con un
impacto mínimo en el ecosistema.
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2. MARCO TEÓRICO
2.1 Desarrollo embrionario de los teleósteos
El ovocito de los teleósteos es pequeño (1mm-6mm), de forma esférica y
centrolecitico; su fertilización es húmeda, la segmentación es meroblástica, la
blastulación da origen a una discoblástula atípica, la gastrulación se produce
por movimientos de epibolia e invaginación, y durante la neurulación produce
placa y tubo neural. GUEVARA, 1997).
Se denomina embrión desde el mismo momento de la activación del ovocito
hasta la eclosión. La duración de este período está condicionada por las
características de la especie, temperatura, oxígeno, presión atmosférica,
entre otros. Se llama larva desde el momento de la eclosión hasta la
reabsorción total del vitelo. El embrión obtiene la energía a partir del
desdoblamiento de las sustancias contenidas en el saco vitelino. (GUEVARA,
1997).
2.2 El Cultivo de la Cachama
A partir de 1982 se inició el cultivo de las cachamas, popularmente con los
nombres de "cachama blanca" y "cachama negra", cuyo calificativo se debe a
la diferencia que presentan en color.
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De acuerdo con los estudios realizados por MACHADO - ALLISON (1982),
las especies válidas de "cachamas" son: Colossoma macropomun (Cuvier,
1818) para cachama negra y Piaractus brachypomus (Cuvier, 1818) para
cachama blanca.
Las cachamas son originarias de las cuencas de los ríos Orinoco y
Amazonas y sus afluentes; es común encontrar los géneros Colossoma y
brachypomus en cuencas compartidas con Venezuela, Brasil, Perú y
Colombia. (ANZOLA, 1995).
En la actualidad, la cachama es considerada como la especie de mayor
potencial productivo y comercial en piscicultura extensiva, dada su
resistencia al manejo y su fácil adaptación al consumo de alimentos
concentrados y alimentos naturales en condiciones de cautiverio, estas
condiciones adicionada a su rusticidad y rápido crecimiento, con excelentes
conversiones alimenticias y gran demanda en el mercado. (ANZOLA, 1995).
En cuanto a los hábitos alimenticios son especies omnívoras, presentando
estacionalidad en la alimentación, característica dada por las condiciones
climáticas variables de los ríos tropicales de caudal variable y llano de
inundación. Es un hecho ya establecido que los peces, en especial los no
predadores, reducen su alimentación durante la estación seca.
(SARMIENTO, 1988).
LOVSHIN (1980) en un análisis general del cultivo de Colossoma y piaractus
en Sudamérica, describe las ventajas de la utilización de P. brachypomus en
trabajos de reproducción en lugar de C. Macropomun, porque los machos y
hembras de P. brachypomus alcanzan madurez sexual a los 2 y 3 años
mientras que C. macropomun lo hacen a los tres y cuatro años a demás
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porque P. brachypomus presenta un desove normal, estandarizado y en uso
por las piscícolas. (SARMIENTO, 1988).
2.3 Requerimientos básicos para el cultivo de la Cachama
La calidad del agua es muy importante para el cultivo de cachama; debe
estar libre de contaminación y provenir de manantiales, ríos, quebradas,
represas y pozos artificiales. Cabe anotar que a pesar de que el agua de
manantial y de pozo, poseen características similares entre sí, presentan
diferencias en cuanto a los bajos niveles de oxígeno y presencia de CO2,
que pueden ser mejorados sometiéndolas a un proceso de aireación.
Las aguas de ríos, caños y quebradas son las más utilizadas; generalmente
tienen buena cantidad de oxígeno disuelto, pero pueden estar sujetas a
contaminación y alta turbidez después de las crecidas. (ANZOLA, 1995).
Las principales características físico-químicas del agua para el cultivo y
engorde son la temperatura, el oxígeno disuelto y el pH. El rango de
temperatura en el cual se desarrollan las cachamas está entre 23 y 30°C. La
concentración de oxígeno debe mantenerse entre 3 y 6,5 ppm, valores
frecuentes en aguas de clima cálido. Es necesario controlar este parámetro,
ya que bajas concentraciones pueden causar pérdida del apetito, retardar el
crecimiento, y si las condiciones se prolongan por mucho tiempo, se produce
la muerte por asfixia. De otro lado, el pH debe encontrarse entre 6 y 7,5.
(ANZOLA, 1995).
2.4 Ubicación taxonómica de la cachama blanca, Piaractus brachypomus (Cuvier, 1818) Reino: animal.
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Phylum: Cordatha.
Subphylum: Vertebrata.
Subclase: Pices.
Clase: Osteichthyes.
Subclase: Actinopterigii.
Infraclase: Teleostei.
Orden: Characiformes.
Familia: Characidae.
Subfamilia: Myleinae-Serrasalminae.
Género: Piaractus.
Especie: Piaractus brachypomus (Cuvier, 1818). "Cachama blanca".
Las características externas generales de la especie Piaractus brachypomus
(Cuvier, 1818) son las siguientes: tiene una coloración clara, pardo grisácea
en el dorso y los flancos. El abdomen es blanquecino, con ligeras machas
anaranjadas. Los juveniles suelen tener un color más claro, con tonalidades
rojo intenso en la parte anterior del abdomen, así como en las aletas anal y
caudal. Tienen una aleta adiposa carnosa. Alcanzan un peso máximo de
25kg y una longitud de 85 cm. (SARMIENTO, 1988).
2.5 Los Espermatozoides
Lo más característico de los espermatozoides en los teleósteos es la
carencia de acrosoma, quizá asociada a la presencia del micrópilo en los
oocitos. (Zanu & Carrillo, 1990). Los espermatozoides de cachama presentan
características similares a las de los teleósteos, de cabeza redondeada y
pieza media corta. (Figura 1).
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2.6 El oocito
El oocito sin fecundar es redondeado; la membrana coriónica no es
fácilmente observable. El oocito es de color amarillo debido a la
concentración de vitelo, no es adhesivo, flota en el agua, son Macroleciticos
con un diámetro de 1,5 mm. (Figura 2).
2.7 La fecundación
La fecundación es externa, la hembra de cachama puede ser estimulada a la
ovulación mediante la inyección de dos a tres dosis de extracto de hipófisis
de carpa.
El momento de la fecundación se lleva a cabo en una pileta (Figura 3),
donde se colocan la hembra y el macho. Mientras la hembra empieza a
desovar, el macho la sigue fecundando los oocitos.
La pileta está diseñada para ir extrayendo líquido junto con los oocitos
fecundados a las incubadoras (Figura 4), y durante todo el procedimiento se
procura mantener la temperatura y las concentraciones de oxígeno y pH
estables (26.2 °C, 9.02 ppm y 7pH).
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3. MATERIALES Y MÉTODOS
El presente estudio analizó siete ovulaciones; de cada estadio se fijaron diez
embriones para el posterior análisis y descripción de las características
morfológicas típicas, que determinan cada estadio de desarrollo.
El procedimiento tuvo tres fases principales: toma de muestras (Figura 5) para
observación directa de los ejemplares vivos, observación de los ejemplares in-
toto (fijados en formol buferizado) y descripción histológica (fijados en Bowin).
Dentro del procedimiento histológico los ejemplares fueron procesados
mediante la técnica de histotecnia y la coloración hematoxilina-eosina, el
procedimiento comprende:
1. Deshidratación Alcohol etílico 70% 15 min
90% 15 min
95% 15 min
100% 15 min
2. Aclaración Alcohol etílico / tolueno 15 min
Tolueno 100% 15 min
3. Inclusión Xilol / parafina 15 min
Parafina 1 15 min
Parafina 2 15 min
Después de incluido el embrión se procedió a hacer los cortes histológicos
utilizando el micrótomo calibrando en seis micras.
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Los cortes se colocaron en una lámina portaobjeto previamente impregnados
con albúmina de mayer. Finalizado este procedimiento, las láminas se
colorearon. La batería de coloración constó de los siguientes pasos:
1. Hidratación Alcohol etílico 100% 2 seg
95% 2 seg
90% 2 seg
70% 2 seg
2. Colorante básico Hematoxilina 5 min
Lavado con agua para eliminar residuos del colorante.
4. Colorante ácido Eosina 2,5 min
Lavado con agua para eliminar residuos del colorante.
5. Deshidratación Alcohol etílico 70% 2 seg
90% 2 seg
95% 2 seg
100% 2 seg
6. Aclaración Tolueno 100% 60 seg
Las láminas se cubrieron con una laminilla agregando con anterioridad
Bálsamo de Canadá, estando así lista para la observación y análisis al
microscópio.
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4. RESULTADOS
ESTADIO I Oocito fertilizado Hora: 0:05- 1:00 ‘‘Comprende desde el momento de la formación de la membrana de fecundación hasta el inicio del primer plano de división’’ Se observa: la membrana de fecundación, el espacio perivitelino y el
micrópilo. Estas estructuras permanecen visibles hasta el estadio de
eclosión. La membrana de fecundación es gruesa, aísla y protege al embrión
de fuerzas físicas (Figura 6).
Una vez fertilizado el oocito se observan cambios en la posición del vitelo,
pues pasa de ser centrolecitico a ser telolecitico, de esta manera se
identifican los dos casquetes (animal y vegetativo).
ESTADIO II Primer clivaje Hora: 1:00 - 1:15 ‘‘Comprende desde el inicio del primer plano de división hasta la formación del segundo plano de división’’ Este estadio se caracteriza por la formación de dos blastòmeros incompletos
aproximadamente iguales (Figuras 7 y 8) que se comunican por sus bases
con el ovoplasma (zona de transición entre el citoplasma deuteroplasma).
El plano de división es meridional e inicia su formación una hora después de
la fertilización.
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Hacia el final de este estadio durante la observación in vivo los blastómeros
presentan una forma más redondeada dando la apariencia de aumentar su
tamaño.
ESTADIO III Segundo clivaje Hora: 1:15 - 1:22 ‘‘Comprende desde la formación del segundo plano de división hasta el inicio del tercer plano de división’’
Quince minutos después del primer clivaje se observan cuatro blastómeros
incompletos muy similares en la forma y en el tamaño (Figura 9). Siendo el
segundo plano de división meridional y perpendicular al primero.
ESTADIO IV Tercer clivaje Hora: 1:22 - 1:29 ‘‘Comprende desde el inicio de la formación del tercer plano de división hasta el inicio del cuarto plano de división’’
Este estadio se caracteriza por la presencia de ocho blastómeros de
apariencia semejante (Figura 10), que se encuentran limitados en la parte
superior y lateral por sus membranas plasmáticas, pero en sus superficies
básales se encuentran abiertas al vitelo, la forma y el tamaño de los
blastómeros depende de la posición que ocupan en la corona blastomérica.
Los planos de división del estadio son meridionales, los dos caen
perpendiculares al segundo pero paralelos a lado y lado del primero.
ESTADIO V Cuarto clivaje Hora: 1:29 - 1:37 ‘‘Comprende desde la aparición del cuarto clivaje hasta la Discoblástula temprana’’
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En este estadio el disco germinal se encuentra formado por dieciséis
blastómeros organizados en una sola corona blastomerica, las células que la
conforman presentan una morfología similar a las del estadio anterior
diferenciándose por ser de menor tamaño (Figura 11)
Los planos de división del cuarto clivaje son meridionales, cayendo
perpendiculares a los dos planos, tercero y primero; pero paralelos y a lado y
lado del segundo.
ESTADIO VI Discoblástula temprana Hora: 1:37 - 2:04 ‘‘Comprende desde la discoblástula temprana hasta el inicio de la formación de la discoblástula media’’
La discoblástula temprana se caracteriza por presentar de dos a cinco
niveles celulares. La forma y el tamaño de los blastómeros varían de acuerdo
a la posición que ocupan en el nivel celular, siendo los más externos
circulares; los que se encuentran en posición media presentan una forma
semicircular en la parte superior, mientras que en sus partes laterales y
básales son aplanadas (Figura 12).
En el corte histológico el blastodermo presenta forma de media luna, y no se
identifica en él cavidad del blastocele (Figura 13).
ESTADIO VII Discoblástula media Hora: 2:04 - 3:20 ‘‘Comprende desde la discoblástula temprana hasta el inicio de la formación de la discoblástula tardía’’
El blastodermo toma la forma de un cono truncado presentando una
constricción al unirse con el vitelo. En el corte histológico no se encuentran
29
definidas con claridad las coronas blastoméricas, ni se observa cavidad del
blastocele (Figura 14).
ESTADIO VIII Discoblástula tardía Hora: 3:20 - 5:04 ‘‘Comprende desde la discoblástula media hasta el inicio de la formación de la gastrula’’ En la discoblástula tardía el borde del disco germinal se hace continuo con el
deutoplasma perdiendo la constricción formada en el estadio anterior; el
blastodermo toma la forma de un lente convexo el cual descansa sobre la
superficie plana del vitelo (Figura 15). En la zona de transición del disco
germinal y el deuteroplasma se observa la diferenciación del periblasto.
Como en los estadios anteriores carece de cavidad blastocelica en la
observación histológica.
ESTADIO IX Gástrula Hora: 5:04 - 8:30 ‘‘Comprende desde el final de la discoblástula tardía hasta el inicio de la formación de quilla neural’’
La gastrula inicia su formación por el movimiento de invaginación, que se
evidencia en la parte posterior del disco germinal, determinando la formación
del blastoporo.
En la observación macroscópica el movimiento de las células sobre la
superficie del vítelo permite identificar el inició de la gastrulación (Figura 16).
Por el movimiento de epibolia e invaginación el disco germinal toma forma
de media luna rodeando la capa vitelina superficial, caracterizada por
presentar forma semicircular (Figura 17).
30
En el corte histológico el mesodermo se diferencia a expensas de una
proliferación celular que se produce a lo largo de todo el surco de
invaginación y se dispone entre las dos hojas, es decir entre el ectodermo y
el endodermo; en la zona de transición el periblasto se identifica mejor
(Figura 18).
ESTADIO X Quilla neural Hora: 8:30 - 9:13 ‘‘Comprende desde el final de la gastrulación hasta el inicio de la formación del Cordón neural’’ Este estadio se caracteriza por la formación de un engrosamiento del
ectodermo antero posterior y hacia la línea media del disco embrionario. La
migración de las células, movimiento de epibolia continúa durante todo el
estadio, reduciéndose cada vez más el tapón vitelino (Figura 19).
En el corte histológico se identifica la formación del cordomesodermo, el cual
ha inducido el engrosamiento del ectodermo diferenciándose la quilla neural.
Estos territorios se pueden identificar por la forma, tamaño y posición que
han tomado las células. (Figura 20).
ESTADIO XI Tubo neural Hora: 9:13 - 10:21 ‘‘Comprende desde el final de la quilla neural hasta el inicio de la diferenciación encefálica’’ El embrión continúa alargándose en sentido antero posterior sobre la
superficie del vitelo y en la parte media del disco germinal, se caracteriza la
parte anterior por un ensanchamiento mayor, el cual se encuentra disminuido
en la parte posterior. A medida que pasa el estadio el tapón vitelino se va
reduciendo de tal manera que al final se observa solo un pequeño orificio que
corresponde al blastoporo (Figura 21).
31
Una de las principales características que se puede identificar en el corte
histológico es la ausencia casi total de la cavidad neural, pues el tubo
formado por paredes gruesas se encuentran escasamente separadas por
una fisura virtual (Figura 22).
ESTADIO XII Tres a doce pares de somitas Hora: 10:31 - 12: 42 ‘‘Comprende desde la formación de tres a doce pares de somitas hasta los 16 pares de somitas’’ La parte anterior del tubo neural, del cual se diferenciarán las vesículas
encefálicas primarias, se caracteriza por presentar un diámetro mayor,
agregados celulares laterales que pueden identificarse como el inicio de la
diferenciación de los tallos ópticos, y de las vesículas ópticas. La parte media
y caudal del tubo neural se caracteriza por presentar un diámetro menor;
observándose a lado y lado del tubo neural el inicio de la segmentación de
las somitas (Figura 23), determinándose el final de esté estadio con la
diferenciación del par número doce de somitas
Hacia el final del estadio, el vitelo que conserva su forma circular, se
encuentra rodeado en sus tres cuartas partes por el cuerpo del embrión, el
cual en su parte caudal forma una línea recta con la superficie del vitelo.
La observación histológica es similar a la del estadio anterior donde
nuevamente se reporta la ausencia casi total de la cavidad neural, debido a
que el tubo esta formado por paredes gruesas se encuentra escasamente
separadas por una fisura virtual (Figura 24) esto es evidente tanto en la parte
cefálica como en la parte caudal.
32
ESTADIO XIII Dieciséis pares de somitas Hora: 12:42 – 13:31 ‘‘Comprende desde la formación de dieciséis pares de somitas hasta Diecinueve pares de somitas’’ Macroscópicamente éste estadio se caracteriza por presentar de trece a
dieciséis pares de somitas en la región media del cuerpo del embrión; en la
parte anterior del tubo neural se inicia la diferenciación de las tres vesículas
encefálicas primarias, prosencéfalo, mesencéfalo y bombencéfalo. Se
observan las vesículas ópticas a nivel de prosencéfalo; las vesículas oticas a
nivel de rombencefalo; la parte caudal empieza a separarse de la superficie
del vitelo observándose el inicio de la diferenciación del pliegue de la aleta
dorsal y ventral. Mientras en el estadio anterior el vitelo se observaba
circular, en este estadio toma una forma ovalada (Figura 25).
A nivel histológico la primera vesícula encefálica, el prosencéfalo, se
caracteriza por tener paredes gruesas, cavidad neural pequeña, los tallos
ópticos con las vesículas opticas en su extremo distal, las cuales presentan
una cavidad real (Figura 26). En la parte caudal a demás de observarse el
tubo neural, la notocorda y las somitas, se puede identificar una pequeña
invaginación que poco a poco da origen al proctodeo (Figura 27).
ESTADIO XIV Diecinueve a veinticinco pares de somitas Hora: 13:31 - 16:29 ‘‘Comprende desde la formación de diecinueve pares de somitas hasta el inicio de la pre-eclosión’’
Externamente el embrión se caracteriza por presentar a nivel cefálico las
cinco vesículas encefálicas secundarias, el procencefalo se encuentra
dividido en telencefalo y diencefalo, el rombencefalo se divide en
metencefalo y mielencefalo mientras que el mesencéfalo se conserva como
33
tal. El telencefalo, diencefalo y mielencefalo se entran relacionadas con los
órganos de los sentidos.
En la parte media del embrión se identifican como número máximo
veinticinco pares de somitas y en la parte caudal rodeada por los pliegues de
las aletas dorsal y ventral se observa una mayor diferenciación.
El vitelo a la altura del par doce de somitas se evagina hacia la parte caudal
tomando la forma de un mango determinando de esta manera el espacio que
ocupará el sistema digestivo (Figura 28).
Al observar cortes histológicos a nivel de prosencéfalo se identifican las
placodas olfatorias, por un engrosamiento del ectodermo epidérmico, Las
vesículas ópticas presentan una cavidad mayor debido a una mayor
apoptosis. En el corte caudal se identifica la médula espinal debajo de la cual
se observa la notocorda caracterizada por empezar a presentar un tejido más
laxo (Figura 29).
Al final de este estadio (veinticinco somitas) se inicia la formación de la
cúpula óptica y el cristalino (Figura 30) hay una gran elongación de la parte
caudal y una mayor transparentación de los pliegues de las aletas dorsal y
ventral.
ESTADIO XV Pre-eclosión Hora: 16:29 - 17:00 ‘‘Comprende desde la pre-eclosión hasta la eclosión’’ Este estadio se identifica por las fuertes contracciones que presenta el
embrión, las cuales debilitan la membrana de fecundación. El embrión tiene
aproximadamente veintinueve pares de somitas; al dejarse de curvar sobre si
mismo se alarga, ubicándose en posición ecuatorial con respecto al vitelo,
34
ocupando el diámetro total del espacio perivitelino rodeado por la membrana
de fecundación (Figura 31). En el corte histológico se observan los órganos
formados en el estadio anterior con una mayor diferenciación; en la región
media se detecta por primera vez la presencia de pronefros y las células
germinales ubicadas en la periferia del vitelo (Figura 32), hacia la parte
caudal una notocorda más laxa debajo de la cual se encuentra la varilla
subnotocordal (Figura 33).
ESTADIO XVI Eclosión Hora: 17: 00 - 34:46 ‘‘Comprende desde la eclosión hasta la Pigmentación retinal’’ Al inicio del estadio fuertes contracciones del embrión inducen la rotura de la
membrana corionica permitiendo a la larva eclosionar. La larva mide
aproximadamente 2,856 mm. Inicialmente el saco vitelino es de gran tamaño
tomando forma oval, el cual a través del estadio se va reabsorbiendo.
Externamente la larva presenta treinta y dos pares de somitas
aproximadamente, los hemisferios cerebrales, placodas olfatorias, cúpula
óptica y cristalino se presentan más diferenciados al igual que los pliegues de
las aletas dorsal y ventral (Figura 34).
La larva de ésta especie alcanzan un número máximo de somitas de
cuarenta y una somitas, hacia el final de este estadio se observa el inicio de
la disminución del número de somitas este hecho se evidencia con la
diferenciación de somitas a tejido muscular.
En el corte histológico se observa a nivel de diencéfalo (Figura 35) el inicio
de la diferenciación del infundíbulo y los hemisferios cerebrales (Figura 36); a
nivel medio se observa la diferenciación del intestino, las venas cardinales
35
anteriores y posteriores y una mayor diferenciación de las aortas, corazón y
cavidad pericárdica (Figuras 37y 38).
ESTADIO XVII Pigmentación retinal Hora: 34:46 - 75:36 ‘‘Comprende desde la Pigmentación retinal hasta la Formación de mandíbulas’’
Se observa por primera vez: el inicio del pigmento retinal, desarrollo de arcos
faríngeos, los cuales hacia el final del estadio se observan mejor debido a la
considerable reabsorción del vitelo (Figura 39), presencia de cartílago,
cavidad oral, estomodeo, conducto endolinfático, opérculo, cavidad
opercular, vejiga natatoria, córnea bien diferenciada. La larva tiene un
tamaño aproximado de 4,335 mm.
En este estadio es posible observar los órganos con un mayor grado de
desarrollo comparados con el estadio anterior tales como: cúpula óptica,
placoda olfatoria, otocisto, faringe (Figura 40), venas cardinales anteriores,
venas cardinales posteriores, asa intestinal, corazón y pronefros.
ESTADIO XVIII Formación de mandíbulas Hora: 75:36 - 105:46 ‘‘Comprende desde la formación de mandíbulas hasta la Apertura de boca’’ Las características principales de este estadio son: a nivel macroscópico se
observa un aumento en la reabsorción del vitelo el cual al final del estadio
anterior y al inicio de este corresponde a la mitad del volumen total, la parte
cefálica presenta un mayor grado de desarrollo, al igual que la aleta caudal la
cual presenta un aumento en el desarrollo de los radios. La larva tiene un
tamaño aproximado de 5,355 mm (Figura 41).
36
Al realizar un corte histológico se observa el inicio de la diferenciación de la
maxila, mandíbula piso de la boca y lengua (Figura 42), la capa pigmentada
del ojo adquiere un mayor desarrollo.
ESTADIO XIX Apertura de boca Hora: 105:46 ‘‘Incluye desde el rompimiento de la membrana bucofaríngea hasta la reabsorción total del vitelo’’ La disminución de las somitas se va dando gradualmente, de tal forma que
en el momento de la apertura de la boca la larva tiene más o menos 28
somitas, la larva presenta un tamaño aproximado de 5,865 mm (Figura 43).
El inicio de este estadio está caracterizado por los movimientos del aparato
mandibular, los cuales son pausados y de baja frecuencia al principio, pero a
medida que progresa el estadio aumentan su frecuencia e intensidad.
Al observar los cortes histológicos transversales desde la parte anterior a la
parte posterior, se identifican: a nivel del telencéfalo los hemisferios
cerebrales que se organizan como un epitelio seudo estratificado, el cual se
transformará en neuroblastos que darán origen a las células que tapizan el
sistema nervioso central. A lado y lado del telencéfalo se identifican placodas
olfatorias como engrosamientos del ectodermo epidérmico (Figura 44). A
este mismo nivel, pero en la parte posterior ventral, se identifica la cavidad
oral.
A nivel del diencéfalo se observa la cúpula óptica formada por la capa
pigmentada, caracterizada por la presencia de pequeños gránulos de
pigmento, y la capa retinal, capa interna de la cúpula óptica donde se
diferencian los elementos fotorreceptores, neuronas, células de sostén y
células ganglionares.
37
La cúpula óptica aloja al cristalino, caracterizado por presentar fibras largas
en su interior, donde las más centrales forman un núcleo transparente
(Figura 45 y 46).
En el techo del diencéfalo (Figura 47) se observa la epífisis (futura glándula
pineal en el adulto) y en el suelo del diencéfalo, por constricción y
evaginación, se ha diferenciado el infundíbulo (futuro lóbulo posterior de la
hipófisis en el adulto). A este mismo nivel, pero en la parte posterior ventral
del corte, se identifica el primer arco faríngeo formando el aparato
mandibular, del cual la pieza dorsal se encuentra diferenciada en la maxila,
mientras que la pieza ventral se diferencia en la mandíbula (Figura 48).
Sobre el techo del mielencéfalo se encuentran colocados los hemisferios
cerebrales, y debajo del mielencéfalo se alcanza a identificar la parte
posterior del infundíbulo (Figura 48).
En cortes más posteriores del mielencéfalo se puede identificar otocistos con
sus respectivos conductos endolinfáticos, notocorda laxa, y a lado y lado de
la notocorda se identifica el esclerotoma (Figura 48).
A esta misma altura, en la parte posterior ventral del corte, se observan
nuevos arcos branquiales, los cuales sostienen las branquiespinas y a los
filamentos branquiales. En la parte media de los arcos branquiales se
observa el piso de la boca, donde se identifica el inicio de la diferenciación de
la lengua. Además, cubriendo las branquias se encuentran los opérculos
(Figura 48).
38
En los cortes más posteriores del mielencéfalo e inicio de la médula, en la
región posterior ventral del corte, se observa el corazón, caracterizado por
dos cámaras dentro de la cavidad pericárdica (Figura 49).
A nivel de médula se observa la vejiga natatoria, pronefros, asas intestinales,
formadas por células cilíndricas de núcleos básales rodeadas por tejido
muscular liso (Figura 50). Externamente a este tejido se identifica el inicio de
la diferenciación de la capa adventicia, y a nivel externo se observan los
pliegues de las aletas dorsal y ventral.
39
5. DISCUSIÓN DE RESULTADOS
De acuerdo a las resultados obtenidos el desarrollo embrionario y larval de
Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) en términos generales sigue el
patrón descrito para los oocitos telolecíticos, meroblásticos de los peces
teleósteos (GUEVARA, 1997).
En Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) los oovocitos fertilizados se
observan flotantes en la pileta de reproducción, no presentan cuidado
parental, tal como sucede con Trucha Arcó Iris, BEJARANO 1985 y a
diferencia de, Pterophyllum scalare (Linchtenstain, 1828), Aequidens pulchor
(Gill, 1858), Betta Splendens (Regan, 1909), Trichogaster trichopterus
trichopterus (Pallas, 1777) y Macropodus opercularis (Linnaeus, 1758); en
donde el cuidado puede estar a cargo de la pareja o ser exclusivo del macho,
CUBILLOS (1994), MARTINEZ (1994), GUEVARA (1997), LOZANO (1997) y
CANTOR (1998).
El oocito de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) recién fertilizado se
torna transparente a diferencia de los ovocitos de trucha arco iris que
describe BEJARANO (1985), donde la membrana es más opaca y para una
mejor observación del embrión es necesario romperla. En otros teleósteos
como el pirarucú la membrana es pigmentada ZANUY & CARRILLO (1990),
mientras que la membrana de cachama carece por completo de pigmento.
La presencia del espacio perivitelino indica la fertilización del oocito LAALE,
M. 1980. La amplitud del espacio perivitelino es variable, de acuerdo con la
especie. CUBILLOS (1994), MARTINEZ (1994), GUEVARA (1997), LOZANO
(1997) y CANTOR (1998), reportan poca amplitud en el espacio perivitelino;
para las especies: Pterophyllum scalare (Linchtenstain, 1828), Aequidens
40
pulchor (Gill, 1858), Betta Splendens (Regan, 1909), Trichogaster trichopterus
trichopterus (Pallas, 1777) y Macropodus opercularis (Linnaeus, 1758)
respectivamente; mientras que en la cachama es amplio permitiéndole al
embrión durante el desarrollo flotar y moverse libremente debido a la amplitud
del espacio perivitelino. Un espacio perivitelino pequeño hace que el embrión
se curve sobre si mismo, esta característica es observable en trucha arco iris
BEJARANO (1985), a diferencia del embrión de cachama el cual se desarrolla
casi horizontalmente.
Los espermatozoides de los teleósteos no presentan acrosoma, estructura
involucrada en el rompimiento y penetración del espermatozoide dentro del
oocito. Para llevar a cabo la fertilización en estas especies, la membrana
corionica del oocito presenta pequeños orificios conocidos con el nombre de
micrópilos. En los teleósteos generalmente hay un sólo micrópilo, aunque hay
especies como el esturión que posee seis micrópilos LAALE (1980). En el
caso de la cachama sigue el plan general de los teleósteos, observándose el
micrópilo de un tamaño considerable el cual permanece hasta la eclosión. La
posición del micrópilo en algunas especies se ubica sobre el disco germinal
como sucede en Pterophyllum scalare (Linchtenstain, 1828), Aequidens
pulchor (Gill, 1858), de acuerdo a lo descrito por CUBILLOS y MARTINEZ
(1994) respectivamente. A diferencia de estas especies la ubicación del
micrópilo de la cachama no guarda ninguna relación con la posición del disco
germinal.
La infraclase teleóstea es considerada fisiológicamente poliespérmica. En
Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818), es evidente esta característica por
la presencia en el periblasto de núcleos supernumerarios. PISANÓ (1981),
considera, que los núcleos presentes en el periblasto corresponden a los
núcleos de los espermatozoides supernumerarios que penetran al oocito
durante el proceso fecundación-fertilización.
41
La discoblástula de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) se caracteriza
por presentar un blastodermo compacto, sin cavidad de segmentación, esto
se opone a lo reportado por BALINSKY (1982) para peces óseos, pero
coincide con lo descrito por PISANÓ (1981) para los teleósteos y lo reportado
para, Pterophyllum scalare (Linchtenstain, 1828), Aequidens pulchor (Gill,
1858), Betta Splendens (Regan, 1909), Trichogaster trichopterus trichopterus
(Pallas, 1777) y Macropodus opercularis (Linnaeus, 1758). CUBILLOS (1994),
MARTINEZ (1994), GUEVARA (1997), LOZANO (1997) y CANTOR (1998)
respectivamente.
La etapa siguiente a la discoblástula corresponde a la gastrulación, la cual se
caracteriza por la ausencia del gastrocele. Su ausencia podría estar
relacionada con la falta de cavidad en la etapa anterior ya que una de sus
funciones es abrirle el espacio a la cavidad gastrocelica; también es posible
que el coat (película de mucopolisacáridos) que se desarrolla en la superficie
celular para ayudar a la migración celular y formación del gastrocele no se
presente LAALE (1980).
La ausencia de gastrocele en esta especie podría deberse a la composición
química del vitelo, el cual puede tener una densidad mayor impidiendo de
esta forma el desplazamiento de las células para la formación de dicha
cavidad. Organismos sin cavidad evidente del gastrocele tienen que valerse
de mecanismos especiales mediante los cuales el desarrollo pueda
efectuarse normalmente.
Se puede concluir que la ausencia de cavidad del gastrocele retarda el inicio
de la diferenciación del sistema digestivo. En Piaractus brachypomus
(CUVIER, 1818) aparece en el estadio de eclosión, cuando se observan las
primeras asas intestinales, igual sucede con las observaciones hechas por
42
GUEVARA (1997) y LOZANO (1997) para Betta Splendens (Regan, 1909),
Trichogaster trichopterus trichopterus (Pallas, 1777) respectivamente.
En especies donde aparece la formación del sistema digestivo tardíamente
como son Pterophyllum scalare (Linchtenstain, 1828), Aequidens pulchor (Gill,
1858), Betta Splendens (Regan, 1909), Trichogaster trichopterus trichopterus
(Pallas, 1777) y Macropodus opercularis (Linnaeus, 1758) y Piaractus
brachypomus (CUVIER, 1818); el primer sistema en desarrollarse es el
sistema nervioso central. mientras que en los elasmobranquios, anfibios,
reptiles, aves, etc., el primer sistema en iniciar su desarrollo es el sistema
digestivo, esto posiblemente debido a la presencia del arquenteron durante la
gastrulación, de acuerdo con: CUBILLOS (1994), MARTINEZ (1994),
GUEVARA (1997), LOZANO (1997) y CANTOR (1998) respectivamente.
En Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) durante la neurulación se
observan algunas características de la gastrulación como es la presencia del
tapón vitelino, al igual que en Betta Splendens (Regan, 1909) y Trichogaster
trichopterus trichopterus (Pallas, 1777), GUEVARA (1997) y LOZANO (1997)
respectivamente. Para trucha arco iris el tapón vitelino se observa aun en el
estadio de vesículas ópticas. BEJARANO (1985).
El estadio de tubo neural en Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) esta
caracterizado por presentar inicialmente un cordón neural el cual poco a poco
desarrolla una cavidad neural virtual. Al compararlo con Betta Splendens
(Regan, 1909) y Trichogaster trichopterus trichopterus (Pallas, 1777) donde
especies, desde su inicio se identifica la cavidad neural virtual. GUEVARA
(1997) y LOZANO (1997), estas diferencias se puede atribuir a la ausencia de
cavidades en los estadios anteriores y a la diferencia en la densidad del
vitelo.
43
En trucha arco iris se presenta una diferenciación inicial de somitas y
vesículas ópticas. BEJARANO (1985), mientras que en el caso de la
cachama se observa primero la diferenciación de los primeros tres pares de
somitas y luego la formación de las vesículas ópticas. En Betta Splendens
(Regan, 1909) se observa primero la diferenciación de las vesículas ópticas y
luego el desarrollo de las somitas.
En el estadio de dieciséis a diecinueve pares de somitas en el embrión de
cachama se observa la presencia de vesículas óticas mientras que en Betta
Splendens (Regan, 1909) las vesículas óticas se identifican entre tres y
nueve pares de somitas. GUEVARA (1997)
Las placodas olfatorias en Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) inician su
diferenciación en el estadio de diecinueve a veinticinco pares de somitas
mientras que en Betta Splendens (Regan, 1909) son observadas entre diez y
quince pares de somitas. GUEVARA (1997)
La formación de las tres vesículas encefálicas primarias corresponden al
estadio de tres a doce pares de somitas en Piaractus brachypomus
(CUVIER, 1818), la formación de las cinco vesículas encefálicas incluye
movimientos de constricción a nivel de prosencéfalo y rombencefalo, en el
estadio de diecinueve a veinticinco pares de somitas, acorde con con los
reportes de GUEVARA (1997), para Betta Splendens (Regan, 1909).
Utilizar el número de somitas para determinar el grado de desarrollo de los
órganos de los sentidos es aplicable solamente a nivel. GUEVARA (1997).
Aunque la diferenciación de las vesículas encefálicas se da en los mismos
estadios para Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) y Betta Splendens
(Regan, 1909), el desarrollo de estructuras dependientes de estas vesículas,
44
es diferente, por ejemplo el desarrollo de los hemisferios cerebrales en Betta
Splendens (Regan, 1909) se observa en el estadio de diecinueve a
veinticinco pares de somitas. GUEVARA (1997), mientras que en Piaractus
brachypomus (CUVIER, 1818) sucede en el estadio de eclosión
caracterizado por presentar treinta y dos pares de somitas.
El sistema excretor inicia su diferenciación en trucha Arco Iris, Betta
Splendens (Regan, 1909), Trichogaster trichopterus trichopterus (Pallas,
1777) y Macropodus opercularis (Linnaeus, 1758) y cachama antes de la
eclosión, mientras que el sistema reproductor para las especies Betta
Splendens (Regan, 1909), Trichogaster trichopterus trichopterus (Pallas,
1777), se desarrolla en el estadio de reabsorción total de vitelo, si estos
reportes se comparan con cachama, estas especies lo desarrollan después
de la reabsorción del vitelo. Estos resultados concuerdan con los descritos
por: BEJARANO (1985) GUEVARA (1997), LOZANO (1997) y CANTOR
(1998), respectivamente.
En Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) se identificaron los células
germinales alrededor del saco vitelino durante el estadio de preeclosión. En
especies como: Pterophyllum scalare (Linchtenstain, 1828), Aequidens
pulchor (Gill, 1858), Betta Splendens (Regan, 1909), Trichogaster trichopterus
trichopterus (Pallas, 1777) y Macropodus opercularis (Linnaeus, 1758), sin
embargo no fueron reportadas en los trabajos de, CUBILLOS (1994),
MARTINEZ (1994), GUEVARA (1997), LOZANO (1997) y CANTOR (1998),
respectivamente.
La aparición y diferenciación de estructuras en tiempos diferentes para
especies similares podría explicarse teniendo en cuenta cantidad,
composición química del vitelo, efecto del medio ambiente y regulación
génica.
45
El desarrollo embrionario de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818),
presenta dieciséis estadios que incluyen desde el ovocito fertilizado hasta la
eclosión. Estos resultados coinciden con los reportados por BERMUDEZ
(1980) para Colossoma macropomum, CUBILLOS (1994), MARTINEZ (1994),
GUEVARA (1997), LOZANO (1997) y CANTOR (1998).
El desarrollo larval de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818), se inicia
después de la eclosión, coincide con lo reportado por CUBILLOS (1994),
MARTINEZ (1994), GUEVARA (1997), LOZANO (1997) y CANTOR (1998)
para las especies: Pterophyllum scalare (Linchtenstain, 1828), Aequidens
pulchor (Gill, 1858), Betta Splendens (Regan, 1909), Trichogaster trichopterus
trichopterus (Pallas, 1777) y Macropodus opercularis (Linnaeus, 1758),
respectivamente.
La ausencia de cavidades como, blastocele, gastrocele y cavidad neural
hasta estadios avanzados de la organogénesis, se encuentran
caracterizando el desarrollo embrionario; es posible en términos generales
decir, que el origen de esta diferencia que caracteriza a Piaractus
brachypomus (CUVIER, 1818), tenga su origen en el oocito, debido a la
posición, composición química del vitelo y a la poca concentración de
citoplasma en el casquete vegetativo haciendo que el vitelo sea más denso.
46
5. CONCLUSIONES
De acuerdo a los resultados obtenidos el patrón de desarrollo tanto
embrionario como larval de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) sigue el
plan general de los teleósteos.
El tiempo total del desarrollo embrionario de Piaractus brachypomus
(CUVIER, 1818) es de diecisiete horas, desde que el ovocito fertilizado hasta
la eclosión.
El desarrollo larval de Piaractus brachypomus (CUVIER, 1818) va desde la
eclosión hasta la reabsorción del vitelo, con un tiempo de 88:46 horas.
Se establecieron un total de diecinueve estadios, dieciséis correspondieron al
desarrollo embrionario y tres al desarrollo larval de Piaractus brachypomus
(CUVIER, 1818)
El patrón de desarrollo morfológico externo de Piaractus brachypomus
(CUVIER, 1818) es similar al observado para las especies de peces
ornamentales tales como, Pterophyllum scalare (Linchtenstain, 1828),
Aequidens pulchor (Gill, 1858), Betta Splendens (Regan, 1909), Trichogaster
trichopterus trichopterus (Pallas, 1777) y Macropodus opercularis (Linnaeus,
1758); estudiados por: CUBILLOS (1994), MARTINEZ (1994), GUEVARA
(1997), LOZANO (1997) y CANTOR (1998) respectivamente.
47
La temperatura óptima para el desarrollo de Piaractus brachypomus
(CUVIER, 1818) esta entre 27 y 30 °C, temperaturas inferiores o superiores
retardan o aceleran tanto el desarrollo embrionario como el larval.
El desarrollo de los órganos de los sentidos en Piaractus brachypomus
(CUVIER, 1818) se efectúa según el plan general para los teleósteos
(vesículas ópticas, otocistos y placodas olfatorias).
Debido a que en esta especie se observan claramente las células
germinales, pero no se observa el desarrollo de gónada seria importante
continuar el estudio hasta determinar el desarrollo gonadal para la especie.
48
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54
TABLA DE RESULTADOS
Estadio Tiempo
I.Oocito fertilizado 00:05
II.Primer clivaje 1:00
III. Segundo clivaje 01:15
IV. Tercer clivaje 01:22
V. Cuarto clivaje 01:29
VI. Discoblástula temprana 01:37
VII. Discoblástula media 02:04
VIII. Discoblástula media 03:20
IX. Gástrula 05:04
X. Quilla neural 08:30
XI. Tubo neural 09:13
XII. Tres a doce pares de somitas 10:31
XIII. Dieciséis pares de somitas 12:42
XIV. Diecinueve a veinticinco pares de somitas 13:31
XV. Pre-eclosión 16:29
XVI. Eclosión 17:00
XVII. Pigmentación retinal 34:46
XVIII. Formación de mandíbulas 75:36
XIX. Apertura de boca 105:46
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INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Extendido, espermatozoides de cachama
Figura 2. Ovocito sin fertilizar, vista in toto
Figura 3. Pileta para desove
Figura 4. Incubadoras
Figura 5. Toma de muestras
Figura 6. Ovocito fertilizado, vista in toto
Figura 7. Primer clivaje, vista in toto
Figura 8. Primer clivaje, corte histológico
Figura 9. Segundo clivaje, vista in toto
Figura 10. Tercer clivaje, vista in toto
Figura 11. Cuarto clivaje, vista in-toto
Figura 12 Discoblástula temprana, vista in toto
Figura 13. Discoblástula, corte histológico
Figura 14. Discoblástula media, vista in toto
Figura 15. Discoblástula tardía, vista in toto
Figura 16. Gástrula temprana, vista in toto
Figura 17. Gástrula, vista in toto. Se observa
Figura 18. Gástrula, corte histológico
Figura 19. Quilla neural, vista in toto
Figura 20. Quilla neural, corte histológico
Figura 21. Tubo neural, vista in toto
Figura 22. Tubo neural, corte histológico
Figura 23. Seis somitas, vista in toto
Figura 24. Seis somitas, corte histológico
Figura 25. Dieciséis somitas, vista in toto
Figura 26. Dieciséis somitas, corte histológico
56
Figura 27. Dieciséis somitas, corte hitológico
Figura 28. Diecinueve somitas, vista in toto
Figura 29. Diecinueve somitas, corte histológico
Figura 30. Veintidós somitas, corte histológico, detalle de ojo
Figura 31. Pre-eclosión, veintinueve somitas, vista in toto
Figura 32. Pre-eclosión, veintinueve somitas, corte histológico
Figura 33. Pre-eclosión, veintinueve somitas, corte histológico
Figura 34. Eclosión, treinta y una somitas, vista in toto
Figura 35. Eclosión, treinta y una somitas, corte histológico
Figura 36. Eclosión, corte histológico a nivel de dielencéfalo
Figura 37. Eclosión, corte histológico a nivel de mielencéfalo
Figura 38. Eclosión, treinta y una somitas, corte histológico
Figura 39. Estadío pigmento retinal, vista in toto
Figura 40. Estadío pigmento retinal, corte histológico
Figura 41. Estadío formación de mandíbulas, vista in toto
Figura 42. Estadío formación de mandíbulas, corte histológico
Figura 43. Estadío apertura de boca, vista in toto
Figura 44. Estadío apertura de boca, corte histológico
Figura 45. Estadío apertura de boca, corte histológico
Figura 46. Estadío apertura de boca, corte histológico, detalle de ojo
Figura 47. Estadío apertura de boca, corte histológico
Figura 48. Estadío apertura de boca, corte histológico
Figura 49. Estadío apertura de boca, corte histológico
Figura 50. Estadío apertura de boca, corte histológico
