DOCTORADO EN CIENCIAS: ÁREA BIOTECNOLOGÍA

CONCENTRACIÓN DE REGULADORES DEL DESARROLLOVEGETAL INDUCIDA POR HONGOS ENDOMICORRÍZICOS EN DOS

CULTIVARES DE CHILE (Capsicum annuum L.)

1

TESIS

COASESOR: DR. JOSÉ GERARDO LÓPEZ AGUIRRE

PARA OBTENER EL GRADO DE DOCTOR EN CIENCIAS,ÁREA BIOTECNOLOGÍA

PRESENTA:

FRANCISCO ROMÁN GARCÍA

ASESOR INTERNO: DR JAVIER FARÍAS LARIOSASESOR EXTERNO: DRA. MARIA PATRICIA YAHUACA MENDOZA

COASESOR: DRA. MARÍA DEL ROCÍO FLORES BELLOCOASESOR: DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA

C. FRANCISCO ROMÁN GARCÍAEGRESADO DEL DOCTORADO EN CIENCIASAREA: BIOTECNOLOGÍAP R E S E N T E .

Biotecnología de esta Facultad a mi cargo, de su trabajo de tesis del Doctorado y en virtud de que

se le autoriza la impresión de la tesis Concentración de reguladores del desarrollo vegetalinducida por hongos endomicorrízicos en dos cultivares de chile (Capsicum annuum L.) “,misma que ha sido dirigida por los C.C. Dr. Javier Farias Larios, Profesor-Investigador de laUniversidad de Colima y la Dra. María Patricia Yahuaca Mendoza de la Universidad Autónomade Zacatecas.

Este documento reunió todas las características apropiadas como requisito parcial paraobtener el grado de Doctor en Ciencias, Area: Biotecnología y fue revisado en cuanto a forma ycontenido por los C.C. Dra. María del Rocio Flores Bello, Dra. María de los Remedios CigalesRivero, Dr. Javier Farías Larios, Dr. José Gerardo López Aguirre y el Dr. Sergio AguilarEspinosa, Profesores-Investigadores de la Universidad de Colima.

Sin otro particular de momento, me despido de usted muy cordialmente.

A T E N T A M E N T E“ESTUDIA * LUCHA * TRABAJA”

TECOMÁN, COL., A 29 DE ABRIL DEL 2003.

C.C.P. EXPEDIENTE ACADEMICO DEL ALUMNOC.C:P. EXPEDIENTE CORRESPONDIENTE.C.C.P. ARCHIVO.RVMD/gng* * Of. No. 188/2003.

Km 40 Autopista Colima-Manzanillo * Tecomán, Colima, México * C.P. 2 8 1 0Tel. 01 (313) 322 94 0 5 0 Fxt. 52251 * Fax 52252 * fcba@tecoman.ucol.mx

0

UNIVERSIDAD DE COLIMAFACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓLGICAS Y AGROPECUARIAS

efectuó las correcciones y acató las sugerencias que le habian indicado los integrantes del mismo,

Con fundamento en el dictamen emitido por el jurado revisor del colegiado del área: de

OFICIO No. 188/2003

DEDICATORIAS

A MI ESPOSA: MA. SOLEDAD SAUCEDO VENEGAS, por SU amor y por su calidadhumana, así como por compartir como pareja y acompañar la formación de nuestroshijos, a comprenderlos, a guiarlos con sabiduría, con una disciplina positivafundamentada en valores y amor, y a orientarlos con nuestro testimonio, para queasuman una libertad responsable. Por apoyarme en los proyectos por los queluchamos juntos. Por tener una familia enriquecida en su esencia, fortalecida en elvalor, la grandiosidad y el enaltecimiento de cada miembro.

A MIS HIJOS: FRANCISCO GERARDO y OCTAVIO ISRAEL, por acompañarmeen mis viajes de trabajo, noches de desvelo, desánimos y transformarlos enmomentos de alegría. Para que se motiven, preparen y desarrollen su talento, asícomo para que sean capaces de enfrentar con determinación, coraje y compromisoeste nuevo siglo.

A MIS PADRES: FRANCISCO ROMÁN AMAYA (+) y MA. AURORA GARCÍACANALES, por motivarnos para luchar y aquilatar el amor por la vida, la libertad y labúsqueda de significado, que agigantan su esencia e impregnan los estudios paraadquirir habilidades y dar sentido, visión, orientación y compromiso a nuestraexistencia.

A MIS HERMANOS: MANUEL, DELIA, RUBEN, ESTHER, ISMAEL, ROSALBA yOMAR ALEJANDRO, por mantener y cultivar en todos nosotros una profundaamistad sin intereses ni prejuicios. Por hablar y enfrentar los problemas o diferenciascon bondad, inteligencia y tolerancia. Por su comprensión y solidaridad en la uniónfamiliar.

. . .1 1 1

AGRADECIMIENTOS

A DIOS, por todo lo que me ha dado y porque nos enseña ‘que: “Feliz el hombre queno sigue el consejo de los malvados, ni va por el camino de los pecadores, ni hacecausa común con los que se burlan de Dios, sino que pone su amor en la ley delSeñor y en ella medita noche y día”. Ese hombre es como un árbol plantado a laorilla del río, que da fruto a su tiempo y jamás se marchitan sus hojas. iTodo lo quehace, le sale bien! (Salmo l:l-3)

AL DR. JAVIER FARIAS LARIOS, por la asesoría y dirección del trabajo de tesis ypor el apoyo brindado en mi estancia en la Facultad de Ciencias Biológicas yAgropecuarias de la Universidad de Colima, pero sobre todo por su amistadbrindada.

A LA DRA. MARIA PATRICIA YAHUACA MENDOZA, por la dirección del trabajo detesis y por el apoyo brindado en el Laboratorio de Farmacología de la Facultad deMedicina Humana y Ciencias de la Salud, dependiente de la Universidad Autónomade Zacatecas.

AL DR. MARÍA DEL ROCÍO FLORES BELLO, por la coasesoría y consejosrecibidos del trabajo de tesis.

.

AL DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA, por la coasesoría y consejos recibidos deltrabajo de tesis, así como por la atención brindada en la Facultad de CienciasBiológicas y Agropecuarias de ia Universidad de Colima.

DR. JOSÉ GERARDO LÓPEZ AGUIRRE, por la coasesoría y revisión del trabajo detesis.

DRA. MARIA DE LOS REMEDIOS CIGALES, por sus comentarios y sugerenciassobre el presente trabajo de tesis.

MC. ARNOLDO MICHEL ROSALES, por sus comentarios y sugerencias sobre elpresente trabajo de tesis, así como por su amistad brindada.

ING. RODOLFO V. MORENTIN DELGADO, por su atención y confianza brindadadurante los estudios de posgrado en la U. de C.

DR. HECTOR ROMO MORENO, por su apoyo brindado en los estudios deLaboratorio de Cromatografía de la Unidad Académica de Ciencias Químicas de laUAZ y por los consejos recibidos.

MC. JOSÉ HERNÁNDEZ MARTINÉZ, por sus aportaciones y sugerencias sobre elpresente trabajo de tesis. Por ser un compañero de trabajo y un amigo.

vi

AGADECIMIENTOS INSTITUCIONALES

AL COMITÉ FUNDADOR DE LA UNIVERSIDAD DE COLIMA Y DE LA FACULTADDE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS, Por darme la oportunidad de ‘_estudiar el Doctorado en Ciencias, Área: Biotecnología.

AL PROGRAMA DE PROMEP Y EN ESPECIAL AL C. RECTOR DE LAUNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE ZACATECAS. I.Q. ROGELIO CARDENAS.HERNÁNDEZ por el apoyo brindado a través del programa de formación deprofesores por la beca otorgada y por las facilidades para realizar los estudios de posgrado.

A LA UNIDAD ACADÉMICA DE AGRONOMÍA DE LA UAZ, a través del director DR.ARMANDO LEGASPI GUZMÁN, por su apoyo y confianza brindada para misuperación personal.

v

ABREVIATURAS

ABA Ácido abscísicoAIA Ácido indol-3-acéticoAIB Ácido indolbutíricoAIAId Ácido indol-3-acetaldehidoARN Ácido ribonucléicoCO2 Dióxido de carbonocm Centímetroscv Cultivarg GramoGA3 Ácido Giberélicoh HoraHMA Hongo micorrizico arbuscularIPA Ácido indolpiruvicokg/cm2 Kilogramo por centimetro cuadradoL LitroM ModalidadMA Micorrízico arbuscularm MetromL/min Milimetro por minutom Mol por litroME Micelio extramatricalMI Micelio internomm Milimetromg Miligramomg/kg Miligramo por kilogramomg/L Miligramo por litromg/ml Miligramo por mililitroN Normalidadnm NanómetropH Potencial hidrógenoppm Partes por millónpsi Presión por pulgadas cuadradasRCV Reguladores de crecimiento vegetalrpm Revoluciones por minutoµ MicraµL Microlitroµg/mL Microgramo por mililitro

vi

CONCENTRACIÓN DE REGULADORES DEL DESARROLLO VEGETAL

INDUCIDA P0R HONGOS ENDOMICORRÍZICOS EN DOS CULTIVARES

DE CHILE (Capsicum annuum L.)

RESUMEN

La contribución de los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) en el

incremento de la concentración de los reguladores de crecimiento vegetal en plantas

de chile, en diferentes fenofases es desconocido. En este estudio se evaluó el

efecto de la inoculación de Glomus sp. Zac-19, G. etunicatum, G. intraradices y

plantas sin inocular, en los cultivares de chile mirasol y ancho, bajo condiciones de

invernadero, sobre la producción de fruto fresco y la concentración de fitohormonas

como ácido indolacético, ácido giberélico (GA3) y 6-amino purina. Se registró un

44% de colonización micorrízica en chile mirasol y un 42.4% en chile ancho, la cual

tuvo un -efecto positivo en el crecimiento y desarrollo, expresado en una mayor

altura, número de hojas, área foliar, peso fresco total y número de frutos. Se registró

un incremento del 80% en el rendimiento de frutos en las plantas inoculadas con

respecto al testigo. Las concentraciones de ácido indolacético y ácido giberélico en

meristemos apicales, fueron mayores en las plantas colonizadas por los hongos

micorrízicos arbusculares (HMA) con respecto a las no inoculadas. La concentración

de 6-amino purina en meristemos de raíz de plantas colonizadas por HMA mostró

valores más altos. Estos resultados sugieren que la simbiosis micorrízica modifica la

concentración hormonal en las plantas favoreciendo a su vez el desarrollo y

rendimiento de las mismas.

Palabras clave: Hongos micorrízicos arbusculares, Capsicum annuum L.,

Fitohormonas, ácido indol 3-acético, ácido giberélico y 6-amino purina.

vii

mycorrhízal fungus on two chili cultivars (Capsicum annuum L.)

ABSTRACT

levels of growth factors the chili plants, in differents steps is presently unknown. In

this experiment was evaluated the effect of the inoculation whit AMF Glomus sp. Zac-

79, G. etunicatum and G. intraradices, and either inoculated or not inoculated on two

chili cultivars (Capsicum annuum L.), mirasol and ancho, under greenhouse

conditions, on the production of fresh fruit and the concentration the indolacetic acid,

giberellin GA3 and 6-amínopurine. It was registred that mycorrhizal colonization

average of the three fungus was 44% in mirasol cultivar y 42% ancho cultivar. The

colonization shad an effect on a better growth and development in both cultivars,

expressed in a greater height, leaf number, foliar area, total fresh weigh and fruit

mass. Was registred an increase of 80% in the yield in plants inoculated respecting

to the control. Indolacetic acid and gibberellins concentration in shoots, were bigger in

plants colonized by the arbuscular mycorrhizal fungus (AMF) than in controls. The 6-

aminopurine levels in roots of plants colonized by AMF showed higher values. These

Plant promoting growth hormonal concentration induced by arbuscular

results suggest that AM fungi modify the hormonal synthesis of growth factors by the plants.

Key Words: Arbuscular mycorrhizal, Capsicum annum L., Indolacetic acid.Giberellin GA3, 6-aminopurine.

viii

3.

DEDICATORIAS

AGRADECIMIENTOS

ABREVIATURAS

RESUMEN

ABSTRACT

INTRODUCCIÓN

ÍNDICE

REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. Conceptos generales de la micorriza arbuscular

2.2. Evolución de los hongos (MA)

Páginas

III

iV

V i

Vii

VIII

1

5

5

7

2.3. Taxonomía de los hongos (MA)

2.4. Características morfológicas

2.5. Aspectos bioquímicos de la simbiosis

2.6. Factores predisponentes para la colonización HMA

2.7. Dependencia micorrízica

2.8. Especificidad de los hongos MA

2.9. Efectividad del sistema MA

2.10. Efecto de la fertilidad del suelo en la simbiosis micorrízica

arbuscular

2.11. Efectos de la simbiosis MA en el crecimiento de las plantas

7

1 0

1 5

1 7

1 9

2 1

2 2

24

2.12. Relaciones MA-fósforo

2.13. Otros nutrimentos y la MA

2.14. Otros efectos de la MA

2.15. Relación MA-especies hortícolas

2.16. Relación hormonas vegetales-HMA

2.16.1. Los hongos MA y las auxinas

2.16.2. Los hongos MA y las citocìninas

2.16.3. Los hongos MA y las giberelinas

MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Descripción geográfica

18

3.2. Cepas de hongos micorrízicos arbusculares (HMA)

3.3. Material vegetal

3.4. Diseño experimental

3.5. Siembra e inoculación

3.6. Análisis estadístico

4.

3.7. Mediciones de crecimiento

3.8. Colonización micorrízica

3.9. Determinación de ácido indol 3-acético (AIA)

3.10. Determinación de ácido giberélico

3.11 Determinación de 6-amino purina

3.12. Determinación de la clorofila total

3.13. Determinación de proteínas totales solubles

3.14. Cuantificación de esporas de HMA

RESULTADOS

4.1. Efecto de los HMA sobre el crecimiento en plantas de chile

4.1.1 Altura de plantas de chile

4.1.2. Número de hojas en plantas de chile

Página

49 \

4 9

50

50

52

53

53

54

55

56

57

57

58

59

59

6 14.1.3. Área foliar en plantas de chile 624.1.4. Diámetro de tallo en plantas de chile

4.1.5. Longitud de raíces en plantas de chile

4.2. Colonización micorrízica en plantas de chile

4.3. Contenido de clorofila total

6 4

6 6

6 7

694.4. Contenido de proteínas totales solubles

4.5. Número y peso fresco de frutos de chile

4.6. Determinación de ácido indol 3-acético (AIA)

4.7. Determinación de ácido giberélico (GA3)

4.8.Determinación de 6-amino purina

5. DISCUSIÓN

6. CONCLUSIONES

70

72

74

75

76

78

8 37. LITERATURA CITADA 85

INDICE

59

Cuadro

1.

2 .

3.

4 .

5.

6 .

7 .

8 .

9.

10

l l

ÍNDICE DE CUADROS

Página

Clasificación taxonómica de los hongos formadores de micorrizas 9

Tratamientos evaluados en el experimento 50

Población de esporas en muestras de inóculo

Fechas de muestreo 52 ’

Efecto de la inoculación de HMA sobre el área foliar (cm2) en

plantas de chile mirasol, crecidas en condiciones de invernadero 63

Efecto de la inoculación de HMA sobre el área foliar (cm2) en

plantas de chile mirasol, crecidas en condiciones de invernadero

Efecto de la inoculación de HMA sobre el diámetro de tallo (mm) en

plantas de chile mirasol 65

Efecto de la inoculación de HMA sobre el diámetro de tallo (mm) en

plantas de chile ancho 6 5

Efecto de los HMA sobre la concentración de AIA (mg/L) en \

diferentes etapas fenológicas de plantas de chile 75

Efecto de los HMA sobre la concentración de GA3 (mg/L) en

diferentes etapas fenológicas de plantas de chile

. Efecto de los HMA sobre la concentración de 6-amino purina

fma/L) en diferentes etapas fenológicas 77

63

51

76

ÍNDICE DE FIGURAS

PáginaEfecto de la inoculación de HMA sobre la altura (cm) de plantas de chile mirasol a diferentes tiempos

condiciones de invernadero

de estudio, crecidas en

2 Efecto de la inoculación de HMA sobre la altura (cm) de plantas

de chile ancho a diferentes tiempos de estudio, crecidas en

condiciones de invernadero

3 Efecto de la inoculación de HMA sobre el número de hojas en60

plantas de chile mirasol a diferentes tiempos de estudio, crecidas

en condiciones de invernadero

4 Efecto de la inoculación de HMA sobre el número de hojas en62

plantas de chile ancho a diferentes tiempos de estudio, crecidas

en condiciones de invernadero

5 Efecto de la inoculación de HMA sobre la longitud de raíz (cm) en

62

plantas de chile mirasol a diferentes tiempos de estudio, crecidas

en condiciones de invernadero

6 Efecto de la inoculación de HMA sobre la longitud de raíz (cm) en6 6

plantas de chile ancho a diferentes tiempos de estudio, crecidas

en condiciones de invernadero

7 Colonización micorrízica en plantas de chile mirasol, crecidas en6 7

condiciones de invernadero

8 Colonización micorrízica en plantas de chile ancho, crecidas en6 7

condiciones de invernadero

9 Efecto de los HMA sobre el contenido de clorofila total en plantas6 8

de chile mirasol

10 Efecto de los HMA sobre el contenido de clorofila total en plantas6 9

de chile ancho

1 1 Efecto de los HMA sobre el contenido de proteínas totales6 9

solubles en plantas de chile mirasol 7 1

1 60

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura Página

12 Efecto de los HMA sobre el contenido de proteínas totales

13

14

1 5

16

solubles en plantas de chile ancho 7 1

Efecto de los HMA sobre e! número de frutos en plantas de chile

mirasol 72

Efecto de los HMA sobre el número de frutos en plantas de chile

ancho 73

Efecto de los HMA sobre el peso fresco de frutos en plantas de

chile mirasol 7 4

Efecto de los HMA sobre el peso fresco de frutos en plantas de

chile ancho 74

1 . INTRODUCCIÓN

La importancia de los hongos micorrízicos en la agricultura sustentable, está

basada en su función de unir a la planta con el suelo, al servir como agente de

transporte nutrimental entre otros componentes, teniendo un impacto en la

conservación de éste recurso (Elliot y Coleman, 1988; Bethlenfalvay y Linderman,

1992). En los últimos años ha sido un problema del cual se ha generado una gran

cantidad de información (Smith, 2001).

La inoculación con hongos micorríricos arbusculares (HMA), la fijación

biológica de nítrógeno, el uso de rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal

(PGPR), la adición de materia orgánica, el control biológico y otras prácticas de

cultivo que favorecen la producción, son alternativas viables que pueden ser

empleadas para la solución de algunos problemas de la agricultura, teniendo una

repercusión favorable en el medio ambiente (Bethlenfalvay y Schuep, 1994).

El desarrollo vegetal puede incrementarse por la utilización de elementos

biológicos que actúen en forma coordinada en la interfase suelo-raíz, entre éstos

cabe reseñar la intervención de hongos formadores de la asociación micorriza y otros

organismos rizosférícos (Azcón-Aguilar y Barea, 1992). En la rizosfera se llevan a

cabo importantes procesos, que definen el desarrollo y la producción de las plantas.

Existe un flujo de compuestos producto de la fotosíntesis, que son exudados por la

raíz, en forma de carbohidratos, aminoácidos, vitaminas, enzimas, y nucleótidos, lo

que hace de la rizosfera, una zona ideal para el establecimíento de una gran

variedad de microorganismos (Buttner y Sauer, 2000).

Una forma de eficientizar la producción agrícola, es a través del uso de

microorganismos del suelo (bacterias, hongos, algas, actinomicetos, nematodos,

colémbolos y ácaros, entre otros), los cuales pueden mejorar las características

físicas, químicas y biológicas del agrosistema (Azcón-Aguilar y Barea, 1997).

Con el uso de microorganismos en la agricultura como los hongos

micorrízicos arbusculares (HMA), se mejoran las propiedades físicas del suelo, el

crecimiento de las plantas y el reciclado de los nutrientes del suelo. Gracias a estos

1

! microorganismos existe una mejor asimilación de nutrientes a través de la liberación

del fósforo, potasio, la fijación biológica del nitrógeno (No3-, NH4+), la producción de

hormonas vegetales, la simbiosis con hongos formadores de la micorriza y el control

biológico natural. Los microorganismos endofitos comprenden a los hongos y

bacterias que viven sin causar daño en el interior de células o tejidos de las plantas

superiores durante una parte considerable de su ciclo de vida (Quispel, 1992). En

general, los microorganismos endofitos pueden localizarse en espaciosintracelulares, intercelulares o en el tejido vascular (Reinhold y Hurek, 1998).

LOS hongos micorrízicos son microorganismos que están presentes en la

rizósfera de muchas plantas, donde se establece una simbiosis mutualística, con lo

cual se logra una mejor estabilización del sistema suelo-planta (Hamel ef al., 1997;

Schreiner y Bethlenfalvay, 1997).

Los HMA son simbiontes obligados, ya que no pueden completar su ciclo de

vida, sin la presencia de la planta hospedera. Este tipo de hongos todavía no se han

podido cultivar in vitro, lo cual ha impedido estudiar, el desarrollo de las esporas

reproductoras (ontogenia). Su reproducción es clonal, las esporas son vástagos

somáticos multinucleados (Bécard y Piché, 1990; INVAM, 1997).

Son muchas las maneras en que actúan los HMA en la rizosfera y tal vez la

más importante sea que incrementan significativamente el volumen de suelo

explorado por las raíces de las plantas, sobre todo tratándose de la búsqueda de los

elementos de menor movilidad en el suelo (Ayling et al., 1997).

El uso de la micorriza arbuscular en viveros es factible en aquellos cultivos

que habitualmente contemplan la práctica del trasplante, como es el caso de los

frutales y de muchas hortalizas. En ese sentido, es necesario utilizar cepas altamente

efectivas y competitivas tanto en viveros como en almácigos, ya que las plantas

herbáceas necesitan a la micorriza para crecer mejor, mientras que las plantas

arbóreas las precisan para sobrevivir (Roldan-Fajardo y Barea, 1987).

La fisiología de la micorriza, es uno de los temas que mayor atención ha

recibido, lo cual ha ampliado el notable conocimiente sobre las interacciones entre

los simbiontes en términos de nutrición mineral, relaciones hídricas, flujos de carbono

2

y los efectos hormonales. A lo largo de la evolución las plantas han ido adquiriendo

capacidad para regular su actividad metabólica para asegurarse un desarrollo

controlado. Esa capacidad toma cuerpo en determinados mecanismos internos,

regulados por hormonas, las cuales influyen en el crecimiento y desarrollo de las

plantas. Los reguladores del crecimiento vegetal (RCV) causan diversos efectos

biológicos a diferentes especies vegetales o variados efectos a una misma especie,

dependiendo de la etapa fenológica en que se estudie (Davies, 1395).

La asociación simbiótica entre hongos del orden Glomales y la mayoría de las

plantas del tipo mutualista llamada micorriza arbuscular (MA), puede modificar el

balance de reguladores del crecimiento como auxinas, citocininas, giberelinas y ácido

abscísico, las cuales favorecen el porte y vigor de las plantas colonizadas

(Gianinazzi, 1991; Legue et al., 1996).

La colonización micorrízica es estimulada por la presencia de exudados

radicales, afectando a su vez a la planta, ya que los HMA incrementan la producción

de compuestos biológicamente activos, como las hormonas, enzimas, quelatos, entre . .

otros. Sin embargo, la acción de las hormonas vegetales depende de su

concentración, función a su vez de procesos de biosíntesis y de la sensibilidad de los

tejidos a esos estímulos, los que conducen finalmente a una respuesta fisiológica

(Davies, 1995).

La función de la micorrización y su influencia en las relaciones hídricas,

balance hormonal, fotosíntesis y distribución de carbono en la planta, son aspectos

relacionados con la interacción en ambos simbiontes y su efectividad en nutrición

vegetal (Azcón et al., 1996).

La simbiosis micorrízíca entre los hongos MA y las raíces de las plantas,

involucra varias interacciones a nivel molecular entre ambos simbiontes. Una de esas

interacciones es la producción endogena de hormonas vegetales, de la cual se han

hecho pocos estudios (Regvar y Gogola, 1995).

Con el uso de los HMA, se mejora el vigor de las plantas y es posible que

éstos induzcan un incremento en la concentración de hormonas vegetales y con ello

se mejore la productividad. A la fecha la información generada sobre el efecto de los

3

HMA sobre la bíoregulacìón en las plantas ha sido escasa y además no se ha

estudiado su variación en función de las diferentes fenofases de las plantas. Por otro

lado, los HMA han sido considerados como hospederos no específicos y por tanto se

requiere estudiar la contribución de la colonización micorrízica en diferentes

cultivares de plantas (Morton, 1988).

Es por ello que en este trabajo de investigación se planteó la siguiente

pregunta: ¿ Cuál será el efecto de la colonización de los hongos MA en la

concentración de los reguladores de crecimiento vegetal, en diferentes fenofases de

dos cultivares de chile ?.

La hipótesis a esta pregunta es que: la concentración de los reguladores de

crecimiento vegetal, inducida por hongos micorrízicos arbusculares será mayor en

plantas colonizadas por hongos MA, lo cual influirá en una mayor respuesta

fisiológica en la planta, además existirá una correlación positiva entre la colonización

de la planta y los reguladores de crecimiento en diferentes fenofases de las plantas

de chile (Capsicum annuum L.).

Para probar esta hipótesis se planteó el siguiente objetivo general: Estudiar el

efecto de la inoculación de HMA en dos cultivares de chile crecidos bajo condiciones

de invernadero, para demostrar su participación como elicitores de la síntesis de

reguladores del crecimiento vegetal, en diferentes fenofases de la planta.

Particularmente, este objetivo se puede desglosar de la siguiente manera:

a). Determinar el efecto de la inoculación de diferentes hongos micorrízicos

arbusculares en la concentración de ácido indol-3-acético (AIA), ácido giberélico

(GA3) y 6-aminopurina en plantas de dos cultivares de chile (Capsicum annuum L.)

crecidas bajo condiciones de invernadero en diferentes fenofases.

b). Evaluar el efecto de la colonización micorrízica en el desarrollo de las

plantas de chile y correlacionarlo con la concentración de reguladores de crecimiento

en las diferentes fenofases de las plantas.

4

2. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. Conceptos generales de la micorriza arbuscular (MA)

El término micorriza se refiere a la asociación simbiótica mutualística, que se

desarrolla entre las raíces de la mayoría de las plantas superiores y ciertos hongos

que son comunes en el suelo (Gianinazzi, 1991; Bethlenfalvay, 1992). En ella, el

micelio del hongo infecta la corteza radical a modo de endofito y proyecta sus hifas

tanto al interior como al exterior de la raíz. La micorriza funciona como órgano de

absorción y translocación de agua y nutrientes; es una de las más sobresalientes

adaptaciones de la raíz para desenvolverse adecuadamente en el ambiente edáfico

(Barea et al., 1984; Le Tacon, 1985; Creighton et al., 1986; Bethlenfalvay, 1992). Para

estos autores se trata de una simbiosis casi universal por él número de plantas

susceptibles de ser colonizadas por hongos micorrízicos arbusculares y por su

existencia en la inmensa mayoría de los hábitats naturales. De hecho algunos

la condición micorrízica es la regla y tanto el hongo como la planta presentan mínima

Son muchos los autores que han definido este concepto, (Powel y Bagyaraj,

1984; Harrison, 1997), citan al patólogo Alemán Albert Bernard Frank como el

acuñador del término hace más de cien años, para describir esta asociación.

La nutrición de la mayoría de las plantas vasculares y briofitas, está

directamente relacionada con la nutrición de los hongos, fenómeno llamado

micotrofía. El micelio del hongo combinado con las raíces forma una estructura

compuesta, denominada micorriza.

En la simbiosis formada, la energía se mueve primariamente desde la planta

hasta el hongo y los recursos inorgánicos se mueven desde el hongo a la planta. En

todos los casos se refieren a un concepto doble, que encierra los componentes:

hongo y planta, del mismo modo en que lo índica su nombre, del griego: mykes:

hongo y rhiza: raíz (Allen, 1991; Harrison, 1997).

Ce los tipos de micorriza que han sido reconocidos, la más abundante es la

vesículo-arbuscular, en la cual, hongos Zygomycetos producen arbúsculos, hifas y

5

vegetales no parecen crecer y desarrollarse normalmente sin la MA. De esta manera,

especificidad (Creigton et al., 1986).

-

vesículas dentro de las células del cortex radical (Stribley; 1990; Gianinazzi, 1991;

Brundrett, 1991). Estos hongos incluyen alrededor de 150 especies pertenecientes a

EI hongo coloniza la corteza de las raíces y, en perfecto equilibrio biologico

establece con las plantas una serie de interrelaciones biotróficas. La planta

hifas externas, capta elementos minerales, principalmente fosfatos, de la solución

edáfica y los transfiere a la planta por medio de mecanismos de gran eficiencia

El estudio de los HMA y la simbiosis formada con las raíces de las plantas

hospederas es complicado por la naturaleza biotrófica e hipogea de 1os micobiontes

involucrados (Fortin et a/., 2002).

2.2. Evolución de los hongos (MA)

La micorriza es el producto de un proceso de coevolución entre plantas y

hongos, como parte del avance colonizador de las plantas acuáticas primitivas hacia

el medio ambiente terrestre (Simon et a/., 1993). Una asociación de este tipo

aparece en musgos, plantas vasculares primitivas y helechos. Tal ha sido su éxito

evolutivo que la simbiosis mantiene una presencia casi universal entre las plantas

vasculares con semilla.

Las micorrizas Son tan antiguas como las propias plantas, hecho deducido de la

observación del primer registro fósil que se conoce de un vegetal, el fósil Rhynie,

fechado en 370 millones de años (Nicolson, 1975). Por otro lado Redecker et al.

(2000), mencionan que los fósiles encontrados datan de 400 a 460 millones de años:

estos mismos autores muestran que los HMA del orden Glomales, formaron

simbiosis con las plantas terrestres ancestrales, posiblemente influenciadas por SU

inicio crucial y su colonización en fa tierra.

Le Tacon (1995), señala que cuando las plantas comenzaron a colonizar Ias

tierras emergidas, encontraron condiciones totalmente adversas. También indica que

se encontraban básicamente en forma insoluble; su concentración era

seis géneros del orden Glomales (Morton y Benny, 1990; Gianinazzi, 1991).

suministra substratos energétícos y funcionales al hongo, y este, mediante su red de

en los suelos procedentes de la degradación de las rocas, los elementos minerales

(Barea et al., 1984).

6

extremadamente pequeña en la composición del suelo y los intercambios entre las

formas solubles e insolubles eran lentos.

Las primeras plantas terrestres tuvieron que adaptarse a estas condiciones tan

especiales y solamente las que pudieron asociarse a hongos y a ciertas bacterias

consiguieron colonizar los continentes. Se puede decir, que las plantas y los hongos,

formadores de las micorrizas, han evolucionado paralelamente de tal manera que se

han dado diferentes grados de interdependencia.

Marks (1991), propone la idea de que los hongos formadores de MA fueron

derivados del grupo de hongos que forman infecciones subletales, en las cuales los

hongos sin matar a sus hospedantes, penetran en las células corticales con la

formación de interrelaciones prolongadas. Hoy. se sabe que casi todas las plantas

necesitan, en mayor o menor grado, estar colonizadas por hongos (MA) para captar

elementos minerales y crecer adecuadamente. Sin embargo, la dependencia es más

marcada por parte de los hongos MA, ya que no se ha logrado evidenciar que estos,

sean capaces de completar su ciclo d e vida en ausencia de la planta hospedera,

específicamente raíz hospedera, en condiciones axénicas. Actualmente se.

consideran como simbiontes obligados (Barea ef al., 1984), ya que ninguno de los

medios de cultivo comúnmente utiiizados en el laboratorio para el. crecimiento de

microorganismos parece cubrir las necesidades básicas de los HMA (Azcón-Aguilar

et al., 1991; 1998).

2.3. Taxonomía de los hongos MA

La formulación de un sistema de clasificación para los HMA no ha sido una

tarea fácil, las evidencias fósiles que se tienen no han sido capaces de proveer

muchas pistas sobre las relaciones simbióticas durante la evolución, importantes en

la definición de un sistema de clasificación estable (Morton, 1988). Además los

esfuerzos para estudiar el desarrollo de las esporas reproductoras (ontogenia), han

sido truncados por la imposibilidad de cultivar los hongos MA axénicamente (Hepper,

1984).

El Sistema tradicional de clasificación de las micorrizas se basa en criteriosmorfológicos que definen dos categorías básicas: a) ectomicorriza, y b)

7

endomicorriza, a las cuales algunos autores añaden una tercera categoría: c)

ectoendomicorriza (Morton y Benny, 1990; Gianinazzi, 1 991).

La simbiosis micorrízica, es formada por la mayoría de las plantas superiores y -

un grupo especial de hongos fúngicos de los glomales (Morton y Benny, 1990).

Desde que Gerdemann y Trappe (1974), presentaron su revisión de las

Endogonaceae, el número de especies reconocidas se ha duplicado. A pesar de esto

todavía y no requería de una revisión a fondo (Hall, 1984).

La mayoría de los esfuerzos, desde entonces, se han concentrado más en la

descripción de nuevas especies, que a la consideración de sus relaciones

taxonómicas (Morton, 1988). También se señala que hasta 1974, se habían descrito

sólo 27 especies, de entonces a enero de 1988, se incluyeron 96, lo que da una idea

de la constante evolución del sistema taxonómico de los hongos micorrízicos, ya

para el año 1993 se habían identificado cerca de 150 especies (Walker y Trappe,

1993).

Una clasificación basada en los hospederos no puede ser usada porque pocos

son los hongos que presentan especificidad. Por otro lado, las características

anatómicas no son lo suficientemente diferentes entre grupos taxonómicos, para un

sistema de clasificación (Morton,. 1988).

En la ectomicorriza, el hongo forma sobre la superficie de la raíz un manto

intercelular ofreciendo, al microscopio, un aspecto de red que se ha bautizado como

red de Hartig. En la endomicorriza, en cambio, no se forma manto fúngico y las hifas

del endofito crecen no sólo inter sino intracelularmente. La ectoendomicorriza, por

Último, Sería la categoría que incluye aquellas formas intermedias entre las dos

anteriores, con red de Hartig e hifas intracelulares; en realidad se trataría de una

variante de la ectomicorriza.

La clasificación de los HMA es discutida actualmente incluyendo la información

adicional de autores como: Trappe (1982) y Morton (1988), por lo que hasta ese

tiempo la clasificación de los HMA queda como sigue:

8

y de Ia incorporación de los géneros Complixepes y Entrophospora, Y más

recientemente scutellospora, el sistema de clasificación se consideraba adecuado

micelial y las hifas que penetran la corteza radical- se distribuyen de manera

Reino: Mycetae

División: Amastigomycota

Subdivisión: Zygomycotina

Clase: Zygomycetes

Orden: Endogonales

Familia: Endogonaceae

Géneros: Acaulospora, Entrophospora, Gigaspora, Glomus, Sclerocystis,

Scutellospora.

Más recientemente Morton y Benny (1990) dan a conocer la clasificación

taxonómica de los grupos formadores de micorrizas, las cuales han sido definidad

por su modo de formación de esporas (Cuadro 1).

Cuadro 1. Clasificación taxonómica de los hongos formadores de micorrizas.

División Eumycota

Subdivisión Zygomycota

Clase Zygomicetes

Orden Glomales

Suborden Glomineae y Gigasporineae

Familia Glomaceae, Acaulosporaceae y Gigasporaceae

Género Glomus, Sclerocystis, Acaulospora, Entrophospora,

Scutellospora y Gigaspora

Fuente: Morton y Benny (1990).

El orden Glomales está clasificado en la clase Zygomycetes. Sin embargo, está

siendo ahora cuestionado. Reciente la información de la secuencia de sus genes

ribosómicos (18S), podria establecer que eiios forman un grupo antiguo de

Ascomycetes y de Basidiomycetes (Rosendahl et al., 1994).

El género Glomus es el más abundante (56%) de las especies descritas

(Mot-ton y Benny, 1990). Mor-tan y Redecker (2001), realizaron estudios sobre las

características morfológicas y moleculares de nuevas familias de Gloma/es,

9

encontrando que la secuencia de nucleótidos va desde regiones 5.8 a 18s de .sus

pesar de SU similaridad en la morfología micorrízica y de su perfil de ácidos grasos.

Redecker (2000) y Kramadibrata et al., (2000), realizaron análisis moleculares,

gerdemanníi), concluyendo que la técnica de PCR, es un potencial importante para

futuros estudios de las poblaciones de HMA.

Más recientemente en el lnternatíonal Culture Collection of Arbuscular &,

Vesicular-Arbuscular- Mycorrhizal Fungi (INVAM) se han hecho adiciones a esta

clasificación, donde se han incluido nuevas familias dentro del suborden Glomineae

(Paraglomaceae y Archaeosporaceae), la cual está basada sobre un consenso de

características morfológicas y moleculares.

2.4. Características morfológicas

La amplía diversidad de grupos fúngicos forman diversos tipos morfológicos de

asociaciones mícorrízícas. Las micorrizas se clasífícan con base en su morfología y

con los tipos de estructuras especializadas que producen en el proceso de

penetración ínter o intracelular (Marks, 1991).

La íntíma relación bíotrófica hongo-planta, junto con la dependencia recíproca

de los dos organismos para crecer y sobrevivir, permite sugerir que la micorriza

forma parte integral de las plantas. El establecimiento de la micorriza involucra

múltiples procesos y pueden ser determínados por una secuencia de fenómenos de

reconocimiento entre los simbiontes, los cuales inician antes del contacto físico y

permiten su integración morfológica (Gianinazzi y Gíaninazzi-Pearson, 1990).

El desarrollo vegetal puede incrementarse por la utilización de elementos

biológicos que actúen de forma coordinada en la interfase suelo-raíz, entre éstos

cabe reseñar la intervención de hongos formadores de la asociación micorriza y otros

organismos rizosféricos (Línderman, 1992; Azcón-Aguilar y Barea, 1992).

La infección o colonización de una raíz por parte de un hongo mícorrízico es un

proceso que involucra una secuencia de etapas reguladas por una precisa

10

r-DNA. Clasificándolas como dos nuevas familias de Archaeosporaceae y

Paraglomaceae. Cada familia es filogenéticamente diferente y de otros Glomales, a

a raíces de Plantago medía colonizadas por hongos MA (Glomus clarum Y A.

interacción entre endosimbionte y hospedero. En términos generales, las etapas

básicas son: a) pre-infección, b) penetración, c) colonización intraradical, d)desarrollo del micelio externo, e) esporulación del hongo ‘y f) re-infección (Azcón, et

al., 1996).

La micorriza es resultante de complejas interacciones secuenciales entre las

hifas de los hongos arbusculares y células hospedantes, permitiendo así un estado

mutualista funcional (Bonfante-Fasolo, 1988), donde factores de la planta, estimulan

el crecimiento hifal de los hongos arbusculares en la fase de precolonización y

formación de la simbiosis.

La pre-infección está asociada a la actividad de los propágulos infectivos

presentes en el suelo que circunda a la raíz. Dichos propágulos pueden ser esporas’

o micelio fúngico. Este último, generalmente se encuentra vinculado a raicillas de

plantas vivas o a segmentos de raíz infectados. La germinación de esporas requiere

en muchos casos del estímulo de exudados radicales (Daniels, 1984). El tubo de

germinación se proyecta desde la espora hasta encontrar la superficie de la raíz. La

hifa micelial tiene, en cambio, un origen menos definido y puede ser el producto de

múltiples ramificaciones dicotómicas (Elìas y Safir, 1987).

Bécard y Piché (1989) distinguen dos mecanismos por los cuales las raíces

contribuyen en el crecimiento hifal. El primer mecanismo es iniciado inmediatamente

por la presencia de las raíces y es una respuesta de una estimulación en el

crecimiento hifal de esporas germinando y requiere de las esporas hasta la

progresiva pérdida de sus reservas. El segundo mecanismo es la activación que

ocurre antes del contacto del hongo con la raíz y el crecimiento fúngico cesa

inmediatamente después de remover las raíces.

La penetración se inicia con la formación de un “punto de entrada” que se

caracteriza por el desarrollo de un abultamiento o apresorio de contacto sobre la

superficie de la raíz. No es del todo claro si el mecanismo de penetración está

mediado por un evento enzimático, por un evento mecánico o, por una combinación

de ambos. En cualquier caso, dado el carácter no patogénico de estos hongos, la

producción de enzimas hidrolíticas sería en cantidad apenas suficiente para abrir

11

Paso a la hifa de penetración sin alterar la estructura de la pared celular (Barea et al.,1991).

endomicorrízica se establece morfológicamente, donde las estructuras

características son las vesículas y los arbúsculos, estructuras internas de ta raíz

colonizada y por las cuales la micorriza se denomina “arbuscular”. Una vez que

penetra la hifa del hongo por el apresorio de la raíz, se genera un proceso

proliferatívo que conduce al establecimiento de una “unidad de colonización” que se

puede extender hasta cm de distancia a partir del punto de penetración (Barea et

El avance de la infección está restringido a la epidermis y parénquima cortical.

La endodermis actúa como una barrera que impide el paso del hongo hacia el

cilindro vascular, evitando el nesgo de una infección sístémíca (Bar-ea et al., 1991).

La“unídad de colonización” avanza mediante el crecimiento de hífas aseptadas que

se extienden por entre las células corticales y que generan estructuras

características, como los arbúsculos y las vesículas.

LOS arbúsculos son estructuras del tipo de los haustorios que se originan a

partir de la ramificación dicotómica repetida de una hifa al interior de una célula

vegetal. Las finas ramificaciones de los arbúsculos realmente no entran en contacto

con el protoplasma de las células, sino que penetran como dedos en un guante,

denominándose “invaginaciones de la membrana celular” (Newman et a/., 1994). De

esta forma se produce una extensa superficie de contacto a través de la cual se

lleva a cabo el intercambio de nutríentes minerales y carbohidratos entre el hongo y

la planta. LOS arbúsculos son estructuras de corta vida, cuya presencia es indicativa

de la actividad metabólica asociada al transporte de sustancias a través de

membranas.

Con posterioridad a la aparición de los arbúsculos, el micelio empieza a

acumular reservas de carbono en forma de lípidos, lo cual se manifiesta mediante la

aparición de ensanchamientos terminales de las hifas conocidas como vesículas.

El tipo más común es la endomicorriza arbuscular, formada en muchas

especies vegetales y por miembros fúngicos de orden Glomeles de ta clase

Después de la secuencia de fenómenos de reconocimiento, la simbiosis

al., 1991).

12

I

1

Zygomycefes (Morton y Benny, 1990). Las micorrizas endotróficas, están formadasIpor especies del género Scutellospora, correspondientes a la subdivisión.

Zygomyco tina, agrupadas en el orden Glomales. Estas son conocidas como/l micorrizas arbusculares (MA); ya que el hongo, produce vesículas largas e hinchadas/

y arbúsculos ramificados complejos en el interior de las células vegetales, excepto

los géneros Gigaspora y Scutellospora, los cuales forman estructuras llamadas1células auxiliares originadas en el exterior de la raíz (Deacon, 1980; Morton y Benny,I

/I 1990).¡/ El desarrollo del micelio externo o micelio extramatricai (ME), es un evento

simultáneo al avance de la infección cortical del micelio interno (MI). Este micelioLl/ actúa como un puente que conecta el suelo con el interior de la raíz. Las hifas

externas se proyectan en el suelo algunos centímetros más allá de la superficie de la

raíz, e incluso pueden establecer vínculos con raíces vecinas (Newman et al., 1994).

Algunas semanas después de iniciada la infección, el hongo está en

condiciones de esporular, lo cual está supeditado a las condiciones ambientales del

suelo. En particular, la humedad parece ser el factor regulador de importancia, ya

que se ha visto que el estrés hídrico en el suelo acelera la esporulación. En el micelio

externo se desarrollan las estructuras reproductoras del hongo, en tanto que en el

micelio interno se concentran las actividades metabólicas y de almacenamiento de

carbono (Siquiera et al., 1991).

Una micorriza completamente funcional es aquella en la cual el hongo penetra

las células de la raíz del hospedero para formar arbúsculos en los que se lleva a

cabo el intercambio de fosfatos, carbohidratos y otros iones indispensables para el

desarrollo del hongo (Koide y Schneider, 1992). El intercambio de señales entre el

hongo y la planta hospedera ocurre en tres zonas.. en la zona de adhesión (Smith y

Gianinazzi-Pearson, 1988), dentro de la raíz (Anderson, 1988) y en la rizósfera

(Siqueira et a!., 1991). Es probable que la transducción de señales tenga una

estrecha relación con el aumento de la actividad de ATP asa en la membrana del

hospedero que rodea las ramificaciones fúngicas en las células infectadas, así como

con el incremento de los contenidos de algunos reguladores del crecimiento o

“fitohormonas” (Danneberg et al., 1992).

13

Originalmente las micorrizas fueron agrupadas en tres grandes grupos: ecto,

endo Y ectoendo-micorrrkas, basados fundamentalmente en los tipos de estructuras

hongo-raíz que se forman (Azcón y Barea, 1982; Harley y Smith, 1983; Creighton et

a/., 1986). Enseguida se presentan brevemente algunas de las característicasl morfológicas más importantes, así como su significado ecológico.

a). Ectomicorrizas: en la naturaleza se encuentran alrededor de 5000 especies

de hongos formadores de Ectomicorrizas, las cuales se asocian a unas 2000

especies de árboles como el pino, roble, abedul, haya, abeto, suace, cedro, nogal,

castaño Y eucalipto entre Otros. En un bosque maduro pueden encontrarse más de

25 especies de hongos formando Ectomicorrizas en un solo árbol. Estos hongos

forman el manto de Sheating que envuelve a la raíz; sus hifas son intercelulares (red

de Hartig) y presentan micelio septado. Las familias botánicas más destacadas que

pertenecen la mayoría de las especies de interés forestal (Morton y Benny, 1990).

b). Endomicorrpízas: se desarrollan principalmente dentro de la raíz, con hifas

externas no formadoras del manto de Sheating, micelio no septado, salvo en hifas

adultas. Mismas que pueden ser inter e intracelulares. Las intercelulares no forman la

red de Hartig y las intracelulares forman: vesículas y arbúsculos. La endomicorriza es

el tipo de simbiosis (hongo-raíz) más común, que se establece en más del 90% de

las Plantas. Las micorrizas arbusculares son las más representativas de las

Endomicorrizas. Solo se conocen 150 especies de hongos MA. Sin embargo, este

tipo de hongos se asocian con las 300,000 especies de plantas (agrícolas, frutales y

ornamentales, enredaderas, pastos, árboles como el maple, fresno, nogal cerezo,

acacia, magnolia, ginkgo, palmito, laurel. Los hongos MA no tienen asociaciones

específicas, cualquier especie de hongo puede establecer asociaciones con todas las

plantas. Usualmente está asociada con plantas herbáceas tales como maíz, tomate,

fresa, leguminosas, oleaginosas y muchas más. Sin embargo también se forma en

árboles como manzano, naranjo y muchos frutales de este tipo. Los hongos

responsables son de los géneros: Glomus, Sclerocystis, Acaulospora,

presentan este tipo son: Betulaceae, Fagaceae, Pinaceae y Myrtaceae, a Ias que

14

Entrophospora Scutellospora y Gigaspora (Morton y Benny, 1990)..

c). Ectoendomicorriras: este es un grupo mixto que se divide a su vez en

Ericaceas y Orquidaceas. Las primeras pueden ser ericoides o arbutoides, y forman

estructuras intermedias de los grupos ya descritos. Sus principales plantas

hospedadoras pertenecen a las familias: Ericaceae, Epacrídaceae, Empetraceae,

Pyrolaceae, Monotropaceae y Orchídaceae, principalmente. Los hongos

responsables son Ascomicetos, Boletus o Basidiomicetos (Morton y Benny, 1990).

Los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) son componentes importantes de

las comunidades terrestres para la ecología, pero la estrategia de la colonización

micorrízica es aún incierta. Hart y Reader (2002) estudiaron el comportamiento de la

colonización de 21 aislados de HMA de tres familias (Acaulosporaceae,

Gigasporaceae y Glomaceae), para probar su relación entre la taxonomía y su,

estrategia de colonización. La proporción y la magnitud de la colonización fueron

consideradas, midiendo el porcentaje de la raíz colonizada, biomasa fúngica de la

raíz y la longitud de la hifa del suelo a las 12 semanas. De las tres familias,

Glomaceae colonizó más rápidamente y presentaron hifas más extensas.

Gigasporaceae mostró baja colonización de raíces y alta colonización del suelo,

mientras que, Acaulospora, tuvo baja colonización de raíz y del suelo. Estos

resultados fueron similares para cuatro diferentes plantas hospederas. Estos

resultados indican que las estrategias de colonización por los HMA difieren

considerablemente y que la variación taxonómica es basada al nivel de familia.

2.5. Aspectos bioquímicos de la simbiosis ,

Innumerables estudios se han realizado sobre la simbiosis micorrízica,

encaminados en su mayoría a los aspectos fisiológicos, dada la importancia que

reviste su potencialidad como fertilizante biológico. En cambio, son relativamente

pocos los trabajos que tratan los aspectos morfológicos y bioquímicos de la

simbiosis. Johnson et al., (2002) aplicaron l3C en pasto ín situ y encontraron que las

plantas transfieren entre 5 y 8% del carbono sintetizado al micelio externo en el

establecimiento de la simbiosis micorrízica. Estos resultados demuestran que bajo

condiciones de campo, el micelio de los HMA proporciona un flujo rápido del carbono

de las plantas al suelo y a la atmósfera.

15

Bago et aI., (2002) evaluaron mediante técnicas de resonancia magnética latranslocación y utilización de lípidos del almacenamiento fúngico en la simbiosis

micorrízica arbuscular, encontrando que el carbono se transfiere de la planta al hongo en forma de hexosa y este es transformado en triacilglicerol. Los experimentos

realizados mostraron que este lípido de almacenamiento es exportado al micelio

extraradical, lo cual indica que hay una recirculación sustancial de lípidos a lo largo

de las estructuras del hongo. De igual forma mencionan que se sintetiza arginina y

otros aminoácidos en el proceso de germinación de las esporas. .Estos estudios son

de interés, bajo el conocimiento de que la transferencia de fósforo del hongo al

hospedante, ocurre en el arbúsculo, pero también puede estar involucrada la

liberación de fosfato por otras estructuras del endofito, como las hifas o las vesículas,

aunque la extensa área de contacto del arbúsculo y el hospedante, lo hacen el mas

probable sitio de transferencia de nutrimentos, donde las fosfatasas desempeñan

una función importante en el transporte activo del fósforo o mecanismos de

transferencia de otros nutrimentos por los hongos (Hayman, 1987; Gianinazzi, 1991).

Durante las últimas tres décadas, se han hecho varios esfuerzos para

desarrollar la simbiosis micorrízica in vítro y el uso de raíces ha sido exitoso,

mediante la transformación, perfilándose el uso potencial de cultivos continuos y la

criopreservación de esporas para su almacenamiento a largo plazo, esto permitirá

desarrollar investigación en el ámbito fisiológico, bioquímico y molecular (Fortin et al.,

2002).

También se han realizado algunos trabajos para estudiar la síntesis y el

metabolismo del esterol por Glomus intraradices, bajo diversas condiciones

experimentales (fase simbiótica, fase aislada y fase de germinación), encontrándose

que en los tres estados, G. intraradices contiene una mezcla de 24 eti colesterol,

como el principal compuesto, pero no ergosterol, el predominante esterol de muchos

hongos (Fontaine et aI., 2001).

2.6. Factores predisponentes para la colonización MA

Se ha observado que al incrementarse el nivel del fósforo en la solución del

suelo, se reducen los beneficios aportados por las asociaciones micorrízicas, lo cual

16

es un factor negativo para la colonización de HMA (Hayman, 1987; Kitt et al,, 1988;

Hetrick et al., 1989; Bürkert y Robson, 1994).

Hay ciertas evidencias de que la micorriza puede tener un mayor efecto‘

cuando el fósforo está presente en sus formas menos solubles (Brundrett, 1991). La

adaptación de hongos mícorrízicos a condiciones particulares del suelo,,

aparentemente es más común que interacciones específicas con plantas

hospedantes. Así, en sistemas experimentales, son raras las combinaciones

hospedante-hongo incompatibles, pero en ecosistemas naturales muchas de estas

combinaciones pueden ser menos exitosas porque los hongos son pobremente

adaptados al hábitat normal de las plantas (Brundrett, 1991).

Fundamentalmente, para que se forme un sistema MA, en un medio natural,

deberán existir dos condiciones, la presencia de una planta susceptible y la de algún

tipo de propágulo en el medio. En teoría, cualquier medio natural puede reunirlas; sin

embargo, las propiedades de infectividad de los hongos presentes y de efectividad

de la simbiosis resultante dependerán de los siguientes factores: el grado de

dependencia de las plantas a la MA, la especificidad de los hongos y las condiciones

físicas, químicas y biológicas del medio (Azcón et al., 1984); Los HMA del género

Glomus prefieren suelos ligeramante alcalinos o neutros (Nelsen et al., 1981).

Muchos hongos endomicorrízicos poseen características específicas

individuales que les confieren mayor tolerancia a temperaturas extremas del suelo,

humedad, baja fertilidad y salinidad, presencia de tóxicos y metales pesados

(Dosskey et al., 1990), los cuales pueden proveer a la planta hospedante ventajas de

competencia ecológica e incrementar la supervivencia, crecimiento, nutrición 0

rendimiento en estas condiciones. El tipo de suelo, capacidad de fijación de P, pH,

contenido de agua, nivel del ion calcio y fertilidad general del suelo son algunos de

los factores conocidos de importancia para la infectividad y efectividad de la micorriza

(Daft, 1991; Arines, 1991). A un nivel más global, los hongos micorrízicos tienden a

seguir una distribución geográfica determinada por la latitud y la altitud sobre el nivel

del mar, además, por supuesto, de los mencionados factores suelo y vegetación

(Read, 1991).

17

Una de las ventajas distintivas prciporcionadas a las plantas colonizadas, es la

habilidad de producir plantas de mejor calidad que plantas no inoculadas, aún bajo

una gran variedad de situaciones adversas del .medio. Dehne (1990) reporta que Ia

inoculación en campo de hongos arbusculares eficientes adaptables a prácticas

agrícolas y hortícolas intensivas, puede incrementar la resistencia de la planta

hospedante a varias condiciones adversas y organismos fitopatógenos, y beneficios

especiales se observan en cultivos perennes, donde las plantas normalmente son

precultivadas en sustratos esterilizados o fumigados.

2.7. Dependencia mícorrízica

La dependencia micorrízica es definida como: “El grado en el cual la planta

depende de la condición de estar colonizada con hongos MA, para que produzca su

crecimiento máximo a un nivel dado de fertilidad del suelo”.

Las plantas exhiben diferentes grados de dependencia frente a la micorriza.

Algunas son micótrofas obligadas y, por tanto, ven severamente disminuido su

desarrollo si no cuentan con esta asociación; otras son rnicótrofas facultativas, pues

no precisan obligadamente de la micorriza, pero bajo ‘determinadas condiciones

crecen mejor con ella (bajo contenido de fósforo en el suelo); y finalmente una pocas

plantas no forman micorriza, es el caso de la mayoría de las Cyperaceae,

Crucifereae, Caryophyllaceae, Urticaceae, Chenopodiaceae Brassicaceae,

Polygonaceae y Juncaceae, así como las plantas carnívoras, parásitas y pioneras de

suelos degradados, las cuales cuentan en general, con otras adaptaciones para

adquirir nutrientes (Paul y Clark, 1989 y St. John, 2000).

Algunas de las características de las raíces que no forman asociaciones

micorrízicas son: tienen poca área superficial para la absorción de agua y elementos

nutritivos, además son de corta vida (1 -6 semanas> y son susceptibles de

enfermedades como Pythium, .Phytophthora, Fusarium y al ataque de nematodos. En

las plantas se presenta un amplio espectro de casos, desde la independencia total

como son las crucíferas y cheenopodiaceas, que no forman MA en condiciones

normales, hasta la dependencia absoluta de ciertas plantas que son incapaces de

18

desarrollarse en suelos de elevada fertilidad como por ejemplo: las orquídeas y

algunas especies de cítricos.

Las especies con más dificultad para captar fosfatos de la solución del suelo o

con mayor demanda de ellos son las que tienen mayores grados de dependencia

micorrízica (Hayman, 1982).

Las especies del orden Magnoliales, las angiospermas más primitivas, ancestro

de todas las mono y dicotiledóneas, son especialmente dependientes de las MA para

captar elementos minerales, es decir, son altamente micotróficas. A las plantas con

este tipo de raíces se les llama “magnoloides”, e incluye también este grupo a las

otras plantas pertenecientes a ordenes diferentes. Estas raíces carecen de pelos

radicales o bien los tienen cortos y en escaso número, y las plantas que los poseen

dependen de la colonización aún en suelos muy fértiles.

Las plantas con raíces de este tipo sólo responden a la inoculación de MA en

suelos deficientes en fosfatos asimilables. Entre ambos extremos se encuentran la

mayoría de las especies botánicas, esto es, raíces del tipo intermedio.

Existen otros trãbajos, como el de St. John (1980) y Azcón et al., (1984):

donde se encontró una estrecha relación entre la micotrofía y las raíces de tipo

magnoloide. Sin embargo, ‘Hayman (1982), señala que hay excepciones a esta

hipótesis, ya que encontró plantas con raíces del tipo graminoide fuertemente

dependientes de la MA./ Azcón et al., (1984), sugieren la existencia de otros factores de tipo fisiológico o

anatómico que influyen en la mayor o menor dependencia de una determinada planta

a la MA. Sin embargo, la respuesta a la micorrización no depende únicamente del

hongo, sino también de la planta huésped (Morton y Benny, 1990).

2.8. Especificidad de los hongos MA

En general, los hongos micorrízicos son simbiontes obligados, pero no son

hospederos específicos, como ocurre con otros microorganismos que establecen

simbiosis con las raíces de las plantas. Sin embargo, aunque no exista especificidad

taxonómica estricta entre endofito y planta hospedera, sí parece evidente que se

presenten afinidades entre especies de hongos y rangos de hospederos (Restrepo et

19

aI., 1993). Existen dos aspectos importantes a considerar cuando se habla de

especificidad: el relacionado con las condiciones del suelo y el referente a las

relaciones plantz-hongos MA.

Los niveles de macro y micronutrientes asimilables y en especial el pH del

suelo, influyen selectivamente sobre las distintas especies de hongos MA. Se ha

demostrado que existe cierta especificidad entre determinadas características del

suelo y las especies de hongos MA predominantes.

En el sentido estricto, no hay especificidad entre las plantas superiores y las

especies de hongos MA, ya que cualquier hongo puede colonizar cualquier planta

susceptible. Sin embargo se presentan grandes diferencias en cuanto a la morfología

de la infección y el grado de colonización que producen, así como en la efectividad

de la simbiosis cuando se utilizan determinados tipos de hongos y especies de

plantas (Schenck y Kinloch, 1980; Creighton, 1986).

Azcón et al., (1984), consideran adecuada una revisión del tema, en et sentido

de no utilizar el término “especificidad” si se quiere respetar el significado estricto del

mismo, señalan, más lógico, hablar de “compatibilidad” en las distintas

combinaciones de una planta con especies MA.

Algunas plantas no forman sistemas con los HMA como las crucíferas y las

chenopodiaceas en general y otras se muestran más favorables a la simbiosis como

la cebolla (Yost y Fox, 1982).

Lo interesante de este punto radica en que, existen diferencias de

compatibilidad entre especies de hongos MA con especies de plantas, sobre todo

tratándose de la efectividad del sistema simbiótico. Esto implica que se podrán

seleccionar aquellos sistemas más favorables o compatibles para la planta en

cuestión.

Creighton et al., (1986), señalan que la respuesta, en términos de colonización

y desarrollo radical, varía considerablemente de un hospedero a otro, donde las

plantas desempeñan una función importante.

Desde el punto de vista práctico, el hecho de seleccionar el hongo específico

para un sistema suelo-planta dado, es absolutamente clave para la aplicación de las

MA a la agricultura.

20

2.9. Efectividad del sistema MA

La estabilidad del sistema suelo-planta depende no sólo de la raíz vegetal

(tamaño, morfología y fisiología) sino también de la microbiota asociada, la cual

afecta la captación de nutrientes, y de la química del medio (pH, potencial redox) Por

esta razón, Ia productividad vegetal y el reciclaje de nutrientes están influidos por laspoblaciones rizosféricas (Barea y Jeffries, 1995).

De acuerdo con los estudios de Abbott y Robson (1982), las características que

definen la eficacia de un hongo MA son: la capacidad de formar un micelio externo y

bien distribuido en el suelo; así como formar colonizaciones extensivas en las raíces

nuevas, la eficacia para absorber el fosfato de la solución del suelo y el tiempo que

las hifas permanecen efectivas en el transporte de elementos minerales.

Hayman y Tabares (1985), indican que la distribución, la efectividad de la

simbiosis o eficiencia de los hongos endomicorrízicos depende de múltiples factores

del suelo y del ambiente. Jaen (1989), menciona que son cuatro los factores que

pueden determinar el éxito y la eficiencia de esta relación simbiótica:

a). El genotipo de la planta hospedera para el. reconocimiento bioquímico y

aceptación de la relación gene-gene.

b). La efectividad e infectividad de las especies endomicorrízicas para promover

o inducir efectos morfológicos y fisiológicos en las plantas hospederas.

c). La cantidad del fósforo presente en el suelo.

d). Los requerimientos nutrimentales de la planta.

Se podrían incluir factores como la capacidad de intercambio nutritivo: planta-

hongo, mediante la formación de arbúsculos y la alteración del metabolismo del

hospedero.

Con frecuencia, las poblaciones naturales de hongos micorrízicos son

insuficientes o ineficientes para el establecimiento de la simbiosis, lo cual afecta

negativamente el desarrollo de una comunidad vegetal, tanto en ecosistemas

agrícolas como naturales. En estos casos, la eficiencia de la micorriza puede ser

incrementada ya sea por manejo adecuado de los hongos nativos de un determinado

suelo, o por la inoculación, de hongos más eficientes y competitivos. Por tanto, la

inoculación de hongos formadores de micorriza no debe ser una práctica

21

indiscrìminada sino que debe responder a condiciones ecológicas y edáficas

particulares. En ocasiones, puede resultar más apropiado el manejo agrocultural de

los hongos nativos y no la introducción de hongos exóticos.

El uso práctico. de la micorriza encaja dentro de una estrategia de gestión

biológica de fertilidad de los suelos, dirigida a obtener una productividad sostenida.

Los sistemas de inoculación y manejo cultural de los hongos micorrízicos son‘

tecnologías ecológicamente racionales, y aparecen como una de las prácticas de

base biológica más promisorias e innovativas para los sectores agrícola y forestal.

El estudio de los hongos micorrízicos arbusculares y la simbiosis formada con

las raíces de las plantas hospederas es complicado por la naturaleza biotrófica de los

micosimbiontes involucrados. Fortin ef a/:, (2002) proponen que para conocer la

efectividad del sistema micorrízico arbuscular, es necesario realizar estudios en el

ámbito fisiológico, bioquímico y molecular en condiciones ín vitro.

2.10. Efecto de la fertilidad del suelo en la simbiosis micorrízica arbuscular

El nivel de fertilidad del suelo y algunas prácticas como la fertilización afectan el

proceso de formación y desarrollo del sistema hongo-raíz (Menge et al.,1 980; Strobel

et al., 1982; Diederichs y Moawad, 1993).

La aplicación excesiva de fertilizantes químicos fosforados y nitrogenados

afectan negativamente la formación de la simbiosis MA, es decir, condicionan la

selección de hongos adaptados a la formación de la simbiosis en suelos fértiles o

fertilizados (Alexander y Fairley, 1983). Autores como Buwalda et al., (1982), señalan

también, que disminuye notablemente la colonización con la adición de niveles

elevados de fósforo.

Hayman (1987), menciona que al existir una menor cantidad de fósforo

asimilable en la solución del suelo, se incrementa en la planta la síntesis de la

enzima fosfatasa, la cual inhibe a as lectinas y permite el desarrollo de la MA.Por el

contrario, al existir una mayor cantidad de fósforo asimilable, decrecerá en la planta

la síntesis de la enzima fosfatasa, lo anterior permite que no se inhiban, las lectinas

promoviendo así que se bloqueé el desarrollo de la MA.

22

La adición de bajas cantidades de fósforo es compatible e incluso

complementaria con los HMA en la estimulación del crecimiento de la planta, pero al

incrementar la dosis se comienza a interferir la formación de la simbiosis, llegándose

incluso a la inhibición de la infección (Abbott y Robson, 1982; Hayman, 1982).

Los estudios realizados sobre la acción directa de los fertilizantes en el

desarrollo preinfectivo del hongo y la formación de la simbiosis micorrízica han

puesto de manifiesto, que ni la germinación, ni el posterior desarrollo de las hifas se

ven afectados por la concentración del fósforo del medio, lo que hace suponer que la

inhibición de la colonización es producida fundamentalmente a través de la planta.

Boisson-Dernier et al., (2001), señalan que una alta fertilización nitrogenada afecta

negativamente la simbiosis micorrízica arbuscular.

Las diferentes especies de hongos MA, muestran distintos grados de

resistencia a la aplicación de fertilizantes y productos fitosanitarios, lo que tiene

consecuencias de interés práctico en relación con la selección de hongos MA’

específicos para una planta en el suelo que ha recibido dichos aportes (Hayman,

1982).

t Otros factores del suelo que actúan sobre el desarrollo de las MA’ son: ‘la

temperatura, la humedad, el pH y el nivel del oxígeno en la atmósfera del suelo

(Cooper y Tinker, 1981).

Sobre la temperatura, Harley y Smith (1983), señalan que el incremento de la

temperatura es proporcional con el porcentaje de infección hasta los 30°C, donde

decrece y después de los 40°C se inhibe por completo; ‘así como la germinación de

las esporas y el desarrollo de otros propágulos.

Las hifas del hongo en el suelo, pueden facilitar el transporte de agua hacia la

raíz, especialmente bajo condiciones de sequía y en suelos arenosos; así como

soportar condiciones de estrés durante el transplante (Read y Boyd, 1986).

Tommerup y Kidby (1980), señalan que el contenido óptimo de humedad para/el desarrollo de la MA es coincidente con el de las plantas. El pH y el nivel de

oxígeno ,afectan el desarrollo de la MA casi en el mismo grado que para las plantas

hospederas; así que en valores extremos del pH y en bajos niveles de oxígeno

existente en la atmósfera del suelo habrá inhibición.II

l23

La simbiosis y la fisiología de la’ planta se ven‘ afectadas por varios factores

genético, tipo de hongo micorrízico, nutricional, fenología de la planta, mecanismos

de transferencia de nutrientes del hongo a la planta, fitohormonas, exudados

radicales, microorganismos de la rizósfera y condiciones ambientales. Sin embargo,

en general se habla de señales bioquímicas y aspectos genéticos (Schwab et al.,

1991; Koske y Gemma, 1992; Barker et aI., 1998; Douds et al., 1998).

2.11. Efectos de la simbiosis MA en el crecimiento de las plantas

A menudo se ha reportado que la colonización micorrízica, además de

incrementar el crecimiento y la absorción de fósforo, también incrementa la

concentración de otros nutrimentos en los tejidos de las plantas. Sin embargo,

Hughes ef al., (1979) encontraron que Glomus fasciculatum no influyó en la

utilización de N, Mg, B y Zn, en ninguna dosis de fertilización de P. Sin embargo-es

necesario aclarar que las hifas externas de las diferentes especies endomicorrízicas

difieren en su papel de contribuir a la mayor absorción de nutrimentos y esto está en

relación con el nutrimento involucrado y requerimiento nutrímental de la planta

hospedante. Por otro lado Gianinazzi et al., (1983) reportan que el beneficio de la

inoculación se refleja en un adecuado contenido de P, K y Mg en la planta.

Entre los microorganismos cuyas acciones desempeñan un papel importante en

el crecimiento y nutrición vegetal los hay de naturaleza saprofítica o simbiótica. En

\ ambos grupos existen especies a las que se les han atribuido actividades como el

control biológico de patógenos, favorecimiento del, enraizamiento vegetal,

transformación química de formas no asimilables y biorremediación entre otras

(Barea, 1986; Bethlenfalvay y Linderman, 1992).

La simbiosis micorrízica arbuscular se caracteriza por ser la parte más activa de

los órganos de absorción de la planta, y es altamente efectiva en la captación de

nutrientes y agua del suelo (Barea y Jeffries, 1995; Ruiz-Lozano y Azcón, 1995). La

micorriza estimula el crecimiento vegetal debido principalmente al efecto benéfico

sobre la nutrición mineral de las plantas (Barea et al., 1984; Diederichs y Moawad,

1993).

24

El incremento de la concentración y/o contenido de fósforo en los ‘tejidos

vegetales es el “efecto micorriza” más estudiado y universalmente aceptado, aunque

también se han encontrado incrementos en el contenido y concentración de otros

nutrientes en la planta (Bürkert y Robson, 1994).

En algunos casos esto puede deberse al efecto directo de los HMA, aunque en

otros, esto puede ser una consecuencia índirecta, cuando la planta alcanza un

equilibrio nutrícional, las raíces serán más capaces de captar mejor otros nutrientes,

como los elementos menos solubles y menos móviles en el suelo como el fósforo,

cobre y zinc (Le Tacon, 1985).

La MA no sólo incrementa la biomasa vegetal, sino que también influye sobre la

proporción en la cual ésta se distribuye entre la parte aérea y la parte radical. La

estimulación de la captación de elementos minerales y la subsiguiente translocacíón

de éstos a la parte aérea, ocasiona que se transloquen a la raíz, relativamente

menos productos de la fotosíntesis, y una mayor proporción de éstos sea retenida en

la parte aérea y utilizada en la producción de materia verde. Como consecuencía, la

relación peso seco de la parte aérea-peso seco de la raíz, es normalmente más alta

en plantas colonizadas por hongos MA (Smith, 1980).

2.12. Relaciones MA-fósforo

Las formas existentes del fósforo en el suelo son poco solubles en el agua y por

ello su concentración es muy pequeña en la solución del suelo. Entre el 95 a 99%

del fósforo del suelo, no está disponible para las plantas, esto incluye las formas del

fósforo orgánico y el mineral insoluble. Se pensó en la posibilidad de que el fósforo

extra que las plantas colonizadas captan, procediera de una solubilizacíón de estos

fosfatos no asimilables. Sin embargo, los ensayos de Hayman (1982), con 32P han

puesto de manifíesto que, tal como lo hacen las propias raíces, los HMA absorben el

fósforo de la fracción soluble de! suelo.

La concentración de fósforo en el micelio fúngico es 1000 veces superior que en

el suelo, ya que se presenta mayor afinidad para la captación de fósforo que por la

propia raíz. La HMA incrementa la asimilación del fósforo por las plantas, llevado a

través de las hifas. Pocos autores han considerado la utilización del fósforo orgánico

25

por la asociación hongo micorrízico arbuscular y las plantas (Jayachandram et al.,

1992).

La explicación de la aparente solubilización del fósforo por los HMA, puede ser

que las hifas externas del hongo proporcionan a la planta más posibilidades de

contacto con superficies de partículas insolubles de fosfato que las simples raíces,

por lo que hay muchas más posibilidades de que los distintos microhábitats donde

química y bioquímicamente se está disociando el fósforo, mantengan el nivel de P

soluble y pueda ser captado por los HMA (Le Tacon, 1985; Estrada y Davies, 2001).

Existen considerables evidencias sobre la función que realizan los hongos

micorrízicos en mejorar la absorción de fosfatos y su transferencia hacia las plantas

hospederas y que su presencia prevalece más en las raíces localizadas en suelos pobres en fósforo.

,

Los mecanismos que se han propuesto para explicar en qué se basa la

interferencia por fósforo en la formación y operatividad de los HMA son:

a). La aplicación de P soluble provoca un descenso en la exudación radical y

en la formación de la simbiosis micorrízica, estableciéndose una relación causa-

efecto y explica la participación del fósforo en la constitución de las membranas

celulares (Ratnayake et al., 1978).

b). Regulación por fosfatos de la transferencia de fósforo. Al aumentar la

concentración de fósforo en las células radicales, se inhiben las fosfatasas

específicas de las micorrizas arbusculares encargadas de degradar los gránulos de

polifosfato en el interior del arbúsculo, paso previo a la transferencia de iones fosfato

desde el hongo a la planta (Gianinazzí-Pearson y Gianinazzi, 1981).

c). La concentración de fósforo en la planta es inversamente proporcional a la

concentración de carbonatos solubles en la raíz y sus exudados, como consecuencia

de ello, es más baja la frecuencia de los puntos de entrada del hongo en la raíz. Esto

puede constituir una evidencia de que la planta condiciona la colonización de

acuerdo a sus necesidades nutrimentales (Same et al., 1983).

26

Estrada y Davies (2001), mencionan que el fosfato, desde la solución del suelo, ’

hacia la planta se presenta en tres fases:

a). El fósforo es captado por las hifas externas de la planta, unas 1000 veces

más rápido que por la difusión a través de la solución del suelo.

b). Posteriormente el fosfato es trasladado a través de las hifas intraradicales, y

c).’ Finalmente se da la transferencia al citoplasma o es acumulado en las

vacuolas, en forma de gránulos de polifosfato, el cual es impulsado a través del \

lumen de las hifas por corrientes citoplasmáticas hacia los arbúsculos, en donde el

polifosfato es degradado y el ión fósforo es transferido a la célula hospedadora.

El fósforo orgánico en el suelo puede ser utilizado,por las plantas, después de

la mineralización, la cual es una actividad importante de los microorganismos del .

suelo (Joner et al., 1995).

Por lo general, los fertilizantes completos (N, P y K), crean efectos negativos \

sobre la intensidad de la colonización micorrízica. ‘Por lo tanto suelos con alta

fertilidad conducen a una pobre colonización, siendo poco probable encontrar

abundantes hongos MA en suelos agrícolas que son fertilizados intensivamente.

Consecuentemente a la aplicación de fertilizantes, los cultivos dependen menos de

los hongos MA para su crecimiento. Bajo estas condiciones, algunas especies de

hongos son incapaces de colonizar y de beneficiar al cultivo (Sieverding, 1989;

Sieverding, 1991).

Al producirse la entrada del hongo en la célula vegetal, ésta sintetiza la

membrana perisimbiótica que posee fosfatasas neutras y ATP asa, implicadas en la

degradación de gránulos de fosfato y su transferencia activa al vegetal,

respectivamente, y dicha membrana continúa con la membrana plasmática que es la

que rodea a la hifa del hongo (Perotto et al,, 1994). Cabe destacar que la pared del

hongo cambia la estructura de quitina de estratificada a amorfa, lo que la convierte

en más fina y desaparecen los β-. 1 3 glucanos con la formación del arbúsculo. El

incremento de la actividad fosfatasa que ocasionalmente se ha observado alrededor

de las raíces micorrizadas parece ser atribuible al incremento, en la micorrizosfera,

de poblaciones microbianas con dicha actividad (Tarafdar y Marschner, 1994).

27

2.13. Otros nutrimentos y la MA

Las hifas de los HMA pueden absorber nutrientes de la solución del suelo, tales

como: P, Zn, S, Ca, B y Cl (Buwalda et al., 1982) y N (Ames et a/., 1983), y los

traslocan a las raíces de las plantas hospedantes, pero es más importante la

absorción de los más inmóviles que son P, Zn y Cu (Kothari et a/,, 1991).

Las plantas por sí solas absorben a través de sus raíces solo los elementos

minerales solubles que se encuentran en cantidades muy pequeñas en la solución

del suelo.

Los elementos minerales que circulan con facilidad hacia la rizosfera, como

nitratos y sulfatos, no suelen crear zonas de deficiencia alrededor de las raíces y la

contribución de las hifas, en la captación de ellos, es limitada (Barea et a/., 1984).

Los iones fosfato y amonio, que se difunden más lentamente en la solución del suelo,

Son captados relativamente más por las hifas de ‘los HMA. La captación de los

micronutrientes es a Veces contradictoria, ya que se tiene evidencia consistente de

un incremento en Su captación por los HMA, sólo para zinc y cobre (Rhodes y

Gerdemann, 1980).

2.14. Otros efectos de ta MA ’

Son Varios Ios efectos fisiológicos con los que la planta’ responde a la

inoculación, por mencionar algunos de ellos: incremento en la concentración de

algunos reguladores de crecimiento vegetal (Allen et al., 1980); mayores tasas

fotosintéticas (Allen et al., 1981; Del Val et a/., 1999); mayor producción de arginina

(Barea y Azcón-Aguilar, 1983); mayor producción de isoflavonoides (Morandi et el.,

1984).

Algunos autores sugieren un efecto adicional de las micorrizas, en condiciones

de estrés hídrico (Ruíz-Lozano et al., 1995), al mero aporte de fosfatos, esto

adquiere especial relevancia cuando la movilidad del ion se dificulta aun mas en

condiciones de escasa humedad (Nelsen y Safir, 1982).

Louis y Lim (1987), estudiaron la relación entre la densidad de esporas y la

Colonización en cuatro especies de plantas bajo suelos forestales, encontrando que

28

cuando el número de esporas fue alto, el porcentaje de colonización fue bajo, pero‘ ’que cuando el número de esporas declinó, la colonización se incrementó.

Allen et al., (1980; 1982), encontraron que además del efecto de los HMA sobre‘la nutrición, existen otros mecanismos que actúan sobre el crecimiento de las plantas

colonizadas, detectando niveles elevados de fitohormonas como giberelinas,

citocinínas, lo que se manifestó en adelantos en la floración de dichas plantas.

Foster y Nícolson (1981); Koske y Halverson (1981); Schreiner y Bethlenfalvay

(1995), coinciden en afirmar que los efectos de los HMA sobre el mejoramiento de la ,~

estructura del suelo es a través de la formación y estabilización de los agregados del

suelo, en concreto por las hífas del hongo.

Dehne (1975), encontró un mayor contenido de clorofilas a y b, en plantas colonizadas de tomate (Licopersicum sculentum L.), las cuales fueron monos

afectadas por las enfermedades vasculares. Otros investigadores señalan a los HMA

como los responsables de ejercer sobre la planta una protección contra patógenos

del suelo. En el caso de enfermedades que afectan al sistema radical, los HMA

pueden actuar protegiendo a la raíz frente al patógeno o bien compensando el daño

causado. En cualquier caso, esta proteccíón puede ser debida simplemente a la

mejor nutricíón de la planta (Graham y Menge, 1982).

La MA puede sintetizar los siguiente compuestos: etanol-ísobutanol, ácidobutírico, monoterpenos, sesquíterpenos, ácido ascórbico, etileno, argínina, proteínas, _’

isoflavonoides y fitoalexinas, los cuales pueden inhibir el crecimiento de otros hongos

fitopatógenos como: Pythíum, Phytophthora y Pómez, (Hayman, 1987).

La MA acumula manitol y trehalosa en las vacuolas de las células vegetales, al

contrarío de lo que ocurre normalmente con otro tipo de micorriza, el material de

reserva en la MA se acumula en forma de lípidos, ya que la mitad del peso del

micelio lo constituye material lipídico (Cooper et al., 1978); esto permite una mayor

resistencia al estrés hídrico, reduce la incidencia al ataque de patógenos, por medio

de los rizomotfos las cuales son bandas alargadas de hifas paralelas, que forman

una maraña que sirve como barrera física contra la entrada de patógenos (Siquiera,

\

1988).

29

Diversos estudios han demostrado que la colonización MA puede controlar las

enfermedades de las plantas causadas por patógenos de la raíz, y, que solamente

una vez establecidos los HMA podrían reducir el peligro (Rosendahl y Rosendahl,

1990; Perrin, 1990). La asociación de los microorganismos endofitos con su

hospedero puede ser mutualística y llegar hasta el umbral de un organismo patógeno

en estado de latencia (Strobei y Long, 1998).

La producción de la “peroxidasa”, la cual produce paredes celulares

secundarias y suberización de las mismas, puede contribuir a crear resistencia a

subsecuentes microorganismos patógenos invasores. Con este probable control

biológico de enfermedades por la MA, se abre un nuevo proceso de investigación en

la fisiología de la simbiosis, ya que su potencial en la producción de cultivos permite

su explotación (Gianínazzi, 1991).

Existen más evidencias de lo que la micorriza puede llegar a significar en sus

aplicaciones en la agricultura, por lo pronto, sólo constituyen líneas de investigación

que incrementan el interés por su estudio.

2.15. Relación MA - especies hortícolas

Los cultivos hortícolas se constituyen como de gran valor estratégico y social

para la agricultura en México por varias razones, entre las cuales destacan las

siguientes:

a). La potencialidad que ofrecen las condiciones climáticas y edáficas en el

país.

b). La diversificación de la agricultura.

c). Sus necesidades de mano de obra, que generan fuentes de empleo en el

campo durante casi todo el año.

d). El valor alimenticio que representan para productores y consumidores.

e): Las superficies establecidas que normalmente tienden a incrementarse en

muchas áreas del país.

Por estas y otras razones, el fomento de la horticultura es esencial para el

desarrollo sano de la agricultura en general.

30

En algunos trabajos que se han realizado en’ cultivos hortícolas se han

corroborado los efectos benéficos de los hongos MA en el desarrollo y en la mejor

nutrición de éstos cultivos. Por ejemplo, Wacker y Safir (1990) reportaron que las

raíces de espárrago produjeron un compuesto fenólica llamado ácido ferúlico, el cual

es inhibitorio para el crecimiento de HMA. Pedersen et al., (1991) determinaron que

el espárrago produce tres ácidos fenólicos (ferúlico, caféico y metilenedioxicinámico),

los que inhibieron la colonización micorrízica. Por su parte Smith (1980), realizando

estudios, en cultivos anuales, encontró que la máxima abundancia de esporas,

ocurrió al final de la estación de crecimiento.

Nelsen et al., (1981), reportan que a niveles superiores a 10 kg/ha de P

disponible, la colonización es uniformemente baja en cebolla (Allium cepa L.). La

fuerte respuesta de las plantas de Allium a la colonización micorrízica es

probablemente atríbuíble a la baja eficiencia con la que sus raíces absorben P de la

solución del suelo y a una baja longitud radical específica así como a una escasez

de pelos radícales (Itoh y Barber, 1983).

Snellgrove y Stribley (1986), demostraron que las plantas de cebolla (Allium

cepa L.), inoculadas en el almácígo con G. mosseae y transplantadas un mes

después, a la cosecha dieron menor rendimiento que con la tecnología comercial,,_

pero produjeron menor número de bulbos divididos. En Inglaterra la fertilización de la

cebolla significa sólo el 5% de los costos variables de producción, por lo que el’empleo de la micorriza significaría poco ahorro. Tal vez el potencial de la micorriza

esté en la agricultura orgánica donde el fósforo autorizado por la Britísh Organic

Standard Committe está basado en materiales orgánicos poco solubles ó roca

fosfórica.

Stribley (1990), recalca que desde 1904 Gallaud, demostró que la raíz de

cebolla, es material excelente para el estudio de la colonización micorrízica. Las

plantas de cebolla colonizadas con HMA mantuvieron más altas concentraciones de \

P que las no inoculadas, hasta que la concentración de P en la solución del suelo fue

de 0.8 mg/L .

Linderman y Davis (2001), estudiaron los efectos de Glomus intraradices y

cornposta, en la captación de fósforo por parte de la micorriza y en la retención de

31

agua , encontrando que las plantas de cebolla ‘son altamente susceptibles de ser

colonizadas y que el crecimiento del bulbo fue debido a la captación de fósforo por

parte de la hifa extraradical, se mejoró la eficiencia nutrimental y que Ios HMA tienen

efectos estimulantes en las plantas.

Al-Karaki (2002), en un experimento de campo, en el cultivo de ajo inoculado \

l con Glomus mosseae, evaluó el rendimiento del bulbo y encontró que eI análisis delbeneficio-costo se mejoró en las plantas hospederas, concluyendo que los HMA

pueden utilizarse para optimizar el rendimiento del cultivo.

Entre las hortalizas, el cultivo de chile (Capsícum annwwm L.), ha mostrado una

respuesta significativa a la inoculación micorrízica (Bagyaraj y Sreeramulu, 1982).

Estos autores inocularon semillas de chile al momento de la siembra, sin tratar al \

suelo; seis semanas después lo trasplantaron, observando que la inoculación puede

sustituir en un 50% la fertilización fosfatada, midiendo como respuesta el peso seco

deIOfrutos y contenido de ácido ascórbico, entre otras variables. Ellos encontraron

que las plantas provenientes del almácigo tenían’un 30% de colonización (el doble

que las no inoculadas) y al final de la cosecha presentaron. de 90 a 100% de

colonización, mientras que las no inoculadas presentaron un 80%.

Yocom (1985) reportó la influencia de la MA en el esfuerzo reproductivo, es

decir que indujo una proporción mayor de recursos hacia la fructificación en el cultivo

de chile (Capsicum annwwm L.). La producción de plántulas de chile, debe hacerse

utilizando las técnicas que garanticen su posterior desarrollo para que lleguen a

producir adecuadamente, tanto en cantidad como en calidad. Babu y Lokeshwar

(1988), afirman que se puede ahorrar de 50 a 70% del fertilizante fosfatado al

inocular el chile con HMA.

Waterer y Coltman (1989) compararon la inoculación al momento de la siembra

y al transplante y obtuvieron mejores resultados cuando lo hicieron a la siembra.

También observaron que los HMA no tuvieron efectos negativos discernibles cuando’

el fósforo. del suelo fue suficiente. Estos mismos autores, al trabajar también con

chile y G. aggregafwm, variaron la concentración de P en la solución de 0.01 a 1.0

mg/L y notaron que a concentraciones de 0.01 y 0.03 mg/L, la inoculación con HMA

incrementó la absorción de P, producción total de materia seca, rendimiento de fruto

32

I

y reducción del tiempo a la antesis. Arriba de 0.4 mg/L las plantas testigo y las ’

colonizadas rindieron similarmente. También notaron que con 60% de infección

radical al transplante no fue suficiente para una respuesta máxima durante el

crecimiento subsecuente.

Recientemente Aguilera-Gómez et al., (1999) evaluaron la influencia del fósforo

y la endomicorriza (Glomus intraradices) sobre el crecimiento de plantas de chile

ancho (Capsicum annuum L. CV. San Luis), encontrando que la endomicorriza

incrementó el número de hojas, área foliar, tallo, raíces y tamaño del fruto,

comparado con las plantas no colonizadas. La colonización de raíces (arbúsculos,

vesículas, hifas internas y extrarradicales) fue elevada en niveles bajos de fósforo,

mientras que la esporulación no fue afectada negativamente.

Por su parte, Davies et al., (1993) demostraron que plantas micorrizadas de

chile ancho, cultivar “San Luis” (Capsicum annuum), son capaces de regular sus

estomas en forma más rápida y presentar tasas fotosintéticas más altas que lasI

plantas no inoculadas durante la etapa de aclimatación. En sí, plántulas/

micorrizadas de chile ancho tienen una alta tasa fotosintética, así como mayor

expresión de crecimiento y desarrollo y, mayor capacidad de absorción nutrimental

que las plántulas no inoculadas por estos hongos.

La inoculación con Glomus aggregatum en plantas de chile, incrementó la

absorción de P y el rendimiento de materia seca, donde la concentración de P en laII solución del suelo fue de 0.02 mg/L (Waterer y Coltmann, 1989b). 1989b)./

I Afek et al., (1990) probaron el tiempo requerido para la colonización micorrízica,

basándose en la edad de la raíz y posición del inoculante en suelo con 9.5 ppm de P

y 632 ppm de N, empleandoGlomus desertícola, G. intraradix y G. mosseae, en

cebolla y chile, reportando los siguientes datos: en suelo esterilizado, plantas de

cebolla de tres días de edad fueron inoculadas con G. desertícola, presentando

colonización a los tres días, la cual incrementó a 50% después de 21 días. En chile,

G. desertícola presentó colonización a los tres días y alcanzó un 60% a los 21 días;

G. mosseae mostró colonización a los 6 días y se registró un 13% a los 21 días; y

para G. intraradix, la colonización fue observada a los 6 días llegando a 10% a los 21

días después. La máxima colonización fue lograda cuando el inóculo se colocó a 3

33

cm abajo de la semilla cuyo máximo pico fue a las 5 semanas tanto para el suelo

fumigado como para el control.

Davies et a/., (2002) realizaron estudios del efecto de los HMA en plantas de

chile ancho (Capsicum annuum L.) CV. “San Luis” en la resistencia a sequía. Glomus

fasciculatum y Glomus sp. Zac-19 fueron los inóculos utilizados, donde las plantas

fueron expuestas a 20 días de sequía, la cual afectó la conductancia estomatal, la

transpiración y biomasa de la planta. Las plantas colonizadas con Glomus sp. Zac-

19, fueron más resistentes a la sequía, ya que encontraron una mayor proporción de

raíces y mayor biomasa total en las plantas inoculadas, con respecto de las plantas

sin inocular. Así mismo encontraron que la sequía reforzó la formación de arbúsculos

y el desarrollo de la hifa de G. sp. Zac-19, mientras que la colonización por G.

fasciculatum fue menor.

Gaur et al., (1998), estudiaron el efecto de los HMA en el cultivo de chile en

suelos enriquecidos con materia orgánica, encontrando que G. intraradices colonizó

en un 68% y tuvo un efecto en el incremento en rendimiento del orden del 112% en .

comparación con plantas sin inocular.

2.16. Relación hormonas vegetales - HMA

El desarrollo de cualquier tejido vegetal es un proceso sumamente complejo enel cual interviene un gran número de factores externos e internos cuyos mecanismos

precisos de acción en muchos casos aún no se han esclarecido. Entre los factores

internos que controlan el desarrollo en los diferentes tejidos de una planta destacan

los llamados reguladores del crecimiento vegetal (RCV), también conocidos como

hormonas vegetales o fitohormonas. Los RCV son compuestos orgánicos

sintetizados por la propia planta, que en muy pequeñas cantidades alteran el

crecimiento o los patrones del desarrollo en los tejidos vegetales (Davies, 1995).

Estos reguladores vegetales químicos son compuestos que en cantidades bajas

estimulan, inhiben o modifican los procesos fisiológicos, son específicos en cuanto a

su acción y regulan el crecimiento de las células, la división y la diferenciación

celular así como la organogénesis, la senescencia y el estado de latencia. Su acción

es probablemente secuencial (Takahashi, 1986)..

34

Hasta hace pocos años se tenía la creencia de que la mayoría de los

fenómenos relacionados con el desarrollo de los vegetales podían ser explicados

sobre la base de simples cambios en las concentraciones y tipos de estos

compuestos presentes en un tejido. Actualmente se sabe que el papel de la

concentración de estos compuestos en un tejido, aunque importante, no es tan

determinante como llegó a suponerse, pues hay otro tipo de consideraciones a tomar

para explicar el proceso del desarrollo en las plantas (Davies, 1995).

La fisiología de la micorriza, es uno de los temas que mayor atención ha

recibido en años recientes, lo cual ha ampliado el notable conocimiento sobre las

interacciones entre los simbiontes en términos de nutrición mineral, . relaciones

hídricas, flujos de carbono y efectos hormonales (Davies, 1995).

Las hormonas regulan muchos procesos fisiológicos en plantas superiores,

tales como crecimiento y alargamiento celular, diferenciación y especialización de

tejidos, y la inducción de síntesis de proteínas. Las hormonas de las plantas pueden

ser divididas en 5 clases principales: auxinas, citocininas, giberelinas, gas etileno y

ácido abscísíco, aunque recientemente se han encontrado substancias que ejercen

acción parecida como los brasinoesteroides, poliaminas, jasmonatos y ácido

salisílico (Darnell ef al., 1990; Davis, 1995).

La palabra hormona significa “mensajero”, un mensajero químico que ejerce

acción a una distancia. El término fue usado primero por Starling en 1906, en

relación con animales y apareció en la literatura botánica en 1910 (Gardner et al.,

1985). Los fitoreguladores son aquellos compuestos que en cantidades bajas

estimulan, inhiben o modifican los procesos fisiológicos de las plantas. Bidwell (1979)

define a las hormonas vegetales o fitohormonas como reguladores vegetales

(auxinas, citocininas, giberelinas e inhibidores de crecimiento y etileno), que son

transportados del lugar donde son producidos en la planta, al lugar donde ejercen su

acción y que entonces sirven como portadores de información. Frecuentemente los

procesos del desarrollo están afectados en rutas contrarias por dos a más hormonas.

Actualmente se sabe que estos compuestos actúan no solamente sobre el

crecimiento. sino también sobre muchos otros fenómenos del desarrollo, por tanto

sería más apropiado llamarlos “reguladores del desarrollo”.

35

Las poblaciones microbianas del suelo se desarrollan fundamentalmentealrededor de las raíces de las plantas, donde son estimuladas por la presencia de

exudados radicales, células desprendidas, fragmentos de tejidos, entre otros,Ios

cuales son aportados por las plantas. Esta es la principal suministradora de sustratos

energéticos al suelo, por lo que, al ser heterótrofos la mayor parte de Ios

microorganismos que allí viven, se constituyen en la principal fuerza motriz del

sistema suelo-planta. Este incremento en la actividad microbiana de la zona de

influencia de las raíces, la “rizósfera”, afecta a su vez a la planta, ya que los

microorganismos estimulados llevan a cabo una serie de actividades que repercuten

en el desarrollo de la misma. Entre tales actividades cabe destacar la producción de

compuestos biológicamente activos, como son hormonas, enzimas, quelatos, entre

otros; su implicación en el ciclo de nutrientes y de la materia orgánica; así como su

contribución al mantenimiento de la estructura del suelo (Azcón et al., 1984; Barea y

Azcón-Aguilar, 1992).

Esencialmente, las interacciones de los HMA con algunas bacterias como

Rhizobium, han mejorado la nodulación y fijación de nitrógeno, inducida por las

micorrizas y, recíprocamente, un incremento de la colonización micorrízica en plantas

bien noduladas. Como en leguminosas, se han argumentado mecanismos basados

en la mejora de la nutrición fosforada y nitrogenada, así como cambios en el balance

hormonal de la planta. Son necesarios, sin embargo, más estudios que profundicen

entre las interacciones de ambos endofitos (Russo, 1989).

Azcón et al., (1984) demostraron la interacción sinérgica entre Azotobacter,

Rhizobium y Pseudomonas sp. (bacterias solubilizadoras de fosfatos), las cuales

producen reguiadores del crecimiento y son un factor que les permite incrementar la

colonización de la MA en las plantas.

2.16.1 Los hongos MA y las auxinas

Gaspar et al., (1996) señalan que las auxinas son un grupo de compuestos

derivados comúnmente del triptófano, sintetizados por lo general en los ápices de las

plantas, y que están implicados en varios eventos relacionados con el crecimiento y

diferenciación celular. Se sabe que participan en la regulación de algunos procesos

36

que ocurren en los tejidos vegetales como el crecimiento celular, estimulación del

crecimiento del tallo, la acidificación de la pared celular, el inicio de la división celular,

la formación de tejidos no diferenciados (tejido calloso), la diferenciación del tejido

vascular y la formación de órganos (raíces, flores y frutos). En las plantas, las

auxinas tienen que ver con la dominancia apical, afectan la senescencia y abscisión

de las hojas y coordinan algunas respuestas trópicas. La auxina natural más común

es el ácido indol-3-acético (AIA), pero dependiendo de la especie, edad de la planta,

estación del año y condiciones de crecimiento pueden aparecer otras auxinas

naturales en los tejidos, como por ejemplo el ácido 4cloroindol-3-acético, el ácido

indol-3-acrílico o el ácido indolbutírico (AIB). Estos mismos autores señalan que

algunos precursores de las rutas biosintéticas de las auxinas pueden tener actividad

propia como auxinas y sustituir así al AIA.

Muchas plantas superiores crecen más por alargamiento celular que por

proliferación celular, el tamaño y forma de la planta esta determinada primariamente

por la cantidad y dirección de ese alargamiento. El nombre auxina significa en griego

“crecer” y es dado a un grupo de compuestos que estimulan la elongación (Mc.

Dougall y Hillman, 1978).

El ácido indol-3-acético (AIA) es la forma predominante, sin embargo,

evidencias recientes sugieren que existen otras auxinas indólicas naturales en las

plantas. Aunque las auxinas se encuentran en toda la planta, las más altas

concentraciones se localizan en las regiones meristemáticas en crecimiento activo,

Se les encuentra tanto como molécula libre o en formas conjugadas inactivas.

Cuando están conjugadas, las auxinas Se encuentran metabólicamente unidas a

otros compuestos de bajo peso molecular. Este proceso parece ser reversible. La

concentración de auxinas libres en las plantas varía de 1 a 100 mg/kg de peso fresco

(Barker y Tagu, 2000).

Slankis (1973) examinó los efectos de los hongos micorrízicos sobre la

histología y morfogénesis de algunas plantas hospederas como el pino, encontrando

que la colonización de hongos micorrízicos induce la formación de auxinas, las

cuales participan directamente en el crecimiento de la longitud de raíces y en Ia

cantidad de raíces. Este mismo autor observó que el AIA es absorbido y

37

translocado al sistema radicular y que parece tener efectos en otras regiones donde

no ha sido producido, concluyendo que esta hormona causa desviaciones

morfológicas en la formación de micorriza; que las hormonas influyen totalmente en

el sistema radicular, afectando la frecuencia y secuencia de raíces cortas y largas; y

que no Solamente se incrementó la dicotomía de las raíces, sino que causó

modificaciones histológicas o diferenciación cerca de los meristemos. Así mismo

sugirió que la estructura de las ectomicorrizas refleja una fisiología específica y un

estado metabólico que es reducido y mantenido por auxinas fúngicas y que eseestado es Un prerrequisito para el establecimiento y función de la relación simbiótica.

También encontró que elevadas concentraciones de nitrógeno disminuyen laformación de auxinas por los hongos.

El ‘ácido indolacético (AIA) fue aislado por primera vez por Kogl y Kosterman en

1934. Llamado originalmente " heteroauxina”, también fue aislado de medios decultivo de levadura y del hongo Rhizopus suinus (Leopold, 1987).

Antoszewsk (1973) establece que las condiciones para la actividad de losreguladores de desarrollo en el organismo vivo son:

a). Debe existir el emisor del regulador y el sistema que lo suministra. Es decir,

el regulador puede producirse en el mismo sistema o recibirse de afuera (por

ejemplo, de parte de los organismos que viven en simbiosis con la planta).

Frecuentemente el regulador es producido por el emisor a partir de precursores

suministrados por otros órganos. El emisor produce el regulador de crecimiento, el

cual Sea transpmta Otras partes de la planta. En el caso de fas auxinas, se puede

considerar como emisor, la parte apical del brote con el meristemo, entrenudosinmaduros y hojas jóvenes.

b). Debe existir el sistema que controla el límite superior e inferior de

concentraciones. El límite inferior es controlado frecuentemente por el mismo emisor.

El límite superior esta dado por los sistemas enzimáticos que desintegran el

regulador (por ejemplo: oxidasa de ácido indol 3-acético), conjugándolo con otras

sustancias de una manera reversible o irreversible.

38

c). En el organismo debe existir el sistema que hace posible el transporte del

regulador, desde el emisor hasta el lugar donde desempeña su acción. Conocido

como canal de información, sistema de translocación ó sistema translocador.

d). La parte de la planta, en la cual el regulador despliega su acción, debe

disponer del sistema para recibir la información y descifrarla, así como un receptor de

información. El conocimiento sobre receptores de hormonas es muy escaso. Por lo

general, las funciones fisiológicas del organismo se regulan por la transmisión de

alimentación e información. Se debe recordar que cada proceso- fisiológico aunque

localizado en una parte de la planta, depende de lo que ocurre en otras partes de

ésta.

Algunos progresos se han dado; en la ‘última década, en respuesta a esos

postulados. Las evidencias acumuladas indican que las auxinas son transportadas

dentro de las raíces, desde la base hasta el ápice de la raíz, esto es una dirección

acropétala y el transporte está polarizado, el cual es dependiente de la energía

metabólica y es favorecido por la luz y por la temperatura.

Por otro lado, algunos estudios bioquímicos empiezan a aclarar el panorama

sobre las interacciones enzimáticas entre el hongo y la raíz. Parece ser que el hongo

MA contribuye significativamente a la actividad metabólica de la raíz colonizada

(Gianinazzi, 1991). Este mismo autor señala que, la MA puede afectar el balance

‘hormonal de las plantas hospederas como ácido abscísico (ABA), ácido indolacético

(AIA), citocininas, giberelinas, vitaminas y compuestos volatiles, incrementando de \

esta forma el tamaño y longevidad de la raíz, así como-lograr un mejor crecimiento y

desarrollo del vegetal.

Rayle y Cleland (1992), señalan que las auxinas se generan principalmente en

las partes jóvenes de las plantas: ápices, frutos y hojas en desarrollo. Las auxinas

estimulan el crecimiento por elongación del tallo, participan en la inhibición correlativa,

de las yemas axilares, estimulan la acción del cambium y diferenciación del xilema y

promueven la formación de raíces.

La propiedad más importante de las auxinas es su transporte, basípetala en el

tallo y la raíz. Otra propiedad importante de las auxinas es que el tejido en donde se

encuentran en alta concentración, se convierte en el punto de atracción de

39

nutrientes. En las Plantas se encuentran muchos derivados del indol, entre ellos, el

triptófano es uno de los Precursores principales del ácido indol -3- acético (AlA).

Danneberg et al., (1992) cuantificaron las fitohormonas ácido indol -3 acético

(AlA), ácido abscísico (ABA), citocinina (zeatina ribósido) en maíz (Zea mays L.)inoculado por Glomus. Las mediciones por ELISA indirecta mostraron elevados

niveles de ABA en plantas colonizadas en todos los estados de crecimiento (40, 60,

80 Y 110 días). En contraste la cantidad de zeatina ribósido, fue similar en plantas

colonizadas y no colonizadas tanto en raíces como tallos, con la excepción de que al

final del Ciclo Vegetarivo (110 días), se mostró un nivel alto de zeatina ribósido en

plantas colonizadas. El contenido de AIA fue esencialmente la misma en las plantas

evaluadas.

Allen et aI., (1980), mencionan que la concentración de AIA y citocininas fue

mayor en plantas colonizadas, que en las no inoculadas.

La dominancia apical, la elongación de entrenudos, crecimiento radicular y

tamaño celular del xilema en la copa y raíces apicales de Betulapubescens y Betula

pendula, fueron determinadas y relacionadas con los niveles de AIA endógeno,

encontrando que no hubo diferencias significativas entre ambas plantas en cuanto al

?993).

los

últimos años, desde que se encontraron los ácidos libres en las plantas, aunque

también existen formas conjugadas (Folke et al., 1993). También se ha estudiado la

el

el

Wightman et al., (1980) estudiar los factores hormonales como control de laIiniciación y desarrollo de raíces laterales de frijol, encontraron que la concentración

concentración

Ia

contenido AIA (Päivi et al., 1993).

El metabolismo de AIA de las plantas ha sido objeto de muchos interés en los

relación exsistente entre las hormonas y el fenómeno de estrés, destacándose que elcontenido y actividad fisiológica de auxinas, giberelinas y citocininas decrece cuando el contenido de agua disponible para las plantas es limitado. Mientras que elcontenido de ácido abscísico se incrementó en las hojas cuando el potencial hídrico

disminuyó (Sharp y Davies, 1989).

óptima de AIA de 1x10-4 M, promueve la iniciación de raíces laterales (primordios

laterales) y todas las auxinas exepto el ácido indol-3.propiónico inhiben la

elongación de raíces laterales.

40

Law y Davies (1990), estudiaron el contenido de AlA en Sleder pea, bajo

diferentes contenidos de giberelina, realizado con el método de cromatografía de

gases y espectrometría de masas (GC-MS)., Los niveles de AIA de brotes de

crecimiento fueron similares en las líneas de frijol evaluadas. Las muestras fueron

obtenidas de ápices y brotes tiernos,

2.16.2 Los hongos MA y las citocininas

Gaspar et al., (1996) mencionan que las citocininas generalmente son

derivados de la adenina y son sintetizadas en tejidos jóvenes y raíces. Poseen dos

propiedades que las hacen muy útiles para el cultivo ín vitro de tejidos vegetales; por

un lado estimulan, la división celular y por otro rompen la latencia de las yemas

axilares haciéndolas brotar. En las plantas, las citocininas promueven la brotación de

yemas axilares, estimulan la expansión de las hojas y retardan la senescencia. Junto

con las auxinas, las c itocininas regulan a d ívisión celular. D ebido a o a nterior, el

balance entre auxinas y citocininas en las plantas suele ser determinante para el

patrón de desarrollo.

Greene (1980) señala que las citocininas se localizan en los ápices de las

raíces de donde se transportan hacia la parte aérea y que son el principal grupo de

reguladores de crecimiento de las plantas, ya que éstas estimulan la división celular y

retardan la senescencia.

Smith (1983) considera que la intervención de los hongos en la derivación de

hormonas puede ser una hipótesis que puede explicar la morfogénesis de la planta,

y, que los factores físicos y funciones bioquímicas son vagas, por lo que sugiere una ’

experimentación racional. También señala que las funciones fisiológicas de un

grupo dado de células dependen en la mayoría de los casos, de la influencia de más

de una hormona. Por tanto se requiere conocer la información cuantitativa sobre la’

formación de hormonas y otros factores de crecimiento, bajo ciertas condiciones

ecológicas

Linderman (1988) menciona que los beneficios de la simbiosis micorrízica son

muy variados, destacando que los procesos fisiológicos de la planta se favorecen, al

incrementarse las substancias reguladoras del crecimiento, induciendo cambios en la

41

permeabilidad de la membrana celular y produciendo algunos exudados que son un

potencial para el desarrollo de la microfauna de la rizósfera, la que a su vez ejerce

efectos positivos en la planta. Los microorganismos de la rizósfera liberan

nutrimentos, intervienen en la nitrificación y desnitrificación, aumentan la

disponibilidad del fósforo, modifican la morfología de la raíz favoreciendo el aporte

nutrimental además de que el desarrollo de la planta se incrementa por sustancias

como las fitohormonas.

La simbiosis micorrízica aumenta el nivel de citocininas, las cuales son

producidas principalmente en las raíces, se transportan por el xilema y floema en

forma acropétala y basipétala, estimulando la síntesis de proteína, clorofila y división

celular de los meristemos, retardando la senescencia de órganos y en presencia de

auxinas estimulan la actividad del cambium,. neutralizan la inhibición del crecimiento

de las yemas axilares causadas por auxinas o ácido abscísico, intervienen en la

regulación de muchos otros fenómenos biológicos, razón por la cual las plantas

tienen un incremento en su desarrollo (Hirsch et al., 1997).

Pohleven (1989) analizó la influencia de k inetina, z eatina, zeatina-ribósido y

otras citocininas de exudados radiculares, sobre el transporte de K, Ca, P y Na en el

micelio de Suillus varíegatus. Encontrando que estas sustancias tienen efectos

específicos sobre cada ion y que ejercen una influencia marcada sobre el crecimiento

micelial de los hongos micorrízicos. Las concentraciones óptimas para el crecimiento

del hongo son 1 x 10-7 a 1 X 10-8 mol/L . Alguna otra concentración de las citocininas

inhibe el crecimiento micelial. La investigación realizada demostró que la activación

de iones transportados está más intimamente conectada a la síntesis de proteínas

que a otros procesos metabólicos.

Los efectos exógenos de as c itocininas son a Itamente dependiente d e otros

factores: la concentración aplicada, las condiciones ambientales (fotoperíodo), el sitio

y el tiempo de aplicación. Los estudios con la longitud del día, en plantas de Sinapia

alba, sugieren la existencia de señales entre ramas y raíces, las cuales están bajo el

control del fotoperíodo y afectan la síntesis de citocininas y su liberación desde las

raíces (Kinet et al., 1993).

42

Drüge et al., (1992) evaluaron el efecto de la colonización por hongos

micorrízicos arbusculares sobre la transpiración, fotosíntesis y crecimiento en

relación con los niveles de citocininas (zeatina ribósìdo) por la técnica de ELISA, en

plantas de Linux usitatissimum L., encontrando que no hubo una correlación entre la

colonización y los incrementos de N , P o K en el análisis foliar. Por otro lado, las

plantas altamente colonizadas manifestaron incrementos en la transpiración y CO2.

Desde el inicio de la colonización micorrízica, los niveles de zeatina ribósido,

incrementaron en las yemas apicales, manifestándose una respuesta en el

Goicoechea et al., (1997), mencionan que hay unacrecimiento de brotes y raíces.

correlación positiva entre el incremento de las citocinínas y la tasa de intercambio de

CO2, conductancia estomatal y la transpiración. Estos resultados conducen a la

conclusión de que los niveles de esta citocinina están involucrados en el

mejoramiento de la fotosíntesis y el crecimiento de plantas colonizadas por HMA.

2.16.3 Los hongos MA y las giberetinas

El estudio de las giberelinas comenzó a partir de 1926, cuando Kuròsawa, en

Japón, analizó una enfermedad común en los arrozales llamada “Bakanae”

(gigantismo). La enfermedad es causada por Gibberella fujikuroi Saw, hongo

Ascomiceto denominado Fusarium monilíforme Sheld, en su forma asexual. Las

plantas atacadas se caracterizan por el tamaño desmesurado que alcanzan sus

cañas, las que raramente florecen y fructifican. Con filtrados de cultivos del hongo,

libres de micelio o esporas, Kurosawa pudo reproducir la enfermedad y llegó a la

conclusión de que el fenómeno era causado por una sustancia activa sintetizada por

el microorganismo parásito.

En el año 1939, Yabuta y Hayashi (Barlow, 1987) lograron aislar el producto

activo, al que denominaron “giberelina A”. Sólo en 1954, Curtis y Cross, en

Inglaterra, determinaron la composición química del producto y lo llamaron ácido

giberélico, conocido también como giberelina (GA3). Poco después, Radley en 1956

demostró la presencia de principios activos semejantes en plantas superiores. Más

tarde fueron identificadas también en las gimnospermas, pteridofitas, algas, hongos y

bacterias (Takahashi, 1986).43

Radamacher (1994) Y Danneberg et al., (1992) señala que las giberelinas: se

producen en las Partes jóvenes de las plantas; las fuentes más ricas y abundantes

de esta hormona son las raíces y Ios frutos jóvenes, especialmente sus semillas;’

estos compuestos estimulan el Crecimiento por alargamiento de los tallos de

numerosas Plantas; que la presencia de auxinas estimula la actividad del cambium;

en Plantas herbáceas de día largo, la producción de giberelinas es estimulada por la

longitud del día, lo cual favorece !a inducción floral, estas se transportan fácilmente

en forma basipétala como acropétala; la giberelina más común es GA3; que

Participan en la floración y amarre de frutos, con lo cual se incrementa la producción.

La concentración de giberelinas en la maduración de hojas de plantas

frondosas de naranja fue consistentemente alta en comparación con plantas con

Poco follaje, mientras que el ABA en el fruto decreció durante el desarrollo del mismo(Sager y Erner, 1991).

Las giberelinas GA1, GA4, GA9, GA20 y fueron identificadas en extractos

de hojas de begonia (Begonia evansiana), las cuales fueron purificadas usando fase

reversa y por fase normal, mediante la técnica de HPLC, donde se señala que las

giberelinas afectan la floración inicial y el desarrollo. Destacándose que la variación

cuantitativa de esas cinco giberelinas bajo varias condiciones de temperatura Y

regímenes de fotoperíodo, fue estudiada posteriormente (Oden y Ola, 1988).

Wightman et al., (1980) comprobaron que las concentraciones endógenas de

giberelina (GA3) de 1x1 O-3 10-4, 1 O-5 , promueven el desarrollo de raices de fríjoi ymencionan que los entrenudos son regulados por el nivel-de giberelina.

Barea y Azcón-Aguilar (1982), utilizaron una cepa de G/omus mosseae, Ia cual

es capaz de formar micorriza arbuscular y evaluaron la capacidad de la cepa para Ia

producción de fitohormonas. Las esporas de G. mosseae fueron axénicamente

germinadas en, agua, y el micelio resultante fue ensayado por procedimientos

estándares para la extracción de hormonas desde el cultivo microbiológico.

Utilizando bioensayos específicos y papel cromatográfico para separar e identificar

las sustancias reguladoras de crecimiento, encontraron que los microorganismos

sintetizaron un mínimo de dos sustancias parecidas a las giberelinas (con Rf

44

correspondiente en posición al ácido giberélico y cuatro substancias con las ’

propiedades de las citocininas).Allen et al., (1982) realizaron un estudio sobre los cambios fitohormonales en

Bouteloua gracilis, la cual fue inoculada con Glomus fascículatum, en un período de

50 días, determinando los niveles de giberelinas (GA) y ácido abscísico (ABA), por

HPLC. La infección por hongos micorrízicos resultó en incrementos significativos por

el ácido giberélico en las hojas y una tendencia por disminuir en las raíces. La

concentración de ABA fue menor en hojas de plantas colonizadas, pero sin cambios

en las raíces. Esto puede indicar que al incrementarse los niveles de GA, se reducen

los niveles de ABA en las hojas, lo cual puede alterar sustancialmente la fisiología de

Bouteloua gracilis.

Fos et al., (2000), cuantificaron la concentración de giberelinas mediante HPLC

en ovarios de tomate (Lycopersicum esculentum Mill.) y afirman que elevando la

concentración de esta hormona, se puede producir partenocarpía en los frutos y

actualmente se estudian los genes que están involucrados en este fenómeno.

Akiyama y Hagashi (2002), evaluaron raíces de melón mediante la técnica de

HPLC y TLC, para cuantificar los niveles de metabolitos secundarios, al ser

inoculadas con HMA Glomus caledonium, encontrando que estos inducen la

acumulación de triterpenos.

Ebel ef al., (1997) determinaron que el nivel del ABA en el xilema, se alteró por

la simbiosis micorrízica de Cowpea (Vigna unguiculata), creciendo en condiciones de

sequía, reportando que el ABA se encontro en niveles más bajos en plantas

colonizadas, atribuyendo dicha alteración al cierre de los estomas.

Elías y Safir (1987) evaluaron los exudados radicales de Trifolium repens a las

2, 4 y 6 semanas después de la siembra, utilizando Glomus fasciculatum,

encontrando que no hubo diferencia significativa entre la cantidad de exudados en

plantas con y sin aplicación . fósforo. Los resultados sugieren que es la calidad de

exudados de las plantas la que estimula la elongación de las hifas de los hongos

micorrízicos arbusculares.

Las nuevas aproximaciones al estudio de la micorriza, mediante el uso de

técnicas bioquímicas y moleculares, permitirán comprender mejor la dinámica de

45

esta simbiosis, así como identificar y cuantificar a tos hongos que colonizan una raíz,

además de manipularlos genéticamente (Piche et al., 1994).

Los hongos micorrízicos requieren de un adecuado suministro hidrocarbonado

Por. Parte del vegetal para un correcto funcionamiento del sistema simbiótico, se ha

determinado que, en el caso de la simbiosis tripartita (leguminosa-rhizobium-

micorriza), tal requerimiento llega a ser compensado ya que la actividad fotosintética

del vegetal colonizado se incrementa, como consecuencia del aporte mineral Y

hormonal en mayor medida de lo que los endofitos respectivos consumen. Este

balance positivo para el vegetal conocido con el nombre de “compensación

fotosintética" tiene lugar cuando existe compatibilidad funcional del sistema (Ruíz-

Lozano y Azcón, 1993).

La función de la colonización de los HMA y, su influencia en las’ relaciones

hídricas, balance hormonal, fotosíntesis y distribución de carbono en la v planta son

aspectos relacionados con la interacción entre ambos simbiontes (Rizobium-

Micorriza) y SU efectividad en nutrición vegetal (Azcón et al. 1996).,

Los hongos micorrízicos pueden actuar como bioreguladores, biofertilizantes y

bioprotectores de las plantas, haciendo posible la producción de más alta calidad y

con menos insumos químicos (Lovato et al., 1996).

Las raíces colonizadas por hongos micorrízicos pueden afectar el crecimiento y

el desarrollo. Se ha demostrado que la presencia de ésta asociación, evita bloquear

la dominancia apical del crecimiento en plantas de transplante, lo cual es una

característica importante para reducir el tiempo de producción (Berta et al., 1994).

Uno de los grandes problemas con las hormonas vegetales es eI ensayo. Por lo

general están presentes en cantidades minúsculas y son muy difíciles de detectar o

caracterizar químicamente.

Se puede destacar la importancia que todos los días adquieren los trabajos de

investigación con HMA y los cultivos en general, ya que idealmente el uso práctico de

los HMA en los sistemas de producción vegetal, eficientizará el uso del fósforo del

suelo y de los fertilizantes fosfóricos, optimizará la productividad de los suelos Y

cultivos con niveles bajos de insumos, hará más rentable la producción de cultivos en

46

condiciones adversas y ayudará a establecer cultivos en suelos erosionados o

degradados.

El uso de los hongos micorrízicos arbusculares en sistemas comerciales de

propagación de plantas ha ído en aumento. La actividad de los hongos micorrízicos

repercute en la reducción de estrés en la planta, un aumento tanto en la resistencia a

enfermedades, como en la absorción de nutrientes ,mejoramiento de las relaciones

hídricas en la planta, incremento en la tasa fotosintética e inducción de mayor vigor,

todas esas características tienen especial importancia en los sistemas de

propagación de plantas.

En México, se ha trabajado con el sistema producto chile, ya que este cultivo es

de gran importancia económica, por la mano de obra que ocupa y por ser uno de los

cultivos importantes que repercute en la dieta de la población. Por tal motivo, se

considera necesario establecer líneas de investigación tendientes a mejorar la

productividad de este cultivo, mediante el uso de HMA, los cuales sean evaluados

en condiciones de campo e invernaderos.

Por ahora la mayor parte de los trabajos se relacionan con aspectos nutritivos,

pronto podrán extenderse a condiciones de campo. Lo que sí ya es un hecho, es su

aplicación en condiciones de almácigo, con lo que se logran plántulas de calidad y

libres de organismos patógenos del suelo, y una mejor adaptación al transplante de

vivero a campo cuando se trata de árboles frutales y forestales, así como de algunas

hortalizas de importancia económica, lo cual permite asegurar un mejor desarrollo en

condiciones productivas.

Los niveles de fertilización química, la fuente de fósforo, la fertilización del suelo

con materia orgánica, el tipo de fungicidas aplicados y la rotación de cultivos, entre

otros, son variables de las prácticas agronómicas que afectan de manera

determinante el establecimiento y la efectividad de la micorriza, ya que ésta es el

principal mecanismo con que cuentan !as plantas en su adaptación al medio

ambiente.

El estudio de la micorriza contribuye a un mejor conocimiento sobre la

estructura de ecosistemas naturales y los procesos sucesionales de la vegetación.

47

Por tanto el manejo de los hongos MA es coherente con modelos tecnológicos para

una gestión sostenible de los recursos naturales.

Los hongos formadores de micorriza arbuscular son considerados como ,un

recurso biológico multipropósito, además de los efectos sobre la productividad

vegetal, produce beneficios ambientales, pues mejora las propiedades físico-

químicas y biológicas del suelo y disminuye la erosión.

El desarrollo de la investigación sobre la simbiosis microbiana se ha estimulado

en los últimos 50 años. El advenimiento de nuevas técnicas experimentales sobre el

origen de la simbiosis en la biotecnología y en la conservación de la biodiversidad

deberá ser explorada (Smith, 2001).

Por otro lado, no está claro, si los efectos observados en cuanto a la alteración

de los niveles hormonales son debidos directamente al hongo mícorrízico o

indirectamente a alguna alteración en la fisiología del hospedero como un resultado

de su mejoramiento nutricional.

Los cambios en los balances de las cuatro hormonas más importantes en las

plantas (auxinas, giberelinas, citocininas y ácido abscísico), aun no han sido

examinadas para alguna especie de planta infectada por HMA y tampoco en

diferentes etapas de desarrollo, por lo que ésta es una justificación importante

(Danneberg et al., 1992).

Finalmente, los trabajos que se han desarrollado sobre la relación yHMA

promotores del desarrollo vegetal, se han enfocado a la investigación de una o dos

variables de estudio, por lo que se considera necesario abordar este tema desde

diversos puntos de vista: nutritivos, fisiológicos, metabólicos y hormonales.

48

v

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Descripción geográfica

El presente trabajo de investigación se realizó en la Unidad Académica deAgronomía y en el Laboratorio de Farmacología de la Unidad Académica deMedicina Humana así como en el Laboratorio de la Unidad Académica de Ciencias

Químicas dependientes de la Universidad Autónoma de Zacatecas en la Ciudad de

Zacatecas, Zac. Se ubican entre las coordenadas 22° 45’ de Iatitud norte y 102° 42’ \

de longitud oeste. Su altura sobre el nivel del mar es de 2190 m.

El clima predominante en la zona es semi-seco templado, del tipo BS1 KwlG

según la clasificación de Köppen modificada por Enriqueta García (1988). La mayor

parte de las precipitaciones pluviales se presentan durante el verano (445 mm), conuna temperatura media anual de 16°C.

3.2. Cepas de hongos mícorrízicos arbusculares (HMA)

Los inóculos de hongos micorrízicos arbusculares (HMA) empleados, fueron

proporcionados por el Área de Microbiología del Instituto de Recursos Naturales del

Colegio de Postgraduados de Ciencias Agrícolas ubicado en Montecillo, estado de

México, y por el laboratorio de fertilidad de suelos de la Facultad de Ciencias \

Biológicas y Agropecuarias de la Universidad de Colima, ubicado en Tecomán,

Colima. En este experimento se usaron las cepas: Glomus sp. Zac-19 (multicepa

integrada por G. albidum, G. claroides y G. diaphanum; Chamizo et al., 1998),

Glomus etunicatum (Becker y Gerdemann) y Glomus intraradices (Schenck & Smith),

los inóculos fueron reproducidos en plantas de fríjol (Phaseolus vulgaris L.), sin

fertilizar y bajo condiciones de invernadero, durante 120 días, en recipientes de 1 kg

de peso, previamente desinfectados con alcohol utilizando un sustrato de arena y

\

suelo esterilizado a 18 Ib/cm3 durante 3 h, en una proporción 3:1.

3.3. Material vegetal

Los materiales vegetales utilizados Fueron semillas de los cultivares: chile

mirasol y chile ancho, proporcionados por el Campo Agrícola Experimental de Calera

49

de Víctor Rosales, Zacatecas (CAEZAC) del INIFAP. Dicho material fue lavado en

agua destilada a una temperatura de 40°C durante 20 min y se puso en imbibición

durante 24 h antes de la siembra.

3.4. Diseño experimental

El experimento fue desarrollado bajo condiciones de invernadero (30°C con un

fotoperíodo de 12 hrs), con un diseño experimental completamente al azar. Se

evaluaron las cepas de hongos mícorrízicos:Glomus sp. Zac-19, Glomus

etunícatum, Glomus intraradices y el testigo, en dos cultivares de chile: mirasol y

ancho. Se establecieron 8 tratamientos con 16 repeticiones cada uno. A

continuación se mencionan los tratamientos:

Cuadro 2. Tratamientos evaluados en el experimento.

nóculo Chile mirasol Chile ancho

Glomus etunicatum T2 T6

Testigo T4 T8 \

3.5. Siembra e inoculación

Para la siembra del material biológico se usaron recipientes de unicel

(volumen de 296 mL), utilizando sustrato a base de la mezcla de Peat moss y arena

fina (1 :1), esterilizados con bromuro de metilo durante 3 días. Para la inoculación de

las cepas de hongos micorrízicos correspondientes en cada uno de los tratamientos,

se realizó previamente una cuantificación del número de esporas presentes en 100 g

de suelo seco, por el método de tamizado y decantación de Gerdemann y Nicolson

(1963), obteniendo lo siguiente:

Glomus intraradices T3 T7

Glomus sp. Zac-19 Tl T5

50

I/

Cuadro 3. Población de esporas en muestras de inóculo.

Inóculo Esporas en 100 g de suelo Esporas aplicadas por

seco* tratamiento

Glomus sp. Zac-19 9 1598 ± 16 479

Glomus etunicatum 1626±22 488

Glomus intraradíces 1741 ±24 522

* promedio de 6 repeticiones.

El procedimiento utilizado para la siembra fue el siguiente: a ‘cada unidad

experimental se le colocó 28 g del sustrato, luego se usó 30 g de inóculo del hongo

micorrízico correspondiente, se sembró y finalmente se procedió a cubrirla con el

mismo sustrato (6.8 g). Se regó con agua destilada cada tercer día hasta el

momento del trasplante, posteriormente se utilizó agua común. El trasplante se

realizó a los 40 días, colocando en recipientes de 1 L para el muestreo a los 80 días

y de 10 L para los de 120 y 160 días de edad. La temperatura mínima promedio

registrada dentro del invernadero fue de 8°C y la máxima promedio fue de 45°C. Sel

fertilizó con solución nutritiva de Hoagland desde el inicio de germinación del cultivo,

aplicando a cada unidad experimental 60 mL, con una frecuencia de 15 días.

La solución nutritiva de Hoagland se preparó a base de: 0.025 g/L de KH2PO4

1.25 g/L de KNO ,3- 1.25 g/L de Ca(N03); 0.50 g/L de MgSO4 1.25 g/L de Fe EDTA;

1.67 g/L de Na2 EDTA; los cuales se aforaron a un litro de solución. Además se

preparó una solución de micronutrientes a base de: 2.86 g/L de H3B03; 1.81 g/L de

MnCl2; 0.22 g/L de ZnSO , .4- 0 08 g/L de CuS04; 0.025 g/L de NaMoO4 y 0.025 g/L de

CoCL2. De ésta solución de micronutrientes, se tomaron 0.25 L y se agregó a un litro

de la solución Hoagland. El pH de la solución nutritiva se ajustó a 5.5 con HCI.

51

Cuadro 4. Fechas de muestreo.

Fecha de muestreo (días)

40

Etapa de desarrollo del cultivo

8 0

Crec imiento vegeta t ivo

120

Inicio de floración

160

Formación de frutos

Fructificación (cosecha)

Cada fecha de muestreo se cosecharon cuatro unidades experimentales (una

Planta) Por tratamiento con el objeto de evaluar las diferentes variables agronómicas

(altura, numero de hojas, área foliar, diámetro de tallo, longitud radical, peso fresco

total, Peso fresco de raíz, peso fresco foliar). Así como el porcentaje de colonización

Hayman, 1970). Al final del experimento se evaluó el numero de frutos v peso fresco

de hongos micorrízicos arbusculares por el método de clareo Y tincion (Phillips y

de fruto.

En los muestreos periódicos destructivos del tejido joven y de crecimiento

meristemático de las plantas, que luego fueron procesados en el laboratorio se

determinaron los contenidos de hormonas (AIA y GA3 Para la cuantificación de 6-

amino-Purina (adenina), Se procesaron muestras de ápice de raíz. También se

cuantifico el contenido de clorofila a, b y total, así como proteínas totales solubles.

3.6. Análisis estadístico

Se usó el procedimiento de ANOVApara obtener el análisìs de varianza deI

programa SAS, el cual sirve para hacer análisis de varianza en situaciones

balanceadas, donde el mismo tratamiento se repite el mismo número de veces y

donde no hay datos perdidos. Después de hacer el análisis de varianza y verificar

que sí hubo efectos significativos entre los tratamientos, eso quiere decir que al

menos un tratamiento es diferente de los demás. Por tanto se realizo una

‘comparación de medias de tratamientos, mediante la prueba de Tukey a un nivel de

significancia de 0.05 (=0.05). La Cual permitió resolver si se rechaza o no la

hipótesis.

52

/

,

Finalmente se realizó un análisis de los coeficientes de correlación (Pearson)1entre todas las variables evaluadas.

3.7. Mediciones del crecimiento

La altura de planta (cm) se determinó midiendo longitudinalmente desde la base

hasta el ápice; el área foliar fue medida en cada una de las hojas en cm2 con un

planímetro polar; el diámetro de tallo se midió con vernier en la parte más cercana al

cuello de la raíz; la longitud de la raíz fue medida en cm desde la base del tallo al

ápice radical; el peso fresco de raíz, se realizó una vez que éstas se limpiaron y

lavaron perfectamente. El peso fresco de follaje, incluyó al conjunto de hojas, ramas

y tallos; el peso fresco total fue la sumatoria de los dos anteriores; y el peso de fruto,

fue evaluado al momento de la cosecha, en base a la cantidad producida por

tratamiento. Todas las variables de peso fueron realizadas en balanza analítica.

3.8. Colonización micorrízíca

Se siguió el método de Phillips y Hayman (1970). Una vez que se han lavado

las raíces cuidadosamente, éstas se cortaron en segmentos de 1.0 cm de longitud

aproximadamente, se colocaron dentro de cápsulas de acero inoxidable, las cuales

se colocaron en un recipiente agregando (KOH) al 10% hasta cubrir la cápsula.

Posteriormente se aplicó el primer ciclo de calentamiento en autoclave a 1.05 kg/cm2

de presión y a una temperatura de 121°C, durante 10 min. Se retiró el KOH,

procurando que no se abrieran las cápsulas. Se enjuagaron bien, por lo menos 3

veces con agua potable, hasta eliminar el exceso de KOH. Después se aplicó

peróxido de hidrógeno por 3 min y posteriormente se enjuagó 3 veces con agua.

Para acidificar las raíces, las cápsulas se sumergieron en HCI al 1% durante 3 min,

se retiró el HCI y ya no se lavaron posteriormente. La tinción de raíces se realizó con

azul de tripano al 0.05%, aplicándose un segundo ciclo de calentamiento durante 10

min. Después de ese tiempo se retiró la solución colorante y se lavó, adicionando

enseguida lactoglìcerol. Se montaron en portaobjetos 25 fragmentos de raíces1 teñidas; se agregó lactoglicerol para clarificarlas y se colocó el cubreobjetos,II

53

eliminando las burbujas de aire; se eliminó el exceso de lactoglicerol y se selló con

esmalte. La colonización micorrízica se estimó basándose en Ia observación al

microscopio realizándose tres pasajes equidistantes sobre cada fragmento con

ayuda de un microscopio binocular compuesto utilizando el objetivo de 100x. La

identificación se basó en la observación, de las vesículas, arbúsculos e hifas

características de Ios hongos micorrízicos arbusculares. La fórmula para calcular el

porcentaje de colonización fue la siguiente:

% de colonización = segmentos totales colonizados

segmentos totales observadosx 100

3.9. Determinación de ácido Indol 3-Acético (AIA)

Para la extracción Separación y cuantificación de esta hormona se utilizó la

metodología descrita por Li et al., (1992) en este análisis se utilizó un cromatógrafo

de gases (HP 6890 GS System) el cual tiene acoplado un espectrómetro de masas

(HP 5973 MS).Este equipo de cromatografía de gases trabaja con Helio comprimido

como gas de arrastre y cuenta con una columna capilar de 30 m de largo y 0.25 mm

de diámetro interno. Este equipo cuenta con una biblioteca de datos denominada

NBS 75%, la cual permite la identificación de diferentes Compuestos Contenidos en

una muestra.

Se Pesaron 3 g de material fresco de meristemos apicales (ápice Y hojas en

desarrollo), se pesó 3 g de material fresco y se colocó en un recipiente Con hielo La

extracción Se realizó Con metanol frío (4°C) al 80% y agitando durante 24 h . se

removió el metanol por filtración con Vacío y el residuo acuoso fue parficionado con

acetato de etilo a pH 3; se evaporó el acetato de etilo por sequedad, el residuo se

disolvió en metanol al 7O%, pH 8.5; a Solución se evaporó a sequedad y luego fue

inyectada manualmente al equipo mencionado.

Cabe señalar, que en todos los estudios de cromatografía, en los que se

requiera hacer una cuantificación de compuestos contenidos en una muestra, es

necesario Contar Con la curva de calibración del compuesto por estudiar, partiendo

de una solución madre a una concentración conocida y haciendo varias diluciones,

Para obtener la pendiente de la curva de calibración respectiva. Es importante

54

mencionar que los tiempos de retención relativos (trr) del estándar de alta pureza,

sirven de base para comparar los tiempos de retención de los compuestos buscados

bajo idénticas condiciones de trabajo. La aproximación del tiempo relativo se duplica

por cada disminución de 2O°C.

Las muestras fueron inyectadas en un volumen de 3 µL, a una temperatura

inicial de 160°C, con un incremento de 20°C por min, hasta llegar a una temperatura

final de 280°C. La velocidad de flujo fue de 1.2 mL/min. Se utilizó la técnica de

monitoreo de iones seleccionados (SIM), la cual consiste en determinar el pico

sobresaliente que contenga los iones seleccionados, en este caso fueron los iones

sobresalientes 130 y 174 de acuerdo a su relación masa sobre carga (m/z). El tiempo

de corrida fue de 10 min. Con este procedimiento se determina la masa o

concentración de un componente en la muestra y compara su porcentaje de

composición. Se obtuvo el promedio de tr, de tres inyecciones por muestra.

Esta técnica analítica permite determinar una cantidad muy grande de

compuestos orgánicos, y brinda. un resultado llamado cromatograma, que es

característico en las condiciones obtenídas y simularía ta “huella dactilar” del

compuesto, que proviene del espectro de masa vía una línea de transferencia, el cual

es el resultado del barrido de la elución que es realizada por el espectro de masas

varias veces por segundo durante una corrida cromatográfica completa, generándose

una gran cantidad de datos sobre el compuesto.

Esta información se correlacionó con la curva de calibración específica y los

datos se transformaron a concentración (mg/L). Para el AIA, bajo las condiciones de

trabajo, el tiempo de retención fue de 6.3 min.

3.10. Determinación de ácido giberélico (GA3)

Para la extracción, separación y cuantificación de esta hormona también se

utilizó la metodología descrita por Rodrigo et al., (1997), este análisis se llevó a cabo

usando un GC-MS (HP 6890 GS System) con detector selectivo de masas (HP 5973

MS).

Las muestras se obtuvieron de yemas meristemáticas y ápices de hoja; se pesó

55

agitando durante 24 h; el homogenado se filtro a vacio, los residuos fueron levados

dos veces. con metanol al 80%, la fase líquida se ajustó a pi-i 8 usando 0.1 N de

NH4O-I con igual volumen de hexano; la solución se evaporó a sequedad a 35°C

para posteriormente ser utilizada para cuantificación de GA3.

Las muestras se filtraron en Milipore de 1cm de diámetro y 0.2 µm de tamaño

de poro. Posteriormente, fueron inyectadas en un volumen de 3 µL, a una

temperatura inicial de 60°C, con un incremento de 20°C por min, hasta llegar a una

temperatura final de 28O°C. La velocidad de flujo en la columna fue de 1.2 mL/min.

Se utilizó la técnica SIM, por lo que los iones seleccionados, en este caso fueron

347, 370, 475, 489 y 504 de acuerdo a su relación masa sobre carga (m/z). El

equipo funcionó a una presión de 0.5 - 3.8 PSI y un tiempo de corrida de 12 min.

La información proveniente del cromatograma fue correlacionada con la curva

de calibración específica y los datos transformados a una concentración conocida, El

tiempo de retención para GA3 fue de 8.4 min en las condiciones de trabajo utilizadas.

3.11. Determinación de 6-amino purina (Adenina)

Para la extracción, separación y cuantificación de esta hormona ‘se utilizó la

metodología descrita por Müller et al., (1988) mediante el procedimiento GC-MS.

Las muestras se obtuvieron de ápice de raíz en desarrollo; se pesaron 5 g de

tejido fresco; la extracción se realizó con metanol frío (4°C) al 70% y se agitó durante

24 h; se filtró y la fracción orgánica se evaporó en rotavapor a 40°C, se redisolvió en

Finalmente se filtraron todas las muestras en papel filtro Milipore de 1 cm de

diámetro y 0.2 m de tamaño de poro, luego se inyectó manualmente al equipo

mencionado, para hacer la cuantificación de la hormona descrita.

Las condiciones de corrida fueron semejantes a las anteriores: las muestras

fueron inyectadas en un volumen de 3 L, a una temperatura inicial de 160°C, con

un incremento de 20°C por min, hasta llegar a una temperatura final de 25O°C. La

velocidad de flujo en la columna fue de 1.2 mL/min. Al utilizar la técnica SIM, los

iones fueron 135, 108, 81 y 54 de acuerdo a su relación masa sobre carga (m/z). El

agua con pH=4 y se almacenó en refrigerador antes de hacer la determinación.

56

equipo funcionó a una presión de 0.5 - 3.8 .PSI y un tiempo de corrida de 10 min.

3.12. Determinación de clorofila total

Para la determinación de clorofila ‘total, se utilizaron los siguientes materiales:

hielera, papel filtro, papel aluminio, sacabocados de ll mm aproximadamente,

balanza, estufa, morteros, acetona (Merck Co.), centrífuga clínica, espectrofotómetro

(UV - Visible Perkin-Elmer) y carbonato de calcio (Merck Co.).

Para la determinación de clorofila “a” y “b”, se utilizó la metodología basada en

el método de Harbone (1973). El muestreo se realizó en las diferentes fechas

descritas con anterioridad, donde, la hoja de la planta que sirvió de muestra, se

envolvió en papel filtro húmedo y en papel aluminio. Posteriormente se cortaron 6

discos (ll mm) de cada hoja. Tres discos se colocaron en la estufa hasta su

deshidratación para determinar el peso seco. Los otros tres discos se tomaron para

hacer la extracción de clorofila. Los tres discos de la hoja se maceraron y trituraron

con 10 ml de acetona al 80%, agregando un poco de carbonato de calcio. La mezcla

se centrifugó a 3000 rpm durante 5 min, hasta que los residuos se compactaron en el

fondo del tubo, para tomar libremente el sobrenadante. Este se aforó a un volumen

de 10 ml, para hacer las lecturas de absorbancia relativa en el espectrofotómetro. Se

tomaron las lecturas de absorbancia a 645 y 663 nm. Se utilizó un blanco de acetona

al 80%.

Las cantidades de clorofila "a”, “b” y total se obtuvieron sustituyendo los valores

obtenidos en las ecuaciones siguientes:

Clorofila "a" = 12.7 (Absorbancia 663 nm) - 2.69 (Absorbancia 645 nm) = mg/L

Clorofila “b” = 22.9 (Absorbancia 645 nm) - 4.68 (Absorbancia 663 nm) = mg/L

Clorofila total = (Absorbancia 663 nm) + 20.2 (Absorbancia 645 nm) = mg/L.

3.13. Determinación de proteínas totales solubles

Para la extracción y cuantificación de las proteínas totales solubles, se utilizó la

metodología propuesta por Bradford (1976).El reactivo de Bradtord utilizado se

Bajo las condicionas de trabajo, la adenina tuvo un tiempo de retención de 7.3 min.

57

Preparó a base de: 100 mg de azul de Coomasie, 50 mL de etanol, 100 mL de ácido

fosfórico Y agua destilada, y se aforó a un litro.

Inicialmente Se preparó Una curva de calibración utilizando albúmina sérica

bovina (ASB) como estándar (0.5, 1 2 4 8 y 16 g/mL), uyendo con agua

destilada; se añadió 2.0 ml del reactivo’ de Bradford Y Se procedió a leer

inmediatamente a 620 nm). Una vez obtenidas las lecturas de cada muestra en el

espectrofotómetro, se elaboró 1a curva patrón y se realizó el análisis de regresión

lineal. Se Pesó un gramo de tejido vegetal fresco, se lavó cuidadosamente y en agua

destilada se homogeneizó hasta obtener una pasta muy fina. Posteriormente se

tomó una submuestra del homogenado de ocacionando 400 L de agua

destilada. Se añadió 2.0 mL de reactivo de Bradford y se agitó suavemente. Se

procedió a medir la cantidad de proteinas en un espectrofotómetro DU-65 Beckman,

donde Se hicieron las lecturas a 620 nm en luz visible y finalmente se correlacionaron

los Valores obtenidos basándose en la curva de calibración, para expresarlos en

µg/mL.

3.14. Cuantificación de esporas de HMA

En este estudio se hizo el conteo de esporas, ya que éstas se reprodujeron en

un cultivo trampa (frijol) antes de ser utilizadas para la inoculación en el experimento

de chile. Para la cuantificación de esporas se utilizó Ia metodología propuesta por

Gerdeman Y Nicolson (1963), la cual consistió en lo siguiente. Se pesó 100 g del

suelo-inóculo Y se colocó en un vaso de precipitados de dos litros de capacidad Y se

agregó agua potable común y agitando mecánicamente durante 10 min para

Propiciar una suspensión. Se dejó reposar durante 3 min y la suspensión se pasó por

una serie de tamices de 250, 105 y 44 µm de diámetro de poro en forma sucesiva,

lavando Con agua. Dos veces más se agregó agua al decantado del suelo y se repitió

el tamizado. A la fracción obtenida del tamiz de 44 m, se agregó sacarosa al 30%

y Se agitó suavemente durante 10 minutos; se centrifugó a 2500 rpm (Jenkins, 1964)

y Se recolectaron las esporas; posteriormente éstas se pasaron sobre papel filtro

húmedo para su conteo en microscopio estereoscópico. Los datos obtenidos se

reportan en el cuadro 3, los cuales son el promedio de seis repeticiones.

58

4. RESULTADOS

4.1. Efecto de los HMA sobre el crecimiento de las plantas de chile

En el estudio realizado con los dos cultivares de chile e inoculados con las tres

cepas de hongos micorrízicos arbusculares (HMA), se estableció que los valores

obtenidos para los diferentes parámetros evaluados, fueron mayores en las plantas

inoculadas, con respecto a las plantas sin inocular. Se aprecia que en el cultivar

ancho fue mayor la evidencia del efecto de la colonización MA. De manera general

se demostró que la inoculación de Glomus sp. Zac-19, Glomus intraradices y Glomus

etunicatum, indujeron respuestas favorables en las plantas. Mismas que se

proporcionan a continuación.

4.1 .1. Altura de plantas de chile

Los hongos micorrízicos que confirieron un mayor efecto sobre la altura de

plantas fueron Glomus sp. Zac-19 y Glomus intraradices. El mayor crecimiento

registrado, fue en el cultivar de chile ancho, inoculado con Glomus sp. Zac-19, con

una altura de ll 9 cm, mientras que en el control fue de 110 cm, teniéndose un

incremento del 8%.

Las plantas de chile mirasol presentaron una altura promedio de 111 cm,

mientras que en las plantas sin inocular fue de 93 cm, registrando una diferencia del

16%. Se manifestó un efecto significativo (P<_0.05), esto indica que la altura de la

planta (promedio de los dos cultivares), se incrementó conforme aumentó la

colonización micorrízica; sin embargo, la altura de planta fue mayor en el chile ancho,

donde se aplicó Glomus sp. Zac-19, lo cual se aprecia en las Fig. 1 y 2.

59

El análisis de la asociación de la altura de planta de chile mirasol en la etapa

de crecimiento vegetativo (40 días de edad) fue positiva con varios parámetros

evaluados. Los coeficientes de correlación fueron los siguientes: con la colonización

micorrízica (0.71), con el contenido de clorofila (0.92) y con el número de hojas

(0.60). Al inicio de floración (80 días), con la concentración de ácido giberélico (0.71);

mientras que en la etapa de formación de frutos (120 días de edad), las variables con

60

Figura 1. efecto de la inoculación de HMA sobre la altura (cm) de plantas de chile

mirasol a diferentes tiempos de estudio, crecidas en condiciones de invernadero.

Figura 2. Efecto de la inoculación de HMa sobre la latura (cm) de plantas de chileancho a diferentes tiempos de estudio, crecidas en condiciones de invernadero.

más correlación fueron: el’ porcentaje de colonización (0.84) y la concentración deauxinas (0.82); mientras que en la madurez fisiológica (160 días), las variables que

más se correlacionaron con la altura de planta fueron: el peso fresco total (0.91), el

número de frutos y el número de hojas (0.90), el peso fresco (0.87), la concentración

de AIA y GA3 (0.85), el porcentaje de colonización (0.82) y la clorofila total (0.77).

En el cultivar de chile ancho, en la etapa de crecimiento vegetativo (40 días)

de la planta, esta variable se asoció con el número de hojas (0.65); al inicio de

floración (80 días), con el porcentaje de colonización (0.84), con la concentración de

AIA (0.85) y con la concentración de GA3 (0.75); y a la madurez fisiológica (160 días)

se asoció positivamente con el porcentaje de colonización (0.92), con el número de

hojas (0.83), con la clorofila total (0.80) y con el número de frutos (0.70).

4.1.2. Número de hojas en plantas de chile

Las hojas juegan un papel importante en el cultivo de chile porque, en función

del número de éstas, se puede determinar la futura producción. En este experimento

se encontró que las plantas de chile inoculadas con los HMA, presentaron mayor

cantidad de hojas (100%) que las plantas sin inocular. El inóculo que propició mayor

efecto fue el consorcio Glomus sp. Zac-19, con 297 hojas por planta, seguido de

Glomus etunicatum con 259, con G. intraradices fue de 203, mientras que las plantas

sin inocular presentaron 148 hojas al final del ciclo de cultivo.

El número de hojas entre cultivares no fue significativo, ya que en chile

mirasol, el número de hojas fue de 226, mientras que para chile ancho fue de 227

(Fig. 3 y 4).

61

El análisis de correlación para los valores registrados en plantas del cultivar

mirasol, a los 40 y 80 días, mostró coeficientes significativos entre el área foliar y el

número de hojas (0.68 y 0.90, respectivamente). A los 120 días, con la concentración

de 6-amino purina (0.79) y a los 160 días de edad, se presentó mayor correlación

con el peso fresco total (0.86), con el peso de fruto (0.84), con AIA (0.87) y con GA3

(0.67).

En plantas del cultivar chile ancho, a los 40 días de edad de la planta, los

valores no mostraron una correlación significativa; mientras que a los 80 días se

registró un coeficiente significativo con el número de hojas (0.76); a los 120 días, con

el número de hojas (0.85), con 6-amino purina (0.87), con GA3 (0.84) y con el

contenido de proteínas totales solubles (0.72); y a los 160 días de edad se

correlacionó con el peso fresco total (0.95) y con la concentración de AIA (0.89).

4.1.4. Diámetro de tallo en plantas de chile

El diámetro como un parámetro que permite conocer el vigor de la planta,

manifestó diferencia estadística (P<_0.05) entre los inóculos utilizados, sobresaliendo

la cepa de Glomus intraradices y el consorcio Glomus sp. Zac-19 y se evidenció con

el cultivar de chile ancho y estadísticamente significativo a los 160 días de edad de

la planta (Cuadros 7 y 8).

64

Cuadro 7. Efecto de la inoculación de HMA sobre el diámetro de tallo (mm) en

Los datos son promedio de cuatro repeticiones y no son significativamente diferentes cuando

Cuadro 8. Efecto de la inoculación de HMA sobre el diámetro de tallo (mm) en

plantas de chile ancho.

GL error = 12; Prueba de Tukey a) = 0.01)

CME 0.063 0.208 0.54 0.005

son seguidas por la misma letra.

la son seguidos por misma letra. Los datos son promedio de cuatro repeticiones y no son significativamente diferentes cuando

65

4.1.5. Longitud de raíces en plantas de chile

La mayor longitud de raíz se registró en las plantas inoculadas: con HMA,

sobresaliendo las colonizadas por Glomus etunicatum, registrándose valores de 56

cm. El uso de los hongos micorrízicos arbusculares beneficiaron a la longitud radical

de las plantas de chile y de manera significativa en el cultivar de chile ancho, a los 40

y 1 60 d ías de edad de las plantas, estableciéndose un incremento del 22% en la

longitud radical entre las plantas inoculadas y el control. La diferencia en la longitud

del sistema radical, entre los cultivares fue de 9%, siendo superior en el cultivar de

chile ancho (50 cm). El coeficiente de variación promedio de las cuatro etapas de

muestreo fue del 9.07% y la longitud radical tuvo una correlación positiva (0.76) con

la colonización micorrízica (Fig. 5 y 6).

+ G. etunicatum

Figura 5. Efecto de la inoculación de HMA sobre la longitud de raíz (cm) en plantas

de chile mirasol a diferentes tiempos de estudio, crecidas en condiciones de

invernadero.

66

G. Zac-19

G. intraradicesCotrol 1

40 80 120 160

20--

30--

40--

50--

60--

10

0--

Tiempo (dias)

Long

itud

e ra

íz (c

m)

75 Zac-19

----- G. efunicafum

G. infraradices

0

80 120 160

tiempo (dias) 1

Figura 6. Efecto de la’ inoculación de HMA sobre la longitud de raíz (cm) en plantas

de chile ancho a diferentes tiempos de estudio, crecidas en condiciones de

invernadero.

4.2. Colonización rnicorrízica en plantas de chile

La colonización micorrízica mostró variación a través de diferentes estados de

desarrollo de las plantas de chile, cuyos intervalos fueron de 12% a los 40 días y del

44% de colonización a los 160. Los hongos del consorcio Glomus sp. Zac-19 y

Glomus intraradices presentaron los valores más altos en la etapa de fructificación.

También se observó que la colonización micorrízica se incrementó paulatinamente,

en función del estado de desarrollo de las plantas (Fig. 7 y 8).

Figura 7. Colonización micorrízica en plantas de chile mirasol, crecidas en

condiciones de invernadero.

Control 2

40-- etunictum

67

Zac-19

- G. etunicatum

G. intraradices

---x-- Control 2

Figura 8. Colonización mìcorrízica en plantas de chile ancho, crecidas en condiciones

de invernadero.

En el cultivar de chile mirasol, a los 40 días de edad, el porcentaje de

colonización micorrízica se correlacionó con la altura de planta (0.71); a los 80 días

se correlacionó con el área foliar (0.71), con el peso fresco total (0.72), con la

concentración de 6 amino purina (0.93), con ácido giberélico GA3 (0.75) y con la

clorofila total (0.66); a los 120 días con la altura de planta (0.84), número de hojas

(0.70), el peso fresco total (0.89), la concentración de 6 amino purina (0.90) y con la

clorofila total (0.70); mientras que al los 160 días se presentó la mayor correlación

con las variables: altura de planta (0.82), con el peso fresco total (O-83), con el

número de frutos (0.68), con la concentración de 6 amino purina (0.72) y con AIA

(0.65).

En el cultivar de chile ancho, a los 40 días de edad, el porcentaje de

colonización micorrízica se correlacionó con el número de hojas (0.70), con la

concentración de AIA (0.80) y con la clorofila total (0.92); a los 80 días, con la altura

de planta (0.84), con la concentración de AIA (0.98) y con la clorofila total (0.86); a

los 120 días de edad con el número de hojas, con la concentración de 6 amino purina

(0.69), con la clorofila total (0.91) y se presentó una correlación negativa con la

concentración de AIA (-0.72); a los 160 días se correlacionó con la altura de la planta

(0.92), con el número de hojas (0.77), con el número de frutos (0.83), con la

concentración de AIA (0.71) y con la clorofila total (0.85).

68

4.3. Contenido de clorofila total

El efecto de los hongos micorrízico-arbusculares en el contenido de clorofila

total, fue evidente comparado contra las plantas sin inocular, con una diferencia del

10%. Se observó un efecto significativo entre inóculo, sobresaliendo Glomus

intraradices (41.37 mg/L) a los 160 días de edad. La diferencia entre cultivares, fue

notoria destacando que, el cultivar de chile ancho sobresalió al mirasol a los 40, 120

y 160 días de edad (Fig. 9 y 10).y 160 días de edad (Fig. 9 y 10).

- - G. etunicatum

G. intraradices

Figura 9. Efecto de los HMA sobre el contenido de clorofila ‘total en plantas de chile

5045

30252 01 51 0

50

G. etunicatum

G. intraradices

---x--- control-2

40 8 0 120Tiempo (días)

160

Figura 10. Efecto de los HMA sobre el contenido de clorofila total en plantas de chile

ancho

69

mirasol.

3540

Clo

rofil

a to

tal m

g/L)

----------

En el cultivar de chile mirasol, a los 40 días de edad, la clorofila total presentó

una correlación con la altura de planta (0.92) y con el porcentaje de colonización

(0.73); a los 80 días de edad, solamente se presentó correlación con el porcentaje de

colonización (0.66); a los 120 días se presentó correlación con la concentración de 6

amino purina (0.68), giberelina GA3 (0.87), AIA (0.60) y con el porcentaje de

colonización (0.70); mientras que a los 160 días se presento mayor correlación con

las variables: altura de planta (0.77), área foliar (0.77), peso fresco total (0.89),

número de frutos (0.75), peso de fruto (0.75), con la concentración de AIA (0.74) y

con el porcentaje de colonización (0.92).

En el cultivar de chile ancho, a los 40 días de edad de la planta se presentó

una correlación con el porcentaje de colonización (0.92); mientras que a los 80 días

de edad se correlacionó con el peso fresco total (0.84) y con el porcentaje de

colonización (0.86); a los 120 días, con el número de frutos (0.72), con el porcentaje

de colonización (0.91) y con el contenido de proteínas totales solubles (0.72); a los

160 días con la altura de planta (0.80), con el número de frutos (0.72) y con la

concentración de AIA (0.85).

4.4. Contenido de proteínas totales solubles

proteínas desempeñan una gran cantidad de funciones, siendo de las

orgánicas más importantes para las células. Se utilizan como material

Las

sustancias

estructural, hormonas, enzimas y como protección contra infecciones. De manera

general se aprecia que el contenido de proteínas totales solubles, es mayor en las

plantas inoculadas que en las no inoculadas, lo cual puede tener un efecto directo en

la producción y en la calidad de los frutos, así como en el contenido de los

promotores del crecimiento vegetal.

en el contenido de proteínas totales solubles, entre las plantas inoculadas con HMA y

las no inoculadas fue del 20% (Fig. ll y 12).

Glomus sp. Zac-19 y Glomus intraradices en los muestreos realizados. La diferencia

Se estableció una diferencia significativa entre inóculos, sobresaliendo

70

+ Glomus etunicatum

Glomus intraradices

- - -X- - -control-l

80 120 160

TlEMPO (días)

Figura 11 I Efecto de los HMA sobre el contenido de proteínas totales solubles en

plantas de chile mirasol.

-._______ _ _______ -.---

0.95 l40 80 120 160

TIEMPO (días)

Figura 12. Efecto de los HMA sobre el contenido de proteínas totales solubles en

plantas de chile ancho.

En el cultivar de chile mirasol a los 40 días de edad, se correlacionó

únicamente con el porcentaje de colonización (0.77).

En el cultivar de chile ancho a los 120 días de edad, se correlacionó con el

área foliar (0.72), con AIA (0.77) y con la clorofila total (0.72).

40

Con

cent

raci

ón e

n m

icro

gram

os/m

LC

once

ntra

ción

en

en m

icro

gram

os/L

71

4.5. Número y peso fresco de frutos de chile

En estas variables, se registró que los hongosmic orrízicos arbusculares

tuvieron un efecto positivo, destacándose que las plantas inoculadas con Glomus sp.

Zac-19 y Glomus intraradíces mostraron mayor número de frutos (35 y 32,

respectivamente), comparado con las plantas sin inocular (21), en términos

porcentuales esto significa un aumento del 46%. De igual forma se observó que el

número de frutos fue mayor en el cultivar mirasol, lo cual se atribuye a sus

características genéticas (Fig. 13 y 14).

En el cultivar de chile mirasol, al momento de la cosecha se presentó

correlación con el número de frutos y con la concentración de AIA (0.94), con la de

giberelina GA3 (0.95) y con el porcentaje de colonización (0.68).

En el cultivar de chile ancho al momento de la cosecha, se presentó

correlación con el número de frutos y con altura de planta (0.70) con el área foliar

(0.90), con el peso fresco total (0.87), con el peso de fruto (0.88) y con la

concentración de AIA (0.81).

G. sp. Zac-19 G. etunicatum G. intraradices control

Figura 13. Efecto de los HMA sobre el número de frutos en plantas de chile mirasol.

72

0

G. sp. Zac-19 G. etunicatum G. in t ra rac i i ces control

Figura 14. Efecto de los HMA sobre el número de frutos en plantas de chile ancho.Figura 14. Efecto de los HMA sobre el número de frutos en plantas de chile ancho.

La producción de chile, calculada como peso fresco del fruto, muestra queLa producción de chile, calculada como peso fresco del fruto, muestra que

para las plantas inoculadas con Glomuspara las plantas inoculadas con Glomus sp. Zac-19, Glomus etunicatum y consp. Zac-19, Glomus etunicatum y con

Glomus intraradices presentaron mayor producción (0.81, 0.54 y 0.68 kg.,Glomus intraradices presentaron mayor producción (0.81, 0.54 y 0.68 kg.,

respectivamente) que las plantas no inoculadas (0.44 kg). El incremento en el peso

fresco de fruto entre las plantas inoculadas y las no inoculadas fue del 53%. Estosfresco de fruto entre las plantas inoculadas y las no inoculadas fue del 53%. Estos

resultados muestran la importancia de encontrar las mejores interacciones entre elresultados muestran la importancia de encontrar las mejores interacciones entre el

hongo MA y cultivar de chile, lo cual mejore y optimice el proceso de producción.hongo MA y cultivar de chile, lo cual mejore y optimice el proceso de producción.

También sedebe destacar que hubo diferencia significativa entre cultivares, ya que

en el cultivar de chile mirasol se obtuvo en promedio 0.52 kg, mientras que en chile

ancho fue de 0.71 kg (Fig. 15 y 16).ancho fue de 0.71 kg (Fig. 15 y 16).

La asociación del rendimiento del fruto con las características agronómicasLa asociación del rendimiento del fruto con las características agronómicas

varió en relación con los cultivares empleados.varió en relación con los cultivares empleados. En el chile mirasol se observaronEn el chile mirasol se observaron

correlaciones positivas significativas con la altura de la planta (0.87), con el áreacorrelaciones positivas significativas con la altura de la planta (0.87), con el área

foliar (0.84) y con el peso fresco total (0.93); mientras que en el cultivar de chilefoliar (0.84) y con el peso fresco total (0.93); mientras que en el cultivar de chile

ancho, el rendimiento mostró correlaciones positivas significativas con el área foliarancho, el rendimiento mostró correlaciones positivas significativas con el área foliar

(0.95), con el peso fresco total (0.84), con el número de frutos (0.88) y con el(0.95), con el peso fresco total (0.84), con el número de frutos (0.88) y con el

contenido de AIA (0.81).contenido de AIA (0.81).

73

Figura 15. Efecto de los HMA sobre el peso fresco de frutos en plantas de chile

mirasol

08.

0.6

0.4

0.2

0 --

G. sp. Zac-19 G. etunicatum G. intraradices control

Figura 16. Efecto de los HMA sobre el peso fresco de frutos en plantas de chile

ancho.

Los resultados obtenidos muestran que hubo efecto de los HMA en la

concentración de AIA en tres etapas fenológicas del cultivo (desarrollo, floración y en

la madurez fisiológica), es decir a los 40, 80 y 160 días de edad de la planta,

mientras que a los 120 días (etapa de formación de frutos), las plantas sin inocular

fueron superiores a las inoculadas con Glomus sp. Zac-19. La diferencia en

74

PE

SO

FR

ES

CO

KG

1

1.2

concentración de AIA, entre las plantas inoculadas y las no inoculadas fue del 45%.

Por otro lado también se observa que hay diferencia entre cultivares, ya que en

general las plantas del cultivar mirasol mostraron mayor concentración de AIA que

las de chile ancho, en un 32% (Cuadro 9).

Cuadro 9. Efecto de los HMA sobre la concentración de AIA (mg/L) en diferentes

etapas fenológicas de plantas de chile

Cultivar Inóculo Edad de la planta (días)

Mirasol 40 80 120 160

G. sp. Zac-19 0.57 b 11.50 c 3.67 b 7.01 a

G . etunica tum 0.19 c 16.63 a 2.29 c 3.40 b

G. in traradices 1.14 a 15.23 b 1.32 d 6.56 a

Análisis estadístico por cultivar de acuerdo con la prueba de Tukey a = 0.01Los datos son promedio de cuatro repeticiones y no son significativamente diferentes cuando son seguidospor la misma letra, dentro de un mismo cultivar.

4.7. Concentración de ácido giberélico (GA3) .

De los resultados obtenidos se aprecia que existe diferencia altamente

significativa en el contenido de GA3 y que la máxima concentración se registró en las

plantas inoculadas con Glomus sp . Zac-19 y Glomus etunicatum. También se

observó que en los tratamientos donde se aplicó HMA superaron en concentración

75

Control 1 0.16c 11.12c 4.44a 3.10b

AnchoG. sp. Zac-19 1.35b 11.81c 2.36d 7.34a

G. etunicatum 2.86a 14.65a 3.06c 4.9b

G. intraradices 2.75a 14.00b 4.97b 4.24c

Control 2 1.12c 5.89d 6.04a 2.69d

de ácido giberélico a las plantas no inoculadas y en todas las etapas fenológicas

(Cuadro 10).

La diferencia en la concentración de este regulador del crecimiento, entre las

plantas inoculadas y las no inoculadas fue del 50%. Por otro lado, también se

observa que hay diferencia entre cultivares, ya que en general las plantas del cultivar

mirasol mostraron mayor concentración de GA3 que las de chile ancho, en un 50%.

Cuadro 10. Efecto de los HMA sobre la concentración de GA3 (mg/L) en diferentes

etapas fenológicas de plantas de chile

Cultivar Inóculo Edad de la planta (días)

G. etunica tum

G. intraradìces

3.6 c 15.0 a 6.0 b 3.1 a

12.0 a 8.50 a 15.0 a 6.0 b

G. etunicatum

G. intraradices

6.5 a 13.0 ab 1.0 b 6.3 ab

6.0 a 8.5 a 1.0 a 3.3 a

,

misma letra, dentro de un mismo cultivar.Los datos son promedio de cuatro repeticiones y no son significativamente diferentes cuando son seguidos por la

4.8. Concentración de 6-amino purina

Los resultados muestran que hubo diferencia significativa (P<_0.01) para (los

inoculantes utilizados, destacando que el mayor contenido de 6-amino purina se

76

Mirasol

G. sp. Zac-19 1.8 a 15.0 a 15.0 a 8.5 a

40 80 120 160

Control 1 8.0 a 6.50 b 6.5 b 3.1 b

Ancho

G. sp. Zac-19 10.5 a 8.0 a 3.0 a 6.5 ab

Contro 2 6.1 a 6.5 b 1.0 b 3.0 b

Análisis etadistico por culivar deacero con la prueba de Tukay a= 0 01

presentó en las plantas inoculadas con Glomus sp.Zac-19 a los 80, 120 y 160 días

de edad. Es importante señalar que el contenido de este regulador del crecimiento, a

los 120 días fue más alto, a diferencia de los contenidos de AIA y de GA3. Los

tratamientos donde se aplicaron HMA, superaron en concentración de esta citocinina

a las plantas no inoculadas en un 20% en promedio. Así mismo, se observó

diferencia entre cultivares, donde el contenido de 6-amino purina fue superior en el

cultivar de chile ancho a los 80, 120 y 160 días de edad.

Para la concentración de .6-amino purina del sistema radical en los cultivares

de chile y los inoculantes empleados, los análisis de varianza permitieron detectar

una respuesta diferencial (P<_0.01) entre los inoculantes utilizados (Cuadro ll).

Cuadro ll. Efecto de los HMA sobre la concentración de 6-amino purina (mg/L) en

diferentes etapas fenológicas de plantas de chile.

Cultivar Inóculo Edad de la planta (dias)

Mirasol 40 80 120 160

G. sp. Zac-19 3.1 a 4.5 a 7.3 a 2.9 a

G. etunicatum 3.2 a 4.1 ab 6.2 b 3.2 a

G. intraradices 3.2 a 4.1 a 7.1 a 2.3 b

Control 1 3.1 a 3.5 b 6.1 b 1.9 b

Ancho

G. sp. Zac-19 3.3 a 5.1 a 9.5 a 2.9 ab

G.etunicatum 3.2 a 4.9 ab 7.5 b 2.7 ab

G.intraradices 3.1 a 5.1 a 9.1 a 3.3 a

Control 2 3.1 a 4.5 b 7.2 b 2.5 b

Análisis estadístico por cultivar de acuerdo con la prueba de Turkey a= 0.01Los datos son promedio de cuatro repeticiones y no son significativamente diferentes cuando son seguidos por lamisma letra, dentro de un mismo cultiva.

La presente investigación, donde se evaluó el efecto de la colonización con

hongos micorrízicos arbusculares, sobre la concentración de los reguladores de

crecimiento vegetal en plantas de chile, revelan resultados positivos, ya que en el,

caso del ácido indol 3-acético (AIA), en las muestras evaluadas, el contenido de este

regulador de crecimiento en brotes de hojas apicales de los dos cultivares de chile

fue superior a los 40, 80 y 160 días en comparación con las plantas no inoculadas.

Es posible que el incremento de AIA en las etapas fenológicas haya promovido la

elongación del tallo en las plantas colonizadas por los HMA. A los 120 días de edad,

las plantas no inoculadas presentaron mayor contenido de esta hormona que las

plantas inoculadas con Glomus sp. Zac-19, esto podría ser atribuido a algunos

factores genéticos propios de la planta y que es necesario plantear en nuevas

investigaciones para su conocimiento.

La máxima concentración de AIA registrada fue al inicio de la floración (80

días), estos resultados son diferentes a los reportados por Danneberg et a/., (1992),

quienes encontraron un efecto similar entre los tratamientos evaluados en plantas de

maíz (Zea mays L.), aunque los niveles de AIA que ellos encontraron fueron

ligeramente superiores a los 120 días. Estos resultados permiten afirmar que sí hay

un efecto de los HMA sobre las plantas de chile en la concentración de ácido indol 3-

acético y de manera muy importante a los 80 días de edad, lo cual coincide con la

etapa de floración de las plantas de chile (Capsicum annuum L.).

Los valores obtenidos para la concentración de AIA, muestran que la cepa de

Glomus intraradices fue la que sobresalió para los dos cultivares de chile, ya que los

valores acumulados fueron más altos (24.25 y 25.96 mg/L) para chile mirasol y ancho

respectivamente.

Para el caso de ácido giberélico (GA3), la concentración más alta se presentó

al inicio de la floración (80 días) en las plantas inoculadas con HMA en comparación

con las plantas no inoculadas. Los resultados obtenidos permiten afirmar también

que la dinámica de esta hormona es más variable en el caso de chile mirasol que en

chile ancho. Esto concuerda con los resultados obtenidos por Allen et al., (1982), los

50. DlSCUSlÓN

78

cuales encontraron que los niveles de giberelinas se incrementaron con la simbiosis

micorrízica en plantas de Bouteloua gracilis.

Akiyama y Hagashi (2002) encontraron que el nivel de terpenoides se

incrementó en raíces de melón al ser colonizadas con Glomus caledonium, con lo

cual se asegura que los HMA promueven la acumulación de gíberelinas. Estos

mismos autores afirman que la inoculación con Glomus mosseae, también mejoró la

acumulación de triterpenos.

La concentración de AIA y GA3, mostraron un comportamiento similar, ya que

a los 40 y 160 días presentan una concentración baja, mientras que a los 80 y 120

días su concentración se incrementa de manera significativa en ambos cultivares de

chile. Esto posiblemente se deba a que la demanda hormonal por parte de la planta

supera a su síntesis a los 40 y 160 días de edad; también puede ser que la

colonización de los hongos micorrízicos arbusculares influyó positivamente en la

producción de estas hormonas a los 80 y 120 días de edad, los cuales mejoraron el

vigor de la planta, aumentaron la elongación del tallo y el crecimiento celular, lo que

se reflejó en un mayor número de hojas y mayor área foliar.

Los resultados muestran que la colonización micorrízica en plantas de chile

modificaron el balance hormonal de GA3, y que la cepa de Glomus intraradices fue la

que sobresalió para el cultivar de chile mirasol con 41.5 mg/L acumulados en las

cuatro etapas , mientras que para el cultivar de chile ancho sobresalió el consorcio

Glomus sp. Zac-19, ya que el valor acumulado fue de 28.0 mg/L.

En el caso de 6-amino purina en brotes de raíces, a los 40 días (crecimiento

vegetativo), la concentración fue similar en los tratamientos y entre cultivares,

mientras que en los diferentes estadios del desarrollo (80, 120 y 160 días), la

concentración de esta hormona fue superior en fas plantas inoculadas con respecto

de las plantas sin inocular, lo cual pudo afectar la expansión de tejidos de hojas

\ (dada su capacidad para inducir división celular) y actuar sobre los pigmentos de

clorofila, ya que se incrementó en las plantas inoculadas con los HMA. Los niveles de

citocininas han sido incrementados como resultado de la simbiosis micorrízica y esto

concuerda con los resultados obtenidos por Allen et al., (1980), en sus

investigaciones con plantas de B. gracilis.

80

Los valores obtenidos para la concentración de 6-amino purina muestran que

el consorcio Glomus sp. Zac-19, fue la que sobresalió para los dos cultivares de chile

mirasol y ancho con valores acumulados de 17.8 y 20.8 mg/L respectivamente.

Muchos microorganismos como Azofobacfer (Taller y Wong, 1989) o

Rhizobium (Sturtevant y Taller, 1989) son reconocidos por producir fitohormonas y

los resultados de esta investigación demuestran que los hongos micorrízicos lo

hacen también, lo cual coincide con los trabajos realizados por Barea y Azcóh

(1982). También se ha descrito que la colonización de los HMA incrementan el flujo

de citocininas desde las raíces hasta los brotes apicales en cítricos (Dixón et al.,

1988). Las citocíninas típicamente estimulan la síntesis de proteínas y clorofila, así

como la división y expansión celular en plantas.

La correlación entre el grado de colonización micorrízica y los niveles

hormonales encontrados fue positiva en las diferentes fenofases de las plantas, por

lo que se acepta la hipótesis planteada, sin embargo a los 120 días de edad en el

cultivar de chile ancho, los niveles de auxinas y giberelinas disminuyeron a medida

que la colonización aumentó, mientras que los niveles de citocininas se elevaron. Las

interacciones entre los hongos micorrízicos y las plantas de chile son complejas, y

esto tiene relación directa con muchos otros factores involucrados en regular esta

simbiosis.

Los HMA pueden afectar el balance hormonal de la rizósfera, ya que secretan

una gran cantidad de reguladores de crecimiento como AIA, citocininas, giberelinas,

ABA, vitaminas y compuestos volatiles. De tal suerte se ha demostrado que el AlA es

la hormona que promueve principalmente la colonización MA en la raíz hospedadora(Gianinazzi, 1991; Bethlenfalvay y Schuep, 1994,; Hodge, 2000). Lo antes citado

coincide con los resultados obtenidos ya que, en el presente trabajo de

investigación, se demostró que las plantas de chile mirasol y ancho inoculadas con

HMA incrementaron la concentración de AIA, GA.3 y 6-amino purina. Con relación a lo

anterior, se ha cumplido en dar respuesta a la pregunta científica, ya que las plantas

de chile inoculadas con HMA, mostraron una modificación en el balance hormonal y

existió una correlación positiva entre los reguladores de crecimiento y la colonización

micorrízica.

80

La simbiosis de los HMA en plantas ‘de chile fue en promedio del 45%, estos

valores de colonización micorrízica son comparables a los reportados por Davies et

al., (1993) quienes reportan una colonización del 48% y ligeramente inferiores a los

reportados por Gaur et al., (1998). En este estudio se destaca que los hongos

Glomus sp. Zac-19 y Glomus intraradices, presentaron la mayor colonización,

mientras que Glomus etunicatum colonizó menos a las plantas de chile. Diferentes

investigadores como Smith y Gianinazzi-Pearson (1988), Harley y Smith (1983)

concuerdan que la colonización micorrízica, estimula el crecimiento vegetal, pero que

la dimensión de este estímulo del crecimiento es variable y depende del estatus

nutrimental, particularmente del abastecimiento de fósforo.

De acuerdo a los resultados obtenidos en este trabajo, se encontró una

respuesta favorable para las variables agronómicas, mejorando su crecimiento y su

productividad.

La capacidad de los hongos micorrízicos arbusculares para colonizar a las

plantas de chile, bajo condiciones de invernadero fue en grado intermedio de

micotrofía, lo cual mejoró algunos parámetros agronómicos como la altura de la

planta en un 18%, resaltando que estos resultados contrastan con lo reportado en la

literatura, en los cuales se ha consignado que la colonización micorrízica en plantas

de chile afecta positivamente su crecimiento vegetativo (Berta et al., 1994; Aguilera-

Gómez et a/.,1999).

El número de hojas y el área foliar, también fueron afectados positivamente

por la colonización de los HMA en un 100 y 64 %, respectivamente, existiendo una

correlación directa entre ambas variables y que al final afectaron al peso fresco total

de la planta. Estos resultados coinciden con lo reportado por Davies et al., (2002), ya

que en un experimento de chile ancho del CV. “San Luis”, con inoculación de Glomus

fasciculatum y Glomus sp. Zac-19, se tuvo un efecto importante en la producción de

biomasa.

Las asociaciones entre la planta de chile y los HMA, incrementó en un 22% la

longitud de raíz, la cual influyó en que la planta tuviese un mejor anclaje al sustrato,

mayor absorción y transporte de agua y nutrimentos de minerales, una mayor síntesis

de reguladores de crecimiento y una mayor contribución a la rizósfera. Además de lo

81

anterior, la raíz influyó en el tamaño y forma- de la planta, en la floración y

fructificación, en el tamaño de fruto y en la producción. El diámetro de tallo fue

incrementado en un 20% en las plantas colonizadas por los HMA en comparación

con las no inoculadas, lo cual mejoró el vigor, se observó que las plantas eran más

robustas, de alto porte y en consecuencia se mejoró la productividad.

También se incrementó el contenido de clorofila total (10%) y el contenido de

proteínas totales solubles (20%), en las plantas inoculadas con HMA, lo cual

concuerda con estudios realizados por Davies et a/., (1993), los cuales reportaron

que en plantas micorrizadas de chile ancho se tuvieron altas tasas fotosintéticas, así

como mayor expresión del crecimiento y desarrollo, así como mayor capacidad de

absorción nutrímental, que en las plantas no inoculadas.

Estas variables que fueron afectadas por la colonización micorrizica,

propiciaron un mayor número de frutos (46%) y una mayor producción de chile fresco

(53%). Estos resultados indican que la inoculación de plántulas de chile con HMA

afectan en mayor magnitud los componentes del rendimiento final y que coinciden

con los resultados obtenidos por Yocom (1985);, Waterer y Coltman (1989); y Gaur

et a/., (1998), los cuales reportan un incremento en el rendimiento del 112% en Ias

plantas de chile que fueron inoculadas con Glomus intraradices. Es importante

reconocer que se presentaron algunas diferencias entre las especies de hongos

micorrízicos en cuanto al beneficio que aportaron a las plantas de chile.

Los inhibidores constituyen, entre los reguladores del crecimiento vegetal, un

grupo conformado por compuestos de estructura química muy variada que, por tanto,

provocan muy diversos efectos biológicos en las plantas, por lo que es importante

realizar estudios del efecto de los HMA sobre los inhibidores del crecimiento vegetal.

82

6. CONCLUSIONES

La colonización de los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) tuvo un efecto

significativo en la concentración de ácido indol-3-acético (AIA), ácido giberélico (GA3)

y de 6-amino purina, en las plantas de los dos cultivares de chile (Capsicum annuum

L.) crecidas bajo condiciones de invernadero, en las diferentes fenofases del cultivo.

El efecto de los hongos micorrízicos en el desarrollo de las plantas de chile

mostró una correlación positiva con la concentración de los diferentes reguladores decrecimiento en diferentes fenofases de la planta.

La respuesta de la colonización micorrízica en los dos cultivares de chile fue

diferente, ya que en la concentración de ácido indol-3-acético y de ácido giberélíco

(GA3) se presentó en mayor proporción en chile mirasol que en chile ancho. Mientrasque la concentración de 6-amino purina fue mayor en chile ancho.

Se estableció una correlación positiva entre los niveles de colonización

micorrízica y el contenido de promotores del desarrollo vegetal, los cuales

propiciaron un incremento en el crecimiento vegetativo y en la fase de fructificación.

El efecto de los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) en la concentración

de los reguladores de crecimiento fue mayor para ácido giberélico (GA3), luego para

ácido indo-3-acético y finalmente para 6-amino purina en un incremento del 50, 45 y

20% de su concentración en los diferentes tejidos evaluados, lo que permite aceptar

la hipótesis planteada. Se estableció también que a medida que se incrementa elcontenido de GA3, se incrementa el contenido de AIA.

La colonización de los HMA en plantas de chile bajo condiciones de

invernadero, indujo respuestas favorables en el número de hojas (100%), área foliar

(64%), en el número de frutos (46%) y en el peso fresco del fruto (53%); que se

traduce en un mayor crecimiento y desarrollo e incremento en la producción de chile.

El efecto de la colonización micorrízica afectó la concentración de proteínas

totales solubles y el de clorofila total. Por tanto se sugiere investigar a mayor

profundidad que tipo de proteínas se están expresando en cada etapa fenológica de

83

la planta y en que concentración.

Los HMA evaluados en la presente investigación representan una alternativa

viable para las plantas de chile y en la medida que estos se apliquen en el proceso

productivo, los resultados serán favorables para los productores de este sistemaproducto.

El grado de colonización registrado entre los HMA y las plantas de chile, no

fue significativamente diferente, lo cual sugiere que existen diferencias en cuanto a

Su efectividad, ya que los endófitos asociados a la misma planta, pueden tener

diferente efecto sobre el propio huésped dependiendo de su infectividad y efectividad

de colonización.

La inoculación micorrízica, mejoran el rendimiento de fruto frasco en plantas

de chile, registrándose un mayor efecto con Glomus sp. Zac-19 y con Glomus

intraradices, ya que fueron las cepas que indujeron una mayor concentración de

reguladores de crecimiento, así como mayor correlación con el crecimiento y

desarrollo de las plantas.

84

7. LITERATURA CITADA

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FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIASPOSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA

ING. RODOLFO M. MORENTIN DELGADO DIRECT R DE F.C.B.A.

PRESENT E

En atención a que el C, Julián González Trinidad, alumno egresado del Doctoradoen Ciencias, área: Biotecnología, con número de cuenta 99-3004, ha realizadotodas las correcciones al manuscrito de tesis que presentó al cuerpo académicode revisores, constituido por: Dra. Maria del rocío Flores Bello, Dr. Javier FariasLarios, Dr. Sergio Aguilar Espinosa y Dra. María de los Remedios Cigales Riveroesta en calidad de suplente, profesores - investigadores de la Universidad deColima, y el Dr. Octavio Pérez Zamora Investigador del INIFAP-Tecomán, me dirijorespetuosamente para solicitarle la autorización de impresión de la tesis titulada:“Efecto de la adición de agua residual urbana sobre las características de un suelo

Esta tesis ha sido dirigida por el Dr. José Gerardo López Aguirre de la Universidadde Colima.

Sin otro asunto más que tratar, reciba saludos.

Atentamente

Tecomán, Colima a 29 de Abril de 2003

c.c.p Expediente Académico del Alumnoc.c.p. Interesado

Km. 40 Carretera Colima-Manzanillo, Tecomán Colima, México Cp. 28100Tels. 01 (313) 3229409, 01 (312) 3161000 exts 52500, 52501 Tel-fax. 01 (313) 3229405 Email saqullar@ucol mx

Universidad de ColimaESTUDIA - LUCHA - TRABAJA

agricola"

FACULTAD DE CIE CIAS BiOLÓGlCAS Y AGROPECUARIASPROGRAMA DE POSGRADO EN BIOTÉCNOLOGÍA

De la manera más atenta me permito comuncarle que he concluido con larevisión del informe en Extenso de los estudios de Doctorado en Ciencias del C.Francisco Román García, titulado “CONC TRAC/ÓN DE REGULADORES DELDESARROLLO VEGETAL INDUCIDA POR HONGOS ENDOMICORRÍZICOS ENDOS CULTIVARES DE CHILE (Capsicum annuum L)”. Luego de su segundarevisíon he ontrado que el documento reúne los requisitos necesarios, tanto ensu contenido como en su forma. Por lo anterior, deseo expresarle mi aceptaciónpara su impresión final.

Agradezco la oportunidad brindada para fungir como revisor de estedocumento, a la vez que ratifico mi firme deseo de continuar contribuyendo en laformación de recursos humanos altamente calificados y con carácter independiente.

Sin otro particular, aprovecho la presente para enviarle un cordial saludo.

A T E N T A M E N T ETecomán Col., a 11 de Abril del 2003.

C.c.p. Dr. Carlos E. Izquierdo Espinal. Delegado Regional No. 2.C.c.p. Ing. Rodolfo Valentino Morentín Delgado. Director de la FCBA.

UNIVERSIDAD DE COLIMA

DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSACOORDINADOR DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍAP R E S E N T E

C.c.p .InteresadoC.c.p. Archivo

RIOSOR

Asunto: Aprobación de tesis de Doctorado

Por este medio me dirijo a Usted para comunicarle que he discutido el documento de tesistitulado “CONCENTRACIÓN DE REGULADORES DEL DESARROLLOVEGETAL INDUCIDA POR HONGOS ENDOMICORRÍZICOS EN DOSCULTIVARES DE CHILE (Capsicum annuum L.)“; en forma conjunta con el alumnode Doctorado en Biotecnología, FRANCISCO ROMAN GARCÍA, en donde revisamoslas observaciones hechas por los revisores, mismas que fueron tomadas en cuenta, por loque considero que el documento reúne los requisitos necesarios para que el mencionadoalumno pueda continuar los trámites académicos para tal fin y así mismo, que la presenteante un jurado y realice su defensa.

Director externo de tesis de alumno

FACULTAD DE CIANCIASAS BIOLAGICAS Y AGROPECUARIAS

Asunto: Autorización de Tesis de doctarado

UNIVERSIDAD DE COLIMA

DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSACOORDINADOR DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGIA

PRESENTE.

Zacatecas, zac., a 8 de Abril de 2003

Dra. en C. Maria Patircia Yahuaca Mendoza

c.c.p. Francisco Roman García . Alumno

Son más por el momento, enviándole un cordial saludo.

c.c.p. Archivo

UNIVERSIDAD DE COLIMACENTRO UNIVERSITARIO DE INVESTIGACIÓN Y DESARROLLO

AGROPECUARIO (CUIDA)

DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA

COORDINADOR DEL POSGRADO EN RIOTECN OLOGIA

P R E S E N T E .

Por este conducto me dirijo a usted, para comunicarle que he revisado el documento de tesis

titulado “CONCENTRACION DE REGULADORES ‘DEL DESARROLLO VEGETAL

INDUCIDA POR HONGOS ENDOMICORRIZÍCOS EN DOS CULTIVARES DE CHILE

(Capsicum annuumm L.)“, en forma conjunta con el alumno de Doctorado en Biotecnología.

FRANCISCO ROMÁN GARCÍA. en donde revisamos las observaciones hechas por Los revisores.

mismas que fueron tomadas en cuenta, por lo que considero que el documento reúne los requisitos

necesarios para que el mencionado alumno pueda continuar los trámites académicos para tal fin y así

mismo. que la presente ante un jurado y realice su defensa.

Sin más por el momento, me despido de usted con un cordial saludo

DRA. MARIA DE LOS REMEDIOS CIGALES RIVER

ATENTAMENTE.

APR/amv *

Tecomán, Colima., a de abril de 2003

REVISORA DE TESIS

UNIVERSIDAD DE COLIMAFACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGlCAS Y AGROPECUARIAS

PROGRAMA DE POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA

COORDINADOR DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍAP R E S E N T E .

De la manera más atenta me permito comunicarle que he concluido con larevisión del Informe en Extenso de los estudios de Doctorado en Ciencias del C.Francisco Román García, titulado “CONCENTRACIÓN DE REGULADORES DELDESARROLLO VEGETAL INDUCIDA POR HONGOS ENDOMICORRÍZlCOS ENDOS CULTIVARES DE CHILE (Capsicum annuum L.)“. Luego de su segundarevisión he encontrado que el documento reúne los requisitos necesarios, tanto ensu contenido como en su forma. Por lo anterior, deseo expresarle mi aceptación

Agradezco Ia oportunidad brindada para fungir como revisor de estedocumento, a la vez que ratifico mi firme deseo de continuar contribuyendo en la formación de recursos humanos altamente calificados y con carácterindependiente.

Sin otro particular, aprovecho la presente para enviarle un cordial saludo.

A T E N T A M E N T ETecomán, Col., a ll de Abril del 2003.

DR. JOSE GERARDO LÓPEZ AGUlRREP R O F E S O R - I N V E S T I G A D O R

Dr. Carlos E. Izquierdo Espinal. Delegado Regional No. 2.C.C.p. Ing. Rodolfo Valentino Morentín Delgado. Director de la FCBA.C . c . p .

C.C.p. Interesado.C.c.p. Archivo.

DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA

Asunto: Aprovación de tesis de Doctorado.

para su impresión final.

DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSARESPONSABLE DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGIA \FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIASPRESENTE

borrador de tesis de doctorado titulado “Concentración de reguladores del desarrollovegetal inducida por hongos endomicorricicos en dos cultivares de chile (Capsicumannuum L.)"; que presenta el C. Francisco Román García, considero que reúne loselementos suficientes de contenido y forma de un documento de doctorado en ciencias. Porlo que expreso mi aprobación para que se siyan los tramites académicos que correspondan.

ATENTAMENTETecomán, Col , a 12 de abril de 2003

c.c. p, Ing Rodolfo V. Morentin Delgado - Director de la F,C.B.A:c.c p Interesadoc.c p Archivo personal

sin otro paticular, me despido de usted.

Dr. Sergio Aguilar EspinosaResponsable del Posgrado

Por este conducto me permito comunicar que he revisado el documentodoctoral “Concentración de reguladores del desarrollo vegetal inducidapor hongos endomicorrízicos en dos cultivares de chile (Capsicumannuum L)“, que presenta el C. Francisco Román García, mismo queconsidero que incluyó las revisiones que le fueron recomendadas, por lo queexpresó mi aprobación para que se sigan los trámites académicos quecorrespondan.

A T E N T A M E N T ETecomán, Colima 12 de Abril de 2003

Si otro particular, agradezco su atención.

. c.c.p. Ing. Rodolfo valentino Morentín Delgado- Director de la F.C.B.A.c.c.p. Interesadoc.c.p. Archivo Personal

PRESENTE.-