Desde el diagnóstico · •Para el clínico, todo se resume en tres grandes preguntas: ... y...
Transcript of Desde el diagnóstico · •Para el clínico, todo se resume en tres grandes preguntas: ... y...
En el diagnóstico
Dra Inés Cerón Dra. Marcela Ferrés
Dra. Pilar Gambra Dra. Mónica Lafourcade
Dr. Ernesto Payá
Diagnóstico Microbiológico • Para el clínico, todo se resume en tres grandes
preguntas:
1 ¿Tiene mi paciente una enfermedad infecciosa?
2 ¿Cuál es el agente etiológico?
3 ¿Cual es el perfil de susceptibilidad ?
Microbiología en el Paciente Inmunocomprometido : aspectos generales
• La Microbiología clínica se ha vuelto muy compleja y exige permanente innovación lo que implica un alto costo
• Los pacientes inmunocomprometidos agregan dificultad al diagnóstico de enfermedades infecciosas y requieren una amplia gama de exámenes para su diagnóstico
• Los resultados microbiológicos necesitan un análisis riguroso para su correcta interpretación antes de ser informados
• El personal de Microbiología requiere años de entrenamiento y permanente capacitación: lo que antes no tenía rol infeccioso, ahora lo tiene
• Los procesos pre analíticos, analíticos y post analíticos deben ser controlados para asegurar la calidad de los resultados
Pre-analítico
Solicitud del examen completa
Toma de muestra: Manual según evidencia
Difundido Rotulación correcta de
muestras
Transporte de muestra: Medios de transporte
adecuados Respetar tiempos y T°
Recepción de muestra: Criterios de rechazo claros
evitan muestras de mala calidad
Registros
Analítico
Personal entrenado Equipos controlados Insumos certificados
Selección óptima de técnicas
Con mayor S/E y rapidez
Procedimientos escritos: estudiar
aislados relevantes
Técnicas controladas: Control de calidad interno y externo
Post analítico
Informes de resultados con
juicio crítico
Tiempos de respuesta
oportunos y realistas
Valores críticos definidos y reportados
oportunamente
Derivaciones Expeditas y controladas
Diagnóstico Microbiológico
MUESTRA
DIRECTO
Antígenos, enzimas, prod.metab, Ac nucleico
INDIRECTO
Anticuerpos
Tinciones Cultivo:ID y S Inmunológico
Test rápido Inmunofluorescia
Molecular
PCR
Tiempo Real,
Microarray , Macroarray
ELISA,
Western
Blott
Como trabajamos
• Para entregar una herramienta útil, amigable y acorde a nuestra realidad , elaboramos tablas en base a evidencia (cuando la había)
• Agrupamos tipos de infecciones por sistemas
• Por agente: bacterias, virus, hongos, parásitos
• Desplegamos los exámenes diagnósticos más eficaces con las técnicas recomendadas y las muestras óptimas para su proceso, con aspectos de toma y transporte
• Agregamos nivel de requerimiento: obligatorio o derivable
(oportuno y expedito)
Diagnóstico Microbiológico
Caso N°1
• Varón de 75 años
• Dg : Linfoma no Hodgkin intestinal
• Estando en QMT
• Consulta en SU por hemiparesia derecha, disartria y dificultad en la marcha
• Se realiza RNM
• múltiples lesiones circulares de centro líquido y realce periférico al contraste, con edema perilesional
• Paciente se realiza biopsia cerebral
Hallazgos de
neuroimágenes
Etiologías
frecuentes
Etiologías
infrecuentes
Lesión de masa c/s
refuerzo
Aspergillus sp
T gondii.
Nocardia sp,
absceso bacteriano
C immitis
H capsulatum
Mucor sp
M TBC
Lesión en sustancia blanca Aspergillus sp
Ciclosporina
Tacrolimus
LEMP
Irradiación craneal
Esclerosis múltiple
AVE
Atrofia difusa con
compromiso de s blanca
L monocytogenes
C neoformans
M TBC
C immitis
Encefalitis VEB
VZV
HHV-6
CMV
Ventriculomegalia CMV
Normal
CMV
Candida sp
Agentes etiológicos Técnicas diagnósticas Muestras Toma de muestra y transporte
Bacterias Tinción de Gram
Kinyoun
Cultivo corriente
Cultivo de anaerobios
Biopsia cerebral Recipiente estéril sin preservantes, sólo SF estéril .
Inmediato a T° ambiente
Hongos Tinción calcofluor
Directo de hongos
Cultivo hongos
Biopsia cerebral Recipiente estéril sin preservantes, sólo SF estéril
Inmediato a T° ambiente
Parásitos:Toxoplasmosis
PCR
Biopsia cerebral Recipiente estéril sin preservantes, sólo SF estéril
Inmediato refrigerado
Micobacterias Baciloscopía
Cultivo de Koch
Biopsia cerebral Recipiente estéril sin preservantes, solo SF estéril. Protegido de la Luz Inmediato. T° ambiente
Cultivo acelerado de
Mycobacterias
Biopsia cerebral Recipiente estéril sin preservantes, sólo SF estéril
protegido de la luz. Inmediato a T° ambiente
PCR
Biopsia cerebral
Recipiente estéril sin preservantes. Con SF estéril.
Transporte inmediato refrigerado
Diagnóstico sindromático: Lesión focal del Sistema nervioso central
• Coordinar toma de muestra con laboratorio
Agentes etiológicos Técnicas diagnósticas Nivel de requerimiento
Bacterias Tinción de Gram
Kinyoun
Cultivo corriente
Cultivo de anaerobios
Obligatorio
Obligatorio
Obligatorio
Obligatorio
Hongos Directo de hongos
Tinción calcofluor
Cultivo hongos
Obligatorio
Obligatorio
Obligatorio
Parásitos PCR toxoplasma
Derivable
Micobacterias Baciloscopía
Cultivo de Koch
Obligatorio
Obligatorio
Cultivo acelerado de Mycobacterias
PCR
Derivable
Derivable
Cultivo 48-72 h: Nocardia spp PCR 72 h: Nocardia cyriacigeorgica
Nocardia cyriacigeorgica
abscess of the conus
medullaris in an
immunocompetent host.
Lee J, Whitby M, Hall BI.
Source
Department of Neurosurgery,
Greenslopes Private Hospital,
Brisbane, Queensland, Australia.
Abstract
Conus medullaris abscesses are
a distinct and rare subset of
spinal intramedullary infections.
We report a patient with a
pyogenic abscess of the conus
from which we cultured
Nocardia cyriacigeorgica
following operative evacuation.
This is the first report
identifying this species as a
pathogen in conus abscess
formation.
Diagnóstico Microbiológico Caso clínico 2
• Paciente 45 años
• Transplantado de riñón hace 8 meses.
• Inmunosuprimido celular severo (prednisona, tacrolimus, micofenolato)
• Tecera rehospitalización en los ultimos dos meses,
• Ingresa por 3 días de diarrea (3-4 episodios/día), sin elementos patológicos.
• Dolor abdominal, distensión y fiebre 38,6°.
• Tendencia a la hipotensión y acidosis.
Diagnóstico sindromático: Sindrome Diarreico Agudo
“Exámenes Microbiológicos a considerar”
• Leucocitos fecales
• Tinción para Campylobacter
• Coprocultivo (incluyendo Campylobacter y Yersinia)
• Toxina Clostridium difficile.
• Rotavirus/ADV Test Pack (ADV mal rendimiento)
• Panel viral diarrea (Rotavirus, ADV, Norovirus, Astrovirus)
• Tinción para Cryptosporidium
• Parasitológico directo y seriado.
Agentes etiológicos Técnicas diagnósticas Muestras Toma de muestra Transporte
Bacterias
Salmonella, Shigella
Campylobacter, , E Coli
diarreogénicos
Aeromona,
Plesiomonas
Vibrio , Yersinia
Leucocitos fecales
Coprocultivo
Cultivos especiales
Deposiciones Tomar desde
recipiente limpio ,
pañal o tórula rectal
Elegir muestra con
pus o sangre
medio de transporte
Cary Blair.
Menos de 2
horas. En medio
de transporte
acepta 24 horas
T° ambiente
Campylobacter Tinción para
Campylobacter
(Tinción de Hucker)
Cultivo especial
Deposiciones En medio Cary Blair Menos de 2
horas. En medio
de transporte
acepta 24 horas
T° ambiente
E Coli diarreogénicos
Detección de Shiga-
Toxina
Deposiciones Recipiente estéril
hermético
Inmediato al
laboratorio
Clostridium difficile Detección de toxina A/B
y GDH (glutamato
deshidrogenasa)
Inmunocromatografía
PCR
Deposiciones
recién emitidas
(No sólidas)
Recipiente estéril
hermético
Inmediato al
laboratorio. Si
más de 1 h,
refrigerar pues
se degrada la
toxina
Rotavirus, Adenovirus
entérico, norovirus,
astrovirus
PCR
Test pack (rota/adeno)
Deposiciónes
recién emitidas
Frasco limpio
Inmediato al
laboratorio,
máximo 2 horas
Refrigerar para
PCR
Cryptosporidium
spp
Tinción de Ziehl
Neelsen modificada
de muestra
concentrada
IFD
Deposición PSD con método
de concentración
Diagnóstico Microbiológico final
Clostridium
difficile
Técnicas Diagnóstica
Detección
de toxina A/B y GDH
(glutamato
deshidrogenasa)
Inmunocromatografía
PCR
Técnica recomendada
PCR positiva
Nivel de requerimiento
Obligatorio
Método Sensibilidad (%) Especificidad (%) Tiempo de respuesta
Observaciones
Estudio de citotoxicidad
65-85 > 97 2-3 días Resultados subjetivos
Cultivo > 90 80-90 2-3 días No implica que la cepa sea toxigénica
Cultivo+estudio de citotoxicidad
> 90 > 95 3-4 días Excesivamente laborioso y lento
Enzimoinmunoensayos
Detección de glutamato deshidrogenasa
60-90 85-95 Minutos Solo indica la presencia de C.difficile. Alto VPN completar con más estudios
Detección de toxinas (A y/o B)
50-85 90-95 Minutos baja sensibilidad. Especialmente si solo se detecta la toxina A
Detección de AN > 90 > 97 Horas Costosas pero coste-beneficio justifican su aplicación
Valores obtenidos de diferentes trabajos de revisión: Rupnik et al. , Carroll y Bartlett , Shetty et al. y Schmidt y Gilligan
Aproximaciones metodológicas al diagnóstico de Clostridium difficille
Diagnóstico Microbiológico Caso clínico 3
• Paciente 15 años • Trasplante de Precursores Hematopoyéticos hace 4
meses. • Usuario Cotrimoxazol forte trisemanal. • Ingresa en el mes de Julio con 5 días de tos con
expectoración mucosa y fiebre no cuantificada • Disnea progresiva con desaturación. • Crépitos bibasales. • Rx Tórax: infiltrados intersticiales en ambas bases con
predominio a derecha. • Se decide realizar Lavado Broncoalveolar
Diagnóstico sindromático: Neumonia Intersticial: muestra LBA
“Exámenes Microbiológicos a considerar”
• Tinciones Gram y Cultivo Corriente
• Baciloscopía y Cultivo Koch (cultivo acelerado)
• PCR Mycobacterias
• PCR Mycoplasma pneumoniae
• PCR Chlamydiophila
• Panel viral respiratorio por PCR (VRS/ADV/FLU-A/B/ PI, MPV, Cor, Rhino, EV)
• PCR en LBA de CMV
• qPCR CMV en plasma
• PCR Pneumocystis jirovecii
Neumonia (patrón intersticial-difuso)
Bacterias Tinción de gram
orienta a calidad de la muestra:
CE <10 x campo y PMN >25 x
campo con predominio de una
morfología bacteriana, es buena
muestra
LBA Tubo estéril a T°
ambiente
Transporte inmediato
no más de 2 horas
desde toma
Obligatorio
Cultivo corriente LBA Idem Obligatorio PCR
(Chlamydia)
LBA Tubo estéril
Transporte T°
ambiente
inmediato /refrigerar
Derivable
PCR
(Mycoplasma pneumoniae)
LBA Tubo estéril
Transporte T°
ambiente
Inmediato/refrigerar
Derivable
MICOBACTERIAS Baciloscopia
Cultivo de Koch
Cultivo acelerado de
Mycobacterias
PCR
LBA Cultivo :Tubo estéril,
transporte inmediato a T°
ambiente protegido de la
luz
PCR: tubo estéril
transporte en frío
Obligatoria
Obligatorio
Derivable
Derivable
VIRUS
VRS, ADV, Influenza A/B,
Parainfluenza, Rinovirus,
Me
taneumovirus, Coronavirus
CMV
Inmunocromatografía
IF
PCR multiplex
PCR
PCR cuantitativa
LBA
LBA
Sangre
Tubo estéril, transporte
inmediato, en frío
-70°C indefenido
Obligatorio
Obligatorio
Obligatorio
Obligatorio
(PTransplant
ado)
Diagnóstico Microbiológico final
• PCR CMV positivo el LBA (cualitativo)
• PCR CMV sangre 4000 UI/ml (Cobas Ampliprep)
HONGOS Directo de hongos
Tinción Calcofluor
Cultivo hongos
Galactomanana
Tinción Pneumocystis
IF Pneumocystis
PCR Pneumocystis
LBA
LBA
Tubo estéril
a T° ambiente
Transporte
iInmediato
Tubo estéril
Transporte
inmediato
PCR refrigerado
Obligatorio
Obligatorio
Obligatorio
Obligatorio
(en paciente
Transplantado)
Obligatorio
Galactomanano en LBA= 1,5
Diagnóstico Microbiológico Caso clínico 4
• Mujer de 54 años portadora de Leucemia Mieloide Aguda
• Hospitalizada por compromiso del estado general,
vómitos y alzas febriles hasta 39º C los últimos 4 días.
• Portadora catéter con reservorio.
• Dolor de la zona de inserción del catéter.
• Mucositis oral severa.
Diagnóstico sindromático: ITS asociado a cateter venoso central
“Exámenes Microbiológicos a considerar”
Diagnóstico de ITS sin retiro de CVC:
• Hemocultivos diferenciales en tiempo
• Hemocultivos cuantitativos diferenciales
DIAGNOSTICO Técnicas
diagnósticas
MUESTRA Toma de muestra Transporte
ITS ASOCIADO A
CVC
CON CATETER IN
SITU
Requiere
hemocultivos
automatizados
(*)Viales aeróbicos
de preferencia
Cualitativo :
TIEMPO
DIFERENCIAL
1set=viales con
sangre tomada
desde una
misma punción
Sangre
Ideal 1 set central
y 2 set periféricos
con no más de 10
minutos de
diferencia entre
tomas
(total 6 viales)
Si >1 lumen,
muestrear todos
los lúmenes
Técnica aséptica
Desinfectar tapón con
alcohol
No es necesario eliminar
primeros ml de sangre
aspirados desde CVC
Igual volumen (20 ml)
por cada set en adulto
(niños según peso)
(*)reemplazar x1 vial
anaeróbico si hay
sospecha etiológica
Inmediato
No más de 2
horas desde la
toma hasta que
se incuba
Transporte a T°
ambiente.
Rotular bien
frascos
(central/periféri
co y tipo de
cateter)
CUANTITATIVO
diferencial
Sangre
2 jeringas tomadas
Vía central y
periférica
IGUAL volumen; 1 ml
de sangre muestra
central y periférica
Inmediato .
Transporte a
T° ambiente.
Rotular bien
jeringas o tubos
DIAGNOSTICO DE INFECCIONES BACTERIANAS DE TORRENTE SANGUINEO
DIAGNOSTICO Técnicas
diagnósticas
Nivel de
Requerimiento
ITS ASOCIADO A
CVC
CON CATETER IN
SITU
Requiere
hemocultivos
automatizados
Cualitativo :
TIEMPO
DIFERENCIAL
1set=viales con
sangre desde
una misma
punción
Obligatorio
CUANTITATIVO
diferencial
Obligatorio
• Contar con hemocultivos automatizados : obligatorio y al menos una técnica para diagnóstico de ITS con cateter in situ
Diagnóstico Microbiológico final
• Hemocultivo central positivo 4 horas antes que el hemocultivo periférico con E Coli , con igual antibiograma: Tiempos compatibles con sepsis asociada a CVC
Reflexiones
• El diagnóstico microbiológico del paciente inmunocomprometido exige contar con un laboratorio que realice una amplia gama de exámenes controlados y posea personal calificado
• Aquellos exámenes derivables deben poder hacerse en forma oportuna y expedita: convenios preexistentes
• La solicitud de exámenes es de responsabilidad del clínico quien debe conocer las técnicas más recomendadas según su sospecha clínica, las muestras más idóneas para ellas y la correcta forma de tomarlas y transportarlas
• La comunicación con el Laboratorio de Microbiología es fundamental para optimizar los resultados
• Debemos cumplir con estos requerimientos diagnósticos si vamos a trabajar con estos pacientes en forma responsable
Bibliografía que sustenta decisiones
1. Blood Cultures IV. Cumitech ASM Press 2005. Ellen Jo Baron, Melvin P.Weinstein, W. Michael Dunne Jr, Pablo Yagupsky, David F. Welch
2. Mermel L, 2009.Clinical Practice guidelines for the Diagnosis and Management of intravascular Catheter-related infection: 2009 update by the Infectious Diseases Society of America. CID 49: 1-45.
3. Cockerill, FR 2004. Optimal testing parameters for blood cultures. Clinical infect Dis 38: 1724-1730.
4. Kellogg, J.A. 2000, frequency of low level bacteremia in children from birth to fifteen years of age. J Clin Microbiol 38: 2181-2185.
5. Arpi, M. 1989. Importance of blood volume cultured in the detection of bacteremia. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 8:838-842
6. Hall,M. 1976. Effect of volume of blood cultured on detection of bacteremia. J.Clin.Microbiol 3:643-645.
7. Blott F, 1998. Earlier positivity of central venous versus peripherical blood cultures is highly predictive of catheter related sepsis. J Clin Microbiol 36:105-109
8. Souvenir D, 1998. Blood Cultures positive for coagulase negative Staphylococci: antisepsis, pseudobacteremia and therapy of patients. J Clin Microbiol 36: 1923-1926.
9. Baron EJ 2013 A Guide to Utilization of Microbiology Laboratoryfor Diagnosis of Infectious Diseases: Recommendations by Infectious Diseases Society of America (IDSA) and the American Society for Microbiology (ASM) IDSA GUIDELINES
10.Principles and Procedures for Blood Cultures; Approved Guideline/CLSI 2007/M47A
11.Siegman-Igra Y. et al Diagnosis of vascular catheter related bloodstream infection.: A
metanalysis.JCM 1997,35 849.928-936
12. Lee A. Detection of bloodstream infections in adults:how many blood cultures are needed? J Clin Microbiol 2007; 45:3546-48
13. Mermel LA. Guidelines for management of intravascular catheter related infection. Clin Infect Dis 2001
14. Ellen Jo Baron: A Guide to Utilization of the Microbiology Laboratory for Diagnosis of Infectious Diseases: 2013 Recomendations by the Infectious Diseases Society of America (IDSA) and the American Society of Microbiolgy (ASM)
Bibliografía que sustenta decisiones