Contreras-García: Tesis de Maestríade cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a Tesis...

UNIVERSIDAD JUÁREZ AUTÓNOMA DE TABASCO

División Académica de Ciencias Biológicas Laboratorio de Acuicultura Tropical

Inducción de la reproducción en Centropomus

undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de

GnRH-a

Tesis que para obtener el título de Maestro en Ciencias Ambientales

Presenta:

Biol. María de Jesús Contreras García

Asesores:

Dr. Wilfrido M. Contreras Sánchez

M. en C. Ulises Hernández Vidal

Villahermosa, Tabasco a Febrero de 2011

Universidad Juárez A

utónoma de Tabasco.

México.

AGRADECIMIENTOS

Al Dr. Wilfrido M. Contreras Sánchez por invitarme una vez más a formar parte de su equipo de trabajo, por ser quien ha guiado mi formación como profesional desde hace varios años, así como dirigir el cauce de

este estudio, por sus valiosos comentarios y sugerencias para hacer de este un buen trabajo, por todo lo aprendido en clases y por ser un gran ser humano, por su apoyo incondicional y porque mejor asesor no

pude tener. Millones de gracias

A la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco por permitirme ser parte de ella una vez más, al CONACYT por la beca de posgrado y al Collaborative Research Suppor Program por el financiamiento

de este estudio.

Al futuro Dr. Ulises Hernández Vidal por formar parte de este estudio y por su apoyo para cumplir con esta meta.

Al M. en C. Alejandro Mcdonal Vera, esposo y amigo por estar siempre conmigo y por apoyarme en los eventos robaleros y por supuesto por estimularme a seguir estudiando. Millones de gracias “patito

crotalito”

Al M. en C. Salomón Páramo Delgadillo por facilitarme los equipos y reactivos de su laboratorio, por su disponibilidad incondicional dentro y fuera del salón de clases.

Al Dr. Lenin Arias Rodríguez por apoyarme en la fase de calidad espermática, por todo lo aprendido en el salón de clases y todas las facilidades en su laboratorio. Al M. en C. Juan Manuel Vidal

López por enseñarme muchas cosas en torno a robalos y por estar en los experimentos apoyándome.

Al comité revisor de este estudio: Dr. Carlos Alfonso Álvarez González, Dr. Reynaldo Patiño, Dr. Wilfrido Miguel Contreras Sánchez, M en C. Gabriel Márquez Couturier y Arlette A. Hernández

Franyutti por sus acertados comentarios para mejorar el contenido de este estudio, Gracias.

Y por supuesto, al M en C. Gabriel Márquez Couturier por guiarme hacia la acuacultura tiempo atrás y por su apoyo en los desoves de robalo.

A la M en C. Arlette Hernández Franyutti por su apoyo con literatura en torno a la reproducción y al M.

en C. Miguel Ángel Pérez Méndez por aquellos consejos tan sabios que me permitieron mantenerme de pie.



México.

Al Biol. Clemente C. Castro Vasconcelos, Biol. Jorge L. Baravata Cruz, Biol. Sergio Hernández García, Enrique Hernández González, Roberto de la Cruz Maldonado, Dra. Jeane Rimber Indy,

M. Fernanda Cifuentes Alonso, Carlos G. Juárez Castillo, Mary Frías, Estuardo González y Ana Torres Marín por su tiempo y apoyo en la realización de los experimentos y por supuesto a

Milciades.

Al sr. Manuel Domínguez y familia (en especial a Luis Roberto y Jorge David), al sr. Ramón Domínguez, y familia por todo el apoyo desde la captura de los robalos hasta la infinidad de veces en que

nos permitieron habitar su casa.

A la administración de posgrado (Dra. Lilia Gama, M. en C. Claudia Zenteno, Lic. Julia Aldecoa y sr. Jorge Ramos Palma) por todo su apoyo desde el inicio de la maestría hasta la conclusión de la misma. Así

mismo a la coordinación administrativa (C.P. Arturo Sánchez, C. P. Humberto) por el apoyo en las salidas a campo y a la sra. Mary Ocaña Tessman Muchas gracias.

A la Dra. Allyse Ferrara y Dr. Quenton Fontenot por recibirme en su casa y en su universidad durante tantos días, por los momentos compartidos y por ser excelentes personas y al M en C. Adolfo Sánchez

Zamora por todo el apoyo durante mi estancia en Sisal Mérida. Finalmente un agradecimiento especial a mis padres: Sra. Nelly García Campos y Sr. José del Carmen Contreras Perera por darme grandes valores que han sido de ayuda para lograr mis metas. A mis hermanas, hermanos, cuñadas, sobrinas y sobrinos. Y sin duda a mi mami Conchy, la mejor de mis tías.



México.

ÍNDICE

Agradecimientos

Capítulo I: Protocolo de Tesis Introducción……………………………………………………………………………. 1 Antecedentes…………………………………………………………………………… 2 Características generales de los robalos……………………………………………….. 3 Estudios sobre Centropomus undecimalis……………………………………………... 4 Biología y Ecología…………………………………………………………………. 4 Alimentación………………………………………………………………………... 5 Reproducción…………………………………………………………………… 6 Hábitat, edad y crecimiento…………………………………………………….. 9 Manejo en cautiverio……………………………………………………………….. 11 Alimentación……………………………………………………………………. 12 Inducción al desove……………………………………………………………... 13 Crecimiento y engorda………………………………………………………….. 17 Estudios sobre Centropomus parallelus…………………………………………...…... 19 Biología y Ecología………………………………………………………………… 20 Alimentación………………………………………………………………………... 20 Reproducción……………………………………………………………………….. 20 Manejo en cautiverio………………………………………………………………... 21 Maduración……………………………………………………………………... 21 Inducción al desove……………………………………………………………... 22 Larvicultura……………………………………………………………………... 24 Justificación……………………………………………………………………………. 28 Objetivos……………………………………………………………………………….. 29 General………………………………………………………………………………. 29 Particulares………………………………………………………………………….. 29 Literatura citada………………………………………………………………………... 30

Capítulo II: Variación Reproductiva en Hembras Silvestres de Chucumite Centropomus parallelus Mediante el Empleo del Diámetro de Ovocitos

Resumen………………………………………………………………………………... 37 Introducción…………………………………………………………………...……….. 37 Materiales y Métodos…………………………………………………………………... 39 Obtención de lote de hembras de C. parallelus………………………………………... 39 Obtención de ovocitos y medición del diámetro de los mismos……………………….. 39 Análisis estadístico……………………………………………………………………... 40 Resultados……………………………………………………………………………… 40 Discusión……………………………………………………………………………….. 42 Conclusiones…………………………………………………………………………… 45 Agradecimientos……………………………………………………………………….. 45



México.

Literatura citada………………………………………………………………………... 46 Capítulo III: Inducción de la reproducción en Centropomus parallelus (chucumite) bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a

Resumen………………………………………………………………………………... 51 Materiales y Métodos…………………………………………………………………... 54 Obtención y mantenimiento del lote de reproductores………………………………… 54 Diseño Experimental…………………………………………………………………… 55 Elaboración de implantes hormonales…………………………………………………. 55 Inducción al desove de C. parallelus mediante implantes de GnRH-a ……………….. 55 Evaluación de la efectividad de los tratamientos………………………………………. 57 Inducción al desove de C. parallelus mediante inyecciones de GnRH-a……………… 58 Análisis estadístico……………………………………………………………………... 58 Resultados……………………………………………………………………...………. 59 Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante implantes de GnRH-a 59 Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante inyecciones de GnRH-a

61

Discusión……………………………………………………………………………….. 61 Conclusiones…………………………………………………………………………… 66 Agradecimientos……………………………………………………………………….. 67 Literatura citada………………………………………………………………………... 68

Capítulo IV: Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis bajo condiciones de cautiverio empleando implantes de GnRH-a.

Resumen………………………………………………………………………………... 74 Materiales y Métodos…………………………………………………………………... 76 Obtención y mantenimiento del lote de reproductores………………………………… 76 Diseño Experimental…………………………………………………………………… 76 Inducción al desove de C. undecimalis mediante implantes de GnRH-a……………… 77 Evaluación de la efectividad de los tratamientos………………………………………. 78 Análisis estadístico……………………………………………………………………... 79 Resultados……………………………………………………………………...………. 80 Evaluación de la efectividad de los tratamientos………………………………………. 80 Discusión……………………………………………………………………………….. 81 Conclusiones…………………………………………………………………………… 86 Agradecimientos..……………………………………………………………...………. 87 Literatura citada…………………………………………………………………...…… 88



México.

Capítulo V: Evaluación de la Calidad Espermática del Robalo Chucumite (Centropomus parallelus) Usando Implantes de GnRH-a Bajo Condiciones de Laboratorio

Resumen……………………………………………………………………………….. 94 Introducción……………………………………………………………………………. 94 Materiales y Métodos………………………………………………………………….. 95 Obtención del lote de machos de C. parallelus……………………………………….. 95 Diseño experimental………………………………………………………………….... 96 Evaluación de la calidad espermática………………………………………………….. 96 Análisis estadístico.……………………………………………………………………. 97 Resultados……………………………………………………………………...………. 98 Discusión………………………………………………………………………………. 98 Conclusiones…………………………………………………...………………………. 100 Agradecimientos……………………………………………………………………….. 100 Literatura citada………………………………………………………………………... 101 Anexos



México.

CAPITULO I

PROTOCOLO DE TESIS



México.

Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a

1

I. INTRODUCCIÓN

Uno de los recursos pesqueros más importantes de México lo constituye el grupo de los

robalos. Su importancia económica es tan grande que ubica a este grupo de peces entre los

organismos más preciados tanto por los pescadores de la costa, como por los de aguas

interiores. Esta presión sobre el recurso ha generado una alta explotación ocasionando que

las capturas disminuyan; particularmente la de los organismos de tallas grandes -

compuestas principalmente por hembras adultas-. En otros países la problemática es

similar, al grado que investigadores de Estados Unidos, Centroamérica y Brasil han

externado su preocupación por llevar a cabo acciones que aseguren la continuidad del

manejo de este recurso (Tucker y Campbell, 1988; Taylor et al., 1998; Álvarez-Lajonchere

et al., 2002; Cerqueira y Tsuzuki, 2009). En los Estados Unidos de Norteamérica,

particularmente Florida y Texas, la pesquería deportiva de los robalos constituye una

derrama económica muy importante y han existido esfuerzos aislados por reproducir

artificialmente estas especies para la repoblación (Tucker y Campbell, 1988; McMichael et

al., 1989; Taylor et al., 1998; Neidig et al., 1999; Skapura et al., 1999 y Main et al., 2009).

Aunado a la problemática pesquera, existe un vacío importante de información en lo

referente a la biología general de la especie. Sobre su ecología de conocen algunos aspectos

generales, pero se desconoce casi en su totalidad datos acerca de las migraciones realizadas,

los tiempos en que se llevan a cabo y las razones por las cuales estos organismos se

desplazan tanto entre ecosistemas marinos y de agua dulce. Esta suma de carencias de

conocimiento científico agrava aún más la situación de este valioso recurso pesquero.



México.


2

En lo referente al manejo de los robalos en cautiverio existen esfuerzos en USA, Brasil y

recientemente en México. Sin embargo, falta mucho por hacerse para consolidar un paquete

tecnológico que permita manejar a estas especies; particularmente al robalo blanco

(Centropomus undecimalis) y al robalo chucumite (Centropomus parallelus). Esta situación

nos ha motivado a realizar estudios tendientes a la búsqueda de metodologías que permitan

la producción de crías mediante la reproducción en cautiverio. De ser factible esto, la

repoblación de áreas sobreexplotadas permitirá apoyar esfuerzos encaminados a una

pesquería sustentable y la engorda en sistemas acuiculturales.

II. ANTECEDENTES

Los robalos pertenecen al orden Perciformes, suborden Percoidei y a la familia

Centropomidae, la cual se compone de dos sub familias: Centropominae y Latinae, la

primera contiene el género Centropomus el cual es endémico de ambos litorales del trópico

de América con 12 especies de morfología muy semejante (Castro-Aguirre et al., 1999). En

las costas del Pacífico ocurren C. medius, C. viridis, C. robalito, C unionensis, C. armatus

y C. nigrescens; mientras que las costas del Atlántico se presentan C. pectinatus, C.

undecimalis, C. ensiferus, C. parallelus, C. mexicanus y C. poeyi (Rivas, 1986). La

segunda sub familia está formada por los géneros Lates y Psammoperca (Greenwood,

1976) y se encuentran solo en el Indo Pacífico y África.



México.


3

De las seis especies de robalo presentes en el Atlántico, el robalo blanco (Centropomus

undecimalis) y el chucumite (Centropomus parallelus) son comunes en los Estados

costeros del Golfo, particularmente en Tamaulipas, Veracruz y Tabasco y poseen un alto

valor comercial (Chávez, 1963). Estas especies son las únicas en las cuales se han realizado

esfuerzos por desarrollar técnicas de cultivo -por lo menos a nivel experimental. En el

presente capítulo se hace una revisión bibliográfica sobre algunos estudios que se han

realizado en el robalo blanco y el robalo chucumite. Cabe resaltar que la información sobre

biología, ciclo de vida y estructura poblacional de ambas especies es muy escasa (Zarza et

al., 2006a).

Características Generales de los robalos

Los robalos son organismos eurihalinos y diádromos, su capacidad de adaptación es tal que

lo mismo se les localiza en el interior -en ríos de agua dulce-, como en los límites de los

manglares, hábitats estuarinos, bocas de ríos, pastos marinos y hasta en ambientes

completamente marinos (Castro-Aguirre, 1999; Gilmore et al., 1983; Tucker y Campbell,

1988 y Blewett et al., 2009ab). Además, tienen un desarrollo sexual asincrónico y desove

fraccionado (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001) y presentan tolerancia a

ciertas condiciones ambientales que les confiere un gran potencial para su cultivo.

Presentan una buena adaptación a variados sistemas de cultivo, tales como jaulas, tanques y

estanques e intensidad de cultivo extensivo, semiintensivo y superintensivo en estuarios y

en la costa (Álvarez-Lajonchere y Tsuzuki, 2008).



México.


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Estudios sobre C. undecimalis

El robalo blanco es una especie hermafrodita protándrica que madura primero como macho

y cambia de sexo cuando alcanza mayor edad (Peters et al., 1998; Taylor et al., 2000).

Estos mismos autores determinaron que en organismos de 515 mm en promedio y edad de

3.4 años, las gónadas contienen tejido espermatogénico en degeneración y tejido ovárico en

desarrollo, sugiriendo que la reversión sexual de machos ocurre después de la liberación de

espermatozoides y muy rápidamente.

Algunos autores sugieren que el desarrollo larvario y primeros estadios de desarrollo de

este pez se llevan a cabo en un ambiente completamente marino, mientras que los juveniles

se desarrollan en agua dulce o salobre para su crecimiento. Es una especie gregaria la cual

tolera altas densidades en confinamiento, amplios rangos de salinidad y temperatura, así

como niveles bajos de oxígeno de hasta 1mg/L (Reyes et al., 2004).

Biología y Ecología

Algunos aspectos de la biología, ecología y cultivo del robalo blanco han sido estudiados

durante décadas. Entre los temas abordados se encuentran la alimentación, la reproducción,

descripción del hábitat, determinaciones de edad y crecimiento. Sin embargo, aún existe

poca información al respecto a pesar de que estos temas son medulares para el éxito en el

manejo de esta especie. Dentro de los estudios realizados destacan los siguientes:



México.


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Alimentación

McMichael et al. (1989) describieron la distribución, crecimiento y hábitos alimenticios de

juveniles del robalo blanco en Tampa Bay, Florida. Los resultados indican que juveniles

pequeños se encuentran en una gran variedad de condiciones en zonas poco profundas,

áreas rivereñas protegidas o de desagües con lodo o arena en el fondo y vegetación flotante

tales como Panicum sp., Polygonum sp. y Paspalum sp. Así como Rhizophora mangle y

Avicennia germinans. También se determinó que los juveniles de mayor talla ocupan orillas

de ríos y bahías. La tasa de crecimiento estimada para juveniles de esta especie fue de 0.6 a

0.7 mm/día. En cuanto a los hábitos alimenticios se determinó que los robalos menores a 45

mm se alimentan principalmente de copépodos y misidáceos, mientras que en tallas

mayores cambian su dieta por camarones palaemónidos y peces ciprinodóntidos y

poecílidos.

Teixeira (1997) determinó los hábitos alimenticios y la abundancia relativa de ejemplares

jóvenes de robalo blanco. Las muestras se tomaron de las orillas del sistema lagunar

Mundaú/Manguaba, Maceiò, Alagoas, Brasil, durante un año. Los resultados de este

estudio indican que los juveniles de C. undecimalis se alimentan de peces y mencionan

entre sus presas a Poecilia vivipara, Gobionellus oceanicus y Anchoviella lepidentostole,

además de crustáceos como copépodos calanoides y camarón de laguna Palaemon

pandaliforme. Los juveniles se encontraron presentes durante todo el año en el sistema

lagunar estudiado; sin embargo, la mayor abundancia se presenta durante la estación

lluviosa del invierno, ocupando diversos hábitats como vegetación marginal, manglares,

pastos marinos y lugares desprovistos de vegetación en este sistema lagunar.



México.


6

Reproducción

Tucker y Campbell (1988) determinaron la temporada de desove del robalo blanco en la

costa Este de Florida. Estos investigadores indican que los desoves ocurren desde Abril

hasta Octubre. Sin embargo, la mayoría de los desoves se presentaron en Julio y Agosto,

aparentemente inducidos por la disminución de la longitud de los días y por las

temperaturas altas que se presentan en esta temporada. Estos mismos autores también

indican que el final de la temporada puede deberse a la reducción en la salinidad del agua.

Taylor et al. (1998) determinaron los ritmos de desove de C. undecimalis en la costa

Atlántida de Florida, observando que la maduración ovárica comienza en Marzo o Abril y

finaliza en Octubre. También determinaron mediante pruebas histológicas que las hembras

desovan cada 1.1-2.5 días entre las 14 y 20 horas. Estos autores mencionan que la

maduración final de ovocitos se lleva a cabo independientemente de los ciclos de mareas o

fases lunares.

Grier y Taylor (1998) describieron las etapas de maduración testicular y regresión en el

robalo blanco. Esta última ocurre de Octubre a Febrero. Continúa la etapa de maduración

temprana de Febrero a Junio en la cual se presenta un aumento en volumen, anchura y

altura de los testículos. Posteriormente la etapa de maduración media ocurre de Abril a

Agosto y la maduración avanzada se presenta de Mayo a Octubre, durante este lapso las

partes proximales de los lóbulos se llenan de espermatozoides. Finalmente, se presenta otra

etapa de regresión que abarca Agosto-Diciembre en donde hay una disminución en longitud

y ancho testicular que empieza en la maduración avanzada.



México.


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Peters et al. (1998) hacen una amplia explicación sobre los aspectos reproductivos y etapas

tempranas de vida del robalo blanco en Florida. Estos autores sugieren que los peces

desovan cerca de las bocas de los ríos y que las hembras son más grandes en talla y edad

con respecto a los machos. Se cree que cambios lunares o de mareas estimulan la

maduración final antes del desove, siendo la temporada de desove de Mayo a Septiembre

con múltiples desoves. En primavera, los desoves ocurren a temperaturas mayores a 22 °C

y salinidades mayores a 27 ppm con incrementos en la actividad de desoves cuando se

presenta la luna nueva o llena. El comportamiento previo al desove se caracteriza porque la

hembra es acompañada de dos y hasta siete machos.

Grier (2000) describió el epitelio germinal del ovario y la foliculogénesis de C.

undecimalis. Menciona que el epitelio germinal está formado de células epiteliales o

prefolicuales que rodean a las células germinales, ya sea ovogonias u ovocitos,

respectivamente. Durante la foliculogénesis, las células epiteliales se transforman en células

prefoliculares y éstas en células foliculares en la finalización de la foliculogénesis

Perera et al. (2008), analizaron la dinámica reproductiva y poblacional de C. undecimalis,

determinando que la proporción aproximada de sexos es 1:2.2 (hembra:macho). El índice

gonadosomático en hembras presentó sus valores máximos en los meses de Agosto del

primer año de muestreo y Julio del segundo año, mientras que en los machos los valores

máximos se presentaron en Marzo. La talla de madurez del 50% de la población de

hembras fue a los 85 cm y 68 cm para machos.



México.


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Caballero-Chávez (2009) Analizó la talla de la primera madurez y composición de las

capturas de robalo blanco durante varios años. Los resultados indicaron que la composición

de la captura fue similar para todos los años. Sin embargo, la talla de primera madurez y el

50 % de organismos maduros disminuyeron de 86 cm de longitud furcal en 1997 a 76-78

cm en 2007.

Garduño-Dionate et al. (2009) realizaron muestreos mensuales de la captura comercial

ribereña de robalo blanco, en Ciudad del Carmen, Campeche, durante el periodo de

reproducción de esta especie de Mayo a Junio de 1987. Se determinó que la fecundidad

promedio está estimada es 3´260,850 huevos.

Gómez Ortiz et al. (2009) estudiaron los aspectos reproductivos del robalo blanco en el

Río, Pánuco, Veracruz y determinaron que la proporción hembra-macho fue de 1:1.

También se observó que el periodo reproductivo se presenta desde Junio hasta Septiembre,

siendo los machos ligeramente más pequeños que las hembras y alcanzando la madurez

sexual a tallas menores con respecto a las hembras.

Perera-García et al. (2009a) determinaron la biología reproductiva y poblacional del robalo

blanco en dos ambientes tropicales en Tabasco. Los resultados indicaron que en la zona

costera, el promedio mensual del índice gonadosomático de machos mostró una tendencia

similar al de las hembras, presentándose el período máximo de reproducción para esta

especie de Abril a Septiembre, presentando una relación con la época de lluvias y la



México.


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temperatura. También se determinó que la edad de la primera madurez sexual en machos

es de 5.8 años y para hembras 8 años.

Hábitat, edad y crecimiento

McMichael et al. (1989) describieron la distribución, crecimiento y rango de capturas de

juveniles de robalo blanco en Tampa Bay, Florida, en sus resultados comentan que el 72%

de los juveniles analizados tenían tallas menores a 70 mm. La salinidad encontrada en las

zonas de captura estaba en un rango de 0 a 32 ppm y la temperatura del agua de 15.4 a 35.6

ºC. También se estimó que estos peces crecen 0.6 a 0.7 mm/día.

Aliaume et al. (2000), estimaron la edad y el crecimiento de robalo blanco por medio de

otolitos en organismos colectados en diferentes sistemas estuarinos. Los resultados

indicaron que no hay diferencias en crecimiento entre los peces de estos sistemas. Juveniles

de menos de 100 días de edad capturados durante Agosto a Noviembre mostraron una tasa

de crecimiento más alta (0.67 mm/día) que los capturados en Diciembre a Julio (0.41

mm/día).

Lowerre-Barbieri et al. (2003) estudiaron las agregaciones de desoves de robalo blanco en

las costas del Atlántico en Florida para determinar si las capturas y posteriores liberaciones

afectan los desoves de este pez. Se observó que las zonas donde ocurren las agregaciones se

caracterizan por corrientes fuertes con una profundidad media y salinidad alta. También se

determinó que los robalos se mueven dentro y fuera de las zonas de agregaciones durante la

temporada reproductiva por medio de códigos de ultrasonidos. Finalmente estos autores



México.


10

sugieren que el estrés asociado a las capturas y liberaciones no parece ser causa para que

estos peces cesen la actividad de desove, pues en las hembras recapturadas no se

observaron altos niveles de atresia ovárica.

Pope et al. (2006) estudiaron el estatus del robalo blanco en Texas. Mencionan que este pez

tiene valor de carácter recreacional con decadencias en las capturas entre los años 40 hasta

1961. También determinaron el estatus de esta especie, encontrando que durante el periodo

comprendido entre 1975 y 2004 la tasa de captura anual fue baja (< a 1 robalo/red).

Además la estructura de la talla se caracterizó por una población de adultos de 300 mm de

longitud total.

Blewett et al. (2009 a y b) determinaron el uso de ríos y de un estuario abierto por el robalo

blanco y describieron su distribución, abundancia y uso de hábitat del robalo blanco en los

tres principales ríos que descargan sus aguas al estuario de Charlotte Harbor, en Florida.

Los resultados indicaron que esta especie fue abundante en el estuario con tallas de entre

100 y 1140 mm de longitud total, en sitios con manglares, vegetación costera y algas

marinas. La presencia de estos peces en los ríos sugiere la teoría de que el robalo blanco se

mueve del estuario abierto y costas marinas hacia los ríos durante los meses más fríos para

buscar aguas más estables o más cálidas. La abundancia de esta especie en las porciones de

agua dulce de los tres ríos fue alta en primavera y verano e incrementó al doble en otoño,

mientras que en invierno fue baja. Estos investigadores sugieren que una porción de la

población se mueve entre los ríos y el estuario abierto. Sin embargo, se requieren más

estudios para determinar las razones de estos movimientos.



México.


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Perera-García et al. (2009b) compararon la edad y crecimiento de C. undecimalis en dos

sistemas tropicales de Tabasco. Se determinó que las edades estimadas para la población

estudiada fueron de 2 a 17 años. Estos investigadores mencionan que los valores obtenidos

son característicos de especies con crecimiento relativamente lento y longevas.

McIvor et. al. (2009) estudiaron la ecología del hábitat de juveniles de un año de C.

undecimalis en el Golfo de México y Florida. Se determinó que estos juveniles están

asociados a las costas poco profundas, con estructuras en el fondo -raíces, tocones, etc.-

aguas relativamente en calma de baja velocidad y de baja a moderada salinidad.

Stevens et al. (2009) analizaron un modelo conceptual del uso del hábitat de juveniles de

robalo blanco y su aplicación a una variedad de sistemas estuarinos en Florida. Los análisis

indican que juveniles pequeños habitan lagunas costeras, humedales y remansos fluviales,

posteriormente ocupan los accesos a estas zonas como juveniles grandes antes de

dispersarse más ampliamente en todo el estuario. Adicionalmente, Huber et al. (2009)

describieron el hábitat preferencial de juveniles de C. undecimalis en la porción baja de río

Grande, Texas, indicando que los juveniles pequeños prefieren hábitats ribereños.

Manejo en cautiverio

En base a algunas características biológicas de las especies y debido a su importancia

económica, los robalos han sido considerados como especies susceptibles a cultivo.

Diversos estudios se han llevado a cabo para generar el paquete tecnológico que permita la

producción masiva de larvas y la engorda de estas especies en cautiverio. Si bien es cierto



México.


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que el cultivo del robalo asiático Lates calcarifer ya es una realidad, las especies de robalos

de América aún no cuentan con un paquete tecnológico adecuado. A continuación se

describen algunos trabajos que reflejan los esfuerzos realizados.

Alimentación

Main et al. (2009) identificaron las limitaciones morfológicas del robalo blanco,

demostrando que larvas de tres días post eclosión tienen un aparato digestivo pobremente

desarrollado lo cual limita su capacidad para consumir presas como los rotíferos en la

primera alimentación. Las larvas en la primera alimentación consumen ciliados, tintínidos,

dinoflagelados y pequeños nauplios de copépodos.

Wittenrich et al. (2009) estudiaron el acoplamiento entre el desarrollo osteológico del

aparato digestivo con la alimentación de larvas de robalo blanco. Los resultados revelaron

que las larvas de primera alimentación presentaron elementos esqueléticos rudimentarios y

seleccionaron sólo uno o dos de los tipos de presas disponibles (zooplancton ordenado por

talla chica (35-90 µm), zooplancton ordenado por talla mediana (91-270 µm), rotíferos,

nauplios de Artemia recién nacidos de menos de 12 horas de edad y Artemia de 48 horas de

edad). En relación con larvas de mayor edad que incluyen más tipos de presas en su dieta,

se observó que las altas tasas de mortalidad en los sistemas cerrados de cultivo puede ser

atribuido a la ausencia de un organismo pequeño adecuado.

Álvarez et al. (2010) evaluaron la capacidad digestiva usando bioquímica, histología y

herramientas moleculares durante las etapas larvales y juveniles de Centropomus



México.


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undecimalis. Los resultados indican que durante la ontogenia la tripsina, quimotripsina, L-

aminopeptidasa, carboxipeptidasa A, lipasa, amilasa y fosfatasa fueron detectadas en la

absorción del saco vitelino (dos días post fertilización). Incrementando sus actividades

entre los días 12 y 25 post fertilización. La pepsina se detectó 34 días post fertilización. Los

órganos digestivos mostraron capas tisulares; mucosas, submucosas y músculo liso.

También se amplificó el gen de tripsina y lipasa en páncreas de juveniles, los cuales

mostraron similitud con genes de tripsinas y lipasas superiores al 85% detectados en otros

peces.

García-Galano et al. (2003) estudiaron la ingesta de alimentos, evacuación gástrica, índice

de conversión alimenticia y el crecimiento del robalo blanco. Se determinó que la ingesta

de alimentos fue mayor en la tarde que por la mañana cuando los peces fueron alimentados

dos veces. La conversión alimenticia no presentó diferencias significativas y el tiempo de

evacuación gástrica disminuyó a medida que el número de comidas por día aumentó. El

peso promedio final fue mayor con 3 comidas al día (91 ± 25,4 g). La tasa de crecimiento

específico mostró un valor significativamente mayor al final del experimento (1,72 ±

0,002% día-1) con la frecuencia de alimentación tres.

Inducción al desove

Neidig et al. (1999) determinaron que el uso de Gonadotropina Coriónica Humana (GCH)

en C. undecimalis con dosis de 500 IU/kg de peso produce ovulación, huevos de buena

calidad y sobrevivencia larval.



México.


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Peters et al. (1998) realizaron desoves en cautiverio de robalo blanco. Estos investigadores

determinaron que los huevos alcanzan un diámetro de 700 µm y eclosionan entre 17 y 18

horas post-fertilización a temperaturas de 26 a 29 °C y salinidades de 28 a 38 ppm.

Skapura et al. (1999) probaron implantes de cuatro análogos de hormonas liberadoras de

gonadotropina (GnRH; Salmón (sGnRH), pollo (cGnRH-II), Sparidae (sbGnRH) y

mamíferos (mGnRH)) en C. undecimalis con dosis de 10 g/kg/día durante cinco días.

También usaron un grupo control y un grupo placebo. Los resultados indicaron que el uso

de implantes de mGnRH, sGnRH y cGnRH-II permite el éxito en la ovulación.

Sánchez-Zamora et al. (1999) evaluaron implantes de la hormona LHRH-a a dosis de 50 y

100 g/animal en robalo blanco. En este estudio no hubo respuesta hormonal a la inducción

a la maduración ni a los estímulos manuales. Tampoco se pudo introducir la cánula. Estos

investigadores sugieren que la falta de maduración se debió a que los animales eran de

tallas muy pequeñas, no eran de primera maduración y las dosis fueron bajas, así como los

cambios de salinidad y temperatura debido a la época de lluvias y nortes.

Gómez-Díaz-Durán (2002) evaluó el efecto crónico de la hormona LHRH-a en el

comportamiento reproductivo de robalo blanco, mediante la aplicación mensual de la

misma, a través de implantes durante el período no reproductivo usando dosis de 50 y 100

g de LHRH-a por animal/pellet y el período reproductivo con dosis de 200 y 300 g de

LHRH-a por animal/pellet. Los resultados indican para el primer caso que no hubo efecto

en la estimulación de la madurez gonádica durante las valoraciones mensuales y no se



México.


15

encontró ningún indicador de maduración gonádica. En el segundo caso se registró un

organismo (tratado con 300 g de LHRH-a por animal/pellet) que alcanzó el estadio de

vitelogénesis pero no logró avanzar a la madurez final. Las hembras tratadas con 200 g de

LHRH-a por animal/pellet) no presentaron avances de madurez gonádica.

Soligo (2007) realizó inducción al desove de robalo blanco con hembras silvestres y

machos de cautiverio usando LHRHa con 50 µg/kg. Con base en los resultados se

determinó que las hembras ovularon 36 horas post-inducción y obtuvieron un porcentaje

del 6% de fertilización, resultando 16,000 embriones.

Cerqueira (2009) realizó desoves de peces silvestres de robalo blanco durante la temporada

de reproducción, usando LHRHa. Este autor indica que obtuvo juveniles de robalo blanco

usando las técnicas de inducción al desove de chucumite. También menciona que las

hembras adultas mantenidas en cautiverio no desarrollaron ovarios que alcanzaran la

vitelogénesis. Sin embargo, continúan realizando esfuerzos para mejorar la maduración

sexual de esta especie en cautiverio.

Holt y Kline (2009) explican las experiencias obtenidas en el cultivo de robalo blanco en

Texas. Estos investigadores controlaron la temperatura y el fotoperiodo en verano y en

invierno (28 y 21ºC y 14 y 10 horas luz, respectivamente). También se programó un

sistema para imitar las fases lunares. El objetivo principal de estos investigadores fue

inducir al desove ejemplares de robalo blanco. Con el uso de esta técnica obtuvieron

huevos que no eran viables en luna llena en Agosto y una vez más cuatro días después. En



México.


16

Octubre se revisaron los reproductores obteniendo que la mayoría de los peces grandes eran

machos. Solamente se encontraron dos hembras con ovocitos pequeños de 200 µm.

Main et al. (2009) hacen una explicación del estatus y retos de la producción de robalo

blanco. Estos autores han desovado robalos del medio silvestre desde Abril hasta

Septiembre de 2003, obteniendo una gran cantidad de huevos fertilizados y avances en la

calidad de los mismos, usando sistemas de recirculación para maduración y desoves, así

como controlando el fotoperiodo y la temperatura. Determinaron que la concentración de

ácido araquidónico es más alta que en otros peces marinos. También indican que la calidad

de huevos fue mayor en Mayo, Junio y Julio. Finalmente, correlacionaron altos niveles de

ácido Docosahexaenoico con las altas tasas de fertilización, eclosión y sobrevivencia larval.

Resley et al. (2009) han hecho investigaciones sobre la maduración y desove de robalo

blanco. Las técnicas empleadas para la maduración incluyen el control fototérmico (control

de la luz diaria y el ciclo lunar) y la inducción hormonal para la maduración final. Se

determinó que los robalos no alcanzan la maduración final bajo control fototérmico, aunque

si es posible la maduración de la etapa vitelogénesis a post-vitelogénesis. Estos

investigadores usaron GnRH-a con dosis de 50 µm/kg en hembras maduras, obteniendo

desoves durante la temporada de reproducción y un año después antes de la temporada

reproductiva.

Sánchez-Zamora et al. (2009) han obtenido los primeros resultados positivos en C.

undecimalis sobre aspectos de maduración, desove en cautiverio y cría de larvas. Estos



México.


17

autores aplicaron choques de baja salinidad a 4 lotes de reproductores durante un mes.

Además se incluyó una dieta semihúmeda con pescado, calamar y Breed-M de INVE®. Se

encontró que en Agosto el lote donde se aplicó el cambio de salinidad (en Abril) maduraron

4 de 7 hembras y dos machos y en el control (alta salinidad constante) maduraron 2 de 7

hembras y dos machos; en el resto de los tratamientos no se encontraron hembras maduras

y el 70% de los machos eran espermiantes.

Crecimiento y engorda

Souza-Filho y Cerqueira (2003) evaluaron la influencia de la densidad de cultivo (3, 6 y 9

peces/m3) sobre el crecimiento, tasa de conversión alimenticia y la sobrevivencia de

juveniles de robalo blanco colectados del medio silvestre y aclimatados a dietas artificiales.

Los resultados indican que la tasa de conversión alimenticia y la sobrevivencia fueron

mejores en densidades de 3 y 6 m3. Sin embargo, la mejor tasa de crecimiento se obtuvo en

la densidad de cultivo más baja.

Reyes et al. (2004) evaluaron el comportamiento de juveniles de robalo blanco en

cautiverio (provenientes del medio natural). Se suministraron dos dietas semihúmedas a

base de harina de pescado combinada con alimento fresco. Los resultados indicaron que no

hubo mortalidad de estos organismos durante la fase experimental y determinaron que ésta

especie tiene un gran potencial al adaptarse a las condiciones de cultivo y al alimento

artificial. Sin embargo, estos autores plantean la necesidad de investigar sobre los

requerimientos nutricionales de la especie.



México.


18

Fraga et al. (2006) desarrollaron un banco de reproductores de robalo blanco por medio

del manejo de la alimentación. El estudio consistió de tres etapas en la preparación de los

progenitores durante 18 meses. La primera etapa se caracterizó por realizar alimentaciones

alternando los días, la segunda etapa alimentando todos los días excluyendo fines de

semana y la tercera etapa alimentando diariamente dos veces al día. Posteriormente se

suministró una dieta semi-húmeda por tres meses y alimento balanceado por un año. Se

determinó que el esquema de alimentación influyó en la dinámica del apetito de los robalos

y el consumo resultó mayor cuando se les ofreció alimento en días alternos, las hembras

mostraron mayor crecimiento que los machos y la sobrevivencia fue de 100%.

Zarza et al. (2006ab) estudiaron el crecimiento robalo blanco y chucumite en estanques

rústicos en agua dulce con crías de 5.5 cm provenientes del medio silvestre, las cuales

fueron alimentadas con tilapia (Oreochromis niloticus) -sembradas en dichos estanques

como especie forrajera-; encontrando que en estas condiciones de cultivo el crecimiento

para ambas especies resultó favorable, ya que las tallas y los pesos alcanzados se

encuentran dentro de los promedios reportados para estos peces. Estos mismos autores

evaluaron el crecimiento de robalo blanco y chucumite en estanques de concreto con agua

dulce y se observó que ambas especies mostraron un crecimiento isométrico. La velocidad

de crecimiento en talla fue similar entre ambas especies. Sin embargo, el crecimiento en

peso fue ligeramente mayor para robalo blanco que para chucumite. La alimentación fue ad

libitum a base de Oreochromis niloticus y Poecila sp., eliminando diariamente el sobrante

de alimento.



México.


19

Reyes et al. (2006) realizaron engorda de juveniles de robalo blanco en estanques de tierra.

Los peces se colectaron del medio silvestre y usaron agua salobre como parte de una opción

para cultivar robalo en aguas interiores; así como agua de mar en tinas de fibra de vidrio. Se

encontró que aunque no hubo diferencias significativas entre estos experimentos, la

ganancia en peso se obtuvo en los organismos tratados en el medio salobre.

Soligo (2007) cultivaron juveniles de robalo blanco por medio de una dieta comercial

(INVE-Bélgica®), una dieta experimental y metanauplios de Artemia enriquecidos con

Selco®. No hubo diferencias entre los tratamientos en cuanto a la sobrevivencia. Sin

embargo, para el crecimiento la dieta comercial presentó los mejores resultados.

Vidal-López et al. (2009) evaluaron el efecto del esteroide 17- estradiol en la proporción

de sexos de robalo blanco. El estudio consistió en seis periodos de exposición (7, 14, 21,

28, 35 y 42 días) usando alimento bioencapsulado impregnado con el esteroide. Los

resultados indicaron que los peces alimentados con la dieta enriquecida por 21 y 42 días,

mostraron mayor proporción de hembras con porcentajes de hasta 93%, mientras que el

grupo control presentó un porcentaje de 100 % machos. También se obtuvo el mejor

crecimiento con los peces expuestos al tratamiento por 21 días. La sobrevivencia en este

estudio varió entre 92 y 98 % entre los tratamientos.

Estudios sobre C. parallelus

El chucumite ha sido reportado como una especie catádroma de América, habita zonas

costeras desde Florida en Estados Unidos hasta Florianópolis en Brasil y su cultivo ha sido



México.


20

recomendado para el Golfo de México (Álvarez-Lajonchere et al., 2002 y Miller, 2005). El

periodo de reproducción de esta especie se ha reportado para los meses de Marzo-Agosto

(Pinheiro, 2005). Algunos autores como Tsuzuki et al. (2008) consideran que su carne es de

buena calidad y que esta especie es resistente al manejo en el cultivo, a las variaciones en la

calidad del agua así como a un amplio rango de salinidades (Cerqueira, y Brügger (2001).

Biología y Ecología

En el caso del robalo chucumite la información disponible sobre estudios en ambientes

naturales es escasa. La mayoría de estos están enfocados hacia aspectos de manejo en

cautiverio, habiendo sólo algunos estudios que a continuación se describen:

Alimentación

En un estudio con juveniles, Tonini et al. (2007) determinaron que el 90% del contenido de

la dieta está representado por animales pequeños, de los cuales el 70% corresponde a peces,

por lo que se puede decir que juveniles de esta especie tienen hábitos alimenticios

preferentemente ictiófagos.

Reproducción

Pinheiro (2005) estudió los aspectos reproductivos de chucumite para contribuir al manejo

sustentable de este recurso. Los machos presentaron longitudes de hasta 240 mm y las

hembras de 300 mm. La distribución del diámetro de ovocitos mostró que este pez presenta

un desove asincrónico. El período reproductivo abarca Marzo-Agosto con un pico

reproductivo en Mayo-Junio. El comienzo del ciclo reproductivo se caracteriza por la



México.


21

presencia de peces pequeños que abandonan el cauce cada vez mayor del río debido a las

precipitaciones, mientras que en Mayo, Junio y Julio predominan peces de mayor tamaño

que son estimulados por un caudal menor y la influencia cada vez mayor de la salinidad

causada por los frentes fríos que los lleva a emigrar a los estuarios a reproducirse. Este

autor recomienda la implementación de un alto a la pesca del robalo chucumite por seis

meses como una medida para el ordenamiento de la pesquería.

Manejo en cautiverio

En contraste con la poca información básica de la biología y la ecología de esta especie,

existe abundante información generada sobre su cultivo. La gran mayoría de esta

información proviene de Brasil, donde se han hecho diversas investigaciones tendientes a la

generación del paquete tecnológico para la producción masiva de crías y su engorda. En

Brasil se ha trabajado intensamente la reproducción y la larvicultura y actualmente se están

desarrollando pruebas de engorda, aunque aún no se han publicado resultados (Cerqueira,

comunicación personal). A continuación se presentan algunos de estos trabajos:

Maduración

Ferraz, et al. (2004) validaron un método de biopsia ovárica en vivo para evaluar la

maduración de ovocitos en chucumite. Se analizaron ovocitos intra-ováricos en fresco y

fijados en formol al 1% en una solución de NaCl 0.7%. Los resultados indicaron que se

encontraron ovocitos en diferentes etapas a lo largo de los ovarios con una distribución de

frecuencia unimodal del diámetro. Las muestras obtenidas con cánula fueron



México.


22

representativas de la porción central del ovario in vivo e in vitro de las siete hembras

examinadas.

Inducción al desove

Godhino et al. (2000) realizaron un estudio para la inducción de la reproducción en

chucumite de entre 25.6 y 56 cm de longitud y pesos entre 210 y 1740 g. En este estudio se

probaron dosis de 1, 2 y 5 UI/kg de HGC y se realizó fertilización externa. Los resultados

indican que las dosis empleadas en este estudio fueron eficaces, puesto que la tasa de

fertilización fue de entre 70 y 90 %.

Ferraz et al. (2002) determinaron la eficiencia del uso de la hormona LHRH-a en 42

hembras de entre 525 y 1580 g y 84 machos de entre 324 y 1041 g de chucumite usando

inyecciones e implantes de 50 µg/kg y un grupo control. Los peces desovaron una sola vez

entre 35 y 42 horas después de la inducción. Dos de las hembras implantadas con la

hormona desovaron dos veces en un intervalo de 24 h. En el experimento con implantes

produjeron 42.27 x 104 huevos/kg, la tasa de fertilización fue de 75.8 % y la de eclosión de

89.5 %. Estos autores indican que con el uso de las inyecciones los resultados fueron

similares.

Reis y Cerqueira (2003) realizaron inducción al desove de chucumite con la hormona

LHRH-a a diferentes dosis (30, 50 y 70 µg/kg) produciendo desoves de 56.2 %, diámetro

de ovocitos de entre 432 y 440 µm, huevos de 701 µm y fertilización de hasta 93.8 %.



México.


23

Cerqueira et al. (2005) probaron un protocolo de inducción al desove de chucumite con la

hormona GCH usando un sistema de incubación con diferentes densidades de huevos. Las

hembras se inyectaron con dosis de 1100 UI y los machos con 500 UI/kg de pez. De 19

inducciones hormonales se obtuvieron siete desoves naturales y el resto fue a través de

fertilización artificial. El promedio de fecundidad relativa fue de 373,000 huevos/kg y se

obtuvieron larvas viables de 43% en desoves naturales y 58% en desoves artificiales.

Cerqueira y Canarín (2008) estudiaron el efecto de diferentes dosis y múltiples inducciones

de LHRH-a en chucumite para obtener desoves consecutivos en una temporada

reproductiva usando implantes de colesterol. Se hicieron cinco inducciones en 16 hembras

con 15, 35 y 50 µg/kg y 32 machos sin implantes hormonales por cada inducción. De las 16

hembras, 10 tuvieron entre tres y cuatro desoves consecutivos. La mejor tasa de

fertilización se obtuvo con la dosis más alta probada en este estudio. En el cuarto desove se

logró obtener 500,000 huevos/kg.

Cerqueira y Tsuzuki (2009) realizaron seis pruebas experimentales de inducción al desove

de chucumite, de las cuales solo se obtuvo éxito en una hembra con ovocitos de 420 µm de

diámetro a partir de 1,500 UI de Gonadotropina Coriónica Humana por medio de

inyección. Estos resultados indican un porcentaje de fertilización de hasta 70 % y un

porcentaje de eclosión 86.51 %.

Cerqueira (2009) obtuvo desoves de chucumite con inyecciones de hCG y posteriormente

ha probado diferentes dosis de LHRH-a por medio de implantes para inducir la maduración



México.


24

final. El estudio indica que las hembras pueden ser inducidas una vez al mes resultando en

cuatro desoves consecutivos.

Araújo y Cerqueira (2005) evaluaron la influencia de la salinidad (15, 20, 25, 30 y 35 ppm)

sobre la eclosión de huevos y la calidad de larvas de chucumite a 26°C. El estudio indica

que los huevos eclosionaron alrededor de 17 horas después del desove en todas las

salinidades probadas. La tasa de eclosión más alta (95.2 %) se obtuvo en la salinidad de 35

ppm. También se observó larvas deformes en todas las salinidades probadas con

porcentajes de entre 18 y 43%.

Larvicultura

Cerqueira y Brugger (2001) probaron diferentes intensidades de luz para evaluar su

influencia sobre la sobrevivencia y la funcionalidad de la vejiga natatoria durante la etapa

larval de chucumite. Se usaron densidades de 30 a 50 L e intensidades de 50, 100, 200, 500,

1500 y 2500 lx y un grupo control en oscuridad total. La sobrevivencia máxima obtenida

fue de 16% y fue significativamente influenciada por la luz. El grupo control murió una

semana después del inicio del experimento. La mejor sobrevivencia se obtuvo con la

intensidad de 200 lx. La frecuencia y funcionalidad de la vejiga natatoria tuvo un rango de

36.8 a 100 % pero no se correlacionó con la intensidad de luz. Estos autores recomiendan la

cría de larvas de chucumite en una intensidad de luz de entre 200 y 1,500 lx.

Temple et al. (2004) evaluaron el efecto de la reducción de las densidades de presas durante

la cría de larvas de robalo chucumite para determinar su efecto sobre el comportamiento de



México.


25

forrajeo, crecimiento y supervivencia de las larvas. Se utilizaron densidades de 5, 10, 20 y

30 rotíferos/mL. Las larvas se caracterizaron por pasar gran parte de su tiempo sin nado y

ocasionalmente nadar abruptamente hacia la presa. El rango de presas usadas no afectó el

crecimiento o la sobrevivencia y no hubo diferencias en el comportamiento de búsqueda de

alimento en los tratamientos. La sobrevivencia de larvas fue más alta (38.8 %) cuando se

usó la densidad de 5 rotíferos/mL.

Álvarez-Lajonchere et al., (2004) realizaron un ensayo sobre cría de larvas de chucumite en

cautiverio, en Santa Catarina, Brasil, usando dosis de 50 µg/kg de LHRH-a. Este estudio

permitió obtener un 82.7 % de fertilización y una eclosión de 92%. Diariamente se

introdujeron microalgas Nannochloropsis oculata en los tanques de larvicultura desde el

día uno hasta el 20 después de la eclosión, rotíferos Brachionus rotundiformes durante el

primer mes y metanauplios de Artemia desde el día 19 al 66. Del día uno al 66 se les

proporcionó una dieta seca con 43.6 % de proteína. Se cosecharon 10,200 juveniles con una

sobrevivencia de 6.5 % y la tasa de conversión de alimento fue de 1.283 en el alevinaje.

Alves et al. (2006) realizaron pruebas experimentales para intentar disminuir el periodo de

destete en chucumite sin comprometer el crecimiento y la sobrevivencia de las larvas. Se

utilizaron larvas de 30 días post eclosión, las cuales se distribuyeron en cinco tratamientos a

los que se les administraba Artemia por cinco, 10 y 15 días co-alimentadas con una dieta

seca preparada por 10 días, con una dieta comercial y un grupo control con Artemia

únicamente. La sobrevivencia de las larvas fue de 91 % y éstas se destetaron exitosamente



México.


26

35 días después de la eclosión. Sin embargo larvas destetadas 40 días después de la

eclosión mostraron un mejor crecimiento.

Ostini et al. (2007) realizaron un estudio sobre el efecto de la densidad de cultivo sobre el

crecimiento de chucumite en jaulas flotantes en Sao Paulo, Brasil, usando densidades de 20

y 40 peces/m3 durante 160 días. Los peces se alimentaban con dietas comerciales de 40%

de proteína cruda alimentadas dos veces al día a razón de 3% de la biomasa por cada jaula.

La sobrevivencia y la conversión alimenticia no fueron diferentes entre los tratamientos.

Las medias de pesos finales, tasa de crecimiento específico y ganancia en peso fueron

mejores en las bajas densidades con respecto a las más altas.

Correa y Cerqueira (2007) determinaron el efecto de la densidad de siembra y la

distribución de la tallas sobre el crecimiento, sobrevivencia y canibalismo en juveniles de

chucumite. Se probaron tres densidades (1.5, 3 y 6 peces/L) en dos grupos de peces

homogéneos con longitudes de 22.1 mm y coeficiente de variación de longitud de 8 % y un

grupo heterogéneo con 22.7 mm y coeficiente de variación de longitud de 15 %. No hubo

interacción entre los dos factores probados. La tasa de canibalismo más alta se presentó en

el grupo heterogéneo (14.2 %) así como también la tasa de crecimiento más alta. Este

estudio indica que el crecimiento no se vio afectado por la densidad de peces. Sin embargo,

el canibalismo se correlacionó positivamente con la densidad pues fue la principal causa de

la mortalidad.



México.


27

Tsuzuki et al. (2008) evaluaron la sobrevivencia y el crecimiento en juveniles de C.

parallelus de 156 días post-eclosión y de 5.7 ± 1.27 g de peso, en diferentes densidades de

cultivo (50, 100 y 200 peces/m3) en jaulas flotantes. Estos autores señalan que no hay

diferencias en los parámetros evaluados entre las densidades probadas. Sin embargo, el uso

de densidades arriba de 200 peces/m3 no afecta la sobrevivencia, el crecimiento y la tasa de

conversión alimenticia de juveniles de chucumite. Además, con esta densidad la biomasa

final y la producción por área fue más alta.



México.


28

(B)

III. JUSTIFICACIÓN

El robalo blanco y el chucumite son especies con alto potencial para la acuacultura pues

constituyen pesquerías artesanales de gran tradición e importancia económica en el Golfo

de México y gran demanda en el mercado nacional por su calidad en sabor y carne. La

presión de la captura sobre las poblaciones naturales ha generado sobreexplotación y en

algunas zonas de pesca el recurso es cada vez más escaso. Ante esta problemática, es

necesario desarrollar técnicas de manejo en cautiverio que permitan impulsar la acuacultura

y disminuir la presión de las pesquerías. Sin embargo, estas especies presentan limitaciones

para su cultivo puesto que desde el punto de vista biológico existen problemas para

establecer técnicas de producción de crías en cautiverio. Además, las crías que se obtienen

de desoves inducidos son muy pequeñas, su alimento es diminuto y son muy vulnerables al

manejo. Esto implica que los incipientes esfuerzos de cultivo aún no logren cerrar el ciclo

de producción en cautiverio; además, actualmente se depende de las poblaciones naturales

para la conformación de lotes de reproductores.

El presente estudio pretende aportar información básica sobre la reproducción inducida de

robalo blanco y chucumite que permita la obtención de larvas bajo condiciones controladas.

Esto, con el fin de establecer técnicas que conduzcan al cultivo de ambas especies en

Tabasco.

(A) (B)



México.


29

IV. OBJETIVOS

GENERAL:

Evaluar la reproducción inducida en Centropomus undecimalis y Centropomus parallelus

bajo condiciones de cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a.

PARTICULARES:

Evaluar la efectividad de inyecciones e implantes de GnRH-a en la inducción a la

reproducción en Centropomus parallelus y la efectividad de implantes en

Centropomus undecimalis.

Determinar la calidad de huevos y larvas obtenidos a partir de inyecciones e

implantes de GnRH-a en Centropomus parallelus y Centropomus undecimalis.



México.


30

V. LITERATURA CITADA Aliaume, C., Zerbi, A., Joyeux, J. C. y Miller, J. M. 2000. Growth of juvenile Centropomus undecimalis in a tropical island. Environmental Biology of Fishes 59: 299–308. Álvarez, G., C. A., Gaxiola-Cortés, G., Jiménez-Martínez, L. D., Sánchez-Zamora, A., Arena-Ortiz, L., Martínez-Bruguete, T., Tovar-Ramírez, D., Concha-Frías, B., Márquez-Couturier, G., Perales-García, N., Ascencio.Alcudia, G. G. y JesúS-Ramírez, F. 2010. Avances en la fisiología digestiva del robalo blanco (Centropomus undecimalis) en Tabasco, México. En: Cruz-Suárez, L. E. Ricque-Marie, D., Salazar, M., Nieto-López, M. G., Villareal-Cavazos, D. A., Gamboa-Delgado, J. (Eds), Avances en nutrición acuícola X Memorias del X Simposio Internacional de Nutrición Acuícola, 8-10 de Noviembre, San Nicolás de los Garza, N. L. México. Universidad Autónoma de Nuevo León, Monterrey, pp. 99-232. Álvarez-Lajonchere, L., Cerqueira, R. V., Diniz, S. I., Araújo, J. y Reis, M. 2004. Primeras bases para una tecnología sostenible de producción de juveniles de robalo chucumite Centropomus parallelus Poey. Hidrobiológica, 14 (1): 37-45. Álvarez-Lajonchere, L. y, Hernández Molejón, O. G. 2001. Producción de juveniles de peces estuarinos para un centro en América Latina y el Caribe: diseño, operación y tecnologías. The World Aquaculture Society, Baton Rouge, LA, 424 p. Álvarez-Lajonchere, L. y Tsuzuki, M. 2008. A review of methods for Centropomus spp. (Snooks) aquaculture and recommendations for the establishment of their culture in Latin America. Aquaculture Research, 39, 684-700. Álvarez-Lajonchere, L., Cerqueira, R. V., Reis M. 2002. Desarrollo embrionario y primeros estudios larvales del robalo chucumite, Centropomus parallelus Poey (Pisces, Centropomidae) con interés para su cultivo. Hidrobiológica, 132 (002): 89-99. Alves, T. T., Cerqueira, R. V. y Brown, J. A. 2006. Early weaning of fat snook (Centropomus parallelus Poey 1864) larvae. Aquaculture 253: 334– 342. Araújo, J. y Cerqueira, V. R. 2005. Influência da salinidade na incubação de ovos do robalo-peva (Centropomus parallelus Poey, 1860). Maringá, 72: (1), 85-89. Blewett, D. A., Stevens, P. W., Taylor, R., Champeau, T. R. y Winner, B. L. 2009a. Use of rivers and an open estuary by common snook Centropomus undecimalis and comments on factors influencing cyclical seasonal movements. In: Segundo Simposio Internacional sobre Biología y Cultivo de robalos. Villahermosa, Tabasco, México. Aquafish. Collaborative Research Support Program. p26.



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México.

CAPITULO II

VARIACIÓN REPRODUCTIVA EN HEMBRAS SILVESTRES DE CHUCUMITE

Centropomus parallelus MEDIANTE EL EMPLEO DEL DIÁMETRO DE OVOCITOS

Revista: Kuxulka´b



México.


37

Variación Reproductiva en Hembras Silvestres de Chucumite Centropomus parallelus Mediante el Empleo del Diámetro de Ovocitos

Contreras García María de Jesús*, Contreras-Sánchez Wilfrido M., Mcdonal-Vera

Alejandro, Hernández-Vidal Ulises, Vidal López Juan Manuel, Álvarez-González Carlos A. y Páramo-Delgadillo Salomón.

Laboratorio de Acuicultura Tropical, División Académica de Ciencias Biológicas, Universidad Juárez Autónoma de Tabasco

Km. 0.5 Carretera Vhsa-Cárdenas, entronque a Bosques de Saloya 86039 Villahermosa, Tab.

*[email protected]

Resumen

En el presente trabajo se describe la variación reproductiva en hembras de Centropomus

parallelus (chucumite) empleando el diámetro de ovocitos a lo largo del tiempo de

muestreo; se determinó el grado de madurez de los mismos y se usó este valor como

indicador para aplicar tratamientos hormonales de inducción al desove. Se determinó que la

temporada reproductiva para las poblaciones de la costa de Tabasco de esta especie se

presenta de Octubre a Marzo, siendo el mes de Marzo ideal para la inducción a desoves al

observar hembras con diámetros promedio de ovocitos de 426.07 ± 37.54 µm. Para el mes

de Octubre se observaron los diámetros de ovocitos más pequeños con 324.86 ± 105.02

µm.

Introducción

Los robalos en general, son peces costeros, eurihalinos y euritérmicos que realizan

migraciones constantes entre agua salada y dulce. Son carnívoros y su alimentación es

básicamente de peces y crustáceos, son también depredadores oportunistas (Cerqueira,

2004). Los desoves ocurren en el mar, cerca de las desembocaduras de los ríos, con poca

profundidad, temperaturas de 25 a 30 °C y salinidad de 35 ppm (Roberts, 1987). El

chucumite, es un robalo de talla pequeña que habita las costas del continente Americano. Se

distribuye desde la costa Este de Florida, USA hasta la zona centro de Brasil (Cerqueira y

Canarín, 2008). En México, se reporta su presencia en Tamaulipas, Veracruz, Tabasco y

Campeche (Chávez, 1963).



México.


38

Dentro del ciclo de vida de todo ser viviente, la reproducción es uno de los procesos más

importantes y más aún cuando se trata de una especie con potencial para cultivo, siendo el

ciclo reproductivo uno de los parámetros más importantes en la dinámica de poblaciones

(Dománico y Lauce, 2008). Es así que el conocimiento de la biología reproductiva de

cualquier especie es indispensable para un manejo eficiente en la reproducción artificial

(Estay et al., 1990). Se ha reportado que los peces de la familia Centropomidae son

especies de desarrollo asincrónico y desove fraccionado. En este aspecto, Cerqueira (1995)

menciona que las hembras que presentan ovocitos desarrollados con diámetro mayor a las

400 µm son las mejores para ser empleadas para la inducción al desove.

Por otra parte, para evaluar la calidad del desove en peces no hay consenso general, que no

sean más que las características morfológicas de los huevos y la capacidad de sobrevivencia

de los eleuteroembriones después de la eclosión y en el momento de la primera

alimentación una vez absorbido el saco vitelino (Bromage, 1995). A pesar de ello, se

utilizan diversos criterios dentro de los que destacan las características propiamente dichas

de los huevos como es el diámetro de ovocitos (Álvarez-Lajonchere, 2006), el cual es un

indicador de la madurez sexual en las hembras cuando alcanzan un diámetro considerado

(Sierra-De la Rosa, 2007); puesto que el diámetro tiende a disminuir a medida que avanza

la temporada de reproducción (Bone et al., 1995).

Adicionalmente, dentro de los estudios sobre variación reproductiva en diversos peces

destacan los de Bromage y Cumaranatunga (1988); Valdevenito et al. (1995); Flores y Hirt

(1998); Arellano-Martínez et al. (2001); Lucano-Ramírez et al. (2005); Dománico y Lauce

(2008), quienes mencionan que los ciclos reproductivos están probablemente relacionados

con el fotoperiodo, la temperatura, los ciclos lunares (impactando las mareas) y la

disponibilidad de alimento en los sitios de crianza para la alimentación de las crías. Dada la

importancia ecológica y comercial del chucumite en el Sureste Mexicano, el presente

estudio plantea como objetivo describir la variación reproductiva de hembras de

Centropomus parallelus mediante el empleo del diámetro de ovocitos en relación al tiempo,



México.


39

determinando el grado de madurez de los mismos y el momento idóneo para aplicar la

inducción hormonal para obtener desoves viables.

Materiales y Métodos

Obtención del lote de hembras de C. parallelus

Se capturaron 273 reproductores de C. parallelus de Diciembre de 2008 a Marzo de 2010

en las costas de Jalapita, Centla, Tabasco, con ayuda de pescadores de la Sociedad

Cooperativa “San Ramón”, empleándose redes de arrastre de luz de malla de 3 pulgadas.

Con base en bibliografía existente de la temporada de desove y a la experiencia de los

pescadores de la comunidad, las capturas se hicieron mensualmente. Sin embargo, se logró

realizar muestreos en siete meses, trasladando los peces a la Estación Temporal de

Acuicultura Marina del Laboratorio de Acuicultura Tropical, de la División Académica de

Ciencias Biológicas (DACBiol) de la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco (UJAT).

Se revisaron 179 hembras en total, con un peso promedio de 273.04 ± 93.82 kg y una talla

promedio de 29.78 ± 4.00 cm.

Obtención de ovocitos y medición del diámetro de los mismos

Los reproductores se anestesiaron con metanosulfonato de tricaína (MS-222); se registró el

peso, la longitud, el sexo y la fecha de captura. Posteriormente se realizó la canulación de

las hembras adultas con una sonda número 5 y 90 cm de longitud, para obtener muestras de

ovocitos, determinar su diámetro y establecer el estado de maduración a través del tiempo

de acuerdo al diámetro de ovocitos considerado como maduro y óptimo para inducir

desoves en robalos (Cerqueira, 1995). Las muestras de ovocitos se colocaron en tubos

cilindrocónicos de 2 mL de capacidad debidamente etiquetados y se fijaron en formol al 4%

con el número de hembra y fecha correspondiente, para su posterior medición en el

laboratorio. Finalmente se tomó una muestra de 30 ovocitos por hembra para determinar su

diámetro por medio de un micrómetro de ocular calibrado en un microscopio estereoscopio

(Zeiss®) y se registraron los datos para su análisis.



México.


40

Análisis estadístico

Se realizó un análisis de covarianza (ANCOVA) para determinar si existían diferencias

estadísticas entre el diámetro de ovocitos de hembras durante el período comprendido de

Diciembre de 2008 a Marzo de 2010, empleando como factor principal los meses de

muestreo y como covariables el peso y talla de las hembras. La variable de respuesta

empleada fue el diámetro de los ovocitos.

Resultados

El análisis de covarianza indica que existen diferencias estadísticamente significativas entre

el diámetro de ovocitos de hembras para los distintos meses muestreados (p < 0.001),

siendo las hembras del mes de Marzo de 2010 las que presentaron el diámetro mayor de

ovocitos en promedio con 426.07 ± 37.54 µm y el diámetro menor en promedio las

hembras del mes de Octubre de 2009 con 324.86 ± 105.02 µm (Fig. 1). Este mismo análisis

permitió identificar que la covariable talla de la hembra tiene un efecto altamente

significativo en el diámetro de los ovocitos (p < 0.001) mientras que el peso de la hembra

no influye (p = 0.17). El efecto del tamaño de la hembra consistió en que a mayor talla de la

hembra, mayor diámetro de los ovocitos.



México.


41

Meses

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16

Diá

met

ro (

m)

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

Figura 1. Diámetro promedio (± EE) de ovocitos de C. parallelus obtenidos en siete meses

de los 16 meses muestreados. El número entre paréntesis indica el número de hembras

muestreadas por mes. Letras diferentes indican diferencias estadísticas significativas entre

meses.

cd (23)

D E F M A M J J A S O N D E F M

2008 2009 2010

a (12)

b (12)

bc (12)

e (101)

de (7)

e (12)



México.


42

Discusión

La presencia o ausencia de organismos adultos maduros en la zona de desove fue empleada

como un indicador de la temporada de reproducción del chucumite C. parallelus. En los

meses de Junio a Septiembre de 2009 no hubo presencia de organismos en los muestreos

realizados en las costas de Tabasco; reapareciendo a partir del mes de Octubre del mismo

año. La presencia de hembras con capacidad reproductiva desde Octubre hasta Mayo indica

que esta es la extensión de la temporada de reproducción de la especie. Nuestros datos

sugieren que la temporada reproductiva de esta especie es estacional con desoves. Aunado a

esto, en investigaciones simultáneas se ha podido inducir desoves empleando GnRHa en

este mismo periodo, obteniéndose ovocitos con diámetros entre 371.25 ± 63.31 y 428.80 ±

44.27 µm (datos no publicados). En investigaciones similares con Centropómidos se han

reportado datos para C. parallelus por Cerqueira y Canarín (2008) en donde se obtuvieron

desoves (81.30 % de las inducciones) conforme se acercaba la temporada reproductiva

alcanzando un pico hacia Febrero y disminuyendo hacia Mayo con dosis de 15, 30 y 50

µg/kg de LHRH. También, Cerqueira y Tsuzuki (2009), registraron una inducción exitosa

al desove en una hembra que presentó huevos con diámetro de 420 µm a la que se le aplicó

una inyección de 1,500 UI de Gonadotropina Coriónica Humana. El porcentaje de

fertilización obtenido en ese trabajo fue de 70.03 % y el de eclosión fue de 86.51 %.

Con respecto a la estacionalidad reproductiva de otras especies de peces, se ha reportado

que en especies de climas fríos tal como el pejerrey patagónico (Odontesthes hatcheri) la

temporada de reproducción también es estacional con un período que va desde Septiembre

a Diciembre además de ser considerado un desovador parcial igual que C. parallelus, lo

cual puede ser una respuesta a cambios de temperatura y fotoperiodo (Dománico y Lauce,

2008). Valdebenito et al. (1995), señalan que el huaiquil o roncador (Micropogonias

manni) presenta desove fraccionado y una sola reproducción anual que abarca un período

de reproducción que va desde Diciembre a Febrero, comenzando el proceso de reabsorción

gonadal en éste último mes. También, el pargo lunarejo (Lutjanus guttatus), presenta

desove asincrónico y fraccionado donde se observan las gónadas en desarrollo y

generalmente desova la mayor parte del año, lo que indica que esta especie presenta un



México.


43

período reproductivo prolongado, observándose dos picos reproductivos entre Marzo y

Abril y Agosto y Noviembre (Arellano-Martínez, et al., 2001). En otras especies como el

pez demersal Pseudupeneus grandisquamis se reproduce principalmente en dos periodos,

uno a mediados (Julio) y otro hacia finales (Diciembre) del año. El tipo de desove es

similar a C. parallelus pues presenta desarrollo de ovocitos de tipo asincrónico. El diámetro

promedio alcanzado a medida que avanza el grado de desarrollo de los mismos es de

270.8+10.7 µm (Lucano-Ramírez et al., 2006). En C. parallelus existe una tendencia

similar en el aumento de diámetro de ovocitos durante los meses de Noviembre a Marzo.

En Hemiodus orthonops los ovocitos en vitelogénesis temprana se caracterizan por un

diámetro que va de 252 hasta 540 µm patrón que se observa en C. parallelus. El período de

desove se extiende entre los meses de Septiembre y Diciembre. El tipo de desove responde

al denominado múltiple o parcelado, desovando dos lotes de ovocitos por ciclo

reproductivo (Flores y Hirt, 1998). En Prionotus ruscarius los ovarios en maduración y

maduros se pudieron identificar varias fases de desarrollo de los ovocitos, lo que indica que

tiene un ovario de desarrollo asincrónico y su periodo reproductivo relativamente largo

(Enero a Junio) lo que conlleva a que estas especies se pueden reproducir varias veces en

un año (Lucano-Ramírez et al., 2005). En otras especies tales como Cynoscion jamaicensis

(tonquicha), el desove se produce en el río Orinoco en forma parcial. El período de máxima

actividad reproductiva está comprendido entre Septiembre y Febrero, coincidiendo con la

época de baja salinidad del medio, como consecuencia de la descarga del río. Esta especie

presenta gran heterogeneidad en los diámetros de los ovocitos, encontrándose diámetros

desde 205 hasta 400 µm, con un valor promedio de 350 µm. La variabilidad encontrada en

el diámetro de los ovocitos de C. jamaicensis, permite señalar que la especie presenta un

desarrollo asincrónico de sus ovocitos, lo cual es indicativo de un desove parcial o

fraccionado (Marcano y Alió, 2001), situación que también ocurre en C. parallelus.

En cuanto a la relación que se presenta entre la longitud de las hembras con respecto al

diámetro de ovocitos, Bagenal (1969) menciona que hembras grandes producen huevos de

mayor tamaño y Miñano et al. (2003), reportan que existe una correlación significativa

entre estos dos parámetros en el ciprínido Gobio gobio, denotando que las hembras de esta



México.


44

población tienden a presentar ovocitos de mayor diámetro cuanto mayor es la longitud. En

nuestra especie de estudio se presenta un parámetro similar puesto que hembras de mayor

talla producen huevos más grandes.

Por otro lado, la talla de primera madurez sexual de los individuos de P. grandisquamis es

24.43 cm de longitud total y representa el tamaño medio para el cual las hembras de la

población han entrado en actividad sexual (Dománico y Lauce, 2008), similares a las tallas

mínimas observadas en C. parallelus con 29.78 ± 4.00 cm. Aún cuando las tallas mínimas

de madurez encontradas en hembras de Lactophrys quadricornis son inferiores a C.

parallelus con 170 mm de longitud total, el período reproductivo abarca varios meses. Las

hembras en madurez sexual se encuentran en Junio, Julio, Septiembre, Enero y Febrero. El

diámetro de los ovocitos va de 399 a 932 µm, encontrándose en un mismo ovario de 5 a 8

clases de diámetro de ovocitos (Ruíz et al., 1999). Así también, la longitud media de

maduración sexual en Prochilodus nigricans es de 24.3 cm en las hembras, con una época

de reproducción que se prolonga desde Diciembre hasta Marzo y un pico máximo en Enero

(Montreuil et al., 2001). Este comportamiento se presenta también en C. parallelus

teniendo una temporada reproductiva amplia. En otras especies la talla media de primera

madurez sexual es de alrededor de 10 y 11.5 cm para Strangomera bentincki y Engrauli.

ringens, respectivamente. La época de mayor actividad reproductiva es para los meses de

Julio-Agosto en S. bentincki y Julio-Septiembre en E. ringens. Es posible que la extensión

del período de desove en cada año sea dependiente de las condiciones ambientales y de la

estructura demográfica del stock (Cubillos et al., 1999). Para C. parallelus, es probable que

durante los meses de Junio a Septiembre no se hayan capturado adultos debido a que como

lo han reportado diversos autores, ésta es una especie migratoria que pasa períodos en

aguas interiores llegando a desovar al mar por lo que probablemente están en el proceso de

crecimiento de las primeras etapas de desarrollo de sus ovocitos activando mecanismos que

son indispensables para que se lleve a cabo el proceso de reproducción. Zohar y Mylonas,

(2001) reportan que los peces con estrategias migratorias para la reproducción tienen que

experimentar cambios fisicoquímicos que les permitan tolerar cambios en la salinidad.



México.


45

Coincidentemente, este período de captura de adultos en fase reproductora ha sido

reportado para esta especie en Brasil (Noviembre-Abril; Cerqueira, et al., 2005).

Conclusiones

De acuerdo con lo observado en este estudio, la época reproductiva en poblaciones de C.

parallelus en las costas de Tabasco, abarca el período comprendido entre Octubre y Marzo,

presentándose la oportunidad de planificar desoves en peces recién capturados con un

diámetro mayor a 300 µm por medio de tratamientos hormonales bajo condiciones de

cautiverio.

Agradecimientos

Este trabajo fue financiado por Fisheries and Aquaculture Collaborative Research Support

Program, número de acceso 1374. El F&A CRSP es parcialmente financiado por la United

States Agency for International Development (USAID). Financiamiento No. LAG-G-0-96-

90015-00 y por otras instituciones participantes. Las opiniones vertidas son exclusivas de

los autores y no necesariamente reflejan los puntos de vista de la US Agency for

International Development.

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CAPITULO III

INDUCCIÓN DE LA REPRODUCCIÓN EN Centropomus parallelus (CHUCUMITE) BAJO

CONDICIONES DE CAUTIVERIO EMPLEANDO INYECCIONES E

IMPLANTES DE GnRH-a

Revista: Journal of the World Aquaculture Society



México.


50

Inducción de la reproducción en Centropomus parallelus (chucumite) bajo condiciones de 1

cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a 2

Contreras-García, María de J., Contreras-Sánchez, Wilfrido, Hernández-Vidal, Ulises, 3

Mcdonal-Vera, Alejandro, Vidal-López, Juan Manuel, Álvarez-González, Carlos A. y 4

Patiño, Reynaldo*. 5

Laboratorio de Acuicultura Tropical. 6

División Académica de Ciencias Biológicas. UJAT. 7

0.5 km. carretera Villahermosa – Cárdenas, 8

Villahermosa 86040 Tabasco, México 9

* Texas Tech 10

Autor Correspondiente: PhD, Wilfrido Contreras-Sánchez 11



México.


51

Institución del autor correspondiente: División Académica de Ciencias Biológicas, 12

Universidad Juárez Autónoma de Tabasco 13

Primer autor: María de Jesús Contreras-García, Biol. 14

Orden de autores: Contreras-García, María J., Biol., Contreras-Sánchez, Wilfrido M., PhD. 15

Hernández-Vidal, Ulises, MSc, Mcdonal-Vera, Alejandro, MSc, Vidal-López, Juan 16

Manuel, MSc, Álvarez-González, Carlos A., PhD y Patiño, Reynaldo*, PhD. 17

18

Resumen 19

El robalo Centropomus parallelus (chucumite), es un pez ampliamente distribuido 20

en la costa Atlántica de América, desde el sur de Estados Unidos hasta el sur de Brasil. En 21

México es común en los Estados costeros del Golfo, particularmente en Tamaulipas, 22

Veracruz y Tabasco en los cuales poseen un alto valor comercial. En el presente estudio se 23

realizaron dos experimentos para la inducción de la reproducción C. parallelus empleando 24

inyecciones e implantes de GnRH-a para evaluar la efectividad de la hormona y determinar 25

la calidad de huevos y larvas obtenidas. En el primer experimento se empleó la técnica de 26

implantes hormonales, determinándose la efectividad de la hormona, así como la calidad de 27

huevos y larvas puesto que en las dosis probadas (100 y 200 µg/pez) se presentaron 28

desoves. Se obtuvieron porcentajes de fertilización de hasta 100 % en algunas unidades 29

experimentales con las dosis probadas. Para el caso de las larvas, la dosis de 100 g/kg 30

registró los mejores resultados para la talla inicial. En el segundo experimento se utilizó la 31

técnica de inyección (probando dosis de 75 y 150 g/kg de pez), en los cuales solo se 32



México.


52

evaluó la efectividad de la hormona en el incremento del diámetro de ovocitos después de 33

la inyección puesto que no hubo desoves. De este modo se determinó que la dosis de 150 34

g/kg fue la mejor al presentar el mayor diámetro de ovocitos después de la inducción. 35

36

Palabras clave: Centropomus parallelus, inducción de desove, GnRH-a 37

38

El robalo Centropomus parallelus (chucumite), está distribuido en el Atlántico de 39

América, desde el sur de Estados Unidos hasta el sur de Brasil. En Latinoamérica hay 12 40

especies de robalo, seis de las cuales se encuentran en el Atlántico y el Caribe (Álvarez-41

Lajonchere y Tsuzuki, 2008). En México, el chucumite es común en los Estados costeros 42

del Golfo en los cuales posee un alto valor comercial (Chávez, 1963). El Estado de Tabasco 43

presenta un gran potencial para el desarrollo de la acuacultura debido a su geografía e 44

hidrología. Sin embargo, la implementación de estas actividades se ha enfocado hacia 45

especies exóticas como la tilapia (Rojas y Mendoza, 2000) y en el caso de especies nativas 46

como el chucumite se tiene muy poco conocimiento sobre su biología y técnicas de manejo 47

para la inducción de la reproducción. 48

49

En acuacultura, algunas especies de peces de interés comercial son difíciles de 50

reproducir en cautiverio. Para lograrlo es necesario aplicar algunos métodos de inducción 51

del desove; pero en otros casos el uso de hormonas se requiere para adelantar el proceso de 52

reproducción y hacer más eficiente el uso de la infraestructura (Álvarez-Lajonchere y 53

Hernández-Molejón, 2001). 54

55



México.


53

Uno de los métodos empleados para la obtención de crías de peces difíciles de 56

desovar en cautiverio implica el uso de hormonas que induzcan la maduración y el desove. 57

Dentro de estos métodos se emplean tratamientos hormonales mediante la aplicación de 58

inyecciones o implantes. En el primer caso, la dosis total de la hormona se debe inyectar en 59

dos o tres dosis parciales; las primeras para que se active el desarrollo de las gónadas hasta 60

una fase pre-ovulatoria y la última para terminar la maduración final de los ovocitos y así 61

producir la ovulación y desove (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). En el 62

caso de los implantes, estos se utilizan para sincronizar la ovulación y desove, así como 63

para adelantar el período de desove de algunas especies (Mylonas et al., 1995). Algunas de 64

las ventajas que ofrece este método son alcanzar hasta 100 % de efectividad en la respuesta, 65

así como la eliminación del uso de inyecciones frecuentes, estresantes y causantes de 66

muertes en especies que no resisten manipulaciones frecuentes (Álvarez-Lajonchere y 67


69

Por otro lado, existe una gran variedad de hormonas empleadas para la inducción al 70

desove en peces. Sin embargo, los análogos del factor u hormona liberadora de 71

gonadotropina (GnRHa) son los mejores. Estas hormonas actúan en los primeros eslabones 72

de la cadena reproductiva induciendo a los peces a producir sus propias gonadotropinas 73

además de ser funcionales en dosis bajas (Zohar, 1989 y Álvarez–Lajonchere y Hernández, 74

2001). 75

76

Dentro de los trabajos realizados para inducir la reproducción de esta especie 77

destacan los realizados por Godhino et al. (2000); Ferraz et al. (2002); Reis y Cerqueira, 78



México.


54

(2003); Cerqueira et al. (2005); Cerqueira y Canarín (2008); Cerqueira y Tsuzuki (2009) y 79

Cerqueira (2009) quienes lograron grandes avances en la obtención de larvas de chucumite 80

usando tanto Gonadotropina Coriónica Humana y GnRHa. En los trabajos revisados en la 81

presente investigación, se observa que el principal problema para hacer estudios de robalo 82

es que los organismos empleados para este fin se obtienen del medio natural., por lo que 83

existe una dependencia de las poblaciones naturales, causando presión no solo sobre 84

adultos sino también en juveniles. En el presente trabajo se buscan alternativas que 85

permitan obtener crías bajo condiciones de cautiverio a través de la inducción al desove y 86

evaluar la calidad de las larvas que se obtengan de dichos desoves para coadyuvar en la 87

sustentabilidad de este recurso. 88

89

Materiales y Métodos 90

Obtención y mantenimiento del lote de reproductores 91

La presente investigación se llevó a cabo en la Estación de Acuicultura Marina del 92

Laboratorio de Acuicultura Tropical de la División Académica de Ciencias Biológicas 93

(DACBiol) de la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco (UJAT), ubicado en la 94

localidad de Jalapita, Centla, Tabasco, México. 95

96

Se colectaron 36 reproductores de C. parallelus del medio silvestre (12 hembras y 97

24 machos) para cada experimento, con redes de luz de malla de 3 pulgadas. Estos peces se 98

mantuvieron en tinas con capacidad de 25 m3 y se alimentaron con sardinas (Clupeidae) 99

capturadas en la zona. 100



México.


55

Diseño experimental 101

En un principio, debido a la carencia de unidades experimentales en algunos 102

experimentos (uno con implantes y uno con inyecciones) se empleó un diseño en bloques 103

completos al azar (fecha de replicación) probando tres tratamientos (0 µg/pez; 100 µg/pez y 104

200 µg/pez) con cuatro pseudoreplicaciones a lo largo del tiempo (habiendo dos semanas 105

entre replicaciones). Posteriormente, en otros experimentos (uno con implantes y uno con 106

inyecciones) se empleó un diseño completo aleatorizado con cuatro replicas probando las 107

dosis señaladas anteriormente. 108

109

Elaboración de implantes hormonales 110

La metodología para la preparación de los implantes de GnRH-a que se empleó en 111

la presente investigación, es la descrita por Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón 112

(2001) para implantes de LHRH-a y se modificó de acuerdo a las concentraciones que se 113

utilizaron en este estudio. La metodología consistió en disolver la hormona GnRH-a en 114

etanol al 50%. Esta solución se mezcló con colesterol hasta obtener una consistencia 115

pastosa y se colocó en una incubadora a 35 ó 40 C por una hora para secarla. El polvo 116

resultante se mezcló bien con manteca de cacao (sirvió como aglutinante). La mezcla se 117

empacó como comprimido en un molde de acrílico. Posteriormente se extrajeron los 118

comprimidos y se guardaron en refrigeración (5 ºC) en tubos de polietileno individuales. 119

120

Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante implantes de GnRH-a 121

En estos experimentos se emplearon tanques circulares de plástico de 2 m de 122

diámetro conectados a un tanque cilindrocónico de 40 L, conteniendo en su interior una 123



México.


56

bolsa de organza de 400 m de luz de malla como colector de huevos. Se utilizó agua de 124

mar en todos los tanques y se hicieron recambios diarios de agua del 50 %. Durante el 125

experimento se monitoreó el oxígeno disuelto, la temperatura (oxímetro YSI55®) y la 126

salinidad (Refractómetro SR6 Vital Sine Premium®). Los experimentos efectuados en el 127

presente estudio se llevaron a cabo en condiciones de 6.98 ± 0.76 mg/L de oxígeno 128

disuelto, 25.08 ± 2.23 ºC de temperatura; y 30.68 ± 3.05 ppm de salinidad en promedio. 129

130

Previamente a la inducción se realizó un muestreo in vivo de los ovocitos 131

intraováricos mediante la canulación de las hembras con una sonda para alimentación 132

calibre 5 y 90 cm de longitud para verificar la maduración empleando un micrómetro de 133

ocular adaptado a un microscopio estereoscopio (Zeiss®). 134

135

En cada tanque se colocó una hembra y dos machos seleccionados al azar. Los 136

organismos se midieron y pesaron con un ictiómetro convencional y una balanza digital 137

Torrey® con precisión de 2 g, respectivamente. A cada una de las hembras se le implantó la 138

concentración deseada de hormona GnRH-a (Argent Labs®) (control, 100 ó 200 µg/pez). 139

Para la aplicación del implante los organismos se anestesiaron con metanosulfonato de 140

tricaina (MS-222®), el implante se colocó en la cavidad peritoneal debajo de la aleta 141

pectoral con una aguja estéril para implantes (AVID®). Seguidamente, se aplicó crema 142

antibiótica gentamicina en el área donde se colocaron los implantes para evitar infecciones 143

(Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). A todos los machos de los tratamientos 144

donde las hembras recibieron hormona se les colocó un implante de 100 µg de GnRH-a/pez 145

esperando que la maduración se diera con una sola dosis dado que los implantes se 146



México.


57

colocaron en la temporada de desove. Se esperó a que ocurrieran los desoves para proceder 147

a la incubación de los huevos. Los huevos se colectaron por reboso utilizando las bolsas 148

colectoras y posteriormente se pasaron a cubetas de plástico de 40 L con agua de igual 149

salinidad, temperatura y aireación suave. Se incubaron únicamente los huevos que se 150

mantuvieron flotantes puesto que estos se consideran viables (Álvarez-Lajonchere y 151


153

Evaluación de la efectividad de los tratamientos 154

Se evaluó la efectividad de los tratamientos mediante la ocurrencia o no de desoves 155

y la calidad de los mismos empleando el número de huevos y el porcentaje de fertilización. 156

El número de huevos se estimó por volumen, tomándose tres muestras de 50 mL en 157

diferentes lugares del tanque. Posteriormente se realizó el conteo de cada muestra 158

empleándose 1mL por muestra (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). El 159

porcentaje de fertilización se evaluó para poder distinguir los huevos (por presencia de 160

blastómeros) de los óvulos no fecundados analizándose 100 huevos de cada unidad 161

experimental bajo el microscopio estereoscópico. 162

163

Para evaluar la calidad de los huevos y larvas se tomaron en cuenta algunos de los 164

parámetros descritos por Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) y Hernández-165

Vidal (2002), determinándose como criterios de calidad el diámetro de huevo, número de 166

huevos, porcentaje de fertilización, porcentaje de eclosión y crecimiento en longitud de las 167

larvas. El diámetro de huevo se determinó empleando una muestra de 100 huevos de cada 168

desove y se midieron con un micrómetro de ocular calibrado en un microscopio 169



México.


58

estereoscopio (Zeiss®; Hernández-Vidal, 2002). Se incubaron los huevos de cada desove 170

que se mantuvieron pelágicos y posteriormente se evaluó el porcentaje de eclosión 171

siguiendo la misma metodología empleada para determinar fertilización. Se registró el 172

número total de larvas por conteo directo (Hernández-Vidal, 2002). Las larvas eclosionadas 173

se mantuvieron en recipientes limpios con las mismas condiciones a las que se incubaron 174

hasta la primera alimentación (Hernández-Vidal, 2002) y se determinó el porcentaje de 175

sobrevivencia. Se registró la longitud de 100 larvas por unidad experimental al momento en 176

que se observó la absorción del saco vitelino. 177

178

Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante inyecciones de GnRH-a 179

En estos experimentos se empleó la misma metodología planteada para implantes, 180

con excepción del método de aplicación y las dosis de la hormona empleadas (0, 75 y 150 181

µg/kg de hembra y 50 µg/kg de macho. En este caso la hormona se disolvió en 10 mL de 182

solución salina. 183

184

Análisis estadístico 185

Se emplearon análisis de covarianza para evaluar la efectividad de los tratamientos 186

usando como factor principal las dosis de hormona empleadas y como factor bloqueado la 187

fecha de replicación (pseudoréplica) en un experimento con implantes y en uno con 188

inyecciones. También se utilizaron como variables de respuesta el diámetro de huevos (en 189

los casos donde se presentaron desoves), el diámetro final de ovocitos (en los casos donde 190

no ocurrieron desoves) y la longitud de larvas a la absorción del saco vitelino. Se utilizaron 191

como covariables el peso de las hembras y el diámetro inicial de ovocitos. Las variables 192



México.


59

porcentaje de fertilización y porcentaje de eclosión se analizaron empleando un análisis de 193

Chi-cuadrada. Todos los análisis se realizaron empleado el paquete estadístico 194

STATGRAPHICS™ V 5.1. Las diferencias estadísticamente significativas se consideraron 195

empleando un nivel de confianza de p 0.05. 196

197

Resultados 198

Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante implantes de GnRH-a 199

Los tratamientos con implantes en los dos experimentos indujeron desoves en la 200

mayoría de las hembras tratadas (14 de 16), mientras que ninguna de las hembras de los 201

grupos control presentó desove. Debido a esto, en el análisis estadístico solo se incluyeron 202

los organismos tratados con hormona. En los dos experimentos no se observaron 203

diferencias estadísticamente significativas (ANOVA; p = > 0.05) para el número de huevos 204

producidos por hembra entre los tratamientos (10,093 ± 7,757 para 100 µg/pez y 9,640 ± 205

7,795 huevos en promedio para 200 µg/pez; para el primer experimento y 56,881.00 ± 206

21,442.60 para 100 µg/pez y 27,646.9 ± 2,878.70 huevos en promedio para 200 µg/pez, en 207

el segundo experimento). Los resultados del ANCOVA para el diámetro de huevos en 208

ambos experimentos indican que no hay un efecto significativo de la dosis empleadas 209

(ANCOVA; p > 0.05), los valores promedio del primer experimento fueron 607.17 ± 68.03 210

µm para la dosis de 100 µg/pez y 605.98 ± 51.61 µm para la dosis de 200 µg/pez. Para el 211

segundo experimento, los resultados en promedio fueron de 636.00 ± 16.74 y 600 ± 47.14 212

para las dosis de 100 y 200 µg/pez, respectivamente. No hubo efecto significativo de la 213



México.


60

fecha de pseudo-replicación, del peso de la hembra, ni del diámetro inicial de ovocitos 214

(ANCOVA; p > 0.05). 215

216

El desove ocurrió aproximadamente 30 horas post-implante y la eclosión ocurrió 20 217

horas después. El análisis estadístico para la fertilización en ambos experimentos indica que 218

existen diferencias altamente significativas entre los tratamientos con hormona (X2; p < 219

0.001), siendo los implantes de 100 µg/pez los que presentaron los resultados más altos 220

(99.5 ± 0.7 % para el primer experimento y 30.00 ± 12.49 % para el segundo experimento) 221

en contraste con los peces inducidos con 200 µg (85.7 ± 18.3 % para el primer experimento 222

y 13.66 ± 7.77 % para el segundo experimento). También se observaron diferencias 223

significativas entre los tratamientos con hormona para el porcentaje de eclosión en el 224

experimento uno (X2; p < 0.001), presentándose resultados mas altos en los peces tratados 225

con 200 µg/pez, que para aquellos tratados con 100 µg (97.2 ± 5.5 y 89.4 ± 0.01 %, 226

respectivamente). En el segundo experimento, el porcentaje de eclosión para todos los 227

casos en los que hubo desoves fue de 0 %. 228

229

De todas las hembras que desovaron en el primer experimento, solo sobrevivieron a 230

la primera alimentación las larvas de una hembra del tratamiento con 100 µg/pez y las 231

larvas de dos hembras del tratamiento con 200 µg/pez del primer experimento. Las larvas 232

de la dosis de 100 µg/pez midieron en promedio1.72 ± 0.25 mm y las de 200 µg/kg 1.61 ± 233

0.12 mm. Para el primer caso se obtuvieron 35, 399.99 larvas, mientras que para el segundo 234

caso el número fue mayor con 141, 600. 00 ± 154, 432.11 larvas en promedio. 235



México.


61

Experimentos de inducción al desove de C. parallelus mediante inyecciones de GnRH-a 236

Los tratamientos con inyecciones en los dos experimentos no indujeron desoves en ninguno 237

de los peces tratados con la hormona, ni tampoco en los grupos control; debido a esto, solo 238

se midió el diámetro final alcanzado por los ovocitos posterior al tratamiento. Los 239

resultados estadísticos de los dos experimentos realizados indican que no hay un efecto 240

significativo de la dosis empleada, de la fecha de pseudo-replicación, del diámetro inicial 241

de los ovocitos, ni del peso de las hembras (ANCOVA; p > 0.05) sobre el diámetro final de 242

los mismos. Los valores promedio para diámetro final de ovocitos del primer experimento 243

fueron 392.62 ± 88.80 µm para la dosis de 150 µg/kg, 360.37 ± 71.93 para la dosis de 75 244

µg y 325.00 ± 68.73 para el grupo control, mientras que los valores promedio del diámetro 245

final de ovocitos para el segundo experimento fueron 481.25 ± 120.03 µm para dosis de 246

150 µg/kg, 441.75 ± 104.92 para la dosis de 75 µg y 399.37 ± 51.47 µm para el grupo 247

control. 248

249

Discusión 250

El presente estudio permitió inducir exitosamente el desove de C. parallelus 251

mediante la técnica de implantes; sin embargo, las inducciones con inyecciones no dieron 252

resultados satisfactorios. La calidad de huevos obtenidos empleando implantes se considera 253

como buena al obtenerse porcentajes de fertilización y porcentajes de eclosión dentro de los 254

rangos reportados para peces marinos por Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 255

(2001). Cerqueira y Canarín (2008) obtuvieron desoves y larvas al inducir a la reproducción 256

de C. parallelus con implantes de GnRH-a con dosis menores a las empleadas en el presente 257



México.


62

trabajo (30 y 50 µg/kg). También, Ferraz et al. (2002), obtuvieron desoves de C. parallelus 258

por medio del uso de implantes e inyecciones de LHRH-a con dosis de 50 μg/kg entre 35-259

42 horas después de aplicados los tratamientos. Estos autores indican que no hubo 260

diferencias entre el uso de una técnica u otra para la inducción al desove de la especie en 261

cuestión al no registrar diferencias significativas entre el número de huevos producidos por 262

hembra, el porcentaje de fertilización y la eclosión. Sin embargo, en nuestro estudio el uso 263

de inyecciones no indujo al desove en ninguna unidad experimental. Los resultados 264

negativos se pueden deber por un lado, a que los ovocitos no habían completado la 265

vitelogénesis; por otro lado, las dosis empleadas pudieron no ser efectivas al haberse 266

aplicado en una sola inyección. Otro factor importante a considerar es que se emplearon 267

peces recientemente capturados. Esto puede implicar que las hembras ya hubieran 268

participado en desoves en su ambiente natural y que estaban en proceso de producción del 269

siguiente lote de ovocitos para el consecuente evento reproductivo. 270

271

Si bien, algunos de los trabajos reportados para Brasil han generado resultados 272

positivos con la misma especie empleando inyecciones de hormonas (Cerqueira, et a., 273

2005; Ferraz et al., 2002; Reis y Cerqueira, 2003 y Cerqueira y Tsuzuki, 2009). Álvarez-274

Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) mencionan que el hecho de que una técnica o 275

metodología funcione para una especie, no significa que funcionará para la misma especie 276

en otras condiciones, por lo para cada especie, localidad y condición se requiere ajustar los 277

tratamientos de inducción en condiciones controladas para evaluar los resultados. 278

279



México.


63

En otras especies de peces Berlinsky et al. (1996), indican que el uso de implantes 280

de GnRH-a produce huevos viables en desoves repetidos de Paralichtys lethostigma 281

(lenguado del Sureste), puesto que la hormona se va liberando de manera sostenida para 282

inducir la ovulación. Lee et al. (1986), mencionan que Chanos chanos (chano) tratados con 283

LHRH-a por medio de implantes alcanzaron la madurez tanto en el género masculino como 284

en el femenino y que a su vez el uso de los implantes hormonales evita la manipulación 285

continua de los peces que están bajo estudio hormonal y por lo tanto el estrés. Khay (1980), 286

solo obtuvo avances en el crecimiento de ovocitos al estimular la vitelogénesis en Carassius 287

auratus (pez dorado) y en Ophiocephalus striatus (cabeza de serpiente) con implantes de 288

GCH. 289

290

Duncan et al. (2003), determinaron que la hormona LHRH-a induce la maduración 291

final de los ovocitos en Sphoeroides annulatus (botete diana), ya sea por medio de la 292

técnica de inyecciones o implantes. La mayoría de los peces tratados ovularon pero no 293

todos desovaron. Estos autores comentan que el uso de implantes reduce el estrés en los 294

peces. En nuestro estudio el uso de ésta técnica permitió que los peces solo se sometieran al 295

manejo una sola vez al aplicar los implantes sin la necesidad de hacer manipulaciones 296

posteriores por lo que probablemente se redujo el estrés significativamente y se logró el 297

éxito en el desove. 298

299

Otro punto importante en nuestro estudio es que la inducción al desove con 300

implantes es siempre exitoso cuando se emplean hembras dentro de la temporada 301

reproductiva independientemente de que la inducción se lleve a cabo en diferentes fechas 302



México.


64

(pseudo-replicación). También fue posible identificar que el peso de las hembras no influyó 303

en el tamaño final de los huevos obtenidos. En contraste a esto, Bagenal (1969) sugiere que 304

la edad de madurez de las hembras puede afectar el tamaño de los huevos y que hembras de 305

mayor talla producen huevos más grandes. 306

307

Reis y Cerqueira (2003) obtuvieron desoves con organismos de esta especie en 308

Brasil empleando inyecciones con dosis por kilogramo de pez (mismas dosis para hembras 309

y machos) de 30, 50 y 70 µg a partir de diámetro de ovocitos de 425 µm, el tratamiento se 310

aplicó en algunos casos más de una vez. En nuestro estudio, se emplearon dosis únicas por 311

organismo; ésta situación pudo haber sido clave en los resultados obtenidos puesto que las 312

inyecciones de GnRHa alcanzan niveles elevados en pocas horas y tienen un efecto 313

relativamente corto. Los niveles más altos se han observado en las primeras horas de 314

aplicación del tratamiento, por lo que es posible que la acción de la hormona dentro del pez 315

no estimule el desarrollo completo del ovocito cuando estos se encuentran en etapas 316

tempranas de desarrollo y por lo tanto que no se alcance el desove (Álvarez-Lajonchere y 317

Hernández-Molejón, 2001). Similarmente, Cerqueira et al. (2005) usando Gonadotropina 318

Coriónica Humana (GCH) por medio de inyecciones, obtuvieron desoves con dosis de 319

1,100 UI; en algunos casos los desoves fueron naturales y en otros artificiales. En este 320

sentido, Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) recomiendan que las inyecciones 321

deben hacerse en dosis parciales para permitir que se lleve a cabo todo el proceso de 322

desarrollo del ovocito. Fitzpatrick et al. (1987), determinaron que la hormona GnRH-a es 323

eficaz en la aceleración de la maduración de ovocitos en Oncorhynchus kisutch (salmón 324

coho) con inyecciones parciales. Sin embargo, los mejores resultados se obtienen cuando se 325



México.


65

hace una buena selección de los peces que probablemente respondan al tratamiento 326

hormonal y que éste se aplique en el momento más favorable. 327

328

Prat et al. (2001), argumentan que el uso de GnRH-a en inyecciones parciales con 329

presencia o ausencia de una dosis de pimozida incrementa el diámetro de los ovocitos en 330

Dicentrarchus labrax L. (lubina) 48 horas después de la segunda inyección. Sin embargo, 331

los peces tratados únicamente con GnRH-a mostraron los mejores resultados. En ese 332

estudio se logró obtener desoves en todos los grupos tratados ya sea con GnRH-a o en 333

combinación con pimozida. El porcentaje de huevos viables fue bajo, por lo que estos 334

autores mencionan que la aplicación de la hormona debe realizarse cuando los ovocitos 335

hayan completado la vitelogénesis para poder obtener una buena fecundidad y calidad de 336

huevos. 337

338

En el presente estudio se logró inducir desoves en hembras que presentaban 339

ovocitos >350 µm de diámetro. Este resultado es muy valioso puesto que Cerqueira (1995) 340

propuso con anterioridad que la aplicación del tratamiento hormonal en robalos debe 341

realizarse cuando el diámetro de los ovocitos se encuentre entre 400 y 500 µm. Nuestros 342

resultados indican que la inducción puede ser exitosa con ovocitos más pequeños. 343

Adicionalmente Sullivan et al. (2003) mencionan que la inducción al desove debe 344

realizarse cuando se haya completado el crecimiento del ovocito pues de lo contrario los 345

peces en cautiverio inician el proceso de atresia y con ello nunca se logra el desove. En el 346

presente estudio se demuestra que las inyecciones no logran inducir desoves en hembras 347



México.


66

con ovocitos pequeños y potencialmente no maduros; pero si se obtienen desoves con 348

implantes. Esto confirma que la liberación lenta de la hormona puede finalizar la 349

maduración del ovocito e inducir la ovulación. 350

351

En términos generales, el uso de la técnica de implantes dio resultados positivos en 352

este estudio como consecuencia de que la hormona se va liberando lentamente dentro del 353

cuerpo del pez, permitiendo de este modo que el ovocito tenga oportunidad de ir 354

desarrollando su crecimiento de manera paulatina hasta llegar a su desarrollo completo. Sin 355

embargo, la técnica de inyección no permitió obtener resultados satisfactorios pues la 356

hormona tiene una liberación máxima de 12 horas dentro del pez, provocando que la 357

respuesta se de casi inmediatamente y que no haya una ventana de oportunidad para que el 358

ovocito madure lentamente y por lo tanto en algunos casos los ovocitos sean de mala 359

calidad e inicien el proceso de atresia. 360

361

En relación a la calidad de larvas en nuestro estudio, la talla inicial alcanzada por las 362

larvas fueron similares a los estudios realizados por Álvarez-Lajonchere et al. (2002) con 363

tallas de entre 1.70 a 2.00 mm y un promedio de 1.85 ± 0.08 mm. Así, Peters et al. (1998) 364

en el robalo blanco en Florida reportan tallas de larvas eclosionadas de entre 1.4 a 1.5 mm. 365

366

Conclusiones 367

Con base en los resultados obtenidos concluimos que el uso de GnRH-a por medio 368

de implantes permite incrementar el diámetro de ovocitos e induce la maduración de los 369



México.


67

mismos y en consecuencia el desove con dosis de 100 y 200 µm/pez. Con esta técnica se 370

obtuvieron larvas viables de C. parallelus y a partir de diámetro de aproximadamente 370 371

µm; a pesar de que se empleó un diámetro de ovocito inferior a lo recomendado en la 372

literatura para los Centropómidos. Para el uso de inyecciones es necesario profundizar en 373

investigaciones sobre el momento y las dosis adecuadas para aplicar el tratamiento 374

exitosamente. 375

376

Agradecimientos 377

Este trabajo fue financiado por Fisheries and Aquaculture Collaborative Research 378

Support Program, número de acceso 1374. El F&A CRSP es parcialmente financiado por la 379

United States Agency for International Development (USAID). Financiamiento No. LAG-380

G-0-96-90015-00 y por otras instituciones participantes. Las opiniones vertidas son 381

exclusivas de los autores y no necesariamente reflejan los puntos de vista de la US Agency 382

for International Development. 383



México.


68

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México.

CAPITULO IV

INDUCCIÓN DE LA REPRODUCCIÓN DE Centropomus undecimalis (robalo blanco) EN

CAUTIVERIO MEDIANTE IMPLANTES DE GnRH-a

Revista: Journal of the World Aquaculture Society



México.


73

Inducción de la reproducción en Centropomus undecimalis (robalo blanco) en cautiverio 1

mediante implantes de GnRH-a 2

Contreras-García, María de J., Contreras-Sánchez, Wilfrido, Hernández-Vidal, Ulises, 3

Mcdonald-Vera, A., Márquez-Couturier, G., Cifuentes-Alonso, M. F. y Patiño, Reynaldo*. 4

Laboratorio de Acuicultura Tropical. 5

División Académica de Ciencias Biológicas. UJAT. 6

0.5 km. carretera Villahermosa – Cárdenas, 7

Villahermosa 86040 Tabasco, México 8

* Texas Tech 9

Autor Correspondiente: PhD, Wilfrido Contreras-Sánchez 10



México.


73

Institución del Autor correspondiente: División Académica de Ciencias Biológicas, 11

Universidad Juárez Autónoma de Tabasco 12

Primer autor: María de Jesús Contreras-García, Biol. 13

Orden de Autores: Contreras-García, María J., Biol., Contreras-Sánchez, Wilfrido M., PhD. 14

Hernández-Vidal, Ulises MSc,, Mcdonal-Vera, Alejandro MSc., Márquez-Couturier, 15

Gabriel MSc., Cifuentes Alonso, María Fernanda, Ecol. y Patiño, Reynaldo*, PhD. 16

17

Resumen 18

Se realizaron desoves de robalo blanco (Centropomus undecimalis) en cautiverio, 19

usando implantes de 100 y 200 µg de GnRH-a por pez en dosis únicas y un grupo control 20

que no recibió hormona. Con las dos dosis probadas de GnRH-a se obtuvieron desoves con 21

porcentajes de fertilización de hasta 100% por unidad experimental y un rango de 60 a 76% 22

por tratamiento. El porcentaje de eclosión obtenido estuvo entre 50 y 100 % y las larvas 23

obtenidas presentaron tallas de entre 1.56 ± 0.08 y 1.98 ± 0.05 mm a la absorción del saco 24

vitelino. 25

26

Palabras clave: Centropomus undecimalis, inducción de desove, GnRH-a 27

El robalo blanco, Centropomus undecimalis, es un pez tropical eurihalino, además 28

de ser una especie hermafrodita protándrica (Rivas, 1986; Taylor et al., 2000). Es también, 29

uno de los peces más apreciados por los pescadores artesanales del Golfo de México por 30



México.


74

sus características alimenticias y su alto valor en el mercado local y regional (Perera et al., 31

2008). 32

33

Estos peces muestran elevado potencial para su cultivo por la excelente calidad de 34

su carne, fácil adaptación al cautiverio. Es una especie carnívora, incluyendo en su dieta 35

peces y crustáceos (Taylor et al., 2000) y acepta muy rápidamente el alimento artificial 36

(Sánchez-Zamora et al., 2003). Sin embargo, es difícil de obtener desoves en cautiverio por 37

lo que el uso de hormonas inductoras de la reproducción son necesarias para estimular el 38

evento reproductivo (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). 39

40

Diversos autores han hecho intentos por obtener desoves de robalo blanco, 41

obteniendo avances. Sin embargo, aún cuando se logre obtener desoves, el siguiente 42

conflicto ha sido el poder mantener vivas las larvas ya que la sobrevivencia hasta la fecha 43

ha sido baja (Sánchez-Zamora, 2009). 44

45

Dentro de los avances obtenidos en reproducción inducida en robalo blanco, se 46

incluyen estudios de maduración, ovulación y en algunos casos desoves y larvas viables, 47

aunque los porcentajes de fertilización, eclosión y sobrevivencia han sido bajos (Neidig et 48

al., 1999; Skapura et al., 1999; Sánchez-Zamora et al., 1999; Gómez-Díaz-Durán, 2002; 49

Soligo, 2007; Holt y Kline, 2009 y Sánchez-Zamora et al., 2009). Por esta razón, los 50

estudios sobre reproducción en cautiverio de robalo blanco siguen siendo una prioridad en 51

la búsqueda de mejores métodos y técnicas para el manejo de esta especie. 52

53



México.


75

En el presente estudio se planteó la necesidad de usar implantes hormonales como 54

vehículo de aplicación hormonal, puesto que estos tienen una liberación más lenta que las 55

inyecciones induciendo que el pez libere de manera pausada y natural, sus propias 56

hormonas para que se lleve a cabo la reproducción (Álvarez-Lajonchere y Hernández-57

Molejón, 2001). 58

59

Materiales y Métodos 60

Obtención y mantenimiento del lote de reproductores 61

En el presente estudio se emplearon organismos silvestres adaptados a condiciones 62

de cautiverio por tres años. En este lote de organismos se seleccionaron nueve hembras con 63

tallas entre 60 y 91 cm y entre 1,896 y 5,290 kg de peso y 18 machos con tallas entre 61 y 64

83 cm y entre 1806 y 3,886 kg de peso. Los organismos se mantuvieron en la Estación de 65

Acuicultura Marina del Laboratorio de Acuicultura Tropical, de la División Académica de 66

Ciencias Biológicas (DACBiol), de la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco (UJAT), 67

en Jalapita, Centla, Tabasco, México. La adaptación a condiciones de cautiverio se llevó a 68

cabo en tanques de geomembrana de 25 m3 y fueron alimentados a base de sardinas 69

silvestres de la familia Clupeidae colectadas en el mar y alimento Breed-M de INVE®. 70

71

Diseño experimental 72

Debido a la insuficiencia de tanques se empleó un modelo de bloques completos al 73

azar (fecha de replicación) con tres tratamientos (0 µg/pez, 100 y 200 µg/pez de GnRH-a) y 74

tres pseudoreplicaciones. 75

76



México.


76

Inducción al desove de C. undecimalis mediante implantes de GnRH-a 77

En este experimento se empleó la metodología base propuesta por Álvarez-78

Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001. Se usaron tanques circulares de geomembrana de 79

4 m de diámetro conectados a un sistema de recirculación, usando como recolector de 80

huevos un tanque cilindrocónico de 100 L conteniendo una bolsa de tela de organza con luz 81

de malla de 400 m. Se utilizó agua de mar en todos los tanques y se hicieron recambios de 82

agua del 50 % diariamente. Se monitoreó el oxígeno disuelto, la temperatura (oxímetro 83

YSI55®) y la salinidad (Refractómetro SR6 Vital Sine Premium®). Los valores promedio de 84

temperatura, oxígeno disuelto y salinidad a los que se realizó este estudio, fueron 30.65 ± 85

0.45 ºC, 14.24 ± 0.53 mg/L y 27.5 ± 4.36 ppm, respectivamente. 86

87

Se tomaron muestras de ovocitos in vivo mediante la canulación de las hembras con 88

una sonda calibre 5 y 90 cm de longitud y se midieron con un microscopio estereoscopio 89

(Zeiss®) para determinar el diámetro idoneo de inducción (>300 µm). Posteriormente, en 90

cada tanque se colocó una hembra y dos machos al azar previamente medidos y pesados 91

(con una balanza Torrey® con precisión de 2 g y un ictiómetro convencional, 92

respectivamente). A cada de hembra se le implantó la concentración deseada de hormona 93

GnRH-a (Argent Labs®) (0 (control), 100 ó 200 µg/pez), mientras que a todos los machos 94

de los tratamientos con hormona se les colocó un implante de 100 µg/pez esperando que la 95

maduración se diera con una sola dosis. Solo se emplearon machos que liberaran esperma 96

fluído en las canulas. 97

98



México.


77

Los organismos se anestesiaron con metanosulfonato de tricaina (MS-222®) y se 99

aplicaron los implantes en la cavidad peritoneal debajo de la aleta pectoral con una aguja 100

estéril para implantes (AVID®) y se aplicó crema antibiótica gentamicina para evitar 101

infecciones (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). 102

103

Se revisaron los tanques de experimentación cada cuatro horas durante tres días para 104

observar la presencia de huevos. Se esperó a que ocurrieran los desoves para proceder a la 105

incubación de los huevos. Los huevos se colectaron por reboso utilizando las bolsas 106

colectoras y posteriormente se pasaron a cubetas de plástico de 40 L con agua de igual 107

salinidad, temperatura y aireación suave. 108

109


Se evaluó la efectividad de los tratamientos mediante la ocurrencia o no de desoves 111

y la calidad de los mismos empleando el número de huevos y el porcentaje de fertilización. 112

El número de huevos se estimó por volumen, tomándose tres muestras de 50 mL en 113

diferentes lugares del tanque. Posteriormente, se realizó el conteo de cada muestra 114

empleándose 1mL por muestra (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). El 115

porcentaje de fertilización se evaluó por presencia o ausencia de desarrollo del embrión 116

analizándose 100 huevos de cada unidad experimental bajo el microscopio estereoscópico 117

(Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001). 118

119



México.


78

En el presente estudio se tomaron en cuenta algunos de los parámetros descritos por 120

Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) y Hernández-Vidal (2002), para 121

determinar la calidad de huevos considerándose como criterios de calidad el diámetro de 122

huevo, número de huevos, porcentaje de fertilización, porcentaje de eclosión y longitud en 123

longitud de las larvas. El diámetro de huevo se determinó empleando una muestra de 100 124

huevos de cada desove y se midieron con un micrómetro de ocular calibrado en un 125

microscopio estereoscopio (Zeiss®; Hernández-Vidal, 2002). Se incubaron los huevos de 126

cada desove que se mantuvieron pelágicos puesto que estos se consideran viables (Álvarez-127

Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001) y posteriormente se evaluó el porcentaje de 128

eclosión siguiendo la misma metodología empleada para determinar fertilización. Se 129

registró el número total de larvas por conteo directo (Hernández-Vidal, 2002). Las larvas 130

eclosionadas se mantuvieron en recipientes limpios con las mismas condiciones a las que se 131

incubaron hasta la primera alimentación (Hernández-Vidal, 2002) y se determinó el 132

porcentaje de sobrevivencia. Se registró la longitud de 100 larvas por unidad experimental 133

al momento en que se observó la absorción del saco vitelino. 134

135

Análisis estadístico 136

Se registró la presencia o ausencia de desoves; y se empleó un análisis de 137

covarianza bloqueando el posible efecto de la pseudoreplicación (fecha de replicación) y 138

usando como factor de interés la concentración de hormona y como variable de respuesta el 139

diámetro de huevos. Se utilizaron como covariables el peso de las hembras y el diámetro 140

inicial de ovocitos. Las variables porcentaje de fertilización y porcentaje de eclosión se 141

analizaron empleando un análisis de Chi-cuadrada. No se realizaron análisis de datos para 142



México.


79

el caso del número de larvas ni talla de larvas debido a que solo existen datos para una sola 143

réplica de cada tratamiento. Todos los análisis se realizaron empleado el paquete estadístico 144

STATGRAPHICS™ V 5.1. Las diferencias estadísticamente significativas se consideraron 145

empleando un nivel de confianza de p 0.05. 146

147

Resultados 148


Posterior a la implantación, se monitoreó el comportamiento de los reproductores de 150

C. undecimalis durante dos días, observándose que los peces que desovaron realizan un 151

cortejo nadando en círculos y subiendo a la superficie formando un espiral. Todos los 152

peces regresaban al fondo y reiniciaban este comportamiento. Se determinó que los peces 153

desovaron en promedio 27 horas post implante. Se obtuvieron desoves de dos hembras de 154

cada tratamiento hormonal probado. Dado que solo las hembras tratadas con la hormona 155

desovaron (4 de 6), en este análisis solo se incluyeron los datos para estos casos. No se 156

observaron diferencias estadísticamente significativas (ANOVA; p = > 0.05) para el 157

número de huevos producidos por hembra entre los tratamientos de 100 y 200 µg/pez (1.98 158

± 1.27 y 2.46 ± 0.93 millones de huevos, respectivamente). 159

160

Los resultados para el diámetro de los huevos fertilizados indican que no hay efecto 161

de los factores ni covariables empleados en este estudio (ANCOVA; p > 0.05). Sin 162

embargo, el valor promedio más alto se obtuvo con la dosis de 200 µg/pez con 746.50 ± 163

2.12 µm y el valor promedio más bajo para la dosis de 100 µg/pez con 681.50 ± 23.50 µm. 164

Los resultados del análisis estadístico para la fertilización indican que existen diferencias 165



México.


80

estadísticas significativas entre los tratamientos (X2; p > 0.001), siendo los implantes de 166

200 µg/pez los que presentaron los mejores resultados con 76.84%. Los peces inducidos 167

con 100 µg/pez tuvieron un 60.47%. Se observó que la eclosión se presentó alrededor de 168

cuatro horas post-fertilización. Para esta variable, el análisis estadístico indica diferencias 169

altamente significativas (X2; p > 0.001), obteniendose un porcentaje de 100 ± 0.00% de 170

eclosión para el tratamiento con 200 µg/pez y un 50 ± 60.10% para el tratamiento con 100 171

µg/pez. 172

De todas las hembras que desovaron, solo sobrevivieron a la primera alimentación 173

las larvas de una hembra de cada tratamiento con hormona. Se obtuvieron 540,000 larvas 174

para la dosis de 100 µg/pez y 3,119,999 larvas para la dosis de 200 µg/pez. Las larvas de la 175

dosis alta midieron en promedio1.56 ± 0.09 mm y las de la dosis baja 1.98 ± 0.05 mm. 176

177

Discusión 178

179

En este estudio de inducción a la reproducción de C. Undecimalis mediante 180

implantes, fue posible obtener desoves y larvas mediante el empleo de GnRH-a, a partir de 181

100 µg/pez con diámetro de ovocitos de 333. 00 ± 54.08µm y salinidades desde de 21 182

ppm. Los desoves obtenidos en nuestro estudio coinciden con la temporada reproductiva 183

reportada para esta especie por Taylor et al. (1998) en las costas de Florida y por Perera et 184

al. (2008) en las costas de Tabasco. Esto indica que las poblaciones de robalo blanco 185

mantenidas en cautiverio llegan a completar la ovogénesis mediante estímulo hormonal. 186

Nuestros resultados concuerdan con otros estudios de robalo blanco, en donde han obtenido 187

desoves con larvas viables en peces mantenidos en cautiverio usando implantes. Sin 188



México.


81

embargo, la dosis efectiva (50 µg/kg de GnRH-a) varía por la forma de aplicación que va 189

de acuerdo con el peso del animal (Soligo, 2007). En ese estudio, el porcentaje de 190

fertilización fue de 6% y la sobrevivencia de 7.5 %. Skapura et al. (1999) probaron 191

implantes en C. undecimalis con dosis de 10 g/kg/día durante cinco días, usando un grupo 192

control y un grupo placebo. Los resultados indicaron que el uso de implantes de mGnRH, 193

sGnRH y cGnRH-II permite el éxito en la ovulación y Neidig et al (1999) determinaron que 194

el uso de Gonadotropina Coriónica Humana (GCH) en C. undecimalis con dosis de 500 195

IU/kg de peso produce ovulación, huevos de buena calidad y sobrevivencia larval. Nuestros 196

resultados también son similares a los obtenidos en el robalo chucumite (C. parallelus) 197

usando las mismas dosis (100 y 200 µg/pez) de GnRH-a y con la técnica de implantes 198

(datos no publicados). Los porcentajes de fertilización con 100 % en algunas unidades 199

experimentales y de eclosión con 100 % en algunos casos, también fueron similares. 200

201

Cerqueira (2009) en chucumite usó LHRHa por medio de implantes y obtuvo 202

cuatro desoves consecutivos en una misma hembra. Ese estudio permitió observar que la 203

sobrevivencia de larvas hasta la etapa de juvenil tan solo fue de 1%, aumentando en 204

inducciones posteriores hasta un 30%. Lo anterior sugiere que el uso de la GnRH-a 205

proporciona un estímulo balanceado y probablemente una mejor integración del evento 206

reproductivo con otras funciones fisiológicas, afectando directa o indirectamente la 207

liberación de hormonas necesarias para el éxito de la maduración final de los ovocitos, la 208

espermiación y el desove (Zohar y Mylonas, 2001). 209

210



México.


82

En otros peces de la familia Centropomidae tal como el Lates calcarifer (robalo 211

asiático), Almendras et al. (1988) obtuvieron múltiples desoves usando implantes de 212

GnRH-a. Una hembra desovó alrededor de 7 millones de huevos con porcentaje de 213

fertilización y eclosión de 90% en ambos casos. La sobrevivencia de larvas en este estudio 214

fue de de 60.8 %. También se observó que un solo macho fue capaz de fertilizar los huevos 215

de cuatro desoves consecutivos de una hembra. En el presente estudio, los porcentajes de 216

fertilización también son similares con los reportados para el robalo asiático, no así para el 217

número de larvas que en nuestro caso fue menor. También, Ibarra-Castro et al. (2009a) 218

obtuvieron larvas en el robalo asiático, partir de dosis más pequeñas que las empleadas en 219

el presente estudio (50 µg/kg de hembra y 25 µg/kg de macho) con porcentajes de 220

fertilización (90 %) también similares a nuestro estudio. 221

222

Por otro lado, en otras especies marinas tales como Lutjanus peru (huachinango del 223

Pacífico), se determinó que en hembras de este pez el uso de LHRHa es eficiente para 224

favorecer la maduración final, la ovulación e inducir desoves usando dosis de 25 a 50 µg/kg 225

vía inyecciones (Castre, 2006). También Mylonas et al. (2004a) usaron inyecciones de 226

GnRHa en Umbrina cirrosa ( pez tambor) para la inducción al desove de hembras post-227

vitelogénicas. La respuesta hormonal se presentó dos días después de aplicar el tratamiento 228

con un 65% de fertilización, un 76% de eclosión y tasas de sobrevivencia de entre 46 a 229

80%. Sin embargo, no se presentaron desoves consecutivos aún cuando se esperaba que 230

ocurrieran, debido a que esta especie presenta lotes de ovocitos de tipo asincrónico. En el 231

presente estudio, la respuesta hormonal fue similar al estudio con el pez tambor. Sin 232

embargo, la vía de administración fue por medio de implantes y los resultados de 233



México.


83

fertilización y eclosión más altos a los reportados para ese estudio. Posteriormente, Basaran 234

et al. (2009) mejoraron el éxito en la reproducción del pez tambor por medio de inyecciones 235

e implantes obteniendo desoves 70 a 72 horas-post inyección y 89 a 90 horas post-implante. 236

El diámetro de huevos obtenido con la primera técnica fue de 767.5±1.0 μm y de 753.5±1.3 237

μm bajo la segunda técnica. Para nuestro estudio, el diámetro de huevos fue similar al 238

reportado para este pez vía implantes. 239

240

En Lutjanus guttatus (pargo lunarejo) Ibarra-Castro y Álvarez-Lajonchere ( 2009b) 241

obtuvieron resultados favorables mediante el uso de GnRH-a en dosis entre 63 y 321 µg/kg 242

en reproductores recién capturados y en cautiverio durante un año; en el presente estudio, 243

las dosis fueron aplicadas indistintamente del peso del pez por lo que los resultados 244

obtenidos indican que aún en dosis bajas para organismos grandes la GnRH-a es un buen 245

inductor de la maduración y el desove. 246

247

También, Mylonas et al. (2004b) utilizaron GnRH-a por medio de implantes en 248

Seriola dumerili (medregal). En ese estudio, se obtuvieron desoves alrededor de 36 horas 249

post implante y posteriormente 15 días después. La fertilización estuvo alrededor del 100%. 250

En el robalo blanco el uso de GnRH-a también es efectiva vía implantes para el éxito en la 251

reproducción al obtenerse desoves en tiempos similares a lo reportado para el medregal. 252

Marino et al. (2003) también usaron implantes de D-Ala6, Pro9, NEt]-GnRH (GnRH-a) con 253

dosis de 30.5 hasta 68.3 μg/kg en Epinephelus marginatus (mero). El 85% de los peces 254

respondió a la inducción y ovularon entre 60 y 238 horas post-implante (se obtuvieron 255

huevos por presión abdominal), mientras que el grupo control no maduró. El porcentaje de 256



México.


84

fertilización fue de entre 48.2 % y 52.2 %. Los resultados mostraron que la GnRH-a vía 257

implantes es un método efectivo para producir huevos de calidad en el mero en cautiverio. 258

En el presente estudio, desovaron el 66.7 % de las hembras siendo los tiempos en los que se 259

presentaron los desoves inferiores a los reportados para el mero. Al igual que con el mero, 260

no se obtuvieron desoves en el grupo control por lo que el uso de GnRH-a es ideal para 261

obtener larvas viables para estos peces. 262

263

Fauvel et al. (2008) examinaron el potencial de reproductores en cautiverio de 264

Polyprion americanus (cherna). Se determinó que la vitelogénesis comienza en Noviembre 265

y finaliza en Mayo. Usaron GnRH-a vía inyecciones e implantes. La ovulación se presentó 266

siete días después del tratamiento y se obtuvieron desoves espontáneos en una sola hembra 267

con poca producción de huevos y de pobre viabilidad. Sin embargo, por medio de presión 268

abdominal se hizo fertilización artificial y se produjeron gametos y embriones viables. En 269

esa especie, la condición de cautiverio inhibió el desove. No así, para el robalo blanco 270

puesto que en nuestro estudio se obtuvieron huevos fertilizados y larvas viables. 271

272

En el presente trabajo se obtuvieron valores promedio semejantes de talla de larvas 273

a los obtenidos por Peters et al. (1998) quienes identificaron que las larvas eclosionadas en 274

Florida miden de 1.4 a 1.5 mm. Las larvas obtenidas solo se mantuvieron vivas hasta el 275

cuarto dia posterior a la absorción del saco vitelino. Al respecto, Witenrich et al. (2009) 276

mencionan que la mortalidad de larvas de robalo se atribuye a la carencia de una presa 277

adecuada en las primeras etapas de vida. En estas etapas las larvas presentan elementos 278



México.


85

esqueléticos rudimentarios y a la primera alimentación las larvas presentan un aparato 279

digestivo poco desarrollado que puede restringir su capacidad para consumir las presas. 280

281

Finalmente, podemos mencionar que el éxito obtenido en el presente estudio se debe 282

principalmente a que los peces empleados permanecieron en cautiverio durante algunos 283

años bajo condiciones de alimentación y manejo optimas, por lo que el uso de la GnRH-a 284

fue eficiente al permitir vía implantes que los peces llegaran a completar la maduración 285

final de los ovocitos al llevarse lentamente la liberación de la hormona, aún cuando el 286

diámetro de ovocitos antes de la aplicación del tratamiento fue menor al diámetro ideal 287

reportado para robalos. 288

289

Conclusiones 290

Con base en los resultados, concluimos que el uso de GnRH-a vía implantes en el 291

robalo blanco, C. undecimalis, permite inducir la maduración de ovocitos y generar desoves 292

en cautiverio. Además, se obtuvieron larvas viables a partir de dosis de 100 µg por hembra; 293

independientemente de su peso. 294

295

Los desoves pueden ser obtenidos en salinidades de 21 ppm; un valor por debajo de 296

lo reportado en la literatura para esta especie. 297



México.


86

Agradecimientos 298

Este trabajo fue financiado por Fisheries and Aquaculture Collaborative Research 299

Support Program, número de acceso 1374. El F&A CRSP es parcialmente financiado por la 300

United States Agency for International Development (USAID). Financiamiento No. LAG-301

G-0-96-90015-00 y por otras instituciones participantes. Las opiniones vertidas son 302

exclusivas de los autores y no necesariamente reflejan los puntos de vista de la US Agency 303

for International Development. 304



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From hormones to genes. Aquaculture 197: 99-136. 423



México.


93

CAPITULO V

EVALUACIÓN DE LA CALIDAD ESPERMÁTICA DEL ROBALO

CHUCUMITE (Centropomus parallelus) USANDO IMPLANTES DE GNRH-A BAJO

CONDICIONES DE LABORATORIO

Revista: Kuxulka´b



México.


94

Evaluación de la Calidad Espermática del Robalo Chucumite (Centropomus

parallelus) Usando Implantes de GnRH-a Bajo Condiciones de Laboratorio

Contreras-García María de Jesús* Contreras-Sánchez Wilfrido, Hernández-Vidal Ulises, Arias-Rodríguez Lenin, Mcdonal-Vera Alejandro, Vidal-López Juan Manuel,

Álvarez-González Carlos A., Páramo Delgadillo Salomón y Reynaldo Patiño. Laboratorio de Acuicultura Tropical, División Académica de Ciencias Biológicas,

Universidad Juárez Autónoma de Tabasco Km. 0.5 Carretera Vhsa-Cárdenas, entronque a Bosques de Saloya

86039 Villahermosa, Tab. *[email protected]

Resumen

Se realizó un estudio para evaluar la calidad espermática de machos adultos de robalo

chucumite (Centropomus parallelus) implantados con GnRH-a. Los peces se colectaron en

las costas de los municipios de Paraíso y Centla, Tabasco, México con redes de luz de

malla de 3 pulgadas. Se hizo un muestreo de semen previo a la aplicación hormonal y

posteriormente después de observado el evento reproductivo (desoves) en 29 organismos.

Se evaluó la cualidad de fluidez del semen, motilidad en segundos, tipo de movimiento,

porcentaje de células activas y el número de espermatozoides por volumen. Los resultados

indican que no existen efectos significativos del factor dosis en el número de

espermatozoides/mL. Sin embargo, el mayor número de espermatozoides/mL en promedio

fue producido por los peces que se trataron con 100 µg/pez. En el caso de la motilidad en

segundos no existen diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos. Los

resultados de cualidad espermática, porcentaje de células activas (móviles) y el tipo de

movimiento se registraron en los rangos reportados como viables para otras especies.

Introducción

El robalo chucumite (Centropomus parallelus) es un pez de gran importancia comercial,

pues cuenta con un amplio mercado en Latinoamérica (Cerqueira y Tsuzuki 2009). Sin

embargo, los esfuerzos para producir crías en cautiverio se han enfrentado con algunos

problemas, por lo difícil que resulta mantener vivas las larvas que se obtienen. Aunado a

esto, los estudios sobre calidad de gametos en la mayoría de los peces se dirigen hacia las



México.


95

hembras prestando menor atención a los machos, puesto que se considera que existen

menos dificultades para reproducirse en cautiverio, aún sabiendo que la mala calidad de

espermatozoides puede afectar la producción de larvas saludables (Álvarez-Lajonchere y

Hernández-Molejón 2001 y Rurangwa et al. 2004). Así, evaluar la calidad espermática en

peces es muy importante puesto que sabiendo si los espermas son viables podemos mejorar

las metodologías de fertilización artificial, así como preservar los gametos para ser

utilizados fuera de temporada de reproducción (Rurangwa et al. 2004).

Por otro lado, en algunos peces en cautiverio pueden presentarse problemas para la

reproducción, por lo que el uso de tratamientos hormonales como los liberadores de

gonadotropinas (GnRH-a) es una alternativa que en el caso de machos mejora la

producción de líquido seminal (Zohar y Mylonas 2001). Dentro de los estudios sobre

calidad espermática en peces destacan los de Billard et al. (1995); Kime et al. (2001);

Murgas et al. (2001); Ceccon et al. (2008); Finden (2008) y Butts et al. (2009). Estos

autores han reportado valores de calidad espermática para distintas especies de peces, los

cuales son similares a los reportados en este estudio. En el presente estudio se valuaron dos

dosis de GnRH-a para determinar la calidad espermática por medio de implantes en C.

parallelus.

Materiales y Métodos

Obtención del lote de machos de C. parallelus

Se capturaron 24 reproductores machos de C. parallelus con redes de luz de malla de 3

pulgadas, en las márgenes del Golfo de México que se ubican frente a las playas de Paraíso

y Jalapita, Centla, Tabasco para llevar a cabo un estudio sobre la calidad espermática de

esta especie y el efecto de la aplicación de implantes de GnRH-a sobre ésta. Los peces se

transportaron a la Estación de Acuicultura Marina del Laboratorio de Acuicultura Tropical

de la División Académica de ciencias Biológicas (DACBiol) de la Universidad Juárez

Autónoma de Tabasco (UJAT). Ahí se mantuvieron durante dos días para su aclimatación a

condiciones de laboratorio y posteriormente se procedió a realizar los estudios de calidad

espermática. Se hizo un muestreo previo y posterior a la observación de desoves.



México.


96

Los implantes que contenían GnRH-a se prepararon en el area de Fisiología de la

Reproducción del Laboratorio de Acuicultura Tropical de la DACBiol-UJAT, de acuerdo

con la metodología de Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) y se modificó de

acuerdo a las concentraciones que se utilizaron en este estudio. La metodología consiste en

disolver la hormona GnRH-a en etanol al 50%. Esta solución se mezcló con colesterol hasta

obtener una consistencia pastosa y se colocó en una incubadora a 35 C por una hora para

secarla. El polvo resultante se mezcló bien con manteca de cacao (sirve como aglutinante).

La mezcla se empacó como comprimido en un molde de acrílico. Posteriormente se

extrajeron los comprimidos del acrílico y se guardaron en tubos de polietileno individuales

en refrigeración (Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón, 2001).

Diseño experimental

El diseño experimental que se aplicó fue un diseño en bloques completos al azar. El factor

principal fue la concentración de hormona y el factor bloqueado la fecha de

pseudoreplicación. De manera aleatoria se asignaron ocho peces por tratamiento (0 µg/pez;

grupo control, 100 µg/pez y 200 µg/pez.

Evaluación de la calidad espermática

La calidad espermática se basó en cinco criterios, el primero fue la cualidad de fluidez del

esperma al momento de salir del poro urogenital y bajo el siguiente esquema; se aplicó

presión abdominal a los peces una vez que éstos fueron anestesiados con Metanosulfonato

de Tricaína (MS-222®), posteriormente se observó si el semen de cada macho presentaba

los siguientes parámetros propuestos por Álvarez-Lajonchere y Hernández-Molejón (2001):

+ cuando hay trazas de semen espeso y viscoso; ++ cuando hay pequeños volúmenes de

semen fluido (hidratado); +++: Cuando el semen fluido es abundante.

El siguiente paso fue evaluar el tiempo de motilidad total de espermatozoides en segundos

y simultáneamente fue considerado también el tipo de movimiento y el porcentaje de

células activas, basados en lo siguiente: El área urogenital se secó apropiadamente con

papel absorbente para evitar que la muestra se activara con restos de agua de mar u orina.



México.


97

Luego se aplicó presión abdominal para recolectar 0.1 µL de semen mismo que se diluyó

en 20 µL de agua de mar que permitió activar la motilidad de los espermatozoides.

Simultáneamente, se cronometró el tiempo total de vitalidad de los espermatozoides

(cronómetro Sper Scientific® 810015). De ésta dilución se tomó una gota, se colocó en un

portaobjetos, se cubrió y se procedió a observar en un microscopio óptico (Iroscope®) a

40X para determinar el tiempo en segundos en que los espermatozoides están activos en el

agua. También se observó el tipo de movimiento de células espermáticas asignándole una

escala de acuerdo con la metodología descrita por Arias-Rodríguez et al. (2004), así como

el porcentaje de células activas.

Por último se evaluó el número de espermatozoides por volumen para lo cual se obtuvo una

muestra de 1µL de semen, se colocó en un tubo cilindricocónico de 2 mL de capacidad y se

fijó en una solución de formol, bicarbonato de sodio y agua destilada, para su posterior

conteo en el laboratorio (la concentración final fue 1 µL de semen por 1999 µL del fijador).

El conteo de espermatozoides se hizo por medio de una cámara Neubauer® de 0.100 mm

de profundidad, siguiendo las trayectorias de conteo de Arias-Rodríguez (2001). La

fórmula que se empleó fue la siguiente: Núm. Espermatozoides por mL = ( ) (4) (2000)

(2000) Donde: = Número promedio de espermatozoides por muestra; 4= Número de

cuadros contados en cada trayectoria de conteo; 2000 µL= Volumen total de la muestra y1:

2000= Dilución de conteo empleada

Análisis estadístico

Se realizó un análisis de covarianza multifactorial (ANCOVA) para determinar si existían

diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos tanto para la motilidad en

segundos como para el número de espermatozoides/mL utilizando como variable

dependiente las diferencias entre el número de espermatozoides antes de los implantes

hormonales y el número de espermatozoides después de observado el evento reproductivo

(desove). También se emplearon las covariables condición (desovado o no desovado) y

fertilización de huevos.



México.


98

Resultados

Los resultados del análisis multifactorial de este estudio para la población de robalos C.

parallelus capturados en la costa de Paraíso y Centla, Tabasco, México, indican que para el

número de espermatozoides/mL y la motilidad espermática no existen efectos significativos

del factor dosis ni de la fecha de pseudoreplicación, así como tampoco de las covariables

desoves y fertilización (ANCOVA; p > 0.05 para todos los casos). El valor promedio más

alto para el número de espermatozoides se observó para el tratamiento dos con 1.02 x 109 ±

4.648, seguido del tratamiento tres con 9. 79 x108 ± 2.43 x108 y el valor promedio más bajo

para el tratamiento uno con 9.65 x108 ± 2.18 x108. Este análisis también indica que hay un

efecto significativo de la covariable condición (ANCOVA; p = 0.04) sobre la motilidad

espermática de C. parallelus. El valor promedio más alto se presentó en el tratamiento dos

con 164.62 ± 12.51, seguido del tratamiento tres con 164.20 ± 11.54 s y el más bajo en el

tratamiento uno con 162. 93 ± 15.44 s. Los resultados de cualidad espermática que se

presentó en todos los casos fue de +++ (cuando el semen fluido es abundante e hidratado);

el porcentaje de células activas (móviles) fue 100 ± 0.0 % y el tipo de movimiento no. 4

para todos los tratamientos, respectivamente.

Discusión

En este estudio sobre la calidad espermática de las poblaciones de C. parallelus de las

costas de Tabasco se determinó que no es necesaria la aplicación de hormonas inductoras

de la reproducción puesto que los resultados indican que no hay diferencias estadísticas

entre los tratamientos. Autores como Álvarez.Lajonchere y Hernández-Molejón (2001) y

Petersson and Järvi (2001) coinciden en que los machos normalmente presentan un período

largo de espermiación que abarca la temporada de desove de las hembras. Aunado a esto en

algunas ocasiones la aplicación de inyecciones de GnRH-a puede causar problemas pues no

hay una estimulación por un largo período de tiempo para la producción de esperma por el

contrario incrementa la producción de espermatozoides por pocos días como es el caso de

Siganus guttatus en el cual por medio de la aplicación de GnRH-a hay un incremento en la

producción de espermatozoides 24 horas después de la inyección pero retrocede a sus

niveles normales 48 horas después (García, 1991). Además el aplicar hormonas inductoras



México.


99

de la espermiación solo es requerido en situaciones en las que hay un bloqueo completo de

este evento reproductivo (Mylonas, et al., 2010). En base en lo anterior se pudo observar

durante el presente estudio que los machos no perdieron en ningún momento la condición

de fluidez de los espermatozoides y los demás parámetros registrados se mantuvieron bajo

condiciones adecuadas para participar en los desoves.

La información sobre calidad espermática en la mayoría de los estudios con

espermatozoides se enfoca a cuestiones de criopreservación por considerar que en los

machos existen menos dificultades para la reproducción. Dentro de estos estudios de

calidad espermática destacan los de autores como Ceccon et al. (2008) quienes reportan que

en el pez plano (Paralichthys orbignyanu) la motilidad en segundos es de 210 s, el

porcentaje de células espermáticas es de 50 %, y la densidad media de espermatozoides

1.08±0.06×1010 células/mL. En C. parallelus la duración de la motilidad de

espermatozoides está en el rango de 162. 93 ± 15.44 s y 164.62 ± 12.51 s. Estos resultados

están dentro de los rangos reportado por Finden (2008) quien determinó que la motilidad de

espermatozoides en bacalao (Gadus morhua; especie que al igual que C. parallelus realiza

migraciones entre agua dulce y agua de mar) puede llegar a tener una duración de hasta 10

min. También Butts et al. (2009) reporta para el bacalao Gadus morhua que el porcentaje

de células móviles es de 90.07 ± 7.7%. Para C. parallelus los resultados de células activas

son ligeramente mayores al presentar valores de 100 en todos los tratamientos probados.

También diversos autores dentro de los que destacan Billard et al. (1995) y Kime et al.

(2001) reportan que en algunos peces de agua dulce la duración de la motilidad en

segundos tiene una duración de menos 120 s. Así, en Brycon orbignyanus la duración de la

motilidad espermática es de 183 s y los valores promedio del porcentaje de células activas

es de 98 % (Murgas et al., 2001).

En cuanto al número de espermatozoides en G. morhua la concentración/mL es de 7.33 ±

1.75 a 20.25 ± 2.50 x109 (Rakitin et al. (1999). En carpa comùn (Cyprinus carpio) la

producción anual de espermatozoides es de 1.9 ± 0.2 x 1012/kg de peso corporal del macho,

de los cuales se puede obtener hasta un 95 % por estimulación hormonal. La motilidad tiene



México.


100

una duración de entre 30 y 40 s. El porcentaje de células espermáticas móviles es de 100 %

(Yaron 1995). Hansen et al. (1991) evaluaron la calidad seminal del salmón del atlántico

(Salmo salar) encontrando que la densidad de espermatozoides/mL es de 9.54 +/- 3.2, x109,

6.8 +/- 1.6 s de motilidad. Lahnsteiner et al. (1998a), encontraron que en Oncorhynchus

mykiss que el porcentaje de células espermáticas móviles en es de 52.7 +/- 30.3 %. En

especies marinas como las que reportan Lahnsteiner y Patzner (1998b) como Trachurus

mediterraneus la duración de la motilidad es de 60 s, para Mullus barbatus 125 s y para

Boops boops y Diplodus sargus es de 90 s con rangos de entre 77.1 ± 12.1 y 83.1 ± 15.8 %

de células espermáticas activas. En el pez Macrozoarces americanus L. el porcentaje de

células espermáticas móviles de muestras recién tomadas del pez es de entre 50 a 70 %.

Estos niveles no diferencian mucho después de ser almacenados en crioprotectores como

dimetil sulfoxido así como diluyentes de semen (Yao et al. 2000). Por lo anterior es posible

señalar que para especies marinas el período en que los espermatozoides se mantienen

aptos para realizar fertilización es semejante al de las especies de agua dulce. También los

valores encontrados para C. parallelus están dentro del rango reportado para diferentes

especies por diferentes autores.

Conclusiones

Con base en los resultados obtenidos en este estudio, se concluye que no es necesaria la

aplicación de hormonas inductoras de la reproducción en machos de C. parallelus. Sin

embargo es necesario realizar este tipo de estudios para entender como sucede el evento

reproductivo de cada especie en particular. La motilidad en segundos, la cualidad

espermática, el tipo de movimiento y el porcentaje de células móviles son viables para

lograr su objetivo en la fertilización de los huevos de esta especie.

Agradecimientos

A la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, al CONACYT, al Department of Range,

Wildlife and Fisheries Management (TTU) y al Department of Soil, Water, and

Environmental Science (UA) por el financiamiento otorgado para la realización de este



México.


101

estudio a través del proyecto: Desarrollo de tecnologías para producción de crías de robalo

(Centropomus ssp) para su aplicación en acuacultura y repoblación de poblaciones

sobreexplotadas.

Literatura Citada

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ANEXOS



México.

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Biológicas Universidad Juárez Autónoma de

Tabasco Esta guía está dirigida a las personas interesadas en publicar en la Revista de Divulgación Kuxulkab’. Los trabajos que aquí se publican son inéditos, se relacionan con temas de actualidad e interés general en el ámbito de las ciencias biológicas y ambientales. Pueden ser artículos, ensayos o notas escritos con un lenguaje claro y accesible, en tercera persona, en español o en inglés y que se ajusten a las siguientes normas editoriales:

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Conclusiones y Agradecimientos, deben ir en altas y bajas y en negritas. Encabezados de tercer orden. Escritos en altas y bajas, alineados al margen izquierdo, a dos espacios del último renglón y en itálicas. El texto se inicia un renglón abajo del encabezado. Materiales y métodos, Si se incluye esta sección deberá contener los procedimientos utilizados e información pertinente y base de los datos de investigación. Se concluye, resaltando en pocas palabras el mensaje del artículo: cuál es su valor, planteamientos generales, para terminar con sugerencias a desarrollar. Agradecimientos, opcional de acuerdo al criterio del autor, deben ser lo más breves posibles, indicando algún patrocinio o apoyo al trabajo. Las citas en el texto se escriben de acuerdo a los siguientes ejemplos: Rodríguez (1998) afirma..., Rodríguez y Aguilar (1998); Rodríguez et al. (1998) cuando sean 3 ó más autores; si sólo se menciona su estudio, escribir entre paréntesis el nombre y año de la publicación: (Rodríguez 1998) o (Rodríguez 1998:35). Al finalizar el texto se describe la literatura citada que da las fuentes de información que se hayan mencionado en el texto, en orden alfabético, de acuerdo con los siguientes ejemplos. Para un artículo: Resendez-Medina, A. y M. L. Salvadores B. 2000. Peces de la Reserva de la Biosfera Pantanos de Centla. Resultados



México.

Preliminares Universidad y Ciencia. 15(30): 141-146. Para un libro: Bishop, y M. M., S. E. Finberg, y P. W. Holland, 1975. Discrete multivariate analysis: Theory and practice. Cambridge, Massachusetts. The MIT Press. 557 pp. Para un capítulo de libro: Morales Tenorio, J. Y S. Del Amo. 2001. Programa de reforzamiento cultural. Ser, saber, decir. La expresión de las comunidades en los procesos de interacción para la conservación y manejo de los recursos naturales y su vínculo con el bienestar. En: del Amo, S. Ed. Lecciones del programa de acción forestal tropical. Plaza y Valdéz S. A. de C. V., 23-40. Notas breves Consignan datos o hallazgos y aportaciones que se deseen publicar. No requiere de los mismos elementos del artículo, su formato es abierto al criterio del autor con una extensión máxima de 5 cuartillas. Enviar sus contribuciones al Consejo Editorial en la División Académica de Ciencias Biológicas, Km. 0.5 Carretera Vhsa.–Cárdenas, Entronque a Bosques de Saloya, C.P. 86039 Villahermosa, Tabasco, Tel. y fax (93) 3 54 43 08 E-mail: [email protected]



México.

JOURNAL OF THE WORLD AQUACULTURE SOCIETY

Checklist for Manuscript Preparation

I. General Instructions

___ Format manuscripts for 22 x 28 cm (8½ x 11 inch) or A4 (21 x 30 cm) paper. ___ Number all pages sequentially. ___ Number all lines in the text beginning with the title page ___ Use any standard 12 pt font. Do not use italic, bold, or other non-standard type. Underline words to

be italicized. Do not justify right margins. Indent the first sentence of all paragraphs. ___ Double-space throughout, including title page, abstract, literature cited, tables, and figure legends. ___ Leave at least a 2.5-cm (1-inch) margin on all sides. ___ Use metric units of measurement. When needed, English equivalents may be given in parentheses. ___ Abbreviations accepted without definition are listed on the inside back cover of the Journal.

Designate temperature as 20 C. Define all other abbreviations the first time they are used. ___ Express ratios by using a slant line (e.g., mg/L). ___ Scientific names should accompany common names in the title and when they are first mentioned in

the abstract and in the text. Authority for scientific names need not accompany the genus and species unless needed for clarity.

___ Spell out one to ten unless followed by a unit of measurement (e.g., four fish, 4 kg, 14 fish). Do not begin a sentence with a numeral. Use 1,000 instead of 1000; 0.13 instead of .13; and % instead of percent.

___ Use the 24-hour clock for dial time: 0830, not 8:30 a.m. Calender date should be day month year (7 August 1990).

___ Each reference cited in the text must be listed in the Literature Cited section, and vice versa. ___ Literature citations in the text follow the name-and-year system.

1. One author: Jones (1994) or (Jones 1994) 2. Two authors: Smith and Jones (1994) or (Smith and Jones 1994) 3. Three or more authors: Smith et al. (1994) or (Smith et al. 1994) 4. Manuscripts accepted for publication: Jones (in press) or (Jones, in press) 5. Reference to unpublished data or personal communications is strongly discouraged. If necessary,

cite as R. Ishihara (Humboldt State University, unpublished data) or R. Ishihara (Humboldt State University, personal communication).

6. Within parentheses, use a semicolon to separate multiple citations of literature and figures and tables (Smith1991; Jones 1994) (Table 1; Fig. 2). Cite multiple references within parentheses by year, with the oldest first.

___ Use “Figure” only to start a sentence; otherwise use “Fig.” or “Figs.” (e.g., Fig. 5; Figs. 5, 6). Spell out “Table” in all usages.

___ Assemble the manuscript in this order: title page, abstract page, text, literature cited, tables, figure legends, figures.

II. Title Page (Page 1) ___ Near the middle of the page, type the title of the paper, centered, in capital and lower case letters

(e.g., Acute Toxicity of Copper Sulfate to Channel Catfish Ictalurus punctatus). ___ Below the title, type the author(s) names, affiliation(s), and unabbreviated complete address (es).

If the author is currently at another location, include a superscript number after the name and provide the full present address as a footnote.

___ In papers written by authors at different addresses, type the name and address of the first author, the name and address of the second author, and so on.

___ In multiauthored papers, type “Corresponding author:” and follow with the full mailing address of the author responsible for correspondence. Type this near the bottom of the page, but above any footnotes.

III. Abstract page (Page 2) ___ Type the heading “Abstract,” centered, at the top of the page. ___ Abstract must be one paragraph. Do not cite references or use abbreviations other than those listed

on the back cover of the Journal. ___ Be concise (normally not more than 3% of the text length) but include why you did the study, how



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you did it, the results of the study, and what the results mean. ___ “Communications” do not have an abstract.

IV. Text (Beginning on page 3 for full papers; on page 2 for Communications) ___ Follow general instructions in Section I. ___ Begin with an introduction that concisely establishes the purpose and importance of the work. Do

not use a heading for this section. ___ Subsequent sections in the text should include centered headings in capital and lower case

letters. Typical main headings are Materials and Methods, Results, Discussion, and Acknowledgments. Do not start these sections with a new page.

___ Second level headings (if required) are centered, in capital and lower case letters, and underlined. Do not use third level headings.

___ Acknowledgments should contain grant and contribution numbers. Acknowledge only those people and institutions that contributed directly to the research or manuscript quality.

V. Literature Cited ___ Start this section at the top of a new page. ___ Spell out journal names in full. ___ Verify all entries against citations in the text. ___ Verify the accuracy of all entries against the original sources, especially journal titles, authors,

pages, and spelling. ___ Start the first line of each entry at the left margin and indent other lines. ___ Alphabetize entries first by the surnames of the senior authors and first word or acronym of

corporate authors; second by the initials of senior authors with the same surname (e.g., Smith, B. F. precedes Smith, J. W.); and third, by the surnames of the junior authors. Single authored citations precede multiauthored works by the same senior author regardless of date.

___ List multiple works by the same authors by date. ___ Distinguish papers by the same author in the same year by putting lower case letters after the date

(e.g. 1994a, 1994b). Be sure that such date citations within the text correspond to the dates in the Literature Cited.

The following illustrates some common citation formats.

Journal Article: Xu, D. and W. A. Rogers. 1993. Oxytetracycline residues in hybrid striped bass muscle. Journal of

the World Aquaculture Society 24:466-472. Book: Boyd, C. E. 1982. Water quality management for pond fish culture. Elsevier Scientific Publishing

Company, Amsterdam, The Netherlands. Stickney, R. R., editor. 1986. Culture of nonsalmonid freshwater fishes. CRC Press, Inc., Boca

Raton, Florida, USA. Article or chapter in a book: Ward, P. D. 1982. The development of bacterial vaccines for fish. Pages 47-58 in R. J. Roberts,

editor. Microbial diseases of fish. Academic Press, New York, New York, USA. Dissertation or Thesis: Hymel, T. M. 1985. Water quality dynamics in commercial crawfish ponds and toxicity of selected

water quality variables to Procambarus clarkii. Master's thesis. Louisiana State University, Baton Rouge, Louisiana, USA.

VI. Tables (Continue page numbering) ___ Start each table on a new sheet. ___ Double space everything, including title, column headings, and all entries. Do not reduce type size in

an effort to fit the table on one page. Use the same size type as the text. Print tables broadside, if necessary, to allow adequate margins. In extreme instances, continue the table on a second page.

___ Type the table caption at the top of the page. Start at the left margin with the table number, which should be in arabic followed by a period (e.g., Table 4.). Follow with the table title using sentence-style capitalization (not title-style).



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___ Place a single horizontal line beneath the table title. ___ Use single horizontal lines to separate column heads. ___ Use a single horizontal line to indicate the end of the table. ___ Do not use vertical lines in the table. ___ Indicate footnotes by lowercase superscript letters (a, b, c, etc.).

VII. Figure Legend (Continue page numbering) ___ Put captions on the same page as the figure. ___ Type the first line at the margin for each entry. Indent other lines. Spell out “Figure” followed by an

arabic number. Use sentence-style capitalization of the caption: ___ Figure 1. Growth of Peneaus setiferus over time at various combinations of water exchange and

stocking density. ___ Do not include symbols (dots, circles, triangles, etc.) in the figure captions. Label them in the figure

or refer to them by name in the caption. ___ Do not refer to magnification of photomicrographs in the caption: figures will be reduced when

printed so they will be wrong if given in the caption. Place a bar scale directly on each photo and give its equivalent length in the caption (e.g., bar = 25 µm).

VIII. Illustrations Line Drawings ___ Submit electronic copies of line drawings with the initial manuscript submission. Save files in TIFF

or EPS format at 300dpi.resolution or higher. ___ Lettering should be clear and large enough to withstand at least 50% reduction without becoming

illegible. A clean sans serif typeface (such as Helvetica or Univers) is preferred. Lettering on a figure 20 cm wide should be at least 4.5 mm high (18-point type) to withstand reduction.

Photographs ___ Submit electronic copies of photographs with the initial manuscript submission. Save files in TIFF

or EPS format at 300dpi.resolution or higher. ___ The cost of color reproduction must be paid for by the author. IX. What and Where to Submit ___ Completed manuscripts should be submitted online via the website

(http://mc.manuscriptcentral.com/jwas). New users should go to the tab in the upper right hand corner to “Create an Account”. A User ID and password will be sent via email within a few minutes. Follow the online directions for submission of your manuscript.



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Contreras-García: Tesis de Maestríade cautiverio empleando inyecciones e implantes de GnRH-a Tesis...

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