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CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –CONCYT-
SECRETARIA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA-SENACYT-
FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA -FONACYT-
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA
UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
INFORME FINAL
Evaluación del potencial agroindustrial de Mangle (Rhizophora mangle L.) como
colorante, antioxidante y biocida distribuidos en la reserva Monterrico para su
aprovechamiento sostenible y conservación
PROYECTO FODECYT No. 24-2011
Dra. Sully M. Cruz
Investigador Principal
Guatemala, septiembre 2013.
I
AGRADECIMIENTOS
La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del Fondo
Nacional de Ciencia y Tecnología -FONACYT-, otorgado por la Secretaría Nacional de
Ciencia y Tecnología -SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología –
CONCYT-.
II
OTROS AGRADECIMIENTOS
A la Universidad de San Carlos de Guatemala, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia
por el aval institucional, la infraestructura brindada, materiales y equipo para la ejecución
del proyecto.
Al Laboratorio de Investigación de Productos Naturales (LIPRONAT), y Depto de
Farmacognosia y Fitoquímica de la Escuela de Química Farmacéutica por brindarnos la
infraestructura, materiales y apoyo del personal que colaboró para la ejecución del
proyecto.
Al Laboratorio de Bioensayos del Depto de Citohistología por brindarnos la infraestructura
y apoyo en la realización de la actividad biológica.
Al Laboratorio de Productos Naturales Farmaya S.A. especialmente a Lic. Armando
Cáceres por el apoyo, asesoría y colaboración brindada en el desarrollo de la investigación.
Al equipo de investigación por su compromiso, entrega y dedicación especialmente a Dra.
Dora Elena Chang, Licda. Nereida Marroquín y Lic. Luis Álvarez.
A la Licda. Vanessa Dávila por la colaboración brindada para llevar a cabo la capacitación
en la Reserva de Usos Múltiples Monterrico.
A los guardarrecursos y personal de CECON por su ayuda en la colecta del material dentro
de la Reserva de Monterrico.
i
RESUMEN
Guatemala cuenta con un potencial del 1% de su territorio con condiciones para
albergar bosques de manglar. Estos bosques en la actualidad representan el 0.5% de la
cobertura forestal nacional, distribuidos en 14,500 hectáreas en el litoral del Pacífico y 704
hectáreas en el Atlántico, debido a su fragilidad y a la manera descontrolada en la que se ha
venido explotando este recurso se hace necesario fomentar su conservación, recuperación y
aprovechamiento sostenible.
Por lo que a través de la presente investigación se seleccionaron poblaciones de
mangle presentes en la reserva de Monterrico para su evaluación biológica y
caracterización química. De acuerdo a los resultados obtenidos los mejores rendimientos de
extracto se obtuvieron con etanol, los metabolitos secundarios identificados mediante
pruebas macro y semimicro fueron flavonoides y taninos. Se determinó que las muestras de
hojas presentaron la mayor cantidad de flavonoides expresados en base a ácido clorogénico,
la mayor cantidad de taninos se encontraron en las muestras de corteza y raíz. Los extractos
etanólicos de raíz y hoja presentaron la mayor actividad antioxidante mediante las pruebas
de DPPH y ABTS.
Las tinturas presentaron buen poder de tinción con tonalidades amarillo y naranja y
capacidad colorante en cosméticos empleando extractos a tres diferentes concentraciones.
Los extractos presentaron actividad antibacteriana moderada contra Salmonella tiphy y
Escherichia coli a 1 mg/mL.
Mediante la capacitación se pudo determinar que la población tiene conocimiento
sobre el manglar y los beneficios que se obtienen de su conservación.
Del análisis del plan maestro surgió la propuesta de mantener un programa de
educación ambiental que brinde información a la comunidad sobre los valores del
ecosistema, para su conservación y aprovechamiento sostenible, evaluar los niveles de
contaminación e identificar dichas fuentes y establecer programas de monitoreo de la
calidad del agua de las distintas comunidades. Realizar estudios sobre el impacto
ambiental causados por actividades productivas vinculadas en la industria, agricultura,
ganadería y turísticas; como la contaminación por químicos vertidos al ecosistema y
presentar propuestas para el tratamiento y control de desechos sólidos de los centros
urbanos, para evitar la contaminación de las aguas.
ii
ABSTRACT
Guatemala has a potential of 1% of its territory to accommodate conditions of
mangrove forests. These forests currently represent 0.5% of the national forest cover,
spread over 14,500 acres in the Pacific coastline and 704 acres in the Atlantic, due to their
fragility and uncontrolled manner in which it has been exploiting this resource is necessary
to promote conservation, restoration and sustainable use.
Through this investigation were selected mangrove populations in the reserve of
Monterrico for chemical characterization and biological evaluation. According to the
results the best yields were obtained with ethanol extract, secondary metabolites identified
using macro and semimicro techniques were flavonoids and tannins. The leafs samples
showed the greatest number flavonoids expressed in chlorogenic acid, the tannins were
detected in many samples the bark and root. Ethanol extracts of root and leaf showed the
highest antioxidant activity by the DPPH and ABTS tests. The dyes showed good staining
power of yellow and orange and showed in cosmetics coloring capacity in extracts using
three different concentrations. The extracts showed moderate antibacterial activity against
Escherichia coli and Salmonella tiphy to 1 mg/mL.
Through training it was determined that the population is aware of the mangrove and
the benefits to be derived from its conservation. An analysis of the proposed master plan
emerged to maintain environmental education program that provides information to the
community about ecosystem values for conservation and sustainable use, assess levels of
contamination and identify pollution sources and monitoring programs water quality of the
various communities . Conduct studies on the environmental impact caused by production
activities related to industry, agriculture , livestock and tourism , as chemical pollution
discharged into the ecosystem and proposals for treatment and solid waste management in
urban centers, to avoid contamination of waters.
iii
TABLA DE CONTENIDOS
RESUMEN
Página
i
ABSTRACT ii
TABLA DE CONTENIDOS iii
PARTE I
I.1 INTRODUCCIÓN 1
I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 3
I.2.1 Antecedentes en Guatemala
I.2.2 Justificación del trabajo de investigación
10
I.3 OBJETIVOS E HIPÓTESIS
I.3.1 Objetivos
I.3.1.1 General
I.3.1.2 Específicos
I.3.2 Hipótesis
11
I.4 METODOLOGÍA
12
I.4.1 Localización
I.4.2 Variables
I.4.2.1 Variables dependientes
I.4.2.2 Variables independientes
I.4.3 Indicadores
I.4.4 Estrategia metodológica
I.4.4.1 Población y muestra
I.4.5 El Método
I.4.6 La Técnica Estadística
I.4.7 Los Instrumentos a utilizar
PARTE II
MARCO TEÓRICO
21
2.1 Reserva de usos múltiples de Monterrico
2.2 La Fitosociología y las asociaciones vegetales
2.3 Hábitat
2.4 Sistemas de producción en manglares
2.5 Flora y fauna
2.5.1 Vegetación
2.5.1.1 Género Rhizophora
2.6 Importancia de los manglares
2.6.1 Importancia ecológica y económica
22
22
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24
25
26
27
28
29
iv
2.7 Beneficios que proporcionan los manglares
2.8 Los manglares y el patrón hidrológico
2.9 Estudios sobre los manglares
2.10 Riesgo de los manglares
2.10.1 Alteraciones de flujo de agua
2.10.2 Alteraciones del sustrato
2.10.3 Alteración de elementos de fauna
2.11 Interacciones funcionales de los manglares
2.12 Plan maestro para la reserva de Monterrico
2.13 Manejo forestal del bosque de mangle
2.13.1 Organización comunitaria de los ecosistemas manglar
29
30
30
31
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33
33
34
35
37
38
PARTE III
III. RESULTADOS
III.I DISCUSIÓN DE RESULTADOS
40
103
PARTE IV
IV.1 CONCLUSIONES 110
IV.2 RECOMENDACIONES 112
IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS. 113
IV.4 ANEXOS 119
PARTE V
V. INFORME FINANCIERO
1
PARTE I
I.1 INTRODUCCIÓN
Se reconoce la importancia de los humedales con relación a la diversidad de la
flora y fauna y la extinción de algunas especies, pero también por una infinidad de
recursos y servicios que aportan en la región costera entre los que destacan la pesquería,
aprovechamiento de recursos forestales y animales, agricultura de irrigación,
transportación fluvial y recreación. Así como cabe destacar las reservas de gas, petróleo
y otros recursos no renovables, que son motivo de exploración, explotación y abandono,
con la consecuente modificación y destrucción del hábitat en los humedales.
En Centroamérica, la explotación del recurso mangle ocurre especialmente en el
litoral Pacífico. En el Pacífico Sur de Guatemala, al igual que en otras partes del mundo,
los manglares sufren una gran presión por el uso insostenible del recurso, que es muy
valorado por la madera que produce, la cual es utilizada incluso de manera comercial;
para el uso personal en la construcción de viviendas para los pobladores; o bien, es
deforestado para ampliar las fronteras agrícolas (Marenn, 1994; UICN, 2005).
En Guatemala, muchas comunidades aledañas utilizan el recurso sin técnicas o
control alguno, para satisfacer sus necesidades. Esta problemática debe afrontarse con
estrategias de manejo, basadas en criterios surgidos del conocimiento integral del
ecosistema (Morales, 2001).
El manglar es un ecosistema altamente productivo que provee a las comunidades
innumerables bienes y servicios. Algunos de estos usos se remontan a la época
precolombina. Entre los bienes se pueden mencionar productos maderables, recursos
pesqueros de captura directa en el manglar (peces, moluscos y crustáceos), sal, miel,
caza deportiva, materiales químicos extraídos del manglar (taninos, alcoholes), fibras de
valor comercial y productos medicinales.
Entre los principales servicios están la protección contra la erosión de la costa,
mitigación del impactos de inundaciones (regulador hidráulico), acumulación de
nutrientes, protección de infraestructura, recreación y turismos, exportación de materia
orgánica (soporte a las pesquerías), fijación de bióxido de carbono (CO2), refugio de
vida silvestres, ofrece vías y oportunidades de transporte y proporciona hábitat para
organismos marinos y hábitat reproductivo de aves residentes y migratorias.
Los manglares son sistemas altamente productivos bajo las condiciones
ecológicas que los sustentan, en particular la demanda ecológica de agua del sistema.
Los manglares proveen mayor beneficio por los servicios ambientales que brindan,
comparados con los bienes de y uso directo que se obtiene de ellos.
En el Atlántico y en el Pacífico existen estuarios con varias especies de mangle.
En total existen unas 17,000 hectáreas de manglares (177.26 Km 2) que corresponden al
0.15% del territorio nacional. De esta extensión 14,500 hectáreas están en el litoral
Pacífico y el resto en el Atlántico. Se han señalado con anterioridad que la mayor
cobertura de manglares en la costa Pacífica de Guatemala se encuentra en Retalhuleu
con 38% del total, seguido por Escuintla y Santa Rosa con 23% y 20% el total,
respectivamente.
2
En Guatemala se registran 5 especies de mangle, el mangle rojo, Rizophora
mangle y Rizophora rrisonii,mangle negro o ixtatén, Avicenia germinans,mangle
blanco, Laguncularia racemosa; y el botoncillo, Conocarpus erecta. Estas especies
crecen sobre sustratos lodosos protegidos de las corrientes y las olas, aunque existe una
zonificación del manglar, usualmente crecen en rodales mixtos con más de una especie.
El mangle rojo (R. mangle), es de especial interés por ser una especie pionera en
la sucesión vegetal de zonas intermareales de lagunas costeras y esteros con influencia
de agua salada. Crece progresivamente hacia el mar, y permite que en las partes internas
de la franja de manglar, se desarrolle el mangle negro y blanco (Arrecis, 1992).
Es por ello que el objetivo de la presente investigación fue evaluar la actividad
antioxidante, colorante, biocida y composición química de mangle distribuidas en la
reserva Monterrico para su conservación y aprovechamiento, realizando un diagnóstico
de la situación de la especie, caracterizando los metabolitos secundarios presentes,
determinando la bioactividad para proponer un uso potencial como cosmético o
fitomedicamento y fomentar su aprovechamiento sostenible mediante capacitación e
intercambios con la comunidad.
Los principales problemas de sobreuso de los recursos del manglar incluyen la
extracción de leña, el uso de madera para construcción de casas y de postes de mangle
para cultivos, la sobrepesca y el sobreuso de fauna asociada al manglar. También se dan
problemas de alteración de condiciones naturales por la alteración del flujo de mareas
para la construcción de infraestructura y la reducción de los caudales de los ríos.
Los problemas de alteración de cobertura original generalmente responden a
cambios derivados de actividades de agricultura, salineras, acuicultura, ganadería,
desarrollo urbano, turístico y la construcción de vías de comunicación. Finalmente los
problemas de contaminación resultan del uso del manglar como basurero y por la
contaminación de aguas por agroindustria y desechos domésticos.
Es necesario el estudio multidisciplinario de los ecosistemas del manglar,
describiendo características, actividad biológica y promover así su importancia y
beneficios directos e indirectos que brinda la protección y conservación de los
humedales, además de proponer estrategias de manejo.
3
I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
Antecedentes en Guatemala
Guatemala cuenta con un potencial del 1% de su territorio con condiciones para
albergar bosques de manglar. Estos bosques en la actualidad representan el 0.5% de la
cobertura forestal nacional, distribuidos en 14,500 hectáreas en el litoral del Pacífico y
704 hectáreas en el Atlántico, debido a su fragilidad y a la manera descontrolada en la
que se ha venido explotando este recurso se hace necesario normar su conservación,
recuperación y aprovechamiento sostenible. Según algunas estimaciones, se han perdido
9,540 has de manglar en el pacifico guatemalteco (II Reunión sobre Mangle Guatemala,
1990).
Los manglares han sido definidos como asociaciones vegetales anfibias, leñosas,
perennifolias, presentes en forma discontinua en la zona influenciada por las mareas de
las costas tropicales. Son formaciones pantanosas de agua salada bajo la influencia del
agua dulce de los ríos, independientemente del clima de la región.
El ecosistema de manglar reviste una gran importancia ecológica y económica actuando
como la primera barrera ecológica, además de representar un refugio idóneo para una
gran variedad de especies de fauna y constituir el hábitat natural de numerosas especies
tanto terrestres como marinas, de las cuales, muchas constituyen renglones de gran
interés económico, amortiguan el efecto de los huracanes y ofrecen atractivos para el
desarrollo de la industria turística y la investigación científica, asimismo generan una
serie de bienes y servicios de diferente índole, que son la base para la subsistencia de
asentamientos humanos ubicados en las zonas costeras. (Rodríguez, 1984; Herrera y
col., 1986; Menéndez, 1994).
El mangle se define como especies vegetales, típicas estructurales arbóreas,
halófitas facultativas. Presentan adaptaciones fisiológicas estructurales que les permiten
adaptarse a un sistema dinámico, estable y sujeto al efecto de las mareas. En nuestro
país los géneros más representativos son: Rhizopohora, Laguncularia, Avicennia y
Conocarpus.
Rhizophora mangle L.
Familia. Rizoforaceae.
Nombres comunes. Candelón; Mangle; Mangle colorado; Mangle dulce; Mangle rojo;
Mangle tinto; Tabché, Tapché, Xtabché.
Sinonimia. Rhizophora americana Nutt. ; Rhizophora mangle var. samoensis Hochr. ;
Rhizophora mangle var. racemosa (G. Mey.) Engl. in C. Martius; Rhizophora
samoensis (Hochr.) Salvoza.
Forma. Árbol o arbusto perennifolio, halófito, de 1.5 a 15 m (hasta 30 m) de altura con
un diámetro a la altura del pecho de hasta 50 cm.
4
Copa/Hojas. Copa redondeada. Hojas opuestas, simples, pecioladas, elípticas a
oblongas, aglomeradas en las puntas de las ramas, de 8 a 13 cm de largo por 4 a 5.5 cm
de ancho, coriáceas, lisas, gruesas; verde oscuras en el haz y amarillentas con puntos
negros en el envés.
Tronco/Ramas. Tronco recto. Ramas apoyadas en numerosas raíces aéreas de origen
adventicio, simples o dicotómicamente ramificadas, con numerosas lenticelas.
Corteza. Externa de color olivo pálido con manchas grises, pero si se raspa adquiere un
color rojo, inolora, amarga, dura, de textura lisa a rugosa y apariencia fibrosa, se
desprende fácilmente en escamas. Interna de color rojo intenso, granulosa (con alto
contenido de fibras y esclereidas). La corteza forma lenticelas hipertrofiadas en las
partes sumergidas de tallos y raíces. Grosor total: 20 a 30 mm.
Flor(es). Inflorescencias simples, con 2 ó 3 flores, pedúnculos de 3 a 5 cm, flores
actinomórficas; corola de 1.8 cm de diámetro; cáliz de 1.54 cm de diámetro; sépalos 4,
persistentes, amarillos, coriáceos, gruesos, de 4.1 mm de ancho; pétalos 4 no
persistentes, blancos o amarillentos en la base y moreno rojizos arriba, de 2.6 mm de
ancho.
Fruto(s). Baya de color pardo, coriácea, dura, piriforme, farinosa, de 2 a 3 cm de largo
por 1.5 cm de ancho en la base, cáliz persistente. Se desarrolla una semilla, rara vez dos,
por fruto.
Semilla(s). Una sola semilla germina en el interior del fruto (viviparidad). Los
propágulos son frecuentemente curvos, de color verde a pardo en la parte inferior y
presentan numerosas lenticelas. Miden de 22 a 40 cm de largo por 1 a 2 cm de diámetro
en su parte más ancha y pesan aproximadamente 50 g.
Raíz. Raíces fulcreas, ramificadas, curvas y arqueadas. Destacan las modificaciones de
sus raíces en prolongaciones aéreas del tallo como zancos o prolongaciones cortas que
emergen del suelo llamadas neumatóforos.
Origen / extensión. Habita las costas americanas del océano Pacífico en forma continua,
desde el sur de Sonora y Baja California hasta Ecuador, incluyendo el Archipiélago
Galápagos. En el océano Atlántico, se presenta en forma discontinua desde las costas de
Florida hasta Brasil. Se le encuentra en Bermuda y Bahamas, Antillas Mayores y
Menores. En 1902 fue introducida a la isla de Molokai en Hawai y ahora se le encuentra
en todas las islas del Archipiélago. Está especie también está presente en el occidente de
Africa, desde Angola a Mauritania. En América el límite norte de su distribución está
casi a los 24º de latitud norte en el Golfo de México y a los 29º N en el Pacífico.
Estatus. Silvestre.
Hábitat. Especie característica de los litorales donde forma a menudo masas puras en las
zonas intermareales de lagunas costeras y esteros con influencia de agua salada. Crece
en ambientes de continuo movimiento de agua y salinidad variable (hipersalino a
salobre). Su mejor desarrollo es en litorales someros, con poca pendiente donde la
marea entra con mayor facilidad. Se desarrolla en los sitios protegidos contra la acción
del oleaje fuerte. Los manglares más productivos se desarrollan en estuarios con lodo
5
fino, compuesto de cieno, arcilla y alto porcentaje de materia orgánica. Los suelos en
los manglares de Rhizophora contienen generalmente mayores porcentajes de materia
orgánica comparado con los suelos de Avicennia.
Suelos: sustrato lodoso, turba, negro-arenoso muy húmedo, negro-arcilloso, café claro,
areno-arcilloso, zona pantanosa o inhundada y roca coralina. Con un pH de 6.6 cuando
está saturado de agua y de 2.2 a 3 al secarse. La especificidad de su hábitat hace a los
manglares muy sensibles a la perturbación.
Importancia ecológica. Se trata de una especie halófita facultativa. Aun cuando presenta
una amplia distribución y abundancia en el país, puede considerarse una especie rara
debido a la distribución restringida de su hábitat (especie estenoica). Esta especie, junto
con Avicenia germinans y Laguncularia racemosa como elementos dominates, forma
asociaciones conocidas como manglares. Típicamente es la especie de mangle ubicada
en la parte de mayor influencia salina (frente del manglar) y en la que el nivel de
inundación es mayor, aunque se trata de una especie con buenas capacidades para
explotar hábitats con condiciones particulares diversas, pudiendo habitar en sitios con
baja disponibilidad de nutrientes y baja salinidad.
Vegetacion / Zona Ecológica
Tipos de Vegetación. Manglar (orilla de estero).
Vegetación asociada. Avicennia germinans (mangle negro), Laguncularia racemosa
(mangle blanco), Conocarpus erectus (mangle botoncillo) y helechos del género
Acrostichum. Se ha observado que Annona glabra es una especie que puede llegar a
sustituir a R. mangle en las zonas cercanas a las lagunas (partes menos saladas).
Zona(s) ecológica(s). Zona acuática y subacuática.
Fenología
Follaje. Perennifolio. La tasa de expansión foliar y la caída de las hojas alcanza su nivel
máximo en verano, cuando las temperaturas en los niveles de radiación son los más
altos.
Floración. La floración ocurre durante todo el año, predominantemente en el verano-
otoño pero varía dependiendo de la localidad.
Fructificación. Fructifica durante todo el año.
Polinización. Anemófila y entomófila (principalmente áfidos), aunque el principal
vector del polen es el viento. La morfología de la flor favorece la autopolinización, por
lo que los niveles de endogamia son elevados.
Aspectos fisiológicos
Adaptación. Especie de fácil adaptación a sitios salinos y anegados. Una característica
sobresaliente de la especie es su complejo sistema de raíces aéreas que parten del mismo
tronco o de las ramas laterales (raíces pivotantes o zancos) y que bajan para anclarse y
sostenerse en los suelos anegados y fangosos. Otra característica adaptativa es la
presencia de estructuras para eliminar el exceso de sal, o estructuras para respirar
(neumatóforos). Se adapta a un gradiente de luz que va desde alta insolación a sitios
6
sombreados.
Competencia. Aunque son muy pocas las especies que pueden sobrevivir en condiciones
de salinidad y fangosidad, durante la fase de plántula, el rápido desarrollo representa
una fuerte competencia por espacio. Las reservas maternas de los hipocótilos pueden
tener un efecto significativo en el crecimiento de la plántula y en su habilidad
competitiva. Un
incremento en el área basal de Avicennia y Laguncularia en sitios fértiles, con altos
contenidos de nutrientes, pueden limitar el desarrollo de R. mangle debido a
competencia por luz.
Crecimiento. Tasas de crecimiento de plántulas en claros: 0.32 ± 0.04 a 1.89 ± 0.18
mm/día, 2 a 5 veces mayores que en bosque cerrado: 0.14 ± 0.01 a 0.40 ± 0.07 mm/día.
Establecimiento. Su sobreviviencia y establecimiento se ve afectado por la temperatura
del aire, las corrientes oceánicas y el oleaje fuerte. No se desarrolla en sitios con
temperaturas menores a 19 ºC. La viviparidad es una adaptación para el establecimiento
de las plántulas, que aunque se producen durante todo el año, son más abundantes
durante los meses de agosto y septiembre. El tamaño de la semilla o propágulo es uno
de los factores que más afectan el establecimiento de las mismas, dándose una
correlación inversa entre la tasa de mortalidad y el peso inicial del propágulo.
Producción de hojas, frutos, madera y/o semillas.
La producción primaria neta promedio es de 307 a 793 g/m2/año. Los manglares en el
estado de Campeche tienen tasas de producción de follaje de 16 a 24.6 kg/ha/año y una
tasa de caída de hojarasca de 8.3 a 12.5 kg/ha/año.
Regeneración. La regeneración natural ocurre pero es lenta. Aunque se conoce que
varias especies del manglar poseen la capacidad de regenerarse vegetativamente
(tocones), la colonización de nuevos hábitats ocurre a través de individuois producidos
sexualmente. La densidad de las plántulas de la regeneración potencial (< 1 cm diámetro
a la altura del pecho) varía ampliamente entre comunidades: de menos de 400
individuos/hectárea hasta una cifra cercana a los 5,000 individuos/hectárea. Para
asegurar una regeneración exitosa no deben talarse áreas mayores a los 20 m de ancho y
la tala debe restringirse a bosques con un promedio de 25 cm de diámetro a la altura del
pecho. En sitios inundados por mareas que ocurren con una frecuencia de 20 veces por
mes, se deben conservar árboles semilleros separados por 20 m.
Efecto restaurador / servicio al ambiente. Entre los principales atributos funcionales que
determinan la importancia ecológica de los manglares están los siguientes:
1. Recuperación de terrenos degradados. Los suelos donde se desarrollan han sido
considerados muy fértiles, ya que presentan una alta tasa de descomposición, con una
relación carbono/nitrógeno muy alta. Biológicamente constituyen reservorios de
carbono y sistemas importantes en el flujo de energía. Aportan materia orgánica y
nutrientes al sistema y retienen sedimentos. El contenido de carbono en el suelo por lo
general es muy alto y tienen gran capacidad de almacenamiento de carbono en el tejido
vegetal.
2. Conservación de suelo / Control de la erosión. Se consideran sistemas formadores y
estabilizadores de suelos. Controlan la erosión por mareas. Representan un papel
7
importante en la protección y estabilización de la línea costera, ante la acción erosiva
del mar y fenómenos atmosféricos (huracanes y ciclones). Los manglares ayudan a
extender la tierra firme porque sostienen el fango que se deposita desde la tierra,
avanzando hacia el océano.
3. Mantienen la calidad del agua. Funcionan como filtro de algunos contaminantes.
Servicio(s).
1. Sombra / Refugio. El manglar opera como refugio de numerosas especies animales,
terrestres y acuáticas, migratorias o locales. Fuente de nutrientes -vía detritus- de una
gran diversidad de organismos de diferente nivel trófico (llegan a constituir hasta el 75
% del alimento de varios heterótrofos). Los manglares cubren las tres cuartas partes de
las costas tropicales y son considerados como uno de los ecosistemas más productivos
del planeta, en el cual desovan entre el 40 y 70 % del total de las especies marinas y
habitan no menos de 1,200 especies de animales. Ofrecen una amplia zona de
protección, alimentación y reproducción a especies pesqueras de reconocido valor
económico como ostión y camarón.
Entre la macrofauna béntica asociada al mangle rojo destacan 3 taxa: Polycgaeta (22
familias, 43 especies), Mollusca (11 familias, 17 especies) y Crustácea (20 familias y 27
especies).
2. Barrera rompevientos.
3. Ornamental. Tiene alto valor escénico, lo que lo hace apto para la recreación y el eco-
turismo.
Tolerancias.
Demandante de suelos húmedos y luz.
Firme al viento, aunque la incidencia de ciclones o huracanes constituyen un factor de
perturbación importante.
Resistente a:
1. Pudrición. Las raíces contienen gran cantidad de taninos que al combinarse con el
hierro del suelo provoca un ennegrecimiento de las raíces que evita su descomposición.
2. Plagas y enfermedades.
Tolerante a: Rocío salino y sitios salinos. Tolerancia muy amplia a los cambios de
salinidad, es la especie de mangle que resiste la mayor influencia de la salinidad. Crece
adecuadamente en salinidad de 9 ppm. Suelos pobremente ventilados. Los sedimentos
anaeróbicos no representan problemas para el mangle.
3. Sombra.
Desventajas.
Intolerante a: Sombra, el mangle rojo es intolerante a condiciones severas de sombra.
Las plántulas generalmente mueren bajo un dosel cerrado. La alta producción de raíces
y hojas se presenta bajo condiciones de mucha luz. No tolera las fluctuaciones de
temperatura que exceden los 10 ºC o temperaturas por debajo del punto de congelación.
En Florida responden al estrés causado por bajas temperaturas presentándose una
disminución de la altura de los árboles, del índice de área foliar y del tamaño de las
8
hojas.
Sensible / Susceptible a: Muy sensibles a las heladas. Las bajas temperaturas limitan el
establecimiento de esta especie.
Daño por insectos. Los propágulos son atacados por coleópteros y lepidópteros antes y
después de la dispersión. Ataque por cangrejos predadores.
Se muestra sensible a la presencia de petróleo y a la anoxia del suelo. Esto puede
ocasionar la formación de una excrecencia anaranjada y posteriormente la muerte por
defoliación.
Interacción biológica. Existe un mutualismo facultativo entre esponjas y R. mangle. El
mangle rojo obtiene de las esponjas nitrógeno inorgánico disuelto y las esponjas
obtienen carbono del mangle.
Usos.
Adhesivo/exudado (látex). Se ha utilizado como adhesivo en la fabricación de triplay.
Artesanal/madera. Bolas de boliche o de polo y artesanías en general. Artículos
torneados.
Colorantes/corteza. La corteza produce un tinte azul para teñir tejidos de algodón. La
recolección de la corteza se lleva a cabo de manera primitiva usando solo machete,
causando gran daño al árbol al afectarse el cambium vascular, por la herida que le
producen.
Combustible/madera. Leña y carbón
Comestible/fruto. El jugo fermentado produce una bebida embriagante.
Melífera/flor. Apicultura
Construcción/hoja, madera. Construcción rural y marina. Un uso muy extendido es la
extracción de árboles juveniles de R. mangle, por su resistencia para ser usados como
travesaños en viviendas o para la construcción de trampas para el camarón. Las hojas
son empleadas en los techos rurales. La dureza y resistencia de los postes y pilotes al
agua de mar está ampliamente reconocida por los pescadores. La madera tiene gran
demanda en construcciones ligeras.
Curtiente/corteza, raíz, semilla. La corteza y raíz son fuente importante de taninos (10 a
40 %) que se emplean en el curtido de pieles, tinción de cuerdas, redes y sedales. La
cosecha de la corteza se realiza usando machetes, lo que causa un gran daño al árbol al
afectarse el cambium vascular.
Implementos de trabajo/madera. Implementos agrícolas, galeras tabacaleras, mangos
para herramientas.
Maderable/madera. Madera muy dura. Se utiliza para hacer puentes, pilotes, postes de
casas, vigas, horcones, durmientes, muebles, diques, costillas para embarcaciones,
fabricación de barcos y pisos, remos e instrumentos empleados en las artes de pesca.
Medicinal/corteza, hoja, raíz.
Corteza: febrífugo, hemostático, antidiarréico, para el asma, hemoptisis, mordedura o
picadura de animales marinos venenosos, diversas heridas, tuberculosis, lepra,
hemorragias, disentería, elefantiasis (Morton, 1965).
Hoja: escorbuto, dolor de muelas, úlceras leprosas (Morton, 1965).
Raíz: la raspadura de las raíces es usada por los pescadores contra mordeduras de peces
y picaduras de insectos venenosos (Kabaru & Gichia, 2001; Thangam & Kathiresan,
1997; Williams, 1999). Los embriones son ricos en taninos y se emplean machacados y
cocidos como astringentes.
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La planta tiene efecto anti-hiperglicémico y podría llegar a usarse clínicamente
en el control de la diabetes mellitus.
Tradicionalmente se ha utilizado en los países caribeños por sus propiedades
antisépticas, astringentes, hemostático y antifúngico.
Se ha demostrado en extractos de diferentes partes de la planta actividad
antiviral (Padamakumar & Ayyakkannu, 1994; Premanathan, et al., 1999),
antimicrobiano (Melchor, et al., 2001, Rojas Hernandez, & Coto Pérez, 1978), actividad
antifúngica moderada (Cáceres et al., 1993). El extracto acuoso rico en taninos ha
demostrado propiedades antibacterianas, cicatrizantes y antiulcerogénicas.
El extracto acuoso a altas dosis incremento la glutatión peroxidasa y superóxido
dismutasa el cual fue comparable con omeprazol. Los niveles de peroxidación lipídica
fueron inhibidas a dosis dependiente. Se sugiere que la actividad gastroprotectiva es
debida a su actividad antioxidante y dependiente de la ruta de prostaglandina
(Berenguer et al., 2006).
El extracto total y las fracciones de R. mangle mostraron actividad inhibitoria de
radicales libres y capacidad quelante de iones ferrosos (Sánchez et al., 2006).
El extracto acuoso de la corteza de R. mangle (L.) se caracteriza por poseer una
composición química compleja, destacándose la presencia de polifenoles (54,78 %),
representados en su mayoría por taninos poliméricos (80 %) y taninos hidrolizables (20
%), destacándose la presencia en estos últimos de epicatequina, catequina, ácido
clorogénico, ácido gálico y ácido elágico, además se encontraron galotaninos y
elagitaninos. De las estructuras no tánicas, se refiere la presencia de carbohidratos (17,5
%) libres y enlazados; ácidos grasos (4,0 %) de cadena larga, saturados e insaturados;
fitoesteroles (0,0285 %); componentes volátiles o semivolátiles (70 compuestos)
(0,0205 %) y aromas o aceites esenciales no volátiles (Sánchez, et al., 1998).
En la última década se demostraron varias propiedades farmacológicas del
extracto de R. mangle, que incluyen, prevención de la mastitis bovina (Armenteros,
1998) y eficacia en la curación de las heridas (Bulnes et al, 2001; Fernández et al.,
2002), así como propiedades antimicrobianas (Melchor et al., 2001; Montes et al 2001),
a su vez resultó exitoso en el tratamiento de las infecciones uterinas (Agüero, 2004) y
las úlceras gastroduodenales (Sánchez et al., 2001), recientemente se demostraron sus
propiedades antiinflamatorias (Marrero et al., 2006) y antioxidantes en modelos in vitro
(Sánchez et al., 2005, 2006).
Se realizó el estudio preclínico mediante la evaluación del efecto del extracto
acuoso de R. mangle en modelos agudos a dosis única (2 000 mg/kg de masa corporal) y
a dosis repetida diaria durante 14 d del extracto en la dosis terapéutica máxima de 500
mg/kg mc.
El peso corporal se mostró característico para la especie, no hubo alteraciones en
el peso de los órganos y no se manifestaron signos anatomopatológicos que
evidenciaran efectos tóxicos. La dosis tóxica del extracto acuoso seco de R. mangle es
superior a 2 000 mg/kg en estudio de dosis única y no es tóxico a dosis repetida en la
dosis máxima terapéutica en un período de 14 d, por lo que se garantiza un amplio
margen de seguridad.
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Justificación del trabajo de investigación
Los humedales costeros en los últimos años han resentido la presión ejercida por
el uso excesivo y la falta de planeación en el uso y manejo de los recursos naturales y el
desarrollo de actividades humanas en las cuencas altas, medias lo cual ha ocasionado
impactos ambientales considerables a estos ecosistemas y han acelerado procesos
degradantes en el interior de las Reservas y su zona de influencia.
Los ecosistemas de manglar han sufrido la explotación de sus recursos, la
mayoría de las veces, sin el cuidado necesario para mantener su integridad, la cual
amenaza su utilización sustentable (Yañez-Arancibia y Lara-Domínguez 1999).
Actividades como el desarrollo urbano y turístico, sin regulación, son factores que han
ocasionado presión sobre los manglares. Actualmente los bosques de mangle se
encuentran entre los hábitats más amenazados del mundo y están desapareciendo de
manera acelerada (Lauri y Gibson, 2000, Arcas, 2001; CONAP 2005).
Los humedales en la costa Sur de Centroamérica, están sujetos a la destrucción y
degradación ambiental, ocasionadas por el desarrollo de actividades agropecuarias,
industriales, y asentamientos humanos, ubicados en el área y cuenca arriba; y
contaminación provocada principalmente por la escorrentía de aguas negras y
deposición de desechos sólidos (Rodríguez y Windevoxhel, 1998; Arcas, 2001).
Resulta importante realizar investigaciones que aporten información sobre la
estructura comparativa entre los tipos de vegetación y asociaciones vegetales, que se
pueden distinguir en el mosaico de humedales, principalmente en cuanto a la
composición florística y formas de vida, diversidad, estacionalidad, distribución y
zonificación de las especies dominantes, composición química y actividad biológica
entre otras.
A pesar de la importancia de la zona costera en Centro América, esta ha sido
considerada tradicionalmente un sitio marginado y de escaso interés científico, social y
económico (Jiménez, 1999-b). El incremento poblacional ha aumentado el uso de las
áreas costeras tropicales, con fines de expansión urbanística, industrial, acuícola y
turística, provocando que muchos humedales como los manglares, se encuentren en
proceso de deterioro, a pesar de ser un ecosistema que cumple con múltiples funciones
ecológicas y socioeconómicas de gran importancia. En general, no se conoce a fondo la
dinámica de este ecosistema en la generación de los recursos pesqueros, prevención de
contaminación, estabilización de zona costera, ecoturismo, producción de madera,
potencial medicinal, cosmético, entre otros (Morales, 2001).
Por lo que a través de esta investigación, se pretende generar información
química y biológica que permita contribuir a la conservación y protección del medio
ambiente natural del manglar, ya que es de interés nacional según lo establecido por la
Ley Forestal en el artículo 35 del Decreto Legislativo 101-96 y propiciar el desarrollo
económico social y cultural de las comunidades costeras, buscando posibles soluciones
a la problemática ambiental, y creando una concientización y valoración de estos
recursos a través de la participación activa de la población en general, organizando
actividades de educación ambiental y desarrollo sustentable, en las que se incluya
principalmente la capacitación periódica a pobladores sobre alternativas de producción.
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I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS
I.3.1 Objetivos
I.3.1.1 General
Determinar y evaluar el potencial agroindustrial de mangle (R. mangle L.)
distribuido en la Reserva de Monterrico como colorante, antioxidante y biocida para su
aprovechamiento y coservación.
I.3.1.2 Específicos
Seleccionar poblaciones de mangle presente en la reserva de Monterrico para su
evaluación biológica y caracterización química.
Identificar los metabolitos secundarios presentes en extractos de hoja, raíz y
corteza mediante pruebas fitoquímicas.
Determinar y evaluar la actividad antioxidante, biocida y capacidad colorante de
extractos de las especies de mangle para su aprovechamiento como cosmético o
fitomedicamento.
Promover capacitación e intercambios con la comunidad sobre manejo y uso
tradicional de mangle para su aprovechamiento sostenible y conservación.
Proponer un plan de manejo sobre el uso, aprovechamiento sostenible y
conservación del mangle (R. mangle L.).
Divulgar a las autoridades, actores sociales e instituciones en el campo de su
competencia la información obtenida en la investigación.
I.3.1.3 Hipótesis
Los extractos de R. mangle presentan actividad biológica y capacidad colorante.
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I.4 METODOLOGIA
I.4.1 Las Variables
I.4.2.1 Variables dependientes
Actividad biológica.
Tamizaje fitoquímico.
I.4.2.2 Variables Independientes
Extractos hexánicos, etanólicos, diclorometánicos y de acetato de etilo.
I.4.3 Indicadores
Extracción: Rendimientos de extractos.
Actividad antimicrobiana: Crecimiento o inhibición.
Actividad antioxidante: Inhibición del radical.
Actividad insecticida: mortalidad de larvas.
Actividad citotóxica: mortalidad de nauplios.
Tamizaje fitoquímico: Presencia o ausencia de metabolitos secundarios.
Capacidad colorante y tinción.
Cuantificación de taninos y flavonoides.
I.4.4 Estrategia Metodológica
I.4.3.1 Población y Muestra
Población: Especie de Rhizophora mangle (mangle rojo) distribuido en la Reserva de
Usos Múltiples de Monterrico.
Muestra: Especie de Rhizophora mangle raíz, hoja y corteza colectadas en cinco puntos
de la Reserva de Usos Múltiples de Monterrico.
I.4.4 El Método
4.4.1 Obtención de material vegetal:
El material se colectó en cinco puntos de la Reserva de Monterrico, se tomaron
las coordenadas geográficas del lugar. Se colectó una muestra representativa en
diferentes puntos de muestreo, se colectó una muestra de 1,000 g de material; los cuales
serán sometidos a las pruebas de laboratorio (estudio fitoquímico, obtención de aceites,
extractos y evaluación de actividad biológica). Las muestras serán procesadas conforme
a técnicas permitidas de secado y molienda.
4.4.2 Ensayos morfoanatómico y organoléptico: Entre los caracteres organolépticos se
incluyen: color, olor, sabor y textura de la droga (Trease & Evans, 1991; Kuklinski,
2000; Vila & Reing, 2003; Solis et al., 2005).
4.4.3 Determinación de cenizas:
Las cenizas dan idea del contenido en materia mineral de una droga, el cual
suele hallarse alrededor de un 5% (Solis et al., 2005; Vila & Reing, 2003).
13
Método según la Farmacopea Europea:
Ignicionar un crisol por 30 min, enfriar en un desecador y pesar.
Pesar 1 g del material vegetal sobre el crisol previamente seco y secar de 100-
105 °C por una hora e incinerar hasta peso constante en una mufla con
temperatura entre 575 y 625 °C.
Si luego de una prolongada incineración no se logra obtener una ceniza libre de
carbón, disolver en agua caliente, filtrar a través de papel filtro libre de ceniza e
incinerar el residuo junto con el papel filtro.
Combinar el filtrado con la ceniza y cuidadosamente evaporar a sequedad e
incinerar hasta peso constante.
Dejar enfriar el crisol y pesar. Determinar el porcentaje de cenizas obtenidas.
4.4.4 Preparación de extractos:
El material seco y crudo se realizó una extracción fraccionada empleando
hexano, diclorometano, acetato de etilo y etanol siguiendo el procedimiento: Se pesan
de 200 a 500 g de material vegetal y se colocan en un percolador, al cual se le agrega el
disolvente extractor y se realiza una percolación con el mismo durante un período de 5
días con recambios periódicos del disolvente hasta que la extracción sea exhaustiva. El
extracto así obtenido se concentra a presión reducida a una temperatura inferior a 45 °C
en un evaporador rotatorio. Se le realizará un tamizaje fitoquímico para determinar los
metabolitos secundarios presentes en los extractos. (Sharapin, 2000; Solís et al, 2005).
4.4.5 Obtención, caracterización y estudio del rendimiento de aceites esenciales:
Se realizó una extracción por hidrodestilación utilizando un equipo
Neoclevenger según la Farmacopea Europea (2001), realizando de 3 a 5 repeticiones
para determinar el porcentaje de rendimiento del aceite esencial (Solis et al, 2005; Vila
& Reing, 2003).
4.4.5.1 Análisis del aceite esencial por cromatografía de gases (CG):
Utiliza como fase móvil un gas, que suele ser nitrógeno, hidrógeno o helio y
como fase estacionaria un líquido muy viscoso retenido sobre un soporte sólido inerte.
El equipo empleado se denomina cromatógrafo de gases y consiste: una cámara de
inyección, una columna cromatográfica (generalmente de tipo capilar) contenida en un
horno, cuya temperatura es controlable y programable, un detector y un sistema de
adquisición y tratamiento de datos.
La identificación de los componentes de una muestra mediante CG, se basa en la
medida de sus tiempos de retención en comparación con los de sustancias ya conocidas.
Las determinaciones cuantitativas por CG se realizan, según cada caso
particular, por los métodos habituales, normalización, patrón interno o patrón externo.
(Bandoni, 2001; Sharapin, 2000; Vila & Reig, 2003).
4.4.6 Caracterización Química:
El tamizaje (screening) fitoquímico es una de las etapas iniciales de la
investigación fitoquímica, que permite determinar cualitativamente los principales
grupos de constituyentes químicos presentes en una planta y a partir de allí, orientar la
extracción y/o fraccionamiento de los extractos para el aislamiento de los grupos de
mayor interés. Consiste en la extracción de la planta con disolventes apropiados y la
aplicación de reacciones de coloración y análisis por cromatografía en capa fina. Debe
permitir la evaluación rápida, con reacciones sensibles, reproducibles y de bajo costo.
14
4.4.6.1 Investigación de alcaloides:
Ensayos macro y semimicro: Pesar 1 g de material vegetal. Agregar 2 gotas de solución
de hidróxido de amonio al 10% (p/v), luego añadir 25 mL de metanol a 60C. Filtrar
con papel filtro Whatman 1 y acidificar el filtrado con ácido clorhídrico 2 N. La
solución resultante dividirla en 4 tubos y evaluar de la siguiente manera:
Tubo 1: agregar 5 gotas del reactivo de Mayer’s. (Color blanco a crema).
Tubo 2: agregar 5 gotas del reactivo de Dragendorff. (Color rojo a naranja).
Tubo 3: agregar 5 gotas del reactivo de Wagner. (Color marrón).
Tubo 4: testigo.
Usar como estándar soluciones al 1% de atropina y papaverina. Observar durante 2
horas la existencia de precipitados, turbidez o precipitación de complejos en los tubos.
Cromatografía en capa fina: Pesar 1 g de material vegetal seco y molido, agregar 1 mL
de hidróxido de amonio al 10% (p/v) y extraer con 5 mL de metanol. Colocar en baño
maría a 60C durante 5 minutos. Filtrar y concentrar. Aplicar en una placa de silica gel
60 F254, utilizando como estándar una solución de atropina y papaverina al 1 por ciento
en metanol (10 μL).
Fase móvil: tolueno-acetato de etilo-dietilamina (70:20:10); acetato de etilo-metanol-
agua (100:13.5:10), cloroformo- dietilamina (90:10); acetona-agua-amonio concentrado
(90:7:3)
Detección:
Sin tratamiento químico: UV 254nm fluorescencia, UV 365 nm algunos fluorescen azul
o amarillo.
Reactivo de Dragendorff: zonas cafés o naranjas en vis, los colores no son estables.
4.4.6.2 Investigación de flavonoides y antocianinas:
Ensayos macro y semimicro: Extraer 3 g de material vegetal pulverizado con 10 mL de
etanol o metanol al 80 por ciento, filtrar y concentrar. Enfriar a temperatura ambiente y
triturar el residuo con 15 mL de éter de petróleo hasta que la extracción sea incolora.
Disolver el residuo en 30 mL de metanol al 80 por ciento, filtrar y dividir en 5 tubos:
Tubo 1: agregar 0.5 mL de ácido sulfúrico concentrado.
Tubo 2: agregar 3 a 5 gotas de cloruro férrico al 10 por ciento (p/v).
Tubo 3: agregar 0.5 mL de ácido clorhídrico concentrado y calentar en baño de maría
por 5 minutos (prueba para leucoantocianinas).
Tubo 4: agregar magnesio metálico y 0.5 mL de ácido clorhídrico concentrado.
Tubo 5: agregar un álcali a un extracto acuoso.
Tubo 6: agregar solución de ácido bórico en anhídrido acético.
Tubo 7: testigo.
Evaluar las reacciones, cambios de color y/o formación de precipitado
comparados con el testigo.
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Desarrollo inmediato de color flavonas y flavonoles (amarillo a rojo),
flavanonoles (rojo a magenta), flavanonas (rojo, magenta, violeta, azul), isoflavonas
(amarillo); isoflavononas, chalconas y auronas no dan coloración.
Cromatografía en capa fina: Extraer 1 g de material vegetal seco pulverizado con 10 mL
de metanol por 5 minutos en baño de maría a 60C. Filtrar la solución y aplicar sobre
las cromatoplacas de silicagel 60 F254. Como estándar emplear solución de flavonoides
al 0.05 por ciento en metanol (10 μL). (Quercetina, rutina, ácido clorogénico,
hiperósido).
Fase móvil: acetato de etilo-ácido fórmico-ácido acético glacial-agua (100:11:11:27), n-
butanol-ácido acético-agua (40:10:50); acetato de etilo-ácido fórmico-ácido acético
glacial-etilmetilcetona-agua (50:7:3:30:10)
Detección:
Sin tratamiento químico: UV 254nm fluorescencia, zonas azules o amarillas. UV 365
nm, dependiendo la estructura fluorescen amarillo, azul o verde.
Reactivo de Productos Naturales (NP/PEG). Fluorescencia intensa en UV-365 nm.
Solución 1: solución metanólica al 1 por ciento de difenilboriloxietilamina (NP).
Solución 2: solución etanólica al 5 por ciento de polietilenglicol 4000 (PEG).
Aplicar a la placa vapores de amoniaco para intensificar el color de las manchas.
4.4.6.3 Investigación de antraquinonas:
Prueba de Bornträger: Extraer 3 g de material vegetal pulverizado con 10 mL de etanol
al 80 por ciento, filtrar y concentrar en baño de maría (60C). Disolver el residuo con
30 mL de agua destilada y filtrar. Extraer con 10 mL de benceno. A la fase bencénica
añadir 5 mL de solución de test de amonio y agitar. Observar cambios de color en la
fase alcalina (color rojo, rosado: positivo).
Prueba de Bortränger modificado: Calentar 0.3 g de material vegetal pulverizado con 10
mL de hidróxido de potasio alcohólico 0.5 N y 1 mL de peróxido de hidrógeno al 3 por
ciento y calentar 10 minutos en baño de maría a 60C. Añadir 10 gotas de ácido
acético glacial para acidificar. Extraer con 10 mL de benceno. A la capa bencénica
adicionar 5 mL de solución de prueba de amonio y agitar. Observar cambios de color
en fase alcalina (color rojo, rosado: positivo).
Cromatografía en capa fina: Extraer 0.5 g de material vegetal seco pulverizado con 5
mL de metanol en baño maría (60C) por 5 minutos. Filtrar y aplicar 10 μL en la
cromatoplaca de silicagel 60 F254.
Estándar: solución al 0.1 por ciento en metanol de antraquinonas (10 μL). (Aloína,
flangulina A/B, glucofrangulina A/B y sus agliconas, reina, aloe-emodina, extracto de
sen)
Fase móvil: acetato de etilo-metanol-agua (100:17:13), acetato de etilo-metanol-agua
(100:13.5:10).
Detección:
Sin tratamiento químico: UV 254nm fluorescencia, UV 365 nm fluorescencia amarilla o
rojo-café.
Solución etanólica de hidróxido de potasio al 5 o 10 por ciento.
Antraquinonas: zonas rojas en visible y fluorescencia roja en UV-365 nm.
Antronas y antranolas: zona amarillas en visible y fluorescencia amarilla en UV-365
nm.
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4.4.6.4 Investigación de cumarinas:
Ensayos macro y semimicro: Medir 5 mL de extracto vegetal metanólico. Agregar 1 mL
de agua destilada hirviendo. Con un capilar aplicar 2 manchas en papel filtro. A una
mancha agregar 1 gota de hidróxido de potasio 0.5N, observar bajo luz UV de 365 nm
(fluorescencia azul o verde: positivo).
Cromatografía en capa fina: A 1 g de material vegetal adicionar 10 mL de metanol y
calentar 30 minutos en baño de maría. Filtrar y evaporar hasta 1 mL. Aplicar 20 μL en
una cromatoplaca de sílica gel 60 F254. Utilizar como estándar canela en metanol al 1
por ciento, umbeliferona, ácido p-cumárico, cumarina.).
Fase móvil: tolueno-acetato de etilo (93:7); tolueno-éter (1:1 saturado con 10% de ácido
acético, 50 mL de tolueno y 50 mL de éter son mezclados durante 5 min con 50 mL de
ácido acético al 10%, se filtra y se descarta la fase de abajo, y la mezcla de tolueno-éter
es usada).
Detección:
Sin tratamiento químico UV 254nm fluorescencia. UV 365 nm todas las cumarinas
muestras una intensa fluorescencia azul o verde- azul.
Solución etanólica de hidróxido de potasio al 5 o 10%. UV-365 nm fluorescencia azul o
verde.
4.4.6.5 Investigación de taninos:
Ensayos macro y semimicro: Extraer 10 g de material vegetal pulverizado con 30 mL de
etanol o metanol al 80 por ciento, filtrar y evaporar a sequedad. Añadir 25 mL de agua
caliente al residuo y agitar con varilla y dejar enfriar. Agregar 1 mL de solución de
cloruro de sodio al 10 por ciento y filtrar. Adicionar 3 mL del filtrado a 4 tubos de
ensayo:
Tubo 1: testigo.
Tubo 2: agregar 4 a 5 gotas de solución de gelatina al 1 por ciento (p/v).
Tubo 3: agregar 4 a 5 gotas de gelatina-sal (1 por ciento de gelatina y cloruro de sodio al
10%).
Tubo 4: agregar 3 a 4 gotas de solución de cloruro férrico al 10 por ciento (p/v).
Observar la formación de precipitado y/o cambio de coloración.
Con cloruro férrico: grisáceo-negro: catecol; negro-azulado: pirogalol)
4.4.6.6 Investigación de aceites volátiles:
Cromatografía en capa fina:
Método A: Extraer 1 g de material vegetal pulverizado con 10 mL de diclorometano
agitando por 15 minutos. Filtrar y evaporar en baño maría (60C) a sequedad.
Disolver en 1 mL de tolueno y aplicar 20-50 mL en cromatoplaca de silicagel 60 F254.
Método B: Pesar 10-50 g (dependiendo del tipo de droga) de material vegetal y destilar
con arrastre de vapor por 1 hora. Recolectar el aceite esencial en xileno. Diluir la
solución de aceite en xileno con tolueno 1:5 o si es muy concentrada 1:10 y aplicar 5
mL (1:10) en cromatoplaca de silicagel 60 F254.
Estándar: solución de tolueno 1:30 de mentol, timol, anisaldehído, anetol, 1,8-cineol (3
mL).
Fase móvil: tolueno-acetato de etilo (93:7).
Detección: anisaldehído-ácido sulfúrico, vanillina-ácido sulfúrico. Zonas azules verdes,
rojas y cafés en visible.
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4.4.7 Evaluación de la actividad antioxidante:
Método de TLC: Aplicar 10 μL de muestra y 5 μL del estándar antioxidante terc-butil-
hidroquinona (TBHQ) en una placa cromatográfica de silica gel 60F254. Colocar la placa
en una cámara de vidrio saturada previamente con acetato de etilo:ácido acético:ácido
fórmico:agua (100:11:11:26). Secar y asperjar con DPPH (1mg/mL en metanol).
Resultados: Si los extractos presentan actividad antioxidante se observará la
decoloración del DPPH en las bandas respectivas.
Método colorimétrico: DPPH es un radicales libres utilizado para evaluar la actividad
atrapadora de radicales de un compuesto o extracto vegetal (Ravishankara et al., 2002).
Se prepara una serie de cuatro tubos de reacción por ensayo. Al primer tubo que es el
blanco del control se le agrega 1 mL de una solución tampón de acetato y 2 mL de
metanol. Al segundo tubo control, se le agrega 1 mL de tampón de acetato, 1.5 mL de
metanol y 0.5 mL de solución metanólica de DPPH (0.0219 % p/v). Al tercer tubo,
blanco del ensayo, se le agrega 1 mL de tampón de acetato, 1.4 mL de metanol, 0.1 mL
de extracto de la muestra y 0.5 mL de solución de DPPH. Al cuarto tubo, ensayo, se le
agrega 1 mL de tampón de acetato, 1.4 mL de metanol, 0.1 mL del extracto y 0.5 mL de
solución de DPPH. Se agita en vortex por 30 seg e incuba a temperatura ambiente por
30 min. Se realiza la lectura de la absorbancia en un espectrofotómetro (517 nm) contra
el blanco respectivo. Se calcula el portentaje de disminución de la abs causado por el
extracto (Abs b control–Abs e)/Abs control * 100 = % dis Abs. Se grafica la
concentración del extracto (eje x) vrs % dis Abs (eje y). Se interpola el valor de IC50. La
actividad antioxidante se expresa en términos de la concentración de inhibición al 50%
(IC50) que es la concentración del extracto requerida para disminuir un 50% la
absorbancia de DPPH (Lima, 2003).
4.4.8 Determinación de la bioactividad:
4.4.8.1 Ensayo contra Artemia salina (camarón salino): La A. salina es un crustáceo
cuyas larvas (nauplios) son sensibles a gran variedad de sustancias, la citotoxicidad de
extractos sirve para dirigir el fraccionamiento bioguiado en forma rápida y simple, es
una prueba útil aunque no es selectiva para ninguna molécula química.
La técnica consiste en la preparación de un medio salino adecuado, la colocación
de huevos del crustáceo en dicho medio y eclosión. Se transfiere la mayor cantidad de
nauplios vivos a un erlenmeyer con medio salino fresco. Se preparan para cada
sustancia de prueba 3 niveles de dilución (1000, 500 y 250 μg) y se colocan por
triplicado en 9 pozos de la microplaca, haciendo un volumen total por pozo de 100 μL
de solución a ensayar. Posteriormente se agregan a cada pozo 100 μL de medio salino
conteniendo de 10 a 15 nuplios y 100 μL de medio salino. Se usan 3 pozos como
controles negativos los que se preparan en forma similar, utilizando como sustancia de
prueba el medio de disolución de los extractos. Después de 24 horas se procede
entonces a contar el número de sobrevivientes en cada dilución, del que por diferencia
con el valor inicial, se calcula el número de decesos observados. La Concentración Letal
Media (CL50) se calcula mediante una regresión no paramétrica utilizando el pograma
Finney para Basic. Las larvas del crustáceo son sensibles a muchas sustancias de
prueba, con lo que puede determinarse la bioactividad de las mismas. Como prueba de
pretamizaje resulta idónea, principalmente en lo referente a la búsqueda de posibles
sustancias antibióticas, citotóxicas y/o plaguicidas.
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4.4.8.2 Actividad insecticida: Consiste en evaluar la actividad de los extractos vegetales
para matar larvas de insectos de importancia médica (Aedes aegypti) en un medio
micrométrico líquido, en este estudio
4.4.8.3 Actividad antibacteriana
Tamizaje antimicrobiano:
Se evalúa la actividad inhibitoria de un producto, la potencia de un compuesto,
la susceptibilidad de un microorganismo y el espectro de inhibición. Para evaluar la
actividad es preciso conocer el modelo microbiano y tenerlo controlado en las
condiciones de laboratorio, por procedimientos in vitro o in vivo. La medición de esta
actividad se hace por métodos de dilución, que sirve tanto para el tamizaje como para
determinar la concentración inhibitoria mínima (CIM) que se requiere del agente
antimicrobiano para inhibir al microorganismo. La CIM es la concentración más baja
en la que no hay crecimiento visible en agar (placa), está basado en el descrito por
Mitscher et al. (1972).
Se mide por el crecimiento de bacterias inoculadas en superficie de medios
conteniendo moléculas bioactivas. El procedimiento ofrece una distribución homogénea
del compuesto en el agar que consiste en preparar cajas de Agar Muller-Hinton (AMH)
con 1.0 mg/mL del extracto (AMH-E). Inocular las bacterias en caldo, incubar 24 horas
a 36°C, diluir 1:100 en agua destilada estéril, inocular con estrías por cuadruplicado
(error < 0.05) en la superficie de AMH-E e incubar a 36°C por 24 horas. Este
procedimiento se aplica a levaduras, pero debe diluirse el inóculo 1:10 e incubar 48
horas. Se evalúa el crecimiento de bacterias (-) o su inhibición (+). Para la CIM se usan
diluciones decrecientes (1, 0.5, y 0.25 mg/mL), se consideran positivos los extractos
activos a concentraciones <1 mg/mL. El tamizaje debe efectuarse con las siguientes
cepas de microorganismos: Staphylococcus aureus ATCC 25923, Salmonella typhi
ATCC 14028, Mycobacterium smegmatis ATCC 607, Bacillus subtilis ATCC 6051,
Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853, Candida albicans ATCC 10231 y
Cryptococcus neoformans C 13.
4.4.9 Extracción y cuantificación de los colorantes:
4.4.9.1 Extracción de colorantes:
Pesar de 100 a 200 g de la parte de cada especie en estudio y realizar una
percolación utilizando como disolvente extractor (etanol 95%, ácido clorhídrico 0.1N en
proporción 85:15) en una relación 1:5 o 1:10 dependiendo de la materia vegetal, dejar
24 h en reposo y posteriormente concentrar el disolvente extraído hasta obtener una
consistencia grado miel, secar en desecador hasta sequedad y almacenar en
refrigeración para su posterior análisis por espectrofotometría UV/VIS.
4.4.9.2 Método del tungsto-molíbdico-fosfórico para cuantificar taninos:
Se agitan 10 g de muestra con 500 mL de etanol al 50 % durante 6 h, se deja en
reposo 8 h y se agita nuevamente por 30 min, para posteriormente filtrar. Se transfieren
3 mL del filtrado a un matraz aforado de 50 mL y se diluye con agua destilada hasta
enrase (Solución madre). Finalmente se preparan matraces aforados de 50 mL, de
acuerdo a lo que muestra la siguiente tabla:
19
Tabla 1.
Reactivos para elaboración de curva de calibración para cuantificación de
taninos
Reactivos Blanco Patrón Muestra
Sm - - 1.0 ml
Solución de referencia de
ácido tánico
- 3.0 ml -
Agua destilada 5.0 mL 2.0 mL 4.0 mL
Reactivo para taninos 2.0 mL 2.0 mL 2.0 mL
Se agita y se deja en reposo 5 minutos
Solución de carbonato de
sodio al 20%
1.0 mL 1.0 mL 1.0 mL
Se completa con agua destilada hasta enrase, se mezcla bien y se lee cada uno a
700 nm.
Solución de referencia de ácido tánico: Se disuelven 25 mg de ácido tánico en 100 mL
de agua destilada, de ahí se toman 20 mL y se completa volumen hasta 100 mL.
Reactivo para taninos: 10 g de tungstato de sodio dihidratado, 0,2 g de ácido
fosfomolíbdico y 5 mL de ácido fosfórico al 85 % en 75 mL de agua destilada. Se
refluja 2 h y después se completa a 100 mL con agua destilada.
La expresión para los cálculos es la siguiente:
Am x P x 1 000 x 100 X = Ap x PM x (100-p) (Ecuación 1)
X: contenido de taninos en la droga (%)
P: masa de la sustancia de referencia (g)
Am: absorbancia de la muestra (nm)
Ap: absorbancia de la solución de referencia (nm)
PM: masa de la droga (g)
p: humedad de la droga (%)
4.4.9.3 Análisis de Cuantitativo de Flavonoides por Espectrofotometría UV/VIS (Real
Farmacopea Española, 2002):
Disolución madre. En un matraz de fondo redondo de 100 ml poner 0.8 g de droga
pulverizada (500), 1 ml de una disolución de 5 g/l de hexametilentetramina, 20 ml de
acetona y 7 ml de ácido clorhídrico. Calentar a ebullición la mezcla a reflujo durante 30
min. Filtrar el líquido a través de algodón hidrófilo a un matraz de 100 ml. Añadir el
algodón hidrófilo al residuo en el matraz de fondo redondo y extraer dos veces con 20
ml, cada vez, de acetona, calentando a ebullición a reflujo cada una de las veces durante
10 min. Dejar enfriar a temperatura ambiente, filtrar el líquido a través de algodón
hidrófilo y después filtrar las disoluciones de acetona reunidas a través de un papel de
filtro a un matraz aforado y diluir hasta 100 ml con acetona lavando el matraz y el filtro.
Poner 20 ml de la disolución en una ampolla de decantación, añadir 20 ml de agua y
extraer la mezcla una vez con 15 ml y luego tres veces con 10 ml, cada vez, de acetato
de etilo. Reunir los extractos de acetato de etilo en una ampolla de decantación, lavar
dos veces con 50 ml, cada vez, de agua, filtrar el extracto sobre 10 g de sulfato de sodio
anhidro a un matraz aforado de 50 ml y diluir hasta 50 ml con acetato de etilo.
20
Disolución problema. A 10 ml de la disolución madre añadir 1 ml de reactivo de cloruro
de aluminio y diluir hasta 25 ml con una disolución al 5 % V/V de ácido acético glacial
en metanol.
Disolución de compensación. Diluir 10 ml de la disolución madre hasta 25 ml con una
disolución al 5 % V/V de ácido acético glacial en metanol.
Medir la absorbancia de la disolución problema después de 30 min, por comparación
con la disolución de compensación a 425 nm.
Calcular el contenido en porcentaje de flavonoides, calculado como hiperósido, a partir
de la expresión: tomando la absorbancia específica del hiperósido como 500 nm.
A = absorbancia a 425 nm,
m = masa de la sustancia a examinar en gramos.
A × 1.25 (Ecuación 2)
—————
m
I.4.5 La Técnica Estadística
Se realizó un estudio no probabilístico a conveniencia, en el caso de evaluación
de la actividad antimicrobiana se utilizará estadística no paramétrica, es decir si se
presenta crecimiento el resultado de la actividad será negativa y si no la presenta el
resultado de la actividad será positiva, se realizarán cuatro réplicas por especie y luego
se determinará la concentración mínima inhibitoria (CIM) de la actividad bactericida,
cuatro réplicas para la concentración letal media (CL50), de la actividad citotóxica y
concentración letal (CL100) para la actividad larvicida.
En cuanto a la determinación de los metabolitos secundarios se realizó la
medición de Rf comparando con estándares, ensayos macro y semimicro y reacciones
de coloración y precipitación.
En cuanto al análisis del aceite esencial se obtendrá el promedio y la desviación
estándar de 3 extracciones del aceite, para determinar su rendimiento y la identificación
química se realizará de acuerdo a los tiempos de retención y masas de los constituyentes
comparados con una base de datos.
Para registrar las observaciones se utilizarán cuadernos foliados por páginas, en
las cuales se llevará el registro cronológico de las actividades realizadas y los resultados
obtenidos. Los resultados serán organizados, resumidos y presentados mediante
estadística descriptiva y serán analizados e interpretados de acuerdo a la técnica
ensayada.
I.4.6 Los Instrumentos a utilizar
Se utilizaron cuadernos para el registro de las actividades realizadas diariamente
y resultados obtenidos, además de la documentación registrada en la bitácora del
laboratorio. Se elaboraron informes mensuales y trimestrales para indicar el avance de
la investigación. Se utilizó el equipo, materiales e infraestructura del Laboratorio de
Investigación de Productos Naturales de la Facultad de Ciencias Química y Farmacia,
para los análisis fitoquímicos, fisicoquímicos y espectrofotométricos y el laboratorio de
Bioensayos para la evaluación de la actividad biológica.
21
PARTE II
MARCO TEÓRICO
El ecosistema de manglar está considerado entre las cinco unidades naturales
principales del mundo por albergar en él una alta productividad, amplia gama de
recursos e importante biodiversidad. Su productividad primaria bruta alcanza niveles de
hasta 14 gramos de carbono por metro cuadrado y de 7 a 15 toneladas de hojarasca
anuales, por hectárea El bosque de mangle provee además de bienes ambientales ya que
constituye una barrera protectora de las costas frente a fenómenos naturales, sirve de
filtro natural que desaliniza el agua y absorbe tóxicos y químicos.
La importancia de los manglares radica en que son considerados ecosistemas de
mayor producción de materia orgánica, actúan como criaderos para muchas especies de
peces y otros mariscos, sirven de habitáculo para una gran variedad de aves y otros
organismos costero-marinos, protegen la costa contra la erosión, las marejadas,
tormentas y huracanes, lo que los convierte en pieza fundamental de la Gestión
Integrada de Zonas Costeras. Similar a otras plantas y árboles funcionan como
oxigenadores del medioambiente porque producen oxígeno y usan el bióxido de
carbono del aire, son usados para la recreación pasiva, los deportes acuáticos y
actividades turísticas, son importantes para la educación e investigación científica. La
conservación de la estructura y funcionamiento de los manglares debe ser prioritario, el
enfoque ecosistémico debe procurar el equilibrio apropiado entre conservación y uso de
la diversidad biológica y su integración.
América Central es una región de gran importancia biogeográfica dado que sirve
de puente entre las zonas norte y sur del continente, y que está ubicada entre el Océano
Pacífico y el Mar Caribe. Se encuentran en la misma innumerables ecosistemas y
humedales costeros, sobre todo manglares y arrecifes de coral. Estos ecosistemas
figuran entre los más productivos del mundo (Day et al, 1989); como tales, no sólo
tienen un elevado valor ecológico sino que contribuyen en forma significativa a las
economías regionales.
No hay en la región estudios exhaustivos que permitan determinar la extensión
de los manglares de la región, ni el patrón de cambio del mismo. La mayoría de los
informes nacionales y regionales presentan variaciones por lo cual no es posible tener
un valor preciso de la misma. Se ha estimado (Rodríguez y Windevoxhel, 1995) que
Centroamérica (incluyendo Belice y Panamá) tiene unas 566,900 hectáreas de
manglares de las cuales, al menos 342,137 hectáreas de cobertura boscosa excluyendo
otros componentes del ecosistema son reportadas para el Pacífico (Jiménez, 1994).
Se estima que sólo el 7% de los bosques naturales que subsisten en América
Central son manglares. Estos constituyen uno de los ecosistemas más representativos
que se encuentran en las zonas costeras protegidas en la región. Debido a la disminución
acelerada de los bosques tropicales de América Central, sobre todo de bosques secos,
los manglares se han convertido en la actualidad en una fuente importante de recursos
que permiten satisfacer las necesidades básicas de las familias que viven en las zonas
costeras o cerca de las mismas. En algunas áreas costeras secas del Pacífico, las
comunidades satisfacen entre el 40 y el 90% de sus necesidades energéticas gracias a la
leña obtenida de los manglares.
22
2.1 Reserva de Usos Múltiples de Monterrico
La Reserva Natural de Usos Múltiples Monterrico (RNUMM) es un humedal de
gran importancia por su papel hidrológico, biológico y ecológico fundamental en el
funcionamiento natural de las cuencas hidrográficas de la zona y de los sistemas
costeros. La zona está definida por asociaciones naturales, siendo estas el ecosistema
estuarino y el ecosistema costero-marino, que son de alto valor como hábitat de una
gran diversidad de especies animales y vegetales, ya que en este realizan las diferentes
fases de su desarrollo y ciclos de vida (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).
La RNUM Monterrico se localiza al sureste de la República de Guatemala sobre
la franja costera del Pacífico entre los municipios de Taxisco y Chiquimulilla del
departamento de Santa Rosa. Está delimitada por las coordenadas cartográficas entre los
meridianos 90º26'21" y 90º30'14" longitud Oeste y paralelos 13º58'28" y 14º0'38"
latitud Norte. Localizada muy cerca del foco del rango latitudinal de mayor desarrollo
de bosques de manglares, dichos bosques constituyen una de las principales
formaciones vegetales característica y representativa del área (Sigüenza y Ruíz-
Ordoñez, 1999).
El 65% del área está formado por cuerpos de agua, formando así el sistema
estuarino conocido como Canal de Chiquimulilla, que cuenta con canales anexos y
lagunas estuarinas que cambian su salinidad dependiendo de la acción de las mareas.
Este sistema estuarino representa un importante hábitat de fauna y flora que en la
mayoría de los casos se encuentran en vías de extinción, como por ejemplo la iguana
verde, el caimán, tortugas terrestres y tortugas marinas, y de pérdida significativa de su
funcionalidad como en el caso de los ecosistemas de manglar (Sigüenza y Ruíz-
Ordoñez, 1999).
Según el sistema del Dr. L.R. Holdridge, el área se localiza en la zona de vida
Bosque seco Subtropical (bs-S) compuesto por la flora representativa (Madre Cacao,
Guachimol y arbustos espinosos). Esta zona de vida abarca una franja angosta de unos 3
a 5 km en el Litoral del Pacífico, que va desde la frontera con México hasta las
cercanías de Las Lisas, en el Canal de Chiquimulilla (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).
La RNUMM está situada entre los 0 a 8 msnm. En cuanto a su relieve
topográfico pertenece a la planicie de la costa sur ya que su pendiente no sobrepasa del
5%, a excepción del área de mareas (playa).
La franja de playa, es de vital importancia ya que el desove (postura de huevos)
de tortugas marinas se realiza de manera constante durante la temporada que va desde
julio a diciembre de cada año. El bosque seco, es otra de las importantes asociaciones
naturales que posee la reserva ya que constituye un refugio, sitio de anidamiento,
alimentación y reproducción para muchas especies de aves, reptiles, mamíferos e
invertebrados (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).
2.2 La Fitosociología y las Asociaciones Vegetales: El proceso de reconocer y clasificar las comunidades vegetales está basado en
las ideas de Clements que planteaba que las comunidades vegetales eran reconocibles y
se pueden repetir en determinadas condiciones. Su estudio y clasificación es ocupación
de la Fitosociología.
23
De acuerdo a Alcaraz (2009) tres son las ideas de la fitosociología: 1) las
comunidades de plantas se conciben como tipos de vegetación reconocidos a través de
su composición florística. La composición completa de especies de la comunidad
expresa mejor sus relaciones inter-específicas y con el ambiente que cualquier otra
característica. 2) Entre las especies que componen una comunidad, algunas son mejores
indicadores de las interrelaciones que otras. Para clasificaciones prácticas se usan mejor
estas especies puesto que son más efectivas como indicadores; estas son las especies de
diagnóstico (especies de carácter, especies diferenciales y compañeras constantes). 3)
Las especies de diagnóstico se utilizan para organizar las comunidades en una
clasificación jerárquica en la cual la asociación es la unidad básica. La gran cantidad de
información que manejan los fitosociólogos debe, necesariamente, ser organizada; la
jerarquía no sólo es necesaria, sino que supone un instrumento insustituible para
entender y comunicar las relaciones de la comunidad.
Uno de los más reconocidos autores es Braun-Blanquet quién es el iniciador de
la escuela Zurich-Montpellier, luego de él otros autores fueron tomando diversos
caminos y se crearon la escuela de Uppsala, y la de Raunkaier (Kent M. & P. Coker,
1992.) Todas estas escuelas basadas en la fitosociología y la clasificación de la
vegetación lo que conceptualmente es fundamental para realizar la cartografía de la
vegetación como la que se propone para la RNUMM.
2.3 Hábitat
El hábitat del manglar se caracteriza por un clima de temperatura media anual
elevada, precipitaciones moderadas o altas. De especial significación son las
condiciones edafohídricas: inundación intermitente por influencia de las mareas, mezcla
de agua salina con agua dulce en desembocaduras de ríos, estuarios y deltas, suelos
mayormente cenagosos y cubiertos por abundante materia orgánica en descomposición,
bajo extremas condiciones reductoras (deficitarias de oxígeno).
Los humedales o ambientes acuáticos son aquellos que permiten el desarrollo de
formas vegetales adaptadas a vivir en condiciones de inundación. Entre éstas se
incluyen desde las hidrófitas estrictas de formas sumergidas, emergentes y flotantes
hasta las subacuáticas o tolerantes, con representantes herbáceos o leñosos.
Los ecosistemas de manglar son ecosistemas que además del mangle incluyen
los animales y plantas asociadas, vegetación mayormente arbórea, la cual constituyen el
tipo de vegetación dominante de las costas en la banda tropical y subtropical (Yañez-
Arancibia y Lara-Domínguez 1999, Pizarro et al. 2004).
Esta especie se desarrolla en litorales someros, con poca pendiente donde la
marea entra con mayor facilidad. Posee una alta capacidad de enraizamiento y se
establece en las partes bajas donde el agua se mantiene en movimiento, o en suelos
saturados de agua (Arcas 2001, Morales 2001). Pueden ser encontrados en arena, lodo,
turba y rocas coralinas, pero la mayoría está asociada a suelos lodosos. Los suelos de los
manglares han sido considerados muy fértiles, ya que presentan una alta tasa de
descomposición, y una relación carbono/nitrógeno muy alta (Morales 2001).
24
2.4 Sistemas de Producción en Manglares Un sistema es un conjunto de componentes que interactúan entre sí de manera tal
que actúan como una unidad. Cualquier sistema tiene como mínimo las siguientes
partes: límites, componentes, entradas y salidas (CATIE, 1999).
Los límites, que pueden ser físicos (ríos, cercos, etc.) o jurídicos legales
(extensión de una finca, etc.), definen la extensión del sistema. Los componentes son los
elementos o partes que existen físicamente (por ejemplo cultivos, ganado, bosques).
Cada componente es a su vez un sistema con sus propios componentes, interacciones,
límites y otros (por ejemplo los pastos, el ganado, lo árboles de las pasturas conforman
el componente “ganadería” de una finca). Las interacciones son, entre otros los flujos de
materia, energía y dinero que se mueven de componente a componente (CATIE, 1999).
Algunas de las características de los sistemas de producción asociados a los
ecosistemas de los manglares son:
Los sistemas de producción de las familias que residen en los manglares son
complejos, comparados con sistemas de producción campesinos de zonas centrales de
Centroamérica: en efecto, incluyen componentes basado en el uso extractivo de los
recursos naturales del manglar (leña, peces, moluscos, etc.), otros componentes ligados
al sector informal (principalmente comercio y otras actividades de servicio) y, en
algunos casos, componentes agrícolas.
En la mayoría de los casos las áreas de asentamientos en manglares son
marginales, periféricas debido a que no han beneficiado de políticas sociales públicas
(educación, salud, apoyo a la producción). En consecuencia, estas zonas han entrado en
un círculo vicioso de pobreza aumento en la intensidad de extracción de recursos del
manglar, escasez de recursos naturales, pobreza (CATIE, 1999).
Son sistemas en gran parte orientados hacia el mercado, pese a que también
permiten satisfacer en alguna medida necesidades de consumo familiar. Muchos de los
productos extraídos del manglar (peces, moluscos, crustáceos, entre otros) no son
productos de primera necesidad y están sujetos a grandes variaciones de precios. En el
caso de la leña de mangle, existen otras fuentes de energía y especies de bosques
latifoliados o pinares que compiten, en ciertas épocas del año, con las especies del
manglar.
La población ligada a los manglares es heterogénea y se asemeja más al sector
informal que al sector agrícola (en el sentido amplio). Muchos han sido
tradicionalmente jornaleros, obreros agrícolas o de construcción y han adquirido
habilidades en la extracción de los recursos del manglar (pescar, leña) por no tener otras
alternativas. Esto último constituye una característica fundamental debido a que
culturalmente, esta población no aspira a ser leñadora ni pescadora, todo lo contrario,
están en búsqueda permanente de fuentes de empleos fuera del manglar mismo. Este
ecosistema representa para ellos una “alcancía”, un “seguro” en caso de necesidades de
efectivo.
En este sentido, esta población no tiene cultura de “acumulación” sino que más
bien sobrevive en el día a día a muy corto plazo. Es la diferencia fundamental que existe
con un campesino tradicional que practica además de una agricultura de subsistencia,
25
una agricultura de “recta” con productos tales como el café o el cacao (productos de
exportación). En las condiciones antes mencionadas, el nivel organizativo de esta
población es muy bajo.
2.5 Flora y Fauna Además de las especies dominantes de mangles, en este ecosistema vive una
gran diversidad de animales, tanto terrestres como acuáticos, y diversas especies de
plantas. Algunas especies vegetales con menos resistencia a la salinidad pueden ser
parte de las comunidades de manglares como el zapote (Manilkara zapota), la palma
tasiste (Acoelorraphe wrightii), el chechén negro (Metopium brownei), palo de agua
(Pachira aquatica), cuerno de toro (Acacia cornígera) y el tucuy (Phitecellobium
lanceolatum), entre otros (CONABIO, 2009).
Entre las trepadoras y epífitas se encuentran bejucos (Rhabdadenia biflora,
Dalbergia brownei), la pitaya (Selenicereus testudo), varias especies de bromelias
(Achmaea bracteata, Bromelia pinguin y Tillandsia spp.) y orquídeas (Encyclia
cochleata, Epidendrum spp., Brassavola nosoda y Myrmecophila tibicinis). En el
sotobosque viven los helechos de los manglares (Acrostichum aureum y A.
danaeaefolium, Elaphoglossum sp.) y pastos como el zacate salado (Distichlis spicata)
y el pasto aguja (Spartina spartinae) (CONABIO, 2009).
Las raíces de los mangles proporcionan un sustrato adecuado para muchas de las
especies de fauna como caracoles, ostras (Crassostrea rhizophorae), percebes, erizos y
esponjas, y a sus estadíos juveniles. Una gran diversidad de especies comerciales como
cangrejos (Callinectes spp.), jaibas (Callinectes spp.), camarones y langostinos
(Macrobrachium spp.) viven en el agua de los manglares, al igual que las etapas
juveniles de una gran cantidad de peces como bagre (Arius spp.), lisa (Mugil spp.),
mojarras (Eucinostomus spp. Diapterus spp.), pargos (Lutjanus spp.), robalo
(Centropomus spp.) y sábalo (Megalops antlanticus) (CONABIO, 2009).
La compleja estructura vertical de los manglares es utilizada para descanso y
anidación de diversas especies de aves como la garza azul (Egretta caerulea), la garza
roja (Egretta rufescens), la garza morada (Egretta tricolor), la garza gris (Ardea
herodias), el bobo café (Sula leucogaster), el cormorán (Phalacrocorax auritus), la
fragata (Fregata magnifiscens) y la chocolatera (Ajaia ajaja). Algunas especies
consideradas Sujetas a Protección Especial (NOM-059 SEMARNAT-2001) como la
aguililla negra (Buteogallus anthracinus), el gavilán caracolero (Rostrhamus sociabilis),
la cigüeña o garzón (Mycteria americana), el vireo manglero (Vireo pallens) y el
tecolotito manglero (Megascops cooperi) también frecuentan y anidan el manglar. Otras
muchas especies de aves migratorias pequeñas como los chipes, habitan el manglar
durante su estancia en México en los meses de invierno (CONABIO, 2009).
Además, sobre las ramas de los manglares viven varias especies de iguanas
consideradas en la categoría de Especies Amenazadas (Ctenosaura pectinata, C.
quinquecarinata, Ctenosaura similis) o Sujetas a Protección Especial (C. acanthura, C.
hemilopha e Iguana iguana). En el suelo acuático y terrestre del manglar viven los
cocodrilos de río (Crocodrylus acutus), especie también Sujeta a Protección Especial.
En la parte terrestre, varios mamíferos incluyendo mapaches (Procyon lotor), coatíes,
monos y jaguares utilizan este ecosistema (CONABIO, 2009).
26
2.5.1 Vegetación: En el Pacífico de Centro América, la vegetación de los manglares está
compuesta por una mezcla de árboles, hierbas, lianas y epífitas, con diversos grados de
adaptación al ambiente salino e inundado. Los manglares especialmente, han
desarrollado una amplia organización de rasgos morfológicos y fisiológicos que tratan
exitosamente con el estrés de sal y las demandas de oxígeno para las funciones de las
raíces (Jiménez 1999-a, Medina 1999). El núcleo principal de este bosque, tanto en
climas secos como lluviosos, está compuesto por especies de los géneros Rhizophora y
Avicennia (Jiménez 1999-a).
Existen muchas definiciones para estos ecosistemas, algunas basadas en
términos de géneros de mangle, otras tienen enfoque de utilidad, pero la definición más
adecuada para este estudio será: “ecosistemas litorales tropicales y subtropicales,
localizados en la franja intermareal de áreas protegidas de la acción directa del oleaje,
en suelos planos y fangosos, inundados por las mareas con frecuencias relativas a su
amplitud y topografía del suelo, en estuarios, bahías ensenadas, lagunas costeras,
esteros, desembocaduras de ríos” (Dugan 1992, Tabilo-Valdivieso 1999, Rojas et al.
2003, Pizarro et al. 2004).
El bosque de manglar cubre cerca del 60 - 75% de las costas tropicales del
mundo, considerando que entre el 60 y 70% de las costas situadas entre Latitud 25º N y
25º S están cubiertas por mangle. En América Latina, estos bosques tienen una
cobertura aproximada de 40,000 km2 en todo el continente, y más del 70% del área total
de manglares está ubicada en las costas del Atlántico y Caribe, en el Pacífico su
distribución es más restringida debido al clima, precipitaciones y fisiografía litoral
(Yañez-Arancibia y Lara-Domínquez, 1999).
En América Latina, los manglares están influidos por la intensa actividad
convectiva dentro de la zona de convergencia intertropical (que es una franja de bajas
presiones ubicada en la zona ecuatorial, donde convergen los vientos Alisios del Sureste
y del Noreste, con variaciones en su continuidad y grosor), la cual oscila alrededor de la
línea ecuatorial, a lo largo del año (Universidad Nacional de Entre Ríos 2006, Guevara
2006), y genera precipitaciones anuales superiores a los 2,000 mm, y regímenes
variables de mareas.
Los manglares constituyen uno de los ecosistemas de mayor productividad
primaria y secundaria neta en el mundo. En él desarrollan parte de su ciclo biológico
gran cantidad de peces, crustáceos y aves. Además de contribuir a su biomasa a las
cadenas tróficas inmediatas cercanas a las costas, los manglares han brindado al hombre
gran variedad de productos para su consumo o la generación de ingresos.
Los manglares representan una gran importancia, tanto por sus funciones y sus
usos. Estos bosques, se caracterizan por poseer una compleja estructura ecológica y una
gran variedad de hábitats, donde ocurre alta productividad primaria, y diversidad
biológica, funcionando como un gran banco genético (Marenn 1994, Ayala-Pérez,
Avilés-Alatriste, y Rojas-Galaviz, 1998, Arcas 2001, Lauri y Gibson 2000, Díaz-Ruíz,
Cano-Quiroga, Aguirre-León, y Ortega- Bernal 2004, Pizarro et al. 2004). Además,
representan un enorme valor científico, económico y cultural para América Latina y el
Caribe (Yañez-Arancibia y Lara-Domínguez 1999), ya que brindan una gran cantidad
de bienes y servicios para el ser humano.
27
El manglar, es considerado como uno de los ecosistemas tropicales más
productivos del planeta, conforman sistemas importantes en estuarios, bahías y lagunas
costeras (Márquez y Jiménez 2002). Sustentan importantes pesquerías tropicales, y sirve
de refugio a numerosas especies animales, terrestres y acuáticas, migratorias y locales
(Dugan 1992, Marenn 1994, Rojas et al. 2003).
Los manglares por sus características, constituyen escenarios predilectos para el
manejo sostenible de una gran diversidad de especies; muchas de las cuales necesitan de
un substrato sólido para fijarse, como es el caso de los moluscos (Márquez y Jiménez
2002). La vegetación del manglar mantiene una relación recíproca de interdependencia
con la fauna asociada a este, la cual contribuye facilitando los procesos químicos y
biológicos del funcionamiento del sistema (ARCAS 2001).
Una de las características más importantes del manglar es que, debido al aporte
de las descargas de ríos y materia orgánica producida por una gran diversidad de
organismos de diferente nivel trófico, el ecosistema contiene una gran cantidad de
nutrientes, lo cual determina la magnitud de la producción secundaria (Ayala-Pérez,
Avilés-Alatriste, y Rojas-Galaviz 1998, Tabilo- Valdivieso 1999, Lauri y Gibson 2000,
Arcas 2001, Díaz-Ruíz, Cano-Quiroga, Aguirre-León, y Ortega-Bernal 2004).
2.5.1.1 Género Rhizophora Se denomina mangle rojo a las especies Rhizophora mangle, R. racemosa y R.
hamsoni, las cuales se encuentran en la ribera de los esteros, en condiciones de
constante recambio de agua. Son las especies árboreas de mayor importancia comercial,
muy demandadas como leña y para construcciones rústicas; antiguamente proveían de
varules para bananeras y se extraían taninos de su corteza. Debido a la forma particular
de sus raíces, una de sus funciones ecológicas es la de fijar sedimentos que se
encuentran en suspensión en el agua, mejorando así su calidad (Cintran & Schaerfer-
Novelli, 1983). Además sus raíces sirven de protección contra depredadores a muchas
especies de crustáceos, peces y camarones de importancia económica. Los árboles más
gruesos de este género alcanzan hoy en día alturas de 35 m y diámetros de 45 cm.
En Guatemala, se considera que el 80% del manglar está conformado por
mangle rojo (R. mangle), y el resto por una asociación de mangle colorado, mangle
negro (Avicennia germinans) y mangle blanco (Laguncularia racemosa) con pequeños
estratos de botoncillo (Conocarpus erectus) (Arrecis 1992). Los más importantes por su
utilización son el mangle blanco y el mangle rojo.
En el año 1965 existían 23.047 Ha de manglar, las cuales se redujeron a 16.552
Ha en 1974 y a 13.867 Ha en 1984. Se pronostica que con la tasa promedio de
degradación (501,15 Ha/año) el mangle podría desaparecer en la costa sur del país para
el año 2012.
El recurso mangle representa un ecosistema con beneficios directos e indirectos
para los pobladores de la costa sur de Guatemala, quienes se dedican en su mayoría a la
pesca y a la agricultura. Uno de los beneficios directos de su uso es el corte de madera
con fines construcción de ranchos para vivienda, elaboración de cercos rústicos y como
leña.
28
La modificación de las áreas boscosas por el avance de la frontera agrícola
generalmente está acompañada por un intenso proceso de extracción de los recursos del
bosque. Esta situación se registra en muchas regiones del trópico húmedo y en la
actualidad, en muchas de ellas, se ha identificado una pérdida de hábitat de la fauna
silvestre y la consecuente disminución de la biodiversidad de toda vida animal y vegetal
del planeta (Wilson, 1988).
2.6 Importancia de los Manglares Durante la época precolombina, grupos indígenas habitantes de la costa pacífica
de Centroamérica extraían del manglar productos como la sal, moluscos, peces y
crustáceos, utilizados para consumo interno o como bienes de intercambio con poblados
más grandes, ubicados en lugares cercanos o en otras regiones costeras (Jiménez, 1994).
Actualmente el manglar provee leña, carbón, madera de construcción, corteza para
extracción de taninos, animales silvestres, peces, conchas, cangrejos, camarones, sal y
miel a una población de escasos recursos e influencia política y a la vez ofrece sitios
propicios para la camaronicultura, desarrollada por grandes empresas propiedad de
grupos política y económicamente influyentes.
Tradicionalmente los manglares mundialmente tienen gran importancia para la
obtención de madera, fundición de metales preciosos, fuente de taninos para curtir
pieles, obtención de extractos medicinales, especialmente para la cura de afecciones de
la garganta, preservar la salud del cabello y efecto repelente (Von Prahl y col.,1990;
Sánchez, 1994; Altarejos, 1994; Field, 1995; Thangam y col., 1997). En este ecosistema
se desarrolla una amplia actividad apícola y acuícola, protección de especies que se
encuentran en vías de extinción; además representa sitios de interés para grupos
dedicados al ecoturismo (MINAGRI, 1984; Jiménez, 1992; Pizarro, 1994; Rajendron,
1996; Ellison y col., 1996).
Los manglares proveen las necesidades básicas en alimento (peces, flora y fauna
y mariscos), recursos forestales (leña, madera, postes y carbón), recursos no maderables
(tanino, miel), y también una flora y fauna silvestres abundantes para uso indirecto o
directo (turismo, recreo). Los manglares de América Central también desempeñan
funciones ecológicas importantes y proveen servicios importantes a la economía local y
nacional, tales como agua potable, agua para regadío y apoyo para actividades externas.
Además de su importancia ecológica, se puede mencionar los beneficios de estos
ecosistemas para los seres humanos, entre ellos: la protección de la línea costera y
control de la erosión, su función como barrera contra huracanes, retención de
sedimentos, nutrimentos y tóxicos, fuente de productos naturales, medio de transporte,
recreación y turismo, significancia socio-cultural (Tabilo-Valdivieso 1999).
Aparte de las investigaciones biológicas realizadas, los ecosistemas de
manglares no recibieron mucha atención en la región sino hasta finales de la década de
los 80, cuando la UICN creó un Programa Regional de Humedales para llamar la
atención acerca de la situación de los manglares y promover la investigación, el uso
sostenible, la capacitación y la difusión y otras actividades que buscan la conservación
de estos valiosos ecosistemas.
Los manglares son sistemas ecológicos al flujo de materia y energía, factores de
los cuales, a su vez, dependen. Reaccionan sensiblemente a cualquier influencia
29
anormal externa. Su dinamismo lo expresan cambios en su estructura y composición
florística y faunística, los procesos de transformación continua de los suelos, su
capacidad de fijar energía y de sintetizar materia orgánica, bajo la influencia reguladora
de factores ambientales particulares de su hábitat (Rodríguez, 1984).
Según Rodríguez, (1984), los manglares se caracterizan por su alta
homogeneidad. Las extremas limitaciones del medio en que se desarrollan, determinan
un número relativamente bajo de especies de mangle en relación con su distribución en
las costas tropicales.
2.6.1 Importancia Ecológica y Económica
Gracias a su condición de ambientes costeros y ecosistemas terminales de las
cuencas hidrográficas, los manglares presentan varias características particulares
(CONABIO, 2009):
2.6.1.1 Ecosistema de alta productividad y riqueza biológica.
2.6.1.2 Ecosistemas que dependen en buena medida de factores externos de gran escala
como las corrientes oceánicas, la conexión con el mar, el clima y los cambios en
la cobertura y usos del terreno a un nivel de paisaje, hábitat de especies
residentes permanentes y temporales de moluscos, cangrejos, jaibas, langostinos,
camarones, erizos, insectos, peces, aves, mamíferos, bromelias, orquídeas,
bejucos y otras especies.
2.6.1.3 Hábitat de estadíos juveniles de fauna marina.
2.6.1.4 Hábitat de aves migratorias y de colonias de reproducción.
2.6.1.5 Fuente de nutrientes para ecosistemas vecinos como pastos marinos y arrecifes
de coral.
2.7 Beneficios que Proporcionan los Manglares Los manglares además proporcionan una serie de beneficios como (CONABIO,
2009):
2.7.1 Barrera natural de protección que contiene la erosión de vientos y mareas. En
aquellos sitios en donde los manglares se han mantenido, el impacto de
fenómenos naturales, como ciclones y tsunamis, ha sido menor al de aquellos
sitios en donde se destruyeron o no existen estas barreras naturales.
2.7.2 Ecosistemas altamente productivos, ya que generan una gran cantidad de
nutrientes que son exportados por las mareas a las aguas marinas cercanas a la
costa, donde son aprovechados por pastos marinos, arrecifes de coral y una
variedad de peces que tienen importancia comercial.
2.7.3 Zona de protección y crianza de especies comerciales como peces (bagre, lisa,
mojarras, pargos, robalo, sábalo, etc.), camarones, cangrejos, langostinos y
moluscos.
30
2.7.4 Amortiguamiento de los impactos del acarreo de tierra y contaminantes por las
corrientes de agua de ríos y arroyos sobre los arrecifes de coral. Mantenimiento
de la línea de costa y sostenimiento de las arenas sobre las playas.
2.7.5 Filtro biológico, retención y procesamiento de algunos contaminantes utilizados
en la agricultura; filtración de agua y abastecimiento de mantos freáticos.
2.7.6 Captura de gases de efecto invernadero y sumideros de bióxido de carbono;
producción de leña y carbón por las comunidades rurales.
2.7.7 Material de construcción en viviendas rurales y en la fabricación de cercos para
la delimitación de los terrenos o el confinamiento de animales para el consumo
doméstico; industria de la construcción como puntales para las cimbras.
2.7.8 Fabricación de artes de pesca como los tapos, en la elaboración de espigas y
puntales para la locomoción de pequeñas embarcaciones en zonas someras de las
lagunas costeras y los esteros.
2.7.9 Zona de desarrollo de actividades cinegéticas.
2.7.10 Zona de desarrollo de la creciente industria asociada al ecoturismo, avistamiento
de aves migratorias, vida silvestre y paisajes.
Debido a lo anterior, las actividades productivas de las costas deben ser
compatibles con la protección y conservación de los manglares, y establecerse
estrategias que permitan que estos ecosistemas mantengan su composición, estructura y
función, para brindar los insustituibles servicios ambientales que prestan (CONABIO,
2009).
2.8 Los Manglares y el Patrón Hidrológico Una de las características más importantes de los elementos arbóreos del mangle
es su adaptación a condiciones específicas de periodicidad de inundación y exposición
al aire, diferente para cada especie. Esto determina la distribución y zonación de los
manglares e incluso influye en la sucesión.
Estas condiciones resultan de las situaciones hidrológicas netas de la zona en
particular y son producto de la combinación de las mareas, aportes fluviales,
escurrimientos terrestres, precipitación-evaporación, viento, profundidad y
geomorfología del cuerpo de agua adyacente, tasa de sedimentación (y hundimiento o
subsidencia) y la extensión de su nivel topográfico óptimo. Todos estos son los factores
de gran importancia que determinan el éxito de los programas de reforestación o
forestación (Agraz-Hernández, 2006).
2.9 Estudios sobre los Manglares Existe limitada información cuantitativa sobre el análisis histórico de los usos de
estos ecosistemas. Igualmente se conoce muy poca información orientadora del manejo
de los mismos, por ejemplo productividad primaria, regeneración y reforestación entre
otros.
31
Es importante contar con mayor información acerca de la productividad general
de los manglares y sus recursos asociados en la región y acerca de la estructura, tamaño,
crecimiento y capacidad sostenible de cosecha de las diferentes poblaciones de especies
con uso y valor comerciales.
No son frecuentes los estudios biológicos de las especies de los ecosistemas de
manglares, pero casi no hay ninguno acerca de la relación entre características de la
población y el uso, y son precisamente éstos los que más se necesitan para lograr el uso
sostenible. Nunca se enfatizará lo suficiente la importancia de estos estudios y de
integrar equipos multidisciplinarios para unir los campos de la ecología y del uso
sostenible. Debe evaluarse la cosecha permanente de estos bosques con el fin de
ponderar su potencial para un uso sostenible.
2.10 Riesgo de los manglares Las actividades humanas constituyen la principal amenaza para los manglares.
Entre las principales actividades humanas están la destrucción del hábitat, la
contaminación y la sobreexplotación de los recursos. La falta de planificación del
desarrollo urbano, industrial y turístico, así como del desarrollo agrícola, ganadero y
acuícola, han desplazado y reducido extensiones considerables de manglares. Los
desechos sólidos urbanos, contaminantes industriales, pesticidas y fertilizantes
agrícolas, derrames de petróleo, etc., así como las modificaciones a las condiciones
hidrológicas han tenido un gran impacto sobre los manglares. La sobreexplotación de
algunas especies altera substancialmente la composición, estructura y función de este
ecosistema (CONABIO, 2009).
Los ecosistemas de manglares no escapan a estos procesos de degradación
ambiental. Estas áreas, definidas como zonas de frontera agrícola o zonas marginales se
caracterizan por una baja densidad poblacional, poca o ninguna presencia institucional,
ausencia de mercados establecidos, falta de organizaciones rurales fuertes, indefinición
en la tenencia de la tierra, limitaciones a facilidades crediticias, alta heterogeneidad
social, difícil acceso y una alta diversidad de componentes productivos en los sistemas
de producción. Bajo estas circunstancias, la orientación de las acciones para promover
un desarrollo sostenible se dificulta. Esta situación es más evidente en los ecosistemas
de manglar por la variedad y complejidad de los sistemas de producción.
Entre las causas de la degradación y destrucción del manglar se pueden
mencionar: El alto consumo de la madera para distintos fines (leña, cercos,
construcción, postes, agricultura), el cambio de uso de la tierra a pastos y cultivos, el
desarrollo de la acuicultura y los incendios accidentales y provocados. Es importante
mencionar que los recursos del manglar también son utilizados fuera de la región
costera.
Considerando el alto consumo de productos del mangle, que no permite la
regeneración natural del bosque y el acelerado cambio de uso de la tierra han surgido
los primeros ensayos de reforestación, los cuales iniciaron en Tilapa Ocós, en el
departamento de San Marcos, al suroeste de Guatemala, en el año 1984 como iniciativa
del personal local del Instituto Nacional Forestal (INAFOR) actual Dirección General
de Bosques y Vida Silvestre (DIBEBOS), la Asociación Amigos del Bosque y los
pobladores de la región.
32
En el año de 1985, se inicia otro ensayo de reforestación en la localidad de San
José Churinin, departamento de Mazatenango. Al igual que el anterior, fue efectuado
por el personal de INAFOR con apoyo de la comunidad local. El área reforestada fue de
1 Ha, se sembraron 50,000 propágulos.
Posteriormente a estos ensayos, se han realizado pruebas de reforestación en
varias áreas del litoral pacífico, por iniciativa de las distintas instituciones que laboran
en la región o de los pobladores. Las reforestaciones se han llevado a cabo con la
especie Rhizophora sp. (mangle colorado), por ser la más utilizada y apreciada para
construcción porque sus propágulo facilita la recolección y siembra.
El manejo productivo de los ecosistemas de manglar implica el uso sostenible de
sus distintos recursos. Estos incluyen los recursos forestales, faunísticos, estéticos y
otros, que idealmente deberían englobarse bajo un esquema único al que se denomina
manejo integrado. Cabe destacar la importancia del componente arbóreo para el
funcionamiento general del manglar, en términos de provisión de hábitats específicos
para otras especies y de funciones ecológicas críticas como estabilidad de las orillas,
circulación de materia orgánica y nutrientes entre otras.
Pese a la importancia ecológica y productiva del componente arbóreo en los
ecosistemas de manglar, poco es lo que se conoce sobre su crecimiento y
aprovechamiento. No se han encontrado en América Latina metodologías o experiencias
exitosas sobre aspectos como metodologías de inventarios forestales o planes de
manejo. Este tipo de antecedentes existen en otras partes del mundo, especialmente el
sudeste asiático, pero las grandes diferencias ecológicas y sociales hacen que las
mismas no puedan adoptarse directamente en nuestra región.
La presión de uso que las comunidades ejercen sobre el manglar provoca una
degradación, tanto en composición florística como en estructura, deteriorando o
imposibilitando en algunos casos la capacidad natural de regeneración de las especies.
Además la preferencia de los leñadores por árboles con fuste recto y bien formado, por
la facilidad de rajado, conlleva a una selección negativa de individuos en la asociación
vegetal, que contribuye al deterioro paulatino del bosque, ya que quedan en pie los
árboles de menor condición genotípica para la reproducción. Degradación de
consecuencias incalculables, ya que la permanencia del bosque en condiciones
aceptables es requisito para la existencia de los otros recursos del manglar.
2.10.1 Alteraciones del Flujo del Agua Dentro del ecosistema de manglar los flujos de agua fresca llevan consigo
nutrientes y sedimentos. Se trata de un factor importante que mantiene los procesos
naturales, propios de humedad. La interrupción normal del flujo de las aguas por
factores como la construcción de caminos, estanques de camarones y represamientos,
son situaciones que afectan el equilibrio ecológico y biológico del manglar.
Algunos indicadores que pueden reflejar la alteración de los flujos de agua son
árboles, muertos en pie, cambios en la distribución de las especies, así como la invasión
de especies como por ejemplo el helecho Acrosthichum sp. En este sentido, la alteración
de estas variables pueden ser clasificadas de la siguiente manera:
33
2.10.1.1 Alta: la alteración de los flujos es evidente por obras como la construcción de
calles, construcción de represas y desarrollos urbanos que provocan la muerte
de especies haciendo peligrar el equilibrio de todo el ecosistema y se incician
procesos de invasión de especies no exclusivas del manglar.
2.10.1.2 Media: se observa la muerte de especies en determinados sitios, por
interrupción del flujo de agua. Ocurren cambios localizados en la composición
de especies, pero sin afectar todo el ecosistema.
2.10.1.3 Baja: no hay presencia de alteraciones o interrupciones en los flujos naturales
de aguas.
2.10.2 Alteraciones del Sustrato
La erosión, deposición y consolidación de sedimentos son regulados por
actividades estacionales, pero influyen también flujos de agua fresca, las mareas, los
vientos y el oleaje. Los efectos provocados por el aprovechamiento de los recursos
forestales sobre las márgenes de los esteros, canales y ríos dentro del manglar
intensifican los daños en la estabilidad del suelo. La variable seleccionada para
caracterizar el elemento substrato es la erosión de las márgenes. Los indicadores a
evaluar son la muerte en pie de los árboles, la presencia de cárcavas y surcos.
La alteración del estado de conservación del suelo puede ser:
2.10.2.1 Alta: en condiciones severas de erosión del suelo, las raíces enterradas de los
árboles empiezan a aparecer, siendo evidente la caída del mismo o la muerte en
pie. El efecto tiene lugar en un amplio rango de los márgenes, con notable
pérdida d vegetación a consecuencia de este efecto.
2.10.2.2 Media: la erosión por cárcavas provoca por la intensificación del arrastre de
sedimentos con efectos claros en la desestabilización y transformación de los
márgenes en sitios determinados del manglar, pero sin efectos notables sobre
los cauces de los esteros o canales.
2.10.2.3 Baja: erosión por surcos debido a que el agua concentra el poder erosivo a lo
largo de un canal. Los surcos están localizados en pocos sitios y no son
frecuentes en el recorrido por el área. Las consecuencias en la estabilidad del
suelo y los árboles en los márgenes son leves.
2.10.3 Alteración de Elementos de Fauna La fauna silvestre es asociada principalmente con la cubierta vegetal y con
intercambios de los flujos de agua. El indicador a considerar en esta variable es la
condición de las tallas de las especies aprovechadas por los pobladores, comparándola
con la talla de la edad reproductiva reportada en la literatura para las mismas especies.
Un análisis rápido de esta variable se realiza con las especies de mayor extracción
dentro del manglar. La alteración del estado de la fauna silvestre puede ser:
2.10.3.1 Alta: el bajo rendimiento el aprovechamiento no hace atractivo mantener la
actividad por la disminución de los volúmenes de pesca, por efectos de
sobrepesca. No hay medidas de control o regulación o no se cumplen. Los
informes vertidos por conocedores son medios que pueden contribuir a evaluar
la situación.
34
2.10.3.2 Media: las especies están sujetas a niveles de sobre explotación, pero aun
mantienen niveles productivos para los que la explotan. Existen medidas de
control para su explotación (vedas, reglamentación).
2.10.3.3 Bajo: el promedio de extracción de las especies se encuentra por encima de la
talla reproductiva reportada, lo que es indicativo de que la actividad es aun
sostenible. Para evaluar esta situación, los informes de fuentes secundarias
sobre niveles de captura de fauna comercial son útiles.
2.11 Interacciones Funcionales de los Manglares-Pastos Marinos-Arrecifes de
Coral Las interacciones de los manglares con las praderas de pastos marinos y con
arrecifes de coral se han descrito desde un punto de vista ecológico, biológico-pesquero
e hidrológico. El grado de interacción está en función de la comunicación de los
manglares con el mar, la dinámica de las corrientes y la distancia entre estos
ecosistemas. Con base en su geomorfología, las interacciones pueden ser clasificadas en
dos grupos (Agraz-Hernández, 2006):
Los manglares con influencia de mareas con comunicación continua con el mar
tienen un acoplamiento funcional con los ecosistemas costeros adyacentes, como las
praderas de pastos marinos y arrecifes de coral. Esta interacción se efectúan porque la
materia orgánica producida en el manglar es exportada a la zona de pastos marinos y
arrecifes de coral. Otro vínculo de importancia es la presencia de organismo que
realizan alguna etapa de su ciclo de vida en los manglares del Caribe y el Pacífico
Occidental están funcionalmente relacionados con los ecosistemas lagunares costeros,
pastos marinos y corales. La más clara evidencia de la conectividad funcional entre
ecosistemas es la existente entre las lagunas costeras, los manglares y la zona marina en
relación a los cuerpos pesqueros. Los juveniles de crustáceos, peces y moluscos se
alimentan y crecen en los complejos lagunares estuarinos, incluyendo manglares, para
posterior emigrar a la zona marina adyacente a desovar.
En el Caribe, la etapa juvenil de las langostas transcurre entre manglares y pastos
marinos y su etapa adulta en la barrera de coral. Por ejemplo, en el Caribe se demostró
que la pesquería del pez lora (especie típica de ecosistema de coral) es de más del doble
en arrecifes de coral asociados a manglares.
Los manglares con comunicación estacional o restringida al mar y comunicación
indirecta a las vías fluviales funcionan como una trampa de carbono y nutrientes al
concentrar éstos en su interior. Diversos autores consideran que del 85 al 90% de
carbono total se queda en el bosque o el cuerpo de agua adyacente, aunque estos
depósitos de detritus pueden ser exportados ocasionalmente a los sistemas marinos
adyacentes durante eventos excepcionales como huracanes, notes o tormentas
tropicales.
Normalmente, este tipo de mangares y pastos marinos funciona como trampas de
sedimentos, materia orgánica y nutrientes, permitiendo el crecimiento de los corales en
el mar al protegerlos de la sedimentación y de la eutrofización (exceso de nutrientes). El
acoplamiento funcional entre estos ecosistemas y los arrecifes coralinos se atribuye,
principalmente, a procesos hidrodinámicos.
35
2.12 Plan Maestro para la Reserva de Monterrico La Reserva Natural de Usos Múltiples Monterrico –RNUMM-, es una reserva
natural cuyos objetivos están dirigidos a la conservación y uso sostenible de la
biodiversidad (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999), algunos de los objetivos primarios
pretenden:
2.12.1 Promover la producción de madera y productos pesqueros sobre la base de su
aprovechamiento sostenible, de manera que satisfaga las necesidades de sus
habitantes; elaborar, promover y aplicar programas de educación ambiental en la
población residente y visitantes; fomentar y desarrollar programas de
interpretación de la naturaleza para los visitantes al área protegida; apoyar y
permitir el desarrollo de turismo de bajo impacto; desarrollar programas
orientados a la conservación de la diversidad biológica representada en la
Reserva y fomentar y apoyar el desarrollo de programas y proyectos de
investigación científica.
2.12.2 Las poblaciones humanas necesitan de los recursos que se conservan para poder
subsistir. De manera que directa o indirectamente la subsistencia de las
comunidades está estrechamente vinculada con el aprovechamiento de los bienes
y servicios que provee dicha reserva. Las cinco comunidades asentadas en la
RNUMM son: Monterrico, El Pumpo, La Curvina, La Avellana y Agua Dulce, y
dos ubicadas en el área de influencia: El Cebollito y Las Quechas, dichas
poblaciones se benefician de los recursos que proveen el sustento y permiten la
sobrevivencia en el lugar (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).
Según el plan maestro de la RNUMM (1999) existen algunas zonas críticas
como las comunidades vegetales de Tul (tulares) dicha área está ubicada al Noroeste de
la RNUMM, y entre las principales amenazas que sufre esta área es que anualmente se
producen incendios y es utilizada como sitio de pastoreo para ganado vacuno durante la
estación seca. Sin embargo, se considera que es un hábitat clave para refugio y
reproducción de especies de fauna silvestre.
Uno de los más importantes hábitats presente en la reserva es el manglar que se
localiza al Noreste de la reserva y es uno de los hábitats de mayor extensión dentro de la
misma. “Esta es considerada como uno de los principales remanentes de hábitat de vida
silvestre, particularmente para especies amenazadas o en peligro de extinción”
(Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999). El vértice que limita esta área colinda con áreas de
pastoreo para ganado vacuno, y debido a que la reserva carece de zona de
amortiguamiento la actividad ganadera ejerce un impacto considerable sobre el área
protegida.
Aunado a esta problemática las talas ilegales de mangle han degradado
gradualmente dicho hábitat. Un ejemplo de esta circunstancia es el área talada y dragada
a inmediaciones de la aldea Agua Dulce por la Municipalidad de Guazacapán (Santa
Rosa) en enero de 1998 para establecer el “Balneario La Curvina”.
El quinel (área talada) tiene 4 Km. de largo total y 60.60 m de ancho en los
primeros 2 Km. y 30.60 m en los últimos 2 Km. La valoración económica de los daños
realizada por técnicos de CONAP, INAB y CECON indicó que el área total devastada
36
fue de 182,400 m². El total de árboles talados fue de 20,041 (7,636 de mangle rojo y
12,405 de mangle blanco) con un valor de Q.1,422,170.00 (aproximadamente US $
189,622.00). Lo que determina la falta de criterio en el uso y manejo de los recursos
naturales en el área, que en muchos de los casos va de la mano con la falta de
información que permita la toma de decisiones adecuadas para el manejo de las mismas.
El impacto causado en esta área ha tenido un efecto negativo en las áreas
aledañas de manglar y sobre la fauna y flora asociada. Uno de los principales resultados
es el cambio en las características hidrológicas del área, interrumpiendo los flujos
acuíferos que inundan los bosques de manglar provocando la muerte de la vegetación
por la apertura y eliminación de áreas considerables de mangle. Se ha estimado que al
menos 15 m de cada lado de bosque de manglar en los primeros 2 km se secaron debido
a las bordas provocadas por el dragado (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).
Otro factor de riesgo para el área es la infraestructura turística que se ha
realizado desordenadamente, y debido a que no se conoce la capacidad de carga de la
Reserva la integridad de la misma se encuentra en riesgo inmediato. Además de esto la
agricultura, se ha desarrollado de una forma desordenada en suelos relativamente pobres
y con un uso inadecuado de agroquímicos y junto con esto algunas casas han sido
ubicadas en áreas de manglar representando una amenaza para este hábitat en cuanto al
desarrollo futuro de caseríos en dichas áreas sin que se haya realizado el catastro
correspondiente y la normativa para reubicar los asentamientos humanos (Sigüenza y
Ruíz-Ordoñez, 1999).
Las estrategias de planificación costera actuales requieren como base
fundamental un conocimiento de la ecología costera, y específicamente, de la diversidad
de comunidades vegetales que cubren la interfase terrestre-oceánica, las cuales cumplen
importantes funciones de estabilización y conservación costera. Para llenar este
requisito, y llenar vacíos existente en el conocimiento de la estructura espacial de las
asociaciones o comunidades vegetales es de importancia relevante generar información
de línea base para la gestión de áreas protegidas.
Bajo la problemática actual, el significado de las proyecciones del cambio
climático para este particular tipo de comunidades costeras, y del rol que éstas
desempeñan dentro del metabolismo global de nutrientes el estudio de dichas
comunidades vegetales constituye una posibilidad para apoyar el manejo de la reserva a
la luz de los procesos que actualmente se están llevando a cabo en Guatemala.
Guatemala es signataria de una serie de convenios y acuerdos internacionales
relacionados con el medio marino costero, entre los que se encuentran principalmente el
Convenio de Diversidad Biológica CDB, convenio internacional que compromete a
Guatemala a velar por el uso y manejo sostenible de los recursos marinos vivos, así
como a realizar las acciones necesarias para garantizar la sostenibilidad de los recursos
naturales marinos (CONAP, 2009).
A raíz de este convenio se ha establecido la Estrategia Nacional para la
Conservación de la Biodiversidad (ENB), que promueve el llenado de vacíos de
información y la búsqueda de zonas críticas mediante el proceso de identificación de
vacíos, este proceso llamado National Implementation Support Partnership (NISP) con
el cual se ha identificado a la RNUMM y sus zonas aledañas como sitios críticos e
37
importantes para la conservación de la diversidad biológica y manejo de la
biodiversidad marino costera en Guatemala, (CONAP Y MARN, 2009) ha definido
entre sus estrategias actualizar los planes maestros de las áreas protegidas para lo cual se
necesita generar información de base para la posterior actualización.
De manera que una interpretación tentativa de los patrones de distribución de
este tipo de comunidades vegetales en términos de respuestas fisio-ecológicas y
estructurales de sus especies que responden a las características ambientales servirán de
valiosos insumos para su futuro manejo, aprovechamiento y toma de decisiones para la
reserva que al final servirá como fundamento para la actualización de su plan maestro.
En este contexto, conscientes de la extrema escasez de datos experimentales
disponibles en relación a las comunidades vegetales representadas en la Reserva y
considerando la inconsistencia de la gestión de la misma, se requiere un afinamiento de
la información existente. La necesidad de lograr desarrollar un esquema de manejo para
las áreas marinas protegidas, en defensa de la conservación de la biodiversidad y su
manejo para un aprovechamiento sostenible, es lo que hace más importante este estudio.
2.13 Manejo Forestal del Bosque de Mangle El manejo productivo de los ecosistemas de manglar implica, por su propio
nombre, el uso sostenible de sus distintos recursos. Éstos incluyen los recursos
forestales, faunísticos, estéticos y otros, que idealmente deberían englobarse bajo un
esquema único al que se denomina manjeo integrado (CATIE, 1999).
Pese a la importancia ecológica y productiva del componente arbóreo en los
ecosistemas de manglar, poco es lo que se conoce sobre su crecimiento y
aprovechamiento. No se han encontrado en América Latina metodologías o experiencias
exitosas sobre aspectos como metodologías de inventarios forestales o planes de
manejo. Este tipo de antecedentes existen en otras partes del mundo, especialmente en
el sudeste asiático, pero las grandes diferencias ecológicas y sociales hacen que las
mismas no puedan adoptarse directamente en nuestra región (CATIE, 1999).
Ya tres siglos antes de Cristo, comunidades asentadas cerca de la desembocadura
del río Sierpe, en Costa Rica, colectaban moluscos del manglar aledaño, que constituían
parte importante de su dieta. Durante la época precolombina, grupos indígenas
habitantes de la costa pacífica de Centroamérica extraían del manglar productos como la
sal, moluscos, peces y crustáceos, utilizados para consumo interno o como bienes de
intercambio con poblados más grandes, ubicados en lugares cercanos o en otras
regiones costeras. Actualmente, el manglar provee de leña, carbón, madera de
construcción, corteza para extracción de tanino, animales silvestres, peces, conchas,
cangrejos, camarones, sal y miel a una población de escasos recursos e influencia
política, y a la vez ofrece sitios propicios para la camaronicultura, desarrollada por
grandes empresas propiedad de grupos política y económicamente influyentes (CATIE,
1999).
Para satisfacer sus necesidades los campesinos de la región del manglar extraen
de manera desordenada y sin consideraciones de sostenibilidad, leña y otros productos
maderables del manglar para generar unos pobres ingresos monetarios. Sus prácticas
tradicionales no contemplan regulaciones en cuanto a cantidad de leña extraída ni
tratamientos silvícolas de regeneración en rodales intervenidos (CATIE, 1999).
38
La presión de uso que las comunidades ejercen sobre el manglar provoca una
degradación, tanto en composición florística como en estructura, deteriorando o
imposibilitando en algunos casos la capacidad natural de regeneración de las especies.
Además, la preferencia de los leñadores por árboles con fuste recto o bien formado (por
facilidad de rajado), conlleva a una selección negativa de individuos en la asociación
vegetal, que contribuyen al deterioro paulatino del bosque, ya que quedan en pie los
árboles de menor condición genotípica para la reproducción. Degradación de
consecuencias incalculables, ya que la permanencia del bosque en condiciones
aceptables es requisito para la existencia de todos los otros recursos del manglar
(CATIE, 1999).
La falta de experiencia técnica en la región, en cuanto al manejo forestal de
manglares por comunidades locales, y el sesgo biológico en el conocimiento del
ecosistema obligaron a los proyectos a desarrollas una metodología conducente a los
siguientes aspectos (CATIE, 1999):
a) Fomentar que comunidades piloto adopten medidas de autorregulación de la
cosecha de leña en los bosques de manglar.
b) Proveer a las comunidades piloto de conocimiento técnico-forestales sobre los
bosques de manglar, relevantes para la toma de decisiones sobre la gestión de la
producción de leña.
c) Acompañar a las comunidades piloto a legalizar su derecho de acceso al recurso
forestal.
d) Sugerir al Estado adecuaciones a la reglamentación forestal vigente para su
aplicación en las condiciones del manglar y de las comunidades allí asentadas.
2.13.1 Organización Comunitaria de los Ecosistemas de Manglar En el contexto de manejo productivo de los ecosistemas de manglar el tema de la
organización comunitaria es central para un abordaje exitoso del manejo. Por definición
el manejo productivo implica intervención humana, y en todas las áreas de manglares de
la región esta intervención es hecha por los integrantes de las comunidades locales
vecinas a los manglares (CATIE, 1999).
También es importante recordar que en la región la mayoría de las áreas de
manglares son tierras del Estado bajo distintas categorías de manejo, que van desde
reservas forestales y áreas protegidas hasta tierras baldías. En este contexto, la mayor
parte de los usuarios de los recursos del manglar no tienen derecho de propiedad sobre
éstos y en muchos casos pagan por el derecho de usufructo a través de permisos,
derechos, tasas, etc. (CATIE, 1999).
Como todo bien común, los manglares de la región sufren de la conocida
“tragedia de los comunes”, es decir que por pertenecer al Estado, o sea a todos, no son
de nadie y cualquier tipo de actividad puede realizarse en ellos, independientemente del
grado de daño o destrucción que generen. En muchos casos se han pretendido enfrentar
este problema mediante el establecimiento de áreas protegidas estrictas, en las que se
impide todo uso de los recursos, lo cual ha sido bueno para la preservación de estos
39
ecosistemas, pero que ha afectado seriamente las formas de vida de las poblaciones
locales (CATIE, 1999).
En este punto conviene tal vez recordar que nadie prefiere trabajar en los
manglares, por lo que la gente que vive de ellos lo hace porque realmente no tiene
ninguna otra opción. Este hecho permite visualizarlos entre los sectores más
postergados de cualquiera de nuestras sociedades. Las experiencias reales de nuestra
región confirman eso; así, por ejemplo, cuando se reactivó la actividad bananera en el
suroeste de Costa Rica, la población próxima a los manglares de Térraba-Sierpe emigró
masivamente hacia estas fuentes de trabajo, dejando sus actividades extractivas en los
manglares (CATIE, 1999).
Esta conjunción de factores es la que hace de los manglares áreas
particularmente complicadas para el manejo, ya que se combinan regímenes de
tendencia poco claros, son poblaciones cuya subsistencia depende de la explotación de
estos recursos, y con un uso de degradación a los ecosistemas produciendo su
destrucción y privando a sus usuarios de su fuente de sustento (CATIE, 1999).
Una de las pocas esperanzas de salida a estas situaciones es el acuerdo. Acuerdo
en el sentido de conjunción de voluntades de las comunidades locales, las instituciones
de gobierno y las instancias técnicas, con la finalidad de crear un sistema de uso y
garantías de acceso que permitan seguir usando los recursos, pero en forma sostenible, y
que genere alternativas que cubran las necesidades no satisfechas de la población local
(CATIE, 1999).
40
III.1 RESULTADOS
Colecta de material vegetal:
Durante el primer trimestre se realizaron los trámites, en el Consejo
Nacional de Áreas Protegidas (CONAP), para la licencia de investigador y la
licencia de colecta requisitos para poder hacer las extracciones de materia prima
(hoja y corteza) de mangle rojo (R. mangle) dentro de la Reserva Natural de
Usos Múltiples Monterrico (RNUMM), la cual es administrada por ésta
institución y coadministrada por el Centro de Estudios Conservacionistas
(CECON) de la Universidad de San Carlos de Guatemala.
Como resultado se está en la fase final del trámite de la licencia de
colecta. La papelería, para los trámites de las licencias, fue enviada a la regional
Sur-oriente de CONAP. El Director general de la regional, en el segundo mes
del trimestre se nos informó que el trámite de la licencia estaba en su fase final y
que se podía comenzar con la colecta de mangle.
En la Reserva se trabajaron cinco transectos. En cada transecto se
colectaron hojas y corteza de mangle, se tomaron datos de campo (coordenadas
geográficas y altitud), se colectaron muestras botánicas para referencia de
Herbario y se midieron algunas variables como el DAP de los árboles (el cual
sirvió como un indicador aproximado de la edad de la población dentro del
transecto) y vegetación acompañante.
El tipo de transecto fue lineal, el cual se tomó una longitud de 100 m.
Dentro del transecto, primero se procedió a medir el DAP. Para obtener el DAP
se escogieron 10 árboles de manera aleatoria. A cada uno con la ayuda de una
cinta métrica se midió el perímetro de cada uno (a 1.30 m de la base); el
resultado luego se dividió entre π para darnos el diámetro a la altura del pecho o
DAP.
Para la vegetación acompañante, se anotó en la libreta de campo las
especies vegetales que acompañan al mangle rojo y que están dentro de cada
transecto. La materia prima (hoja y corteza) se secó en el horno del Laboratorio
de Productos Naturales (Lipronat). Las muestras botánicas, para referencia de
Herbario, fueron secadas en el horno del Laboratorio Farmaya y almacenadas en
el Herbario CFEH de dicho laboratorio. En el Cuadro 1 se detalla la información
de la colecta.
41
Cuadro 1. Información de los transectos de colecta.
Datos/Punto Punto 1 Punto 2 Punto 3 Punto 4 Punto 5
Coordenadas
geográficas
13º54’18.2’’ N
90º28’02.4’’ O
13º54’12.2’’ N
90º27’12.6’’ O
13º53’47.1’’ N
90º26’43.2’’ O
13º53’50.8’’ N
90º26’26.5’’ O
13º54’23.5’’N
90º28’05.2’’O
Altitud (m) 14 13 13 14 6
No. muestras
botánicas 4 4 4 4 4
No. Voucher
Herbario CFEH 1183 CFEH 1184 CFEH 1185 CFEH 1186 CFEH 1190
Peso fresco
aproximado de hoja
(kg)
6.0 7.0 5.0 5.0 4.5
Peso fresco
aproximado de
corteza raíz (kg)
3.5 1.5 1.5 1.0 2.5
Peso fresco
aproximado de
corteza de rama (kg)
1.0 3.0 1.5 2.0 2.0
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Entre otras de las actividades a realizar en el proyecto fue la de colectar
información sobre la vegetación acompañante y la edad de los individuos de los
cinco puntos de colecta. La información se detalla a continuación:
Vegetación acompañante. Se tomaron los datos de vegetación acompañante de
los cinco puntos muestreados.
En el punto 1 la vegetación acompañante fue muy escasa, solamente era
un área de mangle rojo. La única vegetación observada fueron ninfas. En el
punto 2, la mayoría de la vegetación era mangle, pero se observaron unas 2
plantas de mangle blanco y ninfas. La vegetación acompañante de los puntos 3
y 4 fue muy similar, se pudo observar una gran cantidad de ninfas y pocos
especímenes de mangle blanco y en menor cantidad de tul y árbol de zapotón
(Pachira aquatica). En el punto 5 se observó una mayor cantidad de mangle
blanco; además se observaron leguminosas del género Acacia sp., tul, ninfas,
morro (Crescentia sp.), entre otras.
Medición del DAP. En el transecto lineal se escogieron unos 10 especímenes al
azar. La medición del DAP se hizo a 1.30 m arriba de las raíces aéreas. Con la
ayuda de una cinta métrica se midió el perímetro de cada árbol y al dividir este
valor entre π nos da el diámetro. En el cuadro 2 se detallan los resultados de
DAP obtenidos.
42
Cuadro 2. Datos DAP
DAP (m)
Punto 1 Punto 2 Punto 3 Punto 4 Punto 5
E1 20 40 25 21 18
E2 18 35 31 18 24
E3 15 52 28 18 37
E4 20 37 18 25 40
E5 22 24 34 34 20
E6 40 20 25 26 18
E7 35 38 24 35 34
E8 21 32 20 20 25
E9 23 40 31 36 24
E10 35 21 24 21 20 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Secado y molienda de material vegetal
El material vegetal recolectado se prosiguió a secarlo para evitar su
descomposición, por el crecimiento de mohos, posteriormente al secado, se
molió para su almacenamiento y posterior procesamiento.
Como se observa en el cuadro 3 el material vegetal recién colectado
presenta una elevada cantidad de humedad, por lo que para eliminarla se empleó
horno de convección a 400C durante tres días aproximadamente y con ello se
logró una humedad por debajo al 10% y se molió y almacenó para poder realizar
después extractos y pruebas de caracterización fitoquímica.
Cuadro 3. Secado de material vegetal recolectado.
Material vegetal Humedad de inicio Humedad final
Hoja primer punto 60.18% 9.68%
Corteza primer punto 50.04% 9.61%
Raíz primer punto 40.99% 9.43%
Raíz segundo punto 45.29% 8.80%
Hoja tercer punto 65.48% 9.21%
Corteza tercer punto 58.04% 8.41%
Raíz tercer punto 48.99% 8.23%
Hoja cuarto punto 62.76% 8.05%
Corteza cuarto punto 58.83% 7.36%
Raíz cuarto punto 49.99% 9.28%
Hoja quinto punto 61.38% 8.98%
Corteza quinto punto 55.98% 9.36%
Raíz quinto punto 49.27% 8.38% Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Determinación de cenizas totales y cenizas ácido insolubles.
La determinación de cenizas totales se realizó en la mufla incinerando a
6000C por tres horas llevándose hasta peso constante, como se puede observar
en el cuadro 4, el porcentaje de cenizas totales se encuentra entre 5-10%; siendo
43
mayor en las hojas; esto indica que en las mismas se encuentra una mayor
cantidad de compuestos inorgánicos como sales que no se eliminan durante el
proceso de incineración.
Está establecido que el porcentaje de cenizas totales se encuentra por
debajo del 5%, pero se pudo establecer que para el mangle se encuentra por
debajo del 10%, a excepción de las hojas del quinto punto que presenta un valor
de 12.31%; esto se puede deber al hábitat el cual es rico en minerales.
La determinación de cenizas insolubles en ácido se realizó sobre el
material previamente incinerado, el obtenido de la determinación de cenizas
totales, y se realizó un proceso de digestión con ácido clorhídrico 3N por 5
minutos, después se filtró con papel libre de cenizas y se incineró a 6000C hasta
peso constante. Como se observa la corteza presenta la mayor cantidad de
cenizas insolubles en ácido en comparación a la hoja y raíz, lo que indica que en
la corteza se presenta una cantidad de sustancias inorgánicas que no son solubles
en ácido, las proporciones de cenizas insolubles en ácido entre los diferentes
puntos se mantienen; a excepción de las hojas del quinto punto que presentaron
un valor de 2.03%
Se establece que el porcentaje de cenizas insolubles en ácido no debe ser
mayor del 2%, el cual corresponde a material inorgánica extraña. Como se
observa todas las muestras cumplen ya que se presentó el porcentaje de cenizas
insolubles en ácido por debajo del 2%.
Cuadro 4. Porcentaje de cenizas totales y cenizas insolubles en ácido
Parte Cenizas Totales (%) Cenizas Ácido Insolubles (%)
Hoja primer punto 9.63 ± 0.03 1.93±0.16
Raíz primer punto 5.09±0.22 0.83±0.01
Corteza primer punto 5.81±0.18 1.14±0.11
Hoja segundo punto 7.63 ±0.18 0.41 ±0.14
Raíz segundo punto 5.86 ±0.36 0.77±0.06
Corteza segundo punto 5.48±0.13 1.02±0.19
Hoja tercer punto 8.83±0.05 1.37±0.06
Raíz tercer punto 4.74±0.14 0.48±0.03
Corteza tercer punto 6.48 ±0.23 1.54±0.25
Hoja cuarto punto 9.4±0.16 1.17±0.01
Raíz cuarto punto 5.89±0.06 0.82±0.20
Corteza cuarto punto 6.75±0.22 1.72±0.30
Hoja quinto punto 12.31±0.33 2.03±0.13
Raíz quinto punto 6.32±0.14 0.66±0.06
Corteza quinto punto 8.99±0.65 1.82±0.09 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Prueba de mejor solvente de etanol y obtención de extractos fraccionados del material
vegetal.
Se obtuvieron extractos fraccionados, comenzando el lavado con hexano,
seguido de diclorometano, acetato de etilo y etanol; para este último se realizó la
prueba de mejor solvente, como se observa en el cuadro de resultados 5 fue el
44
etanol al 50%, tanto para raíz y hoja; y en etanol al 70% para corteza, esto indica
que los metabolitos presentes tienen características polares y por ello en dicho
solvente, se presentó el mayor porcentaje de extracción.
Los resultados del rendimiento de extracto con los diferentes solventes se
puede observar que en la raíz se obtuvo un promedio de rendimiento del 0.20%;
mientras que en las hojas se obtuvo un rendimiento mayor con los mismos
solventes por arriba del 1%; en corteza se obtuvo un promedio de 0.40%, se
pude observar que en los diferentes puntos de colecta los rendimientos de
extractos fueron muy similares.
Los mejores rendimientos se obtuvieron con los extractos etanólicos,
dando un rendimiento promedio en hoja de casi 40%, en raíz de 30% y en
corteza de 35% en los diferentes puntos de colecta. Con esto se puede observar
que la mayor cantidad de metabolitos son de características polares y la hoja es
la que mayores rendimientos presentó con cada uno de los solventes utilizados
en los diferentes puntos de colecta.
Únicamente el quinto punto presentó los rendimientos más bajos en
etanol, esto se puede deber a la época de colecta en dicho punto y posiblemente
a los metabolitos que allí se puedan presentar.
Cuadro 5. Resultados de prueba de mejor solvente en etanol.
Parte Etanol 50% Etanol 70% Etanol 95%
Raíz 0.22% 0.18% 0.04%
Hoja 0.47% 0.28% 0.33%
Corteza 0.32% 1.54% 0.03% Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Cuadro 6. Rendimiento de extractos con diferentes solventes.
Parte Punto Solvente % Rendimiento
Raíz Primer Punto
Hexano 0.24
Diclorometano 0.22
Acetato de Etilo 0.20
Etanol 50% 29.72
Hoja Primer Punto
Hexano 1.81
Diclorometano 2.13
Acetato de Etilo 0.72
Etanol 50% 38.36
Corteza Primer Punto
Hexano 0.42
Diclorometano 0.39
Acetato de Etilo 0.30
Etanol 70% 43.97
Hoja Segundo
Punto
Hexano 1.63
Diclorometano 2.14
Acetato de Etilo 0.51
Etanol 50% 43.38
45
Parte Punto Solvente % Rendimiento
Corteza Segundo
punto
Hexano 0.39
Diclorometano 0.29
Acetato de Etilo 0.26
Etanol 70% 35.16
Raíz Segundo
punto
Hexano 0.19
Diclorometano 0.20
Acetato de Etilo 0.24
Etanol 50% 36.56
Hoja Tercer punto
Hexano 2.39
Diclorometano 2.30
Acetato de Etilo 0.80
Etanol 50% 41.48
Raíz Tercer punto
Hexano 0.34
Diclorometano 0.32
Acetato de Etilo 0.18
Etanol 50% 33.02
Corteza Tercer punto
Hexano 0.55
Diclorometano 0.22
Acetato de Etilo 0.43
Etanol 70% 28.34
Hoja Cuarto punto
Hexano 2.35
Diclorometano 1.94
Acetato de Etilo 0.98
Etanol 50% 40.71
Raíz Cuarto punto
Hexano 0.38
Diclorometano 0.25
Acetato de Etilo 0.35
Etanol 50% 36.19
Corteza Cuarto punto
Hexano 0.59
Diclorometano 0.51
Acetato de Etilo 0.29
Etanol 70% 30.88
Hoja Quinto punto
Hexano 0.92
Diclorometano 1.95
Acetato de Etilo 0.73
Etanol 50% 22.90
Raíz Quinto punto
Hexano 0.20
Diclorometano 0.14
Acetato de Etilo 0.27
Etanol 50% 34.16
Corteza Quinto punto
Hexano 0.68
Diclorometano 0.29
Acetato de Etilo 0.29
Etanol 70% 20.99 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
46
Cromatografía en capa fina para identificación de flavonoides en material vegetal de
mangle.
Como se observa en el cuadro 7 fueron varias las bandas marcadas en
cada una de las partes de mangle analizadas, en donde las hojas presentan una
mayor cantidad de bandas, dando de 4 a 6 en cada una de las muestras de
mangle. Cada una de las bandas identificadas en las hojas de mangle coincide en
color con los estándares y con unos Rf muy cercanos. Se evidencia la presencia
de rutina, ácido clorogénico y ácido caféico en todas las muestras; quercetina en
las muestras del tercer y cuarto punto e hiperósido en la muestras del primer,
tercer y cuarto punto.
Por otra parte en la corteza presenta de 3 a 4 bandas de color celeste de
las cuales una coincide con el estándar de ácido clorogénico y en ácido caféico
en color y Rf muy similares. Solo la muestra de corteza del segundo punto
presentó un Rf y color parecido a quercetina; esto da un indicio que puede haber
una variación de metabolitos según el punto de colecta por la flora acompañante
o el tipo de sales en dichos puntos de colecta.
Por último en la raíz se detectaron de 2 a 4 bandas de las cuales coinciden
en color y Rf muy similares a los estándares de ácido clorogénico y ácido
caféico.
El material vegetal del quinto punto presenta una menor cantidad de
bandas representativa de flavonoides, en comparación con los otros puntos; esto
indica que en dicho punto hay una marcada disminución de flavonoides pero se
observan los característicos con los otros puntos como lo es el ácido
clorogénico. Con esto se puede determinar que los flavonoides presentes en el
mangle son varios y se distribuyen de diferente manera en cada una de sus
partes; y el flavonoide que es común tanto en hoja, corteza y raíz es el ácido
clorogénico y ácido caféico. En las muestras de hojas y corteza en detectaron
otros flavonoides que no coinciden con los estándares empleados lo que hace
notar la gran variabilidad de flavonoides distribuidos en cada una de las partes
del mangle.
Cuadro 7. Cromatografía en capa fina de flavonoides en material vegetal
Muestra Marca Color Rf
Hoja primer punto
1 Naranja 0.51
2 Celeste 0.63
3 Naranja 0.76
4 Celeste 0.94
Corteza primer
punto
1 Celeste 0.60
2 Celeste 0.76
3 Celeste 0.84
4 Naranja 0.88
5
Celeste
0.93
47
Raíz primer punto
1 Celeste 0.62
2 Celeste 0.78
3 Celeste 0.85
4 Celeste 0.93
Hoja segundo
punto
1 Naranja 0.49
2 Naranja 0.60
3 Naranja 0.71
4 Celeste 0.76
5 Celeste 0.85
6 Celeste 0.93
Corteza segundo
punto
1 Celeste 0.60
2 Celeste 0.79
3 Celeste 0.87
4 Celeste 0.93
Raíz segundo
punto
1 Celeste 0.60
2 Celeste 0.76
3 Celeste 0.84
4 Celeste 0.93
Hoja tercer punto
1 Naranja 0.50
2 Celeste 0.60
3 Naranja 0.71
4 Naranja 0.78
5 Celeste 0.85
6 Celeste 0.91
Corteza tercer
punto
1 Celeste 0.59
2 Celeste 0.76
3 Celeste 0.84
4 Celeste 0.91
Raíz tercer punto 1 Celeste 0.60
2 Celeste 0.93
Hoja cuarto punto
1 Naranja 0.49
2 Celeste 0.59
3 Naranja 0.71
4 Naranja 0.78
5 Celeste 0.84
6 Celeste 0.93
Corteza cuarto
punto
1 Celeste 0.60
2 Celeste 0.84
3 Celeste 0.93
Raíz cuarto punto
1 Celeste 0.60
2 Celeste 0.76
3 Celeste 0.84
4 Celeste 0.93
Hoja quinto punto 1 Naranja 0.38
Corteza quinto
punto
1 Celeste-verde 0.72
2 Celeste-verde 0.75
3 Celeste-verde 0.81
4 Celeste-verde 0.87
Raíz quinto punto 1 Celeste-verde 0.55
2 Celeste 0.96
48
Rutina
Est
ándar
es Naranja 0.50
Quercetina Naranja 0.81
Hiperósido Naranja 0.71
Ácido clorogénico Celeste-verde 0.59
Ácido cáfeico Celeste 0.94 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Cromatografía en capa fina para identificación de flavonoides.
La cromatografía en capa fina para la identificación de flavonoides,
evidenció la presencia de flavonoides en cada uno de los extractos.
Cuadro 8. Identificación de flavonoides en 15 extractos de mangle por
cromatografía en capa fina.
Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol
Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf
R1
1 Celeste 0.92 1 Rojo 0.90 1 Celeste 0.50 1 Celeste 0.56
2 Rojo 0.98 2 Rojo 0.91 2 Celeste 0.72 2 Celeste 0.71
3 Celeste 0.81 3 Celeste 0.96
C1
1 Celeste 0.95 1 Celeste 0.87 1 Celeste 0.46 1 Naranja 0.25
2 Rojo 0.96 2 Celeste 0.69 2 Naranja 0.34
3 Celeste 0.82 3 Celeste 0.50
4 Celeste 0.91 4 Naranja 0.62
5 Naranja 0.74
6 Celeste 0.96
H1
1 Rojo 0.95 1 Verde 0.47 1 Naranja 0.28 1 Naranja 0.24
2 Celeste 0.59 2 Celeste 0.44 2 Naranja 0.34
3 Rojo 0.81 3 Naranja 0.54 3 Celeste 0.49
4 Rojo 0.96 4 Naranja 0.62 4 Naranja 0.62
5 Celeste 0.71 5 Naranja 0.74
6 Celeste 0.94 6 Celeste 0.81
7 Celeste 0.94
R2
1 Celeste 0.89 1 Celeste 0.80 1 Celeste 0.46 1 Celeste 0.50
2 Rojo 0.95 2 Rojo 0.87 2 Celeste 0.63 2 Celeste 0.68
3 Celeste 0.76 3 Celeste 0.97
C2
1 Celeste 0.88 1 Celeste 0.81 1 Celeste 0.44 1 Celeste 0.49
2 Rojo 0.94 2 Rojo 0.87 2 Celeste 0.62 2 Celeste 0.65
3 Celeste 0.69 3 Celeste 0.79
4 Celeste 0.79 4 Celeste 0.96
5 Celeste 0.88
H2
1 Rojo 0.95 1 Verde 0.47 1 Naranja 0.29 1 Celeste 0.47
2 Celeste 0.59 2 Amarillo 0.37 2 Celeste 0.63
3 Rojo 0.91 3 Naranja 0.53 3 Celeste 0.81
4 Celeste 0.62 4 Celeste 0.96
5 Celeste 0.71
6
Celeste 0.93
49
Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol
Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf
R3
1 Rojo 0.95 1 Rojo 0.79 1 Celeste 0.43 1 Celeste 0.50
2 Rojo 0.86 2 Celeste 0.66 2 Celeste 0.66
3 Celeste 0.78 3 Celeste 0.81
4 Celeste 0.91 4 Celeste 0.94
C3
1 Celeste 0.78 1 Celeste 0.79 1 Celeste 0.43 1 Celeste 0.49
2 Celeste 0.91 2 Rojo 0.86 2 Celeste 0.60 2 Celeste 0.66
3 Celeste 0.75 3 Celeste 0.81
4 Celeste 0.85
H3
1 Celeste 0.95 1 Rojo 0.34 1 Naranja 0.29 1 Naranja 0.32
2 Celeste 0.41 2 Celeste 0.37 2 Celeste 0.49
3 Verde 0.47 3 Naranja 0.54 3 Naranja 0.62
4 Rojo 0.80 4 Naranja 0.63 4 Naranja 0.72
5 Naranja 0.74 5 Naranja 0.84
6 Celeste 0.78 6 Celeste 0.93
7 Celeste 0.91
R4
1 Celeste 0.93 1 Rojo 0.86 1 Celeste 0.40 1 Celeste 0.49
2 Celeste 0.60 2 Celeste 0.66
3 Celeste 0.65 3 Naranja 0.88
4 Celeste 0.78 4 Celeste 0.96
C4
1 Verde 0.88 1 Celeste 0.80 1 Celeste 0.41 1 Celeste 0.44
2 Rojo 0.87 2 Celeste 0.63 2 Celeste 0.66
3 Celeste 0.76 3 Celeste 0.78
4 Celeste 0.93
H4
1 Rojo 0.95 1 Celeste 0.21 1 Naranja 0.28 1 Naranja 0.32
2 Verde 0.40 2 Celeste 0.37 2 Celeste 0.46
3 Verde 0.46 3 Naranja 0.57 3 Naranja 0.60
4 Celeste 0.57 4 Naranja 0.71 4 Celeste 0.78
5 Rojo 0.71 5 Celeste 0.76 5 Celeste 0.91
6 Rojo 0.80
7 Rojo 0.87
R5 1 Celeste 0.85 1 Celeste 0.79 1 Celeste 0.41 1 Celeste 0.49
2 Rojo 0.93 2 Rojo 0.84 2 Celeste 0.79 2 Celeste 0.93
C5
1 Celeste 0.87 1 Celeste 0.79 1 Celeste 0.75 1 Celeste 0.63
2 Celeste 0.80 2 Celeste 0.84 2 Celeste 0.79
3 Rojo 0.86 3 Celeste 0.93
H5
1 Celeste 0.88 1 Celeste 0.49 1 Celeste 0.74 1 Naranja 0.31
2 Rojo 0.95 2 Rojo 0.80
3 Celeste 0.80
4 Rojo 0.99
Rutina
Est
ándar
es Naranja 0.01
Est
ándar
es Naranja 0.01
Est
ándar
es Naranja 0.28
Est
ándar
es Naranja 0.31
Quercetina Naranja 0.01 Naranja 0.01 Naranja 0.74 Naranja 0.76
Ac.
Clorogénico Celeste 0.01 Celeste 0.01 Celeste 0.40 Celeste 0.43
Ácido
cafeico Celeste 0.04 Celeste 0.04 Celeste 0.94 Celeste 0.96
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
50
Cromatografía en capa fina para identificación de aceites esenciales.
Los aceites esenciales son metabolitos que presentan gran afinidad hacia
los solventes apolares, esto se comprobó ya que los solventes de hexano,
diclorometano y acetato de etilo (medianamente apolar) presentaron una gran
variedad de marcas en dichos extractos característicos de los aceites esenciales,
de las cuales algunas se relacionan en color y Rf con el estándar de mirceno.
Cuadro 9. Identificación de aceites esenciales en 15 extractos por CCF.
Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol
Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf
R1
1 Morado 0.25 1 Verde 0.13 1 Morado 0.23
No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.38 2 Verde 0.18 2 Verde 0.32
3 Morado 0.68 3 Roja 0.26 3 Verde 0.36
4 Morado 0.99 4 Roja 0.50 4 Morado 0.50
5 Morado 0.67
6 Morado 0.84
7 Morado 0.93
C1
1 Morado 0.23 1 Verde 0.16 1 Morado 0.23
No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.35 2 Roja 0.22 2 Verde 0.30
3 Morado 0.99 3 Verde 0.31 3 Morado 0.35
4 Roja 0.41 4 Morado 0.80
5 Morado 0.91 5 Morado 0.90
H1
1 Morado 0.23 1 Morado 0.09 1 Morado 0.25
No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.35 2 Morado 0.15 2 Verde 0.30
3 Morado 0.54 3 Verde 0.19 3 Verde 0.36
4 Morado 0.55 4 Roja 0.22 4 Morado 0.43
5 Morado 0.94 5 Verde 0.26 5 Morado 0.55
6 Morado 0.32 6 Morado 0.80
7 Morado 0.35 7 Morado 0.93
8 Morado 0.43
9 Roja 0.50
10 Morado 0.99
R2
1 Morado 0.16 1 Verde 0.16 1 Morado 0.25
No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.23 2 Morado 0.22 2 Verde 0.30
3 Morado 0.30 3 Verde 0.28 3 Verde 0.35
4 Morado 0.36 4 Verde 0.32 4 Morado 0.97
5 Roja 0.97 5 Rojo 0.35
6 Morado 0.94
C2
1 Roja 0.23 1 Morado 0.12 1 Morado 0.22
No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.36 2 Verde 0.16 2 Verde 0.29
3 Roja 0.52 3 Morado 0.22 3 Verde 0.35
4 Roja 0.59 4 Verde 0.28 4 Morado 0.51
5 Roja 0.91 5 Morado 0.34 5 Morado 0.58
6 Morado 0.50 6 Morado 0.72
7 Rojo 0.57 7 Morado 0.84
8 Morado 0.78
9 Morado 0.93
51
Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol
Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf
H2
1 Roja 0.23 1 Morado 0.15 1 Verde 0.19 No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.35 2 Morado 0.24 2 Morado 0.23
3 Morado 0.43 3 Morado 0.34 3 Verde 0.29
4 Morado 0.52 4 Morado 0.41 4 Verde 0.35
5 Morado 0.61 5 Rojo 0.50 5 Morado 0.75
6 Morado 0.94 6 Morado 0.91
R3
1 Morado 0.23 1 Morado 0.22 1 Verde 0.20
No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.35 2 Verde 0.28 2 Morado 0.25
3 Morado 0.97 3 Morado 0.32 3 Verde 0.32
4 Rojo 0.35 4 Verde 0.36
5 Morado 0.96 5 Morado 0.87
C3
1 Azul 0.09 1 Morado 0.24 1 Morado 0.23
No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.23 2 Morado 0.35 2 Morado 0.36
3 Morado 0.35 3 Morado 0.47 3 Morado 0.46
4 Morado 0.51 4 Morado 0.91 4 Morado 0.91
5 Morado 0.58
6 Morado 0.62
7 Azul 0.78
8 Morado 0.91
H3
1 Rojo 0.23 1 Morado 0.16 1 Verde 0.30
No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.35 2 Rojo 0.24 2 Verde 0.35
3 Morado 0.42 3 Verde 0.28 3 Morado 0.91
4 Azul 0.52 4 Verde 0.32
5 Morado 0.96 5 Morado 0.35
6 Morado 0.43
7 Morado 0.97
R4
1 Azul 0.10 1 Verde 0.16 1 Verde 0.32
No se observó
presencia de aceite
2 Rojo 0.22 2 Rojo 0.22 2 Verde 0.36
3 Morado 0.35 3 Verde 0.28 3 Morado 0.94
4 Morado 0.52 4 Verde 0.32
5 Morado 0.91 5 Rojo 0.35
6 Morado 0.96
C4
1 Azul 0.12 1 Rojo 0.22 1 Verde 0.30
No se observó
presencia de aceite
2 Rojo 0.23 2 Rojo 0.34 2 Verde 0.36
3 Rojo 0.36 3 Rojo 0.44 3 Morado 0.46
4 Morado 0.58 4 Morado 0.94 4 Morado 0.69
5 Morado 0.62 5 Morado 0.84
6 Morado 0.88
H4
1 Rojo 0.23 1 Morado 0.15 1 Morado 0.25 No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.35 2 Rojo 0.22 2 Verde 0.32
3 Morado 0.43 3 Verde 0.26 3 Verde 0.36
4 Rojo 0.49 4 Morado 0.34
5 Morado 0.55 5 Morado 0.41
6 Morado 0.61 6 Morado 0.96
7 Morado 0.94
52
Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol
Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf
R5
1 Azul 0.12 1 Morado 0.22 1 Morado 0.23 No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.16 2 Verde 0.28 2 Azul 0.75
3 Morado 0.23 3 Verde 0.31
4 Morado 0.36 4 Fusia 0.35
5 Azul 0.78 5 Morado 0.87
6 Morado 0.88
C5
1 Azul 0.10 1 Fusia 0.22 1 Morado 0.25
No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.23 2 Rojo 0.28 2 Morado 0.32
3 Morado 0.35 3 Fusia 0.43 3 Morado 0.38
4 Morado 0.46 4 Fusia 0.47 4 Morado 0.49
5 Rojo 0.51 5 Morado 0.76 5 Morado 0.81
6 Azul 0.62 6 Morado 0.93
7 Morado 0.88
H5
1 Azul 0.17 1 Morado 0.16 1 Morado 0.23
No se observó
presencia de aceite
2 Morado 0.25 2 Verde 0.22 2 Verde 0.32
3 Morado 0.35 3 Verde 0.26 3 verde 0.38
4 Morado 0.43 4 Morado 0.34
5 Morado 0.61 5 Morado 0.41
6 Morado 0.70 6 Morado 0.79
7 Azul 0.81 7 Morado 0.96
8 Morado 0.94
Mirceno
Est
ándar
es Morado 0.25
Est
ándar
es Morado 0.25
Est
ándar
es Morado 0.25
Est
ándar
es Morado 0.25
Limoneno Morado 0.61 Morado 0.60 Morado 0.52 Morado 0.62
Nerol Violeta 0.42 Violeta 0.42 Violeta 0.32 Violeta 0.35
Terpineol Violeta 0.36 Violeta 0.38 Violeta 0.30 Violeta 0.38 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Cromatografía en capa fina para identificación de cumarinas.
En Cuadro 10 se muestran los resultados de cumarinas en los extractos,
confirmándose la presencia de las mismas de acuerdo al Rf y fluorescencia mostrada en
las bandas. Se observaron de 1-2 bandas en los extractos apolares y medianamente
polar. Los extractos etanólicos no evidenciaron la presencia de cumarinas.
53
Cuadro 10. Identificación de cumarinas en 15 extractos de mangle por
cromatografía en capa fina.
Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol
Código Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf Banda Color Rf
R1 1 Verde 0.35 1 Verde 0.32 1 Verde 0.29 No se evidenció
cumarinas 2 Azul 0.74
C1 1 Verde 0.30 1 Verde 0.37 1 Verde 0.28 No se evidenció
cumarinas 2 Azul 0.74
H1 1 Verde 0.32 ---- ---- -- ---- --- -- No se evidenció
cumarinas 2 Azul 0.41
R2 1 Verde 0.32 1 Verde 0.38 1 Verde 0.28 No se evidenció
cumarinas
C2
1 Verde 0.33 1 Verde 0.37 1 Verde 0.26 No se evidenció
cumarinas
2 Azul 0.70
H2 1 Verde 0.32 ---- ----- --- --- ---- --- No se evidenció
cumarinas 2 Azul 0.41
R3 1 Verde 0.37 ---- ----- --- ---- ---- ---- No se evidenció
cumarinas
C3 1 Verde 0.32 1 Verde 0.37 1 Verde 0.26 No se evidenció
cumarinas 2 Azul 0.46
H3 1 Azul 0.32 --- ---- --- ---- ----- --- No se evidenció
cumarinas 2 Azul 0.42
R4 1 Verde 0.32 ---- ---- ---- ---- ----- --- No se evidenció
cumarinas
C4 1 Verde 0.31 1 Verde 0.38 1 Verde 0.28 No se evidenció
cumarinas
H4 1 Azul 0.33 --- ---- ---- ---- ----- --- No se evidenció
cumarinas 2 Azul 0.42
R5 1 Celeste 0.33 1 Verde 0.38 1 Verde 0.29 No se evidenció
cumarinas 2 Azul 0.38
C5
1 Celeste 0.33 1 Verde 0.38 1 Verde 0.28 No se evidenció
cumarinas 2 Azul 0.38
3 Azul 0.51
H5 1 Celeste 0.33 1 Verde 0.38 1 Verde 0.28 No se evidenció
cumarinas
Umbeliferona
Est
ándar
es Celeste 0.07
Est
ándar
es Celeste 0.07
Est
ándar
es Celeste 0.06
Est
ándar
es Celeste 0.05
Ác. p-
cumárico Azul 0.03 Azul 0.03 Azul 0.03 Azul 0.05
Cumarina Verde 0.48 Verde 0.49 Verde 0.38 Verde 0.42
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
54
Cromatografía en capa fina para identificación de alcaloides
Con la cromatografía en capa fina para alcaloides se comprobó que dicho
metabolito se encuentra ausente en la planta, ya que dio negativo la prueba para
cada uno de los extractos probados en los diferentes solventes.
Cuadro 11. Identificación de alcaloides en 15 extractos de mangle por
cromatografía en capa fina.
Extracto Hexano Diclorometano Acetato de etilo Etanol
Código Marca Color Rf Marca Color Rf Marca Color Rf Marca Color Rf
R1 No se evidenció presencia de alcaloides
C1 No se evidenció presencia de alcaloides
H1 No se evidenció presencia de alcaloides
R2 No se evidenció presencia de alcaloides
C2 No se evidenció presencia de alcaloides
H2 No se evidenció presencia de alcaloides
R3 No se evidenció presencia de alcaloides
C3 No se evidenció presencia de alcaloides
H3 No se evidenció presencia de alcaloides
R4 No se evidenció presencia de alcaloides
C4 No se evidenció presencia de alcaloides
H4 No se evidenció presencia de alcaloides
R5 No se evidenció presencia de alcaloides
C5 No se evidenció presencia de alcaloides
H5 No se evidenció presencia de alcaloides
Atropina St.*
Naranja 0.03 St.*
Naranja 0.03 St.*
Naranja 0.03 St.*
Naranja 0.03
Papaverina Naranja 0.78 Naranja 0.80 Naranja 0.79 Naranja 0.75 Fuente: Datos Experimentaleses FODECYT 24-2011. St = Estándar
Cromatografía en capa fina para identificación de antraquinonas
En el cuadro 12 se muestran los resultados de antraquinonas en los
extractos etanólicos, en ninguno de los órganos evaluados se identificó
antraquinonas.
Cuadro 12. Identificación de antraquinona en 15 extractos de etanol de
mangle por cromatografía en capa fina
Extracto Etanol
Código Marca Color Rf
R1 No se evidenció presencia de antraquinona
C1 No se evidenció presencia de antraquinona
H1 No se evidenció presencia de antraquinona
R2 No se evidenció presencia de antraquinona
C2 No se evidenció presencia de antraquinona
H2 No se evidenció presencia de antraquinona
R3 No se evidenció presencia de antraquinona
C3 No se evidenció presencia de antraquinona
H3 No se evidenció presencia de antraquinona
55
Extracto Etanol
Código Marca Color Rf
R4 No se evidenció presencia de antraquinona
C4 No se evidenció presencia de antraquinona
H4 No se evidenció presencia de antraquinona
R5 No se evidenció presencia de antraquinona
C5 No se evidenció presencia de antraquinona
H5 No se evidenció presencia de antraquinona
Antraquinona Estándar
Azul/Celeste 0.88
Antrona Amarillo 0.94 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Identificación de taninos.
La identificación de taninos se realizó mediante la técnica macrométrica
de tubos, para los diferentes extractos. Por medio de dicha técnica se pudo
evidenciar la presencia de taninos en cada uno de los extractos, tanto apolares
como polares; debido a la formación de precipitado o el cambio de color en el
medio.
Todas las muestras dieron positivo, lo que evidencia la abundancia de
taninos de diferentes características (apolares y polares) que fueron extraídos por
los diferentes solventes.
Cuadro 13. Identificación de taninos en 15 extractos por pruebas macro y
semimicro
Extractos Hexano Diclorometano
Código Tubo
control
Tubo 1
(gelatina)
Tubo 2
(gelatina/sal)
Tubo 3
FeCl3
Tubo
control
Tubo 1
(gelatina)
Tubo 2
(gelatina/sal)
Tubo 3
FeCl3
R1 Verde
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Verde
oscuro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
C1 Verde
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Verde
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
H1 Verde
musgo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Café-
amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
R2 Verde Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Verde
oscuro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
C2 Amarillo
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Verde
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
H2 Amarillo Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Verde
oscuro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
R3 Verde
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Café-
amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
C3 Amarillo
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Café-
amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
H3 Verde-
café
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Café-
amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
56
Extractos Hexano Diclorometano
Código Tubo
control
Tubo 1
(gelatina)
Tubo 2
(gelatina/sal)
Tubo 3
FeCl3
Tubo
control
Tubo 1
(gelatina)
Tubo 2
(gelatina/sal)
Tubo 3
FeCl3
R4 Amarillo
verde
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Café
amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
C4 Amarillo
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+) Amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
H4 Verde
oscuro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Verde
oscuro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
R5 Verde Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Café-
amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
C5 Verde
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Verde
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
H5 Café
oscuro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Verde-
amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+) Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Cuadro 14. Identificación de taninos en 15 extractos por técnicas macro y
semimicro
Extractos Hexano Diclorometano
Código Tubo
control
Tubo 1
(gelatina)
Tubo 2
(gelatina/sal)
Tubo 3
FeCl3
Tubo
control
Tubo 1
(gelatina)
Tubo 2
(gelatina/sal)
Tubo 3
FeCl3
R1 Verde
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Rojo
ladrillo
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
C1 Verde-
café
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Naranja
claro
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
H1 Verde-
café
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Naranja
oscuro
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
R2 Verde
oscuro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Rojo
claro
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
C2 Verde-
amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Rojo
claro
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
H2 Verde-
café
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Rojo
claro
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
R3 Verde
oscuro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Naranja
fuerte
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
C3 Naranja
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Rojo
intenso
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
H3 Verde-
café
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Naranja-
amarillo
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
R4 Verde-
amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Naranja
claro
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
C4 Verde-
amarillo
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Rojo
intenso
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
H4 Verde
oscuro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Naranja
claro
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
R5 Amarillo Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Rojo
intenso
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
57
Extractos Hexano Diclorometano
Código Tubo
control
Tubo 1
(gelatina)
Tubo 2
(gelatina/sal)
Tubo 3
FeCl3
Tubo
control
Tubo 1
(gelatina)
Tubo 2
(gelatina/sal)
Tubo 3
FeCl3
C5 Verde
claro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Rojo
intenso
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
H5 Verde
oscuro
Precipitado
(+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+)
Amarillo-
verde
Cambió
color (+)
Precipitado
(+)
Precipitado
gris (+) Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Cuantificación de flavonoides en base a ácido clorogénico:
En base a los resultados obtenidos en la cromatografía en capa fina se
observó que el flavonoide característico en el cada una de las partes del mangle
analizadas es el ácido clorogénico y ácido caféico, la cuantificación de los
mismos se realizó bajo el estándar de ácido clorogénico montándose el método
de cuantificación, en el anexo 2 se puede observar la gráfica de la curva de ácido
clorogénico realizada para la cuantificación; y se está revisando metodología
para realizar la cuantificación también en base al ácido caféico y poder comparar
resultados.
Cuadro. 15 Cuantificación de flavonoides en base a ácido clorogénico.
Parte Punto ppm de ácido clorogénico
Hoja
Primer
115.45±0.86
Corteza 43.14±0.77
Raíz 73.77±1.20
Hoja
Segundo
110.11± 0.61
Corteza 42.86 ±0.92
Raíz 90.21±0.61
Hoja
Tercer
90.21±0.33
Corteza 54.11±0.82
Raíz 82.35±2.08
Hoja
Cuarto
67.29±0.44
Corteza 36.09±147
Raíz 30.44±0.27
Hoja
Quinto
24.86±0.84
Corteza 15.47±0.33
Raíz 36.77±1.21 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Cuantificación de taninos totales en el material vegetal.
En el Cuadro 16 se muestran los resultados de cuantificación de taninos totales,
en el cual se demuestra que la corteza y raíz presenta los valores más altos de taninos.
58
Cuadro. 16 Cuantificación de taninos totales por el método de tungsto-
molíbdico-fosfórico.
Parte Punto Porcentaje de Taninos
Hoja
Primer
2.69±0.09
Corteza 6.01±0.05
Raíz 3.8±0.02
Hoja
Segundo
4.49±0.02
Corteza 4.24±0.09
Raíz 5.45±0.16
Hoja
Tercer
2.9±0.11
Corteza 4.21±0.06
Raíz 4.20±0.04
Hoja
Cuarto
2.33±0.08
Corteza 3.84±0.03
Raíz 4.83±0.03
Hoja
Quinto
0.52±0.05
Corteza 2.33±0.05
Raíz 4.59±0.05 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Extracción de aceites
El proceso de extracción de aceite se realizó por hidrodestilación,
empleando neoclevenger, como se observa en el cuadro de resultados el
rendimiento de aceite fue bajo, la cantidad que se obtuvo no permite la
realización de pruebas ya que es una cantidad muy pequeña.
En base a esto se determina que la especie no presenta una cantidad significante
de aceite por lo que pierde interés en el estudio.
Cuadro 17. Porcentaje de rendimiento de extracción de aceite
Parte Punto % rendimiento
Hoja Primer 0.006
Raíz Primer 0.01
Corteza Primer 0.01
Hoja Segundo 0.14
Corteza Segundo 0.03
Raíz Segundo 0.27
Hoja Tercer 0.11
Corteza Tercer 0.22
Raíz Tercer 0.11
Hoja Cuarto 0.02
Corteza Cuarto 0.15
Raíz Cuarto 0.11
Hoja Quinto 0.34
Corteza Quinto 0.21
Raíz Quinto 0.25 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
59
Determinación de la actividad antioxidante por el método cualitativo de cromatografía
en capa fina con revelador de DPPH
Se determinó la actividad antioxidante de forma cualitativa de 60
extractos de mangle, no se determinó una actividad antioxidante de interés en
los extractos de hexano y diclorometano ya que presentaron una escasa actividad
antioxidante.
Mientras que de los 15 extractos de acetato de etilo únicamente tres
extractos, raíz primer punto, corteza tercer y cuarto punto; fueron los que
presentaron una actividad moderada. Por otra parte la mejor actividad
antioxidante la presentaron los extractos de etanol, una actividad muy elevada y
parecida a los estándares; así mismo se puede observar que en el quinto punto
hay una leve disminución de la actividad antioxidante, este dato se verificara al
momento de realizar la cuantificación de dicha actividad (Ver fotografías de
cromatografía en anexo 9).
Cuadro 18. Actividad antioxidante por CCF con revelador de DPPH
Material Vegetal Punto Hexano Diclorometano Acetato Etilo Etanol
Raíz
Primer
± ± +++ ++++
Corteza ± ± ± ++++
Hoja ± ± + +++
Raíz
Segundo
± ± ± ++++
Corteza ± ± + ++++
Hoja ± ± + ++++
Raíz
Tercer
± ± + ++++
Corteza ± ± ++ ++++
Hoja ± ± ± ++++
Raíz
Cuarto
± ± + ++++
Corteza ± + ++ +++
Hoja ± ± ± +++
Raíz
Quinto
± ± ± +++
Corteza ± ± ± +++
Hoja ± ± ± ++
Rutina
Est
ándar
++ ++ ++ ++
Ácido clorogenico ++ ++ ++ ++
TBHQ +++ +++ +++ +++
Trolox +++ +++ +++ +++ Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
±: Escasa actividad, +: Leve actividad, ++: Moderada, +++: Elevada actividad, ++++: Muy elevada actividad
Cuantificación de actividad antioxidante de extractos etanólicos de mangle y estándares
en base al método de DPPH, ABTS y determinación de actividad antioxidante
equivalentes de Trolox (TEAC) en los extractos.
En el cuadro 19 de resultados se puede observar los IC50 reportados por
los extractos etanólicos de hoja, raíz y corteza de todos los puntos, para obtener
un 50% de actividad antioxidante se requiere una muy pequeña cantidad de
extracto, lo que demuestra el gran potencial antioxidante que se presenta en la
60
especie; observándose una mejor actividad en los diferentes extractos del
segundo punto de colecta con respecto al primero.
Los valores de IC50 de actividad antioxidante de los extractos se
mantuvieron muy similares en los diferentes puntos, a excepción del quinto
punto en donde se presentó un leve aumento de IC50 lo que implica menos
actividad antioxidante en especial en el extracto de hoja; esto indica que hay
algún factor que provoca una disminución de actividad en dicho punto, dicha
razón puede ser la época de colecta.
Al comparar los resultados de IC50 obtenidos por el método de ABTS y
DPPH en los extractos se puede observar una mejor actividad según el método
de DPPH, ya que el IC50 fue menor, esto indica que los metabolitos responsables
de la actividad tienen características polares y por ello dieron mejor actividad
con el método de DPPH, el cual determina la actividad antioxidante de
moléculas polares.
En relación con la actividad antioxidante equivalente al trolox (TEAC),
comparada entre cada uno de los extractos, se puede observar que los que
presentaron mejor actividad antioxidante por el método de DPPH y ABTS
fueron los que mejores resultados presentaron. Este dato es importante ya que
relaciona que tantos equivalentes en mmol/g de troloxhay en la muestra, se
busca este dato ya que el trolox es un antioxidante sintético de referencia, y con
ello tener una mejor idea de la actividad antioxidante que presente el extracto
comparado con un patrón químico.
Con respecto a la muestra H5-E presenta un TEAC por arriba de 3, pero
este dato no puede ser comparado con el resto de las muestras, ya que para dicha
muestra se empleó una concentración mayor para lograr determinar el TEAC, ya
que la dilución igual a las otras muestras reportaba no quedaban por dentro de la
ecuación de la curva de trolox y daba valores negativos; es por ello que se tomó
en cuenta una mayor concentración para poder reportar. Además se puede
observar la buena correlación entre ambos métodos ya que el potencial de
actividad antioxidante presentada por cada estándar y extracto es parecido para
las dos metodologías de cuantificación.
Cuadro 19. Cuantificación de la actividad antioxidante de extractos
etanólicos
Código Muestra DPPH
(IC50 mg/ml)
ABTS
(IC50 mg/ml)
TEAC*
(mmol/g)
H1-E Hoja 1er punto 0.310±0.003 0.490±0.018 0.48±0.02
R1-E Raíz 1er punto 0.179±0.001 0.348±0.012 0.70±0.07
C1-E Corteza 1er punto 0.297±0.010 0.414±0.010 0.51±0.01
H2-E Hoja 2do punto 0.151±0.002 0.265±0.004 1.01±0.02
R2-E Raíz 2do punto 0.219±0.010 0.348±0.012 0.88±0.04
C2-E Corteza 2do punto 0.243±0.014 0.322±0.008 0.81±0.03
H3-E Hoja 3er punto 0.2918±0.0004 0.515±0.008 0.39±0.01
R3-E Raíz 3er punto 0.326±0.002 0.321±0.009 0.72±0.02
C3-E Corteza 3er punto 0.212±0.004 0.342±0.008 0.73±0.04
61
Código Muestra DPPH
(IC50 mg/ml)
ABTS
(IC50 mg/ml)
TEAC*
(mmol/g)
H4-E Hoja 4to punto 0.420±0.004 0.747±0.003 0.21±0.01
R4-E Raíz 4to punto 0.196±0.013 0.323±0.003 0.75±0.02
C4-E Corteza 4to punto 0.273±0.003 0.398±0.006 0.61±0.03
H5-E Hoja 5to punto 2.624±0.007 2.708±0.176 3.45±0.32**
R5-E Raíz 5to punto 0.258±0.007 0.345±0.006 0.78±0.02
C5-E Corteza 5to punto 0.316±0.004 0.389±0.016 0.64±0.01
Vitamina C
Estándares
0.14±0.0003 4.04±0.03
Vitamina E 0.72±0.01 0.1923±0.003
Quercetina 0.16±0.0004 0.10±0.004
Rutina 0.16±0.001 0.05±0.0002
TBHQ 0.29±0.002 0.0996±0.001 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * TEAC (Actividad antioxidante equivalente a trolox) ** Muestra
empleada a una mayor concentración.
Cuantificación de fenoles totales en base a ácido gálico en extractos de mangle.
En el cuadro 20, se puede observar la cuantificación de fenoles totales
presentes en los extractos, esta cantidad presenta relación con la actividad
antioxidante que presentan los extractos, debido a que a mayor cantidad de
compuestos fenólicos se presenten en el extracto, mayor será la actividad
antioxidante.
Al observar los resultados y comprarlos con los IC50 de actividad
antioxidante, se puede evidenciar la relación que tienen debido que los extractos
que mejor actividad antioxidante presentaron se les cuantificó una mayor
cantidad de fenoles totales; y el extracto que menor actividad presentó (H5-E),
también fue el que presentó la menor cantidad de fenoles totales. Esto sirve para
corroborar la actividad antioxidante de los extractos y la relación que guardan
cada uno de los métodos.
Cuadro 20. Cuantificación de fenoles totales en base a ácido gálico de
extractos etanólicos.
Código Muestra µg de ácido gálico/mg de extracto
H1-E Hoja 1er punto 281.17±15.32
R1-E Raíz 1er punto 499.37±18.43
C1-E Corteza 1er punto 403.55±37.56
H2-E Hoja 2do punto 637.34±31.35
R2-E Raíz 2do punto 598.57±71.75
C2-E Corteza 2do punto 538.88±40.29
H3-E Hoja 3er punto 309.04±13.20
R3-E Raíz 3er punto 447.58±20.89
C3-E Corteza 3er punto 540.97±5.70
H4-E Hoja 4to punto 237.65±9.61
R4-E Raíz 4to punto 494.90±11.52
C4-E Corteza 4to punto 494.93±11.16
H5-E Hoja 5to punto 50.07±3.71
R5-E Raíz 5to punto 456.21±11.58
C5-E Corteza 5to punto 281.86±11.03
62
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Determinación del color del material vegetal empleando un pantone de comparación.
Como se observa en el cuadro 14 se determinó el color en el material
vegetal, empleando pantone marca Comex y un papel de observación, fueron
diferentes entre cada punto de colecta entre las diferentes partes del material
vegetal. Lo que indica que la tonalidad puede variar por los puntos de colecta así
como el procedimiento de secado del material vegetal
Cuadro 21. Determinación de color en material vegetal empleando pantone
Punto Hoja Corteza interna Raíz
Primero Nopal K4-14 Azufre F3-14 Natuzzi F3-09
Segundo Militar L4-12 Africa G3-12 Orgánico G4-12
Tercero Maguey L4-13 Granada G3-13 Chabacano H2-09
Cuarto Sushi K4-12 Tamarindo E4-14 Puebla G2-14
Quinto Alcaparra K4-13 Peruanao F4-14 Golden H2-13 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Elaboración de tinturas y barrido en el espectro para la determinación de presencia de
compuestos con capacidad colorante.
El barrido se puede observar que las muestras presentan una primera
absorbancia entre 240-285 nm y una segunda entre 300-500 nm; estas longitudes
de onda son la región en donde los flavonoides presentan sus máximos de
absorción. Se puede observar que algunos extractos requirieron diluciones de
0.05/25mL para poder leerse en el espectrofotómetro adecuadamente, esto da un
indicio de que en dicho extracto hay abundante cantidad de capacidad colorante.
Cuadro 22.Barrido colorimétrico de tinturas etanólicas de mangle.
Código Muestra Dilución de
Lectura
Longitud de
onda (nm) Absorbancia
Tipo de
flavonoide**
H1-T Hoja 1er punto 0.1/25mL 282 0.73477 Isoflavonas,
dihidroflavonoles 328 0.48136
R1-T Raíz 1er punto 0.1/25mL 281 0.76663 Isoflavonas,
dihidroflavonoles -----* -----*
C1-T Corteza 1er punto 0.05/25mL 281 0.61080 Flavonoles (3-OH
libre) / Auronas 395 0.027964
H2-T Hoja 2do punto 0.1/25mL 282 0.94539 Isoflavonas,
dihidroflavonoles 328 0.54306
R2-T Raíz 2do punto 0.05/25mL 281 0.38827 Isoflavonas,
dihidroflavonoles 325 0.11702
C2-T Corteza 2do punto 0.1/25mL
281 0.63549 Isoflavonas,
dihidroflavonoles 396 0.031594
324 0.64084
R3-T Raíz 3er punto 0.1/25mL
281 0.83076 Isoflavonas,
dihidroflavonoles
326 0.23281
63
Código Muestra Dilución de
Lectura
Longitud de
onda (nm) Absorbancia
Tipo de
flavonoide**
C3-T Corteza 3er punto 0.05/25mL 281 0.55880 Isoflavonas,
dihidroflavonoles -----* -----*
H4-T Hoja 4to punto 0.1/25mL 280 0.79452 Isoflavonas,
dihidroflavonoles 325 0.40116
R4-T Raíz 4to punto 0.1/25mL 280 0.63758 Flavonoles (3-OH
libre) / Auronas 392 0.041157
C4-T Corteza 4to punto 0.05/25mL 281 0.85288 Isoflavonas,
dihidroflavonoles 321 0.19109
H5-T Hoja 5to punto 0.05/25mL 279 0.13790 Flavonoles (3-OH
libre) / Auronas 398 0.037962
R5-T Raíz 5to punto 0.1/25mL 280 0.91942 Flavonoles (3-OH
libre) / Auronas 392 0.039999
C5-T Corteza 5to punto 0.25/25mL 280 0.96688 Flavonoles (3-OH
libre) / Auronas 398 0.076904 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011---*: Muestras que deben ser concentradas, ** Fuente: Colorantes
Naturales, (Lock, O. 1997)
Determinación de pH de tinturas de hoja, raíz y corteza de mangle de diferentes puntos.
La determinación del pH de las muestra permitió observar que las
tinturas elaboradas se encuentran a un pH ácido, este valor de pH era de
esperarse debido a que el solvente para la elaboración de la tintura fue
Etanol:HCl 0.1N, por el tipo de solvente y el pH de las tinturas se espera la
presencia de flavonoides, los cuales son los responsables del color que presenta
la muestra.
Cuadro 23. pH de tinturas de mangle
Código Muestra pH
H1-T Hoja 1er punto 4.68
R1-T Raíz 1er punto 5.64
C1-T Corteza 1er punto 4.70
H2-T Hoja 2do punto 4.45
R2-T Raíz 2do punto 4.41
C2-T Corteza 2do punto 4.40
H3-T Hoja 3er punto 3.87
R3-T Raíz 3er punto 4.33
C3-T Corteza 3er punto 4.21
H4-T Hoja 4to punto 4.88
R4-T Raíz 4to punto 4.76
C4-T Corteza 4to punto 4.30
H5-T Hoja 5to punto 4.44
R5-T Raíz 5to punto 4.13
C5-T Corteza 5to punto 4.27 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
64
Barrido colorimétrico de las tinturas de mangle con buffer a diferentes pH.
Al preparar diluciones de las tinturas a diferentes pH se pudo observar
una diferencia con respecto a la absorbancia que habían presentado (ver cuadro
22), esto se pudo deber a los cambios producidos por el pH que provocaron la
pérdida del color de la solución (pH 3, 4 y 5), lo que da una idea de la
inestabilidad de los metabolitos responsables del color a dicho pH. Por lo que es
necesario aumentar la concentración de la tintura en solución para determinar si
ello favorece a la estabilidad de la muestra y que la misma mejore su
absorbancia. Se observa que en el pH 7 se presentaron buenas absorbancias, lo
que indica que el color presenta estabilidad a dicho pH.
Cuadro 24. Barrido colorimétrico de tinturas de mangle sometidas a
diferente pH
Código Muestra Buffer pH 3 Buffer pH 4 Buffer pH 5 Buffer pH7
λ Absorbancia λ Absorbancia λ Absorbancia λ Absorbancia
H1-T Hoja 1er
punto
306 0.70939 323 0.64353 322 0.59707 208 3.9292
322 0.67800 --- --- --- --- 279 0.84044
--- --- --- --- --- --- 32 0.56952
R1-T Raíz 1er
punto 306 0.30292 --- --- 305 0.26447 280 0.75903
C1-T
Corteza
1er
punto
305 0.23538 --- --- 305 0.17508 279 0.64482
H2-T
Hoja
2do
punto
322 0.63680 323 0.64397 322 0.64545 279 1.03880
--- --- --- --- --- --- 322 0.62956
R2-T Raíz 2do
punto
585 0.0032845 --- --- 305 0.14561 208 2.87920
--- --- --- --- --- --- 280 0.40314
--- --- --- --- --- --- 318 0.14196
C2-T
Corteza
2do
punto
306 0.29293 --- --- 305 0.25057 210 3.48130
--- --- --- --- --- --- 280 0.73116
H3-T Hoja 3er
punto
306 1.13100 323 1.03060 322 1.16170 280 1.40470
323 1.10490 --- --- --- --- 320 1.02100
R3-T Raíz 3er
punto
585 0.0077028 --- --- 305 0.28164 280 0.83031
--- --- --- --- 318 0.26309 320 0.27689
--- --- --- --- --- --- 485 0.025843
C3-T
Corteza
3er
punto
306 0.22097 --- --- 305 0.17910 210 3.29840
--- --- --- --- --- --- 280 0.59344
H4-T Hoja 4to
punto
306 0.54522 --- --- --- --- 278 0.87568
--- --- --- --- --- --- 319 0.47393
R4-T Raíz 4to
punto
585 0.0082922 --- --- 433 0.029587 209 3.88150
--- --- --- --- --- --- 280 0.84788
C4-T
Corteza
4to
punto
306 0.22792 --- --- 305 0.18025 209 3.66530
--- --- --- --- 441 0.039408 279 0.6678
65
Código Muestra Buffer pH 3 Buffer pH 4 Buffer pH 5 Buffer pH7
λ Absorbancia λ Absorbancia λ Absorbancia λ Absorbancia
H5-T Hoja 5to
punto
489 0.023580 307 0.31010 305 0.24087 200 0.91429
585 0.013113 585 0.011305 485 0.015547 276 0.12217
592 0.012909 --- --- 592 0.0079670 --- ---
R5-T Raíz 5to
punto
306 0.27903 --- --- 433 0.040092 279 0.82253
--- --- --- --- 441 0.039693 485 0.032444
C5-T
Corteza
5to
punto
306 0.51878 308 0.45613 306 0.48887 278 1.14750
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Prueba de tinción en lana de tinturas
Se observa en el cuadro siguiente las diferentes coloraciones obtenidas en
las soluciones de tinturas de mangle obtenidas durante el proceso de tinción en
lana; en casi todas las muestras el color de la solución eran de una tonalidad
naranja a roja; pero la tinción provocada en la lana era diferentes.
Las tinturas de raíz y corteza de mangle tiñeron la lana con tonalidades
entre rojizas, anaranjadas, corintas y un poco café. Por otra parte las hojas
proporcionaron tonalidades de color amarillo.
En todos los casos el poder de tinción aumento con la aplicación de calor
y el uso de mordiente. Con estos resultados se puede observar que las muestras
presentan una actividad de tinción interesante y que las mismas deben ser
estudiadas para ver su equivalencia con los colorantes artificiales rojo No. 40 y
amarillo No.5; para ver su viabilidad de uso en la industria de cosméticos o
fitomedicamentos, como sustituyente de colorantes artificiales.
66
Cuadro 25. Resultados de prueba de tinción de lana de tinturas de mangle
Código Muestra Condición Color
solución Foto Color lana Foto
H1-T Hoja 1er
punto
Frio Tejocote
H2-12
Araján J3-
12
Caliente Oaxaca
E2-14
Marañón
J3-13
Mordiente Zanahoria
F1-14
Limón
Real J3-11
R1-T Raíz 1er
punto
Frio Andalucía
F2-12
Chocolate
G4-11
Caliente Jakarta
D2-1
Dalí
I3-11
Mordiente Paprika
F2-13
Australia
H3-11
C1-T
Corteza
1er
punto
Frio Pozole
D3-12
Mink
G4-07
Caliente Tabaco
D4-12
Antílope
I3-09
Mordiente Mandarina
G1-12
Kimono I3-
12
H2-T
Hoja
2do
punto
Frio Ámbar
I2-09
Trigo
I2-08
Caliente África
G3-12
Manzanilla
I1-06
Mordiente
San
Miguel
Allende
I2-12
Marañón
J3-13
67
Código Muestra Condición Color
solución Foto Color lana Foto
R2-T Raíz 2do
punto
Frio Mandarina
G1-12
Scott
F3-05
Caliente Andalucía
F2-12
Alabastro
H4-08
Mordiente Chalo
F1-12
Polen
J3-07
C2-T
Corteza
2do
punto
Frio Chalon
F1-12
Venado
G4-06
Caliente Tomate
E2-13
Hermes
G3-09
Mordiente Tejocote
H2-12
Australia
H3-11
H3-T Hoja 3er
punto
Frio Aragón
J3-12
Verona
I2-05
Caliente Aragón
J3-12
Piña J2-07
Mordiente
San
Miguel
Allende
I2-12
Cabo de
Hornos
I3-14
R3-T Raíz 3er
punto
Frio Santa
E2-12
Patzcuato
J3-06
Caliente Jakarta
D2-12
Salamandra
K3-12
Mordiente Oaxaca
E2-14
Leopardo
J3-09
68
Código Muestra Condición Color
solución Foto Color lana Foto
C3-T
Corteza
3er
punto
Frio Pozole
D3-12
Crema
inglesa
H4-07
Caliente Enchilado
D3-13
Camello
H4-11
Mordiente Guajillo
D3-13
Ebano
H4-10
H4-T Hoja 4to
punto
Frio
San
Miguel
Allende
I2-12
Nuez
H4-04
Caliente Azabache
I2-13
Cabo de
Hornos
I3-14
Mordiente Miel
I2-14
Marañón
J3-13
R4-T Raíz 4to
punto
Frio Chalo
F1-12
Casiopea
I1-04
Caliente Bombero
E1-14
Macarroni
I1-03
Mordiente Cajón
F1-13
Bellota I4-
12
C4-T
Corteza
4to
punto
Frio Arcoíris
E1-13
Calindres
I4-06
Caliente Cátsup
D2-13
Jabalí
I4-09
Mordiente Paprika
F2-13
Terraz
F3-13
H5-T Hoja 5to
punto
Frio Terrazo
F3-13
Limón
Real J3-11
Caliente Fuego
E3-14
Marañón
J3-13
Mordiente Golden
H2-13
Aragón
J3-12
69
Código Muestra Condición Color
solución Foto Color lana Foto
R5-T Raíz 5to
punto
Frio Oaxaca
E2-12
Dulce de
leche
H4-06
Caliente Santa
E2-12
Taxco
G3-10
Mordiente Andalucía
F2-12
Carey
G3-14
C5-T
Corteza
5to
punto
Frio Pozole
D3-12
Arnie
H2-03
Caliente
Blody
Mary
C2-14
Bacalao
H2-06
Mordiente Guajillo
D3-14
Ocre
H3-12
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Barrido colorimétrico de colorantes de referencia en Etanol:HCl 0.1N y con buffer a
diferentes pH.
El barrido colorimétrico de los estándares permitió visualizar cual es la
mayor absorbancia de los mismo dependiendo con la solución en que fue
preparaban. Con el fin de comparar los barridos de las muestras y poder
determinar cuáles presentaban una absorbancia similar a los estándares, lo que
indicaría que presentan similares características.
Como se observa en la tabla de resultados la longitud de onda varia con
respecto a la solución con la que se diluyo, lo que indica directamente que el pH
determina la estabilidad del estándar y con ello el poder de tinción que pueda
presentar.
En base a estos resultados del barrido de la muestras con el barrido de los
estándares se determinó cuales presentaron longitud de onda similar; ya que las
muestras que presentaron longitud de onda similar a los estándares fueron
probadas para determinar su estabilidad.
En base a estos resultados se preparó curvas de calibración de cada de los
estándares de colorantes en base a su longitud de onda máxima en cada una de
las soluciones. (Ver en curvas en anexos)
70
Cuadro 26. Barrido colorimétrico de estándar colorimétricos en Etanol:HCl
0.1N y buffer a diferentes pH
Estándar Etanol:HCl 0.1N Buffer pH 3 Buffer pH4 Buffer pH5 Buffer pH 7
λ Absor λ Absor λ Absor λ Abs λ Abs
Amarillo 5
260 0.0513 306 0.05397 429 0.0396 256 0.48797 258 0.04683
430 0.0414 429 0.04154 ---- ---- 305 0.04775 424 0.04587
--- ---- ---- ---- --- ---- 430 0.037485 213 0.01368
Amarillo 6
225 0.1011 486 0.05231 483 0.0537 306 0.05683 484 0.04618
482 0.0490 ---- ----- --- ---- 484 0.05013 240 0.04497
313 0.0265 ---- ----- ---- ---- ---- ----- 262 0.03055
Rojo 40
335 0.0754 306 0.07529 511 0.0471 306 0.04821 506 0.05127
507 0.0603 510 0.05432 --- ---- 509 0.04565 243 0.03931
315 0.0259 430 0.01485 --- ---- 430 0.01072 217 0.03496
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Coloración de cosméticos con extractos etanólicos de mangle.
La primera prueba de coloración de los extractos de mangle se inició con
una loción; se emplearon los extractos tomando en cuenta las buenas
propiedades antioxidantes que presentaron y si se emplean las tinturas las
mismas se tenían que usar en concentraciones muy elevadas, por esas dos
razones se trabajó con los extractos.
Cuadro 27. Coloración de loción con extractos de mangle a diferentes
concentraciones
Código Muestra Concentración Color solución Foto
H1-E Hoja 1er punto
1% Plátano I3-10
3% Azabache I2-13
5% San Miguel de
Allende I2-12
R1-E Raíz 1er punto
1% Flor de Loto I3-10
3% San Miguel de
Allende I2-12
5% Paprika F2-13
71
Código Muestra Concentración Color solución Foto
C1-E Corteza 1er punto
1% Tequila I3-07
3% Plátano I2-11
5% Miel I2-14
H2-E Hoja 2do punto
1% Abejorro I2-10
3% Mandarina G1-12
5% Halloween G1-14
R2-E Raíz 2do punto
1% Ambar I2-09
3% Mandarina G1-12
5% Cajún F1-13
C2-E Corteza 2do punto
1% Abejorro I2-10
3% San Miguel
Dueñas I2-12
5% Tejocote H2-12
H3-E Hoja 3er punto
1% Tequila I3-07
3% Azabache I2-13
5% Miel I2-14
72
Código Muestra Concentración Color solución Foto
R3-E Raíz 3er punto
1% Plátano I2-11
3% Azabache I2-11
5% San Miguel de
Allante I2-12
C3-E Corteza 3er punto
1% Olmeca H2-14
3% Tejocote H2-12
5% Golden H2-13
H4-E Hoja 4to punto
1% Flor de loto I3-10
3% Travesura H1-14
5% San Miguel
Allende I2-12
R4-E Raíz 4to punto
1% Abejorro I2-10
3% Azabache I2-13
5% Golden H2-13
73
Código Muestra Concentración Color solución Foto
C4-E Corteza 4to punto
1% Azabache I2-13
3% Jarabe H1-13
5% Chalo F1-12
H5-E Hoja 5to punto
1% Piña J2-07
3% Julio J2-11
5% Aragón J3-12
R5-E Raíz 5to punto
1% Plátano I2-10
3% Noviembre H1-12
5% Nierman G1-12
C5-E Corteza 5to punto
1% Travesura H1-14
3% Mandarina G1-12
5% Andalucía F2-12
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
74
La otra formulación cosmética que se elaboró fue un gel en el cual se
emplearon las soluciones de extractos a las mismas concentraciones, que en la
loción, con el fin de determinar los tonos que color que proporciona el extracto
sobre el gel y poder determinar si puede ser empleado como colorante.
Cuadro 28. Coloración de gel con extractos de mangle a diferentes
concentraciones
Código Muestra Concentración Color solución Foto
H1-E Hoja 1er punto
1% Tequila I3-07
3% Plátano I2-11
5% Ámbar I2-09
R1-E Raíz 1er punto
1% Amazona H1-08
3% Maracuya H1-09
5% Puebla G2-14
C1-E Corteza 1er punto
1% Flor de loto I3-10
3% Amatista I3-11
5% Antilope I3-09
H2-E Hoja 2do punto
1% Olmeca H2-14
3% Tejocote H2-12
5% Mandarina G1-12
75
Código Muestra Concentración Color solución Foto
R2-E Raíz 2do punto
1% Plátano I2-11
3% Azabache I2-13
5% San Miguel
Allende I2-12
C2-E Corteza 2do punto
1% Abejorro I2-10
3% San Miguel
Allende I2-12
5% Tejocote H2-12
H3-E Hoja 3er punto
1% Peque K1-03
3% Leo J2-10
5% San Miguel
Allende I2-12
R3-E Raíz 3er punto
1% Macarroni I1-03
3% Ámbar I2-09
5% Olmeca H2-14
C3-E Corteza 3er punto
1% Piedra del sol H2-
11
3% Naranjosa H2-10
5% León J2-12
76
Código Muestra Concentración Color solución Foto
H4-E Hoja 4to punto
1% Tequila I3-07
3% Maracuya H1-09
5% Tejocote H2-12
R4-E Raíz 4to punto
1% Amazona H1-08
3% Cabo de hornos I3-
14
5% Kimono I3-12
C4-E Corteza 4to punto
1% Naranjosa H1-08
3% Tepozitlan G3-13
5% Africa G3-12
H5-E Hoja 5to punto
1% Galleta H2-08
3% Olmeca H2-14
5% Tejocote H2-12
R5-E Raíz 5to punto
1% Naranjosa H2-10
3% Tejocote H2-12
5% Tejocote H2-12
77
Código Muestra Concentración Color solución Foto
C5-E Corteza 5to punto
1% Morgan J2-08
3% León I2-11
5% Plátano J2-12
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Cuantificación de estándares de color en tinturas de mangle.
En base a los barridos de cada uno de los estándares, en las diferentes
soluciones, se determinó la longitud de onda de mayor absorbancia para cada
uno. Como se observa en el cuadro 29 esa fue la longitud de onda de mayor
absorbancia.
La determinación de la longitud de onda de mayor absorbancia fue la
base para la realización de las curvas de concentración de los estándares (ver en
anexos); las cuales fueron la base para la determinación de la concentración de
equivalentes de colorantes en partes por millón (ppm) en gramo de material
vegetal.
La cuantificación se realizó en las tinturas que presentaron, en los
barridos en cada solución, una longitud de onda igual o similar (±20nm) a la que
presentaron los estándares en dicha solución.
Cuadro 29. Longitud de onda mayor de cada uno de los estándares de color
en diferentes soluciones
Estándar Etanol:HCl
(λ)
Buffer pH3
(λ)
Buffer pH4
(λ)
Buffer pH5
(λ)
Buffer pH 7
(λ)
Rojo No. 40 335 316 314 315 217
Amarillo No. 5 260 428 429 430 258
Amarillo No. 6 225 486 483 484 484 Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Como se puede observar en el cuadro de resultados No. 30 y 31, no todas
las muestras presentaron absorbancia similar a los estándares en cada una de las
soluciones. Además con las soluciones de etanol: ácido clorhídrico, buffer a pH
5 y 7 fue donde las muestras presentaron mayor similitud con los estándares.
Esto indica que los colores de las muestras pueden ser más estables en los pH
menos ácidos llegando a neutros; esto tiene relación con los pH que presentaron
cada una de las tinturas (ver cuadro No. 23) los cuales se encuentran por arriba
de pH 4 casi llegando a 5.
78
Cuadro 30. Cantidad de colorante expresados en ppm/g de material vegetal
en muestras de tinturas de mangle en solución etanol: ácido clorhídrico
0.1N, solución buffer pH3 y buffer pH4
Código Muestra EtOH:HCl (ppm/g) Buffer pH3 (ppm/g) Buffer pH4 (ppm/g)
R40* A5 R40 A6* R40 A5*
H1-T Hoja 1er.
punto 353.46±2.33
84.07±0.37 155.65±1.28 --- 141.03±3.93 17.16±0.82
R1-T Raíz 1er
punto ---
+ 59.58±0.22 70.34±0.61 --- --- ---
C1-T Corteza
1er punto --- 106.62±0.39 89.34±0.40 --- --- ---
H2-T Hoja 2do
punto 382.39±2.82 96.23±0.46 166.45±1.02 --- 155.34±3.21 18.89±0.69
R2-T Raíz 2do
punto 115.95±2.47 46.79±0.54 --- --- --- ---
C2-T Corteza
2do punto --- 68.30±0.26 71.37±0.82 --- --- ---
H3-T Hoja 3er
punto 181.50±1.66 41.03±0.20 91.87±0.38 --- 109.29±0.78 14.37±0.24
R3-T Raíz 3er
punto 158.90±1.73 56.17±0.20 --- --- --- ---
C3-T Corteza
3er punto --- 156.77±0.65 79.87±0.59 --- --- ---
H4-T Hoja 4to
punto 257.14±0.78 86.53±0.38 120.60±2.30 --- --- ---
R4-T Raíz 4to
punto --- 53.98±0.20 --- --- --- ---
C4-T Corteza
4to punto 116.92±0.36 120.41±0.44 79.07±0.61 --- --- ---
H5-T Hoja 5to
punto 206.89±1.34 19.90±0.72 --- 6.51±0.05 43.37±0.30 5.69±0.41
R5-T Raíz 5to
punto --- 101.67±0.50 71.84±0.81 --- --- ---
C5-T Corteza
5to punto 206.89±2.14 43.97±0.53 46.34±0.32 --- 47.77±0.45 6.49±0.35
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * R40= Rojo No.40, A5= Amarillo No.5, A6= Amarillo No.6.
+ Muestras no presentaron longitud de onda similar al estándar.
Se pudo determinar que conforme se iba cambiando el pH de las
soluciones las muestras de tintura de raíz y corteza fueron aumentando
equivalencia de color con el rojo No. 40; ya que se puede observar que en las
soluciones buffer de pH 5 las concentraciones se encontraban entre 60-90
ppm/g; cuando se encontraron en buffer pH 7 presentaron valores por arriba de
las 200 ppm/g.
Las hojas fueron las que mayor cantidad de equivalente de amarillo No 5 y 6
presentaron, dando una mayor cantidad en la solución de pH 7. Dicho dato es
muy interesante ya que se puede tomar de parámetro para saber que órgano
emplear como sustituto de colorante rojo No. 40, amarillo No. 5 o 6 según el pH
final del producto y la tonalidad que se le desee dar.
79
Cuadro 31. Cantidad de colorante expresados en ppm/g de material vegetal
en muestras de tinturas de mangle en solución buffer pH5 y buffer pH7
Código Muestra Buffer pH5 (ppm/g) Buffer pH7 (ppm/g)
R40* A5* A6* R40* A5* A6*
H1-T Hoja 1er.
punto 200.44±0.49 ---
+ --- 235.75±2.03 95.17±2.43 ---
R1-T Raíz 1er
punto 60.03±0.31 --- --- --- 69.13±1.71 ---
C1-T Corteza
1er punto 86.22±0.22 --- --- --- 99.79±2.34 ---
H2-T Hoja 2do
punto 198.12±0.48 --- --- --- 87.38±2.00 ---
R2-T Raíz 2do
punto 75.56±0.16 --- --- 310.14±3.65 57.32±1.16 ---
C2-T Corteza
2do punto 53.28±0.20 --- --- 300.75±2.36 68.74±1.70 ---
H3-T Hoja 3er
punto 90.38±0.46 --- --- --- 47.49±1.10 ---
R3-T Raíz 3er
punto 82.84±0.50 --- --- --- 72.84±1.81 ---
C3-T Corteza
3er punto 90.18±020 --- --- 395.34±4.08 113.94±2.73 ---
H4-T Hoja 4to
punto ---- --- --- --- 88.17±2.02 ---
R4-T Raíz 4to
punto ---- 4.37±0.03 --- 357.04±2.65 77.28±1.93 ---
C4-T Corteza
4to punto 88.78±0.24 13.74±0.08 --- 540.49±4.82 127.22±3.10 ---
H5-T Hoja 5to
punto 33.57±0.14 --- 3.68±0.01 71.89±0.78 28.22±0.68 ---
R5-T Raíz 5to
punto ---
6.31±0.04
--- --- 84.84±2.14 3.38±0.04
C5-T Corteza
5to punto --- --- --- --- 50.41±1.18 ---
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * R40= Rojo No.40, A5= Amarillo No.5, A6= Amarillo No.6.
+ Muestras no presentaron longitud de onda similar al estándar.
Análisis de estabilidad de tinturas de mangle en diferentes soluciones en comparación
con estándares de color
Se realizaron las pruebas de estabilidad de las muestras de tinturas de
mangle, para ello se seleccionaron las muestras que presentaron una similar
longitud de onda en la solución de prueba con los diferentes estándares. A las
muestras se les midió su absorbancia en días seguidos, hasta que las mismas
presentaron una variación de ±20% de su absorbancia; se mantuvieron en
cámara de estabilidad en condiciones extremas de 40°C durante todo el análisis.
80
Grupo de gráficas No. 1. Estabilidad de hojas de mangle en solución de
Etanol: ácido clorhídrico 0.1N, comparadas con diferentes estándares de
color
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
0
50
100
150
0 5 10 15 20
Ab
sorb
anci
a
Días
1.1 Estabilidad en EtOH:HCl de Hoja Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
H1-T
H2-T
H3-T
H4-T
0
50
100
150
200
0 5 10 15 20
Ab
sorb
anci
a
Días
1.2 Estabilidad en EtOH:HCl de Hojas Vrs. Amarillo No. 5
Amarillo No. 5
H1-T
H2-T
H3-T
H4-T
H5-T
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
0 5 10 15 20
Ab
sorc
ión
Dias
1.3 Estabilidad en EtOH:HCl de Raíz Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
R2-T
R3-T
81
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
0
50
100
150
200
250
0 5 10 15 20
Ab
sorb
anci
a
Días
1.4 Estabilidad en EtOH:HCl de Raíz Vrs. Amarillo No. 5
Amarillo No. 5
R1-T
R2-T
R3-T
R4-T
R5-T
0
50
100
150
200
250
0 5 10 15 20
Ab
sorb
anci
a
Días
1.5 Estabilidad en EtOH:HCl de Corteza Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
C4-T
0
50
100
150
200
0 5 10 15 20
Ab
sorb
anci
a
Días
1.6 Estabilidad en EtOH:HCl de Corteza Vrs. Amarillo No. 5
Amarillo No. 5
C1-T
C2-T
C3-T
C4-T
C5-T
82
Grupo de gráficas No. 2. Estabilidad de hojas de mangle en solución buffer
pH 3, comparadas con diferentes estándares de color
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15
Ab
sorb
anci
a
Días
2.1 Estabilidad en pH 3 de Hoja Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
H1-T
H2-T
H3-T
H4-T
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20
Ab
sorb
anci
a
Días
2.2 Estabilidad a pH 3 de Hojas Vrs. Amarillo No. 6
Amarillo No. 6
H5-T
0
20
40
60
80
100
120
140
0 5 10 15
Ab
sorb
anci
a
Días
2.3 Estabilidad en pH 3 de Raíz Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
R1-T
R5-T
83
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Grupo de gráficas No. 3. Estabilidad de hojas de mangle en solución buffer
pH 4, comparadas con diferentes estándares de color
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 5 10 15
Ab
sorb
anci
a
Días
2.4 Estabilidad a pH 3 de Corteza Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
C1-T
C2-T
C3-T
C4-T
C5-T
0
20
40
60
80
100
120
140
0 5 10 15 20
Ab
sorb
anci
a
Días
3.1 Estabilidad a pH 4 de Hoja Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
H1-T
H2-T
H3-T
H5-T
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20
Ab
sorb
anci
a
Días
3.2 Estabilidad a pH 4 de Hojas Vrs. Amarillo No. 5
Amarillo No. 5
H1-T
H2-T
H3-T
H5-T
84
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20
Ab
sorb
anci
a
Días
3.3 Estabilidad en pH 4 de Corteza Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
C5-T
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Grupo de gráficas No. 4. Estabilidad de hojas de mangle en solución buffer
pH 5, comparadas con diferentes estándares de color
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
0
20
40
60
80
100
120
140
0 5 10 15 20
Ab
sorb
anci
a
Días
3.4 Estabilidad a pH 4 de Corteza Vrs. Amarillo No. 5
Amarillo No. 5
C5-T
0
20
40
60
80
100
120
140
0 2 4 6 8 10 12 14
Ab
sorb
anci
a
Días
4.1 Estabilidad a pH 5 de Hoja Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
H1-T
H2-T
H3-T
H5-T
0
50
100
150
200
250
300
0 1 2 3 4 5 6 7
Ab
sorb
anci
a
Días
4.2 Estabilidad a pH 5 de Hojas Vrs. Amarillo No. 6
Amarillo No. 6
H5-T
85
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
0
20
40
60
80
100
120
140
0 2 4 6 8 10
Ab
sorb
anci
a
Días
4.3 Estabilidad a pH 5 de Raíz Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
R1-T
R2-T
R3-T
0
50
100
150
200
250
0 2 4 6 8
Ab
sorb
anci
a
Días
4.4 Estabilidad a pH 5 de Raíz Vrs. Amarillo No. 5
Amarillo No. 5
R4-T
R5-T
0
50
100
150
0 2 4 6 8 10
Ab
sorb
anci
a
Días
4.5 Estabilidad a pH 5 de Corteza Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
C1-T
C2-T
C3-T
C4-T
C5-T
86
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Grupo de gráficas No. 5. Estabilidad de hojas de mangle en solución buffer
pH 7, comparadas con diferentes estándares de color
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
0
50
100
150
200
0 2 4 6 8
Ab
sorb
anci
a
Días
4.6 Estabilidad a pH 5 de Corteza Vrs. Amarillo No. 5
Amarillo No. 5
C4-T
0
20
40
60
80
100
120
0 1 2 3 4 5 6
Ab
sorb
anci
a
Días
5.1 Estabilidad a pH 7 de Hoja Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
H1-T
H5-T
0
50
100
150
200
0 2 4 6 8 10 12
Ab
sorb
anci
a
Días
5.2 Estabilidad a pH 7 de Hoja Vrs. Amarillo No. 5
Amarillo No. 5
H1-T
H2-T
H3-T
H4-T
H5-T
87
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
0
20
40
60
80
100
120
0 2 4 6 8 10
Ab
sorb
anci
a
Días
5.3 Estabilidad en pH 7 de Raíz Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
R2-T
R4-T
0
50
100
150
200
250
0 1 2 3 4 5 6 7
Ab
sorb
anci
a
Días
5.4 Estabilidad a pH 7 de Raíz Vrs. Amarillo No. 5
Amarillo No. 5
R1-T
R2-T
R3-T
R4-T
R5-T
0
100
200
300
400
500
0 0.5 1 1.5 2 2.5
Ab
sorb
anci
a
Días
5.5 Estabilidad a pH 7 de Raíz Vrs. Amarillo No. 6
Amarillo No. 6
R5-T
88
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011
Determinación de la actividad insecticida contra cuatro estadios de Aedes
Los extractos de mangle de los diferentes puntos de colecta no
presentaron actividad contra los diferentes estadios de Aedes aegypti, debido a
que no se presentó ninguna mortalidad en las larvas durante el ensayo a la
concentración de 1mg/mL de extracto por lo que la concentración letal 100
(CL100) está por arriba de dicho valor.
Cuadro 32. Actividad insecticida contra los cuatro estadios de Aedes aegypti de
diferentes de extractos etanólicos de mangle.
Código Mx 1er. 2do. 3er. 4to. CL 100
(mg/mL)
H1-E Primer
punto
0/10* 0/10 0/10 0/10 >1
R1-E 0/10 0/10 0/10 0/10 >1
C1-E 0/10 0/10 0/10 0/10 >1
H2-E
Segundo
punto
0/10 0/10 0/10 0/10 >1
R2-E 0/10 1/10 0/10 0/10 >1
C2-E 0/10 0/10 0/10 0/10 >1
0
20
40
60
80
100
120
0 2 4 6 8 10
Ab
sorb
anci
a
Días
5.6 Estabilidad a pH 7 de Corteza Vrs. Rojo No. 40
Rojo No.40
C2-T
C3-T
C4-T
0
50
100
150
200
250
0 2 4 6 8
Ab
sorb
anci
a
Días
5.7 Estabilidad a pH 7 de Corteza Vrs. Amarillo No. 5
Amarillo No. 5
C1-T
C2-T
C3-T
C4-T
C5-T
89
Código Mx 1er. 2do. 3er. 4to. CL 100
(mg/mL)
H3-E Tercer
punto
0/10 0/10 0/10 0/10 >1
R3-E 0/10 1/10 0/10 0/10 >1
C3-E 0/10 0/10 0/10 0/10 >1
H4-E Cuarto
punto
0/10 0/10 0/10 0/10 >1
R4-E 0/10 0/10 0/10 0/10 >1
C4-E 0/10 1/10 0/10 0/10 >1
H5-E Quinto
punto
0/10 0/10 0/10 0/10 >1
R5-E 0/10 1/10 0/10 0/10 >1
C5-E 0/10 1/10 0/10 0/10 >1
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * Muertos/Vivos
Determinación de la actividad insecticida contra cuatro estadios de Anopheles
Según los resultados obtenidos los extractos no presentaron actividad
insecticida contra Anopheles albimanus en los diferentes extractos, se evidenció
una mayor sensibilidad contra el segundo estadio larvario a una concentración
de 1mg/mL, pero no una mortalidad total para considerarlo activo.
Cuadro 33. Actividad insecticida contra cuatro estadios de Anopheles
albimanus de diferentes de extractos etanólicos de mangle.
Código Mx 1er.
Estadio
2do.
Estadio
3er.
Estadio
4to.
Estadio
CL 100
(mg/mL)
H1-E Primer
punto
Hoja 0/10 1/10 0/10 2/10 >1
R1-E Raíz 0/10 4/10 1/10 2/10 >1
C1-E Corteza 0/10 4/10 1/10 1/10 >1
H2-E Segundo
punto
Hoja 0/10 4/10 0/10 2/10 >1
R2-E Raíz 0/10 5/10 0/10 0/10 >1
C2-E Corteza 0/10 5/10 0/10 3/10 >1
H3-E Tercer
punto
Hoja 0/10 1/10 0/10 2/10 >1
R3-E Raíz 0/10 5/10 0/10 4/10 >1
C3-E Corteza 0/10 5/10 0/10 2/10 >1
H4-E Cuarto
punto
Hoja 0/10 2/10 0/10 0/10 >1
R4-E Raíz 0/10 2/10 0/10 0/10 >1
C4-E Corteza 1/10 2/10 1/10 0/10 >1
H5-E Quinto
punto
Hoja 0/10 1/10 0/10 3/10 >1
R5-E Raíz 0/10 0/10 0/10 4/10 >1
C5-E Corteza 0/10 1/10 0/10 3/10 >1
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * Muertos/Vivos
Determinación de la actividad citotóxica contra nauplios de Artemia salina.
Con respecto a la actividad citotóxica se determinó que la dosis letal
media (DL50) en 6 extractos fue un valor bajo, menor del 0.1; por otra parte en 9
extractos no se evidenció actividad citotóxica, debió a que no se presentó
mortalidad contra ningún nauplio en las tres repeticiones y a las diferentes
90
concentraciones utilizadas, por lo que se requiere concentraciones mayores a
1mg/mL.
Cuadro 34. Actividad citotóxica a tres concentraciones diferentes de
extractos etanólicos
Código Muestra 100µL 50 µL 25 µL %
Mortalidad
DL50
(mg/mL)
H3-E Hoja 3er punto 0/10* 0/10 0/10 0 >1
R3-E Raíz 3er punto 0/10 0/10 0/10 0 >1
C3-E Corteza 3er punto 0/10 0/10 0/10 0 >1
H4-E Hoja 4to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1
R4-E Raíz 4to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1
C4-E Corteza 4to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1
H5-E Hoja 5to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1
R5-E Raíz 5to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1
C-5E Corteza 5to punto 0/10 0/10 0/10 0 >1
Fuente: Datos experimentales FODECYT 24-2011 * Muertos/Vivos
91
Cuadro 33.Análisis probit para actividad citotóxica de extractos etanólicos de mangle.
Se reportan únicamente los que NO mostraron mortalidad total (30 de 30), o mortalidad de nauplios ensayados >80%.
Modelo de regresión estimado
(máxima probabilidad)
Análisis de desviación Test de radio de Probabilidad
Modelo
Nauplios de
A. salina Có
di
go
Parámetro
Est
i
mac
i
ón
Err
or
está
n
dar
Des
v
iaci
ó
n
gl
val
or
p % de
desviación Fac
to
res
chi-
cuad
r
ado
gl
val
or
p
Decisión
nivel de
confianz
a
Percentil
50
AR
TE
MIA
H1-E Constante
Concentración
-1.41044
14.7674
0.596699
12.1385
1.5072 1 0.21
96 50.4181 Concentración 1.5072 1 0.2196
Dado que p0.10, no
hay relación
estadísticamente
significativa
90% 0.0955104
R1-E Constante
Concentración
-3.2371
46.773
0.916462
16.7385
10.2097 1 0.00
14 48.6168 Concentración 10.2097 1 0.0014
Dado que p0.01, hay
una relación
estadísticamente
significativa
99% 0.0692088
C1-E Constante
Concentración
-0,939988
-5.69271
0.657083
14.1932
0.162216 1 0.68
71 4.37643 Concentración
0.16221
6 1 0.6871
Dado que p 0.10, no
hay relación
estadísticamente
significativa
90% -0.165121
H2-E Constante
Concentración
-2.37925
29.2721
0.74782
14.3476
4.57663 1 0.03
24 30.5439 Concentración 4.57663 1 0.0324
Dado que p0.05, hay
una relación
estadísticamente
significativa
95% 0.0812804
R2-E Constante
Concentración
-0.681373
11.3561
0.521515
10.9277
1.08952 1 0.29
66 23.3174 Concentración 1.08952 1 0.2966
Dado que p 0.10, no
hay relación
estadísticamente
significativa
90% 0.0600006
C2-E Constante
Concentración
-0.931423
6.78378
0.560113
11.6442
0.341596 1 0.55
89 9.82331 Concentración
0.34159
6 1 0.5589
Dado que p 0.10, no
hay relación
estadísticamente
significativa
90% 0.137301
92
Fuente: Datos experimentales
Determinación de la actividad antibacteriana de extractos etanólicos de mangle
Como se puede observar en el cuadro de resultados la actividad
antibacteriana de los extractos etanólicos de mangle fue marcada para dos
bacterias Salmonella typhi y Escherichia coli, lo cual es de interés ya que estas
son bacterias patógenas al humano.
Sin embargo la concentración inhibitoria mínima (CIM), para los dos
microorganismos patógenos fue de 1mg/ml, lo cual no fue tan activo,
considerándose una actividad moderada.
Los metabolitos secundarios de características polares, que se encuentran
en los extractos etanólicos, son los que están presentando están actividad
antibacteriana.
Cuadro No. 34 Determinación de la actividad antibacteriana de 15 extractos
etanólicos de mangle
Código Mx A* B
* C
* D
* E
* G
* H
*
H1-E Hoja 1er punto +**
+ + + + + +
R1-E Raíz 1er punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL
C1-E Corteza 1er punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL
H2-E Hoja 2do punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL
R2-E Raíz 2do punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL
C2-E Corteza 2do punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL
H3-E Hoja 3er punto + 1mg/mL + + + + +
R3-E Raíz 3er punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL
C3-E Corteza 3er punto + + + + + + +
H4-E Hoja 4to punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL
R4-E Raíz 4to punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL
C4-E Corteza 4to punto + 1mg/mL + + + + 1mg/mL
H5-E Hoja 5to punto + + + + + + +
R5-E Raíz 5to punto + 1mg/mL + + - + 1mg/mL
C5-E Corteza 5to punto + + + + + + 1mg/mL Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011 ** (+) Crecimiento (-) Inhibición de crecimiento
*: Staphylococcus aureus = A, Salmonella typhi = B, Mycobacterium smegmatis= C, Bacillus subtilis = D,
Pseudomonaaeruginosa= E,,Bacillussubtilissubsp. spizizenii= G, Escherichiacoli = H
Determinación de la actividad antilevadura de extractos etanólicos de mangle.
Ninguno de los 15 extractos etanólicos de mangle presentaron actividad
antilevadura, ya que como se observa en el cuadro de resultados ninguno inhibió
el crecimiento de las levaduras.
93
Cuadro No. 35 Determinación de la actividad antibacteriana de 15 extractos
etanólicos de mangle
Código Mx Candida albicans
H1-E Hoja 1er punto +
R1-E Raíz 1er punto +
C1-E Corteza 1er punto +
H2-E Hoja 2do punto +
R2-E Raíz 2do punto +
C2-E Corteza 2do punto +
H3-E Hoja 3er punto +
R3-E Raíz 3er punto +
C3-E Corteza 3er punto +
H4-E Hoja 4to punto +
R4-E Raíz 4to punto +
C4-E Corteza 4to punto +
H5-E Hoja 5to punto +
R5-E Raíz 5to punto +
C5-E Corteza 5to punto + Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011 ** (+) Crecimiento (-) Inhibición de crecimiento
Determinación de la actividad antimicótica de extractos etanólicos de mangle.
La actividad antimicótica de los extractos etanólicos de mangle se
determinó sobre cinco hongos, como se observa en el cuadro de resultados,
después de los 21 días de incubación, todos los hongos crecieron en el agar
planta. Esto indica que los extractos etanólicos de mangle no presentan actividad
antimicótica contra los hongos estudiados.
Cuadro No. 36 Determinación de la actividad antimicótica de extractos de
etanol de mangle.
Código Mx M. canis M. gypsum A. oryzae A. flavus A niger
H1-E Hoja 1er punto + + + + +
R1-E Raíz 1er punto + + + + +
C1-E Corteza 1er punto + + + + +
H2-E Hoja 2do punto + + + + +
R2-E Raíz 2do punto + + + + +
C2-E Corteza 2do punto + + + + +
H3-E Hoja 3er punto + + + + +
R3-E Raíz 3er punto + + + + +
C3-E Corteza 3er punto + + + + +
H4-E Hoja 4to punto + + + + +
R4-E Raíz 4to punto + + + + +
C4-E Corteza 4to punto + + + + +
H5-E Hoja 5to punto + + + + +
R5-E Raíz 5to punto + + + + +
C5-E Corteza 5to punto + + + + + Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011 ** (+) Crecimiento (-) Inhibición de crecimiento
94
Capacitación y divulgación de resultados del proyecto en Monterrico.
El objetivo de la actividad fue dar una capacitación a las personas que
trabajan en la reserva de Monterrico, así como autoridades del lugar; con el fin
de darles a conocer el valor ecológico, económico, turístico y de investigación
que tiene el manglar.
Para poder cumplir con este objetivo fue necesario determinar cuál era el
conocimiento de la población sobre el mangle y el manglar. Como se puede
observar en las gráficas del grupo No. 6, resultado de la evaluación diagnóstica
(ver anexos), el conocimiento de la población sobre el manglar es bueno. Ellos
saben que es el manglar, en donde se encuentra y los beneficios que se pueden
obtener de él. Al determinar este conocimiento de la población sobre el manglar
permitió que ellos tomaran conciencia de la importancia que tiene y poder
divulgar los resultados del estudio que se realizó.
Grupo de graficas No. 6 Resultados de la evaluación diagnóstica realizada
en la capacitación y divulgación de resultados.
Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011
0
2
4
6
8
10
12
BuenConocimiento
RegularConocimiento
Desconoce
6.1 ¿Qué es el Mangle?
0
2
4
6
8
10
12
BuenConocimiento
RegularConocimiento
Desconoce
6.2 ¿Dónde se encuentra el Mangle?
95
Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011
Al finalizar la actividad de capacitación y divulgación de resultados se
realizó una evaluación de la actividad (ver encuesta en anexos); la misma
permitió observar que la mayoría considero que la actividad fue buena, les gusto
el video que se les paso.
Lo más importante fue que consideran que es importante dar a conocer la
valor que tiene el manglar con el objetivo de motivar a la conservación y uso
sostenible del mismo; así mismo están dispuestos a participar en futuras
actividades sobre preservación, conservación y uso sostenido del mangle; así
como actividades que se organicen para beneficio de la comunidad y del
manglar.
Dentro de las actividades que se realizaron en la capacitación están:
- Realización de encuesta diagnóstica
- Demostración de video realizado sobre la importancia y características del
mangle.
0
2
4
6
8
10
12
14
BuenConocimiento
RegularConocimiento
Desconoce
6.3 ¿Qué nos ofrece el Mangle?
0
5
10
15
BuenConocimiento
RegularConocimiento
Desconoce
6.4 ¿Por qué están en peligro los Manglares?
96
- Presentación de los resultados generados en el proyecto FOECYT 24-2011
- Entrega de trifoliares informativos y de resultados preparados
- Realización de encuesta de evaluación de la actividad.
Grupo de gráficas No. 7 Resultados de la evaluación de la actividad de la
presentación de resultados preliminares.
Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011
0
1
2
3
4
5
6
7
8
Bueno Regular Malo
7.1 ¿Cómo considera la información que se dio a conocer en la actividad?
0
2
4
6
8
10
12
Bueno Regular Malo
7.2 ¿Qué le pareció el video?
97
Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011
Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011
Implementación de un Manejo forestal sostenible del manglar:
Condiciones sociales e institucionales
Mantener la productividad y capacidad de regeneración del bosque y no alterar sus
funciones ecológicas y sociales relevantes para el hoy y el futuro, lo que significa
adoptar medidas de autorregulación del volumen de cosecha, velando por el futuro del
recurso. Este cambio de actitud, no se dará mientras el usuario no tenga asegurado un
derecho de acceso y usufructo del recurso a largo plazo. Por ende el Estado debe decidir
con transparencia y consenso cuales tierras en el manglar son de uso forestal, para
camaronicultura o áreas protegidas.
Requerimiento técnico básico
Regular el volumen de cosecha para mantener la productividad y capacidad de
regeneración del bosque exige conocer las existencias de producto cosecha y su
0
5
10
15
Sí No
7.3 ¿Cree qué es importante dar a conocer la importancia del Mangle?
0
5
10
15
Sí No
7.4 ¿Le gustaría participar en el futuro en otras actividades parecidas a estas?
98
producción en el tiempo. Para ello, se debe trabajar en dos grandes campos de acción:
El ordenamiento del ambiente de producción y el crecimiento de los rodales.
Esta decisión de gestión del uso de sus bosques y recursos madereros se plasmará en un
plan de manejo forestal, entendido como el instrumento de gestión del usuario-
empresario. En el caso del manejo forestal comunitario de manglares, la primera
decisión concierne a la definición del área por manejar. Esta decisión no puede ser solo
la de un técnico, debe ser tomada necesariamente de acuerdo con el grupo de leñadores
usufructuarios.
Análisis del plan maestro de la reserva de usos múltiples Monterrico.
El objetivo del Plan Maestro es la actualización de la composición
florística y estructural de la vegetación en el cual se identificaron y
caracterizaron las asociaciones o comunidades de éstas, presentes en la
Reserva de Usos Múltiples Monterrico (RNUMM), para proveer información
más detallada para adecuar las estrategias de manejo de los recursos y el
manejo del agua.
El 65% del área está formado por cuerpos de agua, formando así el
sistema estuarino conocido como Canal de Chiquimulilla, que cuenta con
canales anexos y lagunas que cambian su salinidad dependiendo de la acción de
las mareas. Este sistema representa un importante hábitat de fauna y flora que en
la mayoría de los casos se encuentran en vías de extinción, como por ejemplo la
iguana verde, el caimán, tortugas terrestres y tortugas marinas, y de pérdida
significativa de su funcionalidad como en el caso de los ecosistemas de manglar
(Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999).
La Reserva Natural de Usos Múltiples Monterrico –RNUMM-, es una
reserva natural cuyos objetivos están dirigidos a la conservación y uso sostenible
de la biodiversidad (Sigüenza y Ruíz-Ordoñez, 1999), algunos de los objetivos
primarios pretenden:
Promover la producción de madera y productos pesqueros sobre la base de su
aprovechamiento sostenible, de manera que satisfaga las necesidades de sus
habitantes.
Elaborar, promover y aplicar programas de educación ambiental en la población
residente y visitantes.
Fomentar y desarrollar programas de interpretación de la naturaleza para los
visitantes al área protegida.
Apoyar y permitir el desarrollo de turismo de bajo impacto.
Desarrollar programas orientados a la conservación de la diversidad biológica,
fomentar y apoyar el desarrollo de programas así como proyectos de
investigación científica.
Las cinco comunidades asentadas en la RNUMM son: Monterrico, El
Pumpo, La Curvina, La Avellana y Agua Dulce y dos ubicadas en el área de
influencia que son El Cebollito y Las Quechas.
99
Guatemala es signataria de una serie de convenios y acuerdos
internacionales relacionados con el medio marino costero, entre los que se
encuentran principalmente el Convenio de Diversidad Biológica (CDB),
convenio internacional que compromete a Guatemala a velar por el uso y manejo
sostenible de los recursos marinos vivos, así como a realizar las acciones
necesarias para garantizar la sostenibilidad de los recursos naturales marinos
(CONAP, 2009). A raíz de este convenio se ha establecido la Estrategia
Nacional para la Conservación de la Biodiversidad (ENB), que promueve el
llenado de vacíos de información y la búsqueda de zonas críticas mediante el
proceso de identificación de vacíos, entre sus estrategias es actualizar los
planes maestros de las áreas protegidas.
Conocer la distribución y las especies vegetales a escala detallada es de
suma importancia para proponer acciones específicas de manejo en la RNUMM,
que permitan un adecuado aprovechamiento de los recursos vegetales y la
conservación de los mismos garantizando su viabilidad para el futuro.
El impacto causado en esta área ha tenido un efecto negativo en las áreas
aledañas de manglar y sobre la fauna y flora asociada. Uno de los principales
resultados es el cambio en las características hidrológicas del área,
interrumpiendo los flujos acuíferos que inundan los bosques de manglar
provocando la muerte de la vegetación por la apertura y eliminación de áreas
considerables de mangle.
Otro factor de riesgo para el área es la infraestructura turística y la
agricultura, que se han desarrollado desordenadamente. Así como el uso
inadecuado de agroquímicos que ha representado una amenaza para este hábitat.
Según el plan maestro de la RNUMM (1999) existen algunas zonas críticas
como las comunidades vegetales de Tul (tulares) entre las principales amenazas
que sufre es que anualmente se producen incendios y es utilizada como sitio de
pastoreo para ganado vacuno durante la estación seca. Sin embargo, se considera
que es un hábitat clave para refugio y reproducción de especies de fauna
silvestre.
Dentro de la metodología utilizada en el estudio fue:
Confeccionar el Mapa de Vegetación por medio del levantamiento detallado de
las asociaciones vegetales, en esta etapa se realizaron análisis bioclimáticos para
establecer las condiciones térmicas y de humedad del área. Esto permitió la
identificación de los diferentes usos del suelo y establecer las áreas de muestreo
y delimitar las distintas asociaciones vegetales identificadas.
Fotointerpretación de las fotografías aéreas en infrarrojo y cartografía, en el
cual se actualizó el mapa de uso del suelo mediante análisis de imágenes y
visitas de reconocimiento de campo para la georeferenciación de polígono, que
permitió establecer las áreas de muestreo y delimitar las distintas asociaciones
vegetales identificadas.
Se muestreó la vegetación para obtener información detallada sintaxonómica de
la vegetación de la RNUMM, tanto cualitativa como cuantitativa, basándose en
el método fitosociológico.
100
Al realizar la evaluación de la Composición florística y estructural de la
vegetación y caracterización de las asociaciones vegetales de la RNUMM, se
registraron 172 especies, 138 géneros y 69 familias de plantas.
Se determinó la formación de cinco grandes grupos denominados
comunidades vegetales, siendo estos la comunidad de Mangle Rojo, Mangle
Blanco, Tular-Carrizal, Bosque Seco y Dunas. Todas presentaron una diferente
diversidad, estructura y distribución, existiendo muchas especies compartidas
entre las comunidades. Las comunidades de Mangle Blanco son más diversas en
cuanto a familias, géneros y especies, continuando con las comunidades de
Mangle Rojo que presentan una menor diversidad. Las comunidades de Bosque
Seco son los siguientes más diversos, a pesar que presentan áreas muy reducidas
en la reserva. Por último las comunidades de Tular-Carrizal y Dunas son los
menos diversos. La comunidad de Tular y Carrizal son las menos tolerantes a la
salinidad y más asociada a sitios de agua dulce; son sitios que se mantienen con
condiciones de agua dulce todo el año facilitando su establecimiento y
desarrollo.
Para el análisis de la estructura de la vegetación se tomaron datos de
cobertura, altura promedio y cantidad de estratos presentes en cada comunidad.
En términos de cobertura vegetal la comunidad Tular - Carrizal es el que posee
una mayor cobertura con respecto al área mínima de la parcela utilizada para el
muestreo de este ecosistema, presentando en la mayoría de los casos una
cobertura del 84.04%, este ecosistema presenta tres estratos siendo estos
hidrófitas enraizadas emergentes, hidrófitas flotadoras y heliófitas. El ecosistema
de Dunas es el siguiente con la mayor cobertura vegetal presentando una
cobertura del 89% en su área mínima de muestreo.
El ecosistema de Manglar Rojo presentó una cobertura vegetal de
78.68% respecto a su área mínima de muestreo utilizada, presentando al menos
un estrato de dosel y arbustos. El ecosistema de Mangle Blanco presentó una
cobertura del 75% de cobertura promedio en su unidad de muestreo, presentando
tres estratos presentes siendo estos, dosel y el sotobosque formado por arbustos
y hierbas. El Bosque Seco presentó una cobertura de 68.64%, siendo este el
ecosistema que posee la menor cobertura con respecto a su área mínima utilizada
para el muestreo de la vegetación, este presenta la mayor cantidad de estratos
siendo estos el dosel y el sotobosque que comprende arbustos, plantas leñosas y
hierbas.
La comunidad de mayor extensión es la de Mangle Rojo con un 40%
aproximadamente del total de la reserva. Esto importante mencionar para las
futuras acciones de aprovechamiento del recurso y garantizar el suministro y
supervivencia de la especie y otras asociadas a esta comunidad.
Las comunidades de Dunas se encuentran seriamente amenazadas y constituyen
un bajo porcentaje en la representación de las comunidades vegetales, pero a
pesar de eso, todavía conservan las características que las definen.
Esto es importante tener en cuenta pues se requieren de medidas urgentes para
frenar la probable desaparición de estas comunidades y sus especies. Una de las
medidas podría ser la de restaurar áreas sin construcción con especies propias de
101
estas comunidades así como introducir varias de estas especies en la
jardinización de áreas de descanso y recreación.
Las Conclusiones que se obtuvieron fueron:
Se encontró que existen 172 especies, 138 géneros y 69 familias.
Se identificaron cinco comunidades vegetales a escala detallada, siendo estas
comunidad de Mangle Rojo, Mangle Blanco, Tular y Carrizal, comunidad de
Bosque Seco y Dunas.
La comunidad más diversa por el número de especies, géneros y familias es la
comunidad de Mangle Blanco, seguida por la comunidad de Mangle Rojo, el
Bosque Seco, el Tular-Carrizal y por último las Dunas.
Las comunidades amenazadas por comunidad con mayor extensión territorial es
la comunidad de Mangle Rojo
Se identificaron 3 clases, 3 órdenes y 3 alianzas sintaxonómicas a las cuales
pertenecen las comunidades encontradas en Monterrico.
Las Recomendaciones que se determinaron fueron:
Utilizar el criterio de las comunidades identificadas para realizar acciones de
manejo, conservación y restauración. Reforestar en base a la composición propia
de cada comunidad.
Aplicar varios tratamientos de restauración y decidir cuál es el más factible para
aplicar en cada comunidad de acuerdo a sus condiciones originales y presentes.
Darle un manejo a cada asociación en base a sus características.
Iniciar los ensayos a pequeña escala, para luego determinar cuál método y
tratamiento es el más adecuado y replicarlo en áreas mayores. De acuerdo a la
verificación de cómo se comporta el ecosistema y que lo impacta produciendo
modificaciones.
Dentro de las propuestas que se podrían aportar al Plan Maestro son:
Programar constantemente la actualización de la información sobre los
componentes de la vegetación del Plan Maestro de la RNUMM, por lo que se
debe de realizar esfuerzos para apoyar la generación y sistematización de
información, para caracterizar el estado actual de los ecosistemas.
Definir pautas de aprovechamiento y manejo integrado sostenible de los recursos
costeros por parte de las comunidades vecinas.
El uso sostenible de los recursos naturales involucrando el compromiso positivo
de la población, se debe iniciar con la educación ambiental, y ofrecer
102
alternativas reales de desarrollo que no sean dañinas para el recurso. Ya que la
falta de alternativas económicas favorecen una explotación desmedida de los
recursos naturales como a extracción de mangle para leña y madera para la
construcción.
Es conveniente brindar información a la comunidad sobre los valores del
ecosistema, tanto aquellos valores directos derivados de sus recursos
individuales (suelo, agua, madera, plantas medicinales, leña, pesca, caza, miel)
además de las funciones que presta como el control de contaminación, barrera
de protección contra las mareas, refugio para animales y tormentas, turismo. Así
como los valores indirectos que se deben tomar en cuenta como es el
mantenimiento de la pesca y la reducción de la erosión.
Evaluar los niveles de contaminación e identificar las fuentes de contaminación
y establecer programas de monitoreo de la calidad del agua de las distintas
comunidades.
Realizar estudios sobre el impacto ambiental causados por actividades
productivas vinculadas en la industria, agricultura, ganadería y turísticas; como
la contaminación por químicos vertidos al ecosistema.
Presentar propuestas para el Tratamiento y control de desechos sólidos de los
centros urbanos, para evitar la contaminación de las aguas.
103
III.1 Discusión de Resultados
Se realizó la colecta de hoja y corteza de mangle en cinco transectos de la
Reserva Natural de Usos Múltiples Monterrico, ubicado en Santa Rosa. Esta
reserva es parte del Sistema Nacional de Áreas Protegidas y es administrada por
la Universidad de San Carlos de Guatemala, por medio del Centro de Estudios
Conservacionistas –CECON-. El tipo de transecto fue lineal, de una longitud de
100 m. Se midió el diámetro de altura de pecho (DAP) de 10 árboles de manera
aleatoria. En el punto uno se presentaron mediciones de DAP entre 15-40 m, en
el punto 2 mediciones entre 20-52, en el punto 3 se registraron mediciones de
DAP entre 18-34, en el punto 4 de 18-36 y el punto 5 presentó mediciones entre
18-40.
Se registraron las coordenadas geográficas de la colecta, se colectó en
promedio de 4.0 a 7.0 Kg de peso fresco en hoja, de 1.0 a 3.5 Kg de peso fresco
de la corteza y de 1.0 a 3.0 Kg de corteza de la rama. De acuerdo al porcentaje
de humedad, se observó que la hoja presentó la mayor cantidad de humedad,
sobre todo en el tercer punto que llegó hasta el 65% de humedad, seguida de la
corteza que presentó un promedio del 56% y la raíz que presentó el menor % de
humedad siendo éste de 45% en el segundo punto de colecta.
Se observó que la vegetación acompañante en el transecto uno
predominaba el mangle rojo, mientras que en el transecto 2 se observó mangle
blanco y ninfas, en el transecto 3 y 4 se observó además tul y zapotón (Pachira
aquatica), y en el transecto 5 se observaron leguminosas del género Acacia, tul,
ninfas y especies de Crescentia. En el plan maestro de la Reserva se indica que
hay alrededor de 172 especies, 138 géneros y 60 familias de plantas.
Las asociaciones identificadas reportados en el análisis de los inventarios son 5:
Comunidad de mangle rojo, comunidad de mangle blanco, comunidad de tular y
carrizal, comunidad de bosque seco y comunidad de dunas y playa.
La comunidad más diversa por el número de especies, géneros y familias
es la comunidad de mangle blanco, seguida por la comunidad de mangle rojo, la
comunidad de bosque seco, comunidad de tular-carrizal y por último las
comunidades de dunas como menos diversas.
El patrón de distribución de estas comunidades vegetales o fitocenosis está
influenciado por la salinidad y la inundabilidad de la Reserva Monterrico. La
comunidad con mayor extensión territorial es la comunidad de mangle rojo con
cerca del 40% del total para la Reserva. Las comunidades menos representadas y
por tanto con riesgo de desaparecer, son las comunidades de bosque seco y de
dunas y playa.
Dentro de los parámetros de calidad se determinó el porcentaje de
cenizas totales y cenizas ácido insolubles en los árboles de mangle colectados,
en hoja, corteza y raíz, según los resultados obtenidos se observó la mayor
cantidad de cenizas en las hojas, lo cual nos indica mayor concentración de
compuestos inorgánicos y metales en las mismas. Mientras que en la corteza se
presentó el mayor porcentaje de cenizas ácido insolubles, sin embargo ninguna
104
sobrepasa los valores límite establecidos por normas farmacopeicas, las cuales
indica que no debe ser mayor al 2%.
Según la prueba de mejor solvente en etanol tanto la raíz y hoja presentaron la
mayor cantidad de sólidos en el etanol al 50%, mientras que la corteza en el
etanol al 70%.
Se realizó la obtención de extractos empleando hexano, diclorometano,
acetato de etilo y etanol al 50%, se presentaron los mejores rendimientos en el
etanol al 50%, lo cual nos indica que todos los órganos de los árboles de mangle
presentan metabolitos de características polares, presentando rendimientos entre
30-44%. Siendo la raíz del primer punto, la que presentó el menor rendimiento,
mientras que la corteza del mismo punto presentó el mayor rendimiento.
De acuerdo al tamizaje fitoquímico realizado para la identificación de
metabolitos secundarios se observó la presencia de flavonoides en todas las
muestras, presentando el mayor número de bandas en la hoja, dichos metabolitos
son de características polares, están ampliamente distribuidos, presentan
solubilidad en agua y en etanol, su carácter fenólico y su intensa absorción en la
región ultravioleta y visible es debida a la presencia de sistemas aromáticos y
conjugados, los cuales ha reportado actividad antioxidante, fragilidad capilar,
dilatadores coronarios, antihepatotóxicos, coleréticos, estrógenicos y diuréticos
(Lock, 1997).
La cromatografía en capa fina evidenció la presencia de flavonoides en
cada uno de los extractos, la cantidad de flavonoides detectados fue mayor en los
extractos de características polares (acetato de etilo y etanol), lo que es
característico para este tipo de metabolitos.
Al comparar los colores y Rf de las marcas de las muestras con los
estándares se puede evidenciar una marcada presencia del color celeste y Rf muy
cercanos a 0.40-0.43, que coincide con el estándar de ácido clorogénico; por lo
que se pudo determinar que flavonoides con características similares al ácido
clorogénico se encuentran en los extractos de mangle, además existe correlación
en algunos extractos con el estándar de rutina y quercetina.
Muchas de las bandas marcadas en las muestras no presentan relación con
ninguno de los estándares probados lo que evidencia la gran variedad de
flavonoides que se encuentran distribuidos en todo la planta del mangle.
Los aceites volátiles o esencias químicamente están formados en su
mayoría por monoterpenos, algunos sesquiterpenos y compuestos aromáticos.
Los extractos etanólicos no presentaron ninguna banda característica de aceites
volátiles, esto debido a que el etanol es un solvente polar, el cual no es capaz de
extraer dichos metabolitos, sin embargo los extractos con características apolares
tales como el hexano, diclorometano presentaron bandas características, sin
embargo las especies de Rhizophora no presentan una cantidad considerable de
aceite esencial para ser considerados como constituyentes importantes, ya que
sus rendimientos son muy bajos. Según Sanchéz (1998) reporta la presencia de
componentes volátiles o semivolátiles (70 compuestos) con un rendimiento de
0.0205 % y aromas o aceites esenciales no volátiles.
105
En la identificación de cumarinas se pudo evidenciar la presencia de las
mismas en los extractos de raíz y corteza de los extractos de hexano,
diclorometano y acetato de etilo; mientras que en las hojas solo se evidenció en
el extracto de hexano; esto indica que las cumarinas presentes en el mangle
presentan afinidad hacia los solventes apolares. En el extracto de etanol no se
evidenció la presencia de cumarinas en ninguno de los extractos.
Muchas de las bandas marcadas por los extractos coinciden con la marca
y el color del estándar de cumarinas, lo que confirma la identificación de dichos
metabolitos en los diferentes extractos.
Las cumarinas son compuestos ampliamente distribuidos en las plantas, se
encuentran en todas las partes de la planta, han reportado propiedades
anticoagulante, antibacterial, estrogénica, insecticida y algunas también tienen
aplicaciones como saborizantes y en perfumería (Lock, 1994).
De acuerdo a los resultados obtenidos no se evidenció la presencia de
alcaloides en ninguno de los extractos. Según estudios previos no se ha
reportado la presencia de alcaloides en especies de Rhizophora.
Las antraquinonas son metabolitos que presenta una afinidad hacia los
solventes polares, por lo que se buscó la presencia de las mismas en los
diferentes extractos etanólicos; la presencia de las mismas no fue detectada
según las pruebas realizadas, por lo que se concluye que no hay presencia de
antraquinonas en la muestras.
Al no estar presente en el extracto más polar con que se trabajó no se
buscó en los otros solventes, ya que por las características de las misma no iban
a estar presentes en los otros solventes menos polares y más apolares.
Según los resultados obtenidos de las pruebas macro y semimicro se
identificaron taninos en todos los extractos. De acuerdo a lo reportado en la
literatura se destaca la presencia de polifenoles (54,78 %), representados en su
mayoría por taninos poliméricos (80 %) y taninos hidrolizables (20 %),
destacándose la presencia en estos últimos de epicatequina, catequina, ácido
clorogénico, ácido gálico y ácido elágico, además se reportan galotaninos y
elagitaninos.
En cuanto a la caracterización físico-química de R. mangle no aparecen
reportes en la literatura sobre los principios activos que justifiquen su
potencialidad como medicamento y solo se ha referido la existencia en sus
cortezas de taninos totales, ácido quercetánico y una oleorresina llamada
bálsamo de mangle (Morton, 1981; Sánchez et al., 1998), sin embargo estudios
físico- químicos realizados en otras especies del género reportan la existencia de
las estructuras taraxerol y carcaborina y el triterpeno, taraxeryl cis-p-
hidroxicinamato (Rhizophora apiculata, hojas), empleado en Medicina Popular
como astringente, antiséptico y en fiebres crónicas tifoidea (Kokpol y col.,
1990); Laskhmi y col. (1995); aislaron el compuesto hidrocarbonado 1-hidroxi-
5-oxo biciclo [6.4.0] dodecano de Rhizophora mucronata y Rafii y col., 1996
reportan la presencia de hidrocarburos y triterpenos en el género Rhizophora.
106
Según la cuantificación de flavonoides en base a ácido clorogénico se
muestra la mayor cantidad en las hojas en todos los puntos de colecta, seguido
de la raíz y la de menor cantidad fue la corteza. Esto tiene relación con la
cantidad de flavonoides detectados en la CCF donde en la hoja se observaron
una mayor variedad de flavonoides que en corteza y raíz.
Se observa que la cantidad del flavonoides va disminuyendo según cada
punto de colecta, esto se puede deber a la edad del árbol, el sitio de colecta,
cantidad de luz recibida por las especies, la flora asociada, la época de colecta y
a la salinidad del agua en cada uno de los puntos de colecta.
Los resultados determinados para la hoja, corteza y raíz del quinto punto
coincide con lo determinado en la CCF de flavonoides sobre material vegetal, en
la que hay una disminución de bandas de flavonoides y se observa los valores de
cuantificación más bajos en dicho punto.
Se cuantificaron los taninos en base al método de tungsto-molíbdico-
fosfórico en el material vegetal, se pudo observar que la mayor cantidad de
taninos están presentes en la que es la corteza y raíz, y se mantuvieron
constantes en los diferentes puntos.
Por otra parte se pudo observar que en la hoja los valores fueron
disminuyendo, en especial en el último punto esto se puede deber a la época de
colecta y la flora acompañante; dicho resultado tiene correlación con la
cuantificación de flavonoides en donde el último punto presentó los valores más
bajos.
Los taninos están representados en la naturaleza mediante mezclas muy
complejas, a las cuales se atribuyen efectos farmacológicos como potentes
antioxidantes, antivirales, anticancerígenos y sobre enfermedades
cardiovasculares (Gee & Jonson, 2001).
Sánchez, et al., demostraron la presencia en el extracto acuoso de mangle un alto
porcentaje de estructuras polifenólicos o taninos.
Se determinó el color del material vegetal empleando una carta de color
marca Comex, en la cual se determinó que dependiendo el punto de colecta y las
partes de material vegetal varía la tonalidad de color, así mismo se determinó
mediante espectrofotómetro la presencia de compuestos con capacidad
colorante, empleando para la medición tinturas de los diferentes órganos de
mangle.
En base a lo longitud de onda obtenida, reportada por cada extracto, y la
longitud de onda teórica reportada en Lock (1997), el tipo de flavonoide
presente en la mayoría de extractos son isoflavonas y dihidroflavonoles, a estos
compuestos son a los que les podemos atribuir la actividad colorante que
presenta la muestra.
107
Se realizaron pruebas de tinción en lana empleando tinturas. Las tinturas
de raíz y corteza de mangle tiñeron la lana con tonalidades entre rojizas,
anaranjadas, corintas y un poco café. Por otra parte las hojas proporcionaron
tonalidades de color amarillo.
En todos los casos el poder de tinción aumento con la aplicación de calor
y el uso de mordiente. Con estos resultados se puede observar que las muestras
presentan una actividad de tinción interesante y que las mismas deben ser
estudiadas para ver su equivalencia con los colorantes artificiales rojo No. 40 y
amarillo No.5; para ver su viabilidad de uso en la industria de cosméticos o
fitomedicamentos, como sustituyente de colorantes artificiales.
Se realizaron pruebas de coloración en cosméticos con extractos
etanólicos de mangle. Según los resultados obtenidos la mayoría de las lociones
que se prepararon presentaron tonos amarillos en las diluciones bajas; conforme
se aumentaron las concentraciones las tonalidades se fueron tornando naranjas.
Esto es importante ya que dan las coloraciones que se obtienen con los
colorantes amarillo 5 y amarillo 6, lo que indica que los extractos presentan un
posible potencial como sustituyentes de estos colorantes.
Las pruebas en gel presentaron tonalidades de un color amarillo hasta un
naranja, al igual que en las lociones presentaron colores estables, considerándose
igualmente potenciales como posibles sustitutos de los colorantes artificiales
amarillo 5 y amarillo 6.
El colorante sintético rojo 40, presentó la longitud de onda máxima a 335
nm, variando su longitud a diferentes pH, el amarillo 5 presentó su longitud de
onda máxima a 260 nm y el amarillo 6 presentó su longitud máxima a 225 nm.
Se puede observar que la mayoría de las muestras presentaron similitud
de absorbancia en casi todas las soluciones con el rojo 40; mientras con el
amarillo 5 todas las muestras presentaron similitud en la solución de etanol:
ácido clorhídrico y buffer pH 7. En cuando al estándar de amarillo 6 casi solo las
muestras de hoja presentaron similitud.
Casi todas las tinturas de hojas presentaron una absorbancia similar, en
casi todas las soluciones, con el estándar rojo 40; como se observan en los
cuadros de resultados son las que mayor cantidad en ppm presentan de
equivalente de rojo 40 en las soluciones de etanol: ácido clorhídrico, solución
buffer pH 3, 4 y 5; estando por arriba de las 100 ppm/g, siendo una
concentración mayor que las muestras de corteza y raíz que presentaron
absorbancia similar al rojo 40 en dichas soluciones.
Se pudo determinar que conforme se iba cambiando el pH de las
soluciones las muestras de tintura de raíz y corteza fueron aumentando
equivalencia de color con el rojo No. 40; ya que se puede observar que en las
soluciones buffer de pH 5 las concentraciones se encontraban entre 60-90
ppm/g; cuando se encontraron en buffer pH 7 presentaron valores por arriba de
las 200 ppm/g.
Las hojas fueron las que mayor cantidad de equivalente de amarillo No 5
y 6 presentaron, dando una mayor cantidad en la solución de pH 7. Dicho dato
108
es muy interesante ya que se puede tomar de parámetro para saber que órgano
emplear como sustituto de colorante rojo No. 40, amarillo No. 5 o 6 según el pH
final del producto y la tonalidad que se le desee dar.
Como se puede observar en las gráficas del grupo No. 1 las tinturas de
hojas, raíz y corteza en solución de etanol: ácido clorhídrico 0.1N, presentaron
absorbancias similares con el rojo No. 40 y amarillo No. 5. Se puede observar
que los dos estándares fueron estables por casi los 20 días, mientras que las
muestras tuvieron un comportamiento similar, ya que al compararlas con el rojo
No. 40 casi todas las muestras de hoja tuvieron una estabilidad de 5 días,
mientas que las de corteza y raíz una estabilidad de dos días.
Por otra parte todas las muestras en comparación con el amarillo No. 5 la
estabilidad fueron únicamente de 2 días. Las muestras al ver su estabilidad en
buffer de pH 3 fueron más estables al compararlas con el rojo No. 40, sobre todo
las de hoja y raíz; casi todas pasaron de los 5 días, una de hoja (punto 4)
presento una estabilidad muy parecida al estándar cayendo en el día 15 y las
otras muestras de corteza y raíz presentaron estabilidad de 10 días.
Así mismo la tintura de hoja del punto 5 presentó una estabilidad de 4
días, comparándose con el amarillo No.6. Siendo esto una mayor estabilidad que
la que se observó en solución de etanol: ácido clorhídrico. Aunque no se
compararon con el mismo estándar de color amarillo.
Se puede determinar que en esta solución las muestras presenta una
mayor estabilidad. En solución de buffer pH 4 solo las muestras de hoja y
corteza presentaron similitud de longitud de onda con los estándares (rojo No.
40 y amarillo No. 5). Se observó una mayor estabilidad de las diferentes
muestras de hojas, fueron más estables tanto en cantidad de muestras como días,
en comparación con el rojo No. 40; siendo dos muestra muy similar en su
estabilidad con el estándar. Mientras que la muestra de corteza solo tuvo
estabilidad de 2 días. En comparación con el amarillo No. 5 tanto las muestras
de hoja y corteza presentaron una estabilidad de casi los 5 días, fueron más
muestras de hojas que presentaron similitud con este estándar.
Con esto se puede ir observando que las muestras fueron presentando una
mayor estabilidad, en comparación con los estándares, con forme el pH de las
soluciones fue aumentando. En la solución de buffer pH 5 se pudo observar que
las muestras de hojas y corteza que se compararon con el rojo No. 40 fueron
varias, y que la mayoría presentaron buena estabilidad. Dos muestras de hojas
presentaron mayor estabilidad que el estándar, mientras que una muestra de
corteza presento la misma estabilidad que el estándar. Por otro lado las muestras
de raíz no sobrepasaron los tres días de estabilidad, aunque fue más estabilidad
que la que se presentó con las otras soluciones.
Un punto de las muestras de hojas presentó similitud con el amarillo No.
6, pero se determinó una estabilidad muy baja. Por otra parte la raíz y la corteza
presentaron similitud con el amarillo No. 5, pero se evidencio una estabilidad
baja, igual a la evidencia en la hoja con el amarillo No. 6. En esta solución se
pudo comparar los tres estándares con las muestras, aunque no en todas las
109
muestras, esto es diferente ya que en las otras soluciones solo se habían
comparado con dos de los estándares.
En solución de pH 7 al comparar las tinturas de hoja, raíz y corteza con el
estándar de rojo 40 se pudo observar una mayor estabilidad de las muestras que
el estándar en dicha solución. Por otra parte al comparar con los estándares de
amarillo 5 y 6 se pudo observar que los estándares presentan mayor estabilidad
que las muestras.
Los extractos de mangle no presentaron actividad insecticida contra
larvas de Aedes aegypti y Anopheles albimanus. Los taninos son compuestos
polifenólicos que desempeñan acciones defensivas en las plantas frente a los
insectos, sin embargo a pesar de la presencia de taninos en corteza de mangle no
se evidenció una actividad insecticida contra las larvas evaluadas, posiblemente
por el tipo de tanino presente o debido a factores propios de la planta.
De acuerdo a los resultados obtenidos en la prueba de citotoxicidad
contra Artemia salina, los extractos no presentaron mortalidad a 1 mg/mL, por lo
que se consideran potencialmente seguros. Según estudios publicados por
Sanchéz et al., (2008), la dosis tóxica del extracto acuoso seco de R. mangle es
superior a 2 000 mg/kg en estudio de dosis única y no es tóxico a dosis repetida
en la dosis máxima terapéutica en un período de 14 d, por lo que se garantiza un
amplio margen de seguridad.
Se plantea que toxicidad del mangle es baja en principio, pero por la
presencia de taninos pueden ocasionar intolerancias gástricas y estreñimiento,
los taninos hidrolizables son los que mayor toxicidad encierran, su mecanismo
de acción puede estar relacionado con su capacidad para inactivar adhesinas
microbianas, enzimas, proteínas transportadoras en la célula, formar complejos
con la pared celular, etc. También pueden ligar las proteínas de la piel y de la
mucosa, las cuales transforman en sustancias insolubles
Los extractos presentaron actividad moderada contra Salmonella typhi y
Escherichia coli. No se evidenció actividad antifúngica ni antilevadura en
ninguno de los extractos. En general la presencia de taninos confiere a las
plantas acción astringente, antimicrobiana, antifúngica, inhibitoria enzimática,
curtir la piel y como antídoto de alcaloides y metales pesados.
Lo cual podría explicar cierta actividad antimicrobiana, al igual que la
presencia de flavonoides, los cuales han reportado actividad antioxidante y
antimicrobiana en muchas especies vegetales.
Algunos estudios han reportado en la corteza de mangle actividad antifúngica,
antibacteriana, antiulcerogénico gástrico y eficaz en la cicatrización de heridas
(Sánchez, et al., 2006).
En cuanto a la aplicación del mangle rojo en Cuba se destacan los aportes
realizados por Rojas (1978), el que reporta el efecto antimicrobiano de extractos
acuosos y alcohólicos de las hojas, tallos y raíces de R. mangle frente a
determinados microorganismos: Streptococcus, Staphylococcus, Salmonella, E.
coli, Corynebacterium, Pseudomona y Micoplasma.
110
PARTE IV.
IV.1 CONCLUSIONES
4.1.1 Se determinó y evaluó el potencial de mangle distribuido en la Reserva
detectándose actividad antioxidante importante y colorante para su
aprovechamiento.
4.1.2 Se seleccionaron poblaciones de mangle en cinco puntos de la Reserva de Usos
Múltiples de Monterrico y se identificaron los metabolitos secundarios presentes
en hoja, raíz y corteza y se evaluó su actividad biológica.
4.1.3 Según los análisis fisicoquímicos todas las muestras presentaron valores de
cenizas totales por arriba del 5% y el mejor solvente para las muestras de raíz y
hoja fue el etanol al 50% ya que presento mayor cantidad de soluto extraído;
mientras que para la corteza el mejor solvente fue etanol al 70%.
4.1.4 Los mejores porcentajes de rendimiento de extracto se obtuvieron con el etanol,
dando porcentajes en la mayoría por arriba del 30%, lo que indica que los
metabolitos tienen elevadas características polares; así mismo se visualiza un
extracto muy rentable por sus elevados porcentajes de rendimiento.
4.1.5 Los metabolitos secundarios que se identificaron según pruebas cualitativas en
todos los extractos de mangle fueron los flavonoides y los taninos.
4.1.6 Se determinó que las muestras de hojas presentaron la mayor cantidad de
flavonoides expresadas como ácido clorogénico. Así mismo la cantidad
determinada fue disminuyendo según el punto de colecta, esto se puede deber
por factores ambientales como humedad, cantidad de flora acompañante que
pueda afectar la cantidad de flavonoides en las muestras.
4.1.7 La mayor cantidad de taninos cuantificados se encontraron en las muestras de
corteza y raíz siendo constante en todos los puntos de muestreo.
4.1.8 El porcentaje de aceites esencial en la muestra es muy bajo, ya que da
rendimiento en la mayoría de los casos por abajo del 0.1%.
4.1.9 Las pruebas cualitativas de actividad antioxidante evidenciaron que los extractos
etanólicos fueron los que presentaron una mayor actividad, en comparación con
los otros extractos.
4.1.10 Las pruebas cuantitativas de actividad antioxidante por DPPH y ABTS
mostraron una muy buena actividad, ya que se determinaron valores bajos de
IC50, siendo los extractos de raíz y hoja lo que mejores resultados presentaron
0.179 mg/ml y 0.151 mg/ml respectivamente.
4.1.11 La cuantificación de fenoles totales permitió correlacionar la actividad
antioxidante, ya que los extractos que mejor actividad antioxidante presentaron
fueron los que mayor cantidad de fenoles totales evidenciaron. Así mismo los
111
extractos de raíz y hoja presentaron los mejores valores de fenoles totales en
las muestras.
4.1.12 Mediante barrido colorimétrico de tinturas etanólicas se pudo determinar los
flavonoides característicos en la mayoría de muestras los cuales fueron
isoflavonas, dihidroflavonoles, flavonoles y auronas.
4.1.13 Las tinturas de mangle presentaron un buen poder de tinción, ya que las
diferentes muestras en frio, caliente y mordiente tiñeron la muestra con tonos
amarillos y naranja. Aumentándose se tonalidad con el calor y el uso de
mordiente.
4.1.14 Las pruebas en cosméticos evidenciaron el uso como colorante de los extractos
de mangle, empleándose en concentraciones de 1, 3 y 5%; con dichas
concentraciones se obtuvieron coloraciones en lociones y geles de amarillo a
naranja. Esto evidencia posible sustituyentes para los colorantes artificiales
amarillo No. 5 y No. 6.
4.1.15 La cuantificación de colorantes en las muestras en las diferentes soluciones
evidenció un predominio del colorante rojo No. 40, pero una mayor cantidad de
muestras presentan equivalentes al amarillo No. 5 y No. 6 en especial en las
soluciones de etanol:HCl 0.1N y buffer de pH 7.
4.1.16 La estabilidad de la mayoría de las tinturas fue mayor en buffer de pH 3, 5 y 7;
esto hace factible el uso de estos colorantes en productos farmacéuticos con
dichos pH, ya que se puede ver una estabilidad del colorante natural.
4.1.17 La muestras no presentaron actividad insecticida contra ninguno de los cuatro
Aedes aegypti y Anopheles albimanus, y tampoco evidenciaron actividad
citotóxica contra Artemia salina.
4.1.18 La actividad antibacteriana se determinó sobre siete cepas de bacterias, se pudo
determinar que únicamente sobre dos bacterias los extractos presentaron una
CIM de 1mg/mL, siendo estas Salmonella tiphy y Escherichia coli, por lo que se
determina que tienen una actividad moderada.
4.1.19 Ninguno de los extractos presentaron actividad antifúngica ni antilevadura
contra las cepas evaluadas.
4.1.20 Con la capacitación se pudo determinar que la población tiene conocimiento
sobre el manglar y los beneficios que se obtienen de su conservación.
4.1.21 La población de Monterrico tiene interés sobre la protección de la reserva del
manglar así como de obtener capacitaciones para obtener mayor beneficio del
mismo y colaborar en su protección.
112
IV.2 RECOMENDACIONES
4.2.1 Trabajar en conjunto con la comunidad en proyectos para el aprovechamiento del
mangle, tanto para fines medicinales como en la organización de cooperativas
que elaboren productos en base al mangle de una forma sostenible.
4.2.2 Elaborar un producto cosmético, una crema, para evaluar el posible uso del
extracto de mangle tanto como colorante como preservante debido a su potente
actividad antioxidante.
4.2.3 Realizar otras determinaciones de DL50 para poder tener la certeza si los
extractos de mangle presentan algún tipo de toxicidad, esto para poder
determinar las concentraciones máximas en que se pueden utilizar los extractos.
4.2.4 Realizar el aislamiento de los diferentes flavonoides que presentaron los
extractos para determinar exactamente de qué tipo son, y determinar cuál es el
que presenta la mayor actividad antioxidante.
4.2.5 Comparar en productos el poder de tinción de los extractos de mangle contra el
de los estándares, para determinar si dan tonalidades parecidas, concentraciones
en que se usan, y estudio de estabilidad de color a largo plazo.
4.2.6 Comparar las especies de mangle que se encuentran en la reserva de Monterrico,
con las de otras reservas para determinar si presentan las mismas características
fitoquímicas, o si existe alguna característica del hábitat que pueda alterar la
producción de metabolitos secundarios.
4.2.7 Emplear los extractos de mangle como colorante en algún producto alimenticio,
para determinar si no altera las propiedades de sabor y si da la coloración
esperada.
4.2.8 Evaluar posible potencial astringente del mangle, atribuido a los taninos que
presente, para la elaboración de cremas con potencial cicatrizante.
113
IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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119
IV.4 ANEXOS
120
1. Fotos de material vegetal:
Hoja, Corteza y Hojas en el horno de secado
2. Curva de Ácido Clorogénico:
Fuente: Datos Experimentales FODECYT 24-2011
3. Fotos del procedimiento de cuantificación de flavonoides en base a ácido
clorogénico:
4. Fotos de elaboración de extractos
y = 0.0503x - 0.0037 R² = 0.9984
0
0.5
1
1.5
0 5 10 15 20 25
Ab
sorb
anci
a
Concentración (mg/Lt)
Ácido Clorogénico
121
5. Foto del proceso de incineración de muestra en crisoles para prueba de cenizas
totales
6. Fotos de Colecta en Monterrico:
7. Gráficas de la actividad antioxidante determinada por DPPH en uno de los
extractos.
y = 174.5x - 3.664 R² = 0.997
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5
Po
rce
nta
je d
e In
hib
ició
n
Concentración (mg/ml)
Actividad Antioxidante de Raíz de Mangle
122
8. Fotos del proceso de cuantificación de taninos por el método de tungsto-
molíbdico-fosfórico
9. Fotografía de determinación de actividad antioxidante por el método de
cromatografía en capa fina con el revelador de DPPH
Extractos de hexano
Extracto de diclorometano
Extracto de acetato de etilo
Extracto de etanol
123
10. Cromatografía en capa fina de flavonoides
Extractos de hexano
Extractos de diclorometano
Extractos acetato de etilo
Extractos de etanol
11. Cromatografía en capa fina aceites esenciales
Extractos de hexano
Extractos de diclorometano
Extracto de acetato de etilo
Extracto de etanol
12. Cromatografía en capa fina de cumarinas
Extracto de hexano
Extracto de diclorometano
124
Extracto de acetato de etilo
Extracto de etanol
13. Cromatografía en capa fina de alcaloides
Extracto de hexano
Extracto de diclorometano
Extracto de acetato de etilo
Extracto de etanol
14. Pruebas en tubos para identificación de taninos
Extracto de hexano
Extracto de diclorometano
125
Extracto de acetato de etilo
Extractos de etanol
15. Proceso de determinación de color de tinturas y lana empleando pantone
16. Diluciones de barrido colorimétrico a diferentes pH
Buffer de pH 5
126
Buffer de pH 7
17. Imagen del espectro de barrido colorimétrico de tinturas de mangle a pH 7
18. Gráficas de la determinación de la actividad citotóxica de los extractos
etanólicos, por el programa estadísticos Statgraphics.
127
19. Proceso de determinación de actividad antibacteriana
20. Diluciones de extractos empleados para la elaboración de cosméticos
21. Procedimiento de elaboración de loción
128
22. Curva de estándares colorimétricos en diferentes soluciones
y = 0.0078x - 0.004 R² = 0.9998
0.00000
0.20000
0.40000
0.60000
0.80000
1.00000
0 20 40 60 80 100 120
AB
SOR
BA
NC
IA
Concentración (ppm)
ROJO NO.40 ETANOL/HCL 0.1 N (85/15)
y = 0.0186x - 0.0082 R² = 0.9998
0.00000
0.20000
0.40000
0.60000
0 5 10 15 20 25 30 35
AB
SOR
BA
NC
IA
Concentración (ppm)
ROJO NO.40 Buffer PH 3
y = 0.019x - 0.0169 R² = 0.9967
0.00000
0.10000
0.20000
0.30000
0.40000
0.50000
0.60000
0.70000
0 5 10 15 20 25 30 35 40
AB
SOR
BA
NC
IA
Concentración (ppm)
ROJO NO.40 Buffer PH 4
129
y = 0.0183x + 0.0169 R² = 0.9998
0.00000
0.20000
0.40000
0.60000
0.80000
0 5 10 15 20 25 30 35 40
AB
SOR
BA
NC
IA
Concentración (ppm)
ROJO NO.40 Buffer PH 5
y = 0.0669x - 0.0175 R² = 0.995
0.00000
0.20000
0.40000
0.60000
0.80000
1.00000
1.20000
0 2 4 6 8 10 12 14 16
abso
rban
cia
Concentración (ppm)
ROJO NO.40 Buffer PH 7
y = 0.0354x + 0.0282 R² = 0.9991
0.00000
0.10000
0.20000
0.30000
0.40000
0.50000
0.60000
0.70000
0.80000
0 5 10 15 20 25
abso
rcan
cia
Concentración (ppm)
AMARILLO NO.5 ETANOL/HCL 0.1 N
130
y = 0.0367x + 0.0175 R² = 0.9993
0.00000
0.20000
0.40000
0.60000
0.80000
0 5 10 15 20 25
abso
rban
cia
Concentración (ppm)
AMARILLO NO.5 Buffer PH 3
y = 0.0452x + 0.0004 R² = 0.9998
0.00000
0.10000
0.20000
0.30000
0.40000
0.50000
0.60000
0.70000
0.80000
0 2 4 6 8 10 12 14 16
abso
rban
cia
Concentración (ppm)
AMARILLO 5 Buffer pH 4
y = 0.0378x + 0.0063 R² = 1
0.00000
0.20000
0.40000
0.60000
0.80000
0 5 10 15 20 25
abso
rban
cia
Concentración (ppm)
AMARILLO No. 5 Buffer pH 5
131
y = 0.0462x - 0.0444 R² = 0.9977
0.00000
0.20000
0.40000
0.60000
0.80000
1.00000
0 5 10 15 20 25
abso
rban
cia
Concentración (ppm)
AMARILLO No. 5 Buffer pH 7
y = 0.0472x + 0.1821 R² = 0.989
0.00000
0.50000
1.00000
1.50000
0 5 10 15 20 25
Tíab
sorb
anic
a
Concentración (ppm)
AMARILLO NO.6 ETANOL/HCL 0.1 N
y = 0.0479x + 0.0051 R² = 0.9987
0.00000
0.10000
0.20000
0.30000
0.40000
0.50000
0.60000
0.70000
0.80000
0 2 4 6 8 10 12 14 16
abso
rban
cia
Concentración (ppm)
AMARILLO No. 6 Buffer pH 3
132
y = 0.0452x + 0.0004 R² = 0.9998
0.00000
0.10000
0.20000
0.30000
0.40000
0.50000
0.60000
0.70000
0.80000
0 2 4 6 8 10 12 14 16
abso
rban
cia
Concentración (ppm)
AMARILLO No. 6 Buffer pH 4
y = 0.0473x + 0.0112 R² = 0.9998
0
0.2
0.4
0.6
0.8
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Ab
sorb
anci
a
Concentración (ppm)
Amarillo No. 6 Buffer pH5
y = 0.0444x + 0.0219 R² = 0.9997
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0.9
1
0 5 10 15 20 25
Ab
sorb
anci
a
Concentración (ppm)
Amarillo No. 6 Buffer pH7
133
23. Encuestas pasadas en la capacitación, prueba diagnóstica y evaluación de la
actividad.
24. Trifoliar informativo elaborado
134
25. Trifoliar de resultados del proyecto elaborado
135
26. Fotos de la actividad de capacitación
136
PARTE V
V.1 INFORME FINANCIERO
. AD-R-0013
Nombre del Proyecto:
Numero del Proyecto: 024-2011
Investigador Principal y/o Responsable del Proyecto:LICDA. SULLY MARGOT CRUZ VELÁSQUEZMonto Autorizado: Q333,550.00 Orden de Inicio (y/o Fecha primer pago):
Plazo en meses 24 meses 01/08/2011
Fecha de Inicio y Finalización: 01/08/2011 al 31/07/2013
Menos (-) Mas (+)
1 Servicios no personales
181
Estudios, investigaciones y proyectos de
factibilidad 129,000.00Q 127,250.00Q 1,750.00Q
122 Impresión, encuadernación y reproducción 2,000.00Q 2,000.00Q
133 Viáticos en el interior 5,000.00Q 1,750.00Q 3,240.00Q 10.00Q
163
Mantenimiento y reparación de equipo
médico-sanitario y de laboratorio 1,750.00Q 750.00Q 1,000.00Q
189 Otros estudios y/o servicios 8,000.00Q 8,000.00Q
2 MATERIALES Y SUMINISTROS
214
Productos agroforestales, madera,
corcho y sus manufacturas 1,000.00Q 181.84Q 818.16Q
241 Papel de escritoiro 500.00Q 424.80Q 75.20Q
243 Productos de papel o cartón 500.00Q 138.15Q 638.15Q -Q
244 Productos de artes gráficas 250.00Q 4.80Q 254.80Q -Q
249
Otros productos de papel, cartón e
impresos 300.00Q 33.40Q 266.60Q
261 Elementos y compuestos químicos 29,000.00Q 23,491.87Q 5,508.13Q
262 Combustibles y Lubricantes 3,000.00Q 1,450.00Q 1,550.00Q
267 Tintes, pinturas y colorantes 2,000.00Q 1,694.94Q 305.06Q
268 Productos plásticos, nylon, vinil y pvc 5,000.00Q 550.80Q 744.01Q 3,705.19Q
272 Productos de vidrio 10,000.00Q 9,648.34Q 351.66Q
273 Productos de loza y porcelana 550.80Q 550.80Q -Q
283 Productos de metal 46.15Q 46.15Q -Q
286 Herramientas menores 2,000.00Q 351.88Q 397.34Q 1,250.78Q
291 Útiles de oficina 355.78Q 355.78Q -Q
292
Útiles de limpieza y productos
sanitarios 1,000.00Q 200.00Q 647.85Q 152.15Q
295
Útiles menores, médico-quirúrgicos y
de laboratorio 15,000.00Q 1,991.99Q 13,008.01Q
299 Otros materiales y suministros 188.84Q 188.84Q -Q
3
PROPIEDAD, PLANTA, EQUIPO
E INTANGIBLES
323
Equipo médico-sanitario y de
laboratorio 120,000.00Q 53,553.48Q 57,738.12Q 8,708.40Q
329 Otras maquinarias y equipos 53,553.48Q 53,553.48Q -Q
GASTOS DE ADMÓN. (10%)
333,550.00Q 56,588.00Q 56,588.00Q 285,090.66Q 48,459.34Q
MONTO AUTORIZADO 333,550.00Q Disponibilidad 48,459.34Q
(-) EJECUTADO 285,090.66Q
SUBTOTAL 48,459.34Q
(-) CAJA CHICA
TOTAL POR EJECUTAR 48,459.34Q
Ejecutado Pendiente de
Ejecutar
FICHA DE EJECUCIÓN PRESUPUESTARIA
LINEA:
FODECYT
"Evaluación del potencial agroindustrial de Mangle (Rhizophora mangle L.) como
colorante, antioxidante y biocida distribuidos en la reserva Monterrico para su
aprovechamiento sostenible y conservación"
Grupo Renglon Nombre del Gasto Asignacion
Presupuestaria
TRANSFERENCIA
LINEA: