Carabidae de colombia

Capítulo 1: Generalidades de Carabidae

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Introducción a los Escarabajos Carabidae de Colombia (Coleoptera)INSTITUTO DE INVESTIGACIÓN DE RECURSOS BIOLÓGICOS ALEXANDER VON HUMBOLDT

Clasificación de las subfamilias, tribus, géneros y

subgéneros de Carabidae en Colombia

* Taxa de probable existencia en el país

SUBFAMILIA CARABINAE

Tribu CarabiniCalosoma Weber, 1801

Tribu CicindeliniAniara Hope, 1838Brasiella Rivalier, 1954Cheiloxya Guérin-Menéville, 1855Cenothyla Rivalier, 1869Cicindelidia Rivalier, 1854Ctenostoma Klug, 1821Cylindera Westwood, 1831Eucallia Guérin-Menéville, 1844Habroscelimorpha Dokhtouroff, 1883Iresia Dejean, 1831Langea Horn, 1901Megacephala Latreille, 1802Odontocheila Castelnau de Laporte, 1834Opilidia Rivalier, 1954Oxycheila Dejean, 1825Oxygonia von Mannerheim, 1837Pentacomia Bates, 1872Pseudoxycheila Guérin-Menéville, 1830Ronhuberia Moravec y Kudrna, 2002

SUBFAMILIA SCARITINAETribu Clivinini

Subtribu ClivininaArdistomis Putzeys, 1846Aspidoglossa Putzeys, 1846Clivina Latreille, 1802Cryptomma Putzeys, 1846Oxydrepanus Putzeys, 1866Pyramis Putzeys, 1846Schizogenius Putzeys, 1846

Subgénero Genioschizus Whitehead, 1972

Subgénero Listropus Putzeys, 1863Subgénero Schizogenius s. str.

Semiardistomis Kult, 1950Tribu Scaritini

Subtribu ForcipatorinaCamptodontus Dejean, 1826Forcipator Maindron, 1904Stratiotes Putzeys, 1846

Subtribu ScaritinaScarites Fabricius, 1775

Subgénero Lophogenius Motschulsky, 1857Subgénero Scarites s. str.Subgénero Taeniolobus Chaudoir, 1855

Tribu SiagoniniEnceladus Bonelli, 1803

SUBFAMILIA PAUSSINAETribu Brachinini

Brachinus Weber, 1861Subgénero Neobrachinus Erwin, 1970

Pheropsophus Solier, 1833Subgénero Pheropsophus s. str.

Tribu OzaeniniOzaena Olivier, 1811Pachyteles Perty, 1830

Subgénero Goniotropis Gray, 1832Subgénero Pachyteles s. str.

Physea Brullé, 1834Platycerozaena Bänninger, 1927

Tribu PaussiniHomopterus Westwood, 1841

SUBFAMILIA BROSCINAETribu Cymbionotini

Cymbionotum Baudi di Selve, 1864

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SUBFAMILIA PSYDRINAETribu Bembidiini

Subtribu BembidiinaBembidion Latreille, 1802

Subtribu TachyinaElaphropus Motschulsky, 1839Meotachys Erwin, 1974Micratopus Casey, 1914Paratachys Casey, 1918Pericompsus LeConte, 1851

Subgénero Eidocompsus Erwin, 1974Subgénero Pericompsus s. str.

Polyderis Motschulsky, 1862Tachys Dejean, 1821

Subtribu XystosominaBatesiana Erwin, 1994Geballusa Erwin, 1994 **Gouleta Erwin, 1994Mioptachys Bates, 1882

Tribu PogoniniDiplochaetus Chaudoir, 1871

Tribu RhysodiniSubtribu Cliniidina

Clinidium Kirby, 1835Subgénero Clinidium s. str.

Tribu TrechiniSubtribu Homaloderina

Oxytrechus Jeannel, 1927Subtribu Trechina

Columbitrechus Mateu, 1982Paratrechus Jeannel, 1920

Subgénero Paratrechus s. str.Subtribu Trechodina

Cnides Motschulsky, 1862

SUBFAMILIA HARPALINAETribu Catapieseini

Catapiesis Solier, 1835Homalomorpha Brullé, 1835

Subgénero Geta Putzeys, 1846Tribu Chaetogenyini

Camptotoma Reiche, 1843

Tribu ChlaeniiniChlaenius Bonelli, 1810

Subgénero Chlaenius s. str.Subgénero Eurydactylus Laferté, 1851

Tribu CtenodactyliniAskalaphium Liebke, 1938Calophaena Klug, 1821Ctenodactyla Dejean, 1825Leptotrachelus Latreille, 1829

Tribu CyclosominiTetragonoderus Dejean, 1829

Subgénero Peronoscelis Chaudoir, 1876Subgénero Tetragonoderus s. str.

Tribu DercyliniDercylus Castelnau de Laporte, 1832

Subgénero Dercylus s. str.Subgénero Licinodercylus Kuntz, 1912

Tribu GaleritiniAncystroglossus Chaudoir, 1863 **Galerita Fabricius, 1801

Subgénero Galerita s. str.Trichognathus Latreille, 1825

Tribu HarpaliniSubtribu Anisodactylina

Notiobia Perty, 1830Subgénero Notiobia s. str.

Subtribu HarpalinaAmblygnathus Dejean, 1829Anisocnemus Chaudoir, 1843Athrostictus Bates, 1878Barysomus Dejean, 1829Selenophorus Dejean, 1829

Subgénero Selenophorus s. str.Subgénero Celiamorphus Casey, 1832

Stenomorphus Dejean, 1831Trichopselaphus Chaudoir, 1843 **

Subtribu StenolophinaBradycellus Erichson, 1837

Subgénero Bradycellus s. str.Goniocellus Casey, 1914Pogonodaptus Horn, 1881Polpochila Solier, 1849

Subgénero Polpochila s. str.Stenolophus Dejean, 1821


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Subtribu PelmatellinaPelmatellus Bates, 1882

Tribu HelluoniniDailodontus Reiche, 1843

Subgénero Polystichus Bonelli, 1809Helluobrochus Reichardt, 1974Helluomorpha Castelnau de Laporte, 1834

**Helluomorphoides Ball, 1951Pleuracanthus Gray, 1832

Tribu LachnophoriniAmphitasus Bates, 1871Anchonoderus Reiche, 1843Aporesthus Bates, 1871Calybe Castelnau de Laporte, 1834Eucaerus LeConte, 1853Euphorticus Horn, 1881Lachnophorus Dejean, 1831Stenocheila Castelnau de Laporte, 1832

Tribu LebiiniSubtribu Agrina

Agra Fabricius, 1801Subtribu Apenina

Apenes LeConte, 1851Subgénero Apenes s. str.Subgénero Didymochaeta Chaudoir, 1875Subgénero Sphalera Chaudoir, 1873

Subtribu CalleidinaCalleida Dejean, 1825Callidadelpha Steinheil, 1875Cylindronotum Putzeys, 1845Euplatia Chaudoir, 1872Onota Chaudoir, 1872Otoglossa Chaudoir, 1872Plochionus Latreille y Dejean, 1825

Subgénero Menidius Chaudoir, 1872Subgénero Plochionus s. str.

Pseudotoglossa Mateu, 1961Thoasia Liebke, 1939

Subtribu DromiinaAxinopalpus LeConte, 1848Carbonellia Mateu, 1968

Subgénero Pseudocarbonellia Mateu, 1972Dromius Bonelli, 1810

Subgénero Dromius s. str.Negrea Mateu, 1968

Subtribu LebiinaAspasiola Chaudoir, 1877Cryptobatis Eschscholtz, 1829Hyboptera Chaudoir, 1872Lebia Latreille, 1802

Subgénero Chelonodema Castelnaude Laporte, 1834Subgénero Lebia s. str.Subtribu Metallicina

Euproctinus Leng y Mutchler, 1927Subgénero Neoeuproctus Shpeley, 1986

Subtribu NemotarsinaNemotarsus LeConte, 1853

Subtribu PericalinaCoptodera Dejean, 1825Eucheila Dejean, 1829

Subgénero Inna Putzeys, 1863Eurycoleus Chaudoir, 1848Lelis Chaudoir, 1969Phloeoxena Chaudoir, 1869

Subgénero Oenaphelox Ball, 1975Subgénero Phloeoxena s. str.

Stenognathus Chaudoir, 1843Subgénero Gnathostenus Shpeley yBall, 2000Subgénero Pristolomus Chaudoir, 1869Subgénero Stenognathus s. str.

Tribu LoxandriniAdrimus Bates, 1872Loxandrus LeConte, 1872Oxycrepis Reiche, 1843

Tribu MasoreiniAnaulacus MacLeay, 1825

Subgénero Aephnidius MacLeay, 1825Subgénero Apostolus Ball y Shpeley,2002 **Subgénero Macracanthus Chaudoir, 1846

Tribu MorioniniMorion Latreille, 1810Moriosomus Motschulsky, 1864

Tribu OdacanthiniColliuris Degeer, 1774

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Tribu Oodini

Oodinus Motschulsky, 1865

Stenocrepis Chaudoir, 1857

Subgénero Stenocrepis s. str.

Subgénero Stenous Chaudoir, 1857

Tribu Panagaeini

Coptia Brullé, 1835

Tribu Peleciini

Pelecium Kirby, 1817

Subgénero Pelecidium Straneo y Ball, 1989

Tribu Pentagonicini

Pentagonica Schmidt-Goebel, 1846

Tribu Perigonini

Diploharpus Chaudoir, 1850

Mizotrechus Bates, 1872

Perigona Castelnau de Laporte, 1835

Subgénero Perigona s. str.

Tribu Platynini

Subtribu Platynina

Dyscolus Dejean, 1831

Glyptolenus Bates, 1878

Incagonum Liebherr, 1994

Onypterygia Dejean, 1831 **

Sericoda Kirby, 1837Subtribu Sphodrina

Laemostenus Bonelli, 1810Subgénero Laemostenus s. str.

Tribu PterostichiniSubtribu Cratocerina

Cratocerus Dejean, 1829 **Subtribu Pterostichina

Abaris Dejean, 1831Blennidus Motschulsky, 1865Hybothecus Chaudoir, 1874Ophryogaster Chaudoir, 1878Oribazus Chaudoir, 1874Pseudabarys Chaudoir, 1873

Tribu ZuphiiniSubtribu Patriziina

Metaxidius Chaudoir, 1852Mischocephalus Chaudoir, 1862Pseudaptinus Castelnau de Laporte, 1834Thalpius LeConte, 1851

Subtribu ZuphiinaZuphium Latreille, 1806

EVOLUCIÓN

Evolución en Adephaga

Adephaga es uno de los cuatro subórdenesde Coleoptera, claramente monofilético(Beutel 1995) y conformado por especiesacuáticas y terrestres. Los adéfagos se agru-pan de ocho a doce familias (Shull et al. 2001),entre ellas: Carabidae, Trachypachidae,Noteridae, Amphizoidae, Hygrobiidae,Dytiscidae, Haliplidae y Gyrinidae. Las rela-ciones filogenéticas entre estas familias noson tan claras como las del suborden y Shullet al. (2001) descatan los trabajos de Beutel(1993, 1995), Beutel y Haas (1996), Beutely Roughley (1988), Crowson (1960),

Hammond (1979) y Kavanaugh (1986) alos que vale adicionar Beutel y Haas (2000).En estos trabajos se han usado caractereslarvales, de adultos y moleculares (Figura1.20 y Cuadro 1.1).

Los adéfagos son un grupo antiguo, con susprimeros representantes conocidos desde elMesozoico temprano (Triásico) (Ponomarenko1992), hace 248 millones de años.Ponomarenko (1992) establece el origen deAdephaga en los Archostemataesquizoforoideos (Hadeocolus, Ponomarenko


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1969 en Beutel 1995), según se infiere delestudio de los Archostemata y Adephagaactuales. Los fósiles más antiguos del grupocorresponden a adéfagos acuáticos, de loscuales los ditiscoideos son los más diversos yabundantes, tanto en la era Mesozoica comoCenozoica, y cuyos representantes son fami-lias prácticamente extintas.

Ecológicamente se tiende a agrupar las fa-milias de Adephaga en dos grupos:Geadephaga e Hydradephaga. Esta subdivi-sión es ambigua para Amphizoidae que esuna familia semiacuática y paraTrachypachidae que, aunque no vive aso-ciada al agua y comparte los hábitats de loscarábidos, presenta caracteres morfológicos

considerados adaptaciones de las familiasacuáticas (Beutel 1998; Shull et al. 2001).Para Crowson (1960), Hydradephaga esmonofilético y Trachypachidae su grupohermano, seguido por Geadephaga(carábidos, páusidos y risódidos). ParaHammond (1979) Trachypachidae haceparte de Hydradephaga, posición que es apo-yada por varios autores. Kavanaugh (1986)propone a Haliplidae como grupo hermanode Geadephaga (Trachypachidae +Carabidae). Beutel (1998), apoyado en es-tudios propios anteriores donde utiliza ca-racteres larvales y de adulto, propone aGyrinidae como el grupo más basal deAdephaga, seguido de Haliplidae y unancestro de Geadephaga (Carabidae,

a b

c d

Figura 1.20 Ubicación de Adephaga, Geadephaga y Carabidae en las relaciones generales de Coleoptera: a, Beutel y Roughley (1988);b, Beutel (1998); c, Shull et al. (2001); d, Beutel y Haas (1996, 2000).

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Cuadro 1.1 Monofilias de Adephaga, Geadephaga, Carabidae y Trachipachydae de acuerdo con Beutel (1995) 1, Beutel (1998) 2,Beutel y Haas (1996) 3.

Adephaga

Geadephaga (Carabidae +

Trachypachidae)

Carabidae

Trachypachidae

Larva Adulto

Labro no fusionado con el clípeo1.

Sutura frontoclipeal presente1.

Gula ancha, surcos tentoriales pos-

teriores anchos, cercanos al foramen

occipital1.

Molar mandibular presente1.

Cibarium abierto1.

Presencia de egg bursters cefálicos

(independientemente presentes en

Dytiscoidea excluyendo Noteridae) 3.

Una carena sensorial en forma de U3.

Sutura frontal sinuosa2, 3.

Prementón proyectado más allá de la

margen clipeal2, 3.

Armas sensoriales caudales cortas3.

Galea, con la parte distal ampliamente

sedosa1.

Mentón bastante corto y estrecho,

trapeciforme1.

Sutura procoxal ausente1.

Movilidad libre de la metacoxa1.

Esternito abdominal II no dividido

por la metacoxa1.

Esternito abdominal II-IV conecta-

do por membranas intersegmentales1.

Glándulas pigidiales presentes1.

Presencia de un órgano limpiador de

antena en la tibia anterior3.

Antenómeros 1-10 densamente sedosos2.

Antenómeros 5-11 densamente sedosos3.

Metepímero con lados paralelos o lo-

bulado, transversal al eje longitudinal

del cuerpo2, 3.

Metacoxa estrecha, tan ancha como

el catepisterno o ligeramente más

ancha2 3.

Metacoxa mesalmente fusionada3.

Presencia de un área de unión de

sedas subcubitales, redondeada3.

páusidos y risódidos) y otro para Dytiscoidea(Trachypachidae, Noteridae, Amphizoidae,Higrobiidae y Dytiscidae), concluyendo queHydradephaga no es monofilético y que suscaracteres en común son producto de adap-taciones producidas en tres invasiones acuáti-cas independientes (Figura 1.20b). Shull et

al. 2001 (Figura 1.20c) haciendo un análisisde caracteres moleculares del 18S rRNA, res-paldan la propuesta de Crowson (1960), en-

contrando una separación clara de las fami-lias terrestres (Geadephaga) y las acuáticas(Hydradephaga), ubicando a Trachypachidaecomo familia hermana de Geadephaga[Carabidae + varias familias (consideradas eneste trabajo como subfamilias)], aunque noclaramente, pues de nuevo se confirma quelos Trachypachidae comparten algunos carac-teres con los ditiscoideos, aunque no son sufi-cientes para emparentarlos.


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La posición de Shull et al. (2001)

Para Shull et al. (2001), la monofilia deHydradephaga es más parsimoniosa quela polifilia propuesta por Beutel y sus co-legas y está respaldada por sus resultados.Esta monofilia puede interpretarse comouna única colonización del agua, seguidade una diversificación de los modos depropagación, estilos de alimentación y for-

mas del cuerpo. Para Shull et al. (2001),los Trachypachidae pueden representaruna tercera rama en Adephaga de la cualno quedan hoy más que unos pocos repre-sentantes, pues la familia aparentementefue abundante y de distribución ampliaen el Mesozoico (Ponomarenko 1977 enShull et al. 2001).

La hipótesis de Beutel y colegas

La hipótesis presentada por Beutel (1998)explica tres invasiones independientes delhábitat acuático: una de los girínidos, otrade los halíplidos y la última de los ditiscoideos(Noteridae, Amphizoidae, Higrobiidae yDytiscidae), las cuales están bien soportadaspor diferencias adaptativas. Gyrinidae se haespecializado en vivir sobre la superficie yzambullirse en el agua, sus ojos subdivididosy antenas cortas son característicos. Loshalíplidos tienen placas metacoxales gran-des, cuya función es accesoria para el alma-cenamiento del aire. Los discoideos en esta-do larval respiran con el espiráculo terminalVIII, que es grande (cerrado secundariamen-te en las larvas de Hygrobiidae), gran áreadel camino mesal de la metacoxa en adul-tos está fusionada. La locomoción de los tresgrupos es diferente. Dado este cambio triplehacia el ambiente acuático, Beutel (1998)sugiere que algunas especies de Adephagaestuvieron viviendo en hábitats expuestos ainundaciones periódicas. La habilidad parasobrevivir a niveles altos de agua pudo seruna ventaja y el primer paso para una vidaacuática. Un estilo de vida ‘anfibio’, se con-serva en los Amphizoidae, los cuales se con-sideran como un grupo intermedio entreCarabidae e Hydradephaga.

Algunas autopomorfias de Adephaga estánrelacionadas con preferencias por hábitatsriparios más que con verdaderos hábitats acuá-ticos, por lo que Beutel (1998) considera lascaracterísticas de los adéfagos acuáticos comoadaptaciones: las glándulas abdominales dedefensa son usadas secundariamente pormuchos adéfagos acuáticos contra microbiosy hongos; la metacoxa extendida y la reduc-ción del ángulo de oscilación facilitan la vidaen sentido horizontal; la anulación completade la oscilación es una modificación secun-daria que resulta en un movimiento horizon-tal más eficiente de la pata posterior; los ca-nales de succión mandibular de las larvas acuá-ticas favorecen la toma de alimentación líqui-da bajo el agua. El surgimiento de lasangiospermas en el Mesozoico tardío y el de-sarrollo de hábitats de hojarasca, pudo habertenido un papel importante en la evoluciónde los carábidos. Los cambios complejos deestructuras pro y mesotorácicas que posible-mente se dan en el Cretáceo temprano, des-embocaron de manera paulatina en un incre-mento de la movilidad cabeza-protórax, lo quetal vez es una ventaja para los depredadores,permitiendo también una mejor habilidad parapenetrar en espacios estrechos como los dehojarasca.

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Evolución dentro de Carabidae

Los carábidos constituyen un linaje antiguo,que posiblemente evolucionó en el Jurásicotemprano, hace 200 millones de años(Ponomarenko 1992). La mayoría de las espe-

cies existentes en la actualidad pertenecen ala subfamilia Harpalinae, que de seguro se ex-tendió durante el Cretáceo, hace más o menos100 millones de años (Ponomarenko 1992).

Hipótesis de Erwin (1985)

El ancestro de los carábidos al parecer eraun insecto terrestre que vivía cerca de cur-sos de aguas corrientes, acechando sus pre-sas desde piedras u otros refugios, con mor-fología cursorial y buena visión (Evans 1982).Erwin (1981, 1985) propuso la hipótesis de‘pulso del taxón’ para explicar los patroneshistóricos de evolución de linajes, en la evo-lución de Carabidae. Esta hipótesis prediceque los taxones más primitivos de los linajesde carábidos fueron generalistas, que vivíanen las cercanías de los bordes acuáticos delas regiones ecuatoriales; desde este hábitatse producirían pulsos biogeográficos yecológicos que irían expandiendo linajescaraboideos. A medida que las especies se

dispersaron por distintos hábitats y altitudes(desde el suelo hasta hábitats variados comohojarasca, copas y cortezas de árboles y ca-vernas, desde el nivel del mar hasta laderasde montañas) y fuera de la región ecuato-rial hacia el norte y sur a lo largo de su tiem-po de evolución, éstas se especializaron enmayor grado y luego fueron reemplazadaspor grupos nuevos ya evolucionados, de lastierras húmedas tropicales. Prueba de estoscambios adaptativos es la morfología de lapata, que ha sufrido cambios, desde lacursorial (como en Calosoma) hasta lacavadora (como en Scaritini), o la que seagarra eficazmente en la superficie de lashojas (como en Calophaena).

ESTUDIOS DE CARABIDAE EN COLOMBIA

En Colombia, existen pocos trabajoscontempóraneos relacionados conCarabidae. Amat et al. (1999) citan 155géneros y 957 especies de la familia, para elpaís. Apolinar (1936) trata las especies deCalosoma (Carabinae) conocidas para esemomento (tres especies, una subespecie yuna variedad). Se conocen pocos datosecológicos puntuales para la familia; losregistrados se encuentran dentro de estu-

dios regionales de coleópteros, en dondese br indan datos de géneros ,morfoespecies, número de individuos yalgunas observaciones sobre los hábitatsde colecta como los mostrados en Pardo yPuerta (1990). Camero (1998) realiza unestudio local para un área de la SierraNevada de Santa Marta (Magdalena) yMartínez (2002) ofrece una síntesis de losgéneros de Harpalinae de Colombia.


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MATERIALES Y MÉTODOS EN CAMPO

Y LABORATORIO

Métodos de colección

Prácticamente en todos los tipos de ambien-tes existen carábidos aunque a la hora de co-lectar es importante buscar en los sitios apro-piados. Es común encontrarlos bajo las pie-dras, troncos en descomposición, hojas, corte-zas o corriendo sobre el suelo (Borror et al.1989). Así, es posible capturarlos por mediode varios métodos, siendo la captura manualuna de las preferidas. Los métodos más usa-dos para colecta de carábidos también se usanpara capturar otros insectos, principalmentedel suelo y sotobosque; estos son:

Agitación de follaje (golpeteo). Méto-do que consiste en agitar la vegetación delsotobosque sobre un lienzo, con el fin de co-lectar aquellos insectos que se encuentranposados allí (Figura 1.21). Con este método secapturan carábidos arborícolas principalmen-te lebinos, ctenodactilinos y lacnoforinos.

Jama o red. Es uno de los métodos de co-lecta más usados. Consiste en un gran cola-dor de malla fina blanca o negra, que se rozacontra la vegetación baja para capturar losinsectos que están posados allí o cuando estos

pasan volando cerca (Figura 1.22).

Captura manual diurna y noc-turna. Este método consiste en co-lectar insectos manualmente duran-te un determinado periodo de tiem-po. El objetivo es capturar ejempla-res que están en reposo sobre y bajo

rocas, cortezas, troncos, hojas y hojarasca. Estemétodo es muy efectivo porque permite escu-driñar en aquellos sitios donde una trampaestacionaria no llega y además permite obser-var datos sobre microhábitats. Es útil en co-lecta nocturna, y para capturar especies

Figura 1.21 Método agitación de follaje.

Figura 1.22 Jama o red.

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micrópteras de platininos, lebinos, bembidinos,loxandrinos, dercilinos, oodinos, entre otros.Para hacer efectivo este método se usanalgunos elementos como aspirador, ras-trillo, pala, guantes, hachuela y tubocolector (Figura 1.23).

Trampa de caída (pitfall).Consiste en recipientes plásticos quecontienen un tercio de alcohol al 70%,formalina al 10% o mezcla de agua yjabón (Figura 1.24). Se entierran con la bocaa ras del suelo y tienen el propósito de captu-rar artrópodos epígeos. Hay muchas formas (endistribución espacial y tiempo) de aplicar elmétodo, pero en general estas trampas (reci-pientes) se disponen en transectos de 100 me-tros, ubicando una trampa cada diez metros yseñalando cada sitio de la trampa con unacinta reflectiva. Se dejan entre dos y cuatrodías para luego recogerlas; si se desea, se pro-tegen contra la lluvia con cubiertas artificia-les o naturales, o se deben recoger rápida-mente (a los dos días por ejemplo) para evitarque el agua rebose la trampa. Con este méto-do se capturan muchos de los carábidos queviven en el suelo, o que caminan sobre lahojarasca como platininos, harpalinos ypterostiquinos.

Trampa de intercepción. Método em-pleado para capturar insectos de sotobosque(voladores) y hojarasca. Consiste en cavar enel suelo un pequeño canal sobre el suelode dos metros de largo y más o menosdiez cm de profundidad que se cubrecon un plástico amarillo; a lo largo delcanal se pone de manera verticaluna red rectangular de mallanegra (similar a la usada en latrampa Malaise, de un metro dealto por dos de ancho), y se sos-tiene por sus ángulos; el canal sellena hasta la mitad con una mezcla dealcohol al 70% o agua con jabón (Figura 1.25).Los insectos voladores que chocan caen al

Figura 1.23 Algunos elementos usados en captura manual.

Figura 1.24 Trampa de caída (pitfall).

Figura 1.25 Trampa de intercepción.


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canal al querer escapar y loscaminadores, atraídos por el color delplástico, pueden caer al fondo delsurco. Las dimensiones del surco y lamalla son variables.

Trampa de luz. Muy usada parala captura de insectos con actividadnocturna. Consiste en una fuente

de luz, bombillo de luz negra colocado apor lo menos un metro del suelo y una telade dimensión variable, preferiblemente rec-tangular, más alta que el bombillo que sirvede pantalla (Figura 1.26). Los insectos se po-sarán en la tela atraídos por la luz. Se debebuscar un lugar abierto y oscuro.

Trampa Malaise. Consiste en toldos conun recipiente colector en su extremo supe-rior que contiene un tercio de alcohol al70% (Figura 1.27). Sirve para capturar in-

sectos voladores de sotobosque, tanto diur-nos como nocturnos, principalmente

himenópteros, dípteros y coleópteros,los cuales son interceptados por latrampa. Se capturan carábidosmacrópteros que vuelan (hay algu-nos macrópteros que no vuelan),como la mayoría de los gruposLebiini, Ctenodactylini, Odacanthiniy Lachnophorini.

Trampa Winkler. El método con-siste en cernir hojarasca y suelo su-

perficial y vaciar la muestra obtenida en bolsasporosas (redes) que se cuelgan dentro deotra gran bolsa (saco) (Figura 1.28). En elextremo final del saco hay un frasco colec-tor con alcohol al 70%. Las muestras se de-jan secar durante 48 horas, con el propósitode que los insectos huyan de la sequedad(hojarasca superior), emigren a zonas máshúmedas (hojarasca baja) y caigan al colec-

Figura 1.26 Trampa de luz.

Figura 1.27 Trampa Malaise.

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tor. Los insectos que se capturan son gene-ralmente poco comunes y de tamaño muypequeño entre uno y diez milimetros, queno se colectan empleando otros métodos.Este método es eficiente para colectarcarábidos de la tribu Bembidiini, que son losmás pequeños dentro de la familia.

En las capturas directas se recomienda usaracetato de etilo impregnado en papeles otrozos de madera, como sustancia para ma-tar los insectos. Esto permite que los ejem-plares queden más blandos y se facilita laextracción de la genitalia si es necesario (Ballcom. pers.).

Figura 1.28 Trampa Winkler: a, colecta de hojarasca; b, cernido; c, obtención de hojarasca fina; d, instalación de Winkler.

a

b

c

d


7 0


En el laboratorio

En el laboratorio se re-quieren elementos básicospara la curaduría insectos;por ejemplo, alfileres,triángulos, papel para eti-quetas, pegante, tijeras,

soporte de icopor, pinzas y pin-celes, además de un buenestereoscopio y lámpara de luz (Fi-gura 1.29).

Montaje en seco

Es fundamental un buen montaje de losadultos, que permita observar con claridadlos caracteres morfológicos externos sin ne-cesidad de manipular el ejemplar ni las eti-quetas, y un manejo seguro en las gavetas,lo que garantiza una mayor conservación delinsecto. Ejemplos de montaje en seco se ob-servan en las figuras 1.30a y 1.30b. Lo másimportante en un insecto son sus datos deetiqueta; estos deben ser lo más claros po-sibles y estar organizados preferiblementedesde la división geopolítica más grandehasta la más pequeña, esto es: país, de-partamento o estado, ciudad o municipioy vereda; seguido están los datos del sitio(si existen por ejemplo un accidente geo-gráfico o nombre de la finca hacienda),coordenadas, altura, hábitat, método de co-lecta, fecha y colectores. Los datos del hábitatson muy valiosos y a menudo se ignoran enla elaboración de las etiquetas, pero lo mejores adjuntarlas.

Extracción de la genitalia

La genitalia en Carabidae es fundamentalpara identificar las especies de algunos gé-neros; su preparación es un proceso que se

Figura 1.29 Algunos elementos de laboratorio para curaduríade carábidos.

Figura 1.30 Montaje de carábidos en seco: a, montaje directoy b, montaje en triángulo.

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Figura 1.31 Elementos para preparación de genitalias.

debe realizar con material fresco en lo posi-ble. Se puede extraer de material ya monta-do, preferiblemente de ejemplares no viejosy en buen estado. Para la extracción de lagenitalia masculina (edeago y ventrito 8 y9), se necesita de un elemento cortante (unmicrobisturí), agujas o pinzas, láminaexcavada y buen pulso (Figura 1.31). El si-guiente procedimiento se basa en Ball (com.pers.): después de desmontar el ejemplar es-cogido, se debe ablandar el abdomen enagua caliente. Bajo un estereoscopio, se de-ben cortar un poco los pliegues laterales queunen el esterno 6 y el ventrito 6 y 7, lo sufi-ciente para facilitar la extracción; con elbisturí se cortan los tejidos internos que ro-dean la genitalia para liberarla; luego, conla pinza o algún elemento agudo se extrae

con cuidado. Cuando el procedimiento sehace correctamente, la genitalia extraída estáen forma de paquete (Figura 1.8b). Lagenitalia debe calentarse en un líquido queablande los tejidos accesorios (generalmenteKOH diluido); posteriormente, se pone sobreuna lámina excavada y bajo el estereoscopiocon ayuda de agujas, pinzas o tijeras se retiranlos tejidos blandos sobrantes. Una vez limpiala genitalia se puede guardar en viales peque-ños con glicerina o pegarlos sobre un triángu-lo de montaje. Durante todo el proceso sedebe evitar la manipulación directa de lagenitalia. Si se hacen varias extraciones a lavez, las genitalias, los ejemplares y las etique-tas deben estar durante todo el proceso mar-cados (con números por ejemplo) para evitarconfusiones.

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