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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA METROPOLmANA z UNIDAD IZTAPALAPA P

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J ~ ~ ~ ~ ó ~ DE CIENCIAS BIOL~GICAS Y DE

/LICENCIATURA EN BIOLOGÍA EXPERIMENT& . I

I t

J t9c Propaga

Gracias a Dios por darme la fuerza necesaria para llegar a este momento.

A mi única y verdadera amiga por estar siempre a mi lado, Juanita Flores, mi madre.

A ti papá, por estar cerca de mi con tus sabws consejos, por tenerme paciencia

y por confiar en que llegaria.

A ti Norma, por permitirme conocerte, y por tus alentadores comentarios.

A Ricardo Moisés por ser un motivo de alegría.

A Enrique por ser más que un amigo.

A Roberto y a Mary que estuvieron cerca en los momentos necesarios.

1

INDICE

AGwEClMIENTOS ...................................................................................

INTRODUCCI~N .............................................................................................

DESCRIPCIÓN TAXONÓMICA DE Echinocacius platyacanthus ............

DLSTRIBUCI~N ..............................................................................................

usos Y TRADICIONES ...............................................................................

PROBLEMAS DE EXTINCI~N ...................................................................

MÉTODOS DE PROPAGACI~N ................................................................

ÁREA DE ESTUDIO .....................................................................................

MATERIALES Y MÉTODOS ......................................................................

RESULTADOS Y DLSCUSI~N ....................................................................

CONCLUSIONES ............................................................................................

BIBLIOGRAFÍA ..............................................................................................

1

2

4

5

5

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SG) Propagación y Micropropagación de Echinocactus platvacanthus Link et Otto Oa

Las cactáceas son plantas nativas del Contmente Americano, en el que se encuentran

distribuidas desde Canadá, a una latitud de 56W, hasta el estrecho de Magallanes en América del

Sur, éstas, evolucionaron a partir de posibles antecesores africanos después de que el Continente

Americano quedó separado de k c a por el Océano Atlántico. (Bravo, 1978)

Las cactáceas son estructurahnente semejantes a otras dicotiledóneas. Presentan hábitos y

estructuras anatómicas de adaptación altamente especializadas que les imparten una fisonomía

particular, entre las cuales se encuentran:

La forma que adquiere el t d o , permitiéndoles almacenar y conservar agua en sus tejidos,

gracias al gran desarrollo de los parénquimas, responsables de la suculencia,

la reducción de la superficie transpiratoria,

la atroña de las hojas o su transformación en escamas, espmas y gloquidios,

el engrosamiento de la cutícula y de las membranas celulósicas de los tegumentos,

las excrecencias cerosas de las células epidérmicas,

la disminución y disposición de los estomas hundidos.

La raíz de las cactáceas es, en aigunos casos, adventicia; fija la planta al suelo y absorbe el

agua con las sustancias nutritivas.

2

Las costillas provienen de la yema apical de la phtula y se ordenan en series verticales.

Por lo general, salvo en las plantas de pocas costillas, el número de éstas, aumenta con la

edad, por lo que el talio, en el ápice, presenta un mayor número de costillas que en su base.

L a s areolas son órganos característicos de las cactáceas, se les considera como yemas

homólogas a las yemas axilares de las otras dicotiledóneas. Éstas forman también hojas reducidas,

flores, nuevos talios y además espinas, gloquidios, cerdas, pelos y a veces raíces adventicias.

(Bravo, 1978)

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+ DES-CIÓN TAXONÓMICA DE Echinocactus datvacanthus.

Echznocactus platyacanthus, cuyo nombre vulgar es ‘Bhaga de dulce”, presenta un tallo

globoso, subgloboso, gruesamente columnar hasta toneliforme. Los ejemplares adultos llegan a

medir de 50 cm a 2 m de altura y de 40 a 80 cm de diámetro, son de color verde obscuro o glauco,

presentando en las formas jóvenes, bandas horizontales de color rojizo purpúreo. Su ápice es

hundido, lleva abundante lana amariuenta que forma una amplia zona lanosa circular o más o

menos elíptica. Las costillas, cuyo número aumenta con la edad, de 5 a 8 en las formas juveniles y

hasta 60 en las formas columnares viejas son gruesas y duras. La espinación es variable en

relación con la edad de la planta; todas las espinas grandes y gruesas, son subuladas o más o

menos aplanadas, estriadas transversaimente, al principio amarillentas hasta con tintes rojizos,

después más o menos castañas y al íinal negnizcas. Presenta numerosas flores que emergen de

entre la lana del ápice, éstas son diurnas y se abren completamente entre unos 5 a 7 cm de

diámetro y son de color amado mtenso. Su fiuto es seco, alargado de 5 a 7 cm de longitud,

amarillento y con escamas; sus semillas miden en promedio de 2.5 mm de longitud, testa negra y

son brillantes con ornamentación celular. (Bravo, 1991)

Debido a la gran variación que presenta E. plafyacanthus en sus diferentes estadios de

crecimiento se describieron varias especies (E. grundis, E zngens, E palmerí y E. vzsnaga), que

posteriormente Bravo (en prensa), agrupó en una sola. (TrujiUo, 1984)

Se reconocen tres formas: platyacanthus, grandis y vimaga.Estas plantas crecen lentamente

y pasan muchos años (cerca de u11 siglo) para adquirir su forma columnar o de tonel. Pueden

alcanzar hasta 3 m de altura y pesar varias toneladas. (Bravo, 1991)

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+ DISTRIBUCI~N.

Echinocuchrs plutyucunthus se encuentra distribuida en dos localidades, la del sur en

Tehuacán, Puebla y la segunda, desde el estado de Hidalgo hasta Nuevo León, incluyendo los

estados de Querétaro, Guanajuato, San Luis Potosí y Zacatecas. (Bravo, 1991).

+ USOS Y TRADICIONES.

El tallo de algunas especies de cactáceas se comía crudo, pero ésta no parece ser una

costumbre generalizada y quizá, sólo se utilizaba esporádicamente como una manera de sobrevivir

o para mitigar la sed cuando no había ninguna otra fuente de ahento o bebida. Se sabe sin

embargo, que varias tnius del noreste de México mascaban la pulpa insípida de algunas biznagas y

alicoches (Echznocuchrs, Ferrocactus y Echznocereus). Los tallos carnosos de estas especies,

cortados en trozos pequeños y cocidos a fuego lento en agua con tequesquite producen una miel

que cristaliza en un dulce. Para los españoles este dulce les parecía semejante al citrón cristalizado,

y de ahí su actual nombre de acitrón. Es muy usado en nuestros días y este uso es una de las

amenazas que sufren las biznagas grandes, que algún día llegarán a extinguirse.

Es interesante hacer notar que en las excavaciones de las cuevas del Valle de Tehuacán se

encontraron restos semifosilizados de una biznaga, Echinocuchrs plutyucunfhus, forma grandis, en

las fases Palo Blanco y Venta Salada, que comprenden el periodo de 200 años a.c. hasta 1540

d.C. Respecto a su empleo se especula que fue usado como alimento en forma cocida.

Los pelos sedosos y suaves de los cefalios de los diversos miembros del género

Cephulocereus así como la lana producida en el ápice de Echinocuchrs plutyucunthus y de algunas

especies de Coriphuntu fueron usados por los indígenas en la fabricación de almohadas y

colchones, y se cree, aún cuando no ha sido posible confirmarlo, que estas fibras, mezcladas con

otras se usaron también como textiles.

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Entre los aztecas sabemos que dos distmtas cactáceas sagradas. Una de ellas es el

teonochtli, o tuna &a; algunos autores piensan que su verdadero significado era el del corazón

humano que se ofiecía a los dioses en sacdicio, entraña divina que los aztecas comparaban con el

fiuto rojo del nopal. La otra era huitznahuac, nombre genérico para las cactáceas de tallos

globosos o tonelifonnes, principalmente aplicado a Echinocacfus platyacanthus, y que según el

Códice Borbón, se usó como ara de inmolación en los sacdicios humanos. (Secretaria de

Desarrollo Agropecuario, 1982)

+ PROBLEMAS DE EXTINCI~N

Las cactáceas en Mexico se localizan principalmente en las mnas áridas y semiáridas del

centro y norte del país en donde predomina la vegetación de matorral xerófito. (Bravo, 1978).

En los listados de la N o m Oficial Mexicana NOM-ECOL-059-1994 emitida por el

gobierno encontramos que actualmente existen 257 especies clasificadas; 135 como raras, 98

como amenazadas, 24 en peiigro de extinción y 2 tienen estatus de protección especial, una de

éstas es E. platyacanthus.

El tráfico de cactáceas representa un verdadero peligro para la supervivencia de muchas

especies. A diferencia de otros organismos que se encuentran amenazados por la pérdida de su

hábitat, en las catáceas los ejemplos más frecuentes de especies amenazadas se deben al tráfico. En

muchas ocasiones el hábitat de las cactáceas no se encuentra bajo ninguna amenaza por localizarse

en mnas sin uso agrícola, ganadero, minero, urbano e incluso las especies que habitan en

paredones rocosos en donde ni siquiera pueden llegar las cabras que pudieran aiimentarce de ellas.

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Otro factor de amenaza es el enorme saqueo de semillas y de ejemplares centenarios del

medio siivestre. La mayoría de estos ejemplares se venden de manera ilegal dentro del país, pero

un gran número de éstas son exportadas ilegalmente a Estados Unidos, Japón y Europa en donde

son muy cotizadas por su gran beileza y durabiiidad.

+ MÉTODOS DE PROPAGACI~N.

La propagación de plantas consiste en efectuar su muitiplicación por medios tanto sexuales

como asexuales, y ha sido una ocupación fundamental de la humanidad desde el inicio de la

civilización, cuando los pueblos antiguos aprendieron a piantar y cultivar ciertos tipos de plantas

que llenaban las necesidades nutricias de eilos y de sus animales (Hartmman,1989)

Muchas especies de cactaceas son de germinación lenta y los métodos tradicionales de

propagación por semilias e injertos, no resultan muy satisfactorios. Una acción importante para

s&aguardar las especies mexicanas de cactus, es el mejoramiento y desarrollo de nuevas y

eficientes técnicas de propagación. (Pérez, 1998)

La micropropagación es un método de multiplicación vegetativa de plantas, que empieza

con un pequeño fragmento de la planta. Aunque esta técnica se empezó a desarrollar en los años

50’s por los profesores T. Murashige y A. Skoog, en la Universidad de California, actualmente se

emplea mundialmente para producir grandes cantidades de especímenes de interés agrícola y

hortícola. (Louj1998)

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Hasta hace algunos años la propagación in vitro de especies vegetales era considerada por

muchos como un tema de ciencia ficción. In vitro, las células somáticas pueden regenerar una

planta entera mediante dos vías: Embriogénesis somática: la cual reproduce los pasos de la

embriogénesis cigótica; y la organogénesis: en la que bajo condiciones apropiadas de

auxinaícitocinina, se generan nuevos Órganos. (Ter4 1990)

La micropropagación es una técnica promisoria ya que la producción en gran volumen de

material libre de virus, de gran vigor y homogeneidad genética, ha permitido no sólo incrementar

la productividad de numerosos cultivos hortícolas, sino la calidad de muchas plantas de ornato de

gran valor estético y comercial. (Hurtado, 1987)

Esta técnica, permite el desarrollo de plantas nuevas a partir de fracciones de tallo,

embriones, semillas y polen., en condiciones asépticas y controladas; así como la posibilidad de

obtener un gran número de plantas en poco tiempo, permitiendo además que su crecimiento se

acelere, lo cual es importante para las especies vegetales que presentan un crecimiento lento. como

es el caso de las cactáceas.

La técnica de cultivo de tejidos permite que se forme una masa independiente de tejido

denominada callo, ésta se desarrolla separadamente de la planta en un medio artiñcial. Dicho callo,

está formado en su mayor por células de parénquima, aumenta en tamaño por división continua de

células de la masa y si se le cultiva en un medio, provisto de los nutrientes necesarios y se divide

en secciones pequeñas que se transplanten periódicamente en un medio nuevo, se les puede

mantener por un tiempo más o menos indefinido. (Hartmman, 1989).

Durante los últimos años, la técnica de cultivo in vitro se ha desarrollado como una exitosa

y rápida forma de propagación de un gran número de plantas, entre ellas algunas cactáceas de los

géneros Opuntiu y Mummillaria. (Gratton y Fay, 1990)

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+ ÁREA DE ESTUDIO.

El presente estudio se realizó en la provincia florística del Valle de Tehuacán - Cuicatlán el

cual forma parte de la región xerofitica mexicana y se l o c h en la parte sureste del estado de

Puebla y al noreste del estado de Oaxaca. Pertenece a la provincia denominada Mixteca-

Oaxaqueña, abarcando los Valles de Cuicath, Huajuapan , Tehuacán, Tepeheme y Zapotitlán.

El clima es de tipo semiárido con temperatura alta, répimen de iluvias de verano.

Esta zona a llamado la atención de numerosos botánicos ya que destaca entre otras cosas,

su alto número de endemismos. Debido a su posición geográfica, su fisiografia, en este Valle se

mezclan algunas comunidades vegetales propias de climas áridos y semiuldos, como son los

pastizales y los matorrales. (ViUaseñor, 1990)

Zapotitlán de las Salinas, fue sitio de colecta de material biológico, se localiza a 18" 20' N,

97' 28' W, el suelo se deriva principalmente de rocas sedimentarias y metamórñcas. La vegetación

es caracterizada por arbustos y cactus columnares. (V&ente,Vite y Zavala, 1991)

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+ MATERIAL Y METODOLOGLA

Se colectaron frutos de Echinocactm platyacanthus en el Valle de Zapotitlán Puebla. Se

transportaron en bolsas de papel y en el laboratorio se tomo cada fiuto y se abrió

longitudidmente para obtener las s e d a s , las cuales se almacenaron en un lugar obscuro y seco,

con la ñnalidad de evitar el desarrollo de hongos.

Las semillas fueron germinadas in vitro, lavándolas por 5 minutos con agua destilada

estéril y en agitación constante. Postenomente fueron escariíicadas, con ácido sulfúrico

concentrado, sumergiéndolas durante un minuto, y desinfestándolas con hipoclonto de sodio al

10% y enjuagándolas con agua destilada estéril.

Se sembraron asépticamente en fiascos que contenían 20 ml de medio Murashige-Skook

(MS) enriquecido con vitaminas, 30g de sacarosa, 1 gr de carbón vegetal activado y soiidiñcado

con 7g de agar-gel, se esterilizó previamente 20 min. a 15 lb de presión.

Los fiascos se mantuvieron en un cuarto de cultivo con fotoperiódo de 16/8 hrs

ldobscuridad y 25 k 2 "C.

Las plántuias obtenidas después de 15 días de cultivo, se desdiferenciaron formando callos,

los cuales se transñrieron a medio fiesco, cada cuatro semanas a ñn de evitar el agotamiento de

nutnentes y la oxidación. Se realizaron mediciones durante 60 días, para obtener el volumen y la

tasa de crecimiento, así como elnúmero de brotes por callo.

Una vez que se tuvo un número suficiente callos fiiables, se emplearon 5 para cada uno de

los cinco tratamientos probados. Se utilizó el mismo medio base adicionándole ácido naftalen

acético (NU) como auxina y la citocinina bencilaminopurina (BAP) 4 concentraciones 0.01/1.0,

0.5/1.0, 0.5/0.5, 0.01/0.1 y 1.0/2.0 mg/L, respectivamente. Estos tratamientos se seleccionaron de

acuerdo a los trabajos realizados por Vyskot y JaraJ984, Martinez y Rublo, 1989 y Pérez, 1998.

10

NO.DEMEDIO : CONCENTRACI~N DE ' REFERENCIA : FrToRREGuLAw>BEs j

.................................. : ................. P.!M.!..!!m..?@ ............ ..i.. ............................. I (O01 / 1.0) : Martinez y Rublo,

1989 (05 I1.0) i VyskotyJara, 1984 2

3 (0.5 / 0.5) i Vyskot y Jara, 1984 i Pérez, 1998

I Pérez, 1998 .............................................. : .............................................................................. + ................................................ t 4 (0.01 IO.1) i Martinez Y Rublo.

Los cuitivo heron mantenidos en las mismas condiciones que el primer experimento,

realizándose de igual forma las mediciones y la transferencia a medio kesco.

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CRECIMIENTO DE CALLOS DE E. platyacanthus EN MEDIO BASAL

O 10 20 30 40 50 60

TIEMPO (días)

Gráfica 1. Muestra el crecimiento en volumen, de los calios obtenido mediante el

cultivo en medio b a d . Se observa un máximo crecimiento a los 60 días de cuhivo.

12

CRECIMIENTO DE CALLOS EN DIFERENTES MEDIOS

18 V o 16 I 14 u 12

10 e 8

n 6 4 2 O

%MI M2

- -M3 M4 * M5

-- _ _

O 10 20 30 40 50 60 Tiempo (dias)

Gráfica 2. Muestra el crecimiento en volumen, de los callos obtenido mediante el

cultivo en 5 diferentes medios.

13

M1 r a M3 M4

MEDIOS

M5

Gráfica 3. Muestra la formación de brotes en los 5 diferentes medios adicionados con

fitorreguladores. Se observa un máximo (20), utilizando el medio 2.

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+ RESULTADOS Y DISCWSI~N.

Se logró obtener un 85% de genninación en un tiempo de cinco días; sin embargo, se

observó que en el 70% de las plhtulas, se formaron callos a los siete de días de germinación,

fenómeno no reportado para ninguna especie de cactácea en medio basal Murashige-Skoog, ya

que en experimentos previos en el laboratorio, y en las metodologías reportadas para algunas

especies de cactáceas, se induce la formación de callos, en un medio que contiene íitorreguladores.

Como se muestra en la gráfica 1, el máximo volumen alcanzado por callo h e de 2 c d ,

observándose un claro incremento con respecto al tiempo de cuitivo, sin embargo, el crecimiento

se suspende a los 60 días de cultivo, presentándose problemas de oxidación.

Asimismo, se logró observar que la iniciación del callo es mdependiente de la concentración de íitorreguladores en el medio ya que cuando se utilizo el medio basal (sin

fitorreguiadores), se obtuvo una escasa formación de brotes, 4 como máximo por callo, los cuales

aparecieron después de 45 días de cultivo bajo ciertas condiciones de estrés (transferencia tardía a

medio fiesco).

Con respecto al bioensayo en el que se probaron íitorreguladores, se observó claramente

que el medio 5 (1.0 NAA / 2.0 BAP) es ideal para la proliferación del callo (ver gráfica Z),

logrando mantenerlo por u11 tiempo razonablemente indeñnido, pero si el objetivo es obtener la

formación de brotes se deberá emplear el medio 2 (0.5 NAAí 1.0 BAP), en el que se obtuvieron

como máximo 10 brotes (de una aítura promedio de 1.5 cm) por callo, ver gráfica3.

Estos resultados concuerdan con las observaciones registradas por Merkie, 1990, quien

dice que, en general altas concentraciones de auxhas en combinación con bajas de citochinas

promueven la proliferación de callos, mientras que en condiciones opuestas, se promueve la

formación de brotes y plántulas.

La mayoría de los callos logrados en el medio 5 fueron fiables, es decir, que las células

presentaron una tendencia a separarse una de otra, propiedad que puede ser incrementada con

altas concentraciones de auxinas, bajas de citochinas y/o la adición de gierelinas al medio de

cultivo (Merkle, 1990), estos callos ñiables son esenciales para la proliferación masiva, sin

embargo, en los callos compactos, se observó una mayor producción de brotes.

Cabe mencionar que una vez formado el brote, éste debe tranferirse a un medio basal, o

bien a un medio con una menor concentración de a h a , ya que se desencadena un proceso de

desdiferenciación, y forman callo nuevamente.

Se cortaron los brotes y se transfirieron a medio fresco, observándose la formación de

raíces conforme se agotaba el medio, por lo que se deduce que el estrés bídrico es un posible

inductor de enrajzamiento.

Con las plántulas que no formaron callos, se probaron dos substratos para su

establecimiento y desarrollo, el tezontie y la agrolita estériles. Se aclimataron en cámaras de

plástico a las mismas condiciones de temperatura y fotopeddo. Se observó una supervivencia del

100% en el tezontle, mientras que en la agrolita las plántulas presentaron putrefacción.

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+ CONCLUSIONES.

Los resultados obtenidos, permiten establecer una metodologia rápida y efectiva de

propagación para Echinocuctus pfulyacanthus , utilizando plántulas germinadas zn viPo, como

fuente de explante.

Partiendo de plántulas obtenidas in vitro se contrarresta la posible contaminación, que

aparece con la utilización de otra fuente de explantes.

El medio basal MS, permite la formación de callos fiiables, los cuales deben ser

transferidos a un medio que contenga 0.5 NAAí 1.0 BAP, para obtener la organogénesis indirecta.

Así mismo, los resultados sugieren la continuidad del proyecto, para establecer la técnica

de enraizamiento y aclimatación de los brotes.

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+ BIBLIOGRAFÍA

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