BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 1

Año 2009 Volúmen 13 Número 3 ISSN 0188-4786 

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 2

MESA DIRECTIVA

Dra. María Luisa Villarreal Ortega Presidenta

Dr. Alfredo Martínez Jiménez VicePresidente

Dra. Maricarmen Quirasco Baruch Secretaria

Dra. María Soledad Córdova Aguilar Tesorera

Dra. Ana Carmela Ramos Valdivia Subsecretaria

Dr. Francisco Javier Cervantes Carrillo Vocal

I.A. Alaide Jiménez Serna Vocal Estudiante

COORDINADOR EDITORIAL

Lic. Claudia Elydeé Cardeña Medina

FORMACION EDITORIAL

Lic. Claudia Elydeé Cardeña Medina

COMITÉ EDITORIAL

Dr. Sergio Sánchez Esquivel Editor en Jefe Instituto de Investigaciones Biomédicas, UNAM Dr. Luis Bernardo Flores Cotera CINVESTAV

Dr. Fernando Luis García Carreño CIBNOR

Dr. Mariano Gutiérrez Rojas UAMI

Dra. Romina Rodríguez Sanoja Instituto de Investigaciones Biomédicas, UNAM

Dra. Sara Solís Pereira Instituto Tecnológico de Mérida

Dra. Elizabeth Langley McCarron Instituto Nacional de Cancerología DISEÑO GRAFICO E IMAGEN

Lic. Nayeli Quinto (SODIO NET) ADSCRIPCIONES Y PUBLICIDAD

Lic. Claudia Elydeé Cardeña Medina Tel./Fax: (55) 5849 5859 Email: smbiotec@yahoo.com.mx

ISSN 0188-4786, revista cuatrimestral publicada por la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería, A.C. incluida en PERIÓDICA, índice de Revista Latinoamericanas en Ciencias (CICH-UNAM). Certificado de Licitud de Título en trámite y Certificado de Licitud de Contenido en trámite. Reserva de derechos de Título04-1999-082516265000-101. Los Conceptos que en ella aparecen son responsabilidad exclusiva de los autores. Se prohíbe la reproducción total o parcial de su contenido sin previa autorización por escrito del Comité editorial. Toda correspondencia deberá enviarse a Km. 23.5 Carretera Federal México-Cuernavaca, Av. Cipreses s/n, Col. San Andrés Totoltepec, C.P. 14400, Del. Tlalpan, México, D.F. Tiraje 500 ejemplares.

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Editorial 4

Instrucciones para autores 6

ARTÍCULOS

Lignocelulosa Como Fuente de Azúcares Para la Producción de Etanol 11 Producción Microbiológica de Butanol 26 Biodiesel a Partir de Microalgas 38 Bioelectricidad 62 Etanol Carburante 79 Reseña XIII Congreso Nacional y VII SIPAL 103 Reseña Cientifica XIII Congreso Nacional y VII SIPAL 106 Informe Financiero del XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería y del VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras 110 Reseña del Premio Alfredo Sanchez Marroquin 2009 116

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4

“La Biotecnología en la Sustentabilidad”

Las ciencias químico-biológicas son fundamentales para sustentar el

desarrollo de cualquier país; son disciplinas cuya expansión y acumulación de

conocimiento básico y aplicado es estratégico, con una enorme complejidad y con

el concurso de otras disciplinas que ha marcado un parte aguas en las sociedades

modernas desde la segunda mitad del siglo pasado. En el presente siglo son

áreas de conocimiento indispensables por sus implicaciones en el bienestar

individual y social, en la generación de bienes y servicios, en la sustentabilidad, en

preservar los ecosistemas y todo tipo de especies biológicas, en la prolongación

de la vida con calidad, y en la autosuficiencia. La adquisición, manejo y

transferencia de conocimiento de frontera en estas disciplinas es, en resumen, un

insumo indispensable para la soberanía de las naciones. La biotecnología en su

forma más amplia, con componentes de ciencia básica y aplicada, y por definición

multidisciplinaria y multisectorial, es la expresión más incluyente de las disciplinas

químico-biológicas.

Las acciones humanas que se han desarrollado y sofisticado durante

milenios para preservar y garantizar la sobrevivencia de los individuos y de las

sociedades han tenido grandes impactos en los diferentes ecosistemas: el uso

indiscriminado de los recursos naturales y el manejo inadecuado de desechos,

necesarios para la producción de alimentos y de energía para concentraciones

humanas cada vez más numerosas, ha impuesto grandes presiones sobre el

ambiente, pero el hombre se ha vuelto irreversiblemente dependiente de estas

prácticas.

La visión en épocas recientes ha cambiado, generando una importante

preocupación por el daño del ambiente, por el agotamiento de los recursos

naturales, y están surgiendo estrategias que en el futuro cercano y a mediano

plazo nos permitirán seguirnos desarrollando de manera sustentable. Una parte

muy importante de las semillas de sustentabilidad se están gestando en el ámbito

de la biotecnología, ya que atañe en gran medida a las ciencias químico-biológicas

el estudio de estos problemas y el planteamiento de soluciones. La biotecnología

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es y deberá ser un actor fundamental en la generación de recursos eficientemente

renovables y con menos impacto en el ambiente.

En este contexto, la vinculación de recursos biológicos con la producción de

energía es un área de gran oportunidad que está siendo explorada por muchos

grupos de biotecnólogos en el mundo y en nuestro país. En el presente número de

la revista BioTecnología, se incluyen cinco artículos que dan cuenta de estas

áreas de oportunidad: la producción de biodiesel a partir de microalgas, el uso de

lignocelulosa para la producción de azúcares con el propósito de producir etanol,

la producción microbiana de butanol, etanol carburante y la generación de

bioelectricidad. Esto representa un abanico de importantes alternativas que tienen

como denominador común vincular a los recursos biológicos con la producción de

energía, buscando alternativas sustentables que en el futuro nos den mayor

certidumbre en el desarrollo humano, sobretodo en las grandes colectividades.

Dr. Mariano García-Garibay Departamento de Biotecnología, Unidad Iztapalapa

y División de Ciencias Biológicas y de la Salud, Unidad Lerma.

Universidad Autónoma Metropolitana.

EDITORIAL

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Guía de Autores

La revista puede recibir trabajos de investigación original así como de revisión en los campos de la biotecnología y bioingeniería. Todos los manuscritos serán sujetos a revisión por al menos dos miembros del Comité Editorial y deberán contar con una recomendación de aceptación para ser publicados.

Los idiomas de la revista son el Español y el Inglés.

Los trabajos se escribirán en hoja tamaño carta (21.6 cm x 27.6 cm). Los márgenes aplicados a todo el manuscrito serán de 2.5 cm para los extremos superior e inferior, así como 3 cm de cada lado. Las páginas deberán estar numeradas en la parte inferior y central de cada hoja.

Se recomienda que los trabajos completos tengan un máximo de 25 páginas, escritas con un interlineado de 1.5 renglones, incluyendo las tablas y figuras. Las publicaciones de trabajos originales y revisiones en la revista Biotecnología están exentas de costo para los autores.

Cuando corresponda, se recomienda el uso de abreviaturas para referirse a unidades de tiempo (h, min, s), de volumen (l, ml, µl), de peso (kg, g, mg, µg), DNA, RNA y otras comúnmente aceptadas en la literatura científica.

Los trabajos de investigación original pueden tocar cualquiera de los diversos campos que cultivan la biotecnología y la bioingeniería, desde sus aspectos fundamentales hasta las aplicaciones de los mismos, incluyendo: microbiología, bioquímica y biología molecular, procesos y proyectos, así como biotecnología marina y biotecnología aplicada a la salud, alimentos, agricultura, veterinaria, enzimas y ambiente. Los trabajos de investigación original serán divididos en las siguientes secciones: Introducción, Materiales y métodos, Resultados, Discusión, Referencias y Agradecimientos. Las secciones de Resultados y Discusión pueden presentarse combinadas. Los trabajos de revisión incluirán el tema y subtemas que a juicio de los autores sean necesarios para la mejor presentación de la información. Estos trabajos pueden cubrir los siguientes contenidos:

1. ¿Qué es y para qué sirve la Biotecnología?. Es decir: descripciones que ilustren y divulguen los distintos campos de la biotecnología, sus alcances y limitaciones, su historia y sus perspectivas.

2. Las fronteras de la biotecnología: revisiones de nuevos campos o nuevas aplicaciones de la

biotecnología. Por ejemplo: las perspectivas del uso de los genomas para el desarrollo de nuevas drogas o para el tratamiento de enfermedades metabólicas. Las perspectivas de la genómica (estudio sistemático de los genes y sus aplicaciones), la proteómica (predicción de la expresión de los genes en proteínas funcionales) y la fenómica (predicción de fenotipos o conductas de los organismos, en base a sus genes y a sus proteínas). El uso de la ingeniería genética para hacer

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ingeniería metabólica. Los nuevos tipos de reactores biológicos y los fenómenos de transporte implicados. Los nuevos esquemas de reacción, separación y control en procesos biotecnológicos.

3. Aplicaciones de la Biotecnología para resolver problemas o atender necesidades de la sociedad,

con especial atención a sus aplicaciones ya vigentes en México. Esta sección será dedicada a una empresa o institución (pública o privada) que desee difundir los logros obtenidos en algún campo de la biotecnología. Por ejemplo: empresas productoras de antibióticos o productos biológicos, empresas de ingeniería ambiental que usen procesos biotecnológicos, empresas agropecuarias, forestales o de acuacultura que usen tecnologías biológicas avanzadas, o empresas de transformación de alimentos que utilicen enzimas, cultivos de microorganismos, etc. Esta lista es indicativa pero no exhaustiva.

4. Problemas de bioseguridad, bioética y biodiversidad relacionados con las aplicaciones de la

biotecnología a la sociedad. Por ejemplo: análisis y comentarios sobre los debates acerca del uso de semillas transgénicas, los problemas de conservación y explotación de la biodiversidad mediante la biotecnología, los riesgos del uso de organismos transgénicos en diversos campos de la industria, los problemas de bioseguridad del uso de antibióticos y otros productos biotecnológicos.

5. La educación, la cultura y la difusión tecnológica en relación con la biotecnología. Por ejemplo:

comentarios de planes y programas, de estilos y necesidades de la enseñanza, del enfoque interdisciplinario, en carreras o planes de estudio directamente ligados con la biotecnología. También necesidades y modalidades sobre programas de extensión educativa para la industria, para el público consumidor o para grupos selectos de personas interesadas en la biotecnología (políticos, funcionarios de empresas, líderes de opinión). El uso de la informática en la difusión de la biotecnología, y en general, el análisis de necesidades, métodos y alternativas para difundir los conocimientos de la biotecnología.

6. Oportunidades y propuestas para mejorar la cooperación y el desarrollo biotecnológicos. Por

ejemplo: Análisis de las oportunidades vigentes de intercambio académico o comercial en biotecnología. Propuestas de nuevas formas de cooperación entre los sectores de investigación y la industria biotecnológica. Análisis y propuestas del uso óptimo de recursos humanos, financieros o materiales para mejorar la cooperación o el desarrollo de la biotecnología. En esta sección se dará espacio a los análisis, críticas o propuestas de los aspectos legales y fiscales que afecten e incluso puedan mejorar el desarrollo de la biotecnología en México. Tales como: la propiedad industrial, el régimen fiscal de las empresas, el costo del desarrollo biotecnológico y los subsidios o estímulos económicos para el desarrollo de la biotecnología.

Tanto los trabajos de investigación original como las revisiones deberán apegarse al siguiente

formato: 1. El título del manuscrito será puesto en negritas con letra Arial o equivalente tamaño 14. El

título deberá estar centrado.

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2. El nombre de los autores ocupará los siguientes renglones escribiendo el nombre y primer apellido de cada participante. Se usará letra Arial o equivalente tamaño 12. Los nombres de los participantes deberán estar centrados, señalando con un asterisco el autor responsable de la publicación. En el siguiente renglón con letra itálica Arial del mismo tamaño, se incluirá la dirección postal de la institución de adscripción de los autores, así como el e-mail del autor corresponsal.

3. Se deberá añadir un Resumen de no más de 250 palabras en Español y un Abstract en Inglés de

tamaño similar. 4. Se incluirán entre 3 a 6 Palabras clave: que permitan clasificar el artículo en una base de datos. Estas palabras deberán de incluirse en Español y en Inglés (Key words:). 5. Si el texto inicia con el nombre de algún subtema, éste de pondrá como primera línea en cursivas

con letra Arial o equivalente tamaño 10. Después en el siguiente renglón se iniciará el texto descriptivo usando letra Arial o equivalente tamaño 10. El texto deberá ser escrito con un interlineado de 1.5 renglones. Se deberá dejar un espacio de un renglón al inicio de una sección o subtema nuevo. Los géneros y especies deberán escribirse en letras itálicas.

6. Las figuras deberán numerarse con arábigos, correlativamente en orden de aparición en el texto.

No se integrarán al texto, sino al final del manuscrito. No obstante, para facilitar el trabajo de edición, se recomienda indicar la ubicación de las mismas en el momento en que son mencionadas por primera vez en el texto. Las figuras deben incluir un breve título explicativo en la parte inferior de la misma. Si es necesario incluir fotos, éstas se deberán designar como figuras. La impresión de las figuras e imágenes se hará en blanco y negro, por lo que se recomienda que muestren un buen contraste, en especial las figuras con varias líneas. Según el orden de aparición en el texto, las tablas también se numerarán con arábigos ubicados en la parte superior de las mismas e incluirán un breve título explicativo. Las notas en las tablas deberán ser indicadas con letras minúsculas en superíndice. La ubicación de las tablas será señalada en el texto pero se anexarán en hojas separadas después de las Referencias.

7. La información dada como referencias bibliográficas deberá permitir a los lectores llegar con

facilidad a tal fuente de información original, si ello fuera necesario. En el texto del trabajo, las referencias se citan por autor y año entre paréntesis redondos. Por ejemplo: “Martínez & García (1999) han demostrado que...”, o bien, “Datos recientes (Martínez & García, 1999) han demostrado que...”. Si la cita posee varios autores se escribira como sigue: “Gutiérrez et al. (2003), han demostrado….” O bien: “Datos recientes (Gutiérrez et al., 2003) han mostrado…” Si la cita es es una página de Internet, ésta deberá ponerse completa entre paréntesis directamente en el texto donde se mencione. La lista de Referencias se deberá escribir con el mismo tipo de letra del texto principal (Arial tamaño 10) de acuerdo al siguiente formato:

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Para revistas:

García-Carreño F, Cota K & Navarrete del Toro MA (2008) Phenoloxidase activity of hemocyanin in whiteleg shrimp, Penaeus vannamei: conversion, characterization of catalytic properties, and role in postmortem melanosis. J. Agric. Food Chem. 56: 6454-6459.

Para libros y capítulos de libros:

(Libro)

Ullrich M (2009) Bacterial Polysaccharides: Current Innovations and Future Trends. Horizon Scientific Press, Norwich.

(Capítulo de libro)

Sánchez S & Demain AL (2009) Metabolic regulation and overproduction of primary metabolites. In: Encyclopedia of Industrial Biotechnology. Bioprocess, Bioseparation, and Cell Technology (EIB). Flickinger MC (ed). John Wiley & Sons, Inc. Hoboken, NJ. pp. 396-458.

Para patentes:

Fenical WH, Jensen PR & Kwon HC (2009) Polyol macrolide antitumor-antibiotics from the marine actinomycete strain CNQ140. US patent 7,521,414.

Para congresos y reuniones: Se aceptarán un máximo de dos citas de este tipo.

Reyes N, Domínguez RM, Islas I & Solis S (2007) Inducción diferencial por pH y temperatura del Complejo pectinolítico producido por células inmovilizadas de Aspergillus HL. XII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería. Morelia Mich. México. OIII-12.

Para citas provenientes de internet: Se aceptará un máximo de dos citas de este tipo. Van Deuren J, Wang Z & Ledbetter J (1997) Remediation Technologies Screening Matrix and

Reference Guide. 3ª Ed. Technology Innovation Office, EPA. Disponible en: http://www.epa.gov/tio/ remed.htm.

Revistas electrónicas: Sun J, Lu X, Rinas U, & Zeng AP (2007) Metabolic peculiarities of Aspergillus niger disclosed by

comparative metabolic genomics. Genome Biol. 8: R182.

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Para tesis de pre y posgrado: Cárdenas C (2009) Evaluación del uso biotecnológico de la semilla de Ditaxis heterantha para la

Producción de safranal. Tesis de Maestra en Ciencias Bioquímicas. Universidad Nacional Autónoma de México. México D.F. pp. 1-78.

Cada autor es responsable de la precisión de las citas que emplea. Las citas de internet, congresos y reuniones, deberán evitarse al máximo.

Una vez que ha sido revisado y aceptado su trabajo, los autores deberán enviar una carta de cesión de los Derechos de Autor, de manera que la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería pueda hacer uso del artículo aceptado, o parte de él, con fines de divulgación y difusión de la actividad científica y tecnológica. En ningún caso, dichos derechos afectan la propiedad intelectual que es propia de los autores, para usar la totalidad o parte de ese artículo con fines no lucrativos.

Los trabajos solamente se reciben vía correo electrónico en la dirección smbiotec@yahoo.com.mx Al momento de recibirlo, se enviará un acuse de recibo al autor corresponsal, por lo que se pide incluir una dirección de correo electrónico para este fin, así como para mantener comunicación con el editor sobre la evolución de la revisión y sobre la aceptación del mismo.

Una vez aceptados, los trabajos son editados y enviados a los autores para su corrección. En esta condición no se permitirán cambios sustanciales en el contenido de los mismos sin la aprobación del editor en jefe. Una vez aprobada la prueba, el trabajo se publicará en línea y podrá ser consultado en la página de la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería AC http://www.smbb.com.mx/ La publicación en línea precederá a la publicación impresa.

Lignocelulosa Como Fuente de Azúcares Para la Producción de Etanol.

Laura Cuervo1, Jorge Luis Folch1, Rosa Estela Quiroz1,2*

1Centro de Investigación en Biotecnología, UAEM. 2Instituto de Biotecnología,

UNAM. Av. Universidad 2001 Col. Chamilpa, Cuernavaca, Mor. 62209, México. reqc@ibt.unam.mx

RESUMEN La lignocelulosa es el principal componente de la pared celular de las plantas, esta biomasa

producida por la fotosíntesis es la fuente de carbono renovable más prometedora para solucionar

los problemas actuales de energía. El principal impedimento tecnológico para la utilización de la

biomasa vegetal es, en general, la ausencia de una tecnología de bajo costo dirigida a la

recalcitrancia de la lignocelulosa. Se han desarrollado diversos métodos que mejoran la hidrólisis

de la lignocelulosa, como los pretratamientos fisicoquímicos y biológicos. La finalidad del

pretratamiento es remover la lignina, hidrolizar la hemicelulosa a azúcares fermentables, y reducir

la cristalinidad de la celulosa para liberar la glucosa. El propósito de esta revisión es mostrar un

panorama de los métodos que se han desarrollado para hidrolizar la lignocelulosa.

Palabras clave: celulosa, hidrólisis, pretratamientos químicos y biológicos.

ABSTRACT Lignocellulose, the main component of plant cell wall produced by photosynthesis is the most

promising renewable carbon source to overcome the energy crisis. The central technological

impediment to a more widespread utilization of this resource is the general absence of low-cost

technology for overcoming the recalcitrance of ligcellulosic biomass. Several methods have been

developed to improve lignocellulosic material hydrolysis, such as physicochemical and biological

pretreatments. The goal of both pretreatments is to remove lignin and hemicellulose, as well as

reducing cellulose crystallinity in order to release glucose units that can be used as a carbon source

for fermentation processes to obtain biofuels. The aim of this revision is to show a general view of

the methods developed to hydrolyze cellulosic material.

Key words: cellulose, hydrolysis, chemical and biological pretreatments.

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INTRODUCCIÓN La bioenergía es una de las fuentes de

energía renovables que puede reemplazar en

parte el uso de los combustibles fósiles.

Contribuye a la diversificación de la energía

de los países y a la apropiación de

tecnologías de energías emergentes,

reduciendo las emisiones de gas

invernadero, la generación de empleo en el

área rural y la sustitución de la importación

de combustibles (Islas et al., 2006). La

agencia internacional de energía (IEA, por

sus siglas en inglés) sugiere que a partir de

la biomasa se puede obtener cerca de un

tercio de la energía necesaria en África, Asia

y Latinoamérica (Somerville, 2007). El

material lignocelulósico es atractivo por su

bajo costo y alta disponibilidad en diversos

climas y localidades, sin embargo, el principal

impedimento para su utilización es la falta de

una tecnología de bajo costo para degradar

la fracción recalcitrante de la biomasa.

Aunque existen métodos físicoquímicos que

permiten utilizar la biomasa en la producción

de biocombustibles, una alternativa

prometedora son los métodos biológicos que

utilizan organismos celulolíticos para obtener

azúcares fermentables (Lynd et al., 2002).

Los sustratos más utilizados para producir

biocombustibles son la caña de azúcar y el

maíz, siendo Brasil el mayor productor de

bioetanol a partir de caña de azúcar y

Estados Unidos que emplea el maíz; las

fuentes celulósicas potencialmente utilizables

son los desechos de la industria maderera,

residuos de cosechas (bagazos), hierbas,

aserrín y desechos sólidos de animales (Gray

et al., 2006).

COMPOSICIÓN DEL MATERIAL LIGNOCELULÓSICO

La lignocelulosa (celulosa, hemicelulosa y

lignina) es el principal y más abundante

componente de la biomasa producida por la

fotosíntesis, anualmente se forman 200,000

millones de toneladas en el mundo

(Ragauskas et al., 2006). La pared celular de

las plantas está formada por lignocelulosa, la

composición y porcentajes de los polímeros

varían entre las especies de plantas, incluso La lignocelulosa (celulosa, hemicelulosa y

lignina) es el principal y más abundante

componente de la biomasa producida por la

fotosíntesis, anualmente se forman 200,000

millones de toneladas en el mundo

(Ragauskas et al., 2006). La pared celular de

las plantas está formada por lignocelulosa, la

composición y porcentajes de los polímeros

varían entre las especies de plantas, incluso

entre la edad y la etapa de crecimiento

(Jeffries, 1994). La celulosa es un polímero

de D-glucosa unida por enlaces glucosídicos

-1,4 que se estructuran en largas cadenas

lineales (microfibrillas) unidas por puentes de

hidrógeno y fuerzas de van der Waals

intramoleculares, formando una estructura

cristalina resistente a la hidrólisis y regiones

amorfas susceptibles a la degradación

enzimática (Ovando & Waliszewski, 2005;

Béguin & Aubert, 1994). La celulosa es

sintetizada, en menores proporciones, por

bacterias del género Acetobacter y los

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tunicados (Czaja et al., 2007; Sasakura et al.,

2005). La hemicelulosa es un polímero

complejo de heteropolisacáridos formado por

pentosas (D-xilosa y L-arabinosa) y hexosas

(D-glucosa, D-manosa y D-galactosa) que

forman cadenas ramificadas y los ácidos 4-

O-metilglucurónico, D-galacturónico y D-

glucurónico, los azúcares están unidos por

enlaces -1,4 y ocasionalmente por enlaces

-1,3 (Pérez, et al., 2002). La lignina es un

heteropolímero amorfo, tridimensional y

ramificado formado por alcoholes aromáticos

que da soporte estructural, rigidez,

impermeabilidad y protección a los

polisacáridos estructurales (celulosa y

hemicelulosa) y es altamente resistente a la

degradación química y biológica (Aro et al.,

2005) (Fig.1). Existen dos tipos de sistemas

enzimáticos extracelulares: los que producen

hidrolasas que degradan la celulosa

(celulasas) y la hemicelulosa (hemicelulasas)

y los que despolimerizan la lignina por

reacciones de oxidación (peroxidasas y

lacasas) (Pérez et al., 2002). En los residuos

lignocelulósicos existe una variación en el

contenido de celulosa, hemicelulosa y lignina

como se muestra en la Tabla 1.

Fig.1. Estructura de la lignocelulosa. La celulosa, la hemicelulosa y la lignina forman estructuras llamadas microfibrillas, organizadas en macrofibras que regulan la estabilidad de la pared celular de las plantas (Tomada de Rubin, 2008).

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Tabla 1. Contenido de celulosa, hemicelulosa y lignina de residuos agrícolas y desechosa

Material lignocelulósico Celulosa (%) Hemicelulosa (%) Lignina (%)

Madera dura 40-55 24-40 18-25 Madera suave 45-50 25-35 25-35 Cáscara de nuez 25-30 25-30 30-40 Olote de maíz 45 35 15 Desechos de pastos 25-40 35-40 18-30 Papel 85-99 0 0-15 Paja de trigo 30 50 15 Hojas 15-20 80-85 0 Algodón 80-95 0 0 Papel periódico 40-55 25-40 18-30 Desecho de papel de pulpeos químicos 60-70 10-20 5-10 Desechos sólidos de aguas residuales 8-15 NDb 24-29 Desechos animales (cerdos) 6 28 NDb Desechos sólidos de ganado 1.6-4.7 1.4-3.3 2.7-5.7 Hierba Bermuda 25 35.7 64 Pastos de crecimiento rápido 45 31.4 12

aSung & Chen, 2002, bND-No disponible

DEGRADACIÓN DE LA CELULOSA Organismos degradadores de la celulosa

Los hongos basidiomicetos y las bacterias

aerobias degradan el material celulósico a

través de la producción de celulasas extracelulares (Lynd et al., 2002). Entre este

grupo se encuentran las bacterias del género

Cellulomonas (Elberson et al., 2000) y

Streptomyces (Alani et al., 2008), así como

los hongos basidiomicetos responsables de

la pudrición de la madera (Baldrian &

Valaskova, 2008), que son los organismos

más estudiados en esta área porque

producen celulasas y actualmente dominan

las aplicaciones industriales. Entre estos

últimos se encuentran Sclerotium rolfsii,

Phanerochaete chrysosporium, Volvariella

volvacea, Schizophyllum commune,

Pycnoporus sanguineus, Bjerkandera adusta,

y algunos ascomicetos como Trichoderma

reesei, y especies de Aspergillus, y

Penicillium (Sternberg, 1976; Duff & Murray,

1996; Ding et al., 2006; Quiroz-Castañeda et

al., 2009). Los hongos y bacterias anaerobias

degradan la celulosa a través de

celulosomas, habitan en aguas residuales y

en el rumen y el tracto intestinal de los

animales herbívoros e insectos como

escarabajos y termitas (Cazemier et al.,

2003; Warnecke et al., 2003). Bacterias

pertenecientes a este grupo son Clostridium

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y Ruminococcus y los hongos Anaeromyces

mucronatus, Caecomyces communis,

Cyllamyces aberencis, Neocallimastix

frontalis, Orpinomyces sp. y Piromyces sp.

(Doi, 2008; Teunissen & Op den Camp,

1993).

Los microorganismos aerobios producen

celulasas con diferentes especificidades y

modos de acción, actuando en sinergismo

para hidrolizar la celulosa (Henrissat, 1991).

Hay tres tipos de celulasas (Fig.2): las

endoglucanasas (EGs) (EC 3.2.1.4), que

cortan azarosamente en regiones amorfas de

la celulosa generando oligosacáridos, esto

causa la disminución en el largo de las

cadenas y un incremento de los azúcares

reductores; las exoglucanasas o celobiohidrolasas (CBHs) (EC 3.2.1.74),

que actúan sobre los extremos reductor y no

reductor de las cadenas de celulosa

liberando glucosa o celobiosa y las -

glucosidasas (EC 3.2.1.21) que hidrolizan la

celobiosa y las celodextrinas para liberar dos

moléculas de glucosa (Lynd et al., 2002).

Fig. 2. Representación esquemática de la hidrólisis de la celulosa amorfa y cristalina en el sistema de celulasas complejo (A) y no complejo (B) (Modificado de Lynd et al., 2002).

Degradación del material lignocelulósico:

Pretratamientos. Existen tres pasos principales en el

proceso de conversión de la lignocelulosa:

1) Pretratamiento: mejora el acceso de las

enzimas a la celulosa.

2) Sacarificación enzimática: uso de

celulasas y ocasionalmente hemicelulasas.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 15

3) Fermentación: de los azúcares liberados.

La finalidad del pretratamiento es remover

la lignina y la hemicelulosa, reducir la

cristalinidad de la celulosa e incrementar la

porosidad del material, mejorando la

liberación de azúcares y evitando la

degradación o pérdida de carbohidratos así

como la formación de compuestos inhibitorios

para la posterior fermentación. Existen

diversos procesos para el pretratamiento de

materiales lignocelulósicos (Sun & Cheng,

2002).

MÉTODOS FÍSICOS Fragmentación mecánica y pirólisis El material lignocelulósico es

fragmentado, triturado y molido (hasta 0.2–2

mm) para aumentar el área de contacto,

facilitando el acceso de las celulasas a las

fibras de celulosa y aumentando su

conversión (Millet et al., 1976). En la pirólisis

la lignocelulosa se descompone en diferentes

productos gaseosos y carbón residual

cuando es tratada con temperaturas altas de

hasta 300ºC (Kilzer & Broido, 1965). Aunque

es un método eficiente para tratar el material

lignocelulósico tiene un costo elevado en

comparación con otros métodos.

MÉTODOS FÍSICO-QUÍMICOS Explosión por vapor

Es uno de los pretratamientos más efectivos

para las maderas duras y desechos

agrícolas, pero menos eficiente para

maderas suaves (Clark & Mackie, 1987). La

biomasa es tratada con vapor saturado a una

temperatura de 160–260°C (0.69–4.83 MPa)

durante cierto tiempo causando reacciones

de autohidrólisis, donde la hemicelulosa y

lignina son convertidos en oligómeros

solubles. La adición de H2SO4 mejora la

posterior hidrólisis enzimática y disminuye la

producción de compuestos inhibitorios. Los

factores que afectan el proceso son el tiempo

del tratamiento, la temperatura, el tamaño de

partícula y el contenido de humedad (Duff &

Murray, 1996). Las ventajas de este método

son un requerimiento bajo de energía

comparado con los métodos físicos

convencionales que requieren 70% más

energía para alcanzar el mismo tamaño de

reducción de las partículas (Holtzapple et al.,

1989). Las limitantes del proceso son la

destrucción parcial del xilano y la separación

incompleta de la lignina y los carbohidratos,

así como la generación de compuestos

inhibitorios para los microorganismos

utilizados en procesos de fermentación

(Mackie et al., 1985).

Explosión de fibra de amoníaco (AFEX)

Este pretratamiento mejora

significativamente la tasa de sacarificación de

diversos sustratos lignocelulósicos (Mes-

Hartree et al., 1988; Vlasenko et al., 1997;

Reshamwala et al., 1995) los cuales son

tratados con amoniaco a alta temperatura y

presión. Es eficiente para sustratos con poca

lignina, logrando hasta el 90% de la hidrólisis

de la celulosa y hemicelulosa (Holtzapple et

al., 1991) y no se producen inhibidores ni se

requiere que el material lignocelulósico sea

triturado. Para reducir los costos y proteger el

ambiente, el amoniaco se recicla después del

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 16

reducir los costos y proteger el ambiente, el

amoníaco se recicla después del

pretratamiento (Dale et al., 1984). El efecto

de los métodos físicoquímicos varía de

acuerdo al material lignocelulósico, como se

observa en la Tabla 2.

MÉTODOS QUÍMICOS Ozonólisis

El ozono degrada la lignina y la

hemicelulosa de sustratos como la paja de

trigo y de algodón, el bagazo de caña y el

aserrín de pino y álamo (Ben-Ghedalia &

Tabla 2. Solubilización de los componentes lignocelulósicos después de pretratamientos fisicoquímicosa

Proceso Celulosa Hemicelulosa Lignina

Explosión de vapor Despolimerización 80-100% de Poca o nula Hidrólisis ácida Despolimerización Solubilización a Poca o nula

Solventes orgánicos Solubilización Solubilización Termólisis Poca 80-100% de

AFEX Descristalización 0-60% de Solubilización Hidrólisis alcalina Relajamiento >50% de Solubilización

aLynd et al., 2002

Miron, 1981). Las reacciones ocurren a

presión y temperatura ambiente, se remueve

la lignina hasta en un 8% y el rendimiento

aumenta en un 57%, no produce residuos

tóxicos pero se requiere una gran cantidad

de ozono lo que eleva los costos (Vidal &

Molinier, 1988).

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 17

Hidrólisis ácida

Los ácidos como el H2SO4 y HCl

concentrados son poderosos agentes que

hidrolizan la celulosa, pero son tóxicos,

corrosivos y peligrosos por lo que requieren

reactores que resistan su corrosión. Se

emplean altas temperaturas y ácidos diluidos

que hidrolizan la hemicelulosa en azúcares

solubles en agua, en los residuos queda la

celulosa y la lignina, esta última se extrae

con solventes orgánicos. El pretratamiento

con ácidos mejora la hidrólisis de la celulosa,

pero su costo es alto en comparación con

otros pretratamientos y requiere una

neutralización del pH para evitar la inhibición

de la fermentación (Eggeman & Elander,

2005).

Hidrólisis alcalina

Es la adición de bases diluidas a la

biomasa y su eficiencia depende del

contenido de lignina de los materiales. El

hidróxido de sodio diluido produce un

hinchamiento, permitiendo un incremento en

el área de superficie interna reduciendo el

grado de polimerización y cristalinidad de la

celulosa, causando la separación de las

uniones estructurales entre la lignina y los

carbohidratos (Fan et al., 1987). En las

maderas duras hay un incremento en la

digestibilidad y un descenso del contenido de

lignina, en maderas suaves con lignina hasta

en un 26% no se han obtenidos resultados

eficientes; en general la utilización de bases

permite la disolución de la lignina, pero sus

costos son altos, haciendo estos métodos no

competitivos a gran escala (Sun & Cheng,

2002).

Deslignificación oxidativa

El pretratamiento con peróxido de

hidrógeno (agente oxidante) aumenta la

susceptibilidad a la hidrólisis enzimática al

eliminar cerca del 50% de la lignina y la

mayoría de la hemicelulosa, las cuales son

solubilizadas liberando la glucosa durante la

sacarificación (Azzam, 1989).

Proceso organosolvente

Se utilizan solventes orgánicos como

metanol, etanol y acetona así como también

ácidos inorgánicos como catalizadores

(H2SO4 ó HCL) que rompen los enlaces de la

lignina y la celulosa. La remoción de

solventes del sistema es necesaria, ya que

inhiben el crecimiento de los organismos, la

hidrólisis enzimática y la fermentación (Zhao

et al., 2009).

MÉTODOS BIOLÓGICOS Los tratamientos biológicos son

amigables con el ambiente e incrementan la

accesibilidad al material celulósico

favoreciendo una subsecuente hidrólisis y

fermentación, sin embargo, es un proceso

lento que limita su aplicación a nivel industrial

(Hatakka, 1983). Las principales ventajas son

el alto rendimiento del producto, las

condiciones moderadas de la reacción, la

poca generación de compuestos tóxicos y

una mínima demanda de energía (Kirk &

Jeffries, 1996). Algunas bacterias y hongos

de podredumbre blanca y parda oxidan

completamente la madera, por lo que tienen

aplicaciones biotecnológicas en la conversión

de la lignocelulosa a productos de valor

industrial (Balan et al., 2008; Martínez et al.,

1998). Se han llevado a cabo búsquedas de

organismos con capacidades celulolíticas,

como en el trabajo de Li et al. (2008) que

evaluaron la capacidad de Fusarium concolor

para deslignificar la paja de trigo en 5 días, y

proponen que podría utilizarse en

pretratamientos de materiales

lignocelulósicos usados en la industria del

biopulpeo y la bioconversión a etanol. Zhang

et al. (2007) utilizaron Coriolus versicolor en

el pretratamiento del bambú, observando una

disminución en la cantidad de lignina y

hemicelulosa y un aumento hasta del 37% en

la tasa de sacarificación después del

tratamiento. Schilling et al. (2009) trataron

restos de pino y abeto con hongos de

podredumbre parda, Gloeophyllum trabeum y

Fomitopsis pinicola, logrando un incremento

en el proceso de sacarificación. Algunas

bacterias celulolíticas utilizadas en

pretratamientos biológicos son

Sphingomonas paucimobilis y Bacillus

circulans que incrementan la liberación de

azúcares hasta en un 94% a partir de papel

de oficina (Kurakake et al., 2007). El

descubrimiento de enzimas con propiedades

importantes resulta muy valioso, Quiroz-

Castañeda et al. (2009) reportaron la

caracterización de la actividad celulolítica de

los hongos P. sanguineus y B. adusta en paja

de trigo, cuyas enzimas son capaces de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 18

tolerar condiciones elevadas de temperatura

y funcionan en un amplio rango de pH, lo que

los hace potenciales candidatos para ser

utilizados en procesos industriales que

requieren la hidrólisis de la celulosa.

Una alternativa atractiva a la

bioconversión es la sacarificación y

fermentación simultánea (SSF), en donde las

enzimas hidrolíticas y los microorganismos

fermentativos están en un mismo reactor

(Chandrakant & Bisaria, 1998). La SSF

consolida la hidrólisis de la celulosa y la

fermentación de los azúcares en un solo

paso, sin embargo, la actividad de las

celulasas puede ser inhibida por productos

finales como la celobiosa y la glucosa. Entre

los organismos usados en la sacarificación y

fermentación simultánea están S. cerevisiae,

diversas especies de Kluyveromyces y

Candida (van Markis et al., 2006). El proceso

de SSF tiene las siguientes ventajas: (1)

aumentar la tasa de hidrólisis por conversión

de los azúcares que inhiben la actividad de

las celulasas; (2) disminuir los requerimientos

de enzimas; (3) elevar el rendimiento del

producto; (4) remover inmediatamente la

glucosa al producir el etanol; (5) duración

corta del proceso y (6) utilización de un único

reactor. En cuanto a las desventajas se

encuentran la incompatibilidad entre la

temperatura de hidrólisis y de fermentación,

la tolerancia de los microorganismos al etanol

así como la inhibición de las enzimas por el

producto (Sun & Cheng, 2002).

OBTENCIÓN DE ETANOL A PARTIR DE CELULOSA CON LEVADURAS

Los azúcares obtenidos de la biomasa

celulósica pueden ser utilizados en la

producción de bioetanol. La producción de

etanol a partir de celulosa se logra a través

de la degradación de ésta para obtener celo-

oligosacáridos y glucosa, seguido de la

conversión de la glucosa a etanol por

diferentes microorganismos como levaduras

y bacterias (Kotaka et al., 2008). En los

siguientes párrafos se describen las

estrategias que se han seguido para generar

levaduras que puedan hidrolizar celulosa

mediante la expresión heteróloga de genes

que codifican para celulasas. La levadura Saccharomyces cerevisiae es

un huésped atractivo para la producción de

proteínas recombinantes de importancia

médica y alimenticia, debido a que es un

organismo no patógeno libre de endotoxinas

para el hombre y su utilización a escala

industrial se remonta hace siglos. Presenta

como ventajas su fácil manejo y alta

velocidad de crecimiento en comparación con

las bacterias en condiciones anaerobias,

posee una organización subcelular

eucarionte capaz de realizar los procesos

postraduccionales de proteínas complejas.

Las levaduras además, secretan proteínas

por medio de un sistema de

multicomponentes, permitiendo la

maduración, el plegamiento correcto y la

formación de enlaces disulfuro en éstas, así

como la glicosilación y otros procesos

postraduccionales (Barnett, 1992). La producción de etanol a partir del

material celulósico ha sido motivo de

numerosas investigaciones y se ha utilizado

a S. cerevisiae para expresar genes de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 19

celulasas con la finalidad de sacarificar y

fermentar simultáneamente. En S. cerevisiae

se han expresado genes que codifican para

celulasas de hongos y bacterias con la

finalidad de evaluar la hidrólisis de los

diferentes polisacáridos de la pared celular.

Penttilä et al. (1988) expresaron

eficientemente en S. cerevisiae dos

celobiohidrolasas, CBHI and CBHII, del

hongo ascomiceto Trichoderma reesei, se

encontró que ambas enzimas fueron capaces

de hidrolizar celulosa amorfa e incluso

celulosa cristalina. En esta levadura, también

se ha expresado de manera eficiente el gen

de una endoglucanasa (cen1) del hongo

basidiomiceto Irpex lacteus, observando un

fuerte efecto sinérgico en la degradación de

celulosa cristalina (Avicel) y amorfa cuando

se coexpresó con el gen de una

celobiohidrolasa (ex1) del mismo hongo

(Toda et al., 2005).

Existe evidencia que demuestra que la

expresión de genes de celulasas en S.

cerevisiae permite incrementar la utilización

del material celulósico para la obtención de

combustibles como el etanol, por ejemplo,

Fujita et al. (2002) coexpresaron los genes

de una -glucosidasa (bgl1) del hongo

Aspergillus aculeatus y de una

endoglucanasa (egII) de T. reesei en células

de levadura para producir etanol utilizando

como sustrato un -glucano de cebada

(polisacárido de 1200 residuos de glucosa

unidas por enlaces -1,4), las levaduras

recombinantes fueron capaces de fermentar

45 g/l del -glucano para producir 16.5 g/l de

etanol en un periodo de 50 horas. El

rendimiento fue de 0.48 g/g en términos de

gramos de etanol producidos por gramo de

carbohidrato y corresponde al 93.3% del

rendimiento teórico. Este resultado muestra

una sacarificación y fermentación simultánea

eficiente de la celulosa para obtener etanol

empleando células recombinantes de

levadura que expresan enzimas celulolíticas.

La expresión en S. cerevisiae de los

genes que codifican para tres enzimas

celulolíticas: una -glucosidasa (bgl1) de A.

aculeatus y una endoglucanasa (egII) y una

celobiohidrolasa (cbhII) de T. reesei permiten

una fermentación directa y eficiente de la

celulosa amorfa a etanol logrando un 88.5%

del rendimiento teórico; este biocatalizador

tiene la habilidad de inducir de manera

sinérgica y secuencial la degradación de

celulosa para la producción de etanol (Fujita

et al., 2004).

Se han realizado diversos esfuerzos

enfocados en la expresión de genes de

enzimas hidrolíticas en levaduras que

permitan la utilización del material vegetal

como materia prima en la producción de

bioetanol; sin embargo, el crecimiento y la

producción de etanol utilizando cepas de

levadura de laboratorio es mucho menor si se

compara con cepas utilizadas en la industria,

como las levaduras empleadas en la

elaboración de bebidas como el sake, estas

levaduras proliferan rápidamente, fermentan

vigorosamente y tienen una alta resistencia al

etanol, como lo reportado por Kotaka et al.

(2008) quienes expresaron en S. cerevisiae

GRI-117-UK tres genes de betaglucosidasas

y dos genes de endoglucanasas de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 20

Aspergillus oryzae, utilizando como sustrato

un -glucano de cebada con características

similares al material celulósico. La conversión

del -glucano a etanol fue del 69.6 % del

rendimiento teórico y se obtuvo una

concentración de 7.94 g/l de etanol en 24

horas, lo que hace atractivo el uso de este

tipo de levaduras para la conversión de la

biomasa en energía.

Cabe mencionar que la degradación de la

biomasa vegetal genera además de las

hexosas, grandes cantidades de azúcares

como la xilosa y la arabinosa que no pueden

ser fermentados por S. cerevisiae. Como se

describe en otro capítulo de este número, S.

cerevisiae y otras levaduras han sido

manipulada genéticamente para transportar y

fermentar pentosas (Becker & Boles, 2003;

Jeffries, 2006). La integración de ambas

estrategias, la de metabolizar toda la

variedad de azúcares presentes en los

hidrolizados de lignocelulosa, así como la de

hidrolizar celulosa mediante la expresión

heteróloga de celulasas en cepas de

levaduras industriales productoras de etanol,

permite preveer los alcances que tendrá la

biotecnología en la producción de etanol que

no proviene de alimentos.

CONCLUSIONES Actualmente la obtención de los

energéticos derivados del petróleo atraviesa

una fuerte crisis debido a una disminución en

sus reservas, por lo cual la aplicación de

nuevas tecnologías dirigidas a generar

combustibles a partir de materiales

renovables como la lignocelulosa, y no de

alimentos, representa una alternativa viable a

la demanda energética mundial. En el

material lignocelulósico se dispone de una

gran cantidad de azúcares fermentables, sin

embargo, su utilización se puede ver

impedida por la recalcitrancia intrínseca del

material, una solución a este problema han

sido los diversos métodos físicoquímicos y

biológicos que se han desarrollado para

liberar los azúcares fermentables y obtener

bioetanol. Algunas estrategias utilizando

microorganismos como las levaduras se han

enfocado en la obtención de etanol a partir

de lignocelulosa mediante la expresión de

enzimas celulolíticas y aprovechando la

capacidad fermentadora de la levadura. En

este proceso de sacarificación y fermentación

simultánea se han obtenido cantidades y

rendimientos significativos de etanol lo cual

representa un punto de partida que conducirá

al desarrollo de tecnologías encauzadas a

satisfacer las necesidades energéticas en el

futuro.

REFERENCIAS Alani F, Anderson WA & Moo-Young M

(2008) New isolate of Streptomyces sp.

with novel thermoalkalotolerant cellulases

Biotechnol. Lett. 30: 123-126.

Aro N, Pakula T & Penttila M (2005)

Transcriptional regulation of plant cell wall

degradation by filamentous fungi. FEMS

Microbiol. Rev. 29: 719–739.

Azzam AM (1989) Pretreatment of cane

bagasse with alkaline hydrogen peroxide

for enzymatic hydrolysis of cellulose and

ethanol fermentation. J. Environ. Sci.

Health. 24: 421–433.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 21

Balan V, da Costa Sousa L, Chundawat SP,

Vismeh R, Jones AD & Dale BE (2008)

Mushroom spent straw: a potential

substrate for an ethanol-based

biorefinery. J. Ind. Microbiol. Biotechnol.

35: 293-301.

Barnett JA (1992) The taxonomy of genus

Saccharomyces Meyen ex Reess: a short

review for non-taxonomist. Yeast, 8: 1-23.

Baldrian P & Valaskova V (2008) Degradation

of cellulose by basidiomycetous fungi.

FEMS Microbiol. Rev. 32: 501–521.

Becker J & Boles E (2003) A modified

Saccharomyces cerevisiae strain that

consumes L-arabinose and produces

ethanol. Appl. Environ. Microbiol. 69:

4144-4150.

Béguin P & Aubert JP (1994) The biological

degradation of cellulose. FEMS Microbiol.

Rev. 13: 25-58.

Ben-Ghedalia D & Miron J (1981) The effect

of combined chemical and enzyme

treatment on the saccharification and in

vitro digestion rate of wheat straw.

Biotechnol. Bioeng. 23: 823–831.

Cazemier AE, Verdoes JC, Reubsaet FA,

Hackstein JH, van der Drift C & Op den

Camp HJ (2003) Promicromonospora

pachnodae sp. nov., a member of the

(hemi) cellulolytic hindgut flora of larvae

of the scarab beetle Pachnoda marginata.

Antonie Van Leeuwenhoek 83: 135-48.

Chandrakant P & Bisaria VS (1998)

Simultaneous bioconversion of cellulose

and hemicellulose to ethanol. Crit. Rev.

Biotechnol. 18: 295–331.

Clark TA & Mackie KL (1987) Steam

explosion of the soft-wood Pinus radiata

with sulphur dioxide addition. I. Process

optimization. J. Wood Chem. Technol. 7:

373–403.

Czaja WK, Young DJ, Kawecki M & Brown

RM (2007) The future prospects of

microbial cellulose in biomedical

applications. Biomacromolecules 8: 1-12.

Dale BE, Henk LL & Shiang M (1984)

Fermentation of lignocellulosic materials

treated by ammonia freeze-explosion.

Dev. Ind. Microbiol. 26: 223–233.

Ding SJ, Ge W & Buswell JA (2006) Cloning

of multiple cellulose cDNAs from

Volvariella volvacea and their differential

expression during substrate colonization

and fruiting. FEMS Microbiol. Lett. 263:

207-213.

Doi RH (2008) Cellulases of mesophilic

microorganisms: Cellulosome & Non-

Cellulosome Producers. Ann. NY Acad.

Sci. 1125: 267-279.

Duff SJB & Murray WD (1996). Bioconversion

of forest products industry waste

cellulosics to fuel ethanol: a review.

Bioresour. Technol. 55: 1–33.

Eggeman T & Elander RT (2005) Process

and economic analysis of pre-treatment

technologies. Bioresour.Technol. 96:

2019-2025.

Elberson MA, Malekzadeh F, Yazdi MT,

Kameranpour N, Noori-Daloii MR, Matte

MH, Shahamat M, Colwell RR & Sowers

KR (2000) Cellulomonas persica sp. nov.

and Cellulomonas iranensis sp. nov.,

mesophilic cellulose-degrading bacteria

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 22

isolated from forest soils. Int. J. Syst.

Evol. Microbiol. 50: 993-996.

Fan LT, Gharpuray MM & Lee YH (1987) In:

Cellulose Hydrolysis Biotechnology

Monographs. Editor (ed). Springer, Berlin,

p. 57.

Fujita Y, Takahashi S, Ueda M, Tanaka A,

Okada H, Morikawa Y, Kawaguchi T, Arai

M, Fukuda H & Kondo A (2002) Direct

and efficient production of ethanol from

cellulosic material with a yeast strain

displaying cellulolytic enzymes. Appl.

Environ. Microbiol. 68: 5136-5141.

Fujita Y, Ito J, Ueda M, Fukuda H & Kondo A

(2004) Synergistic saccharification, and

direct fermentation to ethanol, of

amorphous cellulose by use of an

engineered yeast strain codisplaying

three types of cellulolytic enzyme. Appl.

Environ. Microbiol. 70: 1207-1212.

Gray KS, Zhao L & Emptage M (2006)

Bioethanol. Curr. Opin. Chem. Biol. 10:

141-146.

Hatakka AI (1983) Pretreatment of wheat

straw by white-rot fungi for enzymatic

saccharification of cellulose. Appl.

Microbiol. Biotechnol. 18: 350–357.

Henrissat, B (1991). A classification of

glycosyl hydrolases based on aminoacid

sequence similarities. Biochem. J. 280:

309–316.

Holtzapple MT, Humphrey AE & Taylor JD

(1989) Energy requirements for the size

reduction of poplar and aspen wood.

Biotechnol. Bioeng. 33: 207–210.

Holtzapple MT, Jun JH, Ashok G, Patibandla

SL & Dale BE (1991) The ammonia

freeze explosion (AFEX) process: a

practical lignocellulose pretreatment.

Appl. Biochem. Biotechnol. 28/29: 59–74.

Islas J, Manzini F & Masera O (2007) A

prospective study of bioenergy use in

Mexico. Energy. 32: 2306-2320.

Jeffries TW (1994) Biodegradation of lignin

and hemicelluloses. In: Biochemistry of

microbial degradation. Ratledge C (ed.)

Kluwer, Dordrecht, pp. 233–277.

Jeffries TW (2006) Engineering yeasts for

xylose metabolism. Curr. Opin.

Biotechnol. 17: 320-326.

Karhumaa K, Wiedemann B, Hahn-Hägerdal

B, Boles E & Gorwa-Grauslund M (2006)

Co-utilization of L-arabinose and D-xylose

by laboratory and industrial

Saccharomyces cerevisiae strains.

Microb. Cell Fact. 5: 18.

Kilzer FJ & Broido A (1965) Speculations on

the nature of cellulose pyrolysis.

Pyrodynamics 2: 151–163.

Kirk TK & Jeffries TW (1996) Roles for

microbial enzymes in pulp and paper

processing. In: Enzymes for pulp and

paper processing. Jeffries TW &Viikari L

(eds) American Chemical Society,

Washington DC. pp. 2–14.

Kotaka A, Bando H, Kaya M, Kato-Murai M,

Kuroda K, Sahara H, Hata Y, Kondo A &

Ueda M (2008) Direct etanol production

from barley -glucan by sake yeast

displaying Aspergillus oryzae -

glucosidase and endoglucanase. J.

Biosci. Bioeng. 105: 622-627.

Kurakake M, Ide N & Komaki T (2007)

Biological pretreatment with two bacterial

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 23

strains for enzymatic hydrolysis of office

paper. Curr. Microbiol. 54: 424-428.

Li L, Li XZ, Tang WZ, Zhao J & Qu YB (2008)

Screening of a fungus capable of

powerful and selective delignification on

wheat straw. Lett. Appl. Microbiol. 47:

415-420.

Lynd L, Weimer P, van Zyl W & Pretorius I

(2002) Microbial Cellulose Utilization:

Fundamentals and Biotechnology.

Microbiol. Mol. Biol. Rev. 3: 506–577.

Mackie KL, Brownell HH, West KL & Saddler

JN (1985) Effect of sulphur dioxide and

sulphuric acid on steam explosion of

aspenwood. J. Wood Chem. Technol. 5:

405–425.

Martínez A, Speranza M, Ruiz-Dueñas F,

Ferreira P, Camarero S, Guillén F,

Martínez M, Gübitz GM, Mansfield SD,

Böhm D & Saddler JN (1998) Effect of

endoglucanases and hemicellulases in

magnetic and floatation deinking of

xerographic and laser-printed papers. J.

Biotechnol. 65: 209–219.

Mes-Hartree M, Dale BE & Craig WK (1988)

Comparison of steam and ammonia

pretreatment for enzymatic hydrolysis of

cellulose. Appl. Microbiol. Biotechnol. 29:

462–468.

Millet MA, Baker AJ & Scatter LD (1976)

Physical and chemical pretreatment for

enhancing cellulose saccharification.

Biotech.Bioeng. Symp. 6: 125–153.

Ovando-Chacón SL & Waliszewski KN (2005)

Preparativos de celulasas comerciales y

aplicaciones en procesos extractivos.

Universidad y Ciencia, 21: 111-120.

Penttilä ME, Andre L, Lehtovaara P, Bailey

M, Teeri TT & Knowles JKC (1988)

Efficient secretion of two fungal

cellobiohydrolases by Saccharomyces

cerevisiae. Gene 63: 103–112.

Pérez J, Muñoz-Dorado A, De la Rubia T &

Martínez, E (2002) Biodegradation and

biological treatments of cellulose,

hemicellulose and lignin: an overview. Int.

Microbiol. 5: 53–63.

Quiroz-Castañeda RE, Balcázar-López E,

Dantán-González E, Martinez A, Folch-

Mallol JL & Martínez-Anaya C (2009)

Characterization of cellulolytic activities of

Bjerkandera adusta and Pycnoporus

sanguineus on solid wheat straw medium.

Electron. J. Biotechnol. [online].

http://www.ejbiotechnology.cl/content/vol1

2/issue4/full/3/index.html

Ragauskas AJ, Williams CK, Davison BH,

Britovsek G, Cairney J, Eckert CA,

Frederick WJ Jr, Hallett JP, Leak DJ,

Liotta CL, Mielenz JR, Murphy R, Templer

R & Tschaplinski T (2006) The path

forward for biofuels and biomaterials.

Science. 311: 484-489.

Reshamwala S, Shawky BT, & Dale BE

(1995) Ethanol production from enzymatic

hydrolysates of AFEX-treated coastal

Bermuda grass and switchgrass. Appl.

Biochem. Biotechnol. 51/52: 43–55.

Rubin EM (2008) Genomics of cellulose

biofuels. Nature 4: 841-845.

Sasakura Y, Nakashima K, Awazu S,

Matsuoka T, Nakayama A, Azuma J &

Satoh N (2005) Transposon-mediated

insertional mutagenesis revealed the

functions of animal cellulose synthase in

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 24

the ascidian Ciona intestinalis. Proc. Natl.

Acad. Sci. USA. 102: 15134-15139.

Vlasenko EY, Ding H, Labavitch JM &

Shoemaker SP (1997) Enzymatic

hydrolysis of pretreated rice straw.

Bioresour. Technol. 59: 109–119.

Schilling JS, Tewalt JP & Duncan SM (2009)

Synergy between pretreatment

lignocellulose modifications and

saccharification efficiency in two brown

rot fungal systems. Appl. Microbiol.

Biotechnol. 2009 (En prensa).

Warnecke F, Luginbühl P, Ivanova N,

Ghassemian M, Richardson TH, Stege

JT, Cayouette M, McHardy AC, Djordjevic

G, Aboushadi N, Sorek R, Tringe SG,

Podar M, Martin HG, Kunin V, Dalevi D,

Madejska J, Kirton E, Platt D, Szeto E,

Salamov A, Barry K, Mikhailova N,

Kyrpides NC, Matson EG, Ottesen EA,

Zhang X, Hernández M, Murillo C, Acosta

LG, Rigoutsos I, Tamayo G, Green BD,

Chang C, Rubin EM, Mathur EJ,

Robertson DE, Hugenholtz P &

Leadbetter JR (2007) Metagenomic and

functional analysis of hindgut microbiota

of a wood-feeding higher termite. Nature

450: 560-565.

Somerville C (2007) Biofuels. Curr. Biol. 17:

R115-119.

Sternberg D (1976) Production of cellulase by

Trichoderma. Biotechnol. Bioeng. Symp.

Ser. 6: 35–53.

Sun Y & Cheng J (2002) Hydrolysis of

lignocellulosic materials for ethanol

production: a review. Bioresour. Technol.

83: 1–11.

Teunissen MJ & Op den Camp HJ (1993)

Anaerobic fungi and their cellulolytic and

xylanolytic enzymes. Antonie Van

Leeuwenhoek 63: 63-76. Zhang X, Xu C & Wang H (2007)

Pretreatment of bamboo residues with

Coriolus versicolor for enzymatic

hydrolysis. J. Biosci. Bioeng. 104: 149-51.

Toda H, Takada S, Oda M, Amano Y, Kanda

T, Okasaki M & Shimozaka M (2005)

Gene cloning of an endoglucanase from

the basidiomycete Irpex lacteus and its

cDNA expression in Saccharomyces

cerevisiae. Biosci. Biotechnol. Biochem.

69: 1262-1269.

Zhao X, Cheng K & Liu D (2009) Organosolv

pretreatment of lignocellulosic biomass

for enzymatic hydrolysis. Appl. Microbiol.

Biotechnol. 82: 815–827.

van Markis AJA, Abbott DA & Bellissimi E

(2006) Alcoholic fermentation of carbon

sources in biomass hydrolysates by

Saccharomyces cerevisiae: Current

Status. Antonie van Leeuwenhoek 90:

391-418.

Vidal PF & Molinier J (1988) Ozonolysis of

lignin, improvement of in vitro digestibility

of poplar sawdust. Biomass 16: 1–17.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 25

Producción Microbiológica de Butanol

Etienne Rajchenberg-Ceceña, José Alberto Rodríguez-Ruiz, Katy Juárez López, Alfredo Martínez Jiménez*, Sandra Morales Arrieta*

Instituto de Biotecnología, Universidad Nacional Autónoma de México. Apdo.

Postal 510-3 Cuernavaca, Mor, 62250 alfredo@ibt.unam.mx; sandy@ibt.unam.mx

RESUMEN

Durante los últimos 30 años la producción de bio-etanol como combustible renovable se ha

incrementado de forma considerable. A pesar de que actualmente varios países generan y utilizan

cantidades importantes de etanol en el sector transporte, éste alcohol dista de ser el reemplazo

ideal para la gasolina pues posee un menor contenido energético que la gasolina y es

higroscópico. Recientemente, ha aumentado el interés en el uso de butanol como un complemento

o sustituto de gasolina, pues posee varias características que lo hacen superior al etanol como

carburante. Tanto Clostridium acetobutylicum como Escherichia coli han demostrado ser bacterias

útiles en la biosíntesis de butanol, y es por eso que con éstas se han realizado esfuerzos para

mejorar su producción empleando diversas estrategias de cultivo y modificaciones genéticas. A

pesar de que actualmente los rendimientos y productividades obtenidos mediante estas

aproximaciones son relativamente bajos y quedan grandes retos por superar, la producción

microbiana de butanol es un proceso prometedor. En este trabajo se revisa la viabilidad en la

producción microbiológica de butanol como una fuente alterna a los combustibles líquidos fósiles.

Palabras clave: Biocombustibles, butanol, Clostridium, Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae

ABSTRACT Bio-ethanol production as a renewable fuel has increased during the last 30 years. In spite that

many countries generate and use important amounts of ethanol in the transportation sector, this

alcohol is not an ideal replacement for gasoline because it is hygroscopic and has lower energy

content than the gasoline. Recently, the interest of using butanol as a gasoline substitute had

increased because it has several features that make it better than ethanol like a fuel. Either

Clostridium acetobutylicum or Escherichia coli had proved to be useful in butanol biosynthesis, and

many efforts to improve production, using fermentation and genetic engineering strategies, are

being carried out. Despite that actual yields and productivities are relatively low and that there are

many challenges to overcome, butanol production using microorganisms is a promising process. In

this work a review related to the microbiological production of butanol, as an alternative of liquid

fossil fuels is presented.

Key words: Biofuels, butanol, Clostridium, Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 26

INTRODUCCIÓN A nivel mundial, el consumo de energía

se ha incrementado en el último siglo,

ocasionado principalmente por el crecimiento

de la población y por la industrialización de

muchas ciudades. Aunado a esto, la crisis

ecológica inminente, de forma relevante y

global ya observable en el calentamiento del

planeta, debida sobre todo al alto consumo

de petróleo como energético principal, obliga

al replanteamiento urgente de estructuras

alternativas tanto industriales como

económicas viables para sustituir, o por lo

menos disminuir, el uso de éste combustible

fósil y sus derivados. Varios países han

enfocado e intensificado sus esfuerzos en

desarrollar programas de investigación en

biocombustibles los cuales puedan proveer

combustibles líquidos útiles para la

transportación (Himmel et al., 2007). Aunque

el uso de microorganismos para la

producción de combustibles ha existido

desde hace un siglo, resurge en esta

coyuntura con mucho mayor vigor y como

una promesa factible para el futuro de dichos

productos. En el presente trabajo, se

discuten las ventajas que tiene el butanol

sobre el etanol como carburante, y se revisa

la producción microbiológica de butanol

usando microorganismos silvestre y

modificados genéticamente.

GENERALIDADES DEL BUTANOL El butanol (alcohol butílico o 1-butanol) es

un alcohol primario constituído por 4

carbonos cuya fórmula es C4H10O; es un

líquido incoloro, flamable, con un olor

caraterístico, su vapor irrita las membranas

mucosas produciendo un efecto narcótico a

altas concentraciones. El butanol es miscible

en solventes orgánicos comunes y

parcialmente miscible en agua (Lee et al.,

2008).

Hasta hoy, el butanol es considerado una

mejor alternativa que el etanol como

biocombustible ya que es menos corrosivo y

menos soluble en agua que el etanol, siendo

un combustible mas adecuado para las

máquinas de combustión interna utilizadas

actualmente en los automóviles (Keasling et

al., 2008).

Aunque el primer reporte que existe en la

literatura sobre la producción biológica del 1-

butanol fue escrito por Louis Pasteur en

1862, es hasta 1915 con la patente de Chaim

Weizmann donde se describe una idea clara

del proceso de fermentación butílica. Apenas

35 años después, en 1950, el 66% del

butanol utilizado en el mundo provenía de

procesos fermentativos. En años posteriores

la industria petroquímica tomaría casi la

totalidad del mercado del butanol

produciéndolo industrialmente mediante la

reacción oxo del propileno, con el

intermediario butiraldehído.

La producción biológica del butanol

ocurre naturalmente en algunas especies de

microorganismos, como las bacterias

Butyribacterium methylotrophicum,

Clostridium butyricum o la arquea

Hyperthermus butylicus. Sin embargo, el

género más estudiado es el de Clostridium ya

que son capaces de convertir diversas

fuentes de carbono, como la glucosa,

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 27

galactosa, celobiosa, manosa, xilosa y

arabinosa, en combustibles y químicos como

el butanol, acetona y etanol (Ezeji et al.,

2007). Sin embargo, la presencia de butanol,

así como la acetona y etanol en los

microorganismos resulta ser tóxica, lo cual

limita su concentración en el medio de

cultivo, originando bajos rendimientos y un

alto costo durante su recuperación en las

soluciones diluidas. En el caso de Clostridium

su metabolismo se detiene cuando la

presencia de solventes alcanza una

concentración de 20 g/L, lo cual limita la

concentración de fuentes de carbono que

pueden ser utilizados en la fermentación,

ocasionando una baja productividad y baja

concentración de productos.

Concentraciones de alrededor de 0.1 M de

butanol generan un 50% de inhibición del

crecimiento celular y consumo de azúcares.

El butanol es más tóxico que otros solventes,

ya que éste desestabiliza la membrana e

interrumpe funciones asociadas a la

membrana, tales como procesos de

transporte, incluyendo el transporte de

azúcares, entre otras (Lee et al., 2008).

Antes de la primera mitad del siglo 20, la

fermentación ABE (acetona-butanol-etanol)

fue uno de los primeros procesos biológicos

que produjo solventes, usando Clostridium

como microorganismo solventogénico.

Inicialmente, el interés estaba centrado en la

producción de acetona, ya que era utilizada

en la producción de un tipo de pólvora sin

humo. Posteriormente, el interés se movió

hacia el butanol, ya que éste era empleado

como disolvente de laca de secado rápido

para el recubrimiento de los automóviles.

Entre los años 1950-1960, el proceso de

fermentación ABE cesó en plantas

industriales de Europa y Norteamérica debido

a la competencia y menores costos de

producción de acetona y butanol mediante

procesos petroquímicos. En años recientes y

en ciertos países como China, ha resurgido

el interés en la producción fermentativa ABE

como una alternativa al uso de combustibles

fósiles (Ni Sun, 2009).

Desde hace una década, varios

investigadores han tratado de desarrollar

cepas hiperproductoras de butanol,

apoyándose con las herramientas de biología

molecular, ingeniería de vías metabólicas, así

como en la optimización del proceso de

fermentación mediante la producción y

extracción simultánea de butanol.

Propiedades importantes del butanol como

carburante

El interés en el biobutanol se ha

incrementado a pesar del uso actual del

etanol como combustible en el sector

transporte. La razón para buscar alternativas

al etanol se deben principalmente a que éste

tiene un contenido energético bajo, tiene una

alta presión de vapor lo cual ocasiona que se

evapore fácilmente, es higroscópico y por

tanto no puede ser transportado en las

tuberias ni en los contenedores existentes en

la industria petroquímica ya que tiende a

atrapar agua, además su destilación es

costosa. Si el etanol atrapa agua del

ambiente se provocan problemas en las

mezclas de gasolina-etanol ocasionando una

separación de fases y en el proceso de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 28

combustión en el motor (Steen et al., 2008).

Por su parte el biobutanol, su contenido

energético es muy similar al de la gasolina

(Tabla 1) y su presión de vapor es 11 veces

menor que la del etanol (Atsumi et al., 2008).

La capacidad higroscópica de un

combustible es de particular importancia, la

tendencia del etanol a mezclarse con el agua

ambiental hace imposible que éste sea

agregado al combustible con mucha

anterioridad a su uso. Por esto, el etanol

debe ser transportado de forma

independiente, implicando un costo adicional.

En el caso del butanol al ser menos

higroscópico y presentar una mayor

compatibilidad con la gasolina, hace posible

que el butanol sea adicionado a las gasolinas

desde la refinería.

Tabla 1. Comparación de propiedades relevantes del butanol y etanol como carburantes, (Lee et al., 2008).

Butanol Gasolina Etanol Densidad de energía (MJ/L) 29.2 32 19.6

Proporción aire-combustible 11.2 14.6 9 Calor de vaporización (MJ/Kg) 0.43 0.36 0.92

Número de octanos en investigación 96 91-96 129 Número de octanos en motor 78 81-89 102

La Tabla 1 muestra un resumen

comparativo de las propiedades del butanol,

etanol y la gasolina. Esto indica que los

motores de gasolina pueden funcionar

indistintamente con butanol sin requerirse

una modificación previa, como sucede en el

caso del etanol. En este punto radica una de

las mayores ventajas técnicas y económicas

del butanol como biocombustible. Aunque el

butanol tiene un número de octano de

investigación y en motor considerablemente

menor que el del etanol, sus valores son

similares a los de la gasolina, por tanto esta

característica no representa una desventaja

para ser usado en mezclas con gasolina, aún

a elevadas concentraciones de butanol.

PRODUCCIÓN DE BUTANOL CON Clostridium

Las cepas más usadas para la

fermentación industrial ABE son

principalmente del género Clostridium:

Clostridium acetobutylicum, Clostridium

beijerinkii, Clostridium saccharobutylicum y

Clostridium saccharobutylacetonicum. Las

especies de acetobutylicum y beijerinkii son

adecuadas para la fermentación acetona-

butanol a partir de maiz mientras que las

saccharobutylicum y

saccharobutylacetonicum utilizan melaza

como sustrato (Ni Sun, 2009).

Como se mencionó anteriormente, C.

acetobutylicum es la especie más estudiada

la secuencia completa de su genoma fue

liberada en el 2001. Es una especie

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 29

anaeróbica obligada, con forma de bastón,

que posee un cromosoma de 3.94 Mbp y un

plásmido de 192 Kbp. En cepas silvestres

éste plásmido resulta indispensable para la

solventogénesis (Lee et al., 2008). C.

acetobutylicum tiene la ventaja de ser muy

diverso en los sustratos que metaboliza;

utilizando glucosa, galactosa, celobiosa,

manosa, xilosa y arabinosa. Además, es

también diversa la batería de enzimas que

libera al medio, incluyendo: y -amilasas,

y -glucosidasas, pululanasas,

amilopululanasas, entre otras.

Para llevar a cabo la ingeniería

metabólica exitosa de Clostridium es

necesario contar con herramientas de

ingeniería genética eficientes para la

manipulación de genes y recientemente se

están desarrollando metodologías para este

propósito. Aunque se conoce la secuencia

completa de Clostridium, recientemente, uno

de los problemas que se suscitó fue que la

introducción de genes resultaba limitante,

debido a un sistema de restricción intrínseco

en todas las especies de Clostridium, la cual

reconoce segmentos palindrómicos 5´-

GCNGC-3´, y que inactiva la mayoría de las

secuencias transferidas de otras especies

(Lee et al., 2008). La solución (parcial) a este

problema se dió a partir de la construcción de

un vector de transferencia de Bacillus subtilis

reportado por Mermelstein et al. (1993), que

permite expresar genes exógenos con

niveles elevados, tales como los de la vía de

síntesis de acetona.

Una vez que los azúcares son

metabolizados a piruvato, la fermentación a

butanol en Clostridium es catalizada por

diversas enzimas: una acetato/butirato CoA

transferasa, varias deshidrogenasas y una

acetato descarboxilasa, como se muestra en

el flujo general de la Fig. 1. Los genes que

codifican para estas enzimas se encuentran

agrupados en operones activados por

sustrato. Además, análisis genómicos de C.

acetobutylicum han demostrado que posee

11 genes para la formación de celulasas,

dispuestos de forma similar que en especies

celulolíticas, como Clostridium cellulolyticum

y aunque C. acetobutylicum no hidroliza

celulosa, la hacen un blanco interesante para

la ingeniería metabólica y poder desarrollar

un microorganismo que pueda hidrolizar, al

menos parcialmente celulosa, para utilizar

directamente lignocelulosa como materia

prima para la producción de butanol.

Durante el proceso de producción de

butanol con Clostridium se presenta, entre

otros, un cambio fisiológico importante en la

bacteria: los ácidos acético y butírico son

liberados al medio durante la fase de

crecimiento exponencial los cuales son

reabsorbidos al interior de la célula, para ser

metabolizados a butanol, acetona y, en

mucho menor medida en etanol. Esto se

debe a que C. acetobutylicum carece de

homeostasis al nivel de pH, por lo que

depende íntimamente del pH extracelular. La

presencia de ácidos en el medio puede

provocar una pérdida del potencial protónico

de la célula, inactivándola.

El pH es muy importante durante la

fermentación acetona-butanol, ya que la

solventogénesis inicia con un pH bajo; sin

embargo si éste se encuentra por debajo de

4.5 (antes de que se forme una cantidad

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 30

Fig. 1 Vías fermentativas de C. acetobutylicum (tomado de Lee et al., 2008).

suficiente de ácidos orgánicos), la

solventogénesis será disminuida e

improductiva. Una forma sencilla de

incrementar el crecimiento, utilización de los

carbohidratos así como la producción de

butanol es incrementando la capacidad

amortiguante del medio. Dependiendo de las

condiciones de cultivo y el tipo de sustrato

empleado, las fermentaciones tipo lote toman

de 2 a 6 días en completarse, la

concentración final total de solventes

producidos alcanza de 12 a 20 g/L, los cuales

pueden ser separados por destilación del

medio de fermentación (Lee et al., 2008).

Como se muestra en la Fig. 1, el hierro es

un importante componente en la dieta de

Clostridium, ya que se requiere de una

profusa producción de ferredoxina en la

conversión de piruvato en acetil-CoA.

También se ha demostrado que en

condiciones limitantes de fosfato es posible

prevenir la pérdida del plásmido pSOL1 que,

como se mencionó anteriormente, es

necesario para la síntesis fermentativa de

butanol en cepas silvestres (Lee et al., 2008).

ESTRATEGIAS MOLECULARES Y DE PROCESO PARA MEJORAR LA PRODUCCIÓN DE BUTANOL CON Clostridium

La formación de butanol marca el inicio

de una fase de esporulación en Clostridium,

causando la inactivación del cultivo. Se ha

observado que los cultivos continuos con

sistemas integrados de separación in situ dan

los mayores títulos de butanol. Así, el grupo

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 31

de Ezeji et al., en el 2004, obtuvo

productividades de 0.91 g/L/h de butanol

removiendo éste del medio de cultivo activo

por medio de un gas acarreador. En 1983 Lin

Blaschek caracterizaron una cepa de C.

acetobutylicum que alcanzó títulos de

producción de butanol de 7.9 g/L en un

medio que contiene extracto de maíz al 6%.

En ese trabajo, los autores reportan el

desarrollo de mutantes tolerantes al butanol,

que obtuvieron mediante transferencias

consecutivas a medios con cantidades

gradualmente mayores de butanol. En efecto,

una de sus cepas tolerantes reportó el

máximo porcentaje de consumo de

carbohidrato, el mejor rendimiento de

conversión a butanol y la mayor

concentración alcanzada (18.6 g/L de

butanol). Sin embargo, como C.

acetobutylicum posee una fermentación

mixta, también se produjeron cantidades

importantes de acetona y etanol, aún en la

cepa adaptada (Lin Blaschek, 1983).

Utilizando cultivos lote con 6% de glucosa y

cepas de C. beijerinckii, se alcanzaron títulos

de hasta 18.6 g/L de butanol (Formanek et

al., 1997), aunque desafortunadamente

también se produjeron 8.6 g/L de acetona.

Complementariamente, grupos como el de

Liyanage han disminuido la toxicidad del

butanol hacia el cultivo mediante la

generación de ARN antisentido contra la

glicerol deshidrogenasa en C. beijerinckii

(Liyanage et al., 2000). En un estudio

subsecuente (Nair Papoutsakis, 1994) con

la finalidad de hacer el proceso más

específico, transformaron mutantes de C.

acetobutylicum deficientes en la producción

de butanol y acetona con un plásmido

portador del gen que codifica para la enzima

aldehído/alcohol deshidrogenasa (AAD). Esta

sobre-expresión reestableció la producción

de butanol (84 mM) sin la formación de

acetona ni un incremento en la producción de

etanol.

Aunque algunos grupos han intentado la

selección adaptativa para aumentar la

resistencia de los cultivos ante el butanol,

este no ha sido el enfoque más adecuado

debido a que la regulación de la

solventogénesis está íntimamente acoplada a

la esporulación y por tanto es necesario

manipular genéticamente cepas de

Clostridium para evitar que las bacterias

detecten las señales de inicio del proceso de

esporulación y no formen cuerpos de

resistencia, ya que estos no son productores

de butanol. Algunos grupos están intentando

modificar el factor de transcripción Spo0A

para interrumpir la capacidad de regulación

de esporulación, pero hasta ahora sin mucho

éxito (Lee et al., 2008). Otros puntos del

metabolismo regulatorio pueden ser

interrumpidos, el reciente desarrollo del

sistema ClosTron, que funciona mediante el

apareamiento de un intrón modificado y que

permite interrumpir genes en cualquier

especie de Clostridium, de una manera

estable, potencialmente podrá solventar

estas limitantes para inactivar genes que

hasta hace poco no se sabía que existían.

Este sistema ha sido probado con cuatro

especies diferentes con éxito (Heap et al.,

2007).

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 32

USO DE Escherichia coli COMO MICROORGANISMO PRODUCTOR DE BUTANOL

En un intento para aminorar los

problemas asociados al uso de C.

acetobutylicum, tales como formación de

subproductos, baja velocidad de crecimiento

y dificultades para realizarle ingeniería

genética, se ha empleado a Escherichia coli

como sistema de expresión de genes

heterólogos para generar vías metabólicas

que den lugar a la formación de butanol. E.

coli es una bacteria con una fisiología y

genética ampliamente estudiadas, por lo que

se puede hacer uso de toda una gama de

herramientas para su manipulación. E. coli ha

probado ser un microorganismo adecuado

para la producción de diversos metabolitos

(Martin et al., 2003), sin embargo no produce

butanol de forma natural, por lo que es

necesario emplear técnicas de ingeniería de

vías metabólica, para introducirle la ruta

bioquímica de síntesis. Un estudio importante

al respecto, evaluó la producción de butanol

en una cepa de E. coli en la cual se

expresaron inicialmente seis genes de la vía

de C. acetobutylicum utilizando plásmidos

con promotores inducibles (Fig. 2). La sola

expresión de la vía permitió la obtención de

butanol (0.0139 g/L) en condiciones

anaeróbicas. Posteriormente, se expresó el

gen que codifica para la enzima que ayuda a

dirigir el acetil-CoA hacia la vía de síntesis de

butanol. Este cambio, junto con el uso de

condiciones microaeróbicas aumentaron el

título de 1-butanol a más de 0.060 g/L,

(Atsumi et al., 2008a). Finalmente, para

complementar la actividad de estas enzimas,

Fig. 2. Esquema de producción de butanol en E. coli modificada genéticamente. La ruta modificada

está formada de seis pasos enzimáticos a partir de acetil-CoA, AtoB, (acetil-CoA aciltransferasa),

Thl (tiolasa), Hbd (3-hidroxibutiril-CoA deshidrogenasa), Crt (crotonasa), Bcd (butiril-CoA

deshidrogenasa), Etf (flavoproteína transportadora de electrones), (aldehído/alcohol

deshidrogenasa). (Tomado de Atsumi et al., 2008a).

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 33

se realizaron interrupciones en los genes que

codifican para otras enzimas de vías

competitivas del acetil-CoA, así como del

regulador transcripcional Fnr. La combinación

de estas estrategias mejoró la producción de

butanol, alcanzando concentraciones de

0.373 g/L en medio mínimo adicionado con

2% de glucosa, (Atsumi et al., 2008a).

En una aproximación diferente, que utiliza

una mayor parte de vías nativas de E. coli,

también se logró producir butanol en E. coli

(Shen Liao, 2008). Este trabajo hizo uso de

las vías de síntesis de los cetoácidos

norvalina y treonina, bloqueando las rutas

competitivas de producción de otros

aminoácidos como valina, leucina, metionina

e isoleucina. El razonamiento contempló el

uso del oxaloacetato producido como

intermediario de oxidación de la glucosa,

para redirigirlo hacia 2-cetobutirato y 2-

cetovalerato. Estos dos compuestos pueden

ser transformados a 1-propanol y a 1-butanol,

respectivamente, mediante la acción de dos

enzimas: la 2-cetoácido descarboxilasa y la

alcohol deshidrogenasa, dichos genes que

codifican para éstas enzimas y que provienen

de la bacteria Lactococcus lactis y de la

levadura Saccharomyces cerevisiae se

introdujeron a E. coli.

Otras modificaciones han incluido la sobre-

expresión de enzimas de la vía de síntesis de 2-

cetovalerato resistentes a retroinhibición y el

aumento de disponibilidad intracelular de treonina.

La mejor cepa modificada con los puntos

anteriores sobrepasó los 0.8 g/L de butanol en

fermentaciones con 30 g/L de glucosa y 5 g/L de

extracto de levadura (Atsumi et al., 2008b).

MODIFICACIÓN DE Saccharomyces cerevisiae PARA PRODUCIR n-BUTANOL

En la búsqueda de nuevos

microorganismos productores de butanol en

el 2008 Steen et al., modificaron vías

metabólicas en S. cerevisiae para la

producción de n-butanol, ya que es un

organismo bien caracterizado y

genéticamente manejable. Estos

investigadores también razonaron que la

única diferencia entre el butanol y el etanol

son dos carbonos por lo que S. cerevisiae

puede ser capaz de tolerar altas

concentraciones de n-butanol por los mismos

mecanismos que tolera el etanol.

En la Fig. 3 se observa la ruta biosintética

que se generó en S. cerevisae para la

producción de n-butanol. Los genes fueron

clonados en dos diferentes plásmidos y

transformados en S. cerevisiae BY4742. Las

cepas denominadas por los autores ESY2,

ESY3 y ESY4 fueron modificadas con genes

de Ralstonia eutropha (pha y phaB),

Streptomyces collinus (crr), Clostridium

beijerinckii (crt y adhe2), E. coli (atoB) y S.

cerevisiae (erg10). Los autores reportan que

la cepa que generó el nivel mas alto de n-

butanol (0.001 g/ml) fue EYS2, sugiriendo

que la PhA es una de las tiolasas clave en

esta ruta metabólica. En una segunda etapa,

también probaron diferentes isoenzimas para

el 3-hidroxibutiril-CoA (HbCoA)

deshidrogenasa, ésta última utiliza NADPH

(PhaB) como cofactor. La mejor cepa, la

ESY7 produjo 0.0025 g/ml de n-butanol

utilizando 2% de galactosa como fuente de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 34

Fig. 3. Ruta heteróloga para la biosíntesis de butanol en S. cerevisiae. Enzimas en negro son de

otros microorganismos: AtoB, E. coli; Erg10, S. cerevisiae: PhaA, R. eutropha; PhaB, R. eutropha;

Ccr, S. collinus. Enzimas en verde son de C. beijerinckii, thl, enzima nativa de Clostridium.

carbono. En esta cepa se sobre-expresó la

tiolasa nativa (ERG10) y la HbCoA

deshidrogenasa.

COMENTARIOS FINALES

La fermentación ABE fue ampliamente

utilizada en el siglo pasado, su aplicación

industrial es todavía muy limitada: tanto por

el elevado costo de re-cuperación-separación

de los productos por su baja concentración;

en el caso particular que atañe a esta

revisión, por los bajos rendimientos del

butanol; así como también por la inactivación

del microorganismo durante la producción de

acetona-butanol-etanol. El interés reciente en

la producción de butanol a partir de biomasa

ha permitido la re-examinación de la

fermentación ABE, incluyendo estrategias

para reducir o eliminar la toxicidad del

butanol en el medio de cultivo o para

modificarlo para obtener una mejor

especificidad del producto y rendimiento

(Chukwuemeka et al., 2007). Aunque

actualmente, los rendimientos y

productividades obtenidos de este alcohol

son bajos, su obtención mediante

microorganismos es un proceso prometedor

a mediano plazo. Entre los grandes retos que

se tienen que superar para que la obtención

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 35

microbiológica del butanol pueda desplazar a

otros biocombustibles como el etanol, están

el aumentar el rendimiento de conversión de

azúcares en butanol minimizando la

formación de subproductos y optimizar las

condiciones de fermentación para alcanzar

mayores concentraciones de producto. Una

solución indirecta proviene de la

implementación de sistemas de separación

del solvente in situ, y aunque estos sistemas

resultan todavía muy costosos se reporta que

ya se cuenta con algunas alternativas

económicamente factibles (Lee et al., 2008).

A la fecha, la comparación de niveles de

producción de butanol con microorganismos

modificados genéticamente (máximo de 0.8

g/L), en comparación con los obtenidos en

cultivos de cepas silvestres de Clostridium

(hasta 20 g/L), parece indicar que la

aplicación industrial a corto plazo favorece a

este último microorganismo, principalmente

con la ayuda de la extracción in situ del

alcohol para mejorar la productividad y

factibilidad económica del proceso.

AGRADECIMIENTOS

Se agradece el apoyo del Consejo

Nacional de Ciencia Tecnología �– México a

través de los proyectos FOMIX Estado de

Morelos: MOR-2007-CO1-80360 y de Redes

de Fuentes de Energía, así como del

Proyecto UNAM-PAPIIT-DGAPA: IN220908.

REFERENCIAS Atsumi S, Cann AF, Connor MR, Shen CR,

Smith KM, Brynildsen MP, Chou KJY,

Hanai T & Liao JC (2008a) Metabolic

Engineering of Escherichia coli for 1-

butanol production. Metabol. Eng. 10:

305�–311.

Atsumi S, Hanai T & Liao JC (2008b) Non-

fermentative pathways for the synthesis

of branched-chain higher alcohols as

biofuels. Nature 451: 86-89.

Ezeji TC, Qureshi N & Blaschek H (2007)

Bioproduction of butanol from biomass:

from genes to bioreactors. Curr. Opin.

Biotechnol. 18: 220-227.

Ezeji TC, Qureshi N & Blaschek HP (2004)

Acetone Butanol ethanol (ABE)

production from concentrated substrate:

Reduction in substrate inhibition by fed-

batch technique and product inhibition by

gas stripping. Appl. Microbiol. Biotechnol.

63: 653-658.

Formanek J, Mackie R, Blaschek HP (1997)

Enhanced butanol production by

Clostridium beijerinckii BA101 grown in

semidefined P2 medium containing 6

percent maltodextrin or glucose. Appl.

Environ. Microbiol. 63: 2306-2310.

Heap JT, Pennington OJ, Cartman ST, Carter

GP & Minton NP (2007) The ClosTron: A

universal gene knock-out system for the

genus Clostridium. J. Microbiol. Methods.

70: 452-464.

Himmel ME, Ding SY, Johnson DK, Adney

WS, Nimlos MR, Brady JW & Foust TD

(2007) Biomass recalcitrance:

Engineering plants and enzymes for

biofuels production. Science 315: 804-

807.

Lee SY, Park JH, Jang SH, Nielsen LK, Kim J

& Jung KS (2008) Fermentative butanol

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 36

production by Clostridia. Biotechnol.

Bioeng. 101: 209-228.

Lin YL & Blaschek HP (1983) Butanol

production by a butanol-tolerant strain of

Clostridium acetobutylicum in extruded

corn broth. Appl. Environ. Microbiol. 45:

966-973.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 37

Lyanage H, Young M & Kashket ER (2000

Butanol tolerance of Clostridium

beijerinckii NCIMB 8052 associated with

down-regulation of gldA by antisense

RNA. J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 2: 87�–

93.

Martin VJ, Pitera DJ, Withers ST, Newman

JD & Keasling JD (2003) Engineering a

mevalonate pathway in Escherichia coli

for production of terpenoids. Nat.

Biotechnol. 21: 796-802.

Mermelstein LD & Papoutsakis ET (1993) In

vivo methylation in Escherichia coli by the

Bacillus subtilis phage w3TI methyl-

transferase to protect plasmids from

restriction upon transformation of

Clostridium acetobutylicum ATCC 824.

Appl. Environ. Microbiol. 59: 1077-1081.

Nair RV & Papoutsakis ET (1994) Expression

of plasmid-encoded aad in Clostridium

acetobutylicum M5 restores vigorous

butanol production. J. Bacteriol. 176:

5843-5846.

Ni Y & Sun Z (2009) Recent progress on

industrial fermentative production of

acetona-butanol-ethanol by Clostridium

acetobutylicum in China. App. Microbiol.

Bitechnol. 83: 415-423.

Shen & Liao JC (2008) Metabolic engineering

of Escherichia coli for 1-butanol and

1-propanol production via the keto-acid

pathways. Metab. Eng. 10: 312-320.

Steen EJ, Chan R, Prasad N, Myers S,

Petzold CJ, Redding A, Ouellet M &

Keasling JD (2008) Metabolic engineering

of S. cerevisiae for the production of n-

butanol. Microbial cell Factories. 7-36: 1-

8.

Biodiesel a Partir de Microalgas

1Adriana Garibay Hernández*, 1Rafael Vázquez-Duhalt, 2M. del Pilar Sánchez Saavedra, 1Leobardo Serrano Carreón, 1Alfredo Martínez Jiménez*

1Instituto de Biotecnología, Universidad Nacional Autónoma de México. Apdo.

Postal 510-3 Cuernavaca, Mor., 62250 2Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada, Km.

107 Carretera Tijuana – Ensenada, Ensenada, Baja California, 22860 adriagh@ibt.unam.mx; alfredo@ibt.unam.mx

RESUMEN La situación actual debida al agotamiento de los combustibles fósiles, incremento del precio del

petróleo y dificultades ambientales, demanda urgentemente fuentes alternas de energía siendo una

opción promisoria el biodiesel; biocombustible producido primordialmente a partir de aceites

provenientes de plantas oleaginosas, cuya disponibilidad desafortunadamente, es incapaz de

sustituir el mercado de petrodiesel en México y el mundo. El uso de microalgas para la producción

de biodiesel es una alternativa ventajosa debido al elevado contenido de lípidos y perfil idóneo para

la obtención del biocombustible que éstas ofrecen. Aunado a lo anterior, otros atributos de las

microalgas son su elevada eficiencia fotosintética, su capacidad de crecer tanto en aguas marinas,

dulces, residuales y salobres, así como su velocidad de crecimiento relativamente alta. No

obstante, los sistemas de cultivo de microalgas actualmente presentan ciertas limitantes tales como

la escasez de información para su escalamiento, la dificultad para el mantenimiento de

monocultivos, los elevados costos de operación para la producción y recolección de la biomasa de

microalgas, entre otros. Ante estos inconvenientes, la optimización de los sistemas de cultivo de

microalgas es imprescindible. El propósito de esta revisión es el de proporcionar un panorama

general y crítico de esta alternativa bioenergética, mediante el análisis de los fundamentos de la

misma.

Palabras clave: Biodiesel, microalgas, biocombustible, lípidos, fotobioreactores

ABSTRACT The current situation due to the exhaustion of the fossil energy resources, the increase of oil

prices and the environmental challenges related to the accumulation of greenhouse gases, urgently

demands the development of alternative energy sources, where one of the most prominent is

biodiesel. Biodiesel is a biofuel mainly produced from plant oils, which are raw materials that are not

enough to replace the majority of Mexico’s and also the world’s petroleum-based diesel demand.

Microalgae appear to be a satisfactory feedstock for biodiesel production that provides several

advantages such as: high photon conversion efficiency; ability to grow in marine, salt, fresh and

waste waters; sustained high growth rates; elevated oil productivity; and acceptable fatty acid

composition that complies with existing standards. However, there are significant limitations

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

38

associated with microalgae culture systems, such as lack of information for scaling them up,

difficulty for maintaining axenic cultures and the high costs for algal biomass production and

harvesting; consequently, optimization of the microalgal culture systems is necessary. This review

provides a critical overview of microalgae technology by the analysis of its basic principles.

Keywords: Biodiesel, microalgae, biofuels, lipids, photobioreactors

INTRODUCCIÓN En este siglo la humanidad afronta una

grave problemática debido al aumento de la

demanda energética mundial, agotamiento

de los combustibles fósiles, incremento del

precio del petróleo y las dificultades

ambientales causadas por los gases de

invernadero tales como la contaminación

local del aire y el calentamiento global. Esta

situación demanda urgentemente fuentes

alternativas de energía basadas en procesos

sustentables, renovables y amigables con el

ambiente, que además posibiliten la captura

de CO2. Una alternativa energética

promisoria que ha resultado muy atractiva en

años recientes es el biodiesel (Donohue &

Codgell, 2006; Schenk et al., 2008; Meng et

al., 2009; Rodolfi et al., 2009).

SITUACIÓN ACTUAL DEL BIODIESEL El biodiesel consiste en monoalquil-

ésteres de alcoholes de cadena corta,

usualmente etanol y metanol, con ácidos

grasos de cadena larga obtenidos a partir de

biomasa renovable y que es técnicamente

capaz de sustituir al diesel derivado de

petróleo como combustible (Sheehan et al.,

1998; Liu & Zhao, 2007; Song et al., 2008).

En contraste con el petrodiesel, el

biodiesel ofrece varias ventajas ya que es

una fuente de energía renovable y

biodegradable (se degrada cuatro veces más

rápido que el diesel fósil) y produce menos

emisiones indeseables (CO, hidrocarburos

aromáticos policíclicos, partículas de hollín,

óxidos de azufre y nitrógeno, metales)

durante su combustión a causa de su estado

oxigenado, siendo éstas por ende menos

nocivas. Además, posee propiedades

lubricantes que reducen el desgaste del

motor y es un material seguro para su

transporte, almacenamiento y manejo debido

a su baja volatilidad y elevado punto de

inflamación (100 - 170°C). El biodiesel puede

utilizar la infraestructura actual de

almacenamiento y distribución para el diesel

de petróleo. Asimismo, debido a la similitud

de las propiedades físicas y químicas del

diesel fósil con las del biocombustible, su uso

no requiere de modificación alguna en los

motores diesel convencionales, por lo que

puede ser empleado en éste ya sea

directamente (B100) o en mezclas biodiesel-

petrodiesel al 2% (B2), 5% (B5) y 20% (B20)

(Al-Zuhair, 2007; Anónimo, 2007; Liu & Zhao,

2007; Song et al., 2008; Vasudevan & Briggs,

2008).

Existen diversas metodologías para la

producción de biodiesel, cuatro de ellas han

sido estudiadas exhaustivamente: uso directo

de aceites o mezclas de éstos con diesel

fósil, microemulsiones, pirolisis y

transesterificación. La aplicación de las tres

primeras alternativas en motores diesel es

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

39

impráctica e insatisfactoria, ya que ocasiona

problemas tales como la obstrucción de los

inyectores, la formación de depósitos de

carbono, la combustión incompleta, el

golpeteo en el motor, el desgaste excesivo

del mismo, el daño del lubricante y, en el

caso específico de la pirólisis, la eliminación

de los beneficios ambientales inherentes al

uso de combustibles oxigenados. La

transesterificación o alcohólisis (Fig. 1) es la

reacción química ocurrida entre los aceites

(triacilglicéridos) y un alcohol (comúnmente

metanol, etanol, propanol o butanol) para

producir glicerol y alquil ésteres de ácidos

grasos, los cuales son conocidos como

CH2-OOC-R1 R1-COO-R’ CH2-OH | Catalizador | CH -OOC-R2 + 3 R’OH R2-COO-R’ + CH-OH | | CH2-OOC-R3 R3-COO-R’ CH2-OH Triacilglicérido Alcohol Alquil ésteres Glicerol (Biodiesel)

Fig. 1. Reacción general de transesterificación. R1, R2, R3 y R’ son radicales alquilo. Los catalizadores pueden ser álcalis, ácidos o enzimas (lipasas) (Ma & Hanna, 1999; Fukuda et al., 2001; Sharma et al., 2008).

biodiesel. Los principales factores que

influyen en el proceso son la relación molar

alcohol:glicéridos, el tipo de catalizador

(álcali, ácido, lipasas), la temperatura, el

tiempo de reacción y el contenido de agua y

ácidos grasos libres en la materia prima. En

la actualidad, la mayoría del biodiesel es

producido mediante transesterificación

alcalina, a causa de su rapidez y condiciones

moderadas que la caracterizan (Ma & Hanna,

1999; Al-Zuhair, 2007; Liu & Zhao, 2007;

Sharma et al., 2008; Vasudevan & Briggs,

2008).

La Unión Europea, con una producción

de 8,812 millones de litros (ML) en el 2008,

es el líder mundial en la industria del

biodiesel y se estima que lo seguirá siendo

durante la década próxima. Alemania

encabeza la lista de países productores

(3,203 ML), seguido por EUA (3,182 ML),

Francia (2,063 ML) e Italia (676 ML); países

en desarrollo tales como Malasia, China,

Brasil, Colombia, Argentina e Indonesia, son

prometedores en la industria del biodiesel. Se

estima un mercado de biodiesel de 168,206

ML para el 2016 (European Biodiesel Board,

2008; Li et al., 2008; US National Biodiesel

Board, 2008). La introducción exitosa y

comercialización del biodiesel en varios

países ha dado lugar al establecimiento de

normas que regulan sus propiedades y

aseguran su calidad. Los estándares

usualmente utilizados como referencia son la

norma ASTM D6751 en EUA y las normas

europeas EN 14213 (biodiesel para

calefacción) y EN 14214 (biodiesel para uso

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

40

vehicular). El cumplimiento de tales

disposiciones precisa de biodiesel

enriquecido en ácidos grasos de cadena

larga con elevado grado de saturación

(preferentemente los ácidos palmitoleico

(16:1), oleico (18:1) y mirístico (14:0)) que

permitan disminuir las emisiones tóxicas y

mejorar las propiedades del biocombustible

(número de cetanos, poder calorífico y

estabilidad oxidativa) sin comprometer sus

características de flujo, viscosidad y

lubricidad (Knothe, 2005; Chisti, 2007;

Schenk et al., 2008).

FUENTES DE MATERIA PRIMA Los aceites vegetales son la principal

materia prima para la producción de

biodiesel, razón por la cual el uso de cultivos

de alto contenido oleaginoso ha sido

estudiado exhaustivamente. Los principales

materiales oleaginosos utilizados derivan de

la palma, colza y soya, además del girasol,

coco, cacahuate, oliva, mostaza, entre otros

(Ma & Hanna, 1999; Al-Zuhair, 2007;

Anónimo, 2007; Li et al., 2008; Meng et al.,

2009; Song et al., 2008). El mercado

creciente de producción de biodiesel a partir

de aceites vegetales comestibles, requeriría

del uso de enormes extensiones de terreno

fértil, situación que podría conllevar a crisis

alimentarias ante la escasez de suelos

cultivables. En el caso particular del sureste

asiático y Brasil, el considerable incremento

en su tasa de producción de biodiesel a partir

de palma y soya, ha ocasionado problemas

ambientales inherentes a la deforestación de

regiones tropicales (Dismukes et al., 2008;

Schenk et al., 2008). En consecuencia se ha

planteado el uso de aceites no comestibles

procedentes de cultivos marginales tales

como Jatropha curcas (piñón), Calophyllum

inophyllum (tamanu), Pongamia pinnata

(haya de la India, karanja), Madhuca indica,

Swida wilsoniana, Ricinus communis

(higuerilla) y Vernicia fordii (tung). Estos

cultivos marginales no requieren de terrenos

fértiles, ya que proliferan en suelos áridos,

pobres en nutrientes, con altos niveles de

radiación y baja precipitación pluvial

(Fairless, 2007; Liu & Zhao, 2007; Sharma et

al., 2008; Song et al., 2008). El elevado costo

de la materia prima, que contribuye del 50 al

90% del precio de producción del biodiesel,

ha obstaculizado la comercialización del

biocombustible, motivo por el que se ha

propuesto el uso de aceites de desecho y de

grasas animales, alternativa que no ha sido

satisfactoria a causa de los gastos

adicionales necesarios para el refinamiento y

la transesterificación del material (Al-Zuhair,

2007; Liu & Zhao, 2007; Song et al., 2008;

Meng et al., 2009). En el 2007, la producción

de biodiesel a partir de aceites vegetales

(comestibles y no comestibles, vírgenes y

usados) y grasas animales (12 Mtons)

correspondió al 0.3% del consumo global de

petróleo (3952.8 Mtons), situación que

constata la incapacidad de estas fuentes

para desplazar la demanda actual y futura de

combustible (BP Statistical Review of World

Energy 2008; Schenk et al., 2008). Asimismo,

la obtención de biodiesel a partir de plantas

oleaginosas (comestibles y no comestibles)

está limitada por varios inconvenientes tales

como los largos periodos de producción

(meses o años) inherentes a la tecnología

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

41

agrícola, el rendimiento lipídico restringido

(menor al 5% del peso seco total) y la

dependencia a las condiciones climáticas, la

ubicación geográfica, la fertilidad de los

suelos y la variedad cultivada; no obstante, el

principal obstáculo es la extensa superficie

de cultivo requerida y el enorme volumen de

agua necesario para el riego (Anónimo, 2007;

Li et al., 2007; Chisti, 2007; Chisti, 2008;

Schenk et al., 2008). La sustentabilidad de la

industria del biodiesel requiere de materias

primas alternas que permitan operar

continuamente y superar las limitaciones

señaladas (Liu & Zhao, 2007); una alternativa

prometedora es la obtención de aceites a

partir de cultivos de microalgas.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

42

LAS MICROALGAS COMO MATERIA PRIMA ALTERNA Características generales de las microalgas

Las microalgas son un conjunto

heterogéneo de microorganismos

fotosintéticos unicelulares procariontes

(cianobacterias) y eucariontes, que se

localizan en hábitats diversos tales como

aguas marinas, dulces, salobres, residuales o

en el suelo, bajo un amplio rango de

temperaturas, pH y disponibilidad de

nutrientes; se les considera responsables de

la producción del 50% del oxígeno y de la

fijación del 50% del carbono en el planeta. Su

biodiversidad es enorme, se han identificado

alrededor de 40,000 especies aunque se

estima que existen más de 100,000, de las

cuales con frecuencia se desconoce su

composición bioquímica y metabolismo. Las

microalgas se clasifican de acuerdo a varios

parámetros tales como pigmentación, ciclo

de vida, morfología y estructura celular

(Tabla 1). Las especies más estudiadas para

aplicaciones biotecnológicas corresponden a

las algas verdes y a las diatomeas

(Arredondo & Vázquez-Duhalt, 1991;

Sheehan et al., 1998; Hu et al., 2008).

Desde la antigüedad las microalgas se

han usado como alimento humano, sin

embargo es hasta ahora que han atraído la

atención para la investigación de su potencial

biotecnológico. El interés por las microalgas

surgió en Alemania en los años cincuenta y

sesenta al ser consideradas como una fuente

abundante de proteína de bajo costo para la

nutrición humana, interés que después se

extendió a países de todos los continentes.

El atractivo de las microalgas posteriormente

fue encauzado hacia otras aplicaciones tales

como la acuacultura (cultivo de especies

acuáticas vegetales y animales en medios

naturales y artificiales), el tratamiento de

aguas residuales, la obtención de sustancias

químicas finas, la producción de

farmacéuticos y los procesos de

bioconversión energética. La producción de

bioenergía a partir de microalgas fue

contemplada desde los años cincuenta, sin

embargo a partir de la crisis energética de

1975, el potencial económico de esta

tecnología fue reconocido por varios países

como EUA, Japón y Australia (Arredondo &

Vázquez-Duhalt, 1991; Huntley & Redalje,

2007).

Tabla 1. Clasificación de las microalgas. Se describen las principales divisiones en las cuales las microalgas han sido clasificadas de acuerdo a parámetros diversos tales como pigmentación, ciclo de vida, estructura celular, etc. (AlgaeBase, www.algaebase.org; Hu et al., 2008; Sheehan et al., 1998).

Clase Características

Chlorophyta (algas verdes)

División conformada por una gran cantidad de especies, en particular por las que proliferan en ambientes dulceacuícolas. Pueden existir ya sea como células individuales o colonias. Su principal reserva de carbono es el almidón, sin embargo pueden almacenar lípidos bajo determinadas condiciones. En esta división destaca la clase Prasinophyceae, caracterizada por incluir especies que forman parte del ‘pico-plancton’.

Bacillariophyta (diatomeas)

Las diatomeas predominan en aguas oceánicas, no obstante también se les puede encontrar en aguas dulces y residuales. Se caracterizan por contener silicio en sus paredes celulares. Almacenan carbono de maneras diversas, ya sea como aceites o como crisolaminarina (polímero glucídico).

Heterokontophyta

División constituida por una gran diversidad de clases dentro de las cuales destaca la Crysophyceae (algas doradas), conformada por especies similares a las diatomeas en términos de composición bioquímica y contenido de pigmentos. Las algas doradas se distinguen por los complejos pigmentos que las conforman, los cuales les proporcionan tonalidades amarillas, cafés o naranjas. Las especies de este grupo son principalmente de agua dulce. Sus reservas de carbono son los lípidos y los carbohidratos. Asimismo, otras clases relevantes de esta división son: Phaeophyceae (algas cafés), Xantophyceae (algas verde-amarillas), Eustigmatophyceae (forma parte del ‘pico-plancton’), entre otras.

Cianobacteria Las cianobacterias son microorganismos procariotes cuya estructura y organización son similares a las de las bacterias. Las cianobacterias desempeñan un papel relevante en la fijación del nitrógeno atmosférico.

Otras divisiones Rhodophyta (algas rojas), Dinophyta (dinoglagelados).

Destaca el proyecto solventado por el

Departamento de Energía de los EUA (DOE,

Department of Energy) con más de 25

millones de dólares, y el ‘programa de

especies acuáticas’ del Laboratorio Nacional

de Energía Renovable (NREL, National

Renewable Energy Lab) con una duración de

18 años (1978-1996), cuyas importantes

aportaciones en las áreas de aislamiento,

caracterización, fisiología, bioquímica e

ingeniería genética de especies microalgales

aunadas a los avances en el análisis

económico y escalamiento de cultivos en

sistemas eficientes, constituyen las bases

actuales para el desarrollo de

biocombustibles a partir de microalgas.

Asimismo sobresale el programa

subvencionado por el gobierno japonés

(1990-2000), el cual estuvo dirigido al estudio

de la fijación de CO2 y a la optimización del

crecimiento microalgal. Estos proyectos

fueron suspendidos en parte, ante la falta de

competitividad del biocombustible ante los

precios del combustible fósil. No obstante,

debido a la condición actual de agotamiento

de los combustibles fósiles, incremento de

los precios del petróleo y calentamiento

global como consecuencia de la acumulación

de gases de invernadero, el panorama para

la producción de bioenergía a partir de

microalgas es alentador (Arredondo &

Vázquez-Duhalt, 1991; Sheehan et al., 1998;

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

43

Huntley & Redalje, 2007; Hu et al., 2008;

Rodolfi et al., 2009; Waltz, 2009).

Características relevantes de los cultivos

microalgales para la producción de biodiesel

En la actualidad se ha detectado el uso

de lípidos microalgales para la producción de

biodiesel, ya que es una alternativa que

asegura satisfacer o reemplazar la demanda

global de petrodiesel. Esta tecnología es

prometedora dadas las ventajas que ofrece

en contraste con las plantas oleaginosas,

tales como: mayor eficiencia fotosintética;

eficacia superior en la asimilación de

nutrientes; y periodos cortos de producción

sostenida durante todo el año, a causa de los

breves tiempos de duplicación de las

microalgas. Los cultivos microalgales son

independientes de la estacionalidad

inherente a los cultivos agrícolas y de la

fertilidad del suelo, condición que posibilita

prescindir de herbicidas y pesticidas y

además, permite emplear territorios

marginales e inclusive zonas no aptas para la

agricultura, ganadería, industria y turismo.

Asimismo, en contraste con los cultivos

tradicionales, requieren de menores

cantidades de agua y son flexibles ante el

tipo y la calidad de ésta, por lo que prosperan

convenientemente tanto en aguas marinas,

como dulces, salobres y residuales.

Igualmente, el contenido oleaginoso y el perfil

de composición lipídica de las microalgas,

puede ser controlado en función de las

condiciones de cultivo, principalmente

mediante la limitación de nutrientes. Además,

esta tecnología puede ser acoplada al

reciclaje del CO2 liberado en las emisiones

industriales, especialmente por las plantas de

producción de electricidad a partir de

combustibles fósiles. Una ventaja adicional

estriba en la posibilidad de obtener

subproductos (proteína, carbohidratos,

biopolímeros, pigmentos, biogás, etc.) a partir

de la biomasa microalgal residual una vez

que los lípidos han sido extraídos. Inclusive,

resulta factible el empleo de algunos de estos

residuos en la alimentación humana o animal

y en la producción de fertilizantes o de otros

biocombustibles. Finalmente, la ventaja

competitiva más importante del biodiesel de

microalgas, consiste en los rendimientos

lipídicos por unidad de área

considerablemente superiores a los

obtenidos con plantas oleaginosas

(Arredondo & Vázquez-Duhalt, 1991;

Sheehan et al., 1998; Chisti, 2007; Li et al.,

2007; Williams, 2007; Dismukes et al., 2008;

Hu et al., 2008; Rittmann, 2008; Schenk et

al., 2008; Gouveia & Oliveira, 2009; Meng et

al., 2009; Rodolfi et al., 2009; Waltz, 2009).

Una de las estimaciones más

conservadoras para el rendimiento anual de

biodiesel microalgal, como se indica en la

Tabla 2, por lo menos duplica los

rendimientos obtenidos a partir de plantas

oleaginosas. En el 2008 la demanda de

petrodiesel en México fue de 23,630 ML

(Indicadores Petroleros, 2008), el reemplazo

de esta demanda con biodiesel de origen

vegetal, incluso con aquél derivado de

cultivos de elevada productividad lipídica

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

44

Tabla 2. Comparación de distintas fuentes de materia prima para la producción de biodiesel en México. Se indican las proporciones de suelo fértil y de superficie total del país necesarias para reemplazar con biodiesel el 100% de la demanda de petrodiesel en México. Las fracciones de superficie total sólo se señalan para materias primas que no precisan de suelos fértiles (CIA World Factbook, 2009; Schenk et al., 2008).

Materia prima Productividad De Biodiesel

(L/ha/año)

Superficie equivalente requerida (ha x 106)

Porcentaje equivalente de la superficie

fértil requerida

Porcentaje equivalente de la superficie total (no necesariamente

fértil) requerida

Palma 5,950 3.972 16.14 --

Jatropha 1,892 12.490 50.75 6.43

Colza 1,190 19.859 80.69 --

Girasol 952 24.823 100.9 --

Soya 446 52.986 215.3 --

Microalgasa 12,000 1.969 8.00 1.01

Microalgasb 20,000 1.181 4.80 0.61aRendimiento conservador de productividad de biodiesel microalgal acorde con Schenk et al. (2008). bProductividad de biodiesel microalgal asequible a través de la tecnología actualmente disponible, acorde con Wijffels (2008).

como la palma, requeriría de extensas

regiones fértiles. Igualmente, el uso de

plantas marginales como Jatropha curcas,

precisaría de superficies mayores a las

comprendidas por cultivos microalgales

independientemente de la fertilidad de los

suelos. La tecnología de microalgas es una

alternativa prometedora, ya que para

satisfacer el 100% de la demanda actual de

diesel de petróleo en México, sería necesario

emplear sólo 1% de la extensión total del

país, al considerar el rendimiento lipídico y la

independencia a la calidad de los suelos por

parte de los cultivos de microalgas (Schenk

et al., 2008; CIA World Factbook, 2009).

Potencial de producción de biodiesel

microalgal

Recientemente, el potencial de las

microalgas para la producción de biodiesel

ha sido sobreestimado por empresas

diversas que aseguran productividades

iguales o superiores al máximo teórico

posible (Wijffels, 2008; Waltz, 2009). La

determinación de la productividad máxima

teórica se fundamenta en la eficiencia

fotosintética, la cual se define como la

fracción de la energía luminosa absorbida

que es fijada como energía química en la

biomasa durante el crecimiento

fotoautotrófico. La fijación fotosintética de un

mol de CO2 en biomasa microalgal con una

composición representativa (CH1.78O0.36N0.12)

en sistemas con amonio como fuente de

nitrógeno, se considera que requiere de la

absorción de 14 fotones, aunque de acuerdo

a las estimaciones de autores diversos, esta

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

45

magnitud puede variar de 6 a 16. La

incorporación de un mol de carbono resulta

así en la producción de 21.25 g de peso seco

con un contenido energético (entalpía de

combustión) de 547.8 kJ (Wijffels, 2008).

Cabe destacar que la totalidad de la

radiación solar no es aprovechada en la

fotosíntesis microalgal, sólo es útil el

espectro comprendido entre los 400 y 700

nm de longitud de onda denominado

‘radiación fotosintéticamente activa’ (PAR por

sus siglas en inglés), región que solo

representa el 42.3% del total. La energía

promedio de los fotones comprendidos en

este rango es de 218 kJ. Los datos anteriores

posibilitan determinar una eficiencia

fotosintética máxima para las microalgas del

7.6% respecto a la radiación solar total

(Apéndice 1.A), valor que a pesar de ser

reportado por varios investigadores en un

intervalo del 3 al 10%, es cercano o superior

al máximo teórico precisado para plantas C3

(2.4 - 4.3%) y C4 (1.3 - 3.7%). El

aprovechamiento parcial de la radiación

fotosintéticamente activa es atribuido a

fenómenos diversos, principalmente a la

disipación de energía en los aparatos

fotosintéticos en manera de calor o

fluorescencia con la intención de evitar el

daño de éstos por radiación excesiva

(fotoinhibición) (Pulz & Scheibenbogen, 1998;

Janssen et al., 2003; Dismukes et al., 2008;

Wijffels, 2008). La energía solar es un recurso renovable

abundante y de alta calidad en México, ya

que la radiación solar promedio es de 1,825

kWh/m2/año (Jiménez et al., 2007). En el

Apéndice 1.B, se describe que al considerar

una eficiencia fotosintética del 7.6%, se

determina que la máxima productividad

teórica de biomasa seca microalgal en

México sería de 194 tons/ha/año; asimismo,

al suponer un contenido de triglicéridos del

30% (gTAG/gBiomasa), una eficiencia de

transesterificación del 96% (Al-Zuhair, 2007)

y una densidad del biodiesel microalgal de

0.864 kg/L (Xu et al., 2006), se estima una

producción hipotética del biocombustible

(biodiesel) de 64,500 L/ha/año, magnitud

inasequible hasta ahora. Acorde con Wijffels

(2008), la tecnología actualmente disponible

permitiría producir alrededor de 20,000

L/ha/año de biodiesel. No obstante, este

valor podría ser cercano al máximo teórico a

través de avances en la selección de

especies, las estrategias y sistemas de

cultivo, los procedimientos de cosecha y

extracción de aceites, aunados a la

optimización del metabolismo de los

microorganismos mediante recursos

moleculares (Wijffels, 2008; Waltz, 2009).

Estos datos indican la superioridad del

potencial de producción de biodiesel a partir

de cultivos microalgales en contraste con el

uso de aceites vegetales (comestibles y no

comestibles) como materia prima para la

obtención de biodiesel (Tabla 2).

El contenido lipídico de las microalgas

Las microalgas con elevadas

productividades lipídicas son deseables para

la elaboración de biodiesel, razón por la cual

la cantidad de lípidos contenidos en la

biomasa y la velocidad de crecimiento,

sumados a la eficiencia metabólica y la

robustez del microorganismo, son

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

46

parámetros relevantes para su selección

(Chisti, 2007; Rosenberg et al., 2008).

La determinación del contenido

oleaginoso de las microalgas resulta

complicada a causa de su variación ante

condiciones distintas de cultivo; el

crecimiento en ambientes desfavorables o

bajo situaciones de estrés, frecuentemente

conlleva al incremento de la fracción lipídica,

aunque en detrimento de la productividad

lipídica del cultivo. Los lípidos comprendidos

en las microalgas por lo general constituyen

del 20 al 50% de su peso seco, sin embargo

se han reportado valores en un rango del 1 al

80%, o incluso superiores, como se señala

en la Tabla 3 (Arredondo & Vázquez-Duhalt,

1991; Chisti, 2007; Hu et al., 2008; Schenk et

al., 2008; Meng et al., 2009; Rodolfi et al.,

2009). Las especies que producen más de un

30% de materias grasas se denominan

‘oleaginosas’ (Arredondo & Vázquez-Duhalt,

1991).

Los grupos taxonómicos a los cuales

pertenecen las microalgas oleaginosas son

diversos. En los ejemplares eucariontes, el

contenido lipídico es considerado como

propio de la especie y no del género, de

manera tal que este parámetro varía

notablemente entre las especies individuales

de cada grupo taxonómico (Ben-Amotz et al.,

1985; Hu et al., 2008). No obstante, de

acuerdo con Hu et al. (2008), es posible

generalizar que microalgas oleaginosas

eucariontes de grupos diversos (clorofitas,

diatomeas, crisofitas, haptofitas,

eustigmatofitas, dinofitas, xantofitas y

rodofitas) presentan, bajo condiciones

normales de cultivo, una fracción lipídica

promedio del 25.1%, magnitud que es

superior (45%) en situaciones de estrés.

Cabe destacar que la ubicuidad de las algas

verdes (clorofitas) en hábitats diversos,

además de la facilidad para su aislamiento y

desarrollo en condiciones de laboratorio, ha

favorecido la identificación de numerosas

especies oleaginosas en este grupo,

condición que no necesariamente es

distintiva del mismo. Las cianobacterias por

su parte presentan bajos contenidos lipídicos

promedio (9.8%; Hu et al., 2008), sin

embargo su aplicación en la producción de

biodiesel ha sido sugerida por Rittmann

(2008) a causa de la producción de lípidos

paralela al crecimiento y la sencillez para la

manipulación genética que ofrecen, en

contraste con las especies eucariontes.

Químicamente los lípidos son sustancias de

origen biológico que, siendo escasamente

solubles en agua, pueden ser extraídas con

solventes orgánicos de baja polaridad.

Las estructuras de estas biomoléculas

comprenden largas cadenas

hidrocarbonadas, unidades de isopreno y

grupos funcionales diversos (oxigenados

principalmente). En las microalgas los

principales componentes de la fracción

lipídica son triacilgliceroles, ácidos grasos

libres, ceras, esteroles, hidrocarburos,

glicolípidos (predominantes en membranas

cloroplásticas), fosfolípidos (abundantes en

plasmalema y diversos sistemas

endomembranosos) y pigmentos

(carotenoides, clorofilas, ficobilinas, etc.),

aunque compuestos inusuales tales como

ácidos grasos halogenados e hidroxilados,

alquenonas de cadena larga, entre otros,

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

47

Tabla 3. Contenido lipídico de algunas microalgas en condiciones autotróficas.

%Contenido lipídico %Contenido lipídico Especie

(gLípidos/gPeso-seco x100)Especie

(gLípidos/gPeso-seco x100)

Ankistrodesmus sp. 2,4,6 24.5 – 40.3 Hormotilopsis gelatinosa 2 49.1

Botryococcus braunii var. A 2,5 43.0 – 63.0 Isochrysis sp. 4,8 7.1 – 47.0

Botryococcus braunii var. B 2,5 53.0 – 86.0 Monallantus salina 1,2 20.0 – 72.2

Botryococcus sudeticus 7 9.39 – 23.09 Monodus subterraneus 2,10 39.3 - 40.0

Chaetoceros gracilis 2 46.0 Nannochloris sp. 1,8 20.0 – 47.8

Characium polymorphum 2 42.0 Nannochloropsis salina 8 40.8 – 72.2

Chlamydomonas applanata 2 32.8 Nannochloropsis sp. 1,9 28.7 – 68.0

Chlorella emersonii 9,10 63.0 Naviculla pelliculosa 2,8 22.0 – 44.8

Chlorella minutissima 9,10 57.0 Neochloris oleoabundans 2,3 18.9 – 88.8

Chlorella protothecoides 10 23.0 Nitzschia laevis 10 69.1

Chlorella pyrenoidosa 2,8 14.4 – 35.8 Nitzschia pelea Kutz 2,8 27.2 – 39.5

Chlorella sorokiana 9,10 22.0 Nitzschia sp. 1,4 22.1 – 47.0

Chlorella sp. 1 28.0 – 32.0 Ochromonas danica 2,8 39.0 – 71.0

Chlorella vulgaris 9 5.1 - 56.0 Oocystis polymorpha 2 34.7

Chlorococcum oleofaciens 2 44.3 Parietochloris incisa 10 62.0

Chlorosarcinopsis nagevensis 2 32.2 Ourococcus sp. 2,8 27.0 – 49.5

Chroomonas salina 8 44.0 Peridinum cinetum fa. Westi 2 36.0

Chrysochromulina kappa 2,8 32.6 Phaeodactylum tricornutum 2 31.0

Chrysochromulina polylepsis 2,8 47.6 Protosiphon botryoides 2,8 37.0

Cosmarium laeve 2,8 15.0 - 33.0 Prymnesium parvm 2,8 22.0 - 38.2

Crypthecodinium cohnii 1 20.0 Radiosphaera nagevensis 2,8 43.0

Cyclotella cryptica 2 36.8 Scenedesmus dimorphus 2,8,9 6.0 – 40.0

Cyclotella sp. 2 54.0 Scenedesmus obliquus 9 11.0 - 55.0

Cylindrotheca sp. 1 16.0 – 37.0 Scotiella sp. 2,8 34.5 – 48.0

Dunaliella primolecta 1,2,8 23.0 – 53.8 Schizochytrium sp. 1 50.0 - 77.0

Dunaliella salina 2,4,8 9.2 – 47.2 Skeletonema costatum 2 30.3

Euglena gracilis 2 55.0 Stichoccus bacillaris 2 38.9

Hantzchia sp. 2 61.0 Tetraselmis sueica 1 15.0 – 23.0 1Chisti, 2007; 2Arredondo & Vázquez-Duhalt, 1991; 3Gatenby et al., 2003; 4Ben-Amotz et al., 1985; 5Metzger & Largeau, 2005; 6Sheehan et al., 1998; 7Vázquez-Duhalt & Greppin, 1987; 8Cohen, 1986; 9Gouveia & Oliveira, 2009; 10Li et al., 2008.

también ocurren (Cohen, 1986; Arredondo &

Vázquez-Duhalt, 1991; Metzger & Largeau,

2005; Guschina & Harwood, 2006; Hu et al.,

2008). No todos los lípidos microalgales son

satisfactorios para la producción de biodiesel,

sin embargo los apropiados para ello (ácidos

grasos, libres y unidos covalentemente al

glicerol y sus derivados) son producidos con

frecuencia y constituyen la mayor fracción de

los lípidos totales, usualmente del 20% al

40% (Cohen, 1986; Chisti, 2007). Un perfil de

ácidos grasos de cadena larga con un bajo

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

48

grado de insaturación es deseable para la

elaboración de biocombustible de calidad

(Knothe, 2005).

SÍNTESIS DE LÍPIDOS La composición de ácidos grasos de las

microalgas comúnmente incluye moléculas

lineales de 12 a 22 átomos de carbono en

número par, saturadas e insaturadas, donde

la posición y el número de enlaces dobles (1

a 6) es variable, siendo por lo general cis la

configuración de éstos. Los ácidos grasos de

16C a 18C son los más frecuentes, no

obstante moléculas de cadena media (10C,

12C, 14C) o demasiado larga (> 20C)

predominan en algunas especies. Por lo

general, en las microalgas dulceacuícolas

prevalecen los ácidos grasos saturados y

mono-insaturados, observándose en menor

proporción compuestos poli-insaturados

(PUFAs, Polyunsaturated Fatty Acids). Estos

últimos, ocasionalmente constituyen la mayor

fracción de ácidos grasos en especies

marinas. La variación del perfil de ácidos

grasos entre grupos algales diversos es

considerable, variabilidad que igualmente se

exhibe bajo distintas condiciones de cultivo

(Cohen, 1986; Hu et al., 2008; Griffiths &

Harrison, 2009).

El metabolismo lipídico de las algas es

similar al de plantas superiores,

particularmente en la biosíntesis de ácidos

grasos y triglicéridos, como consecuencia de

las homologías de secuencia y la similitud de

características bioquímicas observadas entre

ciertos genes y enzimas, de origen vegetal y

algal, involucrados en la producción de

lípidos. En el cloroplasto ocurre la síntesis de

novo de ácidos grasos, cuyo paso inicial

consiste en la carboxilación de acetil-CoA

dependiente de ATP para su conversión en

malonil-CoA. Esta reacción es catalizada por

la acetil-CoA carboxilasa y es considerada el

paso limitante del proceso, ya que

compromete el flujo de acetil-CoA hacia la

biosíntesis de lípidos, donde las unidades de

acetil-CoA probablemente derivan del

piruvato proveniente de la glucólisis. La

reacción anterior es seguida por ciclos de

adición descarboxilativa de malonil-CoA a

unidades acilo y -reducción, catalizados por

el sistema ácido graso sintetasa, hasta

producir moléculas de 16C y 18C saturadas.

Los ácidos palmítico (16:0) y oleico (18:1 9)

son los precursores de las moléculas poli-

insaturadas, a su vez producidas mediante

mecanismos de desaturación aerobia y

elongación. Por su parte, se sugiere que la

biosíntesis de triglicéridos sucede en el

citosol y en el retículo endoplásmico

esencialmente a través de la catálisis por

acil-transferasas del traslado secuencial de

ácidos grasos a las posiciones 1, 2 y 3 del

glicerol-3-fosfato, donde antes de la última

transferencia, se requiere de la

defosforilación del ácido fosfatídico

previamente formado (Fischer et al., 2008;

Hu et al., 2008). En la Fig. 2, se presenta un

esquema que describe en términos generales

la biosíntesis de lípidos microalgales. CONDICIONES AMBIENTALES QUE AFECTAN LA ACUMULACIÓN DE LÍPIDOS La producción de lípidos al igual que su

composición en las microalgas, a pesar de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

49

Fig. 2. Biosíntesis de lípidos microalgales. En términos generales, en el sistema fotosintético a partir de la energía proporcionada por los fotones presentes en el flujo luminoso, se lleva a cabo la oxidación catalítica del agua con la consecuente formación de protones, electrones y O2, los cuales a su vez posibilitan la obtención de los productos fotosintéticos: ATP y NADPH. Estos productos fotosintéticos son el sustrato del Ciclo de Calvin en el cual el CO2 es fijado en moléculas de 3 átomos de Carbono (3 C), las cuales a su vez son asimiladas como carbohidratos, lípidos y proteínas. En el caso particular de los lípidos microalgales, las moléculas de 3 C son transformadas a piruvato y acetil-CoA en el cloroplasto, donde las moléculas de acetil-CoA son carboxiladas y sometidas a numerosos ciclos de adición descarboxilativa y -reducción para la síntesis de novo de ácidos grasos (grupos acilo: ACIL-ACP). El mecanismo de transporte de ácidos grasos al exterior del citoplasma se desconoce. Posteriormente, como se indica en el texto, los ácidos grasos son secuencialmente transferidos a las posiciones 1, 2 y 3 del glicerol-3-fosfato, donde algunos intermediarios son desviados hacia la síntesis de lípidos de membrana (Fischer et al., 2008; Hu et al., 2008; Rosenberg et al., 2008; Beer et al., 2009).

depender principalmente de la especie, y en

última instancia de su constitución genética,

son afectados por diversas condiciones

físicas y químicas de cultivo, tales como la

fase de crecimiento, la disponibilidad y la

clase de nutrientes, la salinidad, el tipo,

periodos e intensidad de luz, la temperatura,

el pH, e incluso, la asociación con otros

microorganismos. La aclimatación de las

microalgas a la restricción de nutrientes se

caracteriza por la manifestación de

respuestas específicas para el elemento

limitado (inducción de sistemas de transporte

de alta afinidad y de la síntesis de enzimas

hidrolíticas para la liberación intra- o extra-

celular del nutriente), además de respuestas

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

50

generales tales como cambios morfológicos,

cese de la división celular, alteraciones en la

permeabilidad de las membranas,

acumulación de lípidos y/o polisacáridos,

reducción de la actividad fotosintética y

modificación de procesos metabólicos. La

limitación de Nitrógeno es considerada como

la estrategia más eficiente para incrementar

el contenido de lípidos neutros en las

microalgas, en particular el de triglicéridos

conformados por ácidos grados con un

elevado grado de saturación. Respuestas

similares son inducidas por la deficiencia de

fósforo, azufre y silicio, siendo el efecto de

este último específico para las diatomeas.

Asimismo, la disponibilidad de Hierro (+3)

influye en el contenido oleaginoso, aunque el

mecanismo se desconoce. Sin embargo, el

comportamiento de las microalgas ante la

restricción de nutrientes es

considerablemente variable y por tanto, no es

posible establecer una tendencia

generalizada entre las especies microalgales

(Ben-Amotz, et al.,1985; Cohen, 1986;

Arredondo & Vázquez-Duhalt, 1991;

Thompson, 1996; Sheehan et al., 1998;

Grossman & Takahashi, 2001; Gatenby et al.,

2003; Guschina & Harwood, 2006; Huntley &

Redalje, 2007; Dismukes et al., 2008; Hu et

al., 2008; Li et al., 2008; Rosenberg et al.,

2008; Gouveia & Oliveira, 2009; Rodolfi et al.,

2009). La acumulación de lípidos en especies

oleaginosas, a pesar de la atenuación de la

división celular, es consecuencia de la

asimilación continua de carbono y su

orientación hacia la síntesis activa de ácidos

grasos. Los lípidos bajo tales circunstancias,

fungen como una reserva de carbono y

energía, además de proteger al organismo

contra el estrés fotooxidativo (Thompson,

1996; Grossman & Takahashi, 2001; Hu et

al., 2008; Rosenberg et al., 2008; Meng et al.,

2009; Rodolfi et al., 2009).

La temperatura, por su parte, afecta

notablemente el perfil lipídico de las

microalgas, de manera tal que a bajas

temperaturas incrementa el grado de

insaturación. Las altas intensidades

luminosas son otra de las condiciones que

favorecen sustancialmente la acumulación de

triglicéridos con un elevado perfil de

saturación, donde intensidades bajas a su

vez promueven la síntesis de lípidos polares

altamente insaturados, estructural y

funcionalmente asociados con las

membranas. El pH y la salinidad son otros

factores que modifican la síntesis de lípidos

de diversas microalgas, sin embargo el tipo y

cantidad de lípidos producidos también

dependen de la especie y de la magnitud del

cambio de éstas variables (Cohen, 1986:

Arredondo & Vázquez-Duhalth, 1991;

Thompson, 1996; Andersen, 2005; Guschina

& Harwood, 2006; Hu et al., 2008; Rodolfi et

al., 2009).

PRODUCCIÓN DE MICROALGAS La producción de biodiesel a partir de

microalgas es un proceso conformado, en

términos generales, por las etapas

elementales de producción de biomasa rica

en lípidos, recuperación o cosecha de la

biomasa, extracción de lípidos y

transesterificación, como se indica en la Fig.

3 (Chisti, 2008; Schenk et al., 2008).

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

51

Fig. 3. Esquema conceptual del proceso de producción de biodiesel a partir de microalgas. El proceso de producción de biodiesel está conformado en términos generales por las etapas elementales indicadas en el esquema. El agua, los nutrientes, el CO2 y la luz, son proporcionados a los sistemas de cultivo (abiertos, cerrados o híbridos) para la producción de biomasa de microalgas rica en lípidos. El CO2 suministrado puede provenir del aire ambiente, o bien, los sistemas de cultivo pueden ser acoplados a flujos ricos en este gas procedente de emisiones industriales, tales como las de las plantas generadoras de energía eléctrica. La biomasa producida es separada del agua y los nutrientes residuales son recirculados hacia la etapa inicial de producción de biomasa. Los aceites son extraídos a partir de la pasta de microalgas, siendo después transformados en biodiesel y glicerol, mediante la reacción de transesterificación (alcalina, ácida o enzimática). Este esquema conceptual puede incluir etapas adicionales que posibiliten acoplar la producción de biodiesel al aprovechamiento de los co-productos, es decir, del glicerol y de la biomasa microalgal libre de lípidos, ya sea directamente como insumos industriales, en la alimentación humana, animal y/o acuícola, o indirectamente a través de su transformación en productos alternos tales como biogás o bioetanol, entre otros (Chisti, 2008; Schenk et al., 2008).

En relación a la etapa de producción de

biomasa de microalgas, actualmente existen

sistemas de cultivo de microalgas destinados

a la obtención de productos de alto valor

agregado (pigmentos carotenoides, ácidos

grasos esenciales - 3 y 6 -, compuestos

isotópicos, ficobiliproteínas, farmacéuticos -

anticancerígenos y antibióticos -, vitaminas C

y E, etc.), no obstante ante la escasa

flexibilidad económica del mercado de los

biocombustibles, la optimización de tales

sistemas de producción resulta necesaria

(Arredondo & Vázquez-Duhalt, 1991; Schenk

et al., 2008; Wijffels, 2008). Los sistemas

empleados con mayor frecuencia en la

producción de biomasa microalgal son los de

tipo abierto, que a pesar de sus formas y

tamaños diversos, destacan por asemejar el

entorno natural de las microalgas. Los

cultivos abiertos comprenden sistemas

naturales (lagos, lagunas, estanques),

artificiales, de superficie inclinada y

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

52

estanques tipo circuito (‘raceway ponds’),

donde estos últimos son los de uso más

extendido (Fig. 4A). Los estanques tipo

‘raceway’ consisten en circuitos de 15 a 30

cm de profundidad, en los cuales una rueda

de paletas mantiene un flujo constante del

A. Estanque tipo ‘circuito’. B. Fotobioreactor Tubular.

*

Fig. 4. Sistemas para producción de microalgas. (A) Sistema tipo ‘circuito’: es el tipo de sistema abierto de uso más frecuente; *Paletas giratorias para la circulación del agua. (B) Fotobioreactor tubular: es una clase de sistema cerrado de cultivo microalgal de uso común. Las flechas indican la dirección del flujo de agua.

cultivo; las producciones y productividades

biomásicas factibles en estos sistemas son

bajas, próximas a 1 g/L y a 10-25 g/m2/d,

respectivamente. Las ventajas inherentes a

los cultivos abiertos radican en su sencillez y

su bajo costo de inversión en contraste con

sistemas cerrados, a causa de la diversidad

de materiales útiles para su construcción

(concreto, tierra, plástico, etc.) y la facilidad

que ofrecen para su operación y

mantenimiento. Sin embargo, acorde con

Wijffels (2008), un factor determinante del

costo de producción de biomasa de

microalgas en sistemas abiertos es la

cosecha de la biomasa, debido a la baja

concentración que ésta alcanza. De este

modo, al considerar la operación de cosecha

de la biomasa y la tecnología actualmente

disponible, los costos de producción de los

sistemas abiertos no son tan bajos e incluso,

son del mismo orden de magnitud que los

correspondientes a los sistemas cerrados.

Los sistemas abiertos presentan diversos

inconvenientes tales como pérdidas de agua

por evaporación, transferencia limitada de

CO2 al cultivo por su baja concentración en el

aire (0.035% v/v) y su difusión hacia la

atmosfera, control limitado de las condiciones

de cultivo, alta susceptibilidad de

contaminación (excepto en cultivos de

especies extremófilas), requerimiento de

superficies extensas, amplios periodos de

producción (6 a 8 semanas), producciones

reducidas de biomasa y penetración limitada

de la luz (Pulz & Scheibenbogen, 1998; Pulz,

2001; Chisti, 2007; Li et al., 2008; Rittmann,

2008; Schenk et al., 2008; Wijffels, 2008).

Los sistemas cerrados, en contraste con

los abiertos, ofrecen numerosas ventajas

tales como pérdidas mínimas de CO2, riesgo

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

53

reducido de contaminación, control y

reproducibilidad de las condiciones de

cultivo, ahorro de agua y nutrientes, menores

requerimientos de superficie, flexibilidad de

diseño, cortos periodos de producción (2 a 4

semanas) y productividades

considerablemente superiores (5 a 13 veces).

Los fotobioreactores cerrados, con el

propósito de colectar la mayor cuantía

posible de energía solar por unidad de

superficie, presentan configuraciones

diversas, tubulares (vertical, horizontal,

helicoidal, conformación ), páneles planos y

columnas de burbujeo, principalmente. Los

reactores tubulares (Fig. 4B) y de pánel plano

son los de uso más frecuente; habitualmente

están conformados por dos unidades, una de

recolección de luz y otra de transferencia de

gases. La consideración de factores tales

como la luz, la razón CO2/O2, la temperatura,

los nutrientes, la salinidad, el pH, entre otros,

resulta trascendental para el diseño de

sistemas cerrados. Las altas productividades

inherentes a estos sistemas precisan de una

penetración y distribución óptima de la luz,

condición que a su vez requiere de

materiales de construcción transparentes y

de relaciones superficie/volumen elevadas,

sin embargo, la intensidad de la luz incidente

debe ser moderada, de lo contrario se

presentan fenómenos de fotoinhibición y

fotoblanqueo. Asimismo, la relación CO2/O2

debe ser tal que la proporción de O2 sea

mínima y por ende, sean impedidos procesos

de fotorespiración y daño fotooxidativo.

Actualmente, la principal desventaja de los

sistemas cerrados consiste en sus elevados

costos, atribuidos en mayor medida a la

energía invertida en la agitación mecánica de

los cultivos con la finalidad de evitar la

sedimentación y favorecer la transferencia de

gases (Pulz & Scheibenbogen, 1998; Pulz,

2001; Carvalho et al., 2006; Chisti, 2007;

Chisti, 2008; Rittmann, 2008; Schenk et al.,

2008; Wijffels, 2008).

Los sistemas híbridos han sido

propuestos como una alternativa económica

para la producción de biodiesel microalgal a

gran escala. En términos generales, tales

sistemas consisten en una etapa inicial de

producción de biomasa en fotobioreactores

cerrados, en la cual los microorganismos son

mantenidos en crecimiento continuo bajo

condiciones de suficiencia de nutrientes,

etapa que es seguida por una fase de

acumulación de producto (lípidos) en

estanques abiertos, inducida mediante la

deficiencia de nutrientes (Schenk et al.,

2008).

Una vez que la biomasa de microalgas ha

sido producida en alguno de los sistemas

descritos, se da inicio a la etapa de cosecha

o recolección, cuyo propósito es el de

remover el agua y concentrar las células

microalgales para su posterior

procesamiento. Esta etapa, como se ha

mencionado, influye notablemente en los

costos de producción del biodiesel, por lo que

la selección de una técnica de recolección

eficiente y de bajo costo es trascendental. La

centrifugación, sedimentación, filtración y

floculación, ya sea individualmente o

combinados, son los procedimientos de

cosecha más comunes, cuya aplicación

depende de las propiedades de la especie de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

54

microalga cultivada (morfologías particulares,

presencia de vacuolas gaseosas, etc.), ya

que algunas presentan características que

facilitan su recolección (Dismukes et al.,

2008; Schenk et al., 2008; Lee et al., 2009).

La filtración resulta conveniente para

especies microalgales de forma filamentosa o

capaces de formar colonias; cabe mencionar

que esta operación a gran escala presenta

inconvenientes tales como la obstrucción de

los filtros, formación de tortas de filtración

compresibles y altos costos de

mantenimiento. La aplicación de la

sedimentación o de la centrifugación podría

ser factible en microalgas con diámetros

mayores a los 5 m y paredes celulares

relativamente gruesas. A pesar del frecuente

empleo de la sedimentación en la

acuacultura, su principal desventaja es la

larga duración de esta operación. Por su

parte, la centrifugación sólo resulta

conveniente para productos de alto valor

agregado, ya que implica altos costos y

demanda un elevado consumo de energía.

La floculación es otro procedimiento común

de cosecha, el cual consiste en la

aglomeración y posterior sedimentación o

flotación de la biomasa de microalgas; esta

puede ser inducida de diversos modos. La

floculación mediante la adición de sales

inorgánicas (alúmina, cloruro férrico, óxido de

calcio) no es recomendada por su alto costo

y por contaminar la biomasa, de manera tal

que ésta no puede ser utilizada

posteriormente como alimento. El uso de

polímeros orgánicos catiónicos como

floculantes no presenta estos inconvenientes,

sin embargo su efectividad puede ser

disminuida en aguas salobres como

consecuencia de la elevada fuerza iónica que

las caracteriza. Por su parte, la biofloculación

es un procedimiento alterno de cosecha que

consiste en el uso de especies de microalgas

que naturalmente floculan o cuya

aglomeración puede ser inducida mediante la

aplicación de condiciones de estrés tales

como cambios de pH, temperaturas extremas

y restricción de nutrientes. No obstante, la

modificación de las condiciones de cultivo

puede alterar la composición bioquímica de

la microalga y por tanto el rendimiento

lipídico. Finalmente, se ha propuesto la

floculación microbiana o co-biofloculación,

procedimiento en el cual se adicionan

microorganismos autofloculantes (tales como

levaduras) al cultivo microalgal, de manera

tal que se promueve la aglomeración

conjunta de éstos con la biomasa que se

desea cosechar (Belter et al., 1988; Schenk

et al., 2008; Lee et al., 2009).

A partir de la biomasa cosechada se

extraen los aceites mediante procedimiento

tales como lixiviación con solventes

orgánicos, principalmente hexano. Sin

embargo, algunos inconvenientes de esta

técnica de extracción son los costos y la

energía adicionales necesarios para la

recuperación del solvente, además de la

contaminación de la biomasa microalgal libre

de lípidos, restringiendo así las posibilidades

para el posterior aprovechamiento de este

co-producto. En esta década, se han

propuesto variantes para la lixiviación con

solventes orgánicos, tales como la extracción

in situ a partir de células vivas de microalgas

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

55

o el acoplamiento de la etapa de extracción

lipídica con la de transesterificación, no

obstante, tanto su aplicación a gran escala,

como su factibilidad económica, deben ser

evaluadas. Asimismo, la extracción mediante

prensado ha sido sugerida aunque, a pesar

de no implicar el uso de solventes, su

eficiencia es menor a la de la lixiviación

(Hejazi & Wijffels, 2004; Chisti, 2008; Schenk

et al., 2008).

FACTIBILIDAD ECONÓMICA DEL BIODIESEL DE MICROALGAS La factibilidad de la producción de

biodiesel de microalgas depende de su

competitividad con los combustibles fósiles,

de manera tal que los costos de producción

resultan decisivos. La estimación de la

viabilidad de esta tecnología es posible

mediante una evaluación análoga a la

realizada por Chisti (2008), en la cual se

determina el máximo costo de producción de

biomasa microalgal con un contenido

oleaginoso específico, que posibilitaría su

competencia con los precios actuales del

petróleo. El cálculo se fundamenta en la

definición de la cantidad de biomasa que, a

partir del biodiesel y biogás derivados de la

misma, proporciona una cantidad de energía

equivalente a la de un barril de crudo (159 L).

Acorde con la OPEC (OPEC Annual Report,

2008), en el 2008 el costo promedio del barril

de petróleo fue de US$ 94.45. Para poder

contender con este precio, el gasto en la

obtención de biomasa microalgal con un

contenido lipídico del 55% (gLípidos/gBiomasa)

debe ser inferior a los US$ 323 tonBiomasa-1

(Chisti, 2008). Recientemente, compañías

productoras de biomasa microalgal han

reportado costos de producción de US$ 370

tonBiomasa-1 o inferiores, por ende la tecnología

actual podría ser económicamente viable

(Schenk et al., 2008). Sin embargo, las

fluctuaciones en el precio del crudo deben

ser consideradas ya que en el transcurso del

2009, el costo del barril ha disminuido

considerablemente (OPEC Basket Price,

2008), situación que demanda la reducción

de los costos de producción de biomasa

microalgal a alrededor de la mitad del valor

antes estimado para el 2008 (US$ 142

tonBiomasa-1).

COMENTARIOS FINALES

La tecnología microalgal presenta

limitaciones diversas, siendo las más

destacadas la dificultad para mantener

monocultivos con altos rendimientos de

biomasa, la selección de cepas de

microalgas oleaginosas, la escasez de

información relativa al escalamiento de

sistemas de producción y el consumo

elevado de energía por procesos de bombeo,

transferencia de gases, mezclado,

recolección y deshidratación de la biomasa.

No obstante, los costos de producción de

biodiesel microalgal pueden ser aminorados

a través de distintas estrategias. Avances en

la ingeniería de fotobioreactores, además del

desarrollo de procesos económicos para la

recolección de biomasa y su posterior

transesterificación sin el requerimiento previo

de procedimientos de deshidratación, son

aspectos trascendentales para la reducción

de costos. Con tal propósito, también se ha

sugerido el acoplamiento de los cultivos de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

56

microalgas a los flujos ricos en CO2

derivados de emisiones industriales y al

tratamiento de aguas residuales. Asimismo,

se ha propuesto el aislamiento y selección de

especies oleaginosas, además de su

modificación mediante procedimientos de

ingeniería genética y metabólica con

propósitos diversos, tales como incrementar

la eficiencia fotosintética, mejorar la

productividad, aumentar la fracción

oleaginosa, reducir los fenómenos de

fotoinhibición y daño fotooxidativo, entre

otros. Finalmente, resulta imprescindible la

consideración de estrategias de producción

basadas en el concepto de ‘biorefinerías’,

donde los componentes restantes de la

biomasa microalgal después de extraer los

lípidos, pueden ser transformados en

productos comercializables tales como:

alimento para ganado, extracción de

pigmentos naturales, otras sustancias

químicas de alto valor agregado y hasta el

uso de la digestión anaerobia para obtener

biogas o metano (Chisti, 2007; Chisti, 2008;

Dismukes et al., 2008; Hu et al., 2008;

Schenk et al., 2008; Song et al., 2008;

Wijffels, 2008; Rodolfi et al., 2009).

AGRADECIMIENTOS Se agradece el apoyo del Fondo Sectorial

CONACyT-SAGARPA y de la Red de

Fuentes de Energía del CONACyT.

REFERENCIAS Al-Zuhair S (2007) Production of biodiesel:

possibilities and challenges. Biofuels

Bioprod. Bioref. 1: 57-66.

Andersen RA (2005) Algal Culturing

Techniques. Phycological Society.

Elsevier Academic Press. Amsterdam.

pp. 578.

Anónimo (2007) Biodiesel: combustible del

futuro. Claridades Agropecuarias. 163:

3-12.

Arredondo BO & Vázquez-Duhalt R (1991)

Aplicaciones biotecnológicas en el

cultivo de microalgas. Ciencia y

Desarrollo. 17: 99-111.

Beer LL, Boyd ES, Peters JW & Posewitz

MC (2009) Engineering microalgae for

biohydrogen and biofuel production.

Curr. Opin. Biotechnol. 20: 264-271.

Belter PA, Cusler EL & Hu WS (1988)

Bioseparations: Downstream processing

for biotechnology. John Wiley & Sons.

pp. 587

Ben-Amotz A, Tornabene TG & Thomas WH

(1985) Chemical profile of selected

species of microalgae with emphasis on

lipids. J. Phycol. 21: 72-81.

BP Statistical Review of World Energy

(2008)

www.bp.com/liveassets/bp_internet/glob

albp/globalbp_uk_english/reports_and_p

ublications/statistical_energy_review_20

08/STAGING/local_assets/downloads/pd

f/statistical_review_of_world_energy_full

_review_2008.pdf

Carvalho AP, Meireles LA & Malcata FX

(2006) Microalgal reactors: a review of

enclosed system designs and

performances. Biotechnol. Prog. 22:

1490-1506.

Chisti Y (2007) Biodiesel from microalgae.

Biotechnol. Adv. 25: 294-306.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

57

Chisti Y (2008) Biodiesel from microalgae

beats bioethanol. Trends Biotechnol. 26:

126-131.

CIA World Factbook (2009)

www.cia.gov/library/publications/the-

world-factbook/

Cohen Z (1986) Products from microalgae.

In: Handbook of microalgal mass culture.

Richmond A (ed.) CRC Press pp. 421-

454.

Dismukes GC, Carrieri D, Bennette N,

Ananyev GM & Posewitz MC (2008)

Aquatic phototrophs: efficient

alternatives to land-based crops for

biofuels. Curr. Opin. Biotechnol. 19: 235-

240.

Donohue T & Cogdell R (2006)

Microorganisms and clean energy. Nat

Rev. Microbiol. 4: 800.

European Biodiesel Board (2008) www.ebb-

eu.org/stats.php

Fairless D (2007) The little shrub that could

– maybe. Nature, 449: 652-655.

Fischer CR, Klein-Marcuschamer D &

Stephanopoulos G (2008) Selection and

optimization of microbial hosts for

biofuels production. Metab. Eng. 10:

295-304.

Fukuda H, Kondo A & Noda H (2001)

Biodiesel fuel production by

transesterification of oils. J. Biosci.

Bioeng. 92: 405-416.

Gatenby CM, Orcutt DM, Kreeger DA,

Parker BC, Jones VA & Neves RJ (2003)

Biochemical composition of three algal

species proposed as food for captive

freshwater mussels. J. Appl. Phycol. 15:

1-11.

Gouveia L & Oliveira AC (2009) Microalgae

as raw material for biofuels production.

J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 36: 269-

274.

Griffiths MJ & Harrison STL (2009) Lipid

productivity as a key characteristic for

choosing algal species for biodiesel

production. J. Appl. Phycol. 21: 493-507.

Grossman A & Takahashi H (2001)

Macronutrient utilization by

photosynthetic eukaryotes and the fabric

of interactions. Annu. Rev. Plant Physiol.

Plant Mol. Biol. 52: 163-210.

Guschina IA & Harwood JL (2006) Lipids

and lipid metabolism in eukaryotic algae.

Prog. Lipid Res. 45: 160-186.

Hejazi AM & Wijffels RH (2004) Milking of

microalgae. Trends Biotechnol. 22: 189-

194.

Hu Q, Sommerfeld M, Jarvis E, Ghirardi M,

Posewitz M, Seibert M & Darzins A

(2008) Microalgal triacylglycerols as

feedstock for biofuel production:

perspectives and advances. Plant J. 54:

621-639.

Huntley ME & Redalje DG (2007) CO2

mitigation and renewable oil from

photosynthetic microbes: a new

appraisal. Mitigation and Adaptation

Strategies for Global Change. 12: 573-

608.

Indicadores Petroleros (2008)

www.ri.pemex.com/index.cfm?action=co

ntent&sectionID=16&catID=12155);

Janssen M, Tramper J, Mur LR & Wijffels

RH (2003) Enclosed outdoor

photobioreactors: light regime,

photosynthetic efficiency, scale-up and

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

58

future prospects. Biotechnol Bioeng. 81:

193-210.

Jiménez A, Sánchez-Juárez A, Fernández

A, Mathew X & Sebastian PJ (2007)

Converting solar radiation to electric

power in Mexico. In: Towards a cleaner

planet. Klapp J, Cervantes-Cota JL &

Chávez JF (eds.) Springer Berlin

Heidelberg pp. 281-303.

Knothe G (2005) Dependence of biodiesel

fuel properties on the structure of fatty

acid alkyl esters. Fuel Process Technol.

86: 1059-1070.

Lee AK, Lewis DM & Ashman P (2009)

Microbial flocculation, a potentially low-

cost harvesting technique for marine

microalgae for the production of

biodiesel. J. Appl. Phycol. 21: 559-567.

Li Q, Du W & Liu D (2008) Perspectives of

microbial oils for biodiesel production.

Appl. Microbiol. Biotechnol. 80: 749-756.

Li X, Xu H & Wu Q (2007) Large-scale

biodiesel production from microalga

Chlorella protothecoides through

heterotrophic cultivation in bioreactors.

Biotechnol. Bioeng. 98: 764-771.

Liu B & Zhao Z (2007) Biodiesel production

by direct methanolysis of oleaginous

microbial biomass. J. Chem. Technol.

Biotechnol. 82: 775-780.

Ma F & Hanna MA (1999) Biodiesel

production: a review. Bioresour Technol.

70: 1-15.

Meng X, Yang X, Xu X, Zhang L, Nie Q &

Xian M (2009) Biodiesel production from

oleaginous microorganisms. Renewable

Energy. 34: 1-5.

Metzger P & Largeau C (2005)

Botryococcus braunii: a rich source for

hydrocarbons and related ether lipids.

Appl. Microbiol. Biotechnol. 66: 486-496.

OPEC Annual Report (2008)

www.opec.org/library/Annual%20Report

s/pdf/AR2008.pdf

OPEC Basket Price (2008)

www.opec.org/Home/basket.aspx

Pulz O (2001) Photobioreactors: production

systems for phototrophic

microorganisms. Appl. Microbiol.

Biotechnol. 57: 287-293.

Pulz O & Scheibenbogen K (1998)

Photobioreactors: design and

performance with respect to light energy

input. In: Advances in biochemical

engineering / biotechnology. Scheper T

(ed.) Springer-Verlag Berlin Heidelberg

pp. 123-152.

Rittmann BE (2008) Opportunities for

renewable bioenergy using

microorganisms. Biotechnol. Bioeng.

100: 203-212.

Rodolfi L, Zittelli GC, Bassi N, Padovani G,

Biondi N, Bonini G & Tredici MR (2009)

Microalgae for oil: strain selection,

induction of lipid synthesis and outdoor

mass cultivation in a low-cost

photobioreactor. Biotechnol. Bioeng.

102: 100-112.

Rosenberg JN, Oyler GA, Wilkinson L &

Betenbaugh MJ (2008) A green light for

engineered algae: redirecting

metabolism to fuel a biotechnology

revolution. Curr. Opin. Biotechnol. 19:

430-436.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

59

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

60

Schenk PM, Thomas-Hall SR, Stephens E,

Marx UC, Mussgnug JH, Posten C,

Kruse O & Hankamer B (2008) Second

generation biofuels: high-efficiency

microalgae for biodiesel production.

Bioenerg. Res. 1: 20-43.

Sharma YC, Singh B & Upadhyay SN (2008)

Advancements in development and

characterization of biodiesel: a review.

Fuel. 87: 2355-2373.

Sheehan J, Dunahay T, Benemann J, &

Roessler P (1998) A look back to the US

Department of Energy’s Aquatic Species

Program – biodiesel from algae. National

Renewable Energy Laboratory, Golden

CO; Report NREL/TP-580-24190, 328 p. www.nrel.gov/docs/legosti/fy98/24190.pdf

Song D, Fu J & Shi D (2008) Exploitation of

oil-bearing microalgae for biodiesel.

Chin. J. Biotech. 24: 341-348.

Thompson Jr GA (1996) Lipids and

membrane function in green algae.

Biochim Biophys Acta. 1302: 17-45.

US National Biodiesel Board (2008)

Estimated US biodiesel production by

fiscal year.

www.biodiesel.org/pdf_files/fuelfactsheet

s/Production_graph_slide.pdf

Vasudevan PT & Briggs M (2008) Biodiesel

production – current state of the art and

challenges. J. Ind. Microbiol. Biotechnol.

35: 421-430.

Vázquez-Duhalt R & Greppin H (1987)

Growth and production of cell

constituents in batch cultures of

Botryococcus sudeticus. Phytochem. 26:

885-889.

Waltz E (2009) Biotech’s new gold? Nat.

Biotechnol. 27: 15-18.

Wijffels RH (2008) Potential of sponges and

microalgae for marine biotechnology.

Trends Biotechnol. 26: 26-31.

Williams PJ (2007) Biofuel: microalgae cut

the social and ecological costs. Nature,

450: 478.

Xu H, Miao X & Wu Q (2006) High quality

biodiesel production from microalga

Chlorella protothecoides by

heterotrophic growth in fermenters. J.

Biotechnol. 126: 499-507.

Apéndice 1. Cálculo de la eficiencia fotosintética y de la máxima productividad teórica de biodiesel

de microalgas a partir de la radiación solar promedio de México.

A. Eficiencia fotosintética.

La eficiencia fotosintética se define como la fracción de energía luminosa absorbida que es

fijada como energía química en la biomasa microalgal durante el crecimiento fotoautotrófico. El

cálculo de la eficiencia fotosintética es posible si se considera que la fijación de un mol de CO2 en

la biomasa microalgal requiere de la absorción de 14 fotones y resulta en la producción de 21.25 g

de peso seco con una composición representativa CH1.78O0.36N0.12 (esto es un peso molecular

promedio de la microalga de 21.25 g/mol) y un contenido energético de 547.8 kJ. Asimismo, se

considera que la radiación fotosintéticamente activa (PAR) sólo comprende el 42.3% de la

radiación solar total y que la energía promedio de los fotones PAR es de 218 kJ (Wijffels, 2008). De

este modo, la eficiencia fotosintética respecto a la radiación total, se determina de la siguiente

manera:

100absorbida luminosa Energía

fijada química EnergíaicafotosintétEficiencia%

% 7.6 100

PAR1fotónkJ 218

fotones 0.423PARfotón 1

fotones 14

kJ 547.8icafotosintétEficiencia%

Radiación

Biomasa

B. Máxima productividad teórica de biodiesel de microalgas en México.

La máxima productividad teórica de biomasa microalgal (Q Máxima Teórica) en México se estima al

considerar la radiación solar promedio en el país de 1,825 kWh/m2/año (Jiménez et al., 2007) y la

eficiencia fotosintética de las microalgas en relación a la radiación solar incidente calculada en el

Apéndice 1.A.

Cmol

AlgasBiomasaPromedioSolarTeórica Máxima fijadaquímicaEnergía

molecularPesoicafotosintétEficienciaRadiaciónQ

/ha/añotons194Q BiomasaTeórica Máxima

De este modo, al suponer un contenido de triglicéridos en la biomasa microalgal del 30%

(gTAG/gBiomasa x 100), una eficiencia de transesterificación del 96% (Al-Zuhair, 2007) y una densidad

de biodiesel proveniente de microalgas de 0.864 kgBiodiesel/L (Xu et al., 2006), se estima una

producción hipotética máxima de 64,500 LBiodiesel/ha/año.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

61

Bioelectricidad

Axel Falcón, J. Esteban Lozano y Katy Juárez

Instituto de Biotecnología, Universidad Nacional Autónoma de México. Apdo. Postal 510-3 Cuernavaca, Mor, 62250, México. katy@ibt.unam.mx

RESUMEN

El desafío tecnológico más grande para la sociedad humana es el reemplazo de combustibles

fósiles con fuentes de energía renovable y carbono neutrales. Los microorganismos son capaces

de producir energía renovable sin daño del ambiente o la interferencia con suministro de alimentos.

Las celdas microbianas de combustible, ofrecen la posibilidad de convertir eficientemente

compuestos orgánicos en electricidad. Los microorganismos que pueden oxidar totalmente

compuestos orgánicos empleando un electrodo como único aceptor de electrones, son los que

contribuyen principalmente a la producción de energía. Existen varios mecanismos para la

transferencia del electrones al ánodo: transferencia directa vía citocromos tipo c de la membrana

externa, transferencia mediante nanocables bacterianos, y transportadores de electrones solubles.

La investigación en esta área se ha centrando principalmente en el estudio de los mecanismos de

la transferencia de electrones entre los microorganismos y el electrodo, para diseñar mejores

electrodos o en la manipulación genética de microorganismos que permitan incrementar la

producción de electricidad. En esta revisión abordamos el tema de la producción de bioelectricidad

y los avances y los retos tecnológicos que hay que vencer para convertirla en una fuente de

energía renovable competitiva.

Palabras Clave: Celdas microbianas, Bioelectricidad, Energía renovable

ABSTRACT

The greatest technological challenge for today�’s human society is the replacement of fossil fuels

with energy sources that are renewable and carbon neutral. Microorganisms can produce

renewable energy without damaging the environment or disrupting food supply. Microbial fuel cells

offer the possibility of efficiently converting organic compounds into electricity. Microorganisms that

can completely oxidize organic compounds with an electrode serving as the sole electron acceptor

are the primary contributors to power production. Several mechanisms for electron transfer to

anodes have been proposed including: direct electron transfer via outer-surface c-type

cytochromes, long-range electron transfer via microbial nanowires, electron flow through a

conductive biofilm matrix containing cytochromes, and soluble electron shuttles. Research in this

area is focusing on elucidating the mechanisms of electron transfer between the microorganisms

and the electrode in order to design better electrodes or genetically engineer better microbes for

higher rates of electricity production. In this review we are examining the advances of the

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 62

bioelectricity generation and the technological challenges that there are to face in order to turn it

into a competitive renewable energy source.

Key words: MFC, Bioelectricity, Renewable energy

INTRODUCCIÓN

La creciente demanda de energía en el

mundo y el uso excesivo de combustibles

fósiles han provocado serios problemas de

contaminación ambiental y el calentamiento

global de la tierra. Por lo que en la

actualidad, numerosos grupos de

investigación a nivel mundial se han

enfocado en la búsqueda de fuentes alternas

de energía que contribuyan de manera

sustentable a mitigar dicha demanda. Sin

embargo, aun no se cuenta con la

infraestructura ni la tecnología necesaria para

dejar de depender del petróleo como fuente

principal de energía. Una de las

consideraciones importantes, en la búsqueda

de fuentes alternativas, es la liberación de

CO2 a la atmósfera, ya que algunas de ellas,

como por ejemplo el proceso de combustión

de los hidrocarburos contenidos en el

petróleo libera grandes cantidades de CO2,

favoreciendo problemas como el calenta-

miento global. Debido a lo anterior, se busca

que las nuevas tecnologías de producción de

energía sean carbono-neutrales, es decir que

solo liberen el carbono recién fijado a la

atmósfera. En los últimos años se han

desarrollado diversas tecnologías que se

enfocan en la utilización de la energía

acumulada en la biomasa de desechos, para

ser redirigida a otras formas de energía que

la humanidad pueda utilizar como son: la

metanogénesis (CH4), el biohidrógeno (H2) y

la bioelectricidad (Logan et al., 2006).

Las celdas de combustible microbianas,

conocidas también como MFC por sus siglas

en inglés (Microbial Fuel Cell), resultan ser

una opción prometedora para la generación

de energía renovable que se pueda emplear

como electricidad (Logan & Regan, 2006).

Avances importantes se han logrado para

incrementar la eficiencia de estos dispositivos

tanto para la generación de electricidad como

para la generación de hidrógeno,

empleándolas como celdas de electrólisis

microbianas o MEC por sus siglas en inglés

(Microbial Electrochemical Cell) (Liu et al.,

2005b). Una gran variedad de substratos se

han empleado en el ánodo para la

generación de energía, incluyendo acetato,

celulosa, aguas residuales municipales e

industriales, etc. Se ha mejorado la

tecnología y funcionamiento de la celda

misma, sin embargo un factor común y que

tiene gran relevancia, es la formación de la

biopelícula microbiana en el ánodo (Kim et

al., 2006). Se han identificado y caracterizado

el tipo de organismos que conforman los

consorcios bacterianos que participan en la

formación de la biopelícula y de manera

importante en el aporte de energía (Lovley,

2008). Aunque existen estudios de la

ecología microbiana de dicha biopelícula, las

relaciones entre los miembros de las

comunidades microbianas y como

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 63

contribuyen al flujo de electrones del ánodo

al cátodo, aun no están completamente

comprendidas, así como los mecanismos que

favorecen su formación y los procesos

metabólicos que intervienen en su

establecimiento. Los cultivos mixtos se sabe

que generan una mayor energía en

comparación al empleo de cultivos puros,

esto se debe a las interacciones sinérgicas

que se presentan en el ánodo y a la

participación de cepas con capacidades

metabólicas complementarias (Lee et al.,

2003). Reportes recientes describen que

biopelículas constituídas por consorcios

enriquecidos, han generado densidades de

potencia de hasta 6.9 W por m2 (área

expuesta del ánodo) lo cual lo acerca incluso

a los límites teóricos (Logan, 2009).

En este trabajo hacemos una revisión de

los avances realizados en el campo de la

bioelectricidad empleando MFCs, analizando

los aspectos generales, las limitaciones y los

retos que presentarán en esta área de

investigación en el futuro.

ESTRUCTURA BÁSICA DE UNA MFC La estructura básica de una MFC para la

producción de electricidad se puede observar

en la Fig. 1; consta de dos cámaras una

catódica y una anódica separadas por una

membrana de intercambio de protones (MIP)

(Min et al., 2005).

Fig. 1. Esquema de celda de combustible microbiana (MFC) tipo H. Los microorganismos en la cámara anódica oxidan los compuestos orgánicos como parte de su metabolismo y durante este proceso generan electrones y protones. Los electrones son transferidos al ánodo y son transportados a hacia el cátodo a través de un circuito externo. Para mantener el balance de cargas, los protones generados en la reacción atraviesan una membrana permeable a protones o un puente salino y una vez en la cámara catódica se unen con el oxígeno, para formar agua (Logan et al., 2006; Cheng et al., 2000a)

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 64

El mecanismo por el cual son liberados

los electrones al electrodo en las MFCs es

uno de los principales objetivos de estudio

para llegar a entender el funcionamiento de

este tipo de dispositivos y mejorar su

eficiencia. El factor más importante para que

una MFC genere una corriente de electrones

que pueda ser utilizada es, sin duda alguna,

el microorganismo o microorganismos

utilizados para llevar a cabo el proceso de

degradación de la materia orgánica a

compuestos como CO2 y H2O y la liberación

de electrones al sistema. Otro factor es el

tipo de inóculo, se pueden emplear diferentes

tipos de inóculos en las MFCs. El inóculo

puede provenir de lodos activados (Lee et al.,

2003), lodos anaeróbicos (Rabaey et al.,

2003), aguas residuales domesticas (Min &

Logan, 2004), aguas residuales industriales

(Prasad et al., 2006) sedimentos marinos

(Bond et al., 2002) o sedimentos acuáticos

(Holmes et al., 2004). Aunque los mejores

resultados se han obtenido empleando lodos

activados o anaeróbicos (Rabaey et al.,

2003).

Ánodo

Los materiales con los que se deben

construir los ánodos deben ser conductivos,

biocompatibles y químicamente estables en

la solución del reactor. Ánodos metálicos

consistentes de malla de acero inoxidable no

corrosivo pueden ser utilizados. El material

de electrodo más versátil es el carbón,

disponible como placas de grafito compacto,

barras o gránulos.

Los materiales utilizados más simples son

las placas y las barras de grafito ya que son

relativamente baratos, fáciles de manejar y

tienen un área de contacto definida. Diversos

tipos de productos de carbón como son

papel, fibra, entre otros han sido utilizados

extensivamente como electrodos. Mayores

áreas superficiales pueden ser alcanzadas

usando materiales compactos como carbón

vítreo reticulado, el cual se encuentra

disponible con diferentes tamaños de poro o

usando capas de gránulos de carbón o

esferas. El efecto a largo plazo del

crecimiento de la biopelícula o de las

partículas en el flujo en cualquiera de las

superficies no ha sido debidamente

examinado todavía.

Para incrementar el desempeño del

ánodo, diferentes estrategias químicas y

físicas han sido utilizadas. Materiales

electrocatalíticos como son compuestos de

polianilinas han mostrado que mejoran la

generación de corriente ayudando a la

oxidación directa de metabolitos microbianos.

Dirigir el flujo de agua a través del material

del ánodo puede utilizarse para incrementar

la potencia. El flujo hacia el ánodo ha sido

también usado en reactores utilizando

mediadores exógenos. (Sell et al.. 1989)

Cátodo

Debido a su buen desempeño,

ferrocianuro es muy popular como un aceptor

experimental de electrones en MFCs. La

ventaja del ferrocianuro es el bajo

sobrepotencial, y la desventaja de su empleo

es la oxidación insuficiente por oxígeno, el

cual requiere el catolito para ser

regularmente reemplazado. El desempeño a

largo plazo del sistema puede ser afectado

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 65

por difusión del ferrocianuro a través de la

MIP y en la cámara anódica.

El oxígeno es el aceptor más adecuado

de electrones para una MFC debido a su alto

potencial de oxidación, disponibilidad, bajo

costo, sustentabilidad, y la carencia de

residuos químicos. La elección del material

del cátodo afecta de manera importante el

desempeño, y su variedad de aplicaciones

(Cheng et al., 2006b ) Para incrementar la

velocidad de reducción de oxígeno, los

catalizadores de platino son usualmente

usados para oxígeno disuelto o cátodos de

difusión de gas. Para bajar el costo de la

MFC, la cantidad de platino puede

mantenerse a 0.1 mgcm-2. La estabilidad a

largo plazo del platino necesita ser

investigada todavía. Recientemente, metales

nobles han sido propuestos como cátodos

para las MFCs (Logan et al., 2006).

Membrana de intercambio de protones (MIP)

La mayoría de los diseños de las MFCs

requieren la separación de la cámara anódica

y la cámara catódica por una membrana de

intercambio de protones. La MIP más

comúnmente utilizada es Nafion (DuPont

Co., USA) aunque existen otras opciones

como Ultrex CMI-7000 que también son

adecuadas para MFCs. El mercado para las

MIP´s esta en constante crecimiento, y más

estudios se requieren para evaluar los

efectos de la membrana en el desempeño y

la estabilidad a largo plazo (Logan & Regan,

2006, Logan et al., 2006).

Condiciones de operación

Hasta este momento, el desempeño de

las MFCs a nivel laboratorio es mucho menor

que el desempeño ideal de estos sistemas.

Puede haber muchas razones posibles. El

desempeño de una MFC es alterado por

muchos factores incluyendo el tipo de

microbios utilizados, el tipo y concentración

de biomasa utilizada como combustible,

fuerza iónica, pH, temperatura, y la

configuración del reactor. (Liu et al., 2005a)

Los parámetros de operación pueden ser

regulados para bajar la polarización para

poder aumentar el desempeño de una MFC.

pH y electrolito

Sin una solución amortiguadora en una

MFC, obviamente existirá una diferencia de

pH entre la cámara anódica y la cámara

catódica, aunque teóricamente no habría

cambio de pH cuando la velocidad de

reacción de protones, electrones y oxígeno

en el cátodo es igual a la velocidad de

producción de protones en el ánodo. La

membrana de intercambio de protones causa

una barrera en el transporte a través de la

membrana de difusión de protones, y el

transporte de protones a través de la

membrana es más lenta que su velocidad de

producción en el ánodo y su velocidad de

consumo en la cámara catódica en la etapa

inicial de la operación de la MFC, así trae

una diferencia de pH. Sin embargo, la

diferencia de pH incrementa la fuerza motriz

de la difusión de protones de la cámara

anódica a la cámara catódica y finalmente

forma un equilibrio dinámico. Algunos de los

protones generados con la biodegradación

sustratos orgánicos transferidos a la cámara

catódica pueden reaccionar con el oxígeno

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 66

disuelto mientras algunos protones son

acumulados en la cámara anódica cuando

ellos no se transfieren a través de la

membrana de intercambio de protones o de

puentes salinos rápidamente a la cámara

catódica. Gil et al. (2003), detectó una

diferencia de pH de 4.1 después de 5 horas

de operación con un pH inicial de 7 sin

utilizar amortiguadores. Con la adición de de

un amortiguador de fosfatos (pH 7), el

cambio de pH en el ánodo y cátodo fue de

menor de 0.5 unidades y la salida de

corriente se incremento alrededor de 1 a 2

veces.

Sin embargo, el proceso microbiano

anódico prefiere un pH neutral y las

actividades microbianas disminuyen en un

pH mas alto o mas bajo, por lo que

el empleo de amortiguadores es fundamental

(He et al., 2008).

MECANISMOS DE TRANSFERENCIA DE ELECTRONES La transferencia extracelular de electrones

se puede definir como el proceso en el cual

los electrones derivados de la oxidación de

compuestos orgánicos son transferidos a la

superficie externa de la célula para reducir un

aceptor terminal de electrones extracelular

(Lovley, 2008). Se han planteado diferentes

mecanismos para explicar cómo los

microorganismos liberan los electrones al

electrodo: a) transferencia directa con la

participación de citocromos, b) transferencia

con ayuda de mediadores externos o

producidos por el mismo organismo y c)

transferencia por medio de los nanocables

bacterianos o pili.

a) Transferencia directa de electrones al

electrodo

Electrígenos Los electrígenos son microorganismos

que conservan la energía permitiendo el

crecimiento por la oxidación de compuestos

orgánicos a dióxido de carbono y con la

transferencia directa de electrones a los

ánodos de las MFC. (Lovley & Kevin, 2008)

Estos microorganismos son conocidos

también como anodofílicos. Entre los

microorganismos más estudiados de esta

clase se encuentran los antes mencionados

Geobacter y Rhodoferax; los cuales poseen

mecanismos de transporte de electrones

internos y no requieren la ayuda de

mediadores para liberar dichos electrones al

ánodo. La producción de electricidad

utilizando microorganismos electrígenos en

MFC tiene algunas ventajas significativas

(Bond & Lovley, 2003). Una de ellas es la

completa oxidación de la materia orgánica a

dióxido de carbono que estos microorga-

nismos hacen posible y que se traduce en

una alta eficiencia coulombica en el proceso

(Lovley & Nevin, 2008). Otra ventaja

utilizando electrígenos es su sustentabilidad

a largo plazo. Se han reportado MFCs que

han sido operadas por más de 2 años sin

bajar la producción de electricidad (Lovley &

Nevin, 2008).

La reacción de una MFC que se lleva

acabo en el ánodo sin mediadores se ha

estudiado principalmente en los Geobactera-

ceae, en este proceso el ánodo actúa como

aceptor final de electrones de manera similar

a como lo hacen con los óxidos minerales

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 67

sólidos que se encuentran en el subsuelo, su

hábitat natural. Los Geobacteraceae son un

grupo de microorganismos capaces de

acoplar la respiración anaeróbica a la

reducción de metales en el ambiente. Debido

a su metabolismo son capaces de

biorremediar varios metales pesados

incluyendo Uranio(VI), Vanadio(VI)

Cromo(VI); así como biodegradar varios

contaminantes orgánicos como por ejemplo

los hidrocarburos monoaromáticos.

Recientemente dicha especie se ha usado

para generar electricidad a partir de

deshechos orgánicos, ya que su metabolismo

único la hace sobresaliente en este campo

(Lovley, 2008).

Geobacter pertenece a los microorganis-

mos reductores de metales, los cuales

producen energía útil biológicamente en

forma de ATP durante la reducción de óxidos

de metales bajo condiciones anaerobias en

suelos y sedimentos. Su característica

principal es la habilidad para oxidar

compuestos orgánicos como ácidos grasos,

alcoholes, compuestos monoaromáti-cos por

la vía de los ácidos tricarboxílicos, mediante

la transferencia de electrones a óxidos de

Fe(III) insolubles, sustancias húmicas u

óxidos de Mn(IV) (Nevin & Lovley 2002,

Lovley 2008).

La mayoría de los estudios relacionados

con la transferencia de electrones se han

hecho utilizando Geobacter sulfurreducens,

ya que su genoma se conoce completamente

y se sabe que es un gran generador de

potencia. La manera en que esta bacteria

transfiere electrones al electrodo, es a través

de una serie de citocromos tipo c (mas de

100 codificados en su genoma), asociados a

la membrana interna, periplasma y

membrana externa (Methe et al., 2003,

Lovley, 2008).

Rhodoferax ferrireducens, es también una

bacteria de especial importancia en la

producción de bioelectricidad, fue aislada de

sedimentos del subsuelo como un reductor

de Fe(III), oxida azúcares como glucosa,

fructosa, sacarosa, lactosa y xilosa a CO2 con

el 80% de la recuperación de los electrones

en forma de electricidad. La gran producción

de energía le es atribuida a la cantidad de

células adheridas a la superficie del electrodo

durante largos periodos de tiempo y a su

habilidad para mantenerse activa. Por lo que,

debido a la conversión de varios tipos de

azúcares a electricidad y a su capacidad de

mantenimiento sin disminuir su desempeño,

Rhodoferax es un candidato ideal para ser

utilizado en MFCs. (Du et al., 2007,

Chaudhuri & Lovley, 2003; Risso et al.,

2009).

b) Transferencia con ayuda de mediadores

externos o producidos por el mismo

organismo

Un mediador es un compuesto que puede

entrar en la célula, aceptar electrones de

varios acarreadores intracelulares de

electrones, salir de la célula en estado

reducido y entonces donar los electrones al

ánodo. Estos mediadores juegan un papel

fundamental en la transferencia de electrones

en aquellos microorganismos que son

incapaces de transferir electrones al ánodo

directamente.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 68

-Mediadores producidos por el mismo

microorganismo

Los microorganismos que tienen la

capacidad de reducir Fe(III) enfrentan el

problema de cómo tener acceso

efectivamente a un aceptor de electrones que

no puede difundirse a la célula. Las bacterias

del genero Shewanella han resuelto este

problema liberando quinonas solubles que

pueden acarrear electrones de la superficie

celular a óxido de Fe(III) aunque éste se

encuentre a una distancia considerable de la

célula. Se ha reportado que Shewanella tiene

la capacidad de transferir electrones a

metales localizados a más de 50 µm de la

superficie de la célula (Nevin & Lovley, 2002).

Las bacterias del género Shewanella son

miembros de las Proteobacterias son

microorganismos acuáticos con una amplia

distribución alrededor del mundo: forman un

grupo diverso de bacterias anaerobias

facultativas que se encuentran en ambientes

marinos y de agua dulce (Hau & Gralnick,

2007). Son fisiológicamente diversos, por lo

que pueden tener varias aplicaciones

biotecnológicas, como son, la bio-

remediación de compuestos clorados,

radioactivos y otros contaminantes

ambientales, así como la generación de

energía.

Los Shewanellae pueden respirar

empleando un diverso grupo de aceptores de

electrones lo que les ha permitido adaptarse

a ambientes extremos y variados. Estos

organismos son fáciles de crecer y manejar

en un laboratorio, por lo que muestran un

gran potencial para la biorremediación de

varios contaminantes ambientales y en las

MFCs para producir electricidad.

Diversos estudios han sugerido que las

células de Shewanella tienen la capacidad

para producir y secretar acarreadores

endógenos de electrones para promover la

reducción de óxidos de Fe(III), aunque dichos

compuestos no han sido totalmente

identificados han surgido reportes que

intentan identificarlos. Recientemente se

demostró que este microorganismo produce

flavinas que emplean como mediadores para

la transferencia de electrones fuera de la

célula (Marsili et al., 2008; Von Canstein et

al., 2007).

El mecanismo de transferencia de

electrones hacia la superficie del electrodo,

por esta bacteria, no ha sido elucidado, pero

son de vital importancia los citocromos

localizados en la membrana externa y las

rutas de secreción tipo II. Sin embargo, se

cree que los nanocables o pili de Shawenella,

puede facilitar la transferencia de electrones

en distancias muy largas. Las aplicaciones

de esta bacteria en los aparatos generadores

de corriente incluyen el tratamiento de aguas

residuales, la conversión de biomasa de

deshecho y el uso como proveedor de

electricidad a sensores ambientales en

cuerpos acuáticos como lagos, ríos y

océanos, donde los sedimentos ricos en

materia orgánica proveen de una fuente de

electrones (Hau & Gralnick, 2007).

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 69

-Mediadores adicionados exógenamente

En el caso de microorganismos que no

son capaces de producir sus propios

mediadores y que son incapaces de transferir

eficientemente los electrones derivados del

metabolismo central afuera de la célula ,

requieren de la adición de mediadores

exógenos que transporten los electrones al

ánodo.

Las propiedades que se buscan en un

compuesto para se utilizado como un buen

mediador son: Un potencial bastante

diferente del potencial del organismo para

facilitar la transferencia de electrones

mientras se mantiene un alto potencial

electroquímico en la celda, un alto coeficiente

de difusión en el electrolito y en la membrana

celular, rápida transferencia de electrones de

el organismo al electrodo, capacidad para

repetidos ciclos redox, no citotoxicidad y

buenos perfiles de absorción-adsorción-

resorción al organismo, electrodo y otras

superficies de la MFC, de forma que

permanezca en la solución y permanezca

disponible para el proceso. (Bullen et al.,

2006). Ejemplos de compuestos de este tipo

son; rojo neutro, fenazinas, fenotiazinas,

benzilviolágeno, entre otros (Lovley, 2006).

Existen varios problemas y desventajas

en el uso de mediadores para facilitar el

transporte de electrones, entre ellos se

encuentra el hecho de que los compuestos

utilizados suelen ser tóxicos para los seres

humanos, por lo que se debe evitar utilizar

estos compuestos en los procesos de

producción de electricidad en lugares que se

exponga el medio ambiente a ellos, como

puede ser en plantas de tratamiento de

aguas residuales, sedimentos acuáticos,

entre otros.

Otra desventaja es el corto tiempo que se

mantienen estables estos compuestos, lo

cual, limita el tiempo de vida de la MFC.

Además, incluso en presencia de mediadores

los microorganismos fermentativos producen

ácidos por fermentación, lo que

eventualmente desestabiliza el sistema, ya

que la mayoría de los electrones presentes

inicialmente en el combustible se recuperan

en la fermentación de estos ácidos, en mayor

cantidad que como electricidad, y, por lo

tanto, la eficiencia es baja en estos sistemas

sin importar el uso de los mediadores.

c) Transferencia por medio de los nanocables

bacterianos o pili.

En estudios recientes se ha descubierto la

presencia de nanocables en algunos

microorganismos electriigenos. Estos pili se

han identificado en bacterias como

Geobacter sulfurreducens, Shewanella

oneidensis, una cianobacteria fototrópica

Synechocystis y un microorganismo

fermentador termofílico Pelotomaculum

thermopropionicum (Gorby et al., 2006)

Existen opiniones encontradas con

respecto a la presencia de estas estructuras

en las bacterias que pueden reducir óxidos

de Fe(III) o Mn(IV). El crecimiento en Fe (III)

requiere de la presencia de pili

especializados, los cuales son conductores

de electrones y se encuentran localizados a

un costado de la célula. Estos pili son los

encargados de realizar la conexión eléctrica

entre la célula y los óxidos de Fe(III) y deben

estar en contacto directo con el ánodo de la

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 70

MFC o formando una red entre las células

para facilitar la transferencia de electrones a

través de la biopelícula lo mejor posible, pues

se sabe que Geobacter crece en monocapas

y los pili proveen soporte estructural en la

formación de dicha biopelícula y son

esenciales en la generación de corriente

(Lovley, 2006).

Utilizando G. sulfurreducens se realizó un

estudio en el que se evalúa en presencia de

Fe(III) soluble e insoluble la transferencia de

electrones y el papel que juega la presencia

o ausencia de pili en este proceso. G.

sulfurreducens produce pili durante su

crecimiento en óxido de Fe(III) pero no en

Fe(III) soluble, lo que hace suponer que la

producción de pili es una manera de alcanzar

el Fe(III) no soluble en los sedimentos.

Reguera et al. (2005), evaluaron la

conductividad eléctrica a través de los pili

mediante microscopia de fuerza atómica.

(AFM por sus siglas en inglés). Los

resultados en esos estudios muestran que

los pili de G. sulfurreducens son altamente

conductivos e indican que Geobacter

requiere de estas estructuras para poder

reducir óxidos de Fe(III) en el ambiente.

Estos resultados nos llevan a pensar que la

producción de apéndices conductores en

bacterias que reducen óxidos metálicos es un

mecanismo de transferencia de electrones de

la célula hacia el aceptor externo de

electrones (Reguera et al., 2005).

CONSORCIOS MICROBIANOS Y SINTROFIA

La sintrofia se puede definir como la

asociación o dependencia de 2 o más tipos

diferentes de organismos que combinan sus

capacidades metabólicas para catabolizar un

sustrato que no puede ser catabolizado por

alguno de estos organismos de manera

independiente. (Rittmann et al., 2008, Torres

et al., 2008; Torres et al., 2007).Este

concepto es aplicable para las MFC ya que

para dar el siguiente paso y diseñarlas para

la producción a escala industrial, se debe

pensar en utilizar sustratos complejos, los

cuales poseen diversos nutrientes, y los

microorganismos utilizados deben ser

capaces de procesarlos o por lo menos no

verse afectados por su presencia. Un buen

ejemplo de esto es la producción de metano

e hidrógeno o electricidad por sintrofia en

sistemas de bioenergía microbianos.

La materia orgánica compleja debe ser

hidrolizada y fermentada a productos simples

que pueden ser convertidos directamente a

los productos finales deseados. Para producir

CH4, los metanogénicos usan solo acetato o

H2 y CO2 y todos los electrones deben ser

transportados hacia H2 y acetato. Para

generación de biohidrógeno, el producto final

de la fermentación debe ser H2, lo cual

significa que otros productos de la

fermentación como acetato, propionato,

etanol y butirato, son consumidores

indeseables de electrones. La síntesis de

estos productos reduce la producción global

de H2. Así mismo, la oxidación de H2 para

formar CH4 debe ser suprimida cuando el

objetivo principal es la producción de

hidrógeno. En un proceso de este tipo, la

acumulación excesiva de hidrógeno puede

detener termodinámicamente el proceso de

fermentación que lo produce, y por lo tanto

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 71

una sintrofia balanceada entre bacterias que

producen por fermentación hidrógeno y

microorganismos metanogénicos que oxidan

el hidrógeno, es la clave para llevar acabo la

metanogénesis de manera efectiva. En

procesos de producción de biohidrógeno, los

metanogénicos deben ser suprimidos, lo cual

significa que el H2 debe ser recolectado

rápidamente para evitar su acumulación. En

una MFC, la acumulación de hidrógeno

puede llevar a dos resultados indeseables:

Disminución de la velocidad de fermentación

o desviación del flujo de electrones hacia CH4

(Freguia et al., 2008).

APLICACIONES DE LAS MFC Las MFC se encuentran en un proceso de

investigación y desarrollo. Los reactores más

grandes que se han reportado a la fecha,

tienen un volumen interno del ánodo de

0.388 litros (Liu et al., 2004b). Sin embargo,

la intensa investigación que se ha venido

realizando por diversos grupos de

investigación a nivel mundial, ha logrado

grandes avances en el desarrollo de MFC y

ha encontrado usos alternativos para esta

tecnología que ya pueden aplicarse para

solucionar problemas de gran importancia a

nivel mundial. A continuación

mencionaremos algunas de las aplicaciones

alternativas más importantes de las MFC.

Producción de hidrógeno

Las MFCs pueden ser modificadas de

manera que se utilicen para la producción de

H2, por medio del proceso de electrólisis,esta

modificación se puede realizar mediante la

remoción del oxígeno de la cámara catódica

y añadiendo un pequeño voltaje. Bajo

condiciones normales de operación, los

protones liberados por la reacción anódica

migran al cátodo para combinarse con el

oxígeno y formar agua. La generación de

hidrógeno a partir de los electrones y

protones producidos por el metabolismo de

microorganismos en una MFC es

termodinámicamente desfavorable. Por ello

la aplicación de un potencial externo para

incrementar el potencial del cátodo en un

circuito de MFC permite superar la barrera

termodinámica. Así, los protones y electrones

producidos por la reacción anódica se

combinan en el cátodo para formar hidrógeno

(esto se logra en ausencia de oxígeno). El

potencial externo requerido teórico para una

MFC es 110mV, el cual es mucho menor que

los 1210mV requeridos para llevar a cabo la

electrólisis directa de agua a pH neutro, esto

se debe a que algo de energía proviene del

proceso de oxidación de la biomasa en la

cámara anódica. (Du et al., 2007)

Las MFCs pueden potencialmente

producir alrededor de 8-9 mol H2/mol glucosa

comparado con el típico 4 mol H2/mol glucosa

alcanzado en fermentaciones convencio-

nales. (Logan & Reagan, 2006, Liu et al.,

2005b) Entre las ventajas que presenta este

sistema para la producción de hidrógeno se

encuentra la mejora en eficiencia debida a la

ausencia de oxígeno en la cámara catódica y

que el hidrógeno producido puede ser

acumulado y almacenado para su uso

posterior.

Tratamiento de aguas residuales

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 72

Recientemente, el tratamiento

bioelectroquímico de aguas residuales ha

emergido como una tecnología

potencialmente interesante para la

producción de energía de aguas residuales.

El tratamiento bioelectroquímico de aguas

residuales es basado en el uso de

microorganismos electroquímicamente acti-

vos. Los microorganismos electroquímica-

mente activos son capaces de transferir

electrones extracelularmente y pueden usar

este mecanismo para transferir electrones a

un electrodo mientras oxidan la materia

orgánica presente en las aguas residuales.

Los microorganismos funcionan como un

catalizador para la oxidación electroquímica

de la materia orgánica, y el electrodo es por

lo tanto descrito como un biánodo

microbiano. El proceso de tratamiento

bioelectroquímico de aguas residuales puede

ser modificado por una conexión eléctrica del

biánodo a un electrodo auxiliar (cátodo) que

desempeñará una reacción de reducción.

Como resultado de esta conexión eléctrica

entre el ánodo y el cátodo, las reacciones de

los electrodos pueden ocurrir y los electrones

pueden fluir del ánodo al cátodo produciendo

así una corriente eléctrica (Rozendal et al.,

2008).

Las aguas residuales provenientes de la

industria, la agricultura y de las casas

contienen materia orgánica disuelta que

requiere ser removida antes de ser

descargada al medio ambiente. Actualmente,

existen procesos para remover los

contaminantes orgánicos presentes en esta

agua de deshecho, la mayoría de estos

procesos son tratamientos aeróbicos, los

cuales consumen grandes cantidades de

energía en el proceso de aeración. Sin

embargo, el tratamiento de aguas residuales

ha empezado a ser reconocido como una

fuente renovable para la producción de

electricidad lo cual podría emplearse para el

mismo proceso de tratamiento de efluentes.

(Aelterman et al., 2006, Logan & Reagan,

2006).

Biorremediación

Existe también la posibilidad de modificar

una MFC para utilizarla en procesos de

biorremediación de suelos y aguas

subterráneas. Aunque hay quienes

argumentan que al ser modificadas ya no son

MFC reales, ya que no producen electricidad,

el principio de operación es similar y se usa

la tecnología de las MFCs para cumplir estos

objetivos. Las bacterias no son solo capaces

de donar electrones a un electrodo, también

pueden aceptar electrones del mismo. Al

modificar una MFC convencional, esta no se

usa para producir electricidad, en lugar de

esto, se aplica una corriente al sistema para

llevar a cabo la reacción deseada y así

remover o degradar, por ejemplo U(VI)

soluble a U(IV) insoluble. Es por esto que se

ha propuesto su aplicación en sitios

contaminados por metales pesados como

U(VI). Una estrategia simple para prevenir

posibles contaminaciones con uranio es

adicionar un donador orgánico de electrones,

como acetato a las aguas subterráneas. El

acetato estimula el crecimiento de especies

de Geobacter, las cuales obtienen la mayoría

de su energía con la oxidación del acetato y

la reducción de los óxidos de Fe(III), los

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 73

cuales son abundantes en la mayoría del

subsuelo. Como las aguas subterráneas que

contienen U(VI) entran a una zona de adición

de acetato, las especies de Geobacter

también transfieren electrones de U(VI)

soluble reduciéndolo a U(IV) el cual es

altamente insoluble. Esto previene la futura

migración de uranio, ya que queda

secuestrado en el suelo. Así, cuando un

electrodo sirve como donador de electrones

al U(IV) que es producido, precipita en la

superficie del electrodo. El uso de esta

tecnología para este fin ayuda con los

problemas de contaminación ambiental, ya

que no solo previene la movilidad del uranio,

si no también, se puede extraer con

bicarbonato cuando se retiran los electrodos

de los lugares en los que operaron y

posteriormente pueden reutilizarse dichos

electrodos (Gregory & Lovley, 2005; Gregory,

et al., 2004).

Biosensores

Datos del medio ambiente pueden ser

útiles para entender y modelar respuestas de

los ecosistemas, aquí nace una aplicación

importante para las MFCs, las cuales pueden

emplearse para monitorear ambientes de

tres maneras diferentes como se explica a

continuación.

Los sistemas distribuidos en ambientes

naturales requieren energía para su

operación. Las MFCs pueden ser usadas

como dispositivos que proporcionan dicha

energía, particularmente en ríos y aguas

profundas marinas donde es difícil acceder

de manera continua al sistema para

remplazar baterías. Celdas combustibles en

sedimentos han sido desarrolladas para

monitorear sistemas ambientales como son

arroyos, ríos y océanos. (Logan & Reagan,

2006)

Otra aplicación importante en el campo de

los biosensores es el monitoreo de

compuestos tóxicos. Las bacterias muestran

una baja actividad metabólica cuando son

inhibidas por compuestos tóxicos. Esta

inhibición causa una baja transferencia de

electrones hacia el electrodo. De esta forma,

un biosensor puede ser construido,

inmovilizando una bacteria en el electrodo de

una MFC y protegiéndola detrás de una

membrana. Si un compuesto tóxico se

difunde a través de la membrana, este puede

ser medido por el cambio en el potencial del

sensor. Dichos sensores pueden ser de

utilidad como indicadores de sustancias

tóxicas en ríos o en la entrada de plantas de

tratamiento de aguas. (Meyer et al., 2002,

Chang et al., 2004, Rabaey et al., 2005)

Aparte de las aplicaciones antes

mencionadas, otra aplicación potencial de la

tecnología de las MFCs es usarlas como un

sensor para análisis de poblaciones y un

control de procesos in situ.

PERSPECTIVAS Las celdas microbianas de combustible

son una prometedora tecnología para la

generación de energía en un corto plazo. Sin

embargo, análisis de la literatura muestran

que el desempeño de las MFC esta limitado

por diversos factores, que evitan la

comercialización de esta tecnología y que la

clasifican como una tecnología en desarrollo.

Los problemas que actualmente restringen el

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 74

desempeño de las MFC son diversos, entre

ellos se encuentra la limitación existente en

su resistencia interna derivada de la

transferencia de protones y su pobre cinética

de reducción de oxigeno al cátodo, el

escalamiento del proceso que no ha

permitido diseñar MFC a gran escala que nos

permitan actualmente generar las cantidades

necesarias de electricidad, entre otras

limitantes que se han reportado en diversos

estudios. Lovley propone que el flujo de

electrones en una MFC puede incrementarse

hasta en 4 órdenes de magnitud si Geobacter

transportara electrones al ánodo a la misma

velocidad que lo hace hacia su aceptor

natural de electrones (Holzman et al. 2005).

Utilizando mutagénesis e incluso tecnologías

de DNA recombinante se pudieran crear

algunas cepas de microorganismos que

cumplan con todas las funciones requeridas

de manera optima para el desarrollo de

bioelectricidad en MFC. En conclusión, la

tecnología de las MFC esta todavía en

proceso de desarrollo para la producción de

electricidad de manera eficiente y a gran

escala. Sin embargo, diversas aplicaciones

como son biorremediación, tratamiento de

aguas residuales, biosensores ya están

disponibles y pueden aplicarse para resolver

algunos problemas presentes en la

actualidad.

La producción de bioelectricidad junto a

otras tecnologías de producción de energía

limpia de fuentes renovables de segunda y

tercera generación se perfila como una gran

alternativa para el proceso de transición de

energía que se debe iniciar lo más pronto

posible para evitar los efectos adversos que

la crisis energética y el calentamiento global

han y seguirán desatando.

REFERENCIAS Aelterman PK, Rabaey P, Caluwaert P, &

Verstraete, W (2006) Microbial fuel cell

for wastewater treatment. Water Sci.

Technol. 54: 9-15.

Bond DR & Lovley DR (2003) Electricity

production by Geobacter sulfurreducens

attached to electrodes. Appl. Environ.

Microbiol. 69: 1548-1555

Bond DR, Holmes D, Tender, LM & Lovley,

DR (2002) Electrode-reducing

microorganisms that harvest energy from

marine sediments. Science 295: 483-485.

Bullen RA, Arnot TC, Lakeman JB, Walsh FC

(2006) Biofuel cells and their

development. Biosens. Bioelectron. 21:

2015-2045.

Chang IS, Jang JK, Gil GC, Kim M, Kim HJ,

Cho BW & Kim BH (2004) Continuous

determination of biochemical oxygen

demand using microbial fuel cell type

biosensor. Biosens. Bioelectron. 19: 607-

613.

Chaudhuri SK & Lovley DR (2003) Electricity

generation by direct oxidation of glucose

in mediatorless microbial fuel cell. Nat

Biotechnol 21: 1229-1232

Cheng S, Liu H & Logan BE (2006) Increased

performance of single chamber microbial

fuel cells using an improved cathode

structure. Electrochem. Commun. 8: 489-

494.

Cheng S, Liu H & Logan BE. (2006) Power

densities using different cathode catalysts

(Pt and CoTMPP) and polymer binders

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 75

(nafion and PTFE) in single chamber

microbial fuel cells. Environ Sci Technol.

40: 364-369.

Du Z, Li H & Gu T (2007) A estate of the art

review on microbial fuel cells: A promising

technology for wastewater treatment and

bioenergy. Biotechnol. Adv. 25: 464-482.

Freguia S, Rabaey K, Yuan Z & Keller J. (2008)

Syntrophic processes drive the conversion

of glucose in microbial fuel cell anodes.

Environ Sci Technol. 42: 7937-43.

Gil GC, Chang IS, Kim BH, Kim M, Jang JK, Park

HS & Kim HJ (2003) Operational parameters

affecting the performance of a mediator-less

microbial fuel cell. Biosens. Bioelectron. 18:

327-334.

Gorby YA, Yanina S, McLean JS, Rosso KM,

Moyles D, Dohnalkova A, Beveridge TJ,

Chang IS, Kim BH, Kim KS, Culley DE,

Reed SB, Romine MF, Saffarini DA, Hill

EA, Shi L, Elias DA, Kennedy DW, Pinchuk

G, Watanabe K, Ishii S, Logan B, Nealson

KH & Fredrickson JK. (2006) Electrically

conductive bacterial nanowires produced

by Shewanella oneidensis strain MR-1 and

other microorganisms. Proc Natl Acad Sci

U S A. 103: 11358-11363.

Gregory KB, Bond DR & Lovley DR. (2004)

Graphite electrodes as electron donors for

anaerobic respiration. Environ Microbiol. 6:

596-604.

Gregory KB & Lovley DR (2005) Remediation

and recovery of uranium from contaminated

subsurfaces environments with electrodes.

Environ. Sci. Technol. 39: 8943-8947.

Hau HH & Gralnick JA (2007) Ecology and

biotechnology of the genus Shewanella.

Annu. Rev. Microbiol. 61: 237-258.

He Z, Huang Y, Manohar AK & Mansfeld F

(2008) Effect of electrolyte pH on the rate of

the anodic and cathodic reactions in an air-

cathode microbial fuel cell.

Bioelectrochemistry. 74: 78-82.

Holmes DE, Bond DR, O´Neill RA, Reimers

CE, Tender R & Lovley DR (2004) Microbial

communities associated with electrodes

harvesting electricity from a variety of

aquatic sediments. Microb. Ecol. 48: 178-

190

Holzman DC (2005) Microbe power. Environ.

Health. Persp. 113: A754-757.

Kim BH, Chang SI & Gadd GM (2007)

Challenges in microbial fuel cell

development and operation. Appl.

Microbiol. Biotechnol. 76: 485-494.

Kim HJ, Park HS, Hyun MS, Chang IS, Kim M

& Kim BH (2002) A mediator-less microbial

fuel cell using a metal reducing bacterium,

Shewanella putrefaciens. Enzyme Microb

Tech 30: 145-52

Kim GT, Webster G.,Wimpenny WT, Kim BH,

Kim HJ & Weighman AJ (2006) Bacterial

community structure, compartmentalization

and activity in a microbial fuel cell. J.

Appl.Microbiol. 101: 698-710.

Lee H, Parameswaran P & Kato-Marcus A.

(2008) Evaluation of energy-conversion

efficiencies in microbial fuel cell (MFCs)

utilizing fermentable and non-fermentable

substrates. Water Research 42: 1501-1510

Lee JN, Phung T, Chang IS, Kim BH & Sung

HC. (2003) Use of acetate for enrichment of

electrochemically active microorganism and

their 16s rDNA analyses. FEMS Microbiol

Lett 223: 185-191.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 76

Liu, H., & B.E. Logan (2004) Electriciy

generation using an air-cathode single

chamber microbial fuel cell in the presence

and absence of a proton excahnge

membrane. Environ Sci Technol 38: 4040-

4046

Liu H, Cheng S & Logan BE (2005b) Power

generation in fed-batch microbial fuel cell

as a function of ionic strength, temperature,

and reactor configuration. Environ. Sci.

Technol. 39: 5488-5493.

Liu H, Grot S & Logan BE (2005c)

Electrochemically assisted microbial

production of hydrogen from acetate.

Environ. Sci. Technol. 39: 4317-4320.

Logan BE & Regan JM (2006) Microbial fuel

cells: Challenges and applications. Environ.

Sci. Technol. 40: 5172-5180.

Logan BE, Hamelers B, Rozendal R, Schröder

U, Keller J, Freguia S, Aelterman P,

Verstraete W & Rabaey K. (2006) Microbial

fuel cells: methodology and technology.

Environ Sci Technol. 40: 5181-92.

Logan BE (2009) Exoelectrogenic bacteria that

power microbial fuel cells. Nature Reviews

Microbiology. 7: 375-381

Lovley DR (2008) Extracellular electron

transfer: wires, capacitors, iron lungs, and

more. Geobiol. 6: 225-231.

Marsili E, Baron DB, Shikhare ID, Coursolle D,

Gralnick JA & Bond DR (2008) Shewanella

secretes flavins that mediate extracellular

electron transfer. Proc Natl Acad Sci U S A.

105: 3968-3973.

Methé BA, Nelson KE, Eisen JA, Paulsen IT,

Nelson W, Heidelberg JF, Wu D, Wu M,

Ward N, Beanan MJ, Dodson RJ, Madupu

R, Brinkac LM, Daugherty SC, DeBoy RT,

Durkin AS, Gwinn M, Kolonay JF, Sullivan

SA, Haft DH, Selengut J, Davidsen TM,

Zafar N, White O, Tran B, Romero C,

Forberger HA, Weidman J, Khouri H,

Feldblyum TV, Utterback TR, Van Aken SE,

Lovley DR & Fraser CM (2002) Genome of

Geobacter sulfurreducens: metal reduction

in subsurface environments. Science. 302:

1967-1969.

Meyer RL, Larsen LH & Revsbech NP (2002)

Microscale biosensor for measurement of

volatile fatty acids in anoxic environments.

Appl. Environ. Microbiol. 68: 1204-1210.

Min B &Logan BE (2004) Continuous electricity

generation from domestic wastewater and

organic substrate in flat plate microbial fuel

cell. Environ Sci Technol. 38: 5809-34.

Min B, Cheng, S. & Logan BE (2005) Electricity

generation using membrane and salt bridge

microbial fuel cells. Water Res. 39: 1675-

1686.

Nevin KP & Lovley DR (2002) Mechanisms for

Fe(III) oxide reduction in sedimentary

environments Geomicrobiol. J. 19: 141-159.

Prasad D, Sivaram TK, Berchmans S &

Yegnaraman V. (2006). Microbial fuel cell

constructed with a microorganism isolated

from sugar industry effluent. J. Power

sources 160: 991-996

Rabaey K, Lissens G & Verstraete W (2005)

Microbial fuel cells: performances and

perspectives. In: Biofuels for fuel cells.

Lens P, Westermann P, Haberbauer M &

Moreno A (eds). IWA Publicing, Alliance

House, I., pp. 375-400.

Rabaey, KG. Lissens SD, Siciliano &

Verstraete W. (2003). A microbial fuel cell

capable of converting glucose to electricity

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 77

at high rate and efficiency. Biotechnol. Lett.

25: 1531-1535.

practical implementation of bioelectro-

chemical wastewater treatment. Trend.

Biotechnol. 26: 450-459. Reguera G, McCarthy KD, Mehta T, Nicoll JS,

Tuominen T & Lovley DR (2005)

Extracellularr electron transfer via microbial

nanowires. Nature. 435: 1098-1101.

Sell D, Krâmer P & Kreysa G (1989) Use of an

oxygen gas diffusion cathode and a three-

dimensional packed bed anode in a

bioelectrochemical fuel cell. Appl. Microbiol.

Technol. 31: 211-213.

Rittmann BE, Krajmalnik-Brown R &Halden RU

(2008) Pre-genomic, genomic and

post.genomic study of microbial

communities involved in bioenergy. Nature.

6: 604-612.

Torres CI, Marcus AK & Rittmann BE (2007)

Kinetics of consumption of fermentation

products by anode-respiring bacteria. Appl.

Microbiol. Technol. 77: 689-697. Risso C, Sun J, Zhuang K, Mahadevan R,

DeBoy R, Ismail W, Shrivastava S, Huot H,

Kothari S, Daugherty S, Bui O, Schilling

CH, Lovley DR & Methé BA (2009)

Genome-scale comparison and constraint-

based metabolic reconstruction of the

facultative anaerobic Fe(III)-reducer

Rhodoferax ferrireducens. BMC Genomics.

22: 10: 447.

Torres CI, Marcus AK & Rittmann BE (2008)

Proton transport inside the biofilm limits

electrical current generation by anode-

respiring bacteria. Biotechnol. Bioeng. 100:

872-881.

Rozendal RA, Hamelers VMH, Rabaey K,

Keller J & Buisman JNC (2008) Towards

Von Canstein H, Ogawa J, Shimizu S & Lloyd

JR (2007) Secretion of Flavins by

Shewanella species and their role in

extracellular electron transfer. Appl.

Environ. Microbiol. 74: 615-623.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 78

Etanol Carburante

Ofelia Edith Carreón Rodríguez, Andrea Sabido Ramos López, Sara Centeno Leija, Laura Julieta Leal Reyes, Alfredo Martínez Jiménez*, Marco Tulio Fernández

Sandoval

Instituto de Biotecnología, Universidad Nacional Autónoma de México. Apdo. Postal 510-3 Cuernavaca, Mor, 62250

alfredo@ibt.unam.mx; marcot@ibt.unam.mx

RESUMEN

México se encuentra ante una eventual crisis energética debido a la acelerada producción y

reducción en las reservas probadas del petróleo. Para solventar este problema es necesario

desarrollar tecnologías alternativas, que de manera progresiva vayan sustituyendo la variedad de

combustibles derivados del crudo. En el caso de los combustibles para el transporte, el etanol

anhidro representa una opción viable para oxigenar y complementar el uso de la gasolina como

carburante. Brasil y Estados Unidos son los principales productores de etanol carburante

(bioetanol) de primera generación, esto es utilizando como fuente de carbono sacarosa (caña de

azúcar) y glucosa (maíz), respectivamente. México por otro lado, no es autosuficiente en ninguna

de estas dos materias primas, ya que el empleo de las mismas, representa una competencia con el

uso como alimentos y con la reducida superficie cultivable en México. La segunda generación de

etanol plantea el uso de lignocelulosa para su producción, la biotecnología está realizando grandes

avances para poner a punto estas tecnologías. En este trabajo se revisa, de manera general, las

propiedades y el estado del arte de producción de etanol carburante de primera generación, y en

una segunda parte se describen los avances que existen en los aspectos biotecnológicos y de

ingeniería de vías metabólicas para la producción microbiológica de etanol de segunda generación.

Palabras clave: Etanol, biocombustibles, Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae ABSTRACT

Due to accelerated declination in production and reduction in oil proved reserves, in the near

future Mexico can have an energy crisis. To gradually replace the variety of fuels derived from

crude oil, alternative technologies must be developed to produce renewable energy. In the case of

transport fuels, anhydrous ethanol is a viable option to oxygenate and complement the use of

gasoline. Brazil and the U.S. are the main producers of first generation fuel ethanol (bioethanol),

that uses sucrose (cane sugar) and glucose (corn) as carbon sources, respectively. However,

Mexico is not self sufficient in the production of these two commodities for food and feed purposes.

The second-generation technologies uses lignocellulose as a raw material for the production of fuel

ethanol, and biotechnology is a key disciple that is helping to develop these technologies. In this

paper, a general overview about properties and the state of the art in the production of first-

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 79

generation fuel ethanol is presented. In a second part, the advances in biotechnology and metabolic

pathway engineering are described for microbiological production of second-generation ethanol.

Key words: Ethanol, biofuels, Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae

PANORAMA ENERGÉTICO ACTUAL EN MÉXICO

El desarrollo tecnológico ha ido de la

mano con el suministro de energía a través

de la historia de la humanidad. En la Fig. 1 se

muestra la distribución porcentual de energía

que diferentes recursos o tecnologías

suministran en el planeta. Desde los inicios

de la era industrial, la principal fuente de

energía mundial ha sido el petróleo; sin

embargo, en los últimos años ha existido un

uso

Fig. 1. Fuentes primarias de energía a nivel mundial (Cala, 2007).

desenfrenado de los recursos energéticos,

por lo cual se pronostica escasez y aumento

en sus precios para un futuro cercano. En la

actualidad este energético abastece el 40%

de la demanda mundial (ver Fig. 1). En el

2005 el consumo se ubicó en 77,237 millones

de barriles de petróleo crudo, equivalentes a

211 millones diarios de barriles. Estados

Unidos, Canadá y México representan el 5%

de las reservas probadas de petróleo a nivel

mundial

(www.un.org/esa/population/publications), y

en particular para México, sin aumentar su

consumo diario, el horizonte previsto para el

agotamiento de las reservas probadas no

rebasa los nueve años. Resulta entonces

obvio que la oferta de energía requiere de

una transición desde su actual dependencia

de los hidrocarburos hacia fuentes de

energía alternativas y renovables. Esta

transición debe realizarse de forma gradual y

ordenada, logrando el aprovechamiento de

diferentes fuentes de energía, prestando

particular atención a fuentes renovables de

energía como la: eólica, hidráulica,

geotérmica, maremotriz, solar y la obtenida a

partir del biomasa. A diferencia de la mayoría

de las energías renovables, con las cuales se

obtiene principalmente energía eléctrica o

calor; por medio del uso de biomasa se

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 80

pueden obtener combustibles sólidos,

gaseosos y líquidos, en los dos últimos casos

haciendo uso de procesos biotecnológicos

para obtenerlos.

En México, de acuerdo con la Comisión

Federal de Electricidad y la Secretaría de

Energía, dos tercios de la energía eléctrica

que se consume se produce en

termoeléctricas a partir de combustibles

fósiles derivados del petróleo: diesel,

combustóleo, aceites pesados y gas natural

(Martínez et al., 2006). El otro tercio lo

produce en plantas hidroeléctricas,

carboeléctricas, geotérmicas, eólicas y

nucleares.

En términos de volumen 50 por ciento del

petróleo extraído en México se exporta a los

Estados Unidos (Martínez et al., 2006), el 25

por ciento se emplea para producir

combustóleo y diesel, el 14 por ciento para

producir gasolina, el 2 por ciento para

obtener turbosina y 9 por ciento para

petrolíferos y petroquímicos. Sin embargo

PEMEX debido a acuerdos comerciales

exporta e importa gasolina, resultando en un

balance del 40% de importación en el 2008.

Otro aspecto importante a considerar

respecto a la energía en México es que

prácticamente 100% de los medios de

transporte público y particular emplean

directamente derivados de combustibles

fósiles.

En especial para el sistema de transporte

y no obstante el amplio desarrollo tecnológico

actual, no existen muchas alternativas

disponibles para sustituir la gasolina y el gas

natural como formas portátiles y

concentradas de energía para automotores.

De las opciones posibles destacan el

almacenamiento de energía solar y eléctrica

en baterías, la generación de energía

eléctrica mediante celdas de combustible de

hidrógeno y la combustión de metano,

metanol, biodiesel o etanol producido

mediante tecnologías biológicas. En cuanto a

la energía solar y eléctrica en baterías su

desventaja radica en que los módulos de

almacenamiento todavía son difíciles de

implementar a escala comercial por sus

costos y tecnología empleada. Los

combustibles líquidos, en particular el etanol

producido mediante procesos

biotecnológicos, son una opción más viable

para México.

IMPLICACIONES AMBIENTALES DEL USO DE COMBUSTIBLES

El uso del petróleo crudo y sus productos

(combustibles) han modificado de manera

importante el medio ambiente. Como

principal evidencia de la influencia humana,

se encuentra el aumento en las

concentraciones atmosféricas de gases de

efecto invernadero (GEI); tales como el

dióxido de carbono, metano y óxidos de

nitrógeno, los cuales contribuyen al cambio

climático actual.

Para contender con el problema de

contaminación generado por los

combustibles fósiles, afrontar la dependencia

energética que representa el petróleo y su

alza de precio se ha propuesto el uso de

biocombustibles como el bioetanol (Ingram et

al., 1999). Las tecnologías biotecnológicas

son favorables y sustentables ya que se

encuentran basadas en la conversión de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 81

material biológico renovable por medio de

microorganismos o enzimas, abatiendo los

problemas de contaminación originados por

los combustibles fósiles. En comparación con

los combustibles derivados del petróleo,

mediante el empleo de combustibles

generados por procesos biotecnológicos, no

se incrementa la concentración neta de CO2

en la atmósfera, sino que éste únicamente se

recicla, integrando la actividad industrial al

ciclo de carbono en nuestro planeta. Como

resultado el uso de bioetanol, obtenido por

medio de tecnologías biotecnológicas,

permite disminuir las emisiones globales de

gases de efecto invernadero y de otros gases

contaminantes.

PRODUCCIÓN DE ETANOL EN EL MUNDO Y MÉXICO

En la última década el interés por los

biocombustibles ha crecido de manera

significativa en todo el mundo. Brasil fue

pionero en desarrollar estas fuentes

alternativas de energía desde el año 1975

(Wheals et al., 1999), las cuales después

fueron retomadas por otros países europeos

y más intensamente por Estados Unidos.

Brasil y Estados Unidos actualmente son

los dos países que producen la mayor

cantidad de etanol como biocombustible, con

tecnologías consolidadas a partir de caña de

azúcar (sacarosa) y maíz (glucosa),

respectivamente (Wheals et al., 1999). Para

esto se utiliza a la levadura Saccharomyces

cerevisiae para llevar a cabo el proceso de

fermentación y cultivos alimentados o

continuos a escalas mayores de cien metros

cúbicos de fermentación (Wheals et al., 1999;

Mielenz, 2001; Vasconcelos et al., 2004; Xu

et al., 2005).

Bajo la actual política de estímulo a la

producción de etanol que el gobierno de

Estados Unidos está llevando acabo, la

producción del biocombustible en este país

alcanzó los 9 billones de galones en 2008

(datos del departamento de agricultura de los

EUA). Como resultado de este impulso en la

oferta de etanol, se ha incrementado la

superficie cultivada con maíz que se destina

a la producción de este biocombustible,

desplazando el área cultivable de frijol de

soya, y además ocasionando el alza en el

precio del maíz en el mercado internacional.

Desde hace más de cuatro mil años el

etanol es producido por el hombre a través

de procesos de fermentación utilizando

principalmente levaduras. En México es

usado principalmente en bebidas y en menor

proporción como solvente y material de

curación; su producción está basada en la

fermentación de azúcares provenientes de

melazas, de ingenios azucareros, de

azúcares obtenidos del agave y de granos en

general. Sin embargo, el uso de etanol

producido por estas material primas, utilizado

para la producción de bebidas alcohólicas, no

puede canalizarse hacia la generación de

etanol carburante debido a la limitada

cantidad de etanol que se produce.

La capacidad de producción de las

destilerías mexicanas es de

aproximadamente 346,000 litros/día; con

rendimientos entre 230 y 250 litros/tonelada

de melaza procesada. Los Ingenios La Gloria

y San Nicolás (ubicados en Veracruz)

cuentan con destilerías con la capacidad

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 82

para producir etanol anhidro, ésta asciende a

115,000 litros/día. La producción de los

efluentes de la destilación, denominados

vinazas, es superior actualmente a 750

millones de litros, cuyo destino principal es la

ferti-irrigación de los cañaverales aledaños a

los ingenios dada la gran cantidad de materia

orgánica y como fuente de potasio para el

cultivo de la gramínea, subsecuentemente.

No existen reportes del empleo del jugo de

caña directo como materia prima en las

destilerías de nuestro país.

Los excedentes de la industria azucarera

nacional ascienden en promedio a 500 mil

toneladas anuales (aunque durante el 2009

no hubo excedentes). El mercado nacional es

aproximadamente de cien millones de litros

diarios de gasolina. Considerando los

rendimiento teóricos de conversión y la

eficiencia de fermentación y recuperación de

etanol, a partir de los excedentes de

sacarosa únicamente se puede obtener el

equivalente al 0.8 por ciento del volumen de

gasolina (0.8 millones de litros por día), por lo

tanto esta alternativa no llegaría a solventar

el consumo equivalente de oxigenante para

la gasolina, ya que se sabe que la

característica oxígenante del MTBE (metil

terbutil éter), el cual se importa en parte en

México, puede ser sustituida agregando 3%

en volumen de etanol a la gasolina (Schifter

et al., 2001); aunado a que el precio de

producción de este etanol sería mayor que el

de venta actual de la gasolina (Martínez et

al., 2006).

Es de vital importancia reconocer que la

superficie agrícola actual del país es

insuficiente para producir materias primas

(tales como el maíz o la caña de azúcar) para

la elaboración de biocombustibles que

sustituyan por completo a los hidrocarburos y

simultáneamente satisfagan la demanda

alimenticia de la población.

Según las Secretarías de Agricultura,

Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y

Alimentación (SAGARPA), y de Energía

(SENER) existe una oportunidad importante

para que México emprenda la producción de

etanol a gran escala, pero antes deben

superarse varios retos políticos, económicos,

de seguridad alimentaria y de desarrollo de

tecnología. Sin embargo, la producción de

etanol a partir caña de azúcar o diversos

granos con las tecnologías maduras

existentes no es factible en México, debido a

la demanda de estos productos para

consumo humano (Martínez et al., 2006), y a

que en México no existe una tecnología

madura de producción de bioetanol como

combustible carburante, a pesar de que

México ocupa el séptimo lugar entre los

países productores de azúcar en el mundo.

La agroindustria de la caña de azúcar es

una de las más antiguas en México, y su

cultivo ocupa alrededor de 658 mil hectáreas

que se procesan en 59 ingenios distribuidos

en 217 municipios de 15 estados de la

República. A pesar de que su valor en el

Producto Interno Bruto se ha reducido, de

esta actividad dependen más de 3 millones

de personas, genera miles de empleos

directos e indirectos y es el sustento de casi

6 mil familias por ingenio. Por ello, esta

industria se considera de interés público y

detonadora del desarrollo regional. Los 22

ingenios que se localizan en el estado de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 83

Veracruz producen más del 40% del total

nacional de azúcar, para lo que se utilizan

alrededor de 240 mil hectáreas.

Por otro lado, el precio de la caña de

azúcar en México es elevado (cerca de 38

dólares americanos por tonelada), cifra que

comparada, por ejemplo con países de

Centro y Sudamérica, es prácticamente del

triple. Esto desde luego, está íntimamente

relacionado con el costo de producción,

debido a factores tales como: el minifundio

(<4.5 Ha/agricultor); agroinsumos; agua y

energía; así como a las fluctuaciones del

precio de las melazas, que inhiben

frecuentemente la producción de alcohol. A la

Agro Industria de la Caña de Azúcar en

México, se le ha denominado sector en crisis

permanente, por la recurrencia de los

problemas que la aquejan; no obstante, la

importancia que en lo económico, lo político y

social tiene, obliga a los involucrados a la

búsqueda de formulas que ayuden a su

sostenimiento. Por todo lo anterior, se puede

concluir que la viabilidad económica de la

producción de etanol anhidro en nuestro país,

depende de varios aspectos a considerar

como el costo de la materia prima a emplear,

la autosuficiencia energética, la economía de

escala (mayor tamaño de las destilerías), la

incorporación de la cogeneración, la

introducción de la biotecnología para mejorar

los procesos de fermentación y los subsidios

a la agricultura (producción de caña

destinada para etanol y/o exportación de

azúcar al mercado mundial).

Basados en los hechos citados en los

párrafos anteriores, la lignocelulosa, que en

México pueden ser los residuos

agroindustriales, como el bagazo de caña,

residuos derivados del maíz, arroz, sorgo,

trigo, entre otros, así como bagazos y hojas

de agaves, pastos de crecimiento rápido, e

incluso lignocelulosa proveniente de zonas

semiáridas, parecen ser una buena

alternativa para la producción de etanol;

desde el punto de vista económico, de

abundancia y de desarrollo rural. A manera

de ejemplo, la industria azucarera obtiene

como co-producto alrededor de 14.1 millones

de toneladas de bagazo de caña por zafra,

los cuales están concentrados en los 59

ingenios del país. Este bagazo de caña, con

tecnologías y procesos biotecnológicos de

punta, pueden ser convertidos en 7.05

millones de litros de etanol por día, esto es

aproximadamente el 7% en volumen de la

gasolina consumida por día. Esto es, si el

43% del bagazo de caña se convierte en

etanol se puede oxigenar toda la gasolina

que se consume en el país con un 3% de

etanol, (Martínez et al., 2006), el 47%

restante del bagazo podría seguir usándose

en los ingenios como combustible, pero se

requeriría una reconversión en los ingenios

para usar calderas más eficientes, a base de

bagazo y no usar las actuales que tienen

más de cincuenta años de vida, para

satisfacer sus necesidades energéticas.

VENTAJAS Y DESVENTAJAS DEL ETANOL COMO CARBURANTE

El etanol a presión y temperatura

ambiente es líquido, incoloro, inflamable,

soluble en agua, de tal manera que es

fácilmente almacenado y transportado. No

obstante, es un líquido higroscópico y forma

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 84

un azeótropo con el agua, dando lugar a un

producto que tiene el 96% v/v de etanol en

agua, él cual no debe ser usado en mezclas

gasolina-etanol debido a que puede ocurrir

separación de fases. Por otro lado, el etanol

anhidro (<0.4% v/v de humedad) se utiliza

para la oxigenación de gasolinas y para

aumentar el octanaje de las mismas. En

comparación con las gasolinas, el contenido

energético del etanol es aproximadamente de

un tercio menor con respecto a la gasolina o

diesel, sin embargo, su calor de vaporización

es casi tres veces mayor y su número de

octanos también es superior. Los motores de

combustión interna que utilizan gasolina

pueden emplear como energético mezclas de

ésta conteniendo hasta 20% de etanol. El

desarrollo tecnológico en Brasil a permitido la

comercialización de automóviles que pueden

emplear mezclas de etanol hasta del 95% en

gasolina, y desde el 2003 se comercializan

los vehículos denominados Flex-Fuel (de

combustible flexible), los cuales tienen un

sistema modificado de inyección de

combustible que permite llenar el tanque de

combustible con gasolina oxigenada con

MTBE, cualquier mezcla de gasolina-etanol

anhidro o bien etanol anhidro puro.

En relación a la emisión de gases, el

Instituto Mexicano del Petróleo (IMP) realizó

una investigación probando mezclas en

relación de 3%, 6% y 10% de etanol anhidro

con gasolina (Schifter et al., 2001). Las

pruebas de emisiones se realizaron en 12

motores, representativos del parque vehicular

que se utiliza en la Zona Metropolitana de la

Ciudad de México a 2,200 m.s.n.m. (con y sin

convertidor catalítico). Los resultados

claramente muestran que hay una reducción

del 33% en las emisiones de monóxido de

carbono, 10% en hidrocarburos totales, 15%

en benceno, 15% en 1,3, butanedieno, una

ligera disminución de óxidos de azufre, pero

un incremento en un 5% para las emisiones

de óxidos de nitrógeno. No debe descuidarse

de modo alguno el impacto del etanol sobre

algunos elastómeros y juntas del motor;

situación que ya fue superada por la industria

de automotores brasileña.

ETANOL A PARTIR DE LIGNOCELULOSA

Procesamiento de lignocelulosa

Como se citó antes, la producción de

etanol a partir de residuos agroindustriales

(lignocelulósicos) no atenta contra cultivos

que son utilizados principalmente para

consumo humano. La lignocelulosa es un

polímero natural más abundante en el

planeta, representando cerca del 50% de la

biomasa en la tierra y se encuentra en

residuos agrícolas, industriales, forestales,

municipales, pastos de crecimiento rápido,

material vegetal del mar, y biomasa

proveniente de zonas semiáridas. La

lignocelulosa está constituida de tres

principales fracciones: celulosa (40-50%),

compuesta de moléculas de celulosa;

hemicelulosa (25-35%), un heteropolímero

ramificado que contiene hexosas (15%),

pentosas (85%), ácidos urónicos y

generalmente esta acetilada (Gray et al.,

2006); y lignina (15-20%), la cual es un

polímero de carácter fenólico (Zaldivar et al.,

2001) (Fig. 2).

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 85

Fig. 2. Composición de la lignocelulosa

La conversión de las materias primas a

etanol involucra: el pretratamiento

(procesamiento e hidrólisis de la

lignocelulosa), detoxificación de la

hemicelulosa, sacarificación enzimática de la

celulosa, fermentación y recuperación del

etanol [destilación y deshidratación (Fig. 3)].

Cualquier biomasa lignocelulósica en su

forma nativa, es resistente a la sacarificación

enzimática, por lo que estos residuos

necesitan ser pretratados para facilitar la

depolimerización de la celulosa e hidrolizar la

hemicelulosa (Saha, 2004). Así pues, el

objetivo del procesamiento consiste, por un

lado, en incrementar el área expuesta de la

materia prima, permitiendo con ello una

mayor accesibilidad de las enzimas que

hidrolizan la celulosa (Galbe & Zacchi, 2002)

y por otro generar jarabes de azúcares ricos

en pentosas y hexosas.

Fig. 3. Esquema del proceso de producción de etanol carburante a partir de lignocelulosa.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 86

Hidrólisis ácida

Aunque existen otros métodos, el

procesamiento con ácido diluido a altas

temperaturas se ha convertido en una

operación común para el pretratamiento de

muchos materiales lignocelulósicos, por su

relativa facilidad para realizarlo y por su bajo

costo. Como se citó, este proceso permite la

hidrólisis de la hemicelulosa en pentosas y

hexosas, remueve parte de la lignina, y hace

más accesible la estructura de la celulosa, a

tal punto que una fracción pueda ser

convertida a glucosa enzimáticamente (Saha,

2008). El primer paso en la hidrólisis con

ácidos diluidos, es mezclar una proporción de

1-2 % de ácido sulfúrico con la biomasa para

que la hemicelulosa se hidrolice a

temperaturas mayores a 130ºC (Sun et al.,

2002). Con este método se obtienen jarabes

de hemicelulosa que contienen pentosas

(xilosa y arabinosa) y hexosas

(principalmente glucosa y manosa), además

de presentar una concentración de 3�–10 g L-1

de ácido acético, pequeñas concentraciones

de furanos (furfural e hidroximetil-furfural) y

fenólicos derivados de la hidrólisis parcial de

la lignina (Martínez et al., 2001). Los furanos,

fenólicos y el acético inhiben el crecimiento

de los microorganismos y tienen un efecto

sinérgico de toxicidad, por tanto es necesario

�“detoxificar�” los hidrolizados para mejorar la

fermentabilidad de estos jarabes (Fig. 3).

Para llevar a cabo la detoxificación de los

hidrolizados, la adición de Ca(OH)2 es un

método de los más efectivos y menos

costosos, este método es conocido

generalmente como �“overliming�”

(alcalinización). La metodología consiste en

adicionar el hidróxido hasta llevar a un pH

aproximado de 10 a temperatura ambiente ó

60ºC, con la finalidad de reducir las

concentraciones de furfural,

hidroximetilfurfural y compuestos fenólicos y

permitir la formación de una sal insoluble en

función del tipo de ácido utilizado, además

reduce de esta forma la concentración de

sales solubles durante la fermentación

(Martínez et. al., 2001).

Hidrólisis enzimática

Por otro lado, la sacarificación de la

celulosa (Fig. 3) se lleva a cabo

enzimáticamente mediante celulasas. Las

enzimas provenientes de hongos, son

consideradas como una de las mejores

alternativas para la hidrólisis de fuentes

lignocelulósicas, para lo cual se requiere de

la acción combinada de diferentes tipos de

actividades: 1) endoglucanasas, las cuales

cortan internamente enlaces - 1, 4 de

glucosa; 2) celobiohidrolasas, que cortan en

los extremos de las moléculas de celulosa

generando disacáridos de glucosa

(celobiosa), y 3) - glucosidasas, las cuales

hidrolizan celobiosa y productos de cadena

corta en monómeros de glucosa (Ingram et

al., 1998). Debido a que las celulasas son

inhibidas por su producto (glucosa, celobiosa,

celotriosa, etc.), además de tener una baja

actividad específica, baja tasa de reacción y

un alto costo, este procesamiento presenta

limitantes para aplicarse a escala comercial.

Una alternativa para mitigar la inhibición por

producto es mediante la sacarificación y

fermentación simultánea (SSF por sus siglas

en inglés), en la cual el microorganismo

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 87

convierte los azúcares en etanol tan pronto

como éstos son liberados por acción

enzimática en un mismo reactor (Saha,

2008). No obstante, los procesos de SSF

requieren que las condiciones del cultivo y

las de la actividad enzimática sean

compatibles, principalmente con respecto al

pH y temperatura (Galbe & Zacchi, 2002;

Zaldivar et al., 2001). A lo largo de los últimos

años, se ha hecho un gran progreso en

cuanto al desarrollo de nuevas enzimas

hidrolíticas se refiere y se espera que pronto

las compañías productoras de enzimas

lancen al mercado nuevas generaciones de

mezclas enzimáticas con mejores

propiedades y más baratas que las que

actualmente se comercializan. Cabe aclarar,

que un pretratamiento eficiente es

fundamental para que la estructura de la

celulosa quede lo suficientemente expuesta

para que las celulasas puedan liberar

glucosa de eficientemente (van Maris et al.,

2006).

MICROORGANISMOS PARA LA PRODUCCIÓN DE ETANOL A PARTIR LIGNOCELULOSA

Actualmente, en diferentes partes del

mundo, y teniendo como principales

exponentes a Brasil y a Estados Unidos, la

tecnología madura de producción de etanol

utiliza cepas de levaduras, siendo el género

Saccharomyces sp. el más ampliamente

utilizado; las cualidades que hacen que este

microorganismo sea el más empleado, son

su capacidad de convertir rápidamente los

azúcares a etanol, alta tolerancia al etanol

(más de 80 g/l), elevada osmotolerancia,

tolerancia a variaciones en la temperatura,

resistencia a un ambiente ácido y tiene una

amplia aceptación en los procesos

industriales ya que es un microorganismo

que ha sido utilizado por siglos por el ser

humano (Ingram & Buttke, 1984).

En el proceso de producción de etanol a

partir de caña de azúcar, están presentes

microorganismos intrínsecos que vienen en

la caña, en especial levaduras, algunas que

se han identificado son del género

Saccharomyces sp., Torula sp. y Pichia sp.

Sin embargo, en el proceso de obtención de

etanol para fines carburantes, la

permanencia de linajes diferentes a

Saccharomyces sp. no es deseable debido a

los altos rendimientos y niveles de etanol

requeridos (Schwan et al., 2001; Pataro et

al., 2000). A partir de los años 90, en Brasil

se empezaron a utilizar inóculos de

Saccharomyces cerevisiae para sustituir las

levaduras nativas de la caña y tener un mejor

control de la fermentación.

Por otro lado, el desarrollo de

microorganismos que sean capaces de

metabolizar la amplia variedad de azúcares

presentes en la lignocelulosa, principalmente

glucosa, xilosa, arabinosa, galactosa y

manosa, de preferencia de manera

simultanea y con mínimos requerimientos

nutricionales, es necesario para simplificar el

proceso y reducir los costos de la producción

de etanol a partir de lignocelulosa. Así

mismo, además de poseer altas

productividades y rendimientos de etanol, los

microorganismos deben reducir la formación

de subproductos indeseables, tolerar la

liberación de inhibidores generados por la

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 88

hidrólisis de la lignocelulosa, tener una

elevada tolerancia al etanol y al estrés

osmótico ocasionado por la elevada

concentración de azúcares fermentables

(Zaldivar et al., 2001). A pesar del uso

extensivo de S. cerevisiae para la obtención

de etanol a partir de sacarosa, glucosa o

fructosa, este microorganismo presenta una

serie de desventajas para su aplicación en la

producción del mismo a partir de hidrolizados

de hemicelulosa, tales como: altos costos de

aireación, elevada producción de biomasa, y

principalmente su incapacidad para

metabolizar pentosas (componentes

principales de la hemicelulosa), por lo que a

lo largo de las últimas dos décadas se han

seleccionado y generado diferentes

microorganismos capaces de producir etanol

con el fin de cumplir los requisitos de un

proceso fermentativo a partir de hidrolizados

de hemicelulosa. Entre los microorganismos

más promisorios se encuentran Escherichia

coli, Klebsiella oxytoca y Zymomonas mobilis

y la misma S. cerevisiae modificadas por

ingeniería de vías metabólicas (Dien et al.,

2003).

La falta de microorganismos con

capacidad industrial para la producción de

etanol a partir de biomasa, es uno de los

principales obstáculos para el desarrollo de la

producción de etanol a partir de residuos

agroindustriales. Recientemente, mediante el

uso de técnicas de biología molecular,

evolución dirigida e ingeniaría de vías

metabólicas, diversos grupos de

investigación se han dedicado a la

modificación de la fisiología y de vías

metabólicas de diferentes microorganismos

con la finalidad de obtener cepas con la

capacidad de metabolizar todos los azúcares

provenientes de los residuos

agroindustriales, y al mismo tiempo para

obtener mejores rendimientos y

productividades de etanol. Un paso limitante

en el desarrollo de cepas etanologénicas, es

la integración de genes recombinantes y la

expresión eficiente de éstos en el

microorganismo hospedero en condiciones

no aireadas, así como la sobreexpresión de

los genes propios del microorganismo para

incrementar la producción de etanol,

manteniendo un balance entre la fisiología

microbiana y las altas productividades (Dien

et al., 2003).

INGENIERÍA METABÓLICA DE MICROORGANISMOS PARA LA PRODUCCIÓN DE ETANOL Escherichia coli

E. coli presenta diferentes ventajas como

biocatalizador para la producción de etanol,

dentro de las cuales se encuentran: su

capacidad para fermentar una amplia gama

de azúcares (hexosas y pentosas, además

de ácidos urónicos), su amplio conocimiento

en cuanto a su uso a nivel industrial en la

producción de proteínas recombinantes.

Actualmente existen muchos procesos

aerobios a escala comercial con este

microorganismo, requerimientos mínimos

para su crecimiento, y una mayor tolerancia a

inhibidores generados por la hidrólisis de la

hemicelulosa en comparación con S.

cerevisiae y Z. mobilis (Zaldivar et al., 1999;

Zaldivar & Ingram, 1999).

Durante el metabolismo anaerobio, las

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 89

las cepas silvestres de E. coli forman acetil

Co-A a partir de piruvato por la enzima

piruvato formato liasa (PFL). Al utilizar acetil

CoA, la enzima alcohol deshidrogenasa

(ADHE) forma acetaldehído, para después

formar etanol usando la misma enzima. Esta

vía fermentativa está desbalanceada, debido

a que se genera una molécula de NADH por

cada molécula de piruvato formada a partir

de glucosa, pero se requiere de dos

moléculas de NADH para convertir el piruvato

en etanol. Razón por la cual el flujo de

carbono hacia la formación de etanol no es

considerable en cepas silvestres de E. coli

(ver Fig. 4a). Un balance similar se obtiene

para el consumo de otras hexosas y también

para pentosas. En cambio S. cerevisiae y Z.

mobilis convierten piruvato a etanol utilizando

las enzimas piruvato descarboxilasa (PDC) y

alcohol deshidrogenasa (ADHB), y esta vía

sólo consume una molécula de NADH por

cada molécula de etanol producida (Dien et

al., 2003) (Fig. 4b).

Fig. 4. Vías de formación de etanol en: a) Escherichia coli; y b) Zymomonas mobilis. PDC, piruvato decarboxilasa de Z. mobilis; ADH, alcohol deshidrogenasa de Z. mobilis; PFL, piruvato formato liasa; PTA, fosfotransacetilasa; ADHE, alcohol deshidrogenasa de E. coli; ACK, acetato cinasa; LDH, lactato deshidrogenasa.

Para mantener el balance redox en E. coli

una cantidad igual de acetil-CoA debe ser

convertida a acetato. Así, los rendimientos

teóricos de etanol por la vía nativa de E. coli

son menores a los posibles con la vía basada

en las enzimas PDC y ADHB de Z. mobilis.

Adicionalmente, la enzima PDC de Z. mobilis

permite canalizar el piruvato a etanol en

cepas modificadas de E. coli, debido a que la

PDC tiene una km más baja por el piruvato

(0.4 mM) que otras enzimas que compiten

por este metabolito en condiciones de

fermentación (por ej. 2 mM para el caso de la

piruvato formato liasa y 7 mM para la lactato

deshidrogenasa). Como se muestra adelante,

se ha comprobado que altos niveles de

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 90

glucosa o xilosa son fermentados

eficientemente a etanol por cepas

modificadas de E. coli que sobreexpresan

PDC y ADH de Z. mobilis (Ingram et al.,

1998).

Mediante técnicas de biología molecular

e ingeniería de vías metabólicas se han

construido diferentes cepas etanologénicas

de E. coli, entre ellas, de una primera

generación, la cepa de E. coli denominada

KO11 ha sido una de las más estudiadas.

Esta cepa tiene integrado en cromosoma el

operón PET (production of ethanol), el cual

contiene los genes que codifican para las

enzimas piruvato descarboxilasa (pdc) y

alcohol deshidrogenasa (adhB) de Z. mobilis,

bajo el control del promotor de la piruvato

formato liasa (Ppfl), el cual se expresa

fuertemente en condiciones anaerobias (Fig.

5). Además E. coli KO11 tiene integrado el

gen cat, que codifica para la cloramfenicol

acetil transferasa y le confiere resistencia a

cloramfenicol. Cabe resaltar que en E. coli

KO11 se generó una interrupción en el gen

frd, que codifica para la enzima fumarato

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 91

Formato

Acetaldehído

pflB

Acetil-CoA

Acetil-P

Acetato

Oxalacetato Succinato frd

PEP

Piruvato Lactato ldhApdc

Etanol

adhB

pta

ackA

Acetaldehído

Etanol

adhE

NADH+H NAD+

ADP

ATP

NADH+H NAD+

NADH+H

NAD+

Glucosa

adhE NADH+H

NAD+

Acetil-AMP Acetato acs acs

PPi ATP

Gliceraldehído 3P

Fructosa 6P

Vía de las Pentosas

ATP ADP

xylFGH Xilosa

Fig. 5. Metabolismo fermentativo y vías de asimilación de glucosa y xilosade E. coli.El operón PET consiste de los genes pdc, piruvato descarboxilasa y adhB, alcohol deshidrogenasa de Z. mobilis. Abreviaturas: frd, fumarato reductasa; adhE, alcohol deshidrogenasa; pflB, piruvato formato liasa; ldhA, lactato deshidrogenasa; pta, fosfotransacetilasa; ackA, acetato cinasa; acs, acetil-CoA sintetasa, xylFGH transportador de xilosa ABC dependiente de ATP de E. coli.

reductasa, impidiéndole generar succinato a

partir de fumarato en anaerobiosis (Ohta et

al., 1991a). Se ha encontrado que cuando

KO11 es cultivada utilizando hidrolizados de

hemicelulosa de bagazo de caña o medios

minerales suplementados con glucosa y

xilosa, la cepa sólo alcanza rendimientos de

etanol menores al 70% del teórico, en

comparación al 95% alcanzado en medios

ricos (Huerta et al., 2007). Esto se debe a

que parte del carbono se desvía a la

producción de ácidos orgánicos como lactato

y acetato. Esto ha dado origen a la

generación de variantes de esta cepa.

Mientras que la productividad de etanol con

la cepa KO11 es similar a la obtenida con

levaduras en cultivos lote, la tolerancia al

etanol es mucho menor. Utilizando esta

misma cepa, se seleccionaron por evolución

metabólica en medio líquido, mutantes con

un incremento en la tolerancia al etanol, así

como en medio sólido, con un incremento en

su producción. Como resultado de esta

evolución, se obtuvo la cepa E. coli LY01,

capaz de crecer en presencia de 50 g/l de

etanol (Jarboe et al., 2007).

Otras cepas modificadas genéticamente

de E. coli, incluyen las denominadas E. coli

FBR1 y FBR2, las cuales fueron construidas

transformando la cepa FMJ39 (E. coli pfl,

ldh) con dos conversiones del operón PET

(conteniendo los genes pdc y adh de la vía

etanologénica de Z. mobilis),

respectivamente. Una ventaja de estas cepas

es que la única vía que tienen para oxidar el

NADH es la vía heteróloga para la

producción de etanol. Razón por la cual en

condiciones anaerobias estas cepas son

estables, debido a que requieren del

plásmido para poder sobrevivir (Hespell et

al., 1996).

Una tercera generación de cepas

etanologénicas derivadas de E. coli, incluye

interrupciones en todos los genes que

codifican para enzimas que catalizan

reacciones hacia la formación de productos

de fermentación y que compiten con la

disponibilidad de piruvato para ser convertido

en etanol por la vía heteróloga. Un ejemplo

de esto es la cepa LY160, derivada de E. coli

KO11, con el genótipo: adhE, ackA,

ldhA, PrrlE´::pdcZm-adhAZm-adhBZm, mgsA

(Fig. 5) a la cual se le insertó el operón

conteniendo los genes pdc, adhA y adhB de

Z. mobilis mediante un transposón bajo el

promotor ribosomal rrnB. Esta cepa ha

demostrado ser eficiente al crecer en medio

mineral con 1 mM de betaína suplementado

con 9% de xilosa con rendimientos del 95%

del teórico máximo (0.51 g de etanol por g de

azúcar) (Martinez et al., 2007; Yomano et al.,

2008).

La capacidad de estas cepas de E. coli

para la producción de etanol a partir de la

biomasa ha sido demostrada con múltiples

sustratos como bagazo de caña, residuos

agroindustriales, madera, etc (a nivel

laboratorio). Los rendimientos, con respecto

al teórico, se encuentran entre el 70% -100%

dependiendo medio utilizado: medios

complejos con glucosa o xilosa; mezclas de

estos azúcares en medios minerales; y

fermentación de todos los azúcares que se

encuentran en hidrolizados de hemicelulosa

con alto contenido de pentosas (Jarboe et al.,

2007). No obstante una de las principales

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 92

limitantes aún para que E. coli sea aplicada a

nivel industrial para producir etanol es su

baja tolerancia al mismo etanol. Actualmente,

de forma independiente dos compañías, una

de Japón y otra de los EUA, están utilizando

cepas etanológenicas de E. coli para

demostrar a escala semicomercial la

producción de etanol a partir de

lignocelulosa.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 93

Zymomonas mobilis

Uno de los microorganismos más

estudiado para la producción de etanol es la

bacteria Gram negativa (Z. mobilis), ésta

presenta mayores tasas específicas de

consumo de azúcares y velocidades de

producción de etanol que las levaduras.

Además, Z. mobilis produce menos biomasa

y presenta mayor tolerancia hacia el etanol

(hasta 120 g/l) (Dien et al., 2003).

Desafortunadamente este microorganismo no

puede asimilar las pentosas presentes en los

jarabes de hemicelulosa. Diferentes cepas de

Z. mobilis han sido modificadas con la

finalidad de expresar enzimas hidrolíticas de

microorganismos capaces de utilizar

polímeros de glucosa. Gunasekaran &

Chandra-Raj (1999) produjeron cepas con la

capacidad de metabolizar tanto hexosas

como pentosas.

Z. mobilis presenta altos rendimientos y

productividades de etanol debido a que este

microorganismo metaboliza la glucosa

anaeróbicamente mediante la vía de Entner-

Doudoroff (ED) en lugar de la de Embden-

Meyerhof-Parnas (EMP) (Dien et al., 2003).

La vía ED genera sólo la mitad del ATP

generado por la vía EMP por mol de glucosa,

como consecuencia, Z. mobilis genera

menos biomasa y por lo tanto una mayor

cantidad de carbono es dirigida hacia los

productos de fermentación. Además, todas

las enzimas relacionadas con la fermentación

se expresan de manera constitutiva y

comprenden aproximadamente el 50% de la

biomasa (Sprenger, 1996).

Una limitante importante para el uso de Z.

mobilis en la producción de etanol a partir de

biomasa, es su capacidad de fermentar

únicamente glucosa, fructosa y sacarosa

(Dien et al., 2003). Por lo que se han

realizado diversos trabajos para lograr que

este microorganismo pueda fermentar

azúcares como xilosa y arabinosa.

Zhang et al. (1995) mediante la

introducción y expresión de cuatro genes de

E. coli: xilosa isomerasa (xylA), xilulosa

cinasa (xylB), transcetolasa (tktA) y

transaldolasa (talB), lograron obtener la cepa

Z. mobilis (pZB5) capaz de fermentar xilosa y

producir etanol con un rendimiento del 86%.

Las enzimas xilosa isomerasa y xilulosa

cinasa convierten a la xilosa en xilulosa-5-

fosfato, intermediario en la vía de las

pentosas fosfato, y posteriormente la

transcetolasa y la transaldolasa convierten a

la xilulosa-5-fosfato en intermediarios de la

vía ED (Fig. 6).

Utilizando una estrategia similar, Deanda

et al. (1996) lograron construir una cepa de

Z. mobilis capaz de fermentar arabinosa a

través de un plásmido que expresa cinco

genes de E. coli: L-arabinosa isomerasa

(araA), L-ribulosa cinasa (araB), L-ribulosa-5-

fosfato-4-epimerasa (araD), trancetolasa

(tktA) y transaldolasa (talB). Los tres

Fig. 6. Metabolismo fermentativo de glucosa a etanol de Zymomonas mobilis y vía heteróloga para el metabolismo de xilosa a piruvato.

primeros genes codifican para las enzimas

responsables de convertir la arabinosa en

xilulosa-5-fosfato, posteriormente este

compuesto es convertido en intermediarios

de la vía ED por la transcetolasa y la

transaldolasa. La cepa obtenida, Z. mobilis

ATCC39676 (pZB206), fue capaz de

fermentar arabinosa a etanol con un

rendimiento del 98% con respecto al teórico.

La cepa Z. mobilis AX101 construida por

Zhang et al. (1995), tiene integrado en su

genoma los 7 genes necesarios (antes

mencionados) para metabolizar tanto xilosa

como arabinosa. Esta cepa metaboliza la

arabinosa a menor velocidad con respecto a

la xilosa, y generalmente de forma

incompleta (50% de la arabinosa inicial). Sin

embargo, cuando Z. mobilis AX101 crece con

mezclas de azúcares se ha observado que el

rendimiento y la productividad de la

fermentación de arabinosa se incrementan.

En cultivos que con 40 g/l de glucosa, 40 g/l

de xilosa y 20 g/l de arabinosa, Z. mobilis

AX101 logró fermentar el 100 % de la

glucosa y xilosa inicial y el 75 % de la

arabinosa en 50 h (Lawford & Rousseau,

2002; Mohagheghi et al., 2002).

La principal desventaja de la cepa Z.

mobilis AX101 radica en su baja tolerancia a

los furanos, fenólicos y ácido acético,

especialmente en presencia de etanol. El

ácido acético se encuentra comúnmente en

hidrolizados de hemicelulosa en

concentraciones de 2 a 10 g/l. La adición de

2.5 g/l de ácido acético (pH 5.5) y 30 g/l de

etanol en los cultivos generó una disminución

en la producción de etanol a partir de xilosa

cercana al 50% (Lawford & Rousseau, 2002).

Por lo que es necesario mejorar la tolerancia

de Z. mobilis AX101 hacia el acido acético.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 94

Klebsiella oxytoca

K. oxytoca es una bacteria entérica que

ha sido aislada creciendo en papel y en

madera. Este microorganismo es capaz de

crecer en un pH tan bajo como 5 y a una

temperatura de 35°C, puede utilizar para su

crecimiento una gran variedad de azúcares

incluidos hexosas y pentosas, así como

celobiosa y celotriosa, lo cual lo hace muy

interesante para producir etanol a partir de

celulosa. En los procesos de sacarificación

con celulasas las enzimas son inhibidas por

la presencia de la celobiosa (Freer & Detroy,

1983), por lo tanto para realizar procesos de

sacarificación y fermentación simultánea

(SFS) con K. oxytoca disminuiría la cantidad

de celulasas que se agrega a los cultivos.

K. oxytoca fermenta la glucosa hacia una

gran variedad de ácidos orgánicos y

productos neutros. En particular la

producción de etanol en K. oxytoca se lleva a

cabo mediante la vía de la piruvato formato

liasa (PFL). La introducción del operón PET

(conteniendo los genes pdc y adh de la vía

etanologénica de Z. mobilis) en K. oxytoca

(M5A1), logró aumentar la concentración de

etanol hasta el 90% del total de productos de

fermentación (Ohta et al., 1991b). Esta cepa

tiene a la vez la capacidad de fermentar

xilosa tan rápido como la glucosa (2 g/l h),

esto es aproximadamente 2 veces más

rápido que la cepa E. coli KO11.

Wood & Ingram (1992) lograron integrar

el operón PET en el cromosoma de K.

oxytoca y tras métodos de mutagénesis y

selección (con el objeto de incrementar su

producción de etanol), la cepa resultante se

denominó K. oxytoca P2 y tuvo la capacidad

de metabolizar glucosa (100 g/l) o celobiosa

(100 g/l) en 48 horas, con producciones entre

44-45 g/l de etanol. También se han

integrado en el cromosoma de esta bacteria

dos genes de endoglucanasas extracelulares

(celZ y celY) de Erwinia chrysanthemi,

además del transportador auxiliar (out), la

cepa celulolítica fue denominada K. oxytoca

SZ21 (Zhou & Ingram, 2000). Esta cepa fue

capaz de fermentar lentamente celulosa

(Sigmacell 50), sin la necesidad de agregar

celulasas adicionales (Zhou et al., 2001).

Saccharomyces cerevisiae

S. cerevisiae es la levadura que se utiliza

por excelencia para la producción de etanol,

ésta, a pesar de ser un microorganismo

etanologénico por naturaleza, es incapaz de

metabolizar pentosas. Por lo que uno de los

grandes retos a desarrollar, es la expansión

de los azúcares fermentables a utilizar por S.

cerevisiae (van Maris et al., 2006).

Las cepas silvestres de S. cerevisiae

pueden fermentar glucosa, manosa y

fructosa, así como los disacáridos sacarosa y

maltosa a través de la vía EMP, mientras que

en el caso de la D-galactosa, ésta se

metaboliza por la acción conjunta de la vía

Leloir y la glucólisis (van Maris et al., 2006).

Por su parte, la producción de etanol a partir

de otras fuentes de carbono (D-xilosa, L-

arabinosa, ácido galacturónico y L-ramnosa),

requiere de una extensa investigación y

aplicación de ingeniería vías metabólicas

para que las pueda metabolizar hacia etanol.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 95

A pesar de que S. cerevisiae no puede

fermentar ni asimilar xilosa, ésta no es una

característica general para todas las

levaduras. Sólo un pequeño número de

levaduras facultativas pueden metabolizar

dicho azúcar y fermentarlo hasta etanol, esto

gracias a la acción conjunta de las enzimas

xilosa reductasa y xilitol deshidrogenasa, que

convierten la D-xilosa en xilitol, y éste último

en D-xilulosa, respectivamente (Fig. 7). Sin

embargo, debido a que ambas enzimas

tienen especificidad por diferentes cofactores

(NADPH y NADH respectivamente, aunque la

xilosa reductasa puede utilizar ambos), existe

un desequilibrio redox que al no ser

balanceado, puede ocasioar que la xilosa no

sea fermentada (van Maris et al., 2006).

Fig. 7. Vía heteróloga para la utilización de xilosa y su metabolismo hacia la vía Embden-Meyerhof-Parnas de Saccharomyces cerevisiae.

Debido a que S. cerevisiae es capaz de

metabolizar xilulosa, una de las alternativas

para la producción de etanol a partir de

xilosa, es la introducción de una enzima

heteróloga capaz de convertir la xilosa en

xilulosa sin generar desbalances de

cofactores. Una estrategia de este tipo se

puede llevar a cabo utilizando la xilosa

isomerasa, enzima que tiene la capacidad de

convertir la D-xilosa en D-xilulosa en una

reacción de oxido-reducción neutra (Fig. 7).

Sin embargo, la introducción de esta enzima

no ha tenido resultados satisfactorios, lo cual

se debe a plegamientos incorrectos de la

proteína expresada, modificaciones

postraduccionales, formación de puentes

disulfuro y el pH interno de la levadura.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 96

Una excepción a esta investigación, fue

la expresión de la enzima xilosa isomerasa

(xylA) de la bacteria Thermus thermophilus,

ésta fue la primera xilosa isomerasa funcional

en ser expresada en S. cerevisiae, no

obstante, la actividad de dicha enzima a la

temperatura de crecimiento de la levadura,

no fue lo suficientemente alta como para

permitir la fermentación eficiente de la xilosa

(van Maris et al., 2006). Por otra parte, se

logró expresar satisfactoriamente la xilosa

isomerasa del hongo Piromyces sp. E2 en la

cepa S. cerevisiae RWB 202 permitiendo con

ello el crecimiento en xilosa como única

fuente de carbono, sin embargo es necesario

utilizar condiciones aeróbicas para que

pueda crecer y metabolizar la xilosa.

Posteriormente, esta cepa se sometió a

evolución metabólica, resultando la cepa S.

cerevisiae RWB 202-AFX capaz de crecer en

anaerobiosis, produciendo principalmente

etanol, CO2, glicerol y biomasa, y pequeñas

cantidades de xilitol a partir de xilosa como

única fuente de carbono (van Maris et al.,

2006). Sin embargo, la tasa de producción de

etanol de esta nueva cepa (0.14 g/g célula-h)

fue aún muy baja como para ser considerada

en aplicaciones industriales, por lo que

además de la expresión del gene xylA, se

sobreexpresaron todos los genes

involucrados en la conversión de xilosa en

intermediarios de la glucólisis. Esta nueva

cepa denominada S. cerevisiae RWB 217

sobreexpresa las enzimas: xilulocinasa

(xyl3), ribulosa 5-fosfato isomerasa (araA),

ribulosa 5-fosfato epimerasa (araD),

transcetolasa (tktA) y transaldolasa (talB); así

mismo, el gen que codifica para la aldosa

reductasa se eliminó para minimizar la

producción de xilitol (van Maris et al., 2006).

La cepa resultante crece en condiciones

anaerobias y hasta este momento presenta la

tasa de producción específica de etanol más

alta reportada utilizando xilosa (0.46 g/g

célula-h).

Con el objetivo de mejorar el consumo de

xilosa de esta última cepa en mezclas de

glucosa-xilosa, a ésta se le sometió a

evolución metabólica en una primera etapa

por 85 generaciones en un quimiostato

limitado de xilosa. Posteriormente este cultivo

se utilizó para inocular un cultivo lote con una

mezcla de glucosa-xilosa y de ahí se obtuvo

la cepa S. cerevisiae RWB 218 que es capaz

de fermentar ambos azúcares (20 g/l de cada

uno) en 24 horas. Al utilizar xilosa como

única fuente de carbono, esta cepa presentó

una velocidad específica de crecimiento de

0.12 h-1, de consumo de xilosa de 1.2 g/g

célula-h y una tasa de producción de etanol

de 0.49 g/g célula h.

Al igual que la xilosa, sólo un número

reducido de especies de levaduras pueden

de manera natural asimilar L-arabinosa y

fermentarla a etanol bajo condiciones

microaerobias. Sin embargo, el período de

fermentación es muy largo, entre 7-14 días.

La vía de asimilación de la arabinosa ha sido

descrita en los hongos Penicillium

chrysogenum y Aspergillus niger por acción

de las enzimas: aldosa (xilosa) reductasa

(GRE3), L-arabinitol 4-deshidrogenasa (lad1),

L-xilulosa reductasa (lxr1), D-xilulosa

reductasa y D-xilulocinasa (XKS1). De

manera similar a lo que sucede con la vía de

asimilación de xilosa, estas enzimas

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 97

presentan afinidad por diferentes cofactores,

lo que resulta en un desequilibrio redox bajo

condiciones anaerobias.

Una alternativa para la generación de una

cepa de S. cerevisiae fermentadora de

arabinosa es la sobreexpresión de la vía de

utilización de arabinosa en bacterias (Fig. 8).

En los primeros pasos de esta vía no están

involucradas reacciones redox, y son las

enzimas L-arabinosa isomerasa, L-

ribulocinasa y L-ribulosa 5-fosfato 4-

epimerasa, las encargadas de convertir la L-

arabinosa a L-ribulosa, L-ribulosa-5-P y D-

xilulosa-5-P respectivamente. Cada una de

estas enzimas está codificada por los genes

La primera cepa de S. cerevisiae en

producir etanol a partir de arabinosa, sobre

expresó todos los genes estructurales de la

vía de asimilación de arabinosa de hongos,

sin embargo, esta cepa únicamente produjo

0.35 mg de etanol/g célula-h en condiciones

anaerobias, debido probablemente a los

desbalances en los cofactores redox (van

Maris et al., 2006).

Fig. 8. Metabolismo de D-xilosa y L-arabinosa para cepas modificadas por ingeniería de vías metabólicas en S. cerevisiae. Las letras en cursiva son los nombres de los genes que codifican para las enzimas. Las enzimas subrayadas no se encuentran presenten en el metabolismo de la levadura progenitora. GRE3/xyl1, aldosa/xilosa reductasa; xyl2, xilitol deshidrogenasa; xyl3, xilulocinasa; xylA, xilosa isomerasa; lad1, arabinitol 4-deshidrogenasa; lxr1, L-xilulosa reductasa; araA, L-arabinosa isomerasa; araB, L-ribulocinasa; araD, L-ribulosa-5-fosfato-4-epimerasa; G-3-P, gliceraldehído-3-fosfato; PPP, ruta de las pentosas fosfato.

araA, araB y araD, los cuales fueron

expresados en S. cerevisiae, no obstante,

esta cepa únicamente acumuló L-arabinitol y

no produjo etanol a partir de arabinosa (van

Maris et al., 2006). Utilizando una estrategia

similar y junto con la sobreexpresión de un

gen que codifica para una permeasa de

galactosa de levadura (GAL2), se sometió a

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 98

esta cepa a evolución metabólica bajo

condiciones limitadas de oxígeno. La tasa

específica de producción de etanol a partir de

arabinosa de la cepa evolucionada fue entre

0.06-0.08 g/g célula-h y el rendimiento del

60% con respecto al máximo teórico (van

Maris et al., 2006). A pesar de los resultados

obtenidos, la sobre expresión de la vía de

arabinosa bacteriana, resulta una de las

alternativas más promisorias para generar

cepas de S. cerevisiae capaces de producir

etanol a partir de este azúcar.

CONCLUSIONES

Con la valoración de los datos integrados

en la presente revisión se pone de manifiesto

que si bien, el etanol carburante no es la

única solución a la problemática energética y

ambiental, ha probado ser una alternativa

sólida y suficientemente madura, como en el

caso de Brasil, para atenuar de manera

transitoria la escasez inminente de los

combustibles fósiles, participar de la

transición energética de combustibles fósiles

a renovables y permitir a la vez el desarrollo

de nuevas formas de bioenergía, con mayor

sustentabilidad, más limpias, con mejor

rendimiento energético y además que

satisfagan la demanda de combustibles sin

competir con el abasto de alimentos.

No podemos ignorar que la producción de

bioetanol actualmente implementada compite

con la industria alimenticia y que su

tecnología requiere optimizarse. Por lo que

para contender con lo anterior, es necesario

implementar a nivel industrial el uso de

lignocelulosa y mejorar varios aspectos para

el aprovechamiento de la misma, tales como

la optimización de las condiciones de

hidrólisis, la eliminación de inhibidores

generados y la generación de

microorganismos etanologénicos, ya que la

biomasa representa una materia prima más

barata, con un alto contenido de azúcares

fermentables, no interviene con el sector

alimenticio y no se requiere de la

sobreexplotación del suelo. El uso de la

biología molecular, la ingeniería de vías

metabólicas y la evolución dirigida, han

permitido la obtención de diferentes cepas

bacterianas capaces de producir etanol con

elevados rendimientos, resistiendo

concentraciones elevadas de etanol e

inhibidores, además de fermentar tanto

hexosas, pentosas y polisacáridos como la

celulosa. AGRADECIMIENTOS

Se agradece el apoyo del Consejo

Nacional de Ciencia Tecnología �– México a

través de los proyectos FOMIX Estado de

Morelos: MOR-2007-CO1-80360 y Red de

Fuentes de Energía; así como del Proyecto

UNAM-PAPIIT-DGAPA: IN220908.

REFERENCIAS Cala Hederich & David F(2007). Entropía y

Biocombustibles. Seminario Taller

Nacional Biocombustibles sostenibles

para Colombia, Centro de Convenciones

Quirama, Carmen de Vivoral.

Deanda K, Zhang M, Eddy C & Picataggio S

(1996) Development of an arabinose-

fermenting Zymomonas mobilis strain by

metabolic pathway engineering. Appl.

Environ. Microbiol. 62: 4465-4470.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 99

Dien BS, Cotta MA & Jeffries TW (2003)

Bacteria engineered for fuel ethanol:

Current status. Appl. Microbiol.

Biotechnol. 63: 258-266.

Gray KA, Zhao L & Emptage M (2006)

Bioethanol. Current Opinion Chem. Biol.

10: 141-146.

Gunasekaran G & Chandra Raj K (1999)

Ethanol fermentation technology-

Zymomonasmobilis. Curr. Sci. 77: 56-68.

Freer SN & Detroy RW (1983)

Characterization of cellobiose

fermentations to ethanol by yeast.

Biotechnol. Bioeng. 25: 541-557.

Galbe M & Zacchi G (2002) A review of the

production of ethanol from softwood.

Appl. Microbiol. Biotechnol. 59: 618-628.

Hespell RB, Wyckoff H, Dien BS & Bothast

RJ (1996) Stabilization of pet operon

plasmids and ethanol production in

Escherichia coli strains lacking lactate

dehydrogenase and pyruvate formate-

lyase activities. Appl. Environ. Microbiol.

62: 4594-4597.

Huerta-Beristain G, Utrilla-Carreri J,

Hernández-Chávez G, Bolívar F, Gosset

G &Martínez A (2008) Specific ethanol

production rate in ethanologenic

Escherichia coli strain KO11 is limited by

piruvate decarboxylase. J. Mol. Microbiol.

Biotechnol. 15: 55-64.

Ingram LO & Buttke TM (1984) Effects of

alcohols on micro-organisms. Adv.

Microbial. Physiol. 25: 253-300.

Ingram LO, Gomez PF, Lai X, Moniruzzaman

M, Wood BE, Yomano LP & York SW

(1998) Metabolic engineering of bacteria

for ethanol production. Biotechnol.

Bioeng. 58: 204-214.

Ingram LO, Aldrich HC, Borges ACC, Causey

TB, Martínez A, Morales F, Saleh A,

Underwood SA, Yomano LP, York SW,

Zaldivar J & Zhou S (1999). Enteric

bacterial catalyst for fuel ethanol

production.Biotechnol. Prog.15: 855-866.

Jarboe LR, Grabar TB, Yomano LP,

Shanmugan KT & Ingram LO (2007)

Development of ethanologenic bacteria.

Adv. Biochem. Eng/Biotechnol. 108: 237-

261.

Lawford HG & Rousseau JD (2002)

Performance testing of Zymomonas

mobilis metabolically engineered for co-

fermentation of glucose, xylose and

arabinose. Appl. Biochem. Biotechnol. 98:

429-448.

Mohagheghi A, Evans K, Chou YC& Zhang M

(2002) Co-fermentation of glucose, xylose

and arabinose by genomic DNA-

integrated xylose/arabinose fermenting

strain of Zymomonas mobilis AX101.

Appl. Biochem. Biotechnol. 98: 885-898.

Martínez A, Rodríguez ME, Wells ML, York

SW, Preston JF & Ingram LO (2001)

Detoxification of dilute acid hydrolysates

of lignocellulose with lime. Biotechnol.

Prog. 17:287-293.

Martínez A, Bolívar F & Gosset G (2002)

Biotecnología energética sustentable:

Etanol carburante para el transporte.

Revista de la Universidad Nacional

Autónoma de México. Número 617,

páginas centrales.

Martínez A, Rodríguez Alegría ME, López-

Munguía CA &Gosset LG (2006) ¿Etanol

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 100

carburante a partir de bagazo de caña?

Claridades Agropecuarias. Publicación

Mensual de la SAGARPA (Julio)pp. 33-

39.

Martinez A, Grabar TB, Shanmugam KT,

Yomano LP, York SW, Ingram LO (2007).

Low salt medium for lactate and ethanol

production by recombinant Escherichia

coli B. Biotechnol. Lett. 29:397-404.

Mielenz JR (2001) Ethanol production from

biomass: Technology and

commercialization status. Curr. Op.

Microbiol.4: 324-329.

Ohta K, Beall DS, Mejia JP, Shanmugam KT

& Ingram LO (1991a) Genetic

improvement of Escherichia coli for

ethanol production: chromosomal

integration of Zymomonas mobilis genes

encoding pyruvate decarboxylase and

alcohol dehydrogenase II. Appl. Environ.

Microbiol.57: 893-900.

Ohta K, Beall DS, Mejia JP, Shanmugam KT

& Ingram LO (1991b) Metabolic

engineering of Klebsiella oxytoca M5A1

for ethanol-production from xylose and

glucose. Appl. Environ. Microbiol. 57:

2810-2815.

Pataro C, Guerra JB, Petrillo-Peixoto ML,

Mendonça-Hagler LC, LinardiVR& Rosa

CA (2000) Yeast communities and

genetic polymorphism of S. cerevisiae

strains associated with artisanal

fermentation in BrazilianJ. Appl.

Microbiol.89: 24-31.

Saha BC (2004) Lignocellulose

biodegradation and applications in

biotechnology. In: Lignocellulose

Biodegradation. Saha BC, Hayashi K

(eds). American Chemical Society,

Washington. DC. pp. 2-34.

Saha BC & Cotta MA (2008) Lime

pretreatment, enzymatic saccharification

and fermentation of rice hulls to ethanol.

Biomass. Bioener. 32: 971-977.

Schifter I, Vera M, Díaz L, Guzmán E, Ramos

F & López-Salinas E (2001)

Environmental implications on the

oxygenation of gasoline with ethanol in

the metropolitan area of Mexico city.

Environ.Sci. Technol. 35: 1893-1901.

Schwan RF, Mendonça AT, Silva JJ,

Rodrigues V & Wheals AE (2001)

Microbiology and physiology of cachaça

(aguardente) fermentation. Antonie van

Leeuwenhoeck. 79: 89-96.

Sprenger GA (1996) Carbohydrate

metabolism in Zymomonasmobilis: A

catabolic highway with some scenic

routes. FEMS Microbiol. Lett.145: 301-

307.

Sun Y & Cheng J (2002) Hydrolysis of

lignocellulosic materials for ethanol

production: a review. Bioresource

Technol. 83:1-11.

van Maris AJ, Abbott DA, Bellissimi E, van

den Brink J, Kuyper M, Luttik MA,

Wisselink HW, Scheffers WA, van Dijken

JP & Pronk JT (2006) Alcoholic

fermentation of carbon sources in

biomass hydrolysates by Saccharomyces

cerevisiae: current status. Antonie van

Leeuwenhoek.90: 391-418.

Vasconcelos JN, Lopes CE & França FP

(2004) Continuous ethanol production

using yeast immobilized on sugar-cane

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 101

stalks. Brazilian J. Chem. Eng. 21: 357-

365.

Wheals AE, Basso LC, Alves DMG & Amorim

HV (1999) Fuel ethanol after 25 years.

Trends Biotechnol. 17: 482-487.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3 102

Wood BE & Ingram LO (1992) Ethanol-

production from cellobiose, amorphous

cellulose, and crystalline cellulose by

recombinant Klebsielaoxytoca containing

chromosomal integrated Zymomonas

mobilis genes for ethanol-production and

plasmids expressing thermoestable

cellulose genes from Clostridium

thermocellum. Appl. Environ.

Microbiol.58: 2103-2110.

World Population Prospects, UNO. The 2006

revision population data

base.www.un.org/esa/population/publicati

ons Xu TJ, Zhao XQ & Bai FW (2005) Continuous

ethanol production using self-flocculating

yeast in a cascade of fermentors. Enz.

Microb. Technol. 37: 634-640.

Yomano LP, York SW, Zhou S, Shanmugam

KT & Ingram LO (2008) Re-engineering

Escherichia coli for ethanol production.

Biotechnol. Lett.30: 2097-2103.

Zaldivar J, Martínez A & Ingram LO (1999)

Effect of selected aldehydes on the

growth and fermentation of ethanologenic

Escherichia coli. Biotechnol. Bioeng. 65:

24-33.

Zaldivar J & Ingram LO (1999) Effect of

organic acids on the growth and

fermentation of ethanologenic Escherichia

coli LY01.Biotechnol. Bioeng. 66: 203-

210.

Zaldivar J, Nielsen J, & Olsson L (2001) Fuel

ethanol production from lignocellulose: A

challenge for metabolic engineering and

process integration. Appl. Microbiol.

Biotechnol. 56: 17-34.

Zhang M, Eddy C, de Anda K, Finkestein M

&Picataggio S (1995) Metabolic

engineering of a pentose metabolism

pathway in ethanologenic Zymomonas

mobilis. Sci. 267: 240-243.

Zhou S & Ingram LO (2000) Synergistic

hydrolysis of carboxymethyl cellulose and

acid-swollen cellulose by two

endoglucanases (CelZ and CelY) from

Erwinia chrysanthemi. J. Bac.182: 5676-

5682.

Zhou S, Davis FC & Ingram LO (2001) Gene

integration and expression and

extracellular secretion of Erwinia

chrysanthemi endoglucanaseCelY (celY)

and CelZ (celZ) in ethanologenic

Klebsiella oxytoca P2.Appl. Environ.

Microbiol.67: 6-14.

RESEÑA XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería y VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras

Dra. María Luisa Villarreal Ortega Presidenta de la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería (2008-2010)

Dr. Alfredo Martínez Jiménez Vicepresidente de la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería (2008-2010)

En el XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingenería y el VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras, eventos organizados por la Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería, se dieron a conocer los adelantos más recientes alcanzados en diversas áreas de la biotecnología.

Ambos eventos se celebraron en forma conjunta en Acapulco Guerrero del 22 al 26 de junio pasados, con el propósito de dar a conocer los avances científicos de alcance internacional en las áreas de la biotecnología y bioingeniería, intercambiar experiencia y crear una red de colegas, así como involucrar a las nuevas generaciones de estudiantes en estos campos del conocimiento.

Para el décimo tercer congreso se contó con más de 1,050 participantes nacionales, así como colegas provenientes de varios países de América (Norte, Centro y Sur), y también de Europa, quienes compartieron sus experiencias más sobresalientes en las diversas vertientes de esta multidisciplina. En esta ocasión se incorporó el simposio bianual itinerante de alcoholes y levaduras que se realiza en diversos países latinoamericanos, habiéndose seleccionado México para su séptima edición. La mesa directiva de la SMBB decidió integrarlo a su congreso por contener áreas temáticas compatibles.

Siendo la SMBB la principal agrupación científica y profesional en el área de la biotecnología en México, en este evento participaron los más destacados biotecnólogos del país, así como socios numerarios, profesionales, empresarios y estudiantes

Más del 65% de los asistentes al congreso fueron jóvenes estudiantes provenientes de 85 universidades, institutos tecnológicos y centros de investigación de todo el país. Este hecho refleja dos de las principales filosofías de la SMBB; que son promover la divulgación de conocimientos de frontera entre las nuevas generaciones, y fomentar la participación de todas las instituciones del país interesadas en la biotecnología y la bioingeniería. Gracias al apoyo proporcionado por la Secretaría de Educación Pública, y la asociación de empresas Agrobio México, fue posible becar la asistencia de 100 estudiantes al evento. Así mismo con apoyo especial del Conacyt permitió financiar los principales gastos del VII Simposio Internacional de Alcoholes y Levaduras.

El programa científico incluyó 834 contribuciones que se distribuyeron en forma de 10 conferencias plenarias, 11 simposios con 4 conferencias temáticas cada uno, 160 presentaciones orales y 620 en cartel.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

103

RESEÑA XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

Las presentaciones reflejaron los avances que se realizan en investigación básica y aplicada en todas las áreas de la biotecnología actual. Por ejemplo, en BIOTECNOLOGÍA MÉDICA se discutieron desarrollos nacionales muy importantes como el método recombinante para producir una nueva vacuna contra la cisticercosis, la caracterización genética de la bacteria causante de la tuberculosis y proyectos relacionados con la producción de biofarmacéuticos basados en plantas. Asimismo, científicos extranjeros analizaron las perspectivas de los beneficios terapéuticos con el uso de células madre y algunos métodos novedosos para la producción de vacunas contra el virus AH1N1. En el caso de la BIOTECNOLOGÍA AGRÍCOLA se presentaron trabajos revelantes realizados por científicos mexicanos con el uso de biofertilizantes en sustitución a fertilizantes químicos, estudios genómicos de variedades de maíz mexicano que explican su domesticación, así como investigaciones recientes que ilustran como es posible evitar la aparición de resistencia de insectos plaga a las toxinas insecticidas producidas por las bacterias.

En BIOTECNOLOGÍA ALIMENTARIA se analizaron estudios sobre bacterias lácticas que son explotadas por su actividad benéfica para conservar alimentos en vista de que producen compuestos antimicrobianos, así como la utilización de consorcios de microorganismos que se adicionan a algunos tipos de quesos para evitar el crecimiento de bacterias patógenas. En el simposio de BIOCATÁLISIS se discutieron las aplicaciones de los biocatalizadores en la síntesis orgánica, la importancia de nuevos biocatalizadores con aplicaciones médicas como analgésicos o antiinflamatorios, así como la preparación de biocatalizadores con estructuras nanométricas.

En el caso de la BIOTECNOLOGÍA MARINA se presentaron algunos resultados que indican que las bacterias que habitan en los mares pueden ser fuentes de nuevos metabolitos bioactivos y se hizo evidente que el desarrollo de este campo presenta un rezago en comparación con otras áreas, a pesar de concentrar un recurso natural extenso e importante para el país. De acuerdo con la imperiosa necesidad de mantener un ambiente limpio, en BIOTECNOLOGÍA AMBIENTAL, la cual representa el área que más se trabaja en México, se revisaron nuevas tecnologías para el tratamiento de aire contaminado en base a biofiltros que provocan la degradación de contaminantes en compuestos no tóxicos, el tratamiento de efluentes con el uso de consorcios bacterianos y el uso de sistemas enzimáticos de hongos para degradar compuestos xenobióticos contaminantes como plaguicidas, hidrocarburos o explosivos. En el área de BIOINGENIERÍA se habló sobre avances en el diseño de microrreactores y reactores para cultivar células de mamífero; así como del diseño y aplicación de técnicas avanzadas que permiten visualizar los eventos que ocurren en tercera dimensión en el interior de estos tanques.

En los temas de BIOCOMBUSTIBLES Y BIOENERGÍA se abordó la obtención de etanol carburante a partir de residuos agroindustriales, con énfasis en los avances realizados en Cuba, Colombia y México. También se presentaron estudios relacionados con la producción de otros biocombustibles como el butanol que es compatible con la gasolina y motores actuales, el biodiesel obtenido a partir de plantas oleaginosas

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

104

RESEÑA XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

mexicanas, y el biopetróleo que constituye una nueva ventana de investigación en donde modificando vías bioquímicas de las bacterias, es posible producir compuestos similares a los que se obtienen del petróleo. Se habló sobre la bioelectricidad, que plantea la generación de este recurso a partir de basura, teniendo aplicaciones prácticas en ambientes extremos como el fondo del mar, pantanos y otros lugares inhóspitos. En el simposio de LEVADURAS se presentaron avances en la utilización de este fascinante microorganismo para la producción de cerveza, el aislamiento y caracterización de cepas especiales para la fabricación de ron y cerveza, el uso de metodologías moleculares para caracterizar productos de fermentación en bebidas como la cachaza brasileña, y la aplicación eficiente de levaduras para convertir los desechos de quesería en etanol. Un simposio particularmente atractivo fue el de BEBIDAS ALCOHÓLICAS MEXICANAS, en el que se presentaron no solo los conocimientos ya establecidos sino la aplicación de metodologías modernas de microbiología, bioprocesos y genómica a la producción de bebidas como el pulque, sotol, mezcal y el tradicional tequila.

Se incluyó una mesa redonda sobre redes temáticas de COOPERACIÓN EN BIOTECNOLOGÍA, donde miembros de la sociedad y representantes del Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología hicieron planteamientos y discutieron las ventajas que pueden brindar dichas redes para propiciar un mejor aprovechamiento de los recursos destinados a generar investigaciones de calidad, hacer frente a la falta de apoyos en ciertas áreas de la biotecnología, crear sinergias entre los especialistas y evitar la duplicidad de esfuerzos.

La relevancia y aplicación de las muchas investigaciones presentadas en el congreso, enfatizan la importancia para que en México se continúe invirtiendo en biotecnología y bioingeniería, con el fin de resolver problemas urgentes que apremian a la ciencia y a nuestra sociedad.

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

105

RESEÑA CIENTIFICA XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

XIII CONGRESO NACIONAL DE BIOTECNOLOGÍA Y BIOINGENIERÍA / VII SIMPOSIO INTERNACIONAL DE PRODUCCIÓN DE ALCOHOLES Y LEVADURAS

Dra. Maricarmen Quirasco Baruch Presidente del Comité Científico

El programa científico es el alma de nuestro congreso, en la primera parte del día se incluyeron

conferencias plenarias y simposios, donde expertos de cada área, nacionales y extranjeros,

presentaron los aspectos más recientes y relevantes de la biotecnología y la bioingeniería. A partir

del congreso realizado en 2007 en Morelia, la Mesa Directiva detectó la necesidad de realizar

simposios simultáneos para ofrecer un mayor abanico temático. Lo anterior resultó de especial

relevancia en esta ocasión, pues el VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y

Levaduras (SIPAL) se realizó como parte integral del congreso de la SMBB, lo que llevó a la

inclusión de temáticas propias del SIPAL en el programa científico.

La otra parte fundamental y característica de nuestro congreso es la exposición de trabajos

libres, que se realizó por las tardes en las modalidades de Cartel y Presentación Oral. Debido a

que se obtuvo una excelente respuesta por parte de la comunidad biotecnológica en la sumisión de

trabajos libres y a que se decidió presentar conferencias plenarias y simposios que cubrieran un

amplio espectro temático, tuvimos el gran desafío de distribuir numerosos eventos en tiempo y

espacio restringidos.

CONFERENCIAS PLENARIAS. Nuestro congreso contó con 11 conferencias plenarias impartidas

por científicos de la más alta calidad, cinco de los cuales provinieron de instituciones de

investigación del extranjero. Se trataron tópicos de interés actual, como el cultivo de células madre,

la influenza A/H1N1 y su vacuna, biorreactores innovadores, bacterias marinas como fuente de

compuestos bioactivos, metabolómica en plantas, propiedad industrial y aplicación del

conocimiento biotecnológico básico, y el tequila, entre otros temas. Tuvimos el honor de escuchar

una conferencia magistral sobre fitorremediación, por parte del Dr. Fernando Esparza, quien fue

galardonado como Miembro Honorario de nuestra Sociedad, reconocimiento que se otorgó por

primera vez. Así como la correspondiente al ganador del Premio Carlos Casas Campillo 2008, Dr.

Cristóbal Aguilar, quien compartió con nosotros lo más relevante de su trabajo de investigación

relacionada con la obtención de compuestos de interés industrial a partir del cultivo de plantas del

desierto mexicano.

SIMPOSIOS. Se llevaron a cabo 12 simposios donde se presentó el panorama más actual de la

biotecnología en diversas áreas: Bio-energía, Levaduras y Bebidas, Redes de Colaboración en

Biotecnología, Biocatálisis, Bebidas Alcohólicas Mexicanas, Microrreactores, Biotecnología de

Alimentos y Microbiana, Farmacéutica, Ambiental, Agrícola y Marina. Como se puede observar, el

contenido de los simposios se vio enriquecido por las temáticas propias del SIPAL. Contamos con

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

106

RESEÑA CIENTIFICA XII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

la participación de 46 expertos en cada área, de los cuales 12 fueron invitados extranjeros. Se

realizaron tres simposios simultáneos para poder cubrir las áreas temáticas. Los simposios fueron

de muy buena calidad científica y hubo quien deseó tener el don de la ubicuidad para poder asistir

a los tres al mismo tiempo. El Comité Organizador agradece enormemente a los Coordinadores de

Simposio, quienes, al ser autoridades en cada área, planearon cuidadosamente el contenido, lo

que se reflejó en la selección de los investigadores invitados. Cabe mencionar que para esta

actividad, se contó con el apoyo de la Cátedra Jaques Senez (SMBB-UAMI-IRD-Embajada de

Francia en México) para traer a un conferencista de origen francés.

TRABAJOS LIBRES. La cantidad de trabajos libres que ha recibido nuestro congreso

históricamente impulsó al Comité Organizador a la implementación de un sistema automatizado de

recepción de resúmenes, que fuera más sencillo para los autores, práctico para los evaluadores y

que facilitara la elaboración de las memorias. Gracias a la excelente colaboración de Nayeli Quinto,

la SMBB cuenta ahora con un sistema en línea que probó ser eficiente, aún durante la última hora

de recepción de trabajos libres, en la que se recibieron aproximadamente 5 resúmenes por minuto.

En esta ocasión se presentaron 620 trabajos libres en modalidad de cartel y 160 oralmente. En

la Figura 1 se muestra la proporción de éstos de acuerdo al área temática y en la Tabla 1 la

información se presenta desglosada de acuerdo a la modalidad de presentación. Se abrieron

nuevos espacios en el contenido temático, abordándose tópicos de sumo interés actual como la

generación de energía a través de la biotecnología. Un aspecto interesante, es que resúmenes de

Genéricas yemergentes, 2%Bebidas alcohólicas, 4%

Figura 1.

Bio energía, 4%

B. Farmaceútica, 6%

B. Marina, 2%

B. Microbiana yMolecular, 15%

Bioingeniería yFermentaciones, 13%

B. Ambiental, 19%

B. Alimentaria, 12%

B. Agrícola yVegetal, 14%

Biocatálisis, 9%

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RESEÑA CIENTIFICA XII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

investigadores asistentes al SIPAL (extranjeros, en su mayoría) se sometieron a las áreas

temáticas clásicas de nuestro congreso, sobre todo al área de Bioingeniería, y viceversa. Lo cual

favoreció que el evento se enriqueciera académicamente.

Agradezco a los Coordinadores de Área y a los Dictaminadores, ya que su participación en la

evaluación de trabajos libres fue esencial para mantener nuestro evento en la más alta calidad

académica. Esta importante tarea fue realizada por investigadores de instituciones de Educación

Superior de nuestro país, 20 públicas y una privada, así como de dos investigadores provenientes

de sendas compañías del sector privado.

Tabla 1. Áreas temáticas y trabajos aceptados en sus diferentes modalidades

ÁREA TEMÁTICA TRABAJOS LIBRESORALES

TRABAJOS LIBRES

EN CARTEL

I. Biocatálisis 16 53

II. Biotecnología Agrícola y Vegetal 24 85

III. Biotecnología Alimentaria 24 67

IV. Biotecnología Ambiental 28 122

V. Bioingeniería y Fermentaciones 16 88

VI. Biología Molecular y

Biotecnología Microbiana 16 100

VII. Biotecnología Marina 4 15

VIII. Biotecnología Médica

Farmacéutica y Veterinaria 12 32

IX. Bio-Energía 8 26

X. Producción de Bebidas Alcohólicas 8 24

XI. Áreas Genéricas y Emergentes 4 8

TOTALES 160 620

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108

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

109

El Congreso propició un ambiente relajado para el intercambio y discusión de ideas entre

investigadores de nuestro país y con grupos de otros países, principalmente de Latinoamérica.

Acapulco resultó ser un sitio de reunión adecuado, tuvimos una muy buena respuesta de parte de

la comunidad de biotecnólogos del país, pues la cantidad de trabajos libres presentados aumentó

en un 16%, a comparación de nuestro Congreso de Morelia (en el cual se había roto el récord

anterior), no obstante que la situación económica en el 2009 fue más difícil que la de dos años

atrás.

Ochenta investigadores moderaron las sesiones de trabajos libres orales. Fue interesante

constatar que las fortalezas de la investigación en las diversas áreas de la Biotecnología están

distribuidas a lo largo y ancho del país, pues los moderadores provinieron de 23 instituciones de

Educación Superior de 16 estados de la República Mexicana. El Comité Científico les agradece

enormemente su colaboración, pues su experiencia en el área correspondiente enriqueció la

discusión de los trabajos expuestos.

El Comité Organizador del Congreso realizó su mejor esfuerzo por ofrecer un amplio abanico

de temáticas y espera haber cubierto las expectativas de los expertos y de los que se están

adentrando en el campo de la biotecnología y la bioingeniería (quienes son nuestros congresistas

más numerosos). Personalmente, como Presidenta del Comité Científico, me quedo con una gran

satisfacción por todo lo aprendido al coordinar un evento de esta complejidad y tamaño, y no me

queda más que agradecer a los demás miembros de la Mesa Directiva Nacional, quienes pusieron

todos sus talentos para lograr un evento de excelencia, a pesar de la crisis económica, la influenza

y la tormenta tropical que nos amenizó los primeros días en Acapulco.

BALANCE CONGRESO XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

Informe Financiero del XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería y del VII Simposio Internacional de Producción de

Alcoholes y Levaduras Dra. María Soledad Córdova Aguilar

Tesorera Nacional de la SMBB 2008 – 2010 cordova@ibt.unam.mx

Selección de sede

La selección de la sede para el XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería y VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras (SIPAL), se basó en varias consideraciones, entre ellas, las encuestas realizadas, durante el pasado congreso de la SMBB, así como en la opinión del SIPAL, respecto al lugar y fecha de realización de los eventos. Se hizo, asimismo, un análisis de costos de inscripción y alojamiento normalizados en UDIS de seis congresos anteriores (Fig. 1) celebrados en diferentes lugares por la SMBB, además de evaluar las dos mejores propuestas de sede obtenidas para este evento.

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

1995 1997 1999 2001 2003 2005 2007 2009

UD

Is

Año/Congreso

Fig. 1. Comparación de costos normalizados en UDIs de inscripción ( ) y alojamiento ( ) en UDIS de los congresos nacionales realizados de 1997 a 2009.

Considerando las dimensiones alcanzadas en las versiones más recientes y la calidad requerida para la subsiguiente realización, se seleccionó como sede el Puerto de Acapulco, en el estado Guerrero, México, y el Hotel Fairmont Acapulco Princess, por las condiciones favorables que ofreció en cuanto a precio de la estancia y uso de las facilidades existentes para este tipo de eventos.

Cuotas de inscripción, alojamiento y transporte

Como puede apreciarse en la Fig. 1, los costos por alojamiento en el hotel sede alcanzados en esta ocasión fueron los más bajos, sólo comparables, en parte, con los del 2001. De igual forma, es necesario hacer notar que, en vista de la situación económica vigente y con el fin de impulsar la participación del mayor número de asistentes posible, el comité organizador estableció que las

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110

BALANCE CONGRESO XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

cuotas de inscripción al congreso fueran 16 y 25% menores, en relación a los dos congresos previos de la SMBB (cálculo en pesos corrientes), para Socio numerario/profesional y para Profesional no socio, respectivamente. En la Fig. 1, se puede observar que los costos de inscripción para socios profesionistas y numerarios en esta ocasión fueron los más bajos desde 1997.

Con respecto a las cuotas para estudiantes, como siempre y por política de la SMBB, fueron preferenciales y bastante atractivas. Además, con la misma cuota, se tuvo acceso al VII SIPAL. Así mismo, se consiguieron precios preferenciales para los congresistas hospedados en el Hotel sede (Fairmont Acapulco Princess), los cuales fueron 50% menores que las tarifas normales, incluyendo hospedaje, desayuno tipo buffet, impuestos y propinas de camaristas. Ambas decisiones permitieron que tanto la asistencia al congreso y al simposio como el hospedaje en el hotel sede superaran las expectativas.

Entre otros incentivos, hubo también oferta de hospedaje alterno en el Hotel CASA INN Acapulco con precios muy convenientes con transporte al hotel sede. De igual forma, las tarifas de transportación aérea que se consiguieron con Mexicana de Aviación también fueron especiales para los asistentes al congreso, con un descuento del 25% sobre las tarifas normales, incluyendo invitados, cónyuges e hijos de 12 a 20 años.

Financiamiento

El Congreso Nacional de Biotecnología es un evento financiado fundamentalmente por los ingresos directos a la SMBB, donativos de diversas instituciones y aportaciones de proveedores (Fig. 2). El mayor porcentaje (60%) de los ingresos totales fue por ingresos directos (Fig. 3), donde el 74% correspondió a las cuotas de inscripción. Esto significa que la asistencia al congreso per se suministra recursos que le permiten la operación del evento. No obstante que se requiere de otros apoyos diversos para iniciar los trabajos de organización además de mantener la calidad y profesionalismo con la que se han desarrollado los últimos congresos nacionales. Otros rubros considerados dentro de los ingresos directos son las cuotas de membresía a la SMBB además de las ventas de stand SMBB y las cortesías obtenidas por contrato por la ocupación en el Hotel sede, resultado de las negociaciones directas entre la SMBB y el hotel sede.

60%

34%

6%

Ingresos directos

Instituciones públicas

Proveedores

Fig. 2. Distribución de los Ingresos totales del XIII Congreso Nacional de Biotecnología y Bioingeniería y del VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras (porcentajes sobre ingresos totales)

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BALANCE CONGRESO XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

Para esta ocasión, se contactó a los proveedores que han apoyado a la SMBB en ocasiones anteriores y, a pesar de la difícil situación por la que se ha atravesado durante los últimos tiempos, se consiguieron los apoyos económicos de cinco compañías (Fig. 4) y las aportaciones de diversas instituciones públicas, como IBT-UNAM, IPICYT, UAM �–Iztapalapa y Cuajimalpa e Instituto de Ingeniería-UNAM (Fig. 5). Como en ocasiones anteriores, se contó con el patrocinio de Yakult para el Premio Alfredo Sánchez Marroquín a las mejores tesis de licenciatura y de posgrado. Tres de las contribuciones correspondieron a proveedores que montaron stands, mientras que las restantes fueron donativos directos.

14%

74%

4%3%

2% 3%Ingresos varios

Membresías 2009 2010 (Enero mayo 2009)

Inscripciones (al 29 de mayo 2009)

Curso Precongreso

BloqueoHotel

Ventas Stand SMBB

Cortesías por contrato Hotel

Fig. 3. Ingresos varios, incluyendo inscripciones al XIII Congreso y cuotas de membresía.

26%

25%

15%

15%

15%

4%

Proveedores

Yakult

Dusher Technology

MILLIPORE

APPLIKON

APPLIEDBIOSYSTEMS

3M

Fig. 4. Distribución de los ingresos obtenidos por proveedores.

Como se observa en la Fig. 5, se obtuvieron financiamientos de forma relevante, de otras fuentes como CONACyT, AgroBio y la Subsecretaría de Educación Superior de la SEP. Estos donativos permitieron cubrir todos los compromisos adquiridos para los eventos y por otra parte y

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112

BALANCE CONGRESO XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

2%

2%6% 2% 1%

2%

6%

49%

30%

IBT UNAM

IPICyT

UAM Iztapalapa

UAM Cuajimalpa

UAEM

Instituto de Ingeniería UNAM

AgroBio

SEP/Subsecretaria de EducaciónSuperior

CONACyT

Fig. 5. Distribución de los donativos obtenidos de las diversas instituciones públicas que apoyaron este congreso

por primera vez se becaron los 100 mejores trabajos sometidos de estudiantes de licenciatura y posgrado, cuya selección fue con base a la evaluación académica del resumen sometido por parte del Comité Científico del Congreso. En este sentido, debe enfatizarse que más del 65% de los asistentes al evento fueron estudiantes provenientes de 85 universidades, institutos tecnológicos y centros de investigación de todo el país. Con los apoyos proporcionados por la SEP y AgroBio fue posible becar con el alojamiento y desayuno, en el Hotel sede, a 100 estudiantes de toda la República Mexicana. También es importante mencionar que la inclusión del VII Simposio del SIPAL en el evento fue definitivamente favorable para lograr el apoyo de CONACyT.

Otras contribuciones fueron en especie, las cuales sirvieron de apoyo para algunas otras actividades dentro del Congreso, tales como transporte de asistentes del hotel sede a la Costera, descuentos en algunos locales para congresistas, apoyo del Municipio de Acapulco para algunos eventos culturales y sociales y fundamentalmente, manifestamos nuestro más sincero agradecimiento a cada uno de los invitados al VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras, ya que todos ellos cubrieron su transportación al evento. Gracias a su generosidad y solidaridad, no hubo erogaciones de la SMBB por este concepto. También agradecemos a la Universidad Autónoma del Estado de Morelos y al CINVESTAV-IPN por su valiosa colaboración y apoyo. "Cabe mencionar que también se contó con el apoyo de la Cátedra Jaques Senez (SMBB-UAMI-IRD Embajada de Francia en México) para traer a un conferencista de origen francés."

Operadora y otras acciones

Para la organización y ejecución de los eventos, se contó con los servicios de International Meeting Service (IMS), como operadora profesional, la cual se encargó de toda la operación de registro in situ, audio y video y logística en general, así como la relación con el hotel sede para recepción de invitados y realización de eventos culturales. Esta decisión fue tomada por el comité

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113

BALANCE CONGRESO XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

organizador que pudo así dedicar mayor cantidad de tiempo a la supervisión de los aspectos académicos del congreso.

En otro orden de acciones, se puso en operación un sistema electrónico para automatizar la inscripción de los asistentes, lo cual permitió planear por anticipado los gastos inherentes y por lo tanto, como se observa en la Fig. 6a, la inscripción al congreso fue del 78 % antes del evento mientras que el registro in situ sólo tuvo un porcentaje del 22% (Fig. 6b). Dentro de las acciones realizadas en beneficio de la asistencia de estudiantes al evento, se aceptaron inscripciones anticipadas al congreso con descuento de algunos grupos de estudiantes organizados tales como los de la ENCB y UPIBI del IPN, de la Universidad de Nuevo León, entre otras, lo que correspondió al 7% de las inscripciones previas al evento.

SOCIO ESTUDIANTE(GRUPO7%

SOCIO ESTUDIANTE9%

ESTUDIANTE NO SOCIO19%

SOCIO PROFESIONAL26%

PROFESIONAL NOSOCIO39%

6a. Inscripciones previas al congreso

SOCIO ESTUDIANTE9%

ESTUDIANTENO SOCIO

21%

SOCIO PROFESIONAL28%

PROFESIONAL NOSOCIO42%

6b. Inscripción in situ

Fig. 6. (a) Inscripción en línea previa al Congreso (78% del total de inscritos al evento); (b) Inscripción in situ (22% del total de inscritos al evento).

Además, se llevó a cabo una promoción turística basada en dar a conocer los diferentes lugares de interés y atractivos del puerto con información detallada, la cual también estuvo disponible en el portal de la SMBB. Los resultados de esta labor conjunta fueron altamente positivos.

Balance final

En la Fig. 7, se presenta un resumen de los egresos del Congreso y del Simposio. Como se observa en esta figura, la mayoría de los gastos, como memorias, programas y portafolios, entre otros, fueron erogaciones directas de los ingresos de la SMBB, ya que la situación económica que nos afecta, ocasionó que varios de los patrocinadores no nos apoyaran esta vez.

El XIII Congreso obtuvo un balance positivo, sin embargo, no con la holgura de otros años. No obstante, en la parte financiera no se registró ningún déficit, obteniéndose un saldo a favor de $133,240. Estos recursos han servido para cubrir los gastos normales de operación de la SMBB en meses subsecuentes. Del balance general puede apreciarse que la participación y apoyo de los socios y patrocinadores y en general de todos los asistentes, fue fundamental en el aspecto económico. Es deseable que en el futuro la calidad alcanzada en este evento pueda mantenerse o mejorarse, tomando en consideración el crecimiento que se espera en este campo de actividades científicas.

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BALANCE CONGRESO XIII CONGRESO NACIONAL Y VII SIPAL

Convocatoria

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0.9%Programas

2.1%

Memorias1.1%

Morrales3.0%

Impresiones Congreso2.3%

Registro insitu/stands/mamparas/escenog

rafía/audio/video19.9%

Pasajes/víaticosconferencistas

7.9%

Hotel/comidas/recesos de café38.0%

Logística IMS14.7%

Soporte SMBB/papelería/stand3.9%

Curso procongreso0.5%

Otros gastos (culturales,sociales, mudanza)

3.8% PremioASM/Mejores

Tesis1.7%

Fig. 7. Egresos registrados para el XIII Congreso Nacional y VII Simposio SIPAL

En vista de lo anterior debe hacerse hincapié en que es esencial solicitar a todos los socios cubrir a tiempo sus membresías y por otra parte, la MDN deberá buscar y plantear nuevas estrategias que permitan recaudar fondos suficientes, con los cuales se pueda continuar con las actividades ordinarias de la sociedad.

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116

RESEÑA DEL PREMIO

ALFREDO SANCHEZ MARROQUIN 2009 Dra. Ana Carmela Ramos Valdivia

Subsecretaria MDN 2008 - 2010

Durante el último día del XIII Congreso de la Sociedad Mexicana de Biotecnología y

Bioingeniería y VII Simposio Internacional de Producción de Alcoholes y Levaduras en la

ciudad de Acapulco, se realizó la ceremonia de premiación a los galardonados con el

Premio Alfredo Sánchez Marroquín, otorgados a las mejores tesis de Licenciatura,

Maestría y Doctorado. En esta ocasión, se contó con la presencia del Lic. Juan Pablo

Fueyo Gutiérrez, en representación del Sr. Toru Ogawa de la empresa Yakult, generoso

patrocinador del premio y que apoya a la SMBB en el reconocimiento a las tesis de mayor

calidad en Biotecnología y Bioingeniería.

La Sociedad Mexicana de Biotecnología y Bioingeniería (SMBB) ha instituido a partir

de 1999 el Premio Alfredo Sánchez Marroquín a las mejores tesis en biotecnología para

reconocer y estimular el esfuerzo de estudiantes formados en instituciones mexicanas en

carreras o posgrados afines a éstas áreas. A su vez, se ha decidido honrar a uno de los

pioneros de la biotecnología en México, acordando que este premio lleve el nombre del

Dr. Sánchez Marroquín, quien fue un destacado profesor e investigador científico por más

de seis décadas.

Después de haber evaluado 11 tesis de Licenciatura, 26 tesis de Maestría y 9 de

Doctorado, la Comisión de Premios conformada por la Dra. Amanda Gálvez Mariscal, Dra.

Gabriela Sepúlveda, Dr. Carlos Regalado González, Dr. Rafael Vázquez Duhalt y Dra.

Ana Carmela Ramos Valdivia, designaron como ganadora por la mejor tesis de

Licenciatura a la Q.F.B. Rocío Zapata Bustos de la Universidad Autónoma de San Luis

Potosí, Facultad de Ciencias Químicas, por su trabajo �“Proliferación y diferenciación

celular de preadipocitos en Medio L15�”, bajo la dirección del Dr. Luis A. Salazar Olivo,

investigador de la División de Biología Molecular del Instituto Potosino de Investigación

Científica y Tecnológica, A.C (IPCIYT). Como mejor tesis de Maestría fue seleccionada la

realizada por la M. en C. Mabel Rodríguez González de la Maestría en ciencias

PASM2009

BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

117

Bioquímicas del Instituto de Biotecnología de la Universidad Nacional Autónoma de

México, con el título �“Expresión de -latrotoxina recombinante activa de Latrodectus

mactans utilizando el sistema de células de insecto-baculovirus�”, bajo la dirección del Dr.

Roberto P. Stock Silberman. Como mejor tesis de doctorado, el jurado eligió a la de la

Dra. María del Pilar Escalante Minakata del Instituto Potosino de Investigación Científica y

Tecnológica, A.C , por el trabajo intitulado �“Aspectos químicos y moleculares del proceso

de producción de mezcal�”, realizado bajo la dirección de los doctores Antonio de León

Rodríguez, Ana Paulina Barba de la Rosa y Martha Leticia Santos Martínez.

Para obtener el grado de Químico

Farmacobiólogo por la Universidad

Autónoma de San Luis Potosí, en

su trabajo de tesis de Licenciatura,

Rocío Zapata Bustos se propuso

determinar la utilidad del medio L15

para el cultivo in vitro de

preadipocitos de ratón y humanos,

comparando sus tasas de

proliferación y de diferenciación

adiposa con las mostradas por

otros medios utilizados

rutinariamente. De esta manera,

bajo la dirección del Dr. Luis A.

Salazar Olivo, la QFB Zapata

logró simplificar y disminuir los costos de las técnicas para el cultivo celular, debido a que

el medio L15 no necesita de un amortiguador externo del pH ni de atmósferas especiales.

Este procedimiento para cultivar y preservar las células adiposas permite su rápida

expansión y la preservación de su capacidad clonogénica, con lo cual puede ser útil este

medio como modelo para el desarrollo de mejores técnicas de cultivo y la optimización de

células adiposas humanas como fuente de células troncales para su uso en medicina

regenerativa y otras posibles aplicaciones clínicas.

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BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

118

En el caso de la M. en C. Mabel Rodríguez González, del IBT-UNAM se enfocó a la

clonación y secuenciación del gen de la -latrotoxina de la araña Latrodectus mactans,

una de las 40 especies de viuda negra o araña capulina, distribuida en todo México. El

veneno de esta araña consta de varios componentes, dentro de los que se encuentra una

proteína de 130 kDa denominada

-latrotoxina ( LTX), responsable

del envenenamiento en los

vertebrados mordidos por esta

araña. Para ello utilizó el sistema

de células de insecto-baculovirus,

subclonando el cADN de la LTX

en el vector de transferencia

baculoviral pMelBacA y

cotransfectando esta construcción

a las células de insecto Sf9 junto

con ADN de baculovirus (Bac and

Blue System, Invitrogen),

obteniéndose baculovirus

recombinantes que tienen insertado en su genoma la secuencia del cADN de la LTX

mediante un proceso de recombinanción genética. Al infectar células de insecto Hi5 con

los virus recombinantes, lograron expresar la LTX, la cual se purificó parcialmente

mediante cromatografía de intercambio aniónico en un sistema de FPLC. Al inmunizar

conejos con la LTX recombinante, se desarrolló una respuesta de anticuerpos capaces

de reconocer al veneno nativo de L. mactans. Esto es relevante ya que la LTX de L.

mactans recombinante fue utilizada como inmunógeno sustituto del veneno en la

producción del antiveneno Aracmyn . De esta forma, se eliminó el muy riesgoso y poco

eficiente proceso de obtención del veneno, con el cual se inmunizaban los fragmentos

F(ab’)2 de inmunoglobulinas policlonales de caballos del antiveneno Aracmyn lanzado al

mercado desde 1999 por el Instituto Bioclón en colaboración con el Instituto de

Biotecnología de la UNAM.

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BioTecnología, Año 2009, Vol. 13 No. 3

119

Por su parte, la Dra. María del Pilar

Escalante Minakata, del Instituto Potosino

de Investigación Científica y Tecnológica,

A.C., realizó un estudio integral del

proceso de producción del mezcal, que es

una bebida tradicional mexicana obtenida

a partir de la fermentación de las azúcares

del Agave. La Dra. Escalante se enfocó

tanto a una caracterización exhaustiva de

los componentes de la bebida, como a la

optimización del proceso de producción.

Algunos componentes de la bebida

presentan propiedades biológicas muy

interesantes como antioxidantes y

feromonas, entre otros. Además, se

identificaron por primera vez los

componentes de la comunidad microbiana responsable de la fermentación mediante el

uso de técnicas de biología molecular y se encontró que la población de las bacterias

Zymomonas mobilis, Weissella sp. y Lactobacillus sp. es más abundante que la de las

levaduras, lo que marca una diferencia respecto a otras bebidas como el tequila. Así

mismo, se demostró que las condiciones de operación durante la fermentación afectan de

manera determinante la calidad y la composición del mezcal, lo cual depende en gran

parte del conocimiento y control de la microbiota presente. La forma multi- e

interdisciplinaria con la que se abordó este tema, ha sido la pauta para el estudio y

análisis de otras bebidas alcohólicas tradicionales mexicanas.

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