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UNIVERSIDAD SIMÓN BOLÍVAR
DECANATO DE ESTUDIOS DE POSTGRADO COORDINACION DE POSTGRADO EN CIENCIA DE LOS ALIMENTOS Y NUTRICIÓN
MAESTRÍA EN CIENCIA DE LOS ALIMENTOS
EFECTO DE PROCESAMIENTOS CASEROS SOBRE ALGUNOS
CONSTITUYENTES FUNCIONALES DE LA LINAZA (Linum usitatissimum L.)
Trabajo de Grado presentado a la Universidad Simón Bolívar por:
Zoitza Bethzabé Ostojich Cuevas
Como requisito parcial para optar al grado académico de:
Magíster en Ciencia de los Alimentos
Realizado con la asesoría de la Profesora
Elba Sangronis
Abril, 2010
ii
iii
iv
DEDICATORIA
A mi papá, a mi abuelita Flor y a mi abuelo, quienes no pudieron acompañarme físicamente
en la culminación de esta meta.
A mi mamá por estar siempre a mi lado y apoyarme a pesar de todo.
A la Prof. Elba porque sin su paciencia y ayuda no habría logrado culminar este trabajo.
A mis sobrinas Arantxa, Isabella y Sofía por llenar mi vida de cariño y esperanza.
v
AGRADECIMIENTOS
A Dios Todopoderoso y a la Santísima Virgen por darme vida y salud para lograr mis metas.
A mi mamá por todo su amor, comprensión y tolerancia.
A mis tíos y tías por apoyarnos siempre, y muy en especial a Antonio, Dexis, Douglas y Vilmary por acogerme en sus hogares y por todos sus consejos.
A mis primos, en especial a Alfonso, Douglitas y Tamar por tener confianza en mi.
A la Familia Riesco Flores por adoptarme como un miembro mas de su familia.
A la Profesora Elba por toda su ayuda, paciencia y confianza.
A las Profesoras Alexia y Marisa por sus oraciones, consejos y atenciones.
A la Prof. Aleida por permitirme culminar esta etapa.
A la Sra. Lithz por ayudarme y apoyarme en todo lo que necesitaba.
A Gregoria, Olga y Yetzury por toda su ayuda.
A mis amigos Ericka, Gabriela, José, Rosalyn y Victoria por todo lo que hemos compartido juntos. A Claudia, Cristina y Dennar por su apoyo permanente.
A Eduardo, Jhoana, María Virginia, Rosaura y Yolmar por todas las alegrías y tristezas que hemos compartido juntos y por estar siempre pendientes.
A Lidia y Neida por su amistad y toda su ayuda, espero que algún día podamos volver a compartir como antes.
vi
A la Lic. Ericka Scherer y a la Ing. Paula Guerra por toda su ayuda y colaboración. A la Dra. Lisette Álvarez y al Sr. Jorge Rosso por su apoyo constante. Al Laboratorio de Soporte Científico de las Empresas Polar y al Laboratorio de Desechos Tóxicos de la USB por la colaboración prestada durante la realización de los análisis. A la Biblioteca Virtual de Biotecnología para las Américas de la UNAM por toda la ayuda prestada durante el desarrollo del trabajo.
A todos muchas gracias y Dios los bendiga!
vii
UNIVERSIDAD SIMÓN BOLÍVAR
DECANATO DE ESTUDIOS DE POSTGRADO COORDINACION DE POSTGRADO EN CIENCIA DE LOS ALIMENTOS Y NUTRICIÓN
MAESTRÍA EN CIENCIA DE LOS ALIMENTOS
EFECTO DE PROCESAMIENTOS CASEROS SOBRE ALGUNOS CONSTITUYENTES FUNCIONALES DE LA LINAZA (Linum usitatissimum L.)
Por: Ostojich Cuevas Zoitza Bethzabé
Carnet No.: 02-82886 Tutor: Prof. Elba Sangronis
Abril 2010
RESUMEN
En los últimos años se ha promovido el consumo de linaza (Linum usitatissimum L.) como alimento funcional debido a sus propiedades benéficas a la salud, atribuibles principalmente a su contenido de ácidos grasos omega-3, lignanos, y fibra dietaria. El objetivo principal de la presente investigación fue evaluar los efectos de los procesamientos caseros mas comunes aplicados a la linaza en Venezuela (remojo, cocción, tostado) sobre algunos de sus constituyentes. Para ello se caracterizaron 2 variedades de linaza, una canadiense y otra nacional cosechada en el estado Mérida. Se determinó su calidad microbiológica, análisis proximal y perfil de ácidos grasos, color, aw, concentración de HCN, polifenoles y capacidad antioxidante. Existen diferencias significativas entre la composición de las semillas, resaltando en ambas variedades su elevado contenido de grasa (40%), fibra dietaria (30%) y de ácido α-linolénico (60g/100g aceite). La linaza nacional contiene mayor contenido de polifenoles que la importada (1655 y 1435 mg/100g, respectivamente). La eficiencia antiradical de la linaza fue calificada como media y con un tiempo de reacción lento (TEC50>30 min). La concentración de HCN presente en la linaza es baja (40 mg/100g) y se remueve mayoritariamente durante el remojo de la semilla entera o molida. Los polifenoles y la capacidad antioxidante de la variedad importada resultaron significativamente afectados por el remojo en agua caliente, la cocción, y el tostado, mientras que en la variedad nacional no se observó un efecto significativo de los procesamientos sobre la eficiencia antiradical. Los extractos acuosos de linaza poseen pocas propiedades funcionales en comparación con la semilla completa. Se recomienda que el índice a considerar para evaluar la mejor forma de consumo de linaza sea el contenido de HCN equivalente. Se recomienda continuar la investigación sobre las semillas y los extractos para comprender mejor sus propiedades antiradicales.
Palabras Claves: linaza, HCN, polifenoles, antioxidantes.
viii
ÍNDICE GENERAL
Página
ÍNDICE DE TABLAS xi
ÍNDICE DE FIGURAS xiii
ÍNDICE DE ANEXOS xiv
INTRODUCCIÓN 1
CAPÍTULO I. MARCO TEÓRICO 4
1.1. Linaza: descripción, morfología y cultivo. 4
1.2. Composición de la linaza. 8
1.2.1. Grasa: cantidad y calidad. 9
1.2.2. Proteínas: cantidad y calidad. 14
1.2.3. Fibra dietaria. 17
1.2.4. Carbohidratos. 18
1.2.5. Minerales y vitaminas. 18
1.2.6. Compuestos fitoquímicos. 19
1.2.6.1. Compuestos polifenólicos. 20
1.2.6.2. Lignanos. 22
1.2.7. Compuestos antinutricionales. 23
1.2.7.1. Glucósidos cianógenos 25
1.3. Principales usos de la linaza. 28
1.4. La linaza como alimento funcional. 32
1.5. La linaza en Venezuela. 34
1.6. Procesamientos caseros aplicados a la linaza. 35
1.7. Consideraciones generales sobre los análisis químicos aplicados a la
linaza.
37
CAPÍTULO II. MATERIALES Y MÉTODOS 40
2.1. Materiales. 40
2.1.1. Materia prima. 40
ix
2.1.2. Equipos y reactivos. 40
2.2. Procedimientos experimentales. 41
2.2.1. Muestreo de las semillas. 41
2.2.2. Análisis microbiológico. 41
2.2.2.1. Preparación de la muestra. 42
2.2.2.2. Coliformes totales y fecales 43
2.2.2.3. Mohos y levaduras. 43
2.2.2.4. Staphylococcus aureus 43
2.2.2.5. Microorganismos esporulados aerobios. 44
2.2.2.6. Recuento presuntivo de Bacillus cereus. 44
2.2.2.7. Microorganismos esporulados anaerobios. 45
2.2.2.8. Pruebas bioquímicas para C. perfringens. 45
2.2.2.8.1. Nitrato-motilidad. 45
2.2.2.8.2. Licuefacción de la gelatina/fermentación de lactosa. 45
2.2.3. Limpieza de la muestra. 46
2.2.4. Análisis proximal. 46
2.2.4.1. Humedad. 46
2.2.4.2. Grasa. 46
2.2.4.3. Proteínas. 46
2.2.4.4. Proteínas solubles. 47
2.2.4.5. Cenizas. 47
2.2.4.6. Minerales. 47
2.2.4.7. Fibra dietaria. 48
2.2.5. Propiedades físicas. 51
2.2.5.1. Actividad de agua (aw). 51
2.2.5.2. Color. 51
2.2.6. Análisis químicos. 52
2.2.6.1. Perfil de ácidos grasos. 52
2.2.6.2. Mucílago. 53
2.2.6.3. Polifenoles totales. 53
2.2.6.4. Capacidad antioxidante. 54
x
2.2.6.5. Ácido cianhídrico (HCN). 55
2.2.7. Procesamientos caseros aplicados a la linaza. 57
2.2.7.1. Tostado. 57
2.2.7.2. Cocción. 57
2.2.7.3. Remojo. 58
2.2.8. Diseño experimental aplicado a los procesamientos. 58
2.2.9. Análisis estadístico de los resultados. 59
2.2.9.1. Prueba t de dos muestras independientes. 59
2.2.9.2. ANOVA Multifactorial. 59
CAPÍTULO III. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 61
3.1. Análisis microbiológico. 61
3.2. Propiedades físicas de la linaza: aw y color instrumental. 64
3.3. Composición de la semilla. 66
3.4. Efectos de los procesamientos sobre la composición de la semilla. 79
CAPÍTULO IV. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 92
4.1. Conclusiones 92
4.2. Recomendaciones 93
REFERENCIAS 95
ANEXOS 105
xi
ÍNDICE DE TABLAS
Página
Tabla 1.1. Composición proximal de la linaza 9
Tabla 1.2. Composición porcentual de ácidos grasos de los aceites de linaza
tradicional, linaza “Solin”, girasol y cártamo. 13
Tabla 1.3. Composición de aminoácidos de la linaza (var. Norman) 15
Tabla 1.4. Calidad de las proteínas de linaza. 16
Tabla 1.5. Contenido de minerales y vitaminas de la linaza canadiense (var.
Norman). 19
Tabla 2.1. Longitudes de onda utilizadas en la determinación de minerales por ICP. 48
Tabla 2.2. Preparación de la curva patrón de cianuro de potasio (KCN). 56
Tabla 3.1. Resultado del análisis microbiológico para la materia prima criolla e
importada. 61
Tabla 3.2. Actividad de agua de las semillas de linaza nacional e importada. 65
Tabla 3.3. Color instrumental de la linaza nacional e importada. 66
Tabla 3.4. Composición proximal de las semillas de linaza nacional e importada 67
Tabla 3.5. Fibra dietaria de las semillas de linaza importada y nacional. 69
Tabla 3.6. Contenido de minerales de la linaza importada y nacional 70
Tabla 3.7. Perfil de ácidos grasos de las semillas de linaza importada y nacional. 71
Tabla 3.8. Contenido de ácido cianhídrico (HCN) equivalente y polifenoles en
linaza importada y nacional.
74
Tabla 3.9. Capacidad Antioxidante en linaza importada y nacional. 76
Tabla 3.10. Contenido remanente de mucílago en linaza procesada de origen
importado y nacional (g/100 g SS).
80
Tabla 3.11. Contenido de grasa en la torta de linaza remanente de la molienda y
remojo (g/100 g SS).
80
xii
Tabla 3.12. Contenido de proteínas solubles en los extractos de remojo y cocción de
las semillas de linaza (mg/100 ml de extracto).
81
Tabla 3.13. Contenido de ácido cianhídrico (HCN) equivalente en las semillas de
linaza importada y nacional procesadas (mg /100 g SS).
83
Tabla 3.14. Contenido de ácido cianhídrico en los extractos de remojo/cocción de
las semillas de linaza (mg/ L de extracto).
84
Tabla 3.15. Contenido de polifenoles en las semillas de linaza nacional e importada
procesada (mg*/100g).
86
Tabla 3.16. Contenido de polifenoles en los extractos de remojo y cocción de las
semillas de linaza (mg*/ L de extracto).
87
Tabla 3.17. Capacidad antioxidante de las semillas de linaza procesadas. 88
Tabla 3.18. Capacidad antioxidante de los extractos de remojo/cocción de las
semillas de linaza.
91
xiii
ÍNDICE DE FIGURAS Página
Figura 1.1. Variedades de flores de la planta de lino 4
Figura 1.2. Etapas en el crecimiento de la planta de lino. 5
Figura 1.3. Crecimiento de la planta de lino cultivada en el estado Mérida. 6
Figura 1.4. Cápsulas y Semillas de la planta de lino. 7
Figura 1.5. Factores que afectan la vida útil de un alimento en función de la
actividad de agua. 11
Figura 1.6. Comparación del perfil de ácidos grasos de la linaza y otros
aceites/grasas comerciales de origen vegetal. 12
Figura 1.7. Estructura de los ácidos fenólicos. 21
Figura 1.8. Estructura química de los lignanos de mamíferos, y de los principales
lignanos vegetales contenidos en la linaza, y metabolismo del SDG. 23
Figura 1.9. Proceso de transformación del glucósido cianógeno linustatina en HCN. 26
Figura 1.10. Metabolismo normal del cianuro. 26
Figura 1.11. Planta de lino local y sus flores. Linaza cultivada en el Estado Mérida. 34
Figura 1.12. Reacción de König para la determinación de HCN. 38
Figura 1.13. Esquema de la reacción de reducción del radical DPPH•. 39
Figura 2.1. Esquema de muestreo de las semillas de linaza. 42
Figura 2.2. Escala de color Hunter L, a, b. 51
Figura 2.3. Procesamientos caseros aplicados a las semillas de linaza. 57
Figura 3.1. Colonias de microorganismos formadores de esporas en Agar Dextrosa
Peptona de Caseína.
62
Figura 3.2. Cromatograma de ácidos grasos de la linaza importada. 72
Figura 3.3. Cromatograma de ácidos grasos de la linaza nacional 73
Figura 3.4. Comportamiento cinético del radical DPPH* para las semillas de linaza
(a) Importada (b) Nacional, a diferentes concentraciones 79
xiv
ÍNDICE DE ANEXOS
Página
Anexo 1. Hoja de diseño experimental. 106
Anexo 2. Resultados de los análisis estadísticos aplicados: Prueba t de dos
muestras independientes.
107
Anexo 3. Resultados de los análisis estadísticos aplicados: ANOVA
multifactorial para mucílago y grasa en semillas procesadas.
122
Anexo 4. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación de
polifenoles en semillas procesadas.
123
Anexo 5. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación de
HCN en semillas procesadas.
125
Anexo 6. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación de
la Capacidad Antioxidante en semillas procesadas.
127
Anexo 7. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación
del contenido de Polifenoles en los extractos de los procesamientos.
133
Anexo 8. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación
del contenido de HCN en los extractos de los procesamientos.
134
Anexo 9. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación de
la Capacidad Antioxidante en los extractos de los procesamientos.
136
INTRODUCCIÓN
La semilla de lino, mejor conocida como linaza, es una oleaginosa de origen mediterráneo,
considerada hasta hace poco como una “oleaginosa industrial” ya que a partir de ella se
producen aceites no comestibles destinados a otras aplicaciones industriales diferentes a la
alimenticia. Sin embargo, recientes estudios y descubrimientos sobre su amplio valor nutritivo
han despertado el interés del consumidor y de la industria de alimentos (Primo-Yúfera 1998;
Morris y Vaisey-Genser 2003), debido principalmente a su elevado contenido de grasa, fibra,
y proteínas, así como por la calidad de su aceite, rico en ácidos grasos omega 3. Su
considerable contenido de fitoestrógenos como los lignanos, también ha contribuido a captar
la atención de los consumidores, pues sus efectos beneficiosos sobre la regulación hormonal
humana han sido ampliamente reconocidos, y su influencia en la prevención de enfermedades
como el cáncer y la diabetes se encuentra actualmente en estudio (Hutchins y Slavin 2003;
Saarinen et al. 2003; Thompson 2003). Además de sus constituyentes principales, la linaza
también contiene otros compuestos como los polifenoles, que le confieren capacidad
antioxidante, y de los que no existen mayores estudios pues estos han sido relegados a sus
compuestos mayoritarios (Daun et al. 2003).
La linaza ha sido poco estudiada en Venezuela, debido a que es una materia prima importada,
costosa, y hasta hace poco, escasamente utilizada, relegada principalmente a la preparación de
remedios caseros. Sin embargo, a partir de la publicación y divulgación de artículos en
diferentes medios de comunicación, en los que se resaltan sus múltiples propiedades benéficas
a la salud, tanto preventivas como curativas, así como sus atributos cosméticos y estéticos, el
consumo de linaza se ha elevado considerablemente, e incluso se han comenzado a producir
localmente, tanto a nivel artesanal como industrial, alimentos como panes, barras energéticas,
cereales para desayuno y galletas con linaza como ingrediente. La información divulgada en el
país sobre la linaza, proviene de investigaciones realizadas en otros países sobre variedades
2
canadienses y/o estadounidenses. Sin embargo, es ampliamente conocido en los países
productores de linaza que su composición varía significativamente con el ambiente, suelo y
condiciones de cultivo, por lo cual es importante conocer la composición de las variedades de
linaza que se están importando, para así poder aprovechar al máximo sus propiedades
funcionales y explotar su potencial como ingrediente en la industria de alimentos (Daun et al.
2003).
El cultivo de linaza es climáticamente viable en el país. En el estado Mérida existen pequeños
cultivos de linaza con una producción actual aproximada de 150 kg de semillas/año. La poca
demanda de la semilla en años anteriores provocó la disminución de su cultivo, pues la mayor
parte de los agricultores decidió sustituirla por otros que fueran más rentables como la papa o
el ajo. La escasa presencia de esta variedad en el mercado local ha sido la principal causa de la
falta de estudios sobre sus constituyentes. Conocer su composición es primordial para acaparar
el interés de los investigadores, fomentar su cultivo local y disminuir así la dependencia de la
importación y su precio. Localmente, los pocos estudios realizados hasta ahora con linaza se
orientan hacia su inclusión en el desarrollo de alimentos especiales como panes y galletas,
dirigidas a la población de la tercera edad con el objetivo de aumentar su ingesta de fibra
(Palacios et al. 2004). De allí se deriva la necesidad de obtener información adicional sobre la
composición proximal de la linaza importada de Canadá que es consumida en el país, y
conocer la composición de la linaza cultivada en el Edo. Mérida, lo cual puede aprovecharse
para el incentivo y promoción de su cultivo local.
Algunas publicaciones han contemplado la posibilidad de que durante el procesamiento de la
linaza se generen compuestos tóxicos atribuibles a su contenido de glucósidos cianógenos
(Potter y Hotchkiss 1999; Daun et al. 2003). Se sabe que durante el procesamiento industrial
de la linaza, las enzimas responsables de la formación de ácido cianhídrico (HCN), son
inactivadas por las altas temperaturas y/o los solventes utilizados, pero en el caso de los
procesamientos caseros se desconoce el comportamiento de estas enzimas y la posible
toxicidad generada por el HCN.
3
La determinación de la calidad microbiológica de las semillas también es un factor importante
a estudiar, considerando que en el país estas son procesadas y consumidas crudas, y que
generalmente no se aplican procedimientos para inactivar los microorganismos patógenos que
pudieran estar presentes como resultado de la cosecha y de la manipulación post-cosecha
inadecuada de la semilla. Adicionalmente, conocer la flora microbiana asociada a las semillas
permitiría elaborar recomendaciones bien fundamentadas sobre su cosecha, recolección,
almacenamiento y manipulación.
En Venezuela los tratamientos previos al consumo de linaza son sencillos procesamientos
caseros como molienda, tostado, cocción y remojo. Por esta razón, el objetivo general de la
presente investigación fue evaluar los efectos de los procesamientos caseros mas comunes
aplicados a la linaza (Linum usitatissimum L.) sobre algunos de sus constituyentes a los cuales
se le atribuyen propiedades funcionales, previa caracterización química y microbiológica de
dos variedades de semilla, importada y nacional.
Objetivos específicos: 1. Analizar la calidad microbiológica de las semillas de linaza importada (de Canadá) y
nacional (cultivada en Mérida).
2. Determinar la composición proximal de las semillas nacionales e importadas, y la
composición del aceite extraído de ambos tipos de semillas.
3. Evaluar el efecto del tostado, molienda, cocción y remojo sobre el contenido de mucílago,
grasa, glucósidos cianógenos, polifenoles y capacidad antioxidante de la semilla nacional e
importada.
4. Cuantificar la concentración de glucósidos cianógenos, proteínas, polifenoles y la
capacidad antioxidante de los extractos obtenidos durante el remojo o cocción de las
semillas nacional e importada.
CAPÍTULO I
MARCO TEORICO
1.1. Linaza: descripción, morfología y cultivo. La semilla de lino, mejor conocida como linaza (Linum usitatissimum L.) es una oleaginosa de
la familia Linaceae, originaria de la región mediterránea de Europa, siendo los Romanos
quienes se encargaron de extender su cultivo a lo largo de todo su imperio y al resto de Europa
y África, donde se utilizó con fines medicinales, y para fabricar las envolturas de lino
empleadas durante las momificaciones en el Antiguo Egipto. En el siglo XVII, durante la
colonización, la semilla fue trasladada a América y las primeras siembras de linaza en Canadá
datan del año 1617 (Oplinger et al. 1992; Flax Council of Canada 2008). Morfológicamente,
la planta de lino es pequeña, de tallo único y a partir de cuya base o parte media-superior
(dependiendo de la variedad), se desprenden múltiples ramas que finalizan en inflorescencias
y posteriormente en cápsulas dentro de las cuales se encuentra la linaza. El color de la flor
también es dependiente de la variedad y puede ser blanca, violeta o azul (Fig. 1.1.).
Figura 1.1. Variedades de flores de la planta de lino. Fuente: Flax Council of Canada (2006).
La altura máxima de la planta de lino es 1 m, pero su raíz puede llegar a penetrar hasta 1,2 m.
debajo del suelo. Crece favorablemente en suelos arcillosos o que tengan una buena retención
de agua, climas fríos y/o frescos (temperaturas promedio menores a 35ºC), y precipitaciones
5
moderadas. El periodo vegetativo de la planta es de 45-60 días y botánicamente puede
dividirse en 12 etapas (Fig. 1.2.), pero en términos generales se agrupa en 2, los primeros 15-
25 días que constituyen la fase de florecimiento y los últimos 30-40 días que dura la fase de
maduración de la cápsula (Oplinger et al. 1992; Flax Council of Canada 2002b).
Figura 1.2. Etapas en el crecimiento de la planta de lino: 1 y 2, cotiledón y punto emergente; 3 y 4, primeras hojas verdaderas; 5 extensión del tallo e inicio del multiramado; 6 a 8, aparición de las ramas múltiples, capullos y florecimiento; 9 a 11, caída de las flores, comienzo de la maduración de la semilla; 12, semilla madura. Final a la derecha: corte transversal de la cápsula con semillas en su interior. Fuente: Turner (1996).
6
En la Fig. 1.3. se presenta, en forma resumida, el crecimiento de la planta de lino cultivada en
el edo. Mérida, el cual se inicia con la salida del cotiledón, la aparición de los primeros pares
de las denominadas hojas verdaderas e inicio de la forma espiral de las hojas superiores (Fig.
1.3a.), posteriormente ocurre el crecimiento y multiramado del tallo (Fig. 1.3b.),
florecimiento, que en esta especie es de color violeta (Fig. 1.3c.), y finalmente, la aparición de
las cápsulas que contienen en su interior las semillas, en el extremo superior de los tallos (Fig.
1.3d.). La maduración de las cápsulas viene acompañada del deshojado parcial o total del tallo
(Fig. 1.3e.).
Figura 1.3. Crecimiento de la planta de lino cultivada en el estado Mérida.
Las cápsulas generalmente contienen en su interior entre 6 y 10 semillas (Fig. 1.4a.). Durante
el periodo de maduración, las cápsulas y las semillas pasan de color verde claro a marrón (Fig.
1.4b. y 1.4c.). Las semillas son planas, ovales y puntiagudas en uno de sus extremos (Fig.
1.4d.). Se componen de una cubierta o cáscara formada por cinco capas, dos cotiledones
achatados y amplios, un hipocótilo corto y una radícula; el cotiledón constituye
aproximadamente el 55% del peso total de la semilla y, la cubierta y el endospermo el 36%.
Las semillas de lino miden alrededor de 2,5 mm de ancho, 4-6 mm de largo y 1,5 mm de
espesor, con un peso de aproximadamente 7 ± 1 mg, su aspecto es liso y brillante, y su color,
según la especie, varía desde el amarillo y dorado, hasta el marrón rojizo (Fig. 1.4e., 1.4f., y
1.4g.). El color de la semilla está determinado por la cantidad de pigmentos concentrados en la
capa externa. Existen al menos 22 variedades certificadas de linaza, clasificadas de acuerdo al
a b c d e
7
color de la flor, de la semilla y de su contenido de grasa. Sin embargo, las más estudiadas han
sido las variedades “NorMan” y “NorLin” (Canadienses, de color pardo-rojizo), las variedades
“Foster” y “Dakota Gold” (Estadounidenses, de color dorado), y la variedad “Omega”
(Estadounidense, de color amarillo). En términos generales, las variedades de linaza pueden
agruparse en 3 clases: las semillas ricas en grasa, las destinadas a la producción de fibra (que
no poseen la misma cantidad ni la misma calidad de aceite que las antes mencionadas), y las
denominadas “Solin”, que son variedades híbridas con bajo contenido de ácidos grasos
poliinsaturados (Oplinger et al. 1992; Oomah y Mazza 1998; Daun et al. 2003; Morris 2007;
Flax Council of Canada 2002b, 2008).
Figura 1.4. Cápsulas y Semillas de la planta de lino. Arriba: a) Vista del interior de las cápsulas maduras. b) Cápsulas con semillas de linaza en su etapa de maduración; c) Cápsula madura; d) Vista ampliada de la semilla de linaza canadiense. Abajo: e) Semillas de variedad Solin. f) Semillas de color dorado. g) Semillas de variedad pardo-rojiza.
La cosecha de linaza se realiza cuando las semillas han alcanzado la madurez suficiente, lo
cual se evidencia por el cambio de color de la cápsula. En este punto la humedad de la semilla
es de aproximadamente 12%. La cosecha es difícil debido al pequeño tamaño de la semilla y a
la fragilidad de la cápsula que las contiene. La linaza verde no puede utilizarse para
alimentación (ni animal ni humana), pues contiene una gran cantidad de glucósidos
cianógenos, que durante la digestión se hidrolizan en ácido prúsico, mejor conocido como
8
ácido cianhídrico (HCN), cuyo efecto tóxico se discutirá mas adelante. En países productores
de linaza, como Canadá y Estados Unidos, la cosecha se realiza mecánicamente, con la ventaja
de que las semillas son separadas automáticamente de la cápsula por una serie de cilindros
concéntricos con diferentes aperturas y velocidades, evitando así la manipulación excesiva de
las semillas que conlleva a su contaminación. Una vez recolectadas, las semillas son tamizadas
repetidas veces (con aperturas entre 1/16” y 3/16”), para obtener lotes uniformes de semillas
con menos de 0,01% de impurezas (ramas, hojas, restos de cápsulas, etc.), y luego son
enfriadas con ayuda de un secador neumático, para evitar que liberen el calor absorbido en el
campo dentro de los silos de almacenamiento, lo cual, junto a una humedad relativa igual o
superior al 70% favorecería el crecimiento de mohos. Luego de su recolección, las semillas de
lino mantienen una alta tasa de respiración hasta por 6 semanas antes de pasar a estado latente
(Oplinger et al. 1992; Flax Council of Canada 2002b).
Según la Dirección de Estadística de la Organización para la Alimentación y Agricultura de
las Naciones Unidas (FAO), los principales países productores de linaza en el año 2007
(últimos datos disponibles), fueron Canadá (633.500 Toneladas Métricas), China (480 mil
TM), India (168 mil TM), Estados Unidos (149 mil TM), y Etiopía (108 mil TM). En
Latinoamérica, Argentina, Brasil y México tienen una producción pequeña comparada a los
países antes mencionados, siendo apenas de 34 mil TM, 14.700 TM y 7.200 TM,
respectivamente (FAO-Statistics 2007).
1.2. Composición de la linaza. La linaza es rica en grasa, fibra dietética y proteínas, sin embargo, su composición proximal
varía apreciablemente según la variedad, el clima (temperatura y pluviosidad), y tipo de suelo
donde crece. Por ejemplo, se conoce que los climas fríos tienden a disminuir el contenido de
proteína y aumentar el de grasa, los climas con noches frías mejoran la calidad de la grasa, las
variedades doradas poseen menos fibra soluble que las variedades marrón-rojizas, pero mayor
contenido de lignanos, y los suelos nitrogenados y arcillosos proporcionan semillas con mayor
contenido de proteínas, al contrario de los suelos arenosos. Análogamente, el contenido y
variedad de minerales presentes en la semilla es proporcional a la riqueza mineral del suelo
9
donde se cultive (Oomah 2001; Flax Council of Canada 2002b; Daun et al. 2003; Morris
2007).
Los rangos de la composición proximal de la linaza que se presentan en la Tabla 1.1., fueron
obtenidos a partir de reportes de diversas variedades de linaza cultivadas en Estados Unidos y
Canadá. La amplitud de los rangos demuestra la variación existente en la composición según
la variedad y las condiciones de cultivo; por esta razón, cuando se reportan dichos datos suelen
especificarse la variedad, o zona y mes de cultivo de la semilla, además del método de análisis
utilizado.
Tabla 1.1. Composición proximal de la linaza
g/100g de semilla
Humedad 6-9
Grasa 34-53
Proteína 19-36
Fibra dietética 10-28
Cenizas 3-5
Carbohidratos totales 1-6
Energía (Kcal/100 g) 450
Fuente: Oomah (2001); Flax Council of Canada (2002b); Daun et al. (2003); Morris (2007).
1.2.1. Grasa: cantidad y calidad. La linaza es ampliamente valorada por su elevado contenido de grasa, y la mayoría de sus
efectos beneficiosos a la salud se atribuyen a la calidad de su aceite y a su elevado contenido
de ácidos grasos poliinsaturados (mas del 70%), en su mayoría ácido α-linolénico (ALA). El
ALA es un ácido graso esencial (AGE) para la alimentación humana, junto con el ácido
linoleico. Los AGE son necesarios, entre otras cosas, para la estructura de la membrana
celular, ya que contribuyen a su permeabilidad y fluidez. Adicionalmente, el ALA es precursor
de los ácidos grasos de cadena larga: eicosapentanoico (EPA) y docosahexanoico (DHA),
10
C20:5 y C22:6, respectivamente, necesarios para el correcto desarrollo del sistema nervioso
central y la visión, y coadyuvantes en la prevención de enfermedades coronarias y cardiacas.
El DHA es de gran importancia para el organismo, pues forma parte de los fosfolípidos de las
membranas celulares y de la estructura cerebral (Oomah y Mazza 1998; Morris 2007).
Aproximadamente el 40-60% del contenido de aceite de la linaza es ALA, lo cual la hace la
fuente vegetal mas rica en este tipo de ácidos omega 3, seguida del aceite de canola (11%) y el
de soya (8%). Media cucharadita de aceite de linaza aporta aproximadamente 1,3 g de ALA, lo
cual cubre completamente el consumo diario recomendado para las mujeres por el U.S.
Institute of Medicine (1,1g ALA/día), y está muy cercano a lo recomendado para hombres
(1,6g ALA/día). Sin embargo, el alto contenido de ALA limita la vida útil de la linaza,
particularmente de la semilla molida, ya que los tres dobles enlaces de su cadena son muy
propensos a la peroxidación lipídica, y los compuestos volátiles secundarios de esta reacción
le imparten a la semilla un olor y sabor a pintura (Belitz y Grosch 1997; Flax Council of
Canada 1999; Morris y Vaisey-Genser 2003; Morris 2007).
.
En las condiciones en que usualmente se almacena la linaza, los acíl-lípidos insaturados que
contiene (oleico, linoleico y ALA), no son estables. La cinética de las reacciones de oxidación
lipídica frecuentemente tiene una fase lag o periodo de inducción, en el que la rancidez no es
detectada y por tanto se mantiene la calidad del alimento, hasta que se alcanza la fase
exponencial en la cual la oxidación y por tanto la aparición de los “off-flavors” ocurre
rápidamente. Como es bien conocido, la longitud de la fase lag depende además de la
composición de los ácidos grasos presentes, de las condiciones en las que se almacena el
alimento (presencia de O2, luz, temperatura) y de su actividad de agua (aw). La velocidad de la
autooxidación lipídica se incrementa tanto en los alimentos secos (aw < 0,1) como en aquellos
con aw > 0,5 (Fig. 1.5.). El efecto del aw sobre algunos procesos importantes en la vida útil de
los alimentos también se aprecia en la Fig. 1.5. La disminución del aw frena primeramente el
crecimiento de bacterias, levaduras y mohos, posteriormente las reacciones enzimáticas y por
último el pardeamiento no enzimático (Belitz y Grosch 1997; Damodaran et al. 2008).
11
Figura 1.5. Factores que afectan la vida útil de un alimento en función de la actividad de agua
según Labuza et al. (1971). Fuente: Belitz y Grosch (1997).
Algunos estudios afirman que la semilla molida es estable hasta por 4 meses, siempre y
cuando sea almacenada a temperaturas inferiores a los 25ºC y en empaques trilaminados que
la resguarden de la luz y el oxígeno, mientras que otros autores afirman que bajo las mismas
condiciones de almacenamiento, la semilla molida puede mantenerse hasta por 11 meses sin
disminución significativa de su contenido de ALA, aún cuando la cantidad de ácidos grasos
libres aumenta en comparación con la muestra fresca. La semilla entera ha demostrado ser mas
estable (hasta 9½ meses), a la oxidación lipídica almacenada a estas mismas condiciones
(temperaturas < 25ºC, en empaques trilaminados a resguardo de la luz y el oxígeno) (Flax
Council of Canada 1999; Morris y Vaisey-Genser 2003; Morris 2007).
En la Fig. 1.6. se muestran, a modo comparativo, los perfiles de ácidos grasos de varios aceites
y grasas comestibles en contraste con el aceite de linaza canadiense. Se evidencia la riqueza
del aceite de linaza en ALA, mientras que en otros aceites y grasas el contenido de dicho ácido
graso no es mayor al 10% (Belitz y Grosch 1997; Morris y Vaisey-Genser 2003).
12
Figura 1.6. Comparación del perfil de ácidos grasos de la linaza y otros aceites/grasas comerciales de origen vegetal. Fuente: Belitz y Grosch (1997);Vaisey-Genser y Morris (1997).
El aceite de linaza es considerado no comestible en muchos países y no posee la
denominación GRAS (Generally recomendad as safe), debido a su rápida oxidación y
polimerización por la gran cantidad de ácidos grasos poliinsaturados que posee. Por esta
razón, en 1993 se inició el desarrollo de las variedades “Solin”, un trabajo conjunto entre la
Universidad de Wisconsin (Estados Unidos), el United Grain Growers Ltd. (Canadá), y el
Commonwealth Scientific & Industrial Research Organization (Australia). Las semillas de
estas variedades híbridas Solin son de color amarillo claro, y poseen mas de 50% de grasa,
pero menos de 5% de ácido α-linolénico (ALA), lo cual lo hace más estable al calor y la luz, y
por ende es apto para la cocción y la fritura siempre y cuando la temperatura del aceite se
mantenga por debajo de los 150ºC (Morris y Vaisey-Genser 2003; Flax Council of Canada
2008).
En la Tabla 1.2., se presenta la composición de ácidos grasos del aceite de las variedades Solin
con la del aceite tradicional de linaza y los aceites de girasol y cártamo. Al comparar estos
perfiles, se observa que el aceite de linaza tradicional posee un alto contenido de ALA,
mientras que los aceites de Solin, girasol y cártamo son ricos en ácido linoleico a expensas de
9
12
7
13
15
15
51
62
68
18
16
61
29
75
23
39
34
28
16
71
21
57
9
54
10
3
3
57
1
11
1
1
8
1
0% 20% 40% 60% 80% 100%
Linaza
Girasol
Canola
Maiz
Oliva
Soya
Palma
M. de Cacao
Mantequilla
% Saturada % Monoinsaturada % Linoleico % α-linolénico
13
un poco o nulo contenido de α-linolénico. Actualmente existen 3 variedades certificadas Solin,
comúnmente llamadas “Linola™” y diferenciadas entre si por códigos seguidos del nombre
(Oplinger et al. 1992; Vaisey-Genser y Morris 1997; Oomah y Mazza 1998; Flax Council of
Canada 1999, 2002b).
Tabla 1.2. Composición (g de ácido/100g de aceite) de ácidos grasos de los aceites de linaza tradicional, linaza “Solin”, girasol y cártamo.
Ácido graso Variedad de Linaza
Girasol Cártamo Tradicional “Solin” Palmítico (C16:0) 5 6 8 8
Esteárico (C18:0) 3 3 5 3
Oleico (C18:1 ω-9) 17-19 17 16 13
Linoleico (C18:2 ω-6) 14-16 72 71 75
α-linolénico (C18:3 ω-3) 55-59 2-3 - 1
Fuente: Oomah y Mazza (1998); Potter y Hotchkiss (1999); Daun et al. (2003).
Además de los ácidos grasos, los acilgliceroles figuran como componentes mayoritarios en la
fracción lipídica de la linaza. Por el contrario, los ésteres esteroles, glicolípidos y fosfolípidos
no suman mas del 5% de los lípidos totales, y han sido poco estudiados ya que el interés de los
investigadores se ha centrado en los ácidos grasos. La concentración y calidad del aceite de
linaza dependen de las características de las semillas que dieron origen a la cosecha, aún
cuando la temperatura ambiente, las condiciones del suelo y la presencia de plagas también
influyen. El 75% de la grasa de la semilla se encuentra en el cotiledón; el resto se encuentra
distribuido entre el germen (3%) y la cáscara (22%) (Oomah y Mazza 1998; Daun et al. 2003;
Morris 2007).
El aceite de linaza tiene múltiples usos y de ello depende su procesamiento. Para consumo
humano se recomienda en aplicaciones “frías” como aderezos, salsas, vinagretas, y para
enriquecer bebidas caseras como merengadas y batidos de fruta. También se comercializa en
forma de cápsulas como suplemento dietético. En ambos casos, el aceite se extrae en frío con
14
temperaturas controladas inferiores a los 35ºC en todas las etapas (limpieza, trituración y
prensado), para posteriormente ser encapsulado y/o envasado en contenedores ámbar o
laminados que eviten la foto-oxidación, y previa inyección de nitrógeno para remover el
oxígeno presente en el espacio de cabeza del envase. Estos aceites y suplementos deben
almacenarse en ambientes frescos para evitar la auto-oxidación y refrigerarse una vez abiertos.
Cuando el aceite no va a ser utilizado para consumo, la extracción se realiza con solventes
(Morris y Vaisey-Genser 2003).
1.2.2. Proteínas: cantidad y calidad. Las proteínas de la linaza son en su mayoría globulinas del tipo 11-12S (58-66%), mientras
que las albúminas (2S) están contenidas en menor proporción (20-42%). Las globulinas son
poco solubles y de mayor peso molecular, contrario a las albúminas de menor peso molecular
y mayor solubilidad, y en consiguiente las proteínas de linaza son más lipofílicas que las de
soya; por lo tanto, la actividad emulsificante de las proteínas de linaza es mayor que la de las
proteínas de soya. La linaza, al igual que otras oleaginosas, no contiene gluten y por lo tanto
puede ser ingerida por consumidores con sensibilidad a esta proteína. En comparación con
otras oleaginosas, la linaza contiene elevados niveles de nitrógeno no proteico, por lo cual
muchos autores consideran importante utilizar el término “proteína verdadera” (N x 4,9) y
diferenciarlo del término “proteína cruda” (N x 6,25) al momento de interpretar los datos de
proteínas (Oomah y Mazza 1998; Daun et al. 2003).
El perfil de aminoácidos de la linaza (Tabla 1.3.) es similar al de la proteína de soya, a la cual
pudiera sustituir como ingrediente en ciertos alimentos gracias a su funcionalidad y a la
ventaja de tener menores efectos alérgenos y aterógenos, este último debido a que tiene un
menor radio lisina:arginina que la soya. La fracción de aminoácidos de la linaza contiene
niveles relativamente altos de ácido aspártico, ácido glutámico, cisteína y arginina.
Nutricionalmente hablando, los aminoácidos limitantes de la proteína de linaza son la lisina y
metionina, aunque en este sentido existen muchas divergencias, ya que algunos autores
incluyen también como limitantes a la isoleucina, la tirosina y la treonina, excluyendo a la
metionina. Sin embargo, diversos estudios coinciden en que el perfil de aminoácidos de la
15
linaza muestra cierta variación en algunos de sus componentes (arginina, ácido glutámico,
metionina, serina, tirosina, y ácido aspártico), con respecto a la variedad y ambiente donde se
cultiva (Oomah y Mazza 1998; Daun et al. 2003; Wanasundara y Shahidi 2003).
Tabla 1.3. Composición de aminoácidos de la linaza (var. Norman)
Aminoácido g/100 g de proteína g/100 g de semilla
Alanina 4,4 1,047
Arginina 9,3 2,033
Acido aspártico 9,2 1,924
Cisteína 1,1 0,408
Acido Glutámico 19,6 4,104
Glicina 5,8 1,244
Histidina* 2,2 0,442
Isoleucina* 4,0 0,921
Leucina* 5,8 1,299
Lisina* 4,0 0,806
Metionina* 1,5 0,415
Fenilalanina* 4,6 1,017
Prolina 3,5 0,813
Serina 4,5 1,054
Treonina* 3,6 0,813
Triptófano* 1,8 0,330
Tirosina 2,3 0,578
Valina 4,6 1,153
* Aminoácidos esenciales. Fuente: FAO (1970); Vaisey-Genser y Morris (1997).
Los estudios sobre la fracción proteica de la linaza y su valor nutricional son escasos y
dispersos. En la Tabla 1.4. se presentan los rangos de los valores reportados encontrados. Se
aprecia gran variabilidad entre los resultados del PER (Relación de Eficiencia Proteica, por sus
siglas en inglés), atribuidas principalmente a las diversas condiciones y técnicas de análisis
16
empleados en la determinación, aún cuando es posible que la variedad de semilla utilizada sea
también un factor de variación considerable (FAO 1970; Vaisey-Genser y Morris 1997;
Oomah y Mazza 1998).
Tabla 1.4. Calidad de las proteínas de linaza.
Valor biológico (BV) 61,6 – 77,4
Digestibilidad 72,9 – 91,6
PER 0,79 – 1,76
Utilización proteica neta (NPU) 45 - 60
Índice de aminoácidos esenciales 69
Fuente: FAO (1970); Oomah y Mazza (1998).
El estudio de las proteínas de linaza se ha visto relativamente desplazado por otros de sus
constituyentes como los lignanos y la grasa, pues a pesar de ser rica en proteínas, las
investigaciones sugieren que sus beneficios están mas asociados a su perfil de ácidos grasos y
de fibra. Adicionalmente, la completa extracción de las proteínas de linaza para su
identificación, aislamiento y caracterización ha constituido un reto para los científicos debido
a que la viscosidad propia de las proteínas se ve incrementada por la presencia de mucílago en
la corteza de la semilla, lo cual también ha implicado un reto para la producción industrial de
aislados y concentrados de proteínas de linaza; Sin embargo, a nivel experimental se han
obtenido aislados proteicos de linaza con aproximadamente 86% de proteínas, y concentrados
con aprox. 65% de proteínas, pero con bajas propiedades estabilizantes y gelificantes (Vaisey-
Genser y Morris 1997; Oomah y Mazza 1998; Oomah 2001; Daun et al. 2003; Wanasundara y
Shahidi 2003).
Como en otras oleaginosas, existe una correlación negativa entre el contenido de grasa y de
proteína de las semillas, es decir, a mayor contenido de proteínas menor contenido de grasa.
Se ha observado que al incrementar la utilización de fertilizantes nitrogenados y fosforados
durante la cosecha, se obtienen mayores niveles de proteínas en la semilla (Oomah y Mazza
1998).
17
1.2.3. Fibra dietaria. El concepto de fibra dietaria total abarca aquellos polisacáridos, y los no polisacáridos como la
inulina, que forman la estructura de la pared celular de las plantas, exceptuando el almidón,
que no son digeridos por las enzimas del tracto gastrointestinal humano, pero si están sujetas a
cierta degradación en el intestino grueso por fermentación bacteriana como la lignina,
celulosas y hemicelulosas, β-glucanos, pectinas, gomas, mucílago, oligofructosa y almidón
resistente (Higdon y Lupton 2005).
La semilla de lino contiene aproximadamente el 28% de su peso seco de fibra dietaria total,
siendo una excelente fuente de ambos tipos de fibra, soluble e insoluble. La proporción de
fibra soluble:insoluble reportada en diversos estudios es variable y va desde 20:80 a 40:60,
dependiendo del método de extracción y análisis utilizado (Batthy 1993; Vaisey-Genser y
Morris 1997; Daun et al. 2003).
La información que existe sobre la variación del contenido de fibra dependiendo del tipo de
semilla y sus condiciones de cultivo es limitada, ya que la determinación de fibra total es
costosa, larga y tediosa por lo que no resulta práctico analizar un número grande de muestras.
En consecuencia, generalmente se utiliza la cantidad de mucílago como un estimado de la
cantidad de fibra soluble que contiene la semilla, ya que el procedimiento de extracción de
mucílago es más sencillo y económico. El mucílago (goma hidrocoloidal), es el principal
polisacárido soluble presente en la linaza, constituye aproximadamente el 7-10% del peso de
la semilla y se encuentra formando parte de la estructura externa de la cáscara. Esta compuesto
principalmente por ramnosa y xilosa en un ratio aproximado de 0,5-1,5. Recientemente se ha
venido estudiando su uso como ingrediente en la industria de alimentos por sus propiedades
estabilizantes y espesantes. La fibra insoluble presente en la linaza (principalmente lignina y
celulosa), ha sido poco estudiada en comparación con la fibra soluble, debido a que a esta
última se le atribuyen mayores beneficios y propiedades funcionales (Vaisey-Genser y Morris
1997; Oomah y Mazza 1998; Daun et al. 2003; Higdon y Lupton 2005).
18
1.2.4. Carbohidratos. La linaza contiene pocas cantidades (1-2%) de carbohidratos digeribles como azúcares simples
y almidones. Al igual que sucede con otros componentes minoritarios de la semilla, se
requieren estudios adicionales para conocer los compuestos que integran este grupo (Daun et
al. 2003).
1.2.5. Minerales y vitaminas. La linaza es fuente de magnesio, potasio y fósforo (Tabla 1.5.). Una cucharada de linaza
aporta igual cantidad de magnesio que un cambur o una taza de leche descremada. Su aporte
de potasio es análogo al de un cambur, un huevo cocido o al de una rebanada de pan, y el de
fósforo es un poco mayor al de una sardina enlatada. Por el contrario, la linaza es baja en
sodio, cobre, hierro y zinc (Vaisey-Genser y Morris 1997; Daun et al. 2003).
Entre las vitaminas, la E es la que está en mayor cantidad en la linaza, mayoritariamente como
γ-tocoferol (9-40 mg/100g de semilla). El contenido máximo de α-tocoferol es de apenas 1,2
mg/100g de semilla. Aproximadamente el 26% del contenido total de tocoferoles están
contenidos en la cáscara de la semilla. La linaza también contiene aproximadamente
12mg/100g de tocotrienoles, compuestos que han probado ser mas eficientes en la reducción
de la oxidación lipídica que el α-tocoferol, y pequeñas cantidades de carotenos (1,8 mg/ kg de
semilla ≈ 100 equivalentes de retinol / kg de semilla) (Daun et al. 2003).
Los estudios indican que la linaza tiene bajo contenido de vitamina C, al igual que de
complejo vitamínico B (Tabla 1.5.). Se piensa que las condiciones climáticas del lugar de
cultivo tienen gran influencia sobre el contenido de vitaminas; sin embargo, se hacen
necesarios estudios adicionales, empleando un método de determinación adecuado, ya que se
han reportado variaciones significativas entre estudios, dependiendo del método analítico
utilizado (Vaisey-Genser y Morris 1997; Daun et al. 2003).
19
Tabla 1.5. Contenido de minerales y vitaminas de la linaza canadiense (var. Norman).
Mineral mg/100 g de semilla
Mineral mg/100g de semilla
Potasio
Fósforo
Magnesio
Calcio
550-1060
440-760
320-410
200-440
Hierro
Zinc
Manganeso
Cobre
3,6-16,4
3,8-9,4
1,3-4,3
0,8-1,7
Azufre 230-250 Aluminio 0,2-1,0
Sodio 20-60 Selenio ≈0,06
Vitaminas mg/100g de semilla
Vitaminas mg/100g de semilla
Vitamina C 0,5 – 1,3 Piridoxina (Vit. B6) 0,4 – 10,0
Tiamina (Vit. B1) 0,1 – 0,6 Cianocobalamina (Vit. B12) 0,0 – 0,5
Riboflavina (Vit. B2) 0,1 – 0,3 µg/ 100g de semilla
Niacina (Vit. B3) 1,4 – 5,5 Acido Fólico 112
Ácido Pantoténico (Vit. B5)
0,6 – 7,0 Biotina 6
Fuente: Vaisey-Genser y Morris (1997); Daun et al. (2003).
1.2.6. Compuestos fitoquímicos. Son aquellos compuestos químicos de origen vegetal que pudieran tener influencia positiva
sobre la salud pero que no son nutrientes esenciales. Entre los compuestos fitoquímicos
conocidos se encuentran los carotenoides, ácidos fenólicos, flavonoides, isotiocianatos,
fitoestrógenos como los lignanos y las isoflavonas, fitoesteroles, y resveratrol; algunos autores
incluyen también en este grupo de compuestos a la fibra. De los compuestos antes
mencionados se sabe, hasta ahora, que la linaza contiene ácidos fenólicos y lignanos, siendo
estos últimos los más estudiados (Daun et al. 2003; Johnsson 2004; Frankel y German 2006).
20
En la última década ha aumentado considerablemente la atención en los compuestos
fitoquímicos debido, entre otras cosas, a su potencial efecto protector e inhibidor de los daños
ocasionados por la oxidación biológica o efecto de los radicales libres sobre el organismo, que
ocasionan daños a lípidos, proteínas y ácidos nucleicos, dando inicio a enfermedades
degenerativas. La biodisponibilidad, absorción y metabolismo de estos compuestos durante la
digestión, su mecanismo (in vivo) de protección e intervención contra las enfermedades son
objeto de estudios actualmente, ya que el mecanismo de acción aún no está totalmente claro a
pesar de los numerosos estudios realizados hasta ahora (Frankel y German 2006). La falta de
consenso en los resultados se debe principalmente a 2 causas, en primer lugar se ha observado
que los diferentes métodos analíticos utilizados influyen notablemente en los resultados, por lo
cual se hace necesario mejorar y estandarizar los métodos actualmente utilizados. En segundo
lugar, la evidencia sugiere que la cantidad de estos compuestos que es absorbida en el
organismo así como su biodisponibilidad varían considerablemente con la matriz del alimento
fuente y las mezclas complejas de compuestos polifenólicos que posee (Vaisey-Genser y
Morris 1997; Frankel y German 2006).
1.2.6.1. Compuestos polifenólicos. Los polifenoles son compuestos estructuralmente relacionados, con propiedades antioxidantes
que muestran un gran efecto atrapador de radicales. En la naturaleza, dichos compuestos
desempeñan funciones de defensa y protección de las plantas durante el cultivo contra los
ataques depredadores de animales herbívoros, insectos, hongos y hierbas parasitarias. Los
polifenoles se encuentran asociados a la fibra en las paredes celulares de las plantas,
contribuyen con el color, sabor amargo y sensación astringente característica de algunas
oleaginosas, y poseen una actividad antioxidante importante, gracias a su capacidad de donar
átomos de hidrógeno. Los compuestos fenólicos vegetales abarcan los ácidos fenólicos de 7 a
9 átomos de carbono, tales como los ácidos gálico y p-cumárico, los flavanos o flavonoides de
15 átomos de carbono, y las ligninas, entre otros. Como característica común, los compuestos
polifenólicos poseen un grupo hidroxilo en posiciones orto y para, que los hace susceptibles a
participar en reacciones tipo redox, las cuales les permiten actuar como agentes reductores,
donadores de hidrógeno y agentes atrapadores de oxígeno. Diversos estudios han reportado
que la actividad antioxidante se encuentra relacionada con cierta ubicación de los grupos
21
hidroxilo en el anillo, que lo hacen más reactivo ante la acción de radicales libres; En
consiguiente, puede decirse que la actividad antioxidante es dependiente del número y la
posición de grupos hidroxilos, así como de su conjugación. Los ácidos fenólicos como el
cafeico, clorogénico, ferúlico, sinápico y p-cumárico tienen mayor poder antioxidante que los
derivados del ácido benzoico como los ácidos p-hidroxibenzoico, vainilico y siríngico (FAO
1995; Velioglu et al. 1998; Kähkönen et al. 1999; Rimac et al. 2005; Salta et al. 2005).
La linaza contiene de 8 a 10 g/kg de harina de polifenoles totales. Los principales ácidos
fenólicos encontrados en la linaza desgrasada son el trans-ferúlico (46% del total de ácidos
fenólicos), trans-sinapico (36%), p-cumárico (7,5%) y trans-cafeico (6,5%), en rangos que
van desde los 7,9 hasta los 10,3 mg/g de linaza desgrasada; También contiene
aproximadamente 2,8 mg de ácido gálico /g de linaza desgrasada. La estructura básica de estos
ácidos se muestra en la Fig. 1.7. Se ha encontrado que las estaciones en las que se realiza el
cultivo tienen mayor efecto sobre la variación del contenido de estos ácidos que la variedad de
semilla. A los ácidos fenólicos se le atribuyen, entre otras funciones bioactivas, propiedades
antioxidantes, antimicrobianas y anticancerosas (Vaisey-Genser y Morris 1997; Oomah y
Mazza 1998; Daun et al. 2003; Johnson 2004).
Figura 1.7. Estructura de los ácidos fenólicos. 4-O-β-d-glucopiranosil-p-acido cumárico (si R = OH), y 4-O-β-d-glucopiranosil ácido ferúlico (si R = OCH3). Fuente: Higdon y Lampe (2005).
Son pocos los estudios sobre los flavonoides contenidos en la linaza; sin embargo, se ha
encontrado que los principales son las flavonas C- y O-glicosidos, en un rango que varía entre
31 y 87 mg/100g de semillas. Los flavonoides reportan efectos antibacteriales, antivirales,
22
anti-inflamatorios, antialérgicos y vasodilatadores, además de antioxidantes, al inhibir la
peroxidación lipídica (Oomah y Mazza 1998; Johnson 2004).
1.2.6.2. Lignanos. Son compuestos fenólicos secundarios presentes en las plantas, cuya estructura básica es un
2,3-dibenzilbutano. Son considerados fitoestrógenos ya que al ser consumidos cumplen una
actividad similar a las de los estrógenos en los humanos. Aún cuando no se conoce
completamente su función, las propiedades antifúngicas e insecticidas de los lignanos
vegetales (también conocidos como “precursores de lignanos”) indican que podrían ayudar a
la protección de la planta, así como también se le atribuyen efectos reguladores en su
crecimiento (Johnsson 2004).
Los lignanos vegetales conocidos son el secoisolariciresinol diglucosido (SDG), el
matairesinol (MAT), el pinoresinol y el lariciresinol. El contenido de lignanos de las plantas
varía con las condiciones climáticas y el lugar de cultivo, la madurez de la semilla y las
condiciones de almacenamiento. Una vez ingerido el alimento, los lignanos vegetales son
transformados por las bacterias intestinales durante la digestión, en los lignanos de mamíferos,
enterodiol (ED) y enterolactona (EL) (Fig. 1.8c. y 1.8d.), para luego ser absorbidos por el
intestino (se cree que en el colon), y transportados al hígado para ser secretados por la bilis;
estos últimos poseen propiedades antimitóticas (inhiben la mitosis celular), reguladoras y
antioxidantes, a las que se le atribuyen, entre otros, efectos anticancerosos. La linaza es el
alimento de origen vegetal con mayor contenido de lignanos conocido hasta ahora (1 cda.
aporta 85,5 mg de lignanos), siendo los principales el SDG (Fig. 1.8a.), en cantidades entre
13,6-23,1 mg/g de linaza desgrasada y en menor cantidad el MAT (Fig. 1.8e.). El contenido de
lignanos en la linaza es dependiente de la variedad, lugar del cultivo y época del año. Los
lignanos no están asociados a la fracción lipídica de los alimentos, en consecuencia, el aceite
de linaza no contiene lignanos, a menos que haya sido enriquecido (Oomah y Mazza 1998;
Meagher y Beecher 2000; Morris y Vaisey-Genser 2003; Johnsson 2004; Higdon y Lampe
2005).
23
(e)
Figura 1.8. Estructura química de los lignanos de mamíferos, y de los principales lignanos vegetales contenidos en la linaza, y metabolismo del SDG. a) 2,3-bis[(4-hidroxi-.)metil]-1,4-butano-diglucosido (SDG). b) 2,3-bis[(4-hidroxi-3-metoxifenil)metil]-1,4-Butanediol (SECO). c) 2,3-bis[(3-hidroxifenil)metil]-1,4-Butanediol (ED). d) trans-dihidro-3,4-bis[(3-hidroxifenil) metil]-2(3H)-Furanona (EL). e) Dihidro-3R,4R-bis[(4-hidroxi-3-metoxifenil) metil]-2(3H)-furanona (MAT). Fuente: Higdon y Lampe (2005); Hu et al. (2007)
1.2.7. Compuestos antinutricionales. Este término abarca aquellos compuestos que interfieren en la absorción o en el metabolismo
de los nutrientes, como por ejemplo los fitatos y los oxalatos, presentes en la soya y las
Hidrólisis (Tracto
GastroIntestinal)
(a) Secoisolaricirresinol diglucosido
(b) (c) (ED)
(d) Enterolactona (EL)
Dehidroxilación, demetilación (Tracto GI)
Oxidación (Tracto GI)
24
espinacas, respectivamente, y que son responsables de atrapar minerales como el calcio,
hierro, magnesio y zinc, formando complejos insolubles que reducen su absorción en el
intestino. Otros compuestos antinutricionales comúnmente estudiados son los inhibidores de
proteasas, como los inhibidores de tripsina, presentes en la soya y otros granos, y los
inhibidores de amilasas presentes en leguminosas como las caraotas (P. vulgaris) y cereales.
Entre los compuestos antinutricionales que han sido identificados en la linaza se encuentran
los glucósidos cianógenos, la linatina (inhibe el metabolismo de la vitamina B6), y en ciertos
casos, subproductos de la oxidación lipídica. No se han detectado inhibidores de amilasa, pero
si pequeñas cantidades de inhibidores de tripsina (20-30 unidades AIT/g de semillas), mucho
menos que la soya y la canola (FAO 1995; Daun et al. 2003), mientras que en la sémola de
linaza la actividad inhibidora de tripsina (AIT) es de 42-51 unidades AIT/g de sémola (Oomah
y Mazza 1998).
La linatina es un compuesto polar localizado en el cotiledón de la linaza que se hidroliza en el
intestino y reacciona con la piridoxina formando un compuesto estable e inhibiendo su
absorción. Estudios realizados con una ingesta de 45 g de linaza/día por 5 semanas
concluyeron que la linatina se encuentra en muy baja concentración (aproximadamente 10
ppm), por lo que no ocasiona inhibición significativa en la absorción de micronutrientes en
humanos. En animales, el efecto de la linatina si es considerable debido a que el tamaño de
ración es mucho mayor; sin embargo es fácilmente contrarrestable con la adición de
suplementos vitamínicos (Daun et al. 2003).
Igualmente, los subproductos de la oxidación de los lípidos de la linaza han demostrado tener
influencia desfavorable sobre los niveles de vitamina E y causar estrés oxidativo en los tejidos
corporales, solo si se ingieren grandes cantidades de linaza (40% de la ingesta calórica diaria ≈
110g de semillas), y por periodos de tiempo prolongados (mas de un mes). De los compuestos
antinutricionales, los glucósidos cianógenos son los que han sido mayormente estudiados y
que se encuentran en mayor cantidad (Vaisey-Genser y Morris 1997; Daun et al. 2003).
25
1.2.7.1. Glucósidos cianógenos. Son químicos nocivos producidos por ciertas plantas como medio de defensa de los
depredadores, y que pueden transformarse, por hidrólisis ácida o por acción enzimática, en
ácido cianhídrico (HCN), compuesto tóxico para humanos y animales. Su concentración en las
plantas depende, entre otros factores, de la composición del suelo donde se realiza el cultivo,
específicamente de su contenido en hierro y nitrógeno, del pH y la aridez del clima. Entre
otros alimentos que poseen glucósidos cianógenos se encuentran las almendras, yuca, sorgo,
albaricoque, durazno, cereza y ciruelas. Los diglucósidos linustatina (R=CH3) y neolinustatina
(R=C2H5), son los principales glucósidos cianógenos que contiene la semilla de lino, seguidos
del monoglucósido linamarina que se encuentra en menor concentración, e inclusive en ciertos
cultivares no ha sido detectado. La linaza también contiene las 2 β -glucosidasas encargadas de
hidrolizar a los glucósidos cianógenos. La cantidad de glucósidos cianógenos presentes en la
semilla disminuye considerablemente con su madurez; mientras la semilla verde contiene
aproximadamente 5% (en base seca), la semilla madura contiene alrededor del 0,1% (en base
seca), razón por la cual se recomienda que las semillas destinadas al consumo humano y
animal estén completamente maduras (Kobaisy et al. 1996; Fokunang et al. 2001; Daun et al.
2003).
El daño a la estructura de la semilla da inicio a la degradación de los cianógenos, al permitir
que las enzimas tengan acceso al sustrato cianogénico y reaccionen. El metabolismo de los
glucósidos cianógenos comienza cuando la enzima β-bis-Glucosidasa, también llamada
linustatinasa, hidroliza la linustatina y la neolinustatina, transformándolas en el glucósido
monocianogéno linamarina (Ec. 1, Fig. 1.9.), que posteriormente es hidrolizada por la β-
monoglucosidasa o linamarasa para formar las denominadas “agliconas” o compuestos
cetocianhídricos (Ec. 2, Fig. 1.9.). Finalmente, se produce HCN (Ec. 3, Fig. 1.9.) cuando la α-
Hidroxinitril liasa descompone la acetocianohidrina (Bhatty 1993; Fokunang et al. 2001; Daun
et al. 2003).
26
Figura 1.9. Proceso de transformación del glucósido cianógeno linustatina en HCN.
Fuente: Bhatty (1993).
Posteriormente, el HCN es convertido en tiocianato por la enzima Rhodanasa (Fig. 1.10.), o se
combina con la cisteína para formar β -cianoalanina. En condiciones normales, la mayor parte
del tiocianato es excretado a través de la orina y sólo una pequeña parte se acumula en el
organismo. El efecto tóxico del cianuro se produce después de la inhibición de la enzima
citocromoxidasa, cuya ausencia altera la utilización celular del oxígeno, ocasionando una
hipoxia citotóxica, disfunción y muerte celular (Fokunang et al. 2001).
Figura 1.10. Metabolismo normal del cianuro. Fuente: Fokunang et al. (2001).
… (Ec. 1)
… (Ec. 2)
… (Ec. 3)
S2O2 2- SO3 2
- CN-
Tiosulfato sulfur-transferrasa (Rhodanasa)
SCN -
Excreción (Orina)
Pool de CN-
HCO2- Incorporación
a las células
27
La dosis mínima letal de HCN se estima entre 0,5 y 3,5 mg/kg de peso corporal; sin embargo,
la magnitud del efecto del HCN sobre el metabolismo no solo depende de la cantidad de
glucósidos ingeridos y de la frecuencia de consumo, sino también de la salud y estado
nutricional del consumidor, en especial, si existe deficiencia de proteínas en la dieta. Las
personas sanas y con un régimen de alimentación balanceada son capaces de detoxificar y
eliminar del organismo estos compuestos potencialmente peligrosos. Un adulto saludable
puede llegar a detoxificar entre 30 y 100 mg/día de cianuro, sin embargo cuando se combina el
consumo de glucósidos con uno o mas de los aspectos nutricionales previamente
mencionados, la habilidad del organismo de eliminar el cianuro se ve considerablemente
comprometida. Por ejemplo, las personas con deficiencia de yodo que ingieren frecuentemente
alimentos con glucósidos cianógenos, tienden a mantener niveles elevados de tiocianato en
sangre lo cual eventualmente desencadena en intoxicación por HCN y/o en deficiencias
crónicas de yodo ya que el tiocianato inhibe el metabolismo de este elemento. Entre los
síntomas característicos de la intoxicación con HCN se encuentran la asfixia, halitosis, nauseas
y/o vómitos, mareo y aumento del ritmo cardíaco; en casos de intoxicación aguda puede haber
parálisis muscular, confusión mental, paro respiratorio y muerte (Fokunang et al. 2001; Daun
et al. 2003).
La presencia de glucósidos cianógenos ciertamente es la mayor limitación para el consumo de
linaza, aun cuando diversos estudios coinciden en que se necesitarían ingerir cantidades
superiores a 1 kg/día para ocasionar una intoxicación aguda (Daun et al. 2003). Bhatty (1993),
determinó que la cantidad de glucósidos liberados de la semilla entera no es suficiente para
resultar tóxica, sin embargo, en esta investigación no se estudió la semilla molida, sino entera,
y por lo tanto recomienda, ante la ausencia de otras investigaciones, evitar la ingestión de
cantidades mayores a 50 g de semillas enteras/día (≈ 4 cdas. grandes), en especial por personas
que padezcan insuficiencia renal o hepática, cuya capacidad de detoxificacion es limitada. En
enero del 2009, la Food and Drug Adminisration (FDA) consideró que habían suficientes
estudios clínicos y toxicológicos para asignar el status GRAS a la linaza tanto entera como
molida. Este estatus le proporciona a la linaza la seguridad que algunas compañías requerían
para incluirla en sus formulaciones. Aún se encuentran en estudio para asignar status GRAS el
28
aceite, los lignanos y los suplementos de fibra dietaria de linaza. (Flax Council of Canada
2009).
Se sospecha que el calor leve y la molienda exacerban la acción enzimática, razón por la cual
se aconseja realizar infusiones en frío para evitar que la enzima actúe, no calentarlas sino
hervirlas por 10 minutos como mínimo para inactivar la enzima, o comer las semillas enteras,
pero de esta forma se limita el aprovechamiento de los constituyentes que están contenidos en
el interior de la semilla. En animales se han producido intoxicaciones cuando se utilizan tortas
de linaza (residuo de la extracción del aceite) que no han sido sometidas previamente a
tratamientos de calor que destruyan las enzimas o a extracciones con disolventes adecuados (la
máxima extracción se obtiene mediante 3 etapas con mezclas metanol-amonio-agua/hexano).
Por otro lado, durante el proceso de extracción del aceite de linaza también puede haber
producción de HCN por lo que las semillas deben tratarse previamente para inhibir la acción
enzimática (Bhatty 1993; Oomah y Mazza 1998; Fokunang et al. 2001; Flax Council of
Canada 2009).
1.3. Principales usos de la linaza. La planta de lino se ha cultivado desde la antigüedad para la extracción de las fibras y aceite.
De las fibras del tallo se obtiene un hilo con el cual se fabrican telas. Su cultivo para este fin,
adquirió gran relevancia dentro del imperio Egipcio ya que las telas de lino se utilizaban para
vestir a los faraones, y también durante el proceso de momificación. En el año 1753 se
comenzó la producción industrial de fibra de lino. Durante la revolución industrial tuvo
múltiples usos y por ende mucha demanda, pero posteriormente, el descubrimiento de las
fibras sintéticas y el predomino del cultivo del algodón (comienzos del siglo XIX), relegó la
producción de la fibra de lino y el cultivo de la planta a un segundo término. El proceso de
obtención de telas puede realizarse industrial o manualmente, en el último caso, se permite que
la planta cortada quede expuesta a las condiciones ambientales para que la fermentación
natural la descomponga y permita separar la fibra vegetal de otras partes no deseadas para
elaborar un hilo natural que se utiliza en la fabricación de una tela similar al algodón, pero más
fuerte, más lisa al tacto e igual de fresca y absorbente. El tallo y las semillas pueden ser
29
utilizados en la fabricación de pulpa papelera (Vaisey-Genser y Morris 1997; Flax Council of
Canada 2005).
El aceite de linaza se utiliza fundamentalmente en la industria de pinturas, tintas y barnices por
sus propiedades como agente de secado rápido; además, los polímeros formados durante las
reacciones de oxidación del aceite de linaza le confieren a la madera, hierro y otras superficies,
protección contra los factores ambientales. Por otra parte, el aceite de linaza es el componente
principal en la fabricación del linóleo, un producto impermeable, altamente resistente y de
baja necesidad de mantenimiento utilizado para cubrir suelos, y también es utilizado como
agente antidesgarrante en la fabricación del concreto, pues evita que los cambios climáticos,
especialmente el frío del invierno, cause grietas en las estructuras hechas de este material
(Vaisey-Genser y Morris 1997; McKinnon 2008).
El mucílago de linaza tiene usos cosméticos ya que posee propiedades demulcentes
(suavizantes y protectoras de la piel irritada), y emolientes (suavizan la piel, formando una
capa sobre ella que impide la evaporación del agua), que son aprovechadas en preparaciones
con harina de las semillas, para ser usadas en el tratamiento de afecciones de la piel, como
eccemas, hinchazón, quemaduras, etc. También se utiliza el extracto de mucílago para
productos del cabello pues posee efecto fijador, alisante, y fortalecedor. Adicionalmente, el
mucílago de linaza posee propiedades estabilizantes y emulsificantes por lo cual puede ser
utilizado como aditivo en la industria de alimentos en lugar de otras gomas como la arábiga y
la xanthan, y como sustituto del huevo en la elaboración de diversos productos horneados y
fritos como ponques y panquecas. Las proteínas de linaza también poseen buenas propiedades
emulsionantes, espesantes y espumantes que pueden ser aprovechadas en la fabricación de
helados, derivados cárnicos y salsas; igualmente, han demostrado tener efectos antifúngicos en
alimentos con pH neutro o alcalino, lo cual pudiera promover su uso como aditivo alimentario
(Oomah 2001; Daun et al. 2003; Morris 2007; Xu et al. 2008).
La linaza es muy utilizada en la alimentación animal, principalmente la torta remanente de la
extracción del aceite, pues es una excelente fuente de proteínas (aproximadamente 35%), de
30
ahí que la harina de linaza se emplea para fabricar alimentos y “snacks” para perros, gatos y
caballos. Sin embargo en las últimas décadas, mas que las proteínas, ha sido la calidad de los
lípidos que contiene la linaza lo que ha incentivado su uso en la alimentación animal, pues se
ha observado que al incrementarse el consumo de ácido α-linolénico (ALA), el perfil de
ácidos grasos de la carne, leche y huevos se modifica aumentando el porcentaje de ácidos
omega 3 que aportan. La leche enriquecida con aceite de linaza aporta aproximadamente 90mg
de ALA por vaso (250 ml); esta leche presenta la desventaja de ser mas susceptible a la
oxidación por lo cual requiere un manejo y condiciones de procesamiento especiales Al
adicionar aceite de linaza al alimento tradicional del ganado vacuno, diversos estudios
observaron que solo una pequeña parte del ALA suplementado a los animales era incorporado
a la leche, ya que durante la digestión, este se transforma en ácidos grasos saturados,
concluyendo que para obtener un incremento hasta del 20% de omega 3 en la leche era
necesario proteger física o químicamente al ALA para que no se hidrolice en el rumen del
animal. Al fabricar mantequilla con leche enriquecida en ALA se observan cambios
importantes en su suavidad y untabilidad a temperatura ambiente, respecto a una mantequilla
control (Vaisey-Genser y Morris 1997; Primo Yùfera 1998; Flax Council of Canada 2002a).
En Canadá se ha suplementado el alimento para gallinas ponedoras con 10-20% de linaza, lo
cual ha modificado, entre otras cosas, la composición de ácidos grasos de la yema de huevo, al
aumentar considerablemente su contenido de ácidos omega-3, desde 0,4% hasta un 9,0%, sin
afectar perceptiblemente su color o sabor. Otros beneficios observados al incluir linaza en la
alimentación de aves han sido incremento en el peso del animal, disminución de la grasa de la
carcasa y los órganos, y un incremento en los niveles de ácidos omega-3 en los tejidos. La
suplementación con linaza debe complementarse con vitamina E para evitar la oxidación de
ácidos grasos, ya que esto ocasiona que los productos tengan un leve sabor a pescado y sean
mas propensos a la oxidación (Oplinger et al. 1992; Vaisey-Genser y Morris 1997; Flax
Council of Canada 2003, 2004).
Existen pocos estudios sobre la suplementación de alimentos para pescados y ganado porcino
con linaza. Hasta ahora se sabe que en el caso de los pescados esta dieta no afecta su
crecimiento, y que el contenido de omega-3 de su carne aumenta a expensas de los omega-6,
31
principalmente del ácido araquidónico (de Souza et al. 2008). A las semillas utilizadas para
este fin se les debe extraer primero la fibra soluble, ya que se ha observado que los pescados
no la toleran. La adición máxima de linaza a la alimentación del ganado porcino es del 5%
pues se ha observado que niveles superiores afectan desfavorablemente el sabor de productos
como la tocineta y chuleta (Vaisey-Genser y Morris 1997; Flax Council of Canada 2003).
Las propiedades medicinales de la linaza eran bien conocidas en la antigua China, en donde la
utilizaban con diferentes fines en su medicina tradicional. Actualmente, la linaza sigue siendo
utilizada mundialmente en la preparación de medicinas caseras para tratar inflamaciones,
estreñimiento y mala digestión, entre otros. En países como Canadá y Estados Unidos, se
comercializan desde hace varios años diversos productos nutracéuticos a base de linaza para
tratar y/o prevenir diversas afecciones, como por ejemplo, extractos purificados de lignanos,
que son utilizados por el consumidor para el tratamiento y/o prevención de enfermedades
como la diabetes, lupus, hipertensión y desordenes hormonales, incluyendo los relacionados
con la menopausia. También se comercializan cápsulas de aceite de linaza que afirman tener
múltiples beneficios contra enfermedades cardiovasculares y trastornos hormonales; sin
embargo, el aceite de linaza no posee lignanos por lo cual tampoco posee sus propiedades
fitoestrógenas (Flax Council of Canada 2002a; Crosby 2005). Muchos de estos productos ya
pueden adquirirse localmente.
A partir de los años 70 se profundizaron los estudios sobre la composición de la linaza,
conociéndose sus propiedades benéficas a la salud, con efectos tanto preventivos como
curativos. Ello ha incentivado en países productores como Estados Unidos y Canadá, el
consumo de linaza como parte de la dieta diaria, y por ende su uso y/o el de sus subproductos
como ingrediente en una variedad de alimentos disponibles al consumidor como por ejemplo
harinas, panes, galletas, pastas, tortas, donas, bebidas y barras energéticas, snacks, cereales
para desayuno y toppings entre otros. En Latinoamérica, México es el país que mas reseña el
uso de linaza en la fabricación industrial de alimentos como cereales, panes y barras
energéticas, resaltando su contenido de fibra. Hasta un 40% de sustitución con linaza entera o
molida ha sido utilizada exitosamente en la fabricación de productos horneados. Su adición
modifica el perfil de textura de estos alimentos proporcionando suavidad (debido a la grasa
32
que aporta), y crujencia (aportado por la cáscara); adicionalmente, la contribución de aceite de
la semilla permite disminuir la cantidad de grasa añadida (Vaisey-Genser y Morris 1997;
Oomah y Mazza 1998; Flax Council of Canada 2005).
1.4. La linaza como alimento funcional. Los alimentos funcionales son aquellos que contienen componentes que poseen actividad
biológica capaz de promover la salud. Cuando se demuestra que un alimento afecta
beneficiosamente y de manera relevante alguna función corporal, mas allá de sus propiedades
nutricionales básicas, éste se considera un “alimento funcional”. Estos alimentos están
relacionados con mejoras significativas en la salud y bienestar físico en general, y/o con la
reducción del riego de enfermedades crónicas (Erbas y Tetik 2005; Salta et al. 2005).
A la linaza se le atribuyen actualmente múltiples beneficios a la salud, con efectos tanto
preventivos como curativos, entre los cuales destacan:
Su alto contenido de fibra y ácidos grasos insaturados ayuda a prevenir enfermedades
cardiovasculares y la arteriosclerosis, ya que disminuye los niveles de colesterol LDL y
triglicéridos en sangre (Bhatty 1993; Oomah y Mazza 1998).
La fibra soluble de la linaza también es coadyuvante, en asociación con las proteínas, en la
reducción de la incidencia de diabetes y en el tratamiento de la obesidad, ya que retrasa la
digestión y absorción de los carbohidratos, lo cual favorece la respuesta glicémica del
organismo beneficiando la regulación de los niveles de azúcar en sangre. Sin embargo se
sabe que el consumo excesivo de semillas inhibe también la absorción de otros nutrientes y
de medicamentos debido a la formación de una barrera mucilaginosa sobre el intestino
(Bhatty 1993; Oomah y Mazza 1998; Fitzpatrick 2008).
Su contenido de tocoferoles, además del efecto antioxidante, favorece la excreción de
sodio, lo cual contribuye a disminuir la presión sanguínea; adicionalmente, ayuda a
mantener el selenio en estado reducido, contribuyendo a su acción antioxidante, y
disminuye la formación de nitrosaminas, responsables de la aparición de cáncer de
estómago (Oomah y Mazza 1998; Morris 2007).
33
Mejora el estreñimiento gracias a sus propiedades laxantes al ser consumidas enteras o en
infusiones frías. Este beneficio es atribuido a los mucílagos, que además poseen efecto
protector sobre el intestino, evitando las irritaciones que otros laxantes suelen producir.
También se le atribuyen efectos preventivos del cáncer de colon y recto (Batthy 1993; Flax
Council of Canada 2005).
Efecto anti inflamatorio, reparador y protector del aparato digestivo y del sistema urinario,
por lo que se utilizan para combatir las irritaciones estomacales, diverticulitis y la cistitis.
Asimismo, estas propiedades también pueden aprovecharse para el tratamiento de ciertos
trastornos ginecológicos como la endometriosis, en el tratamiento de cataratas, inflamación
de garganta, alivio de dolores musculares, etc. (Oomah y Mazza 1998).
La administración diaria de aceite de linaza o de linaza molida (15g), disminuye la
inflamación de los riñones y mejora la función renal en pacientes con lupus eritematoso
(Morris 2007).
Ayuda a prevenir la aparición de cáncer de mama, próstata y tumores en la piel, e
interviene en la regulación de los niveles de las hormonas sexuales en plasma,
principalmente de los estrógenos, gracias a su contenido de fitoestrógenos de lignano a los
cuales se le atribuyen propiedades antioxidantes, antiestrogénicas y antitumorales (Flax
Council of Canada 2002a; Daun et al. 2003; Crosby 2005).
Sus propiedades mucolíticas ayudan a eliminar las secreciones bronquiales remanentes de
resfriados y otras enfermedades respiratorias (Oplinger et al. 1992).
El aceite de linaza posee propiedades antimaláricas, antiparásitos y antitumorales, debidas
a la toxicidad de los productos secundarios de la peroxidación de los ácidos grasos
insaturados, que son capaces de inhibir el crecimiento de microorganismos y de células
malignas. También se ha relacionado con el alivio de ciertas condiciones neurológicas
como el entumecimiento y la visión borrosa, así como con potenciales efectos
antitrombogénicos y antiarrítmicos (Vaisey-Genser y Morris 1997; Oomah y Mazza 1998).
Los flavonoides y los polifenoles pudieran tener efecto antioxidante y protector en el tracto
gastrointestinal antes de ser absorbidos. Esta hipótesis está fundamentada en el hecho de
que en algunos estudios se ha encontrado mayor concentración de compuestos fenólicos en
el estomago y el intestino que en la sangre. Los polifenoles pudieran disminuir la
susceptibilidad de oxidación de las lipoproteínas de baja densidad (LDL), que es
34
ocasionada por el estrés oxidativo de las grasas y azucares postprandiales oxidadas.
Proteger las LDL de la oxidación tiene un efecto preventivo y atenuante de la
ateroesclerosis (Frankel y German 2006).
Se cree que el ácido fítico colabora con los efectos hipocolesterolémicos e hipolipidémicos
de los componentes mayoritarios de la linaza, así como en la reducción del riesgo de
cáncer de mama y colon. Aun cuando este ácido es considerado en algunos casos como un
compuesto antinutricional, se ha demostrado que se encuentra en muy bajas
concentraciones para ocasionar una inhibición significativa de nutrientes. El contenido de
ácido fítico de la linaza varía entre 23-33 g/kg de semillas (Oomah y Mazza 1998; Daun et
al. 2003).
1.5. La linaza en Venezuela. La semilla de lino consumida en Venezuela es importada desde Canadá, ya que los cultivos
locales, aunque viables, son escasos, al punto de no existir información oficial sobre
producción de linaza en el país (FAO 2007). En el estado Mérida existen pequeños cultivos de
linaza, con una producción anual que no llega a cubrir las necesidades locales. La linaza
criolla, a diferencia de la rojiza canadiense, es de variedad dorada (Fig. 1.11.). El color de la
flor de la planta de lino criolla, que también pudiera contribuir a la futura identificación
taxonómica de la variedad local, es violeta (Fig. 1.11.).
Figura 1.11. Planta de lino local y sus flores. Linaza cultivada en el Estado Mérida.
35
1.6. Procesamientos caseros aplicados a la linaza. En Venezuela, la linaza es comúnmente utilizada y consumida a nivel casero o artesanal,
principalmente en forma de infusiones frías o calientes, adicionada a los cereales de desayuno
o jugos de fruta, y tostada para hacer barras tipo turrón. Recientemente ha sido incluida a nivel
industrial por empresas como la Kellogg’s y Panes Bimbo en la fabricación de cereales de
desayuno, barras dietéticas y panes.
Entre los procesamientos mas comunes aplicados en el país a la linaza están el remojo, la
cocción, la molienda y el tostado. Las condiciones particulares de tiempo y temperatura
recomendadas en cada caso varían según la fuente (Anónimo 2007).
Existen recomendaciones variadas y opiniones encontradas sobre la forma de consumir la
linaza, en particular sobre si deben consumirse enteras o molidas. La mayoría de las
recomendaciones están orientadas hacia el consumo de las semillas enteras para aprovechar al
máximo su contenido de fibra, pero dejando de lado el resto de sus componentes. La cáscara
de la linaza resiste la acción de las enzimas digestivas, por lo cual las semillas pasan a través
del tracto gastrointestinal sin ser digeridas. En este caso, si se desean aprovechar los nutrientes
que se encuentran en el interior de la semilla, esta debe ser completamente masticada antes de
su deglución (Morris 2007).
La molturación o molienda de la semilla es otra operación que se recomienda para que el
organismo aproveche los constituyentes contenidos en el interior de la semilla. Sin embargo,
la molienda tiene sus detractores que se basan en el hecho de que esto promueve la oxidación
de las grasas poliinsaturadas, y además permite que las enzimas y el sustrato cianógeno entren
en contacto, formándose el HCN. Diversos estudios de estabilidad aseguran que desde el
punto de vista de los ácidos grasos, la linaza molida se mantiene fresca a temperatura ambiente
(≈ 23ºC) hasta por 4 meses, gracias a la acción sinérgica de los lignanos y el tocoferol
presentes en la semilla. Sin embargo, y ante la ausencia de estudios de estabilidad donde se
considere la formación de HCN, la recomendación general es moler las semillas, si se desea
36
aprovechar mas que la fibra, al momento en que se van a consumir, y no guardar semilla
molida para ser consumida luego (Morris 2007).
El remojo de las semillas enteras en agua por varias horas es quizás la práctica más común. La
finalidad de este proceso es extraer el mucílago o fibra soluble que se encuentra recubriendo la
semilla. Con el remojo, esta capa mucilaginosa se hidrata y se separa de la corteza de la
semilla. Sin embargo, si no hay agitación, la separación del mucílago es solo parcial y la
mayor parte de la fibra soluble quedará hidratada pero adherida a la semilla. El remojo puede
realizarse con agua fría o caliente, siendo este ultimo más efectivo si lo que se desea es extraer
el mucílago. El tiempo de remojo puede variar desde 30 min hasta 12 h.
La cocción de la semilla por varios minutos, previo remojo o no, para realizar infusiones, tiene
por finalidad aumentar la extracción de fibra de la semilla. Adicionalmente, el calor
prolongado puede producir cierto daño en la estructura de la semilla, ocasionando que parte de
los compuestos, como por ejemplo las proteínas solubles, pasen al agua de cocción. Este
procesamiento es recomendado para inactivar las enzimas responsables de la producción de
HCN y disminuir el riesgo de intoxicación en personas con ciertas patologías que no tienen la
capacidad de detoxificación del HCN de una persona sana, o cuando se ingiere linaza varias
veces al día. El tiempo de cocción recomendado varía desde 2 hasta 10 min.
Para prolongar el tiempo de vida útil de la semilla y mejorar sus propiedades organolépticas se
recomienda el tostado de la semilla a temperaturas superiores a los 180ºC por varios minutos.
Durante el proceso de tostado de linaza se generan compuestos aromáticos que le confieren a
la semilla sabor y olor similar al de nueces o almendras tostadas, además de una textura
crocante más agradable al paladar de ciertos consumidores. También ocurren reacciones de
Maillard que pudieran aumentar su actividad antioxidante. Posterior al tostado, la semilla
puede consumirse entera o molida (Morris 2007). Esta práctica es por el contrario la menos
utilizada en el país a nivel casero, ya que a nivel industrial es la más usada.
37
1.7. Consideraciones generales sobre los análisis químicos aplicados a la linaza. La fibra dietaria total se determina de acuerdo al método AOAC 985.29 (1997), también
conocido como Método de Prosky, que combina procedimientos enzimáticos y gravimétricos.
Las muestras son inicialmente gelatinizadas con α-amilasa termoestable y posteriormente
digeridas enzimáticamente con proteasa y amiloglucosidasa, con la finalidad de remover las
proteínas y el almidón, respectivamente. Etapas sucesivas de filtración, lavados con etanol
(C2H6) y acetona, precipitación de la fibra soluble por adición de C2H6, determinación de
proteínas y de cenizas, completan esta metodología.
Para la cuantificación de los polifenoles totales extraíbles se utilizó el método
espectrofotométrico de Folin-Ciocalteu (Sánchez-Moreno et al. 1998, 1999; Singleton et al.
1999), empleando el reactivo del mismo nombre, que es capaz de reaccionar con las sustancias
fenólicas y no fenólicas reductoras presentes en un medio con pH básico, formando
cromógenos de color azul (Bray y Thorpe 1954).
Para la determinación de ácido cianhídrico (HCN) se utilizó el método propuesto por
Bradbury et al. (1994) en el cual la determinación se realiza en tres etapas: (1) Extracción de
los compuestos cianógenos de la muestra utilizando un medio ácido para inactivar a la enzima
linamarasa, (2) La hidrólisis de los glucósidos cianógenos a cianohidrinas por hidrólisis ácida,
y luego a cianuro por adición de un álcali y, (3) La cuantificación del cianuro, basado en la
reacción de König en la cual el ion CN- es oxidado por la adición de Cloramina-T (Ec.1,
Fig.1.12.), luego reacciona con la piridina para producir un compuesto intermediario (Ec.2,
Fig.1.12.), que posteriormente se hidroliza a un dialdehído conjugado denominado aldehído
glutacónico (Ec.3, Fig.1.12.); este dialdehido, al acoplarse a un grupo metileno activo (Ec.4,
Fig.1.12.), que aporta el ácido barbitúrico, forma el complejo coloreado rosa que es detectado
por el espectrofotómetro a una longitud de onda de 583 nm (Lambert et al. 1975; Bradbury et
al. 1994).
38
Figura 1.12. Reacción de König para la determinación de HCN. Fuente: Lambert et al. (1975). Para la determinación de la capacidad antioxidante de la linaza se utilizó el método del DPPH,
que mide la capacidad de secuestro de los radicales libres (Sánchez-Moreno et al. 1998); este
método se basa en la generación de radicales libres a partir de una solución metanólica de 2,2-
difenil-1-picrilhidrazil, mejor conocida como DPPH, que en forma de radical absorbe a una
longitud de onda de 515 nm. La absorbancia decrece como consecuencia de la reducción por
la presencia de un agente oxidante o de especies radicales, es decir, disminuye a medida que
los radicales libres del reactivo son atrapados (Fig.1.13.). Los antioxidantes interfieren con el
proceso de oxidación al reaccionar con los radicales libres, al quelar los metales catalizadores
y/o al atrapar oxígeno. Los compuestos que son capaces de disminuir rápidamente la
absorbancia del DPPH al donar átomos de hidrógeno son considerados como buenos
antioxidantes. Mientras más átomos de hidrógeno estén disponibles en el medio de reacción,
más radicales libres son reducidos, por lo que la tonalidad del medio cambia gradualmente
desde un violeta intenso a un color amarillo traslúcido (Sánchez-Moreno et al. 1999a; Espín et
al. 2000; Ozcelik et al. 2003).
CN ¯ + → CN + ... (Ec. 1) Cloramina-T
... (Ec. 2) Piridina
… (Ec. 3)
Complejo Coloreado
… (Ec. 4)
39
Figura 13. Esquema de la reacción de reducción del radical DPPH·. Fuente: Espín et al. (2000)
CAPÍTULO II
MATERIALES Y METODOS
2.1. Materiales. 2.1.1. Materia prima.
La linaza importada de Canadá fue adquirida en el comercio local. Para ello se seleccionaron
semillas empacadas y distribuidas por “Empacadora Pico Bolívar, C.A.” en Ejido edo.,
Mérida. Lote: DM010904. El empaque de origen eran bolsas de plástico transparentes,
termoselladas, conteniendo 450 gramos de peso neto en cada una.
La linaza nacional fue adquirida directamente de su productor. Se trabajó con 2 cosechas de
esta linaza, ya que debido al resultado obtenido en los análisis preliminares realizados a la
primera cosecha, se decidió descartar su utilización dentro del diseño experimental. El cultivo
se realizó en el sector “El Morro” de la ciudad de Mérida (Edo. Mérida). Normalmente la
cosecha se realiza durante los meses de abril y mayo, y posteriormente son empacadas
artesanalmente en bolsas de lona con capacidad máxima de 15 kg.
2.1.2. Equipos y reactivos. Los análisis microbiológicos y fisicoquímicos se llevaron a cabo en los laboratorios de
Microbiología de Alimentos, Análisis de Alimentos, y Desarrollo de Productos de la
Universidad Simón Bolívar sede Sartenejas, Caracas. El perfil de ácidos grasos se realizó en el
Laboratorio de Biotecnología (Laboratorio de Soporte Científico) de Cervecería Polar, Centro
Tecnológico Polar, Caracas. La determinación de minerales se realizó en el Laboratorio de
41
Desechos Tóxicos de la Universidad Simón Bolívar. Los reactivos utilizados serán descritos
en cada una de las metodologías correspondientes.
2.2. Procedimientos experimentales. 2.2.1. Muestreo de las semillas. Se siguió la norma Venezolana para el muestreo de cereales, leguminosas, oleaginosas y
productos derivados (COVENIN 1982). El tamaño inicial del sublote para ambos tipos de
semilla fue de aproximadamente 12 kg, y el de la muestra final fue de 3 kg. Se conservó una
muestra testigo de 1 kg. para cada tipo de semilla. El procedimiento de muestreo se realizó en
condiciones asépticas como requerimiento para su posterior análisis microbiológico. Las
muestras se almacenaron en recipientes de plástico, con cierre hermético, previamente
esterilizados (COVENIN 1982, 1989a), y de color oscuro para evitar posibles cambios en la
composición de los ácidos grasos de la semilla a consecuencia de la luz. Las submuestras se
almacenaron en refrigeración hasta su análisis (Oomah y Mazza 1998; Flax Council of Canada
1999). En la Fig. 2.1. se presenta un esquema simplificado del proceso de muestreo de las
semillas.
2.2.2. Análisis microbiológico. Para la selección de los análisis microbiológicos a realizar se tomaron en consideración las
características intrínsecas de la linaza, sus condiciones de transporte, almacenamiento y
manipulación, y la ausencia de estudios previos y/o antecedentes microbiológicos (Adams y
Moss 2000). De acuerdo a lo anterior, se determinaron coliformes totales, mohos y levaduras,
Staphylococcus aureus, y microorganismos productores de esporas de los géneros Bacillus
(aerobios) y Clostridium (anaerobios). Todos los análisis se realizaron por triplicado. Para la
expresión de los resultados se utilizaron las reglas para el contaje de colonias de la American
Public Health Association (APHA 1992), y las Normas COVENIN 1292-89 y 1644-93
(COVENIN 1989b, 1993a).
42
Figura 2.1. Esquema de muestreo de las semillas de linaza.
2.2.2.1. Preparación de la muestra.
Para las determinaciones de coliformes totales, mohos y levaduras, y Staphylococcus
aureus se pesaron 11 g de cada variedad de semillas en bolsas de polietileno tipo ziplock y
se adicionaron 99 ml de solución de agua peptonada al 0,1% (HiMedia). Para su
homogeneización se empleó el stomacher (LAB-BLENDER 400) por 30 seg. Esta mezcla
se consideró como la dilución 10-1, a partir de la cual se prepararon las diluciones
posteriores correspondientes a cada análisis, utilizando también solución de agua
peptonada al 0,1%.
Para la determinación de esporas aerobias y anaerobias, se siguió el procedimiento
indicado en la Norma COVENIN 2499 (1988), que establece una cocción de la dilución
madre de muestra (Dilución 10-1 preparada como se indicó anteriormente), a 94ºC por 15
↓
↓ De cada bolsa se tomaron
aproximadamente 160 g Muestras primarias
Se tomaron semillas de
diferentes partes del saco
↓ ↓
Muestra total: 3 kg Muestras de laboratorio
Muestra total: 3 kg
↓ ↓
Análisis Microbiológico
↓
↓ Remoción de impurezas
↓
Metodología Experimental
Linaza Nacional
Saco de 12 kg
Linaza Importada
26 Bolsas de 450 g
43
min, con la finalidad de eliminar posibles células vegetativas. Se disminuyó la cantidad de
muestra pesada que indica la norma (50g), hasta 11g por razones operacionales debidas a
la naturaleza mucilaginosa de la linaza. Se pesó una muestra adicional que se utilizó para
conocer y controlar la temperatura de la dilución durante el proceso de cocción, el cual se
realizó en un baño térmico. Posteriormente se continuó con la metodología específica de
acuerdo a cada género a estudiar.
2.2.2.2. Coliformes totales y fecales. Se utilizó la técnica de determinación del numero mas probable (NMP) (COVENIN 1996) con
baterías de 3 tubos por cada dilución (10-1, 10-2, 10-3). Para los coliformes totales se utilizaron
los caldos Lauril Sulfato (Hi-Media) y Bilis Verde Brillante (Merck). Para los coliformes
fecales se empleó el Caldo EC (Merck). Los tubos se incubaron a 35ºC (totales) y a 44,5ºC
(fecales) por 24-48 h. La aparición de gas en el tubo de Durham indicó la presencia de los
microorganismos investigados.
2.2.2.3. Mohos y levaduras. Se empleó Agar Papa Dextrosa o PDA (Merck), previa adición de ácido tartárico (14ml/lt), y
utilizando la técnica de siembra en profundidad para las diluciones 10-1 y 10-2. El periodo de
incubación fue de 5 días a 28ºC (Merck 1994).
2.2.2.4. Staphylococcus aureus. Se utilizó agar Baird Parker BP (BBL™), adicionado de solución de yema de huevo al 40% y
telurito de potasio al 3,5%, con siembra en superficie o por agotamiento con las diluciones
10-1 y 10-2. El periodo de incubación fue de 24-48 h, a 35ºC. Las colonias negras, redondas,
brillantes, rodeadas de un halo claro se consideraron colonias presuntivas. Para confirmarlas se
tomaron dichas colonias presuntivas y se inocularon por separado en caldo cerebro corazón
(Merck) a 35ºC por 24 h para su enriquecimiento. Posteriormente se tomó 0,1 ml de este caldo
y se colocó en tubos que contienen 0,3 ml de solución plasma de conejo (Merck) con la
finalidad de determinar la capacidad coagulasa positiva característica del S. aureus; los tubos
44
se incubaron a 35ºC por 4-6 h, o hasta por un máximo de 24 h. La observación de coágulos se
consideró como confirmación de la presencia de S. aureus (COVENIN 1989b; Merck 1994;
Adams y Moss 2000).
2.2.2.5. Microorganismos esporulados aerobios. Se utilizó Agar Dextrosa Peptona de Caseína (Merck), el cual contiene indicador púrpura de
bromocresol que permite observar fácilmente las colonias que tienen la propiedad de
metabolizar la dextrosa, provocando que el medio cambie a color amarillo. Aun cuando la
técnica de siembra recomendada para esta metodología es la de agotamiento, se utilizó la
técnica de siembra en profundidad en placas, ya que la consistencia mucilaginosa de la linaza
dificultaba la aplicación de la siembra en superficie. El periodo de incubación fue de 24-72 h a
35ºC. Se sembraron las diluciones 10-1, 10-2 y 10-3. Se consideraron colonias típicas aquellas
con borde liso, 2-3 mm de diámetro, centro opaco, y rodeadas por un halo amarillo (Merck
1994). A dichas colonias se les realizó un frotis para su observación en el microscopio,
además de tinción Gram para observar sus características morfológicas.
2.2.2.6. Recuento presuntivo de Bacillus cereus. Se utilizó agar Yema de huevo Polimixina Rojo Fenol, y la siembra por agotamiento de las
diluciones 10-1 y 10-2 en dos fracciones de 0,3 y una de 0,4 ml, con un periodo de incubación
de 24 h a 37ºC. Las colonias presuntivas de B. cereus en este agar son grandes, secas y
rugosas, sobre un fondo nítido de color rosado intenso a púrpura, rodeadas por un halo de
precipitado blanco y denso formado por la degradación de la lecitina del medio, característica
de este microorganismo. La flora de acompañamiento que suele estar presente junto a este
microorganismo, y que no es inhibida por la polimixina, produce el viraje del indicador de
color rojo a amarillo. La presencia de B. cereus se confirmó posteriormente con una tinción
Gram para observar sus características morfológicas, y con las siguientes pruebas bioquímicas:
degradación anaeróbica de la D(+)glucosa (utilizando caldo VP modificado para B. cereus),
licuefacción de la gelatina (gelatina nutritiva), reducción de nitratos a nitritos (caldo nitrato),
hidrólisis del almidón (agar almidón), y peptonización del medio leche tornasol (COVENIN
1993a; Merck 1994).
45
2.2.2.7. Microorganismos esporulados anaerobios. Se utilizaron los medios Reinforced Clostridial Agar RCA (BBL™) con polimixina B
(0,02g/lt), para la enumeración del contenido total de microorganismos anaerobios y
facultativos, y el agar Triptona Sulfito Neomicina TSN (Merck), especifico para la detección y
enumeración de Clostridium perfringens. La siembra y cultivo de ambos medios se realizó en
tubos planos o de Miller-Pricket y bajo condiciones anaerobias, para lo cual se utilizó una jarra
de anaerobiosis tipo Gas-Pack. Para la siembra en agar RCA se utilizaron las diluciones 10-1 y
10-3 con incubación de 7 días a 35ºC. Se enumeraron las colonias con coloración crema o
amarillo pálido. El agar TSN con las diluciones 10-1 y 10-2, fue incubado por 24-48 h a 35ºC,
siendo las colonias presuntivas de C. perfringens de color negro. Posteriormente para
confirmar o descartar su presencia, se realizaron pruebas bioquímicas, previa recuperación de
las colonias presuntivas tomadas del agar TSN en caldo tioglicolato (Merck) por 24 h a 37ºC
(COVENIN 1993b; Merck 1994). A las colonias obtenidas en ambos medios, se les realizó un
frotis y tinción Gram.
2.2.2.8. Pruebas bioquímicas para C. perfringens. 2.2.2.8.1. Nitrato-motilidad. Se utilizó agar del mismo nombre, con técnica de siembra por punción y fue incubado por 24 h
a 35ºC. El cambio de color del medio a naranja o rojo se consideró indicador de la reducción
de nitratos a nitritos (COVENIN 1993b; Adams y Moss 2000).
2.2.2.8.2. Licuefacción de la gelatina/fermentación de lactosa. Se utilizó agar lactosa-gelatina y se incubó a 35ºC por 24-48 h. El cambio del medio a color
amarillo se consideró indicador de la fermentación de la lactosa (COVENIN 1993b; Adams y
Moss 2000).
46
2.2.3. Limpieza de la muestra. Una vez concluido el análisis microbiológico se procedió a la limpieza manual de la muestra
de linaza nacional la cual contenía gran cantidad de impurezas como ramas, hojas, restos de
cápsulas y pequeñas piedras, para evitar posibles interferencias en los análisis fisicoquímicos.
Las impurezas presentes se originan como resultado de la cosecha manual y el secado solar
artesanal, a diferencia de la muestra importada, cuya cosecha y secado son mecánicos. La
linaza canadiense no presentaba impurezas visibles por lo que se omitió este paso de limpieza.
2.2.4. Análisis proximal. 2.2.4.1. Humedad.
Se utilizó el método AOAC 925.40 (1990) para la determinación de humedad en oleaginosas y
productos de oleaginosas, que consiste en secar 2g de muestra a peso constante a 95-100ºC a
una presión ≤ 100 mmHg, para lo cual se utilizó una estufa de vacío NAPCO modelo 5B.
2.2.4.2. Grasa. Se utilizó el método de extracción semicontinua en equipo Soxhlet (COVENIN 1981a),
empleando hexano grado técnico como solvente, con un tiempo de extracción de 6 h. Una vez
desgrasada la muestra en el extractor Soxhlet, se dejó a temperatura ambiente hasta la
completa evaporación del solvente para su posterior análisis (Guerra et al. 2005).
2.2.4.3. Proteínas. Se determinó el porcentaje de nitrógeno (N) por el método de Kjeldahl, según la norma
venezolana COVENIN (1980) y el método oficial AOCS Ba 4e-93 (AOCS 1998a), empleando
un aparato de digestión y destilación Macro-Kjeldahl marca Labconco. Se utilizó la linaza
previamente desgrasada (ver 2.2.4.2.). Para convertir el porcentaje de nitrógeno (N) en
porcentaje de proteínas se utilizó el factor 6,25xN (AOCS 1998a; Daun et al. 2003; Morris
2007).
47
2.2.4.4. Proteínas solubles. Se utilizó el método de Biuret (Chang 1998; Guerra et al. 2005). En un tubo de ensayo se
añadió 1 ml del agua de remojo de las semillas y 4 ml del reactivo de Biuret (se disolvieron
1,5 g de CuSO4.5H2O y 6 g de NaKC4H4O6.4H2O en 500 ml de agua, se mezclaron con 300
ml de NaOH al 10% y se enrasó a 1000 ml con agua destilada), se agitó con el vortex y se dejó
en reposo por 30 min, para luego leer la absorbancia a 540 nm, contra un blanco de reactivo (4
ml del reactivo de Biuret, 1 ml de agua destilada). La curva patrón de proteínas se preparó a
partir de una solución madre de albúmina de suero bovino (BSA) 10 mg/ml. La concentración
de proteínas en la muestra se obtuvo por regresión lineal de la curva concentración vs
absorbancia del patrón.
2.2.4.5. Cenizas. Las cenizas, o fracción mineral, se obtuvieron mediante la incineración completa del material
orgánico de la muestra a 500ºC (COVENIN 1981b). La muestra se carbonizó primero en
planchas de calentamiento, por un periodo de aproximadamente 8h, incrementando
gradualmente la temperatura. Se completó la incineración de la muestra utilizando un mechero
Bunsen para completar la carbonización, finalizando el proceso en la mufla Memmert, donde
permaneció toda la noche a la temperatura antes mencionada (Guerra et al. 2005).
2.2.4.6. Minerales. A partir del residuo de la determinación de cenizas se preparó una solución ácida según la
metodología propuesta por Guerra et al. (2005). Todo el material utilizado para la preparación
de las soluciones fue previamente lavado y remojado en HNO3 al 5% (12 h). En la solución de
cenizas se determinó el contenido de sodio, potasio, magnesio, calcio, cromo, cinc, hierro,
cobre, manganeso, fósforo y selenio utilizando el método de emisión atómica con plasma
acoplado inducido (ICP), en un equipo marca GBC modelo Integra XL 2001. Las condiciones
de trabajo del equipo fueron: Flujo de argón: 0,5 lt/min; altura de la fuente: 6mm; plasma: 12,0
lt/min; gas auxiliar: 0,5 lt/min. Las longitudes de onda, variaron según el elemento a
determinar, como se indica a continuación en la Tabla 2.1.
48
Tabla 2.1. Longitudes de onda utilizadas en la determinación de minerales por ICP.
Elemento Longitud de Onda (nm) Elemento Longitud de Onda (nm)
Ca 422, 7 Mn 260,6
Cr
Cu
267,7
327,4
Na
P
589,6
213,6
Fe 372,0 Se 196,0
K 766,5 Zn 213,9
Mg 285,2
2.2.4.7. Fibra dietaria. Se determinó de acuerdo al método AOAC 985.29 (1997), utilizando el kit de fibra TDF-100A
(Sigma). La muestra previamente desgrasada (ver 2.2.4.2.) y deshidratada en condiciones de
vacío (70ºC, sobre la noche), se molturó y tamizó hasta un tamaño de partícula de 0,3-0,5 mm
(35-50 msh ASTM), y se mantuvo en un desecador hasta su análisis. En cada crisol filtrante,
previamente lavado y tarado, se pesaron 0,5g de de celite (Sigma) y se colocaron en la estufa a
130ºC hasta peso constante; este peso se denominó “W1” (peso del crisol + celite). Se
utilizaron dos crisoles por muestra, uno para filtrar la fibra insoluble y otro para la fibra
soluble. Por cuadriplicado se pesó 1 gramo de la muestra preparada en fiolas con tapa;
adicionalmente, se identificaron otras dos fiolas vacías como blancos I y II (blancos de
muestra). Se añadieron a todas las fiolas 50 ml de bufer fosfato 0,08M pH 6,0, y 100 µl de α-
amilasa termoestable; se agitaron suavemente, se taparon e incubaron en un baño de agua
hirviendo (T ≈ 98ºC), por 15 min contados a partir del momento en que el contenido de las
fiolas alcanzó esta temperatura, tomando la precaución de agitar suavemente cada 5 min.
Transcurrido el tiempo, las fiolas se enfriaron a temperatura ambiente (T ≈ 25ºC). Se ajustó el
pH de todas las fiolas a 7,5 ± 0,2 mediante la adición de NaOH 0,275N (≈ 10 ml), para luego
añadir 100 µl de solución de Proteasa (50 mg/ml en bufer fosfato) recién preparada, a cada
fiola; se taparon e incubaron en baño de agua a 60ºC, con agitación continua, por 30 min
contados a partir de que el interior de las fiolas alcanzó dicha temperatura. Una vez que las
fiolas alcanzaron de nuevo la temperatura ambiente se ajustó el pH de las soluciones hasta 4,0-
49
4,6 con HCl 0,325M (≈ 10 ml) . A cada fiola se le añadieron 100 µl de amiloglucosidasa, se
taparon e incubaron en baño de agua a 60ºC, con agitación continua, por 30 min, a partir de
que el interior de las fiolas alcanzó dicha temperatura. Transcurrido el tiempo se comenzó con
el proceso de separación de la fibra insoluble. Cuantitativamente se transfirió el contenido de
las fiolas a sus respectivos crisoles (previamente mojados con etanol al 78% e identificados
como fibra insoluble). Una vez finalizada la filtración se lavó el residuo con 2 porciones de 10
ml de agua destilada. Se separó el filtrado (incluyendo las aguas de lavado), y se le añadieron
4 volúmenes de etanol al 95%. Se dejó en reposo a temperatura ambiente durante la noche
para permitir la completa precipitación de la fibra soluble. Se lavaron nuevamente los crisoles
que contienen el residuo insoluble, pero esta vez con 2 porciones de 10ml de acetona (el
filtrado de este lavado se desechó sin mezclarlo con el filtrado anterior). Los crisoles se
secaron en estufa de convección (105ºC) durante la noche para ser pesados al día siguiente;
este peso (crisol + celite + residuo insoluble), se denominó W2I. Transcurrido el tiempo para
la formación del precipitado de fibra soluble, se transfirió cuantitativamente la suspensión a
sus respectivos crisoles, esta vez identificados como fibra soluble, realizando el paso previo de
redistribución de la capa de celite con etanol al 78% como en la filtración anterior. Se lavó el
residuo con 3 porciones de 20 ml de etanol al 78%, luego con 2 porciones de etanol al 95%, y
finalmente con 2 porciones de 10 ml de acetona. Los crisoles se secaron con el residuo soluble
en estufa de convección (105ºC), durante la noche y al día siguiente se pesaron (crisol + celite
+ residuo soluble), obteniéndose W2S. El filtrado resultante de estos lavados se desechó.
Se determinó el contenido de proteínas de los residuos del blanco I y dos de los crisoles de la
muestra: uno de la fibra soluble y el otro de la insoluble. Se utilizó el método de Kjeldahl
(equipo digestor marca Büchi), y el factor de conversión 6,25N para el cálculo del contenido
proteico. Los residuos de los crisoles restantes (blanco II, y los otros dos crisoles de la muestra
con residuo de la fibra soluble e insoluble), se incineraron en la mufla a 525ºC por un tiempo
mínimo de 5 horas; el peso (crisol + celite + cenizas) fue registrado como W3I ó W3S según
fuese el caso.
Para realizar los cálculos se utilizaron las siguientes ecuaciones:
12 WWR SS −= ; 12 WWR II −= 1.2.Ec
50
13 WWC SS −= ; 13 WWC II −= 2.2.Ec
BlancoBlancoBlanco APRB −−= 3.2.Ec
100% ×
−−−
=PM
BCPRFS SSS ; 100% ×
−−−
=PM
BCPRFI III 4.2.Ec
FIFSFDT %%% += 5.2.Ec
Donde:
RS = Peso del residuo de fibra soluble (mg); RI = Peso del residuo de fibra insoluble (mg)
C = Peso de las cenizas de los residuos (mg). El subíndice S o I se refiere a si proviene del
residuo de la fibra soluble o insoluble respectivamente.
B = Corrección del blanco de muestra (mg).
RBlanco = Peso promedio del residuo de los blancos I y II (mg).
P = Cantidad promedio de proteínas contenidas en el residuo (mg). El subíndice S, I o Blanco
se refiere al origen del residuo (de la fibra soluble, insoluble, o del blanco, respectivamente).
A = Peso promedio de las cenizas de los blancos I y II (mg).
% FS = Porcentaje de Fibra Soluble de la muestra; % FI = Porcentaje de Fibra Insoluble de la
muestra.
PM = peso promedio de muestra (mg); promedio de los pesos de muestras del cuadriplicado.
% FDT = Porcentaje de Fibra Dietaria Total de la muestra.
a) Se determinó el peso del residuo de la fibra soluble (Ec. 2.1). Los subíndices “S” (Soluble)
o “I” (Insoluble) determinaron cuales datos utilizar en las ecuaciones, según provengan del
residuo de la fibra soluble o de la fibra insoluble.
b) Se determinó el peso de las cenizas del residuo de la fibra soluble (Ec. 2.2).
c) Utilizando las Ecs. 2.1 y 2.2, se repitieron los cálculos a y b para los residuos de la fibra
insoluble.
d) Se determinó la corrección del blanco de muestra (Ec. 2.3), utilizando el promedio de los
datos obtenidos de los blancos I y II.
e) Se calcularon los porcentajes de fibra soluble e insoluble (Ec. 2.4).
51
f) Por último se calculó el porcentaje de fibra dietaria total de la muestra (Ec. 2.5)
2.2.5. Propiedades físicas. 2.2.5.1. Actividad de agua (aw). Se utilizó el equipo AquaLab modelo CX-2 de la Decagón Devices Inc., que utiliza la
tecnología de “medición del punto de rocío por espejo-enfriado”.
2.2.5.2. Color. Se empleó el colorímetro HunterLab modelo Miniscan D-65 45/0 LAV, que reporta valores
según la escala de Color Hunter L, a y b, que permiten caracterizar a la muestra, ubicándola
dentro de las coordenadas que ilustra la Fig. 2.2. El parámetro L mide el nivel de luminosidad
desde el cero (0) o negro, hasta el cien (100) o blanco; los parámetros a y b, miden la
intensidad de los colores rojo (+) o verde (-), y amarillo (+) o azul (-), respectivamente.
Figura 2.2. Escala de color Hunter L, a, b. Fuente: HunterLab (2007).
52
2.2.6. Análisis químicos. 2.2.6.1. Perfil de ácidos grasos. Para la determinación del perfil de ácidos grasos de la linaza por cromatografía de gases se
preparó un extracto lipídico y su derivatización. La fracción lipídica de la muestra se obtuvo
por extracción con una mezcla de solventes cloroformo/metanol (Bligh y Dyer 1959), a
temperatura ambiente y en oscuridad, utilizando linaza recién molida. Para evitar posibles
cambios en los ácidos grasos, la evaporación del cloroformo se efectuó en estufa de
convección forzada a 30ºC, protegiendo en todo momento al extracto de la luz. El aceite
obtenido se colocó en viales ámbar, con inyección de nitrógeno para remover el oxígeno
presente en el espacio de cabeza. Los viales fueron almacenados en refrigeración (T≈10ºC)
hasta el momento del análisis cromatográfico. Para derivatizar el extracto lipídico se utilizó el
método descrito por Blau y Halket (1993) con algunas modificaciones, se pesaron entre 10 y
15 mg del extracto en un vial ámbar de reacción; se agregó 1 ml de solución de HCl 3N en
metanol, 250 ml de 2,2-dimetoxi-propano y 1 ml de hexano. Se selló el vial utilizando una
tapa con tamiz molecular que actúa como agente desecante (SUPELCO), y se colocó en un
baño de agua con agitación a 70ºC por 1h. Finalizado el tiempo, se agitó el vial y se dejó en
reposo por 10 min a temperatura ambiente para permitir la completa separación de las fases
(Sanabria y Sangronis 2007). Para determinar el perfil de ácidos grasos se tomó una alícuota
de 0,1 µl del espacio de cabeza del vial con la muestra derivatizada, utilizando una inyectadora
graduada de vidrio silanizado para gases (Gastight). La alícuota se inyectó en un cromatógrafo
de gases (GC System) marca HP modelo 6890 Series, bajo las siguientes condiciones:
Columna: SP-2380 (SUPELCO), de 30m de largo x 0,25 mm de diámetro interno.
Fase estacionaria: 0,20 µm film de Poli(90% bis/ 10% cianopropilfenil) xiloxano.
Fase móvil (carrier): Helio, a un flujo de 20 cm/seg, y una temperatura de 150ºC.
Presión de operación: 9,6 Psi
Detector: Ionizador de llama (FID) 250ºC. Flujo de H2: 35 ml/min.; Flujo de aire: 350
ml/min.; Flujo de Makeup: 45 ml/min.
Inyector: On-column.
53
Modo: Track oven, que implica que la temperatura de la columna va subiendo con la
temperatura del horno.
Tasa de variación de la temperatura del horno: 4 ºC/min desde los 50ºC hasta 250ºC;
10ºC/min hasta 260ºC.
Analisis de datos: Software HP ChemStation Plus Rev. A.06.03 1999.
Estándar utilizado para la determinación: Grain fatty Acid methyl ester mix (FAMG) marca
SUPELCO.
2.2.6.2. Mucílago. Se utilizó el método propuesto por Bhatty (1993), según el cual la extracción se realiza
añadiendo a la muestra agua hirviendo (T ≈ 98ºC), en una proporción semilla:agua igual a
1:20, y aplicando agitación magnética durante toda la noche, sin calentamiento adicional, lo
que implica que la temperatura del agua decrece durante la agitación hasta alcanzar la
temperatura ambiente. La agitación no debe ser muy fuerte para evitar la ruptura de la semilla
y la consiguiente extracción de las proteínas solubles del interior de la semilla. Posteriormente
se filtró el extracto utilizando lana de vidrio, procurando ejercer una leve fricción entre las
semillas para ayudar a despegar el mucílago que aun pudiera encontrarse adherido a la semilla.
La cuantificación del mucílago se realizó por gravimetría, previa evaporación del extracto en
cápsulas previamente taradas. Se utilizó una estufa de vacío (NAPCO) a 60ºC para evitar la
carbonización del mucílago.
2.2.6.3. Polifenoles totales. Se utilizó el método de Folin-Ciocalteu (Sánchez-Moreno et al. 1998, 1999a; Singleton et al.
1999). Como estándar para la determinación se utilizó ácido tánico (Sigma), a partir de una
solución madre con concentración 1mg/ml, utilizando agua destilada como solvente. Para
preparar el extracto se pesó 1g de muestra desgrasada (ver 2.2.4.2.) y tamizada a 80 msh, en
una fiola con tapa y se añadieron 40 ml de metanol en HCl 2N al 0.8% (Reactivo “A”, se
preparó añadiendo 8 ml de HCl 2N/ 1000 ml de solución metanol-agua 50%). La mezcla se
colocó en plancha con agitación magnética por 1h a temperatura ambiente para luego
centrifugarse a 3000 rpm durante 10 min. Se separó el sobrenadante por succión con una
54
pipeta y se recolectó en un matraz aforado de 100 ml. El extracto se mantuvo en la nevera y
protegido de la luz. Al residuo de la primera extracción, se añadieron 40 ml de solución
acetona-agua 70:30 (Reactivo “B”), y al igual que en la primera extracción se agitó por 1 h y
se centrifugó, se separó el sobrenadante en el mismo matraz donde se encontraba el primer
extracto, se enrasó con una mezcla 50:50 de HCl 2N al 0.8% en metanol:solución acetona-
agua 70:30; es decir, una mezcla 50:50 de los reactivos A y B. Los extractos se prepararon el
mismo día del análisis para evitar posibles subestimaciones en los resultados ocasionadas por
la degradación de los compuestos durante el almacenamiento. Se preparó la curva patrón a
partir de la solución madre de estándar, en un rango de 0,0 a 0,6 mg/ml. Se añadieron 0,5 ml
del extracto preparado o de la muestra líquida, en matraces de 25 ml, identificados, se
adicionaron 0,5 ml del reactivo de Folin-Ciocalteu (Fluka), se agitó en vortex y se dejó reposar
por 3 min. Posteriormente se añadieron 10 ml de solución saturada de Carbonato de Sodio
(35g/100 ml), se enrasó con agua destilada, se agitó bien y se dejó reposar por 60 min,
agitando periódicamente. Este mismo procedimiento se aplicó a cada punto de la curva patrón.
Para las muestras líquidas, la determinación comenzó a partir de la adición del reactivo de
Folin, sin necesidad de adicionar los reactivos A y B. Se leyó la absorbancia a 750 nm,
utilizando un equipo Spectronic Milton Roy modelo 21D. La concentración de polifenoles
totales en la muestra se determinó mediante regresión lineal de la curva patrón realizada.
2.2.6.4. Capacidad antioxidante. Se utilizó el método del radical DPPH* (2,2-difenil-1-picril-hidracil) (Sanchez-Moreno et al.
1998). Los extractos de las semillas se prepararon siguiendo la metodología empleada en la
determinación de polifenoles totales (2.2.6.3.). Las muestras líquidas se utilizaron sin
modificaciones físicas o químicas previas. La solución de DPPH (Sigma) utilizada para el
análisis (0,025 g/lt en metanol de alta pureza) se mantuvo en la nevera y a resguardo de la luz
mientras se inició el análisis y debió prepararse fresca cada vez que se realizó la metodología.
En la cubeta del espectrofotómetro se colocaron 3,9 ml de la solución metanólica de DPPH y
0,1 ml del extracto o de muestra líquida, se homogeneizó e inmediatamente se comenzó la
lectura de la absorbancia (λ = 515 nm), anotando también la lectura obtenida para el tiempo
55
cero, y a intervalos de 5 min hasta que se alcanzó el equilibrio. El espectrofotómetro utilizado
fue el Spectronic Milton Roy modelo 21D. Este ensayo se realizó por triplicado. Se debe
analizar la muestra líquida o extracto de muestra 4 veces, a diferentes concentraciones; en este
caso se utilizó la muestra sin diluir, y con diluciones 1:5, 1:8, y 1:10 en metanol. El parámetro
Eficiencia Antirradical (AE) se determinó mediante la ecuación 2.6:
5050
1
ECTECAE
⋅= 6.2.Ec
Donde:
EC50: Concentración de antioxidante necesario para disminuir la concentración inicial en 50%.
TEC50: tiempo necesario para alcanzar la EC50.
Los cálculos de los parámetros EC50 y TEC50 se realizaron con los programas Excel XP
(Microsoft) y StatGraphics Centurión (Statpoint Technologies Inc. 2006), aplicando regresión
simple a las curvas obtenidas de absorbancia vs concentración de DPPH, % remanente de
DPPH vs concentración de muestra, y tiempo de reacción vs concentración de muestra.
2.2.6.5. Ácido cianhídrico (HCN). Se utilizó el método propuesto por Bradbury et al. (1994) con algunas modificaciones. Para la
extracción ácida a partir de la muestra sólida se pesaron 2 g de muestra, se añadieron 40 ml de
H2SO4 0,1M, se colocaron en el desintegrador de tejidos (Polytron modelo PT3100), por 2-3
min, para luego centrifugar a 3500 rpm por 15 min y separar el extracto para su análisis. Se
colocaron 2 ml del extracto preparado (o de la muestra líquida) en un tubo de ensayo con tapa,
y 2 ml de H2SO4 4M, y se llevaron a un baño en ebullición (T ≈ 98ºC) por 50 min . Luego, sin
destapar el tubo, se dejó enfriar hasta temperatura ambiente. Una vez frío el contenido del
tubo, se añadieron 5 ml de NaOH 3,6M, se agitó suavemente y se dejó en reposo por 5-10 min,
para luego filtrar esta solución en caso necesario. Se preparó la solución patrón de la curva de
calibración, disolviendo 37,5 mg de KCN (previamente deshidratado en estufa de convección
por 2 h a 100ºC), en NaOH 0,2M enrasando a 500 ml. Esta solución patrón es estable por 2
meses si se almacena a temperaturas de al menos 4ºC. Para la curva de calibración, se
diluyeron cantidades de solución stock hasta 10 ml con NaOH 0,2M (ver Tabla 2.2.).
56
Tabla 2.2. Preparación de la curva patrón de cianuro de potasio (KCN).
Tubo ml de solución Stock de KCN
µg KCN / 10 ml de solución coloreada
Blanco 0 0
1 0,2 1,5
2 0,4 3
3 0,8 6
4 1,2 9
5 1,6 12
En tubos de ensayo debidamente identificados se añadieron 7 ml de buffer citrato (pH 5,0), 1,0
ml del extracto hidrolizado-alcalinizado o de la curva de calibración, y 0,4 ml de solución de
Cloramina-T al 0,5% (solución 0,5% p/v en agua destilada), se dejaron reposar a temperatura
ambiente por 5 min, y se añadió 1,6 ml de reactivo de König (preparado mediante la adición
de 40 ml de piridina a 1,0 g de ácido barbitúrico disuelto en agua destilada, y enrasado a 200
ml con agua destilada). Se agitaron los tubos de ensayo con el vortex, y se dejaron reposar a
temperatura ambiente por 60 min para el desarrollo del color. Se leyó la absorbancia en un
espectrofotómetro (Spectronic Milton Roy modelo 21D) a 583 nm, utilizando el tubo que no
contiene muestra ni patrón como blanco. A partir de la gráfica obtenida con los datos de la
absorbancia vs concentración, se determinó la cantidad [µg] de KCN presente en los 10 ml de
solución coloreada analizados (Y). Para calcular la cantidad equivalente de HCN presente en
la muestra analizada se utilizó la siguiente ecuación:
[ ]muestradekgmg
WVYHCN =
×= 86615,1 7.2.Ec
Donde:
Y = µg KCN/ 10 ml de solución coloreada.
V = volumen [ml] de ácido en los que se desintegra la muestra (40 ml).
W = peso de muestra [g] analizada.
57
2.2.7. Procesamientos caseros aplicados a la linaza. Se aplicaron seis de los procesamientos caseros más comunes empleados en nuestro país:
tostado; remojo de la semilla entera en agua caliente o fría; cocción; o remojo de la semilla
molida en agua caliente y fría (Fig. 2.3.). Los parámetros de los procesamientos se fijaron de
acuerdo a las condiciones generalmente utilizadas durante su preparación casera. Para la
molienda se utilizó un ayudante de cocina (Oster).
Figura 2.3. Procesamientos caseros aplicados a las semillas de linaza.
2.2.7.1. Tostado.
Se extendió la semilla entera de manera uniforme sobre una bandeja de metal, formando una
capa delgada, y se colocó en una estufa de convección (Marca Memmert) precalentada a
180ºC, por un espacio de 25 min.
2.2.7.2. Cocción.
Se cocinaron las semillas enteras en agua destilada por 5 min, contados a partir del momento
en que se inició la ebullición. Se utilizó una proporción semilla/agua (p/v) = 1/8. Una vez
concluida la cocción, se procedió al filtrado de la mezcla (utilizando un colador casero), para
separar ambas partes para su posterior análisis.
Tostado Remojo Cocción
Remojo SSeemmiillllaa mmoolliiddaa
SSeemmiillllaa eenntteerraa
Agua Fría Agua Caliente
Agua Fría Agua Caliente
58
2.2.7.3. Remojo. Se realizaron en total 4 condiciones diferentes de remojo, para lo cual se combinaron los dos
factores considerados: la condición de las semillas (enteras o molidas), y la temperatura del
agua de remojo (en caliente, adicionando agua destilada en ebullición ≈ 98ºC, y en frío usando
agua destilada, a temperatura ambiente ≈ 25ºC). Se utilizó las misma proporción semilla/agua
que para la cocción (1/8 p/v). Las semillas de linaza se dejaron en remojo durante la noche (≈
12 h). Finalizado el tiempo de remojo, se filtraron las muestras a fin de separar el agua y las
semillas para su posterior análisis individual. Para la semilla entera se utilizó un colador
casero, mientras que en el caso de las semillas molidas, el filtrado se realizó utilizando un
colador tradicional de café (de tela).
2.2.8. Diseño experimental aplicado a los procesamientos. Con la finalidad de evaluar si existe o no, una influencia estadísticamente significativa del tipo
de linaza y de los procesamientos caseros utilizados sobre ciertos constituyentes, tanto en la
semilla como en el extracto, se aplicó un diseño experimental bifactorial (2 x 6)
completamente aleatorio (Box et al. 2006), formulando las siguientes hipótesis de trabajo:
H0: La media de los constituyentes analizados no varía significativamente con el tipo de
semilla ni con los tratamientos aplicados.
H1: Al menos uno de los tratamientos o de los tipos se semilla ocasiona variación
significativa en los constituyentes analizados.
El diseño experimental se analizó utilizando el paquete estadístico Statgraphics Plus 5.1
(StatPoint Technologies, Inc. 2001). La hoja de trabajo generada por este software se presenta
en el Anexo 1.
59
2.2.9. Análisis estadístico de los resultados. 2.2.9.1. Prueba t de dos muestras independientes. Para comparar los resultados experimentales obtenidos de ambas muestras de linaza
analizadas y determinar si existen diferencias estadísticamente significativas entre la
composición de la semilla nacional y la importada, se plantearon las siguientes hipótesis de
trabajo:
H0: La composición de la linaza nacional es igual a la de la linaza importada analizada
(µ1 = µ2).
H1: La composición de la linaza nacional difiere significativamente de la composición de
la linaza importada analizada (µ1 ≠ µ2).
El número de réplicas realizadas para cada uno de los análisis se fijó en 5, de tal manera que
en la curva característica de operación de la prueba t de dos lados, en un nivel de significación
α = 0,05 y utilizando un parámetro establecido para d = 2,0, el error tipo II (β o probabilidad
de aceptación de H0 siendo falsa) sea aproximadamente igual a 0,1 (Box et al. 2006). Se
analizaron los resultados individuales en base seca de los quintuplicados de cada uno de los
análisis, utilizando el paquete estadístico Minitab 15 (Minitab Inc. 2009), con α = 0,05,
previa determinación de la normalidad de los datos utilizando la prueba de Anderson-Darling
y la homogeneidad de varianza mediante el valor de F o del estadístico de Levene según sea el
caso determinado por la normalidad (Box et al. 2006).
2.2.9.2. ANOVA Multifactorial. Para analizar los resultados obtenidos en el diseño experimental realizado (ver 2.2.8.), se
aplicó un análisis de varianza ANOVA multifactorial (2 vías) utilizando el paquete estadístico
Statgraphics Centurión XV versión 15.1.02 (StatPoint, Inc. 2006), con α = 0,05 y utilizando
la prueba de rangos múltiples de Duncan como análisis Post-Hoc. La interacción significativa
entre los factores fue evaluada con un análisis unifactorial o ANOVA de una vía, previa
60
transformación de los datos y comprobación de la homogeneidad de varianza utilizando la
prueba de Barlett (Box et al. 2006).
CAPÍTULO III
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
3.1. Análisis microbiológico. En la Tabla 3.1. se presentan los resultados del análisis microbiológico de las muestras de
linaza estudiadas. El análisis microbiológico de la linaza nacional (primera cosecha), reveló
una elevada carga microbiana, particularmente de microorganismos esporulados tanto aerobios
como anaerobios.
Tabla 3.1. Resultado del análisis microbiológico para la materia prima criolla e importada.
Microorganismo Linaza
Importada Linaza Nacional
Cosecha I Cosecha II
Coliformes Totales (NMP/g) < 3 150 43
Coliformes Fecales (NMP/g) < 3 < 3 < 3
Mohos (ufc/g) 3,0×10 Est.* 8,0×103 2,0×102
Levaduras (ufc/g) < 10 Est.** 3,0×102 3,0×10 Est.
S. aureus (ufc/g) < 10 < 10 < 10
Esporulados aerobios (ufc/g) < 10 Est. 6,0×105 < 102 Est.
B. cereus (ufc/g) < 10 < 10 < 10
Esporulados anaerobios totales (ufc/g)
< 10 Est. 6,0×104 2,0×102
C. perfringens (ufc/g) < 10 Est. < 10 Est. < 10 Est.
*Est.: “estimado”. **< 10 Est.: implica que no se detectaron colonias en la dilución más baja sembrada.
62
El análisis microscópico de las colonias encontradas permitió determinar que la muestra
analizada contenía 3 cepas morfológicamente diferenciadas de microorganismos esporulados
aerobios (Fig. 3.1.), una de ellas capaz de crecer también en condiciones anaerobias. Dos
cepas resultaron ser Gram positivas (incluyendo la cepa anaerobia facultativa), y la otra Gram
negativa.
Figura 3.1. Colonias de microorganismos formadores de esporas en Agar Dextrosa Peptona de
Caseína.
Morfológicamente, el B. cereus es un bacilo corto con extremos poco redondeados, Gram
positivo, formador de espora elipsoidal central o subterminal, no deformante, de paredes
delgadas, y puede encontrarse formando cadenas cortas o largas; por su parte, el C.
perfringens es un bacilo corto, grueso, Gram positivo, no motil, con esporas en posición
central o extracéntrica, nitrato reductor, capaz de fermentar la lactosa y producir licuefacción
de la gelatina (COVENIN 1993a, 1993b; Merck 1994; Adams y Moss 2000).
Las pruebas para C. perfringens y B. cereus resultaron ser negativas. Estos dos
microorganismos esporulados son comunes en el suelo, y sus esporas son altamente resistentes
al calor. La espora de B. cereus es capaz de tolerar condiciones de baja aw como la de los
alimentos deshidratados, por lo que puede permanecer en estado latente por largos periodos de
tiempo (Merck 1994; Adams y Moss 2000).
63
La cosecha manual de la linaza, las condiciones de secado solar rudimentario utilizadas, y el
pequeño tamaño de la planta pueden generar contactos con el suelo, lo cual justifica la elevada
carga microbiana de la primera cosecha de materia prima nacional. Asimismo, la carga de
mohos de esta cosecha sugiere un inadecuado proceso de secado, que aunado a malas
condiciones de almacenamiento permitieron la proliferación de hongos (Adams y Moss 2000).
La elevada carga de microorganismos esporulados de esta cosecha de materia prima nacional,
de los cuales se desconocen mayores características, así como el hecho de que los
procedimientos caseros a los cuales sería sometida la muestra no eran lo suficientemente
efectivos en disminuir la carga microbiana presente, y los tiempos de remojo podrían permitir
que estos esporulados salieran de su etapa de latencia, condujeron a la decisión de descartar
este lote y adquirir una muestra de una nueva cosecha para la siguiente etapa del estudio.
La segunda cosecha nacional adquirida presentó menor carga microbiana que la anterior,
particularmente de mohos, levaduras, y esporulados aerobios y anaerobios (Tabla 3.1.). En
este caso se encontró solo una cepa Gram positiva, en ambas condiciones de incubación
(aeróbica y anaeróbica), cuyas características morfológicas coinciden con la cepa facultativa
detectada en el primer lote evaluado, por lo que podría suponerse que se trata del mismo
esporulado. Para confirmar esta suposición se requieren estudios adicionales no previstos en el
presente trabajo. La disminución en la carga microbiana de esta cosecha fue resultado de la
mejora en las condiciones de recolección, secado y almacenamiento de la semilla,
recomendaciones dadas al productor en base a los resultados de la primera cosecha.
La calidad microbiológica obtenida para la linaza importada, al contrario de la nacional, esta
acorde con lo esperado para una oleaginosa que ha sido cosechada mecánicamente, sometida a
un correcto proceso de secado, correctamente manipulada, almacenada, y comercializada a
nivel mundial. Adicionalmente, su aw inhibe el crecimiento bacteriano y el de la mayoría de
las especies de mohos, lo cual ayuda a conservar su buena calidad microbiológica.
64
La microbiología de alimentos como cereales, leguminosas y oleaginosas esta dominada
principalmente por los mohos durante su cosecha y almacenamiento. Muchos de estos
alimentos, entre ellos la linaza, son usualmente sometidos a un proceso de secado luego de su
cosecha y antes del almacenamiento, con la finalidad de disminuir su aw y restringir así la
presencia microbiana a mohos xerofílicos y/o xerotolerantes. Cuando este proceso de secado
es inadecuado o ineficiente, y las condiciones de almacenamiento permiten un incremento de
la humedad de las semillas, además del grave problema que supone una posible generación de
metabolitos microbianos tóxicos como las aflatoxinas en oleaginosas contaminadas, se
favorece la acción de algunas especies de mohos como los Aspergillus níger y A. tamarii, los
Penicillium, Rhizopus y los Paecilomyces. Estos microorganismos poseen una fuerte actividad
lipolítica que conduce a la formación de ácidos grasos libres, contribuyendo con la oxidación
lipídica y produciendo rancidez. Varios autores señalan que la humedad y la presencia de
semillas rotas durante el almacenamiento favorecen considerablemente la producción de
ácidos grasos libres, reduciendo su vida útil (Potter y Hotchkiss 1999; Adams y Moss 2000).
El procesado de las leguminosas y oleaginosas mediante calor, cocción, extracción con
solventes, etc., elimina, o al menos disminuye en gran parte, su carga microbiana y reduce,
aunque no en todos los casos, los niveles de metabolitos tóxicos presentes (Potter y Hotchkiss
1999). A diferencia de otras semillas, la linaza es consumida principalmente cruda, sometida a
tratamientos con calor leve, o remojada en agua u otros líquidos por algunas horas, por lo cual
es importante controlar su calidad microbiológica para evitar la contaminación con
microorganismos patógenos esporulados, así como también la generación de micotoxinas, que
pudieran ocasionar enfermedades o malestar al consumidor.
3.2. Propiedades físicas de la linaza: aw y color instrumental. La actividad de agua (aw) de las semillas de linaza se muestra en la Tabla 3.2. Se observó que
la linaza nacional tiene mayor aw, lo cual en la semilla entera permite tanto el crecimiento de
algunas especies de hongos como la autooxidación lipídica, por lo tanto es necesario tomar
precauciones para evitar su contaminación durante la cosecha y el secado, así como su
exposición a factores prooxidantes y así garantizar su conservación durante el almacenamiento
65
(Reid y Fennema 2008). En términos generales, las oleaginosas tienen menor aw que los
cereales al mismo porcentaje de humedad, aproximadamente 0,65-0,70 a 25ºC y 7% de agua;
esto se debe en parte a las diferencias en la intensidad con la cual el agua está asociada a los
diferentes solutos que componen la matriz del alimento (Adams y Moss 2000; Reid y
Fennema 2008). En el Anexo 2 se presentan los resultados de los análisis estadísticos
realizados.
Tabla 3.2. Actividad de agua (aw) de las semillas de linaza nacional e importada.
Semilla Importada Semilla Nacional
aw ( T °C) aw ( T °C)
Entera 0,705 ± 0,003 (26,2 ± 0,4) 0,763 ± 0,015 (26,2 ± 0,1)
Molida 0,717 ± 0,002 (23,9 ± 0,2) 0,867 ± 0,003 (28,4 ± 0.3)
Tostada 0,311 ± 0,003 (28,4 ± 0,3) 0,387 ± 0,006 (27,3 ± 0,2)
Se reportan medias y desviación estándar de triplicados.
Se observó que la molienda incrementó la aw hasta en un 12%, lo que en el caso particular de
la semilla nacional, permite un mayor crecimiento microbiano; adicionalmente, este aumento
de la aw trae consigo un incremento en la tasa de autooxidación lipídica y de actividad
enzimática (Reid y Fennema 2008), ambas de gran importancia para la vida útil de la semilla
molida, pues se incrementa también la velocidad de oxidación de los ácidos grasos insaturados
y la producción de HCN por parte de enzimas β-glucosidasas. Por el contrario, el tostado
disminuyó la aw en mas del 55% en la semilla nacional y en un 49% en la semilla importada
(Tabla 3.2.), llevando en ambos casos la aw hasta la zona de mínima perooxidación lipídica
que ocurre para un aw entre 0,3 y 0,4 (Belitz y Grosch 1997), ello hace el tostado un método
factible para reducir la autooxidación de los lípidos durante el almacenamiento y prolongar así
la vida útil de la semilla. La actividad enzimática también se ve reducida a baja aw, lo cual
retarda la producción de HCN.
Los resultados obtenidos para el color instrumental de la linaza se muestran en la Tabla 3.3. Se
observan diferencias significativas entre los parámetros de las dos variedades de semillas; el
66
parámetro L es mayor en la semilla nacional, debido a que su color es mas claro que el de la
variedad importada. Para los parámetros a y b, se obtuvieron coordenadas positivas, lo que
indica la presencia de tonalidades rojas y amarillas, respectivamente, con mayor intensidad en
la semilla nacional.
Tabla 3.3. Color instrumental de la linaza nacional e importada.
Semilla L
Parámetro a
b
Importada 40,47 ± 0,09a 4,68 ± 0,03 a 4,83 ± 0,05 a
Nacional 52,20 ± 0,02b 5,35 ± 0,03 b 7,98 ± 0,03b
Letras diferentes indican diferencias estadísticamente significativas entre las variedades de linaza analizadas.
El color dorado/amarillo claro de la linaza esta dado por un gen recesivo asociado a una
cáscara de menor espesor en comparación con el de la semilla pardo-rojiza, cuyo color se debe
al gen dominante. No se han reportado estudios que correlacionen el color de la semilla con la
presencia de compuestos polifenólicos, como ocurre en otros alimentos de origen vegetal. El
color de la semilla ha sido mas relacionado con la presencia de mayor o menor cantidad de
ácido α-linolénico (ALA). Generalmente, las semillas de color amarillo/dorado contienen
menos de 5% de ALA, mientras que por el contrario, las semillas de color pardo-rojizo tienen
cantidades de ALA que superan el 20% (Daun et al. 2003). La semilla nacional analizada, aún
cuando es de variedad dorada, contiene un elevado porcentaje de ALA como se discutirá mas
adelante.
3.3. Composición de la semilla. En la Tabla 3.4. se presentan los resultados obtenidos para el análisis proximal de las
variedades de linaza nacional e importada. Los principales constituyentes de las semillas son
las grasas y la fibra dietaria, aun cuando también posee un considerable contenido de
proteínas. Los valores de ambas especies se encuentran dentro de los rangos reportados por
diferentes estudios previos para la variedad Norman (Oomah 2001; Flax Council of Canada
67
2002b; Daun et al. 2003; Morris 2007); Se observan diferencias significativas (p ≤ 0,05) entre
la composición de la semilla nacional y la importada, con excepción del contenido de fibra
dietaria total.
Tabla 3.4. Composición proximal de las semillas de linaza importada y nacional.
Componente* (g/100g SS)
Semilla Importada
Semilla Nacional
Proteínas (%N × 6,25)
21,47 ± 0.09a 22,31 ± 0,18b
Grasas 43,46 ± 0,33 a 40,66 ± 0,26 b
Cenizas 3,27 ± 0,01 a 3,22 ± 0,02 b
Fibra Dietaria Total 31,97 ± 0,83a 33,54 ± 0,92a
Humedad (g/100g) 5,37 ± 0,03 8,42 ± 0,10
*Se reportan medias y desviación estándar expresadas en base seca. SS: sólidos secos. Letras diferentes en el mismo componente indican diferencias estadísticamente significativas entre las variedades de linaza analizadas.
El contenido de grasas de la semilla importada es mayor que el de la semilla nacional, y esta a
su vez contiene más proteínas que la semilla importada. Daun et al. (2003) reseñan que en
diversos estudios se ha observado que mientras menor sea la temperatura del sitio donde se
cultiva la linaza, menor es el porcentaje de proteínas de la semilla y mayor es el porcentaje de
grasa. Esto indica lógicamente que la temperatura promedio a la que fue cultivada la semilla
canadiense es más baja que la temperatura de cultivo de la semilla nacional. Morris (2007) en
su comparación del análisis proximal de 2 variedades de semillas, una de color pardo-rojiza y
otra amarilla, reporta que esta última tiene mayor porcentaje de proteínas y menor contenido
de grasa que la primera, tal y como ocurre con la semilla nacional analizada. La variabilidad
en la concentración de proteínas en la linaza, ha sido atribuida a factores genéticos y
medioambientales, y no es superior al 6% (Oomah y Mazza 1998).
Los valores de grasa reportados por el Flax Council de Canadá (Daun et al. 2003; Morris
2007), provienen de la determinación por el método oficial AOCS Am 2-93, que consiste en
68
una modificación de la extracción tradicional para las oleaginosas en equipo Soxhlet con
solvente (COVENIN 1981a), en la cual el proceso de extracción se realiza en dos etapas
previo secado de la muestra a 130ºC (AOCS 1998b). Sin embargo, durante los análisis
preliminares se observó que la totalidad de la grasa se extrajo durante la primera etapa de 4h,
y adicionalmente, que la molienda de la muestra desgrasada entre las dos etapas supone una
pérdida considerable de la misma. El uso de muestra desgrasada para los análisis ha sido
reseñada como crucial por Johnson (2004), para obtener repetitividad en los resultados.
Daun et al. (2003) hace uso del término proteína verdadera (N x 4,9) que sustrae de la proteína
cruda el nitrógeno no proteico que contiene la linaza proveniente de los glucósidos
cianógenos, y de compuestos como la colina y la sinapina. La proteína verdadera es 17,80%
para la semilla importada y 17,39% para la semilla nacional. El contenido de cenizas es mayor
en la semilla importada que en la semilla nacional. Morris (2007) reporta un contenido de
cenizas de 3,4% en linaza canadiense.
No se encontraron diferencias significativas entre el contenido de fibra dietaria de ambas
variedades de linaza (Tabla 3.4.). Existe limitada información sobre la variación de la fibra
dietaria entre variedades y cultivos de linaza, ya que no es un componente tan estudiado como
la grasa o la proteína, debido principalmente a lo largo y tedioso que resulta su análisis; Los
valores reportados dan cuenta de hasta un 10% de variación entre cultivos. Oomah y Mazza
(1998) reportan una correlación negativa entre el contenido de fibra y de grasa de las semillas,
así como una relación entre el contenido de fibra y el color de la semilla, señalando que las
semillas de variedad dorada tienen menor contenido de fibra que las variedades pardo-rojizas.
En la Tabla 3.5. se presenta la composición de la fibra dietaria de la linaza analizada y su
contenido de mucílago. Para la fibra soluble e insoluble no se observaron diferencias
estadísticamente significativas entre la linaza nacional y la importada. Adicionalmente, se
observa que la relación fibra soluble/insoluble es cercana a 1, lo cual refleja un aporte de
cantidades similares de ambos tipos de fibra. Morris (2007) señala que los principales
constituyentes de la fibra en la linaza son la celulosa, el mucílago y la lignina. El contenido de
69
fibra insoluble de la linaza es comparable al reportado para cereales como el maíz blanco y
amarillo (17,1 g/100g), y para el acaí (E. oleracea Mart 18,0 g/100g) (INN, 1999; Sanabria
2006).
Tabla 3.5. Fibra dietaria de las semillas de linaza importada y nacional.
(g/100g SS) * Semilla
Importada Semilla
Nacional Fibra Insoluble 16,38 ± 0,89a 17,21 ± 0,14 a
Fibra Soluble 15,59 ± 0,18 a 16,27 ± 1,05 a
Mucílago 24,38 ± 0,65a 20,99 ± 0,72b *Se reportan medias y desviación estándar de triplicados expresados en base seca (SS) para la fibra, y de quintuplicados en base seca (SS) para el mucílago. Letras iguales indican que no existen diferencias estadísticamente significativas entre las variedades de linaza analizadas.
Se determinaron diferencias significativas entre el contenido de mucílago de ambos tipos de
semilla, siendo mayor el aporte en la semilla importada. El resultado se corresponde con lo
reseñado por Oomah y Mazza (1998) quienes señalan que las semillas doradas tienen un
menor contenido de mucílago que las semillas pardo-rojizas, pero con mejores propiedades
reológicas. Por otra parte, se observan diferencias entre los contenidos de mucílago y de fibra
soluble; la sobrestimación en el contenido de mucílago se debe posiblemente al método
utilizado para su determinación. Es posible que durante la agitación prolongada de las semillas
por varias horas como indica la metodología de obtención de mucílago, puedan ocurrir daños
en la estructura de la misma debido al roce y a la acción erosiva del agua, provocando la
solubilización de otros componentes que se cuantifican como mucílago.
En la Tabla 3.6. se presenta el contenido de minerales obtenido para la linaza importada y
nacional analizada; potasio, fósforo, magnesio y calcio son los principales componentes
minerales que aportan las semillas. Se observan diferencias significativas entre los contenidos
de hierro, fosforo, zinc, cobre y manganeso de ambas variedades de linaza. Con excepción del
cobre, el aporte de dichos minerales es menor en la semilla importada. Los valores se
corresponden con los reportados por Morris (2007) con excepción del potasio y fósforo, cuyos
valores reportados son 831 y 622 mg/100g, respectivamente. El aporte de magnesio de una
70
cucharada de linaza molida es similar al de una ración (250 ml) de yogurt descremado con
frutas o a la mitad de una pechuga de pollo (140g), mientras que el aporte de potasio es
análogo al de un huevo cocido (Morris 2007).
Tabla 3.6. Contenido de minerales de la linaza importada y nacional.
Minerales * (mg/ 100g SS)
Semilla Importada
Semilla Nacional
Sodio 56 ± 3 a 50 ± 9 a
Potasio 2222 ± 13 a 2227 ± 26 a
Magnesio 391 ± 7 a 384 ± 9 a
Calcio 239 ± 4 a 240 ± 2 a
Hierro 12,4 ± 1.6 a 15,8 ± 1.2 b
Fósforo 491 ± 1 a 524 ± 1 b
(mg/kg SS)
Zinc 72,9 ± 4,2 a 82,9 ± 3,7 b
Cromo 3,2 ± 0,9 a 2,3 ± 0,6 a
Cobre 12,5 ± 1,7 a 9,1 ± 0,8 b
Manganeso 31,6 ± 0,3 a 38,5 ± 0,8 b
Selenio 0,262 ± 0,004 a 0,258 ± 0,005 a *Se reportan medias y desviación estándar expresadas en base seca (SS). Letras diferentes indican diferencias estadísticamente significativas entre las variedades de linaza analizadas.
La Tabla 3.7. presenta el perfil de ácidos grasos de las semillas de linaza analizadas. No se
observan diferencias significativas entre el contenido de ácidos grasos de ambas variedades de
semillas, con excepción del acido palmítico cuyo aporte es mayor en la semilla importada. Es
notable el elevado aporte de ácido α-linolénico (ALA), que supera el 60% del total de ácidos
grasos de la semilla, haciendo de ella, una de las principales fuentes de este ácido graso
esencial omega-3 de origen vegetal. Los valores reportados en estudios previos para la linaza
canadiense dan cuenta de 57% de ALA, 18% de ácido oleico y 9% de ácidos grasos saturados
(Morris 2007). Choo et al. (2007) obtuvieron para el aceite de linaza cosechada en Nueva
Zelanda cantidades de 51,80 a 60,42% de ALA, hasta 22,21% de acido oleico y valores
71
superiores al 9% de ácidos grasos saturados. Se observa que las muestras analizadas poseen
una mayor cantidad de ALA y menor cantidad de acido oleico que las reportadas en los
mencionados estudios; un comportamiento similar fue obtenido por Choo et al. (2007) quienes
reportan que los incrementos del porcentaje de ALA en el aceite de linaza van en detrimento
del contenido de acido oleico. Los niveles de insaturación se ven afectados por la variedad de
la semilla y las condiciones climáticas del cultivo; en climas fríos los niveles de insaturación
son más altos (Daun et al. 2003).
Tabla 3.7. Perfil de ácidos grasos de las semillas de linaza importada y nacional.
Acido graso (g/100g aceite)
Semilla Importada
Semilla Nacional
Palmítico 16:0 5,04 a 4,65 b
Esteárico 18:0 2,86 a 2,75 a
Oleico 18:1 (9) 14,0 a 14,2 a
Linoleico 18:2 (9, 12) 16,5 a 16,5 a
α-linolénico 18:3 (9, 12, 15) 61,6 a 61,9 a
Letras diferentes indican diferencias estadísticamente significativas entre las variedades de linaza analizadas.
Las cantidades obtenidas de ácidos palmítico y esteárico se corresponden con los señalados
por Daun et al. (2003). En el perfil obtenido para ambas variedades de linaza se observa que el
aporte de ácidos grasos saturados es menor al 8%, siendo junto con el aceite de canola, los
aceites vegetales con menos aporte de estos ácidos grasos. En las Figuras 3.2. y 3.3. se
presentan los cromatogramas obtenidos para la semilla importada y nacional, respectivamente,
los cuales son comparables a lo reportado por Daun et al. (2003). Aún cuando el nivel de
insaturación de los ácidos grasos en el aceite de linaza es muy alto, lo cual es una limitante
para su vida útil, estudios demuestran que no hay cambios significativos en la concentración
de ALA de la semilla durante 44 semanas, almacenadas a 22°C, ni tampoco se afectan por el
tostado a 100°C ó 176°C hasta por una hora (Ratnayake et al. 1992). Mantener la semilla en
refrigeración y protegida de la luz y el aire prolonga su vida útil (Morris 2007).
72
Figura 3.2. Cromatograma de ácidos grasos de la linaza importada.
min20 25 30 35 40 45 50 55
pA
0
100
200
300
400
500
600
700
FID1 B, (LINAZA1.D)
27.
881
32.
810
- C
16:0
pal
míti
co
33.
882
- C
16:1
n9c
palm
itolé
ico
36.
465
- C
18:0
est
eáric
o
37.
378
- C
18:1
n9t e
laid
ico
37.
474
- C
18:1
n9c
olei
co
38.
466
38.
808
- C
18:2
n6c
linol
eico
39.
544
39.
924
- C
20:0
ara
quíd
ico
40.
562
- C
18:3
n3c
alfa
lino
léni
co
42.
858
- C
22:0
beh
énic
o 4
3.46
5 -
C22
:1n9
erú
cico
49.
980
50.
942
51.
378
73
Figura 3.3. Cromatograma de ácidos grasos de la linaza nacional.
min20 25 30 35 40 45 50 55
pA
0
100
200
300
400
500
600
700
FID1 B, (LINAZA4.D)
32.
821
- C
16:0
pal
míti
co
36.
473
- C
18:0
est
eáric
o
37.
384
- C
18:1
n9c
olei
co
38.
814
- C
18:2
n6c
linol
eico
39.
841
- C
20:1
cis
-11
eico
seno
ico
39.
940
- C
20:0
ara
quíd
ico
40.
554
- C
18:3
n3c
alfa
lino
léni
co
43.
487
- C
22:1
n9 e
rúci
co
50.
002
74
La Tabla 3.8. muestra los contenidos de acido cianhídrico (HCN) equivalente y de polifenoles
totales en la linaza importada y nacional. No se observaron diferencias significativas (p >
0,05) en el contenido equivalente de HCN de ambas variedades de semillas. La concentración
de HCN obtenida es comparable con el valor reportado en estudios previos por Yamashita et
al. (2007) para la linaza canadiense (40 mg/ 100g). Daun et al. (2003) indica que la cantidad
de HCN equivalente al contenido de glucósidos cianógenos en la semilla es de 19-100
mg/100g de linaza. Por su parte, Chadha (1995) reporta un rango de concentración entre 12,4
y 19,6 mg/100 g, pero en su estudio solo analizó el cianuro generado mediante autolisis
utilizando las enzimas endógenas del alimento lo cual, según Bradbury et al. (1994), no
garantiza la completa transformación de todos los glucósidos presentes en el alimento, por lo
que este valor de HCN pudiera considerarse subestimado. El contenido de glucósidos
cianógenos en la semilla es bajo y considerando el tamaño de ración de linaza usualmente
consumida en la alimentación humana, el HCN que puede metabolizarse a partir de ellos no es
suficiente para producir intoxicaciones en una persona sana. En el caso de la alimentación
animal, los tamaños de raciones son mucho mayores, por lo que debe revisarse la capacidad
máxima de detoxificación de tiocianatos de cada animal.
Tabla 3.8. Contenido de ácido cianhídrico (HCN) equivalente y polifenoles en linaza importada y nacional.
Semilla Importada Semilla Nacional
HCN
mg /100g SS 39,38 ± 2,14 a 37,62 ± 0,80 a
Polifenoles
mg*/100g SS 1435,01 ± 57,15 a 1655,00 ± 45,26 b
Se reportan medias y desviación estándar expresadas en base seca. *Expresados como mg equivalentes de ácido tánico. Letras diferentes indican diferencias estadísticamente significativas entre las variedades de linaza analizadas.
El contenido de HCN ha sido denominado “equivalente” pues la linaza no posee naturalmente
este compuesto, sino que contiene glucósidos cianógenos, que son degradados a HCN por
hidrólisis ácida o enzimática. Mediante la metodología experimental, los glucósidos presentes
se transforman en su totalidad a HCN cuya concentración puede determinarse fácilmente
75
(Bradbury et al. 1994). El análisis de cianógenos normalmente involucra 3 etapas: (1) la
extracción de la matriz del alimento, (2) la hidrólisis a cianuros y, (3) el análisis del cianuro.
Antes de analizar las muestras de linaza, la metodología se estandarizó utilizando yuca
amarga, obteniéndose una concentración de 114,20 ± 3,27 mg de HCN/Kg de yuca. Barceloux
(2009) señala que la yuca generalmente contiene cantidades de HCN menores a los 100
mg/Kg, pero existen variedades amargas cuya concentración de HCN puede llegar hasta los
500 mg/Kg.
Se detectaron diferencias significativas (p ≤ 0,05) en el contenido de polifenoles totales de la
semilla (Tabla 3.8.), cuyo aporte es mayor en la semilla nacional. Valavanidis et al. (2009)
reporta que la concentración de compuestos polifenólicos en las plantas se ve
considerablemente influenciado por la variedad, el tipo de suelo, la etapa de crecimiento y las
condiciones ambientales, especialmente la incidencia de la luz. La semilla importada tiene un
contenido de polifenoles comparable al del pericarpio de mamón (M. bijugatus 1,40 g/100g), y
un poco mayor que el del repollo (B. oleracea 1,107 g/100g), mientras el de la semilla
nacional es similar al del Acaí (1,70 g/100g) y al del kiwi (A. chinensis 1,77 g/100g), y
ligeramente mayor que el de las semillas de girasol (1,601 g/100g) (Velioglu et al. 1998; Imeh
y Khokhar 2002; Ismail et al. 2004; Sanabria y Sangronis 2005; Padilla et al. 2008). Debido a
una variedad de metodologías, los reportes sobre el contenido de polifenoles de la linaza son
diversos. Velioglu et al. (1998) reportaron para la linaza variedad NorMan un contenido de
polifenoles de 509 mg/100g y de 473 mg/100g para una variedad solin (Linola 947). Johnsson
(2004) señala que utilizando la hidrólisis alcalina se liberan 730 mg de ácidos fenólicos/Kg de
linaza desgrasada, siendo los principales los ácidos trans-ferúlico y trans-sinápico; igualmente
dichos autores reportan que mediante la extracción con metanol se obtienen 320 mg de ácidos
fenólicos/Kg de linaza desgrasada. Por su parte Strandås et al. (2008) mediante hidrólisis
alcalina y HPLC determinaron niveles de secoisolariciresinol diglucósido (SDG) de 2,25
g/100g de linaza desgrasada, y también los ácidos p-coumárico y ferúlico glucósido en
cantidades de 0,54 y 0,28 g/100g de linaza desgrasada, respectivamente. Valavanidis et al.
(2009) señala que las concentraciones de polifenoles totales obtenidas por el método de Folin-
Ciocalteu son generalmente menores a las obtenidas por HPLC.
76
Con fines comparativos se utilizó el método propuesto por Singleton y Rossi (1965) cuyo
proceso de extracción de 3 etapas permite obtener 3 fracciones claramente diferenciadas de
polifenoles: (I) ácidos fenólicos y aldehídos, (II) esteres y polisacáridos, y (III) glicósidos
fenólicos y taninos. La linaza importada contiene cantidades similares de las fracciones I y II
(1172,06 y 1113,36 mg/100g de linaza desgrasada, respectivamente). Por su parte, la semilla
nacional aporta predominantemente polifenoles de la fracción II (1332,21 mg/100g de linaza
desgrasada). El aporte de glicósidos fenólicos y taninos es considerablemente menor para
ambos tipo de semilla, siendo de 252,79 mg/100g para la semilla importada y de 365,85
mg/100g para la semilla nacional. La proporción determinada coincide con las observaciones
de Johnsson (2004), quien reporta que la mayor proporción de ácidos fenólicos en la linaza y
otras oleaginosas son de tipo enlace ester. Oomah et al. (1995) reporta que la linaza posee un
contenido de ácidos fenólicos entre 0,8 y 1,3 g/100g de linaza, de los cuales 0,3-0,5 g/100g
están en sus forma eterificada y el resto en forma esterificada.
En la Tabla 3.9. se muestran los resultados obtenidos para la capacidad antioxidante de la
linaza importada y nacional, expresada mediante los parámetros EC50 (concentración de
muestra necesaria para disminuir la concentración inicial del sustrato al 50%), TEC50 (tiempo
necesario para alcanzar el estado estacionario a la EC50), y Eficiencia Antiradical (EA). Se
detectaron diferencias significativas entre la EC50 y la EA de ambas variedades de semillas.
Tabla 3.9. Capacidad antioxidante en linaza importada y nacional.
Semilla EC50 (g de SS / g de DPPH·)
TEC50 (min) EA (×10-3)
Importada 3,8790 ± 0,2763 a 115,21 ± 11,53 a 2,253 ± 0,165 a
Nacional 6,5714 ± 0,1203 b 112, 14 ± 0,55 a 1,357 ± 0,027 b
Se reportan medias y desviación estándar de triplicados, expresados en base seca. Letras diferentes indican que existen diferencias estadísticamente significativas entre las dos variedades de linaza analizadas.
La EC50 es un parámetro ampliamente utilizado para evaluar la capacidad antioxidante; a
menor EC50 mayor es el poder antioxidante de una muestra. Frecuentemente se utiliza también
el inverso de este parámetro para valorar la potencia antiradical. Sin embargo, Sánchez-
77
Moreno et al. (1998) consideraron la importancia del TEC50 al momento de definir la capacidad
antioxidante, y por tanto propusieron el nuevo parámetro Eficiencia Antiradical, que además
del EC50 involucra al TEC50; a menor EC50 y TEC50 mayor es la eficiencia antiradical. Los
valores obtenidos muestran que la semilla importada tiene mayor poder antioxidante que la
semilla nacional, y ambas variedades tienen una EA considerada como media de acuerdo a la
clasificación previa con estándares realizada por Sánchez-Moreno et al. (1998, 1999b).
Velioglu et al. (1998) reportan, utilizando el método del β -caroteno, que la linaza tiene un
valor relativamente bajo de actividad antioxidante y la cuantificaron en 60,6%, teniendo como
un control al α-tocoferol con 97,3%.
Las propiedades antiradicales de la linaza se deben principalmente a la presencia de
compuestos bioactivos con capacidad antioxidante como el lignano secoisolariciresinol
diglucósido (SDG) y sus oligómeros, los ácidos fenólicos libres y glucosilados, y los
flavonoides como el herbacetin diglucósido (Johnsson 2004; Strandås et al. 2008); se ha
comprobado que la acción antioxidante de estos compuestos fenólicos en la semilla es mayor
que la resultante de la vitamina E (Morris 2007). Los metabolitos del SDG, el
secoisolariciresinol, el enterodiol y la enterolactona poseen 3 veces mayor poder antioxidante
que el SDG (Prasad 2000). Velioglu et al. (1998), Jiménez-Escrig et al. (2001), Padilla et al.
(2008), Alothman et al. (2009) y, Valavanidis et al. (2009) han reportado una correlación
positiva entre el contenido de polifenoles totales y la actividad antioxidante; sin embargo, la
linaza nacional tiene menor poder antiradical que la semilla importada aún cuando presenta el
mayor contenido de polifenoles totales. Según Strandås et al. (2008), los oligómeros del SDG
tienen menor habilidad donadora de hidrógeno comparado con el SDG puro, confirmando que
los oligómeros en los cuales los grupos fenólicos están bloqueados por glucosilación son
inactivos como antioxidantes. Por otra parte, el contenido de polifenoles no es el único factor
influyente en la capacidad antioxidante de una muestra ya que hay otros compuestos
bioactivos presentes, además del efecto intrínseco de la sinergia entre los componentes del
alimento (Sánchez-Moreno et al. 1999a). Valavanidis et al. 2009 señalan que algunos
polifenoles muestran diferente actividad antioxidante dependiendo del método de ensayo
utilizado, por lo cual recomiendan utilizar varios métodos para evaluar la capacidad
antioxidante de una muestra.
78
De acuerdo con su forma de acción, los antioxidantes pueden clasificarse como terminadores
de radicales libres, queladores de iones metálicos o atrapadores de oxígeno; los antioxidantes
fenólicos caen dentro de la categoría de agentes terminadores de radicales libres,
principalmente debido a aspectos relacionados con su estructura (Sánchez-Moreno et al.
1998).
Las semillas de linaza importada tienen una EC50 comparable al de la semilla de Cacao (T.
cacao 4,05 g/g DPPH), al de la pulpa de guayaba rosada (P. guajava L. 3,70 g SS/g DPPH), y
al de la pulpa de guayaba silvestre (P. acutangulum 3,72 g SS/g DPPH), mientras que la
semilla nacional es comparable a la del vino rosé var Garnacha (6,1 g SS/g DPPH) (Sánchez-
Moreno et al. 1999b; Jiménez-Escrig et al. 2001; Padilla et al. 2008). Las EC50 de ambas
variedades de linaza son mayores a las reportadas para el vino tinto (1,58 g SS/g DPPH), pero
menores a la del vino rosé var Tempranillo (7,73 g SS/g DPPH) (Sánchez-Moreno et al.
1999b); sin embargo, la EA de las 2 variedades de vinos (24,4×10-3 y 3,77×10-3
respectivamente) es mayor a la de ambas variedades de linaza, lo que indica que a pesar de
que las concentraciones efectivas necesarias son menores en la linaza, el vino tinto y el rosé
(var Tempranillo) tienen mayor poder antiradical. La EA de las semilla de linaza nacional es
comparable con la del sorgo (1,65×10-3) y el vino blanco (1,57×10-3 - 2,43×10-3), mientras que
la EA de la linaza importada es comparable con la del ácido gálico (2,62×10-3) (Sánchez-
Moreno et al. 1998, 1999b; Padilla et al. 2008).
En la Figura 3.4. se muestra el comportamiento cinético obtenido para el gráfico % Remanente
de DPPH* (Y) vs tiempo de reacción (X). La variedad importada sigue un modelo
multiplicativo: Y = aXb, donde a y b son constantes que representan al intercepto y a la
pendiente, respectivamente. Por su parte, la variedad criolla presentó un comportamiento
modelo raíz cuadrada de Y: Y = (a + bX)2. De acuerdo a la clasificación cinética realizada por
Sánchez-Moreno et al. (1998, 1999b), que se encuentra basada en el TEC50, ambas semillas
presentan un comportamiento lento (> 30 min). El antioxidante sintético hidroxibutianisol
79
(BHA) también presenta un comportamiento que se puede calificar como lento (TEC50 =
103,85 min) comparable al de la linaza (Sánchez-Moreno et al. 1998).
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120Tiempo (min)
% R
eman
ente
DPP
H*
5,081E-01 1,016E-01
6,352E-02 5,081E-02
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120
Tiempo (min)
% R
eman
ente
DPP
H*
5,942E-01 1,188E-017,427E-02 5,942E-02
Figura 3.4. Comportamiento cinético del radical DPPH* para las semillas de linaza
(a) Importada (b) Nacional, a diferentes concentraciones (g de SS / g DPPH).
3.4. Efectos de los procesamientos sobre la composición de la semilla.
En la Tabla 3.10. se presenta el contenido remanente de mucílago en la semilla procesada. No
se observaron diferencias significativas entre los procesamientos y las variedades de semillas,
lo que indica que utilizando la cocción o el remojo, la cantidad de mucílago que permanece
adherido a la semilla es la misma. No se determinó un efecto significativo de la temperatura
del agua de remojo sobre la cantidad de mucílago removido, lo que indica que la agitación
juega un papel importante en la separación del mucílago de la semilla. Las semillas remojadas
solo se agitaron levemente al inicio del remojo, como usualmente se haría en condiciones
caseras. La cantidad de mucílago que se solubiliza a los extractos (agua de remojo y/o
cocción) es hasta de un 31,46% en la semilla importada y de un 12,81% en la nacional. La
metodología empleada para determinar el mucílago no es aplicable a la semilla molida debido
a que se produce contaminación con proteínas (Daun et al. 2003), razón por la cual en la torta
remanente de la molienda no pudo determinarse el contenido de mucílago. En el Anexo 3 se
presentan los resultados del análisis estadístico realizado.
(a) (b)
80
Tabla 3.10. Contenido remanente de mucílago en linaza de origen importado y nacional después del procesamiento (g/100 g SS).
Tipo de Procesamiento Semilla Importada
Semilla Nacional
Cocción 17,58 ± 2,99 a 18,30 ± 1,17 a
Remojo, semilla entera, agua fría
16,71 ± 1,40 a 19,35 ± 0,88 a
Remojo, semilla entera, agua caliente
18,79 ± 1,69 a 19,69 ± 1,17 a
Se reportan medias y desviación estándar de triplicados, expresados en base seca (SS). Letras diferentes en la misma columna indican diferencia significativa entre los procesamientos. Letras diferentes en la misma fila indican diferencias significativas entre las variedades de linaza analizadas.
En la Tabla 3.11. se presenta el contenido de grasa remanente en la torta de linaza luego de la
molienda y el remojo. No se observaron diferencias significativas entre el remojo en agua fría
o en agua caliente, pero si entre la variedad de semilla importada y la nacional. La pérdida de
grasa se atribuye a su suspensión en el agua de remojo, siendo el porcentaje de grasa que pasa
al agua hasta del 17,63% cuando se utilizaron semillas de linaza nacional y del 3,82% cuando
se utilizaron semillas de linaza importada.
Tabla 3.11. Contenido de grasa en la torta de linaza remanente de la molienda y remojo (g/100 g SS).
Tipo de Procesamiento Semilla Importada
Semilla Nacional
Remojo, semilla molida, agua fría
41,80 ± 2,53 a 35,46 ± 2,27 b
Remojo, semilla molida, agua caliente
41,91 ± 1,00 a 33,49 ± 3,92 b
Se reportan medias y desviación estándar de triplicados, expresados en base seca (SS). Letras diferentes en la misma columna indican diferencia significativa entre los procesamientos. Letras diferentes en la misma fila indican diferencias significativas entre las variedades de linaza analizadas.
81
En la Tabla 3.12. se muestra el contenido de proteínas solubles en el agua de remojo o
cocción. Se observan diferencias significativas entre las variedades de semilla y los
procesamientos aplicados. La máxima solubilización de proteínas ocurre, para ambas
variedades de linaza, durante el remojo de la semilla molida en agua fría, sin embargo, durante
el remojo de la semilla entera también se produjo solubilización de proteínas en mediana
cantidad. Bhatty (1993) reporta que los principales componentes de los extractos acuosos de
linaza son los polisacáridos que conforman el mucílago y las proteínas solubles. Se observó
que la cocción no influye sobre el contenido de proteínas en el extracto, contraria a la hipótesis
de que la cocción ocasiona daño a las paredes de la semilla permitiendo una mayor extracción
de las proteínas solubles.
Tabla 3.12. Contenido de proteínas solubles en los extractos de remojo y cocción de las semillas de linaza (mg/100 ml de extracto).
Tipo de Procesamiento Semilla Importada
Semilla Nacional
Remojo, semilla molida, agua fría
592,70 ± 8,45 a 547,28 ± 0,38 a, b
Remojo, semilla molida, agua caliente
489,90 ± 7,79 b 368,73 ± 6,54 c
Remojo, semilla entera,
agua fría 126,68 ± 1,24 d, e 170,24 ± 30,66 d
Remojo, semilla entera, agua caliente
96,64 ± 2,09 d, e 52,91 ± 4,31 e
Cocción 96,99 ± 4,55 d, e 67,69 ± 2,18 e
Se reportan medias y desviación estándar de triplicados, expresados en base seca. Letras diferentes en la misma columna indican diferencia significativa entre los procesamientos. Letras diferentes en la misma fila indican diferencias significativas entre las variedades de linaza analizadas.
Para ambas variedades de semillas no existen diferencias significativas (p > 0,05) entre la
cocción y el remojo de la semilla entera en agua caliente. Se observó en casi todos los casos
que la solubilidad de proteínas fue mayor en agua fría. Oomah y Mazza (1998) reportan que la
solubilidad de las proteínas de linaza en agua es solo del 20-24% y la clasifican como pobre,
debido a que en su mayor parte son globulinas. La reacción principal del método de Biuret
82
utilizado para esta determinación, se basa en la formación, en medio básico, de un compuesto
coloreado violeta, que se genera al formarse un complejo entre los iones Cu2+ y los pares de
electrones no compartidos del nitrógeno de los enlaces peptídicos. La intensidad del color es
proporcional al contenido de proteínas de la muestra.
En la Tabla 3.13. se muestra el contenido de ácido cianhídrico (HCN) equivalente en la linaza
procesada. Se observan diferencias significativas (p ≤ 0,05) entre las variedades de semilla y
los procesamientos. El tostado ocasionó una reducción del 39,82% del HCN equivalente
presente en la semilla importada y del 39,53% en la semilla nacional. La disminución de la
actividad enzimática pudiera explicar la disminución en el contenido de HCN equivalente de
la semilla, aunque la metodología experimental involucra una hidrólisis ácida que hace
innecesaria la acción enzimática. Yamashita et al. (2007) reportaron que la linaza sin procesar
o procesada en frio posee enzimas que descomponen a los glucósidos cianógenos, mientras
que la linaza procesada en caliente no. Queda descartada la pérdida de HCN por evaporación
ya que durante el tostado la semilla permanece entera, lo que aunado a la alta temperatura,
impide la degradación enzimática de los glucósidos cianógenos y por tanto la generación de
HCN. Se sugiere entonces que la temperatura pudiera catalizar la hidrólisis de los glucósidos
cianógenos y generar HCN (que se evaporaría y por lo tanto no se cuantificaría), o producir
otras sustancias no detectadas por la metodología experimental utilizada. Barceloux (2009)
señala que el agua hirviendo puede remover el 90% del HCN; sin embargo, la cocción solo
ocasionó una disminución del 22,36% en la semilla nacional, mientras que en la semilla
importada no se encontraron diferencias significativas (p > 0,05) en el contenido de HCN con
respecto a la semilla sin procesar, es decir no se produjo reducción alguna. El calentamiento
por debajo de los 100°C mantiene la actividad enzimática de las β-glucosidasas, las cuales se
inactivan por encima de los 120°C (Yamashita et al. 2007), por esta razón, la cantidad de
HCN perdida en la semilla nacional cocida puede atribuirse a la evaporación, si se asume que
durante la cocción se producen rupturas en la estructura de la semilla que permitan el contacto
entre las enzimas y los glucósidos cianógenos. En este caso, se asume que la cáscara de la
semilla nacional es más delgada o más susceptible a la temperatura que la de la semilla
importada que no permitió el contacto de las enzimas con el sustrato cianogénico. Morris
(2007) reporta que la cocción destruye las enzimas responsables de metabolizar a los
83
glucósidos pero no reporta las condiciones en las que se realizó su estudio. Probablemente el
tiempo de cocción sea también un factor influyente en la degradación de los glucósidos
cianógenos.
Tabla 3.13. Contenido de ácido cianhídrico (HCN) equivalente en las semillas de linaza importada y nacional procesadas (mg /100 g SS).
Tipo de Procesamiento Semilla Importada
Semilla Nacional
Remojo, semilla molida, agua fría
8,72 ± 0,87 a 7,42 ± 1,63 a
Remojo, semilla molida, agua caliente
8,85 ± 0,84 a 18,06 ± 1,80 b
Remojo, semilla entera,
agua fría 15,84 ± 0,47 b, c 14,86 ± 0,95 c
Remojo, semilla entera, agua caliente
7,41 ± 0,90 a 9,72 ± 2,84 a
Cocción 41,02 ± 0,89 d 29,21 ± 1,06 e
Tostado 23,70 ± 0,95 f 22,75 ± 0,75 f
Se reportan medias y desviación estándar de triplicados, expresados en base seca. Letras diferentes indican diferencia significativa entre los procesamientos y las variedades de linaza analizadas.
En la variedad importada no se observaron diferencias significativas entre el remojo de la
semilla molida en agua fría o caliente, y el remojo de la semilla entera en agua caliente; en
todos los casos se produjo una disminución de más del 77% del HCN. Por su parte, para la
semilla nacional molida y remojada se produjo una disminución del 80,28% (en agua fría) y
51,99% (en agua caliente) del HCN; la diferencia observada entre el agua fría y agua caliente
obedece a la actividad o inactividad de las enzimas según la temperatura de procesamiento
(Yamashita et al. 2007). La disminución de la concentración en las semillas molidas
remojadas puede atribuirse a que los glucósidos cianógenos o el HCN producido se solubiliza
en los extractos. Estudios previos indican que durante el calentamiento, la semilla molida es
capaz de retener mayor actividad enzimática que la semilla entera, lo cual es atribuido a que
las β-glucosidasas responsables de la hidrólisis de los glucósidos cianógenos son mas
efectivamente inactivadas en la semilla entera que en la semilla molida a causa de menor
84
pérdida de agua (Daun et al. 2003). Durante el remojo de la semilla entera en agua fría se
produce una disminución cercana al 60% del HCN.
En la Tabla 3.14. se presenta el contenido de HCN en los extractos de remojo y cocción. El
menor contenido de HCN lo presentan los extractos de la cocción, ya que la mayor parte de los
cianógenos permanecen en la semilla (Tabla 3.13.). Por el contario, el extracto con la mayor
concentración de HCN pertenece a las semillas molidas remojadas en agua caliente. En
general se observa que los extractos provenientes del remojo en agua caliente presentan una
mayor concentración de HCN con respecto a los extractos de remojo en agua fría, lo que
podría sugerir que la temperatura exacerba en algún grado la reacción.
Tabla 3.14. Contenido de ácido cianhídrico en los extractos de remojo/cocción de las semillas de linaza (mg/ L de extracto).
Tipo de Procesamiento Semilla Importada
Semilla Nacional
Remojo, semilla molida, agua fría
6,97 ± 0,15 a 6,85 ± 0,09 a
Remojo, semilla molida, agua caliente
13,65 ± 0,33 b 21,74 ± 0,14 c
Remojo, semilla entera,
agua fría 8,04 ± 0,01 a 8,98 ± 0,53 a, d
Remojo, semilla entera, agua caliente
11,01 ± 0,11 b, d 8,36 ± 0,01 a, d
Cocción 3,81 ± 0,06 e 2,24 ± 0,10 e
Se reportan medias y desviación estándar de triplicados. Letras diferentes indican diferencia significativa entre los procesamientos y las variedades de linaza analizadas.
Los resultados se corresponden con la disminución del HCN en la semilla (Tabla 3.13.), lo
cual corrobora la hipótesis de que los glucósidos cianógenos se solubilizan en el agua de
remojo. Aubourg et al. (2006) señalan que en el extracto acuoso de linaza están presentes
diferentes tipos de glucósidos hidrosolubles, entre los cuales están la linamarina y la
lotaustralina, ambos cianógenos. En países como Alemania, Estados Unidos, y el Reino Unido
85
el límite de toxicidad del HCN es de 10ppm (UNAM 2008). Según estas recomendaciones los
extractos provenientes del remojo de la semilla molida en agua caliente no deberían ser
consumidos sino desechados.
La Tabla 3.15. muestra el efecto de los procesamientos sobre el contenido de polifenoles en la
semilla. Se observan diferencias significativas entre los procesamientos y las variedades de
semillas. Con excepción de la cocción, la semilla nacional se vio menos afectada por los
procesamientos que la semilla importada, en la cual ocurrieron las mayores reducciones del
contenido de polifenoles. Los menores porcentajes de reducción se produjeron para ambas
variedades de linaza durante el remojo de la semilla entera en agua fría, siendo del 6,63% para
la semilla nacional y del 11,45% para la semilla importada. Durante el remojo de la semilla
entera en agua caliente se observó una disminución hasta del 42% del contenido inicial de
polifenoles, mientras que la cocción ocasionó pérdidas hasta del 47,35%. Xu y Chang (2008)
determinaron que durante el remojo de caraotas negras (P. vulgaris L) por 16h se disminuía en
un 52% el contenido de polifenoles totales, mientras que la cocción por 1h ocasionaba hasta
76,7% de pérdidas; dichas pérdidas se atribuyeron a la difusión de algunos compuestos
polifenólicos en el agua de remojo. Ismail et al. (2004) también observaron pérdidas
significativas en el contenido de polifenoles en vegetales como la espinaca (S. oleracea L.) y
el repollo (B. oleracea), que van del 12% al 26% después de solo 1 minuto de cocción en agua
hirviendo.
Durante el tostado de las semillas, se produjo la mayor reducción (70,38%) del contenido de
polifenoles para las semillas de linaza importada, mientras que para la nacional no se
determinaron diferencias significativas entre el tostado, la cocción o el remojo de la semilla
molida en agua caliente. La disminución de la concentración de secoisolariciresinol durante el
tostado a 150°C después de 20 min observada por Murkovic et al. (2004), pudiera explicar la
reducción abrupta del contenido de polifenoles durante este procesamiento.
86
Tabla 3.15. Contenido de polifenoles en las semillas de linaza nacional e importada procesada (mg*/100g).
Tipo de Procesamiento Semilla Importada
Semilla Nacional
Remojo, semilla molida, agua fría
580,91 ± 50,01 a 1049,18 ± 44,32b
Remojo, semilla molida, agua caliente
560,02 ± 62,17 a 830,03 ± 51,19 c
Remojo, semilla entera,
agua fría 1270,64 ± 76,74 d 1545,31 ± 98,00e
Remojo, semilla entera, agua caliente
831,28 ± 107,74 c 1286,49 ± 94,77d
Cocción 917,3 ± 99,49 c 871,33 ± 79,28 c
Tostada 425,05 ± 10,36 f 819,52 ± 40,64 c * Expresados como mg equivalentes de ácido tánico. Se reportan medias y desviación estándar de triplicados expresados en base seca. Letras diferentes indican diferencia significativa entre los procesamientos y las variedades de linaza analizadas.
En la Tabla 3.16. se presenta el contenido de polifenoles de los extractos de remojo y cocción.
No se detectaron polifenoles en los extractos de remojo de las semillas enteras, ni en el agua
de cocción de la linaza importada. No se determinaron diferencias significativas entre ambos
tipos de semilla pero si entre los procesamientos. La mayor concentración de polifenoles se
detectó en los extractos de remojo de la semilla molida en agua fría. No se determinaron
diferencias significativas entre la cocción y el remojo de la semilla en agua caliente. Se
observó que el contenido de polifenoles presente en los extractos fue bajo en comparación con
el vino blanco (292 mg/L), que resultó tener el menor contenido de polifenoles de las muestras
de vino y jugo de uva (292-1869 mg/L) analizadas por Sánchez-Moreno et al. (1999a).
Xu y Chang (2008) detectaron niveles significativos de polifenoles (hasta 2,77 mg/g) en las
aguas de remojo y cocción de caraotas negras; asimismo observaron que la suma de los
polifenoles en el grano procesado y en el agua de remojo era menor al contenido inicial de
polifenoles del grano sin procesar, lo que indica pérdida de los mismos. Aún cuando la
naturaleza química de esta reducción no es completamente conocida, se atribuye a
87
transformaciones químicas como la descomposición de los polifenoles o la formación de
compuestos complejos con proteínas (Jiménez-Monreal et al. 2009).
Tabla 3.16. Contenido de polifenoles en los extractos de remojo y cocción de las semillas de linaza (mg*/ L de extracto).
Tipo de Procesamiento Semilla Importada
Semilla Nacional
Remojo, semilla molida, agua fría
93,46 ± 9,12 a 81,63 ± 7,91 a, b
Remojo, semilla molida, agua caliente
67,44 ± 4,61 b, c 57,31 ± 1,00 c
Remojo, semilla entera,
agua fría ND ND
Remojo, semilla entera, agua caliente
ND ND
Cocción ND 48,71 ± 9,30 c
* Expresados como mg equivalentes de ácido tánico. Se reportan medias y desviación estándar de triplicados. Letras diferentes indican diferencia significativa entre los procesamientos. ND: No detectado.
En la Tabla 3.17. se observa cómo se modificó la capacidad antioxidante de las semillas de
linaza con los diferentes procesamientos aplicados. Se observó un aumento de la EC50 de la
mayor parte de las muestras, lo cual significa una disminución en su poder antiradical. En la
semilla importada, con excepción del proceso de cocción, la eficiencia antiradical no presentó
variación significativa (p > 0,05) entre los procesamientos aplicados, pero si una considerable
disminución (hasta del 65,38%) con respecto a la linaza sin procesar. Xu y Chang (2008)
determinaron que la capacidad atrapadora de las caraotas negras disminuyó entre 6 y 8%
después del remojo y del 17 al 44% durante la cocción; le atribuyen esta disminución al efecto
acumulativo de diferentes factores como la solubilización de antioxidantes en el agua, la
formación o ruptura de los mismos por efecto del calor (que resulta destructivo para ciertos
compuestos antioxidantes), y la pérdida de sólidos durante los procesamientos.
Tabla 3.17. Capacidad antioxidante de las semillas de linaza procesadas.
Tipo de Procesamiento Semilla Importada Semilla Nacional
EC50 (g* / g de DPPH·) TEC50 (min) EA (×10-3) EC50 (g* / g de
DPPH·) TEC50 (min) EA (×10-3)
Remojo, semilla molida, agua fría 7,99 ± 0,01 a 94,81 ± 2,23 a, b 1,32 ± 0,03 a 10,63 ± 0,22 b, c 114,16 ± 3,44 a, b 0,82 ± 0,02 a
Remojo, semilla molida, agua caliente 11,18 ± 0,60 b, c 118, 14 ± 23,80 b 0,83 ± 0,02 a 7,25 ± 0,39 a 103,48 ± 8,42 a, b 1,36 ± 0,15 a
Remojo, semilla entera,
agua fría 11,59 ± 0,81 c 111,57 ± 4,26 a, b 0,78 ± 0,02 a 7,49 ± 0,13 b 105,41 ± 0,05 a, b 1,28 ± 0,19 a
Remojo, semilla entera, agua caliente 10,28 ± 0,82 b 95,23 ± 5,18 a, b 1,03 ± 0,14 a 4,85 ± 0,04 d 169,78 ± 8,79 c 1,22 ± 0,14 a
Cocción 1,63 ± 0,28 d 87,81 ± 0,93 a 7,22 ± 0,72 b 7,01 ± 0,04 a 90,30 ± 2,52 a, b 1,59 ± 0,02 a
Tostada 7,58 ± 0,38 a 100,91 ± 1,96 a, b 1,31 ± 0,09 a 5,75 ± 0,15 d 95,34 ± 2,50 a, b 1,85 ± 0,08 a * Gramos de muestra en base seca. Se reportan medias y desviación estándar de triplicados. Letras diferentes en los mismos parámetros indican diferencias significativas entre el tipo de semilla y los procesamientos aplicados.
89
Durante la cocción de la semilla importada se observó un incremento del 220% de la EA con
respecto a la semilla sin procesar. Efectos positivos como este, en el que la actividad
antioxidante se ve incrementada durante los procesamientos térmicos han sido observados por
diversos investigadores en té, tomates y maíz dulce (Jiratanan y Liu 2004, Xu y Chang 2008).
Este efecto es atribuido a 2 causas: la formación de compuestos de Maillard como
consecuencia del calor y la ruptura de compuestos fenólicos en otros con mayor actividad
antioxidante. El hidroximetilfural es uno de los compuestos tipo Maillard generados cuya
presencia se ha observado en ciruelas procesadas a 65 y 85°C, y que se degrada a temperaturas
mayores a 160°C; la formación de compuestos fenólicos durante el proceso de calentamiento
puede deberse a la disponibilidad de precursores de moléculas fenólicas por interconversión
no enzimática por efectos de un factor externo como la temperatura (Soong y Barlow 2004).
La EC50 y la EA de la linaza importada cocida es comparable a la de la cáscara de guayaba
rosada (1,92 g SS/g DPPH y 7,00×10-3, respectivamente) (Jiménez-Escrig et al. 2001). La EA
también es similar a la del pericarpio de mamón (7,32×10-3) (Padilla et al. 2008). La
correlación entre el contenido de polifenoles de la linaza importada y la EC50 (R2 = 0,0075) o
la EA (R2 = 0,0336) no fue significativa y fue muy baja.
Por su parte, en la semilla nacional, los procesamientos no afectaron la EA de la linaza. Un
comportamiento similar observaron Jiratanan y Liu (2004), quienes no determinaron efectos
significativos sobre la actividad antioxidante durante la cocción de remolacha (Beta vulgaris
var. conditiva) a diferentes tiempos y temperaturas. Jiménez-Monreal et al. (2009) tampoco
observaron variación significativa en la actividad antioxidante de vainitas (P. vulgaris, Savi.)
después de la cocción por 21 min y el horneado a 200°C y 35 min. La EC50 de la linaza
nacional tostada es comparable a la del pericarpio y la semilla de mamón (5,88 y 5,69 g/g
DPPH, respectivamente), mientras que la EC50 de la linaza entera remojada es ligeramente
menor a la del sorgo (12,44 g/g DPPH) (Padilla et al. 2008). La EA de la linaza nacional es
ligeramente menor que la del sorgo (1,65×10-3) (Padilla et al. 2008). El TEC50 aunque
disminuyó en algunos casos, en comparación a las semillas sin procesar, sigue clasificado
como lento (> 30 min). En el caso de la semilla nacional, a pesar de no haberse obtenido una
correlación significativa (R2 = 0,0003), se pudo observar que la disminución en el contenido
de polifenoles ocasionó un efecto negativo sobre las EC50 de las muestras, pero no sobre su
90
eficiencia antiradical (R2 = 0,1927), lo que quizás si es debido al mayor contenido de
polifenoles en esta variedad. Kähkönen et al. (1999) e Ismail et al. (2004) tampoco observaron
relación alguna entre el contenido de polifenoles y la actividad antioxidante, concluyendo que
la capacidad antioxidante no solo depende de los polifenoles sino de la interacción de los
diversos componentes de cada alimento.
En la Tabla 3.18. se observa que el procesamiento afecta significativamente la capacidad
antioxidante de los extractos de remojo y cocción de las semillas de linaza, obteniendo la
mejor actividad antiradical los extractos de la cocción; sin embargo, la mejor eficiencia
antiradical está presente en los extractos del remojo de la semilla entera en agua fría. Xu y
Chang (2008) analizaron la capacidad antioxidante de las aguas de remojo y cocción de
caraotas negras para confirmar su hipótesis sobre la solubilización de algunos compuestos
fenólicos durante estos procesamientos, y determinaron una mayor actividad antioxidante en
los extractos de la cocción que en los de remojo, lo cual hace suponer que la temperatura juega
un papel importante en las reacciones de formación de los compuestos fenólicos producidos
durante la aplicación de calor. No se observó relación entre el contenido de polifenoles de los
extractos y su capacidad antioxidante, lo cual sugiere que sus propiedades antioxidantes se
deben a la solubilización de otros compuestos no polifenólicos y/o a la sinergia de sus
componentes. Como se mencionó anteriormente, Aubourg et al. (2006) señalan que en el
extracto acuoso de linaza están presentes diferentes tipos de glucósidos hidrosolubles, lo cual
de acuerdo con sus estudios, le confiere al agua ciertas propiedades antioxidantes. Estudios
más profundos a la composición de los extractos acuosos de linaza permitirían conocer mejor
a que se atribuyen sus propiedades antioxidantes. En comparación con la semilla, se
observaron valores altos de la EC50, lo que indica que el poder antiradical de los extractos es
menor. El TEC50 de las semillas enteras remojadas es menor que el del resto de los extractos,
pero sigue clasificado como lento (TEC50 >30 min). Las EC50 de los extractos obtenidos a partir
del remojo de la semilla molida en agua fría son comparables, aunque ligeramente menores
que la del vino blanco (15,65 g/g DPPH) (Sánchez-Moreno et al. 1999b), mientras que la EA
es comparable con la del ácido tánico (0,57×10-3) y la del DL-α-tocoferol (0,52×10-3), ambas
clasificadas como de eficiencia baja (Sánchez-Moreno et al. 1998). Estos extractos de remojo
de la semilla molida en agua fría presentaron el mayor contenido de polifenoles (Tabla 3.16.).
91
Tabla 3.18. Capacidad antioxidante de los extractos de remojo/cocción de las semillas de linaza.
Tipo de Procesamiento
Semilla Importada Semilla Nacional
EC50 (g* / g de DPPH·) TEC50 (min) EA (×10-3) EC50 (g* / g de
DPPH·) TEC50 (min) EA (×10-3)
Remojo, semilla molida, agua fría
14,06 ± 1,17 a, b 122,58 ± 3,34 a, e 0,58 ± 0,03 a 14,97 ± 1,36 b 108,72 ± 1,37 a 0,62 ± 0,01 a
Remojo, semilla molida, agua caliente
13,66 ± 0,27 c 133,24 ± 3,51 d, e 0,56 ± 0,02 a 9,34 ± 1,57 d, e 107,60 ± 5,69 a 1,01 ± 0,12 b
Remojo, semilla entera, agua fría
8,19 ± 0,55 d, e 55,86 ± 7,01 b, c 2,29 ± 0,02 c 13,13 ± 0,70 a, b 40,97 ± 3,27 b 1,89 ± 0,04 d
Remojo, semilla entera, agua caliente
10,95 ± 0,27 a, e 55,55 ± 0,01 b, c 1,64 ± 0,04 d, e 21,26 ± 0,85 c 58,30 ± 0,46 c 0,81 ± 0,09 a, b
Cocción 3,98 ± 0,24 f 148,80 ± 5,22 d 1,69 ± 0,16 d, e 6,11 ± 0,08 d, f 112,17 ± 0,63 a 1,46 ± 0,03 e
* Gramos de muestra en base seca. Se reportan medias y desviación estándar de triplicados. Letras diferentes en los mismos parámetros indican diferencias significativas entre el tipo de semilla y los procesamientos aplicados.
CAPÍTULO IV
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
4.1. Conclusiones El manejo de la cosecha y la posterior manipulación de la semilla de linaza afectan la calidad
microbiológica de la semilla, lo cual se evidenció claramente en la variedad nacional.
Las variedades de linaza, nacional e importada, difieren en su composición proximal, con
excepción del contenido de fibra dietaria. En ambas variedades destacó el alto contenido de
grasa insaturada, fibra dietaria, proteínas y minerales como potasio, fósforo y magnesio, así
como también un elevado contenido de ácido α-linolénico (ALA).
El contenido de polifenoles es mayor en la linaza nacional; sin embargo, en ambas variedades
la eficacia antiradical está clasificada como media y con un tiempo de reacción lento. No se
observó relación entre el contenido de polifenoles y la capacidad antioxidante, lo que sugiere
que otros compuestos presentes en la semilla, así como su sinergia, también contribuyen en
dicha capacidad.
La aplicación de la cocción, el remojo de la semilla en agua fría o el remojo de la semilla en
agua caliente fueron igualmente efectivos en la remoción de mucílago.
Los glucósidos cianógenos presentes en la semilla de linaza importada y nacional producen
aproximadamente 40 mg/ 100g de HCN equivalente. De los procesamientos evaluados, el
remojo de la semilla entera o molida permite reducir la mayor parte del contenido de
glucósidos cianógenos presentes, lo cual hace suponer que estos compuestos están asociados a
las capas externas de la semilla. El contenido de HCN presente en los extractos de remojo de
93
la semilla molida en agua caliente supera los límites de toxicidad establecidos en varios países
por lo que no debería consumirse en esa forma.
El contenido de polifenoles se ve considerablemente afectado por los procesamientos que
involucran calor, tales como el remojo en agua caliente, cocción, y tostado.
La cocción ocasionó un incremento significativo de la Eficiencia Antiradical de la semilla
importada, mientras que el resto de los procesamientos aplicados no ocasionaron variación
alguna en este parámetro, pero si una considerable disminución en comparación con la semilla
sin procesar. Por el contrario, en la semilla nacional los procesamientos no afectaron
significativamente la EA.
Durante el remojo y la cocción de la linaza, la mayor parte del mucílago, grasas y proteínas
quedan adheridas a la semilla o formando parte de la torta remanente de linaza molida y solo
una pequeña parte pasa al agua de remojo. Los extractos acuosos de linaza poseen entonces
pocas propiedades funcionales en comparación con la ingesta de la semilla completa. La
presencia de una baja pero significativa capacidad antioxidante en los extractos, a pesar de la
ausencia de compuestos polifenólicos en algunos de ellos, sugiere la presencia de otros
componentes hidrosolubles con propiedades antioxidantes.
En virtud de las modificaciones en la composición de la semilla obtenidas por los
procesamientos aplicados, el índice que debe considerarse para evaluar la forma mas
apropiada de consumo de linaza es el contenido de HCN equivalente. Por tal razón se
recomienda la ingesta de la semilla recién molida con o sin remojo previo, sin ingerir el agua
de remojo.
4.2. Recomendaciones Dadas las propiedades nutricionales y como alimento funcional de la semilla de linaza, se
recomienda promover el cultivo de linaza en el país para disminuir, aunque sea parcialmente,
la dependencia de la importación de la semilla canadiense.
94
Se deben realizar evaluaciones adicionales para conocer mas sobre la composición de la
semilla, como por ejemplo, contenido de vitaminas, taninos, inhibidores de tripsina,
flavonoides y otros componentes cuya presencia ha sido descrita de manera imprecisa por
diferentes autores. Adicionalmente, sería de interés profundizar los análisis de la fracción
proteica y la fibra dietaria de linaza, cuyos estudios han sido relegados por los de otros
constituyentes.
Es necesario analizar los extractos de remojo para detectar las sustancias polifenólicas y no
polifenólicas presentes que le atribuyen actividad antioxidante. Conjuntamente, se deben
utilizar métodos adicionales para evaluar la capacidad antioxidante de la linaza y tener un
mejor conocimiento sobre sus propiedades antiradicales. Asimismo, se debe determinar la
concentración de lignanos en la semilla nacional y evaluar su contribución a las propiedades
antioxidantes.
Sería de interés realizar un estudio de estabilidad a la semilla tostada, la más usada a nivel
industrial, con énfasis en la modificación de su perfil de ácidos grasos para observar los
cambios producidos por este procesamiento.
REFERENCIAS
Adams MR, Moss MO. 2000. Food Microbiology. 2nd ed. United Kingdom: Royal Society of
Chemistry. 479 p.
Alothman M, Bhat R, Karim AA. 2009. Antioxidant capacity and phenolic content of selected tropical fruits from Malaysia, extracted with different solvents. Food Chem. 115: 785–788
Anónimo. 2007. Moda linaza: ventajas y desventajas de la semilla "mágica". Caracas, Venezuela: Radio Caracas Televisión S.A. Disponible en: http://elobservador.rctv.net/Reportajes/VerReportaje.aspx?ReportajeId=128.
Fecha de acceso: Mar 26, 2007
Aubourg SP, Stodolnik L, Stawicka A, Szczepanik G. 2006. Effect of a flax seed (Linum usitatissimum) soaking treatment on the frozen storage stability of mackerel (Scomber scombrus) fillets. J Sci Food Agric. 86(15): 2638-2644
AOAC. 1990. Association of Official Analytical Chemists. Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists. Vol II. 15th ed. Virginia, USA: Helrich K (ed) published by AOAC. 1298 p.
AOAC. 1997. Association of Official Analytical Chemists. Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists. Vol II. 16th ed. Gaithersburg, MD, USA: Horowitz W (ed) published by AOAC. 1300 p.
AOCS. 1998a. American Oil Chemists Society. Official Methods and Recommended Practices of the American Oil Chemists Society. AOCS official method Ba 4e-93 Generic Combustion Method for Determination of Crude Protein. 5th Ed. Champaign IL, USA: AOCS press. 1300 p.
AOCS. 1998b. American Oil Chemists Society. Official methods and recommended practices of the American Oil Chemists Society [AOCS]. AOCS official method Am 2-93 Determination of Oil Content in Oilseeds. 5th Ed. Champaign, IL. USA: AOCS press. 1300 p.
96
APHA. 1992. American Public Health Association. Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods. 3rd ed. Washington D.C., USA: American Public Health Association Inc. 1115 p.
Barceloux DG. 2009. Cyanogenic Foods (Cassava, Fruit Kernels, and Cycad Seeds). Disease-a-Month. 55(6): 336-352
Belitz HD, Grosch W. 1997. Química de los alimentos. 2da ed. Zaragoza, España: Editorial Acribia, S.A. 1087 p.
Bhatty RS. 1993. Further compositional analyses of flax: mucilage, trypsin inhibitors and hydrocyanic acid. J Am Oil Chem Soc. 70(9):899-904
Blau K, Halket JM. 1993. Handbook of Derivatives for Chromatography. 2d. ed. New York, USA: John Wiley and Sons. 369 p.
Bligh F, Dyer C. 1959. A rapid method of total lipid extraction and purification. Can J Biochem Physiol. 37:911-913.
Bolaños L. 2008. Práctica 1. Reconocimiento de Biomoléculas. Biología General 1º CC.AA. Madrid, España: Universidad Autónoma de Madrid. Disponible en: http://www.uam.es/personal_pdi/ciencias/bolarios/BiologiaCCAA/Guiones/Practica1.htm
Fecha de acceso: Jun 13, 2008
Box GEP, Hunter WG, Hunter JS. 2006. Estadística para Investigadores. Introducción al diseño de experimentos, análisis de datos y construcción de modelos. Barcelona, España: Editorial Reverté. 675 p.
Bradbury JH, Bradbury MG, Egan SV. 1994. Comparison of methods of analysis of cyanogens in cassava. Acta Hort. 375: 87-96
Bray HG, Thorpe WV. 1954. Analysis of phenolic compounds of interest in metabolism. Meth Biochem Anal. 1: 27-52
Chadha RK, Lawrence JF, Ratnayake, WMN. 1995. Ion chromatographic determination of cyanide released from flaxseed under autohydrolysis conditions. Food Addit Contam. 12(4): 527–533
Chang SKC. 1998. Protein analysis. En: Nielsen SS. Food Analysis. 2nd ed. Maryland, USA: Aspen Publishers Inc. p. 237-250
97
Choo WS, Birch J, Dufour JP. 2007. Physicochemical and quality characteristics of cold-pressed flaxseed oils. J Food Compos Anal. 20(3-4): 202-211
COVENIN. 1980. Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 1195-80: Alimentos. Determinación de nitrógeno. Método de Kjeldahl. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 17 p.
COVENIN. 1981a. Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 1785-81: Productos de cereales y leguminosas. Determinación de grasa. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 9 p.
COVENIN. 1981b. Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 1783-81: Productos de cereales y leguminosas. Determinación de cenizas. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 7 p.
COVENIN. 1982. Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 612-82: Cereales, leguminosas, oleaginosas y productos derivados. Muestreo. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 24 p.
COVENIN. 1988. Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 2499-88: Productos de cereales. Recuento de esporas de Bacilos aerobios mesófilos productores de viscosidad. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 3 p.
COVENIN. 1989a. Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 1126-89: Alimentos. Identificación y preparación de muestras para el análisis microbiológico. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 11 p.
COVENIN. 1989b. Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 1292-89: Alimentos. Aislamiento y recuento de Staphylococcus aureus
. 1era revisión. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 16 p.
COVENIN. 1993a. Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 1644-93: Alimentos. Aislamiento y recuento de Bacillus cereus
. 1era revisión. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 16 p.
COVENIN. 1993b. Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 1552-93: Alimentos. Detección y recuento de Clostridium perfringens
. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 9 p.
COVENIN. 1996. Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 1104-96: Determinación del numero mas probable de coliformes, de coliformes fecales y de Escherichia coli. 2da revisión. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 15 p.
98
Crosby GA. 2005. Lignans in food and nutrition. Food Technol. 59(5): 32-35
Damodaran S, Parkin KL, Fennema OR. 2008. Fennema’s food chemistry. 4th ed. Boca Raton, FL. USA: CRC Press. 1144 p.
Daun JK, Barthet VJ, Chornick TL, Duguid S. 2003. Structure, composition and variety development of flaxseed. En: Thompson LU, Cunnane SC. Flaxseed in human nutrition. 2nd ed. Champaign, IL. USA: AOCS Press. p. 1-40.
de Souza NE, Stevanato FB, Garcia EE, Visentainer JEL, Zara RF, Visentainer JV. 2008. Supplemental dietary flaxseed oil affects both neutral and phospholipids fatty acids in cultured tilapia. Eur J Lipid Sci Technol. 110(8): 707-713
Erbas M, Tetik N. 2005. Tarhana: A traditional and functional food. En: Fito P, Toldrá F. IntradFood-EFFoST 2005 Congress Proceedings Vol. II; 2005 October 25-28; Valencia, España: Elsevier. p 987-990
Espín JC, Soler-Rivas C, Wichers HJ, García-Viguera C. 2000. Anthocyanin-based natural colorants: a new source of antirradical activity for foodstuff. J Agric Food Chem. 48: 1588-1592.
FAO. 1970. Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación. Contenido en aminoácidos de los alimentos y datos biológicos sobre las proteínas. Roma, Italia: Servicio de Ciencia y Política de la Alimentación, Direccion de Nutrición, FAO. 84 p. Versión electrónica disponible en: www.fao.org Fecha de acceso: Feb 01, 2007
FAO. 1995.Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación. El sorgo y el mijo en la nutricion humana. Roma, Italia: Departamento de Agricultura, Colección FAO: Alimentación y nutrición Nº 27. Versión electrónica disponible en: http://www.fao.org/docrep Fecha de acceso: Ago 26, 2007
FAO-Statistics. 2007. The Statistics Division of Food and Agricultural Organization of the United Nations. Major food and agricultural commodities and producers. Rome, Italy: Food and Agricultural Organization of the United Nations. Disponible en: http://faostat.fao.org/site/339/default.aspx Fecha de acceso: Feb 17, 2010
Fitzpatrick K. 2008. Flax can lower the glycemic index of foods. Flax focus [revista electrónica]; 21(2): 6-8. Disponible vía internet desde el Flax Council of Canada. Fecha de acceso: Ago 10, 2008
99
Flax Council of Canada. 1999. Flaxseed. Storage and baking stability. Canadá: Flax Council of Canada. Disponible en: www.flaxcouncil.ca/fl_nu_in.htm Fecha de acceso: Ene 16, 2005
Flax Council of Canada. 2002a. Flax Focus [revista electrónica]; 15(1): 1-7. Disponible vía internet desde el Flax Council of Canada. Fecha de acceso: Ene 16, 2005
Flax Council of Canada. 2002b. Growing Flax, Production, Management & Diagnostic Guide. 4th Ed. Winnipeg: Flax Council of Canada and Saskatchewan Flax Development Commission. 56 p. Disponible vía internet desde: Flax Council of Canada. Fecha de acceso: Abr 21, 2008.
Flax Council of Canada. 2003. Flax Focus [revista electrónica]; 16(1): 3-5. Disponible vía internet desde el Flax Council of Canada. Fecha de acceso: Ene 16, 2005
Flax Council of Canada. 2004. Flaxseed in egg production. Disponible en: www.flaxcouncil.ca/flaxnut17.htm Fecha de acceso Ene 16, 2005
Flax Council of Canada. 2005. Flax Focus [revista electrónica]; 18(1):1-8. Disponible via internet desde: Flax Council of Canada. Fecha de acceso: Feb 24, 2006.
Flax Council of Canada. 2006. Image Catalogue. Disponible via internet desde: http://www.flaxcouncil.ca/english/index.jsp?p=imgcatalog&mp=databases Fecha de acceso: Feb 24, 2006.
Flax Council of Canada. 2008. What is flax. Canadian flax. A flax leader. Canadá: Flax Council of Canada. Disponible en: www.flaxcouncil.ca/english/index.php?p=what
Fecha de acceso: Abr 22, 2008.
Flax Council of Canada. 2009. Flax Focus [revista electrónica]; 22(1):1-8. Disponible vía internet desde el Flax Council of Canada. Fecha de acceso: Ago 01, 2009
Fokunang CN, Tomkins PT, Dixon AGO, Tembe EA, Salwa B, Nukenine EN, Horan I. 2001. Cyanogenic Potential in Food Crops and its Implication in Cassava (Manihot esculenta Crantz) Production. Pakistan J Biol Sci. 4(7): 926-930.
Frankel EN, German JB. 2006. Antioxidants in foods and health: problems and fallacies in the field. J Sci Food Agric. 86: 1999-2001.
100
Guerra M, Sangronis ET, Torres AI. 2005. Prácticas de Laboratorio de Análisis de Alimentos (PB 6281). Caracas, Venezuela: Universidad Simón Bolívar. Departamento de Tecnología de Procesos Biológicos y Bioquímicos. 117 p.
Higdon J, Lampe JW. 2005. Lignans. USA: Linus Pauling Institute Oregon State University Disponible en: http://lpi.oregonstate.edu/infocenter/
Fecha de acceso: Ene 25, 2007
Higdon J, Lupton JR. 2005. Fiber. USA: Linus Pauling Institute Oregon State University Disponible en: http://lpi.oregonstate.edu/infocenter/ Fecha de acceso: Ene 25, 2007
Higdon J, Wander RC. 2005. Essential Fatty Acids. USA: Linus Pauling Institute Oregon State University. Disponible en: http://lpi.oregonstate.edu/infocenter/ Fecha de acceso: Ene 25, 2007
Hu C, Yuan YV, Kitts DD. 2007. Antioxidant activities of the flaxseed lignan secoisolariciresinol diglucoside, its aglycone secoisolariciresinol and the mammalian lignans enterodiol and enterolactone in vitro. Food Chem Toxicol. 45(11): 2219-2227
HunterLab. 2007. Applications note. Hunter L, a, b Color scale. Virginia, USA: Hunter Associates Laboratory, Inc. Disponible en: http://www.hunterlab.com/color_theory.php
Fecha de acceso. May 20, 2008
Hutchins AM, Slavin JL. 2003. Effects of flaxseed on sex hormone metabolism. En: Thompson LU, Cunnane SC. Flaxseed in human nutrition. 2nd ed. Champaign, IL. USA: AOCS Press. p. 126-149.
Imeh U, Khokhar S. 2002. Distribution of conjugated and free phenols in fruits: antioxidant activity and cultivar variations. J Agric Food Chem. 50(22): 6301-6306
INN. 1999. Instituto Nacional de Nutrición. Tabla de composición de alimentos para uso práctico. Publicación N° 54. Serie cuadernos azules. Caracas, Venezuela. 97 p.
Ismail A, Marjan ZM, Foong CW. 2004. Total antioxidant activity and phenolic content in selected vegetables. Food Chem. 87(4): 581–586
Jiménez-Escrig A, Rincón M, Pulido R, Saura-Calixto F. 2001.Guava Fruit (Psidium guajava L.) as a new source of antioxidant dietary fiber. J Agric Food Chem. 49(11):5489-5493
Jiménez-Monreal AM, García-Diz L, Martínez-Tomé M, Mariscal M, Murcia MA. 2009. Influence of cooking methods on antioxidant activity of vegetables. J Food Sci 74(3): H97-H103
101
Jiratanan T, Liu RH. 2004. Antioxidant activity of processed table beets (Beta vulgaris var, conditiva) and green beans (Phaseolus vulgaris L.). J Agric Food Chem. 52(9): 2659-2670.
Johnsson P. 2004. Phenolic compounds in flaxseed: Chromatographic and spectroscopic analyses of glucoside conjugates [Licentiate Thesis]. Uppsala, Sweden: Swedish University of Agricultural Sciences. 35 p.
Kähkönen MP, Hopia A, Vuorela HJ, Rauha JP, Pihlaja K, Kujala TS and Heinonen M. 1999. Antioxidant activity of plant extracts containing phenolic compounds. J Agric Food Chem. 47: 3954-3962.
Kobaisy M, Oomah BD, Mazza G. 1996. Determination of cyanogenic glycosides in flaxseed by barbituric acid-pyridine, pyridine-pyrazolone, and high-performance liquid chromatography methods. J Agric Food Chem. 44: 3178-3181
Lambert JL, Ramasamy J, Paukstelis JV. 1975. Stable reagents for the colorimetric determination of cyanide by modified Konig reactions. Anal Chem. 47(6): 916-918
McKinnon P. 2008. Clothing retailer chooses linoleum for comfort and savings. Flax focus [revista electrónica]; 21(3): 8. Disponible vía internet desde el Flax Council of Canada. Fecha de acceso: Mar 08, 2009
Meagher LP, Beecher GR. 2000. Assessment of Data on the Lignan Content of Foods. J Food Composition and Analysis. 13(6): 935-947. Citado por: Crosby GA. 2005. Lignans in food and nutrition. Food Technol. 59(5): 32-35.
Merck. 1994. Manual de medios de cultivo. Darmstadt, Alemania: Merck KGaA. 296 p.
Morris DH. 2007. Flax - A health and nutrition primer. 4th ed. Winnipeg, Canada: Flax Council of Canada. 140 p.
Morris DH, Vaisey-Genser M. 2003. Availability and labeling of flaxseed food products and supplements. En: Thompson LU, Cunnane SC. Flaxseed in human nutrition. 2nd ed. Champaign, IL. USA: AOCS Press. p. 404-422.
Murkovic M, Piironen V. Lampi AM, Kraushofer T, Sontag G. 2004. Changes in chemical composition of pumpkin seeds during the roasting process for production of pumpkin seed oil (Part 1: non-volatile compounds). Food Chem. 84:359-365
102
Oomah BD, Kenaschuk EO, Mazza G. 1995. Phenolic acids in flaxseed. J Agric Food Chem. 43:2013-2019
Oomah BD, Mazza G. 1998. Flaxseed products for disease prevention. En: Mazza G. Functional foods. Biochemical & Processing aspects. Penn.USA: Technomic Pub. Co. p 91-138
Oomah BD. 2001. Flaxseed as a functional food source. J Sci Food Agric. 81:889-894
Oplinger ES, Oelke EA, Doll JD, Bundy LG, Schuler RT. 1992. Flax. Alternative field crops manual. University of Wisconsin, University of Minnesota. Disponible en: http://corn.agronomy.wisc.edu/AlternativeCrops/Flax.htm.
Fecha de acceso: Ene 10, 2007.
Ozcelik B, Lee JH, Min DB. 2003. Effects of light, oxygen and pH on the absorbance of 2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl. J Food Sci. 68(2): 487-490.
Padilla FC, Rincón AM, Bou-Rached L. 2008. Contenido de polifenoles y actividad antioxidante de varias semillas y nueces. Arch Latinoam Nutr 58(3): 303-308
Palacios RC, Perales MJ, Belloso G. 2004. Elaboración de galletas enriquecidas con linaza (Linum usittatissimum). Tesis de Licenciatura. Universidad De Oriente, Maturín, Venezuela. 48 p.
Potter NN, Hotchkiss JH. 1999. Ciencia de los alimentos. 5ta ed. Zaragoza, España: Editorial Acribia, S.A. 667 p.
Prasad K. 2000. Antioxidant activity of secoisolariciresinol diglucoside-derived metabolites, secoisolariciresinol, enterodiol, and enterolactone. Int J of Angiology 9: 220-225 Disponible en: http://www.springerlink.com/content/r32322234800p710/
Fecha de acceso: Feb 06, 2010.
Primo-Yúfera E. 1998. Química de los alimentos. España: Editorial Síntesis, S.A. 451 p.
Ratnayake WMN, Behrens WA, Fischer PWF, L’Abbe MR, Mongeau R, Beare-Rogers JL. 1992. Flaxseed: chemical stability and nutritional properties. Proc. Flax Inst. 54:37-47
Reid DS, Fennema OR. 2008. Water and ice. En: Damodaran S, Parkin KL, Fennema OR. Fennema’s food chemistry. 4th ed. Boca Raton: CRC Press. p 17-82
103
Rimac S, Režek A, Lelas V, Dragovi V. 2005. Polyphenols profile of fig´s jam eriched with carob powder. En: Fito P, Toldrá F. IntradFood-EFFoST 2005 Congress Proceedings Vol. II; 2005 October 25-28; Valencia, España: Elsevier. p 1187-90
Saarinen N, Mäkelä S, Santti R. 2003. Mechanism of anticancer effects of lignans with a special emphasis on breast cancer. En: Thompson LU, Cunnane SC. Flaxseed in human nutrition. 2nd ed. Champaign, IL. USA: AOCS Press. p 223-231.
Salta FN, Chiou A, Mylona A, Boskou G, Andrikopoulos NK. 2005. Enrichment of vegetable oils with polyphenolic extract from olive leaves. En: Fito P, Toldrá F. IntradFood-EFFoST 2005 Congress Proceedings Vol. II; 2005 October 25-28; Valencia, España: Elsevier. p 971-74
Sanabria NS. 2006. Caracterización de la harina de manaca (Euterpe oleracea Mart) obtenida por deshidratación solar. Tesis de Maestría. Universidad Simón Bolívar, Caracas, Venezuela. 132 p.
Sanabria NS, Sangronis E. 2005. Antioxidants compounds in Acaí (Euterpe Oleracea Mart). En: Fito P, Toldrá F. IntradFood-EFFoST 2005 Congress Proceedings Vol. II; 2005 October 25-28; Valencia, España: Elsevier. p 1127-1129
Sanabria NS, Sangronis E. 2007. Caracterización del acai o manaca (Euterpe olerácea Mart.): un fruto del Amazonas. Arch Latinoam Nutr. 57(1): 94-98
Sánchez-Moreno C, Larrauri JA, Saura-Calixto F. 1998. A procedure to measure the antiradical efficiency of polyphenols. J Sci Food Agric. 76: 270-276
Sánchez-Moreno C, Larrauri JA, Saura-Calixto F. 1999a. Free radical scavenging capacity and inhibition of lipid oxidation of wines, grape juices and related polyphenolic constituents. Food Res Int. 32: 407-412
Sánchez-Moreno C, Larrauri JA, Saura-Calixto F. 1999b. Free radical scavenging capacity of selected red, rosé and white wines. J Sci Food Agric. 79: 1301-1304
Singleton VL, Orthofer R, Lamuela-Raventos RM. 1999. Analysis of total phenols and other oxidation substrates and antioxidants by means of Folin-Ciocalteu reagent. Meth Enzymol. 299: 152-178.
Singleton VL, Rossi JA. 1965. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosohotungstic acid reagents. Am J Enol Vitic 16: 144-158.
104
Soong YY, Barlow PJ. 2004. Antioxidant activity and phenolic content of selected fruit seeds. Food Chem. 88: 411-417.
Strandås C, Kamal-Eldin A, Andersson R, Åman P. 2008. Composition and properties of flaxseed phenolic oligomers. Food Chem 110: 106-112
Thompson LU. 2003. Flaxseed, lignans, and cancer. En: Thompson LU, Cunnane SC. Flaxseed in human nutrition. 2nd ed. Champaign, IL. USA: AOCS Press. p. 194-222.
Turner JA. 1996. Flax main stem growth stages. Canadá: Flax council of Canada. Disponible en: www.flaxcouncil.ca/images Fecha de acceso: Abr 08, 2005
UNAM. 2008. Universidad Nacional Autónoma de México. Hoja de Seguridad XX Cianuro de hidrógeno y cianuros. Disponible en: http://www.quimica.unam.mx/IMG/pdf/20cianuros.pdf Fecha de acceso: Feb 07, 2010
Vaisey-Genser M, Morris DH. 1997. Flaxseed. Health, nutrition and functionality. Winnipeg, Canada: Flax Council of Canada. 95 p.
Valavanidis A, Vlachogianni T, Psomas A, Zovoili A, Siatis V. 2009. Polyphenolic profile and antioxidant activity of five apple cultivars grown under organic and conventional agricultural practices. Int J Food Sci Tech. 44: 1167-1175
Velioglu YS, Mazza G, Gao L, Oomah BD. 1998. Antioxidant activity and total phenolics in selected fruits, vegetables, and grain products. J Agric Food Chem. 46(10): 4113-4117
Wanasundara PKJPD, Shahidi F. 2003. Flaxseed proteins: potencial food aplications and process-induced changes. En: Thompson LU, Cunnane SC. Flaxseed in human nutrition. 2nd ed. Champaign, IL. USA: AOCS Press. p. 387-403.
Xu BJ, Chang SKC. 2008. Total phenolic content and antioxidant properties of Eclipse black beans (Phaseolus vulgaris L.) as affected by processing methods. J Food Sci. 73(2): H19-H27
Xu Y, Hall C, Wolf-Hall C. 2008. Antifungal activity stability of flaxseed protein extract using response surface methodology. J Food Sci 73(1): M9-M14.
Yamashita T, Sano T, Hashimoto T, Kanazawa K. 2007. Development of a method to remove
cyanogen glycosides from flaxseed meal. Int J Food Sci Tech. 42: 70-75
ANEXOS
106 Anexo 1. Hoja de diseño experimental.
Cor
rida
Tipo de Semilla Procesamiento
Semillas Extracto
Muc
ílago
Gra
sa
HC
N
Polif
enol
es
DPP
H
Muc
ílago
H
CN
Polif
enol
es
DPP
H
Prot
eína
s So
lubl
es
1 Nacional Molida. Remojo en agua caliente 2 Importada Molida. Remojo en agua caliente 3 Importada Molida. Remojo en agua caliente 4 Nacional Entera. Remojo en agua fría 5 Importada Cocción 6 Nacional Entera. Remojo en agua caliente 7 Importada Molida. Remojo en agua fría 8 Importada Cocción 9 Nacional Entera. Remojo en agua caliente 10 Nacional Molida. Remojo en agua caliente 11 Importada Entera. Remojo en agua caliente 12 Nacional Tostada 13 Nacional Molida. Remojo en agua fría 14 Importada Entera. Remojo en agua fría 15 Importada Entera. Remojo en agua caliente 16 Nacional Tostada 17 Nacional Cocción 18 Importada Tostada 19 Nacional Molida. Remojo en agua fría 20 Nacional Entera. Remojo en agua fría 21 Importada Tostada 22 Importada Entera. Remojo en agua fría 23 Nacional Cocción 24 Importada Molida. Remojo en agua fría
107
Anexo 2. Resultados de los análisis estadísticos aplicados: Prueba t de dos muestras independientes. Color
(Parámetro L) Two-Sample T-Test and CI Sample N Mean StDev SE Mean 1 3 52,2000 0,0200 0,012 2 3 40,4700 0,0900 0,052 Difference = mu (1) - mu (2) Estimate for difference: 11,7300 95% CI for difference: (11,5822; 11,8778) T-Test of difference = 0 (vs not =): T-Value = 220,37 P-Value = 0,000 DF = 4
(Parámetro a) Two-Sample T-Test and CI Sample N Mean StDev SE Mean 1 3 5,3500 0,0300 0,017 2 3 4,6800 0,0300 0,017 Difference = mu (1) - mu (2) Estimate for difference: 0,670000 95% CI for difference: (0,601991; 0,738009) T-Test of difference = 0 (vs not =): T-Value = 27,35 P-Value = 0,000 DF = 4
(Parámetro b) Two-Sample T-Test and CI Sample N Mean StDev SE Mean 1 3 7,9800 0,0300 0,017 2 3 4,8300 0,0500 0,029 Difference = mu (1) - mu (2) Estimate for difference: 3,15000 95% CI for difference: (3,05653; 3,24347) T-Test of difference = 0 (vs not =): T-Value = 93,57 P-Value = 0,000 DF = 4
Proteínas Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semilla N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 0,0997850 0,178235 0,616611 Importada 6 0,0546820 0,093261 0,266814 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 3,65; valor p = 0,188 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 2,12; valor p = 0,179
108
T de dos muestras para Proteínas Media del Error Semilla N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 22,309 0,178 0,080 Importada 6 21,4678 0,0933 0,038 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 0,8412 IC de 95% para la diferencia: (0,6527; 1,0298) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 10,09 Valor P = 0,000 GL = 9 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,1377
Grasas Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semilla N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 0,148084 0,264505 0,915068 Importada 6 0,195387 0,333235 0,953366 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,63; valor p = 0,675 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,00; valor p = 0,947 T de dos muestras para Grasa Media del Error Semilla N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 40,664 0,265 0,12 Importada 6 43,463 0,333 0,14 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: -2,800 IC de 95% para la diferencia: (-3,217; -2,382) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -15,18 Valor P = 0,000 GL = 9
Cenizas Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semillas N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 6 0,0122588 0,0209075 0,0598153 Importada 6 0,0073070 0,0124622 0,0356537 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 2,81; valor p = 0,281 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 1,26; valor p = 0,287
109
T de dos muestras para Cenizas Media del Error Semillas N Media Desv.Est. estándar Criolla 6 3,2158 0,0209 0,0085 Importada 6 3,2745 0,0125 0,0051 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: -0,05877 IC de 95% para la diferencia: (-0,08091; -0,03663) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -5,91 Valor P = 0,000 GL = 10 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,0172
Fibra Dietaria Total Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semillatipo N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 3 0,437529 0,915892 8,16630 Importada 3 0,396009 0,828977 7,39134 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 1,22; valor p = 0,901 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,01; valor p = 0,936 T de dos muestras para FibraTotal Media del Error Semillatipo N Media Desv.Est. estándar Criolla 3 33,544 0,916 0,53 Importada 3 31,974 0,829 0,48 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 1,570 IC de 95% para la diferencia: (-0,410; 3,551) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 2,20 Valor P = 0,092 GL = 4 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,8735
Fibra insoluble Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semillatipo N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 3 0,066988 0,140228 1,25031 Importada 3 0,426282 0,892348 7,95637 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,02; valor p = 0,048
110
Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,80; valor p = 0,422 T de dos muestras para F_Insoluble Media del Error Semillatipo N Media Desv.Est. estándar Criolla 3 17,271 0,140 0,081 Importada 3 16,385 0,892 0,52 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 0,886 IC de 95% para la diferencia: (-0,562; 2,334) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 1,70 Valor P = 0,165 GL = 4 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,6387
Fibra soluble Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semillatipo N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 3 0,499516 1,04565 9,32326 Importada 3 0,086042 0,18011 1,60594 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 33,70; valor p = 0,058 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,88; valor p = 0,401 T de dos muestras para F_Soluble Media del Error Semillatipo N Media Desv.Est. estándar Criolla 3 16,27 1,05 0,60 Importada 3 15,589 0,180 0,10 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 0,684 IC de 95% para la diferencia: (-1,017; 2,385) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 1,12 Valor P = 0,327 GL = 4 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,7503
Mucílago Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares S_tipo N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 0,401460 0,717083 2,48078 Importada 5 0,362426 0,647361 2,23958
111
Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 1,23; valor p = 0,848 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,18; valor p = 0,685 T de dos muestras para Mucilago Media del Error S_tipo N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 20,994 0,717 0,32 Importada 5 24,379 0,647 0,29 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: -3,385 IC de 95% para la diferencia: (-4,381; -2,389) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -7,84 Valor P = 0,000 GL = 8 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,6831
Minerales
(Sodio, Na) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semilla N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 6,37508 11,3871 39,3942 Importada 5 1,91591 3,4222 11,8392 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 11,07; valor p = 0,039 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 5,83; valor p = 0,042 T de dos muestras para Na Media del Error Semilla N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 46,6 11,4 5,1 Importada 5 55,75 3,42 1,5 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: -9,12 IC de 95% para la diferencia: (-23,89; 5,64) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -1,72 Valor P = 0,161 GL = 4
(Potasio, K) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares
112
Semilla N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 14,5718 26,0280 90,0451 Importada 5 7,2639 12,9746 44,8863 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 4,02; valor p = 0,206 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 1,31; valor p = 0,285 T de dos muestras para K Media del Error Semilla N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 2227,4 26,0 12 Importada 5 2221,6 13,0 5,8 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 5,8 IC de 95% para la diferencia: (-24,2; 35,8) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 0,44 Valor P = 0,669 GL = 8 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 20,5645
(Magnesio, Mg) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semilla N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 6,70136 11,9699 41,4104 Importada 5 3,78079 6,7532 23,3630 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 3,14; valor p = 0,293 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 1,39; valor p = 0,272 T de dos muestras para Mg Media del Error Semilla N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 388,2 12,0 5,4 Importada 5 390,64 6,75 3,0 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: -2,41 IC de 95% para la diferencia: (-16,59; 11,76) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -0,39 Valor P = 0,705 GL = 8 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 9,7181
113
(Calcio, Ca) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semilla N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 1,14313 2,04185 7,0639 Importada 5 2,35477 4,20605 14,5510 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,24; valor p = 0,190 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,78; valor p = 0,403 T de dos muestras para Ca Media del Error Semilla N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 239,51 2,04 0,91 Importada 5 239,39 4,21 1,9 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 0,13 IC de 95% para la diferencia: (-4,70; 4,95) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 0,06 Valor P = 0,953 GL = 8 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 3,3061
(Cromo, Cr) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semilla N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 3 0,0303217 0,0634734 0,565942 Importada 5 0,0517193 0,0923803 0,319594 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,47; valor p = 0,691 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,46; valor p = 0,521 T de dos muestras para Cr Media del Error Semilla N Media Desv.Est. estándar Criolla 3 0,2326 0,0635 0,037 Importada 5 0,3150 0,0924 0,041 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: -0,0824 IC de 95% para la diferencia: (-0,2322; 0,0675) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -1,35 Valor P = 0,227 GL = 6 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,0839
114
(Zinc, Zn) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Tipo_Sem N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 0,204543 0,365353 1,26395 Importada 5 0,236233 0,421956 1,45978 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,75; valor p = 0,787 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,01; valor p = 0,933 T de dos muestras para Zn Media del Error Tipo_Sem N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 8,295 0,365 0,16 Importada 5 7,293 0,422 0,19 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 1,002 IC de 95% para la diferencia: (0,427; 1,578) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 4,02 Valor P = 0,004 GL = 8 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,3947
(Hierro, Fe) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Tipo_Sem N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 0,649858 1,16077 4,01573 Importada 5 0,885360 1,58142 5,47099 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,54; valor p = 0,564 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,46; valor p = 0,515 T de dos muestras para Fe Media del Error Tipo_Sem N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 15,82 1,16 0,52 Importada 5 12,41 1,58 0,71 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 3,407 IC de 95% para la diferencia: (1,384; 5,430) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 3,88 Valor P = 0,005 GL = 8 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 1,3871
115
(Cobre, Cu) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Tipo_Sem N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 0,0428218 0,076488 0,264613 Importada 5 0,0928170 0,165788 0,573553 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,21; valor p = 0,163 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 2,62; valor p = 0,144 T de dos muestras para Cu Media del Error Tipo_Sem N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 0,9112 0,0765 0,034 Importada 5 1,252 0,166 0,074 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: -0,3405 IC de 95% para la diferencia: (-0,5287; -0,1522) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -4,17 Valor P = 0,003 GL = 8 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,1291
(Manganeso, Mn) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Tipo_Sem N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 0,0427172 0,0763009 0,263967 Importada 5 0,0194953 0,0348223 0,120469 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 4,80; valor p = 0,158 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 1,60; valor p = 0,241 T de dos muestras para Mn Media del Error Tipo_Sem N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 3,8536 0,0763 0,034 Importada 5 3,1565 0,0348 0,016 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 0,6972 IC de 95% para la diferencia: (0,6107; 0,7837) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 18,59 Valor P = 0,000 GL = 8 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,0593
116
(Fósforo, P) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares TipoSem N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 3 0,607706 1,27213 11,3426 Importada 5 0,465943 0,83226 2,8792 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 2,34; valor p = 0,425 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,13; valor p = 0,733 T de dos muestras para P Media del Error TipoSem N Media Desv.Est. estándar Criolla 3 524,07 1,27 0,73 Importada 5 490,637 0,832 0,37 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 33,433 IC de 95% para la diferencia: (31,645; 35,221) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 45,75 Valor P = 0,000 GL = 6 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 1,0006
(Selenio, Se) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares tipoSemilla N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 3 0,0002440 0,0005108 0,0045542 Importada 3 0,0001800 0,0003769 0,0033604 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 1,84; valor p = 0,705 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,13; valor p = 0,736 T de dos muestras para Se Media del Error tipoSemilla N Media Desv.Est. estándar Criolla 3 0,025828 0,000511 0,00029 Importada 3 0,026167 0,000377 0,00022 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: -0,000339 IC de 95% para la diferencia: (-0,001357; 0,000678) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -0,93 Valor P = 0,407 GL = 4 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,0004
117
Ácidos Grasos
(Palmítico) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares C1 N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 2 0,0043334 0,0108236 0,69085 Import 2 0,0189799 0,0474063 3,02586 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,05; valor p = 0,286 * NOTA * No se puede calcular la prueba de Levene para estos datos. T de dos muestras para Importada Media del Error C1 N Media Desv.Est. estándar Criolla 2 4,6313 0,0108 0,0077 Import 2 5,0428 0,0474 0,034 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Import) Estimado de la diferencia: -0,4115 IC de 95% para la diferencia: (-0,5594; -0,2635) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -11,97 Valor P = 0,007 GL = 2 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,0344
(Esteárico) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares C1 N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 2 0,0076415 0,0190862 1,21824 Import 2 0,0269840 0,0673980 4,30189 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,08; valor p = 0,351 * NOTA * No se puede calcular la prueba de Levene para estos datos. T de dos muestras para Esteárico Media del Error C1 N Media Desv.Est. estándar Criolla 2 2,7476 0,0191 0,013 Import 2 2,8556 0,0674 0,048 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Import) Estimado de la diferencia: -0,1080 IC de 95% para la diferencia: (-0,3211; 0,1052) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -2,18 Valor P = 0,161 GL = 2 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,0495
118
(Oleico) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares C1 N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 2 0,181227 0,452652 28,8919 Import 2 0,205533 0,513361 32,7669 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,78; valor p = 0,920 * NOTA * No se puede calcular la prueba de Levene para estos datos. T de dos muestras para Oleico Media del Error C1 N Media Desv.Est. estándar Criolla 2 14,216 0,453 0,32 Import 2 14,009 0,513 0,36 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Import) Estimado de la diferencia: 0,206 IC de 95% para la diferencia: (-1,876; 2,289) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 0,43 Valor P = 0,711 GL = 2 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,4840
(Linoleico) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares C1 N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 2 0,0243214 0,0607478 3,87742 Import 2 0,0338351 0,0845100 5,39412 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,52; valor p = 0,794 * NOTA * No se puede calcular la prueba de Levene para estos datos. T de dos muestras para Linoleico Media del Error C1 N Media Desv.Est. estándar Criolla 2 16,5002 0,0607 0,043 Import 2 16,5161 0,0845 0,060 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Import) Estimado de la diferencia: -0,0159 IC de 95% para la diferencia: (-0,3325; 0,3008) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -0,22 Valor P = 0,849 GL = 2 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,0736
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(α-linolénico) Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares C1 N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 2 0,144931 0,361994 23,1054 Import 2 0,125734 0,314047 20,0450 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 1,33; valor p = 0,910 * NOTA * No se puede calcular la prueba de Levene para estos datos. T de dos muestras para alfa-linolénico Media del Error C1 N Media Desv.Est. estándar Criolla 2 61,905 0,362 0,26 Import 2 61,576 0,314 0,22 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Import) Estimado de la diferencia: 0,329 IC de 95% para la diferencia: (-1,129; 1,787) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 0,97 Valor P = 0,434 GL = 2 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 0,3389
Polifenoles Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Semilla_tipo N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 3 21,6206 45,2591 403,540 Importada 3 27,3032 57,1546 509,603 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,63; valor p = 0,771 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 0,12; valor p = 0,748 T de dos muestras para Polifenoles Media del Error Semilla_tipo N Media Desv.Est. estándar Criolla 3 1655,0 45,3 26 Importada 3 1435,0 57,2 33 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: 220,0 IC de 95% para la diferencia: (103,1; 336,8) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = 5,23 Valor P = 0,006 GL = 4 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 51,5511
120
HCN Intervalos de confianza de Bonferroni de 95% para desviaciones estándares Sem_tipo N Inferior Desv.Est. Superior Criolla 5 0,44533 0,79545 2,75190 Importada 5 1,19891 2,14148 7,40854 Prueba F (distribución normal) Estadística de prueba = 0,14; valor p = 0,081 Prueba de Levene (cualquier distribución continua) Estadística de prueba = 1,87; valor p = 0,208 T de dos muestras para HCN Media del Error Sem_tipo N Media Desv.Est. estándar Criolla 5 37,619 0,795 0,36 Importada 5 39,38 2,14 0,96 Diferencia = mu (Criolla) - mu (Importada) Estimado de la diferencia: -1,76 IC de 95% para la diferencia: (-4,11; 0,60) Prueba T de diferencia = 0 (vs. no =): Valor T = -1,72 Valor P = 0,124 GL = 8 Ambos utilizan Desv.Est. agrupada = 1,6153
Capacidad Antioxidante
(EC50) 95% Bonferroni confidence intervals for standard deviations Muestra N Lower StDev Upper Criolla 3 0,057469 0,120301 1,07263 Imp 3 0,132013 0,276348 2,46398 F-Test (normal distribution) Test statistic = 0,19; p-value = 0,319 Levene's Test (any continuous distribution) Test statistic = 1,03; p-value = 0,368 Two-sample T for EC50 Muestra N Mean StDev SE Mean Criolla 3 6,571 0,120 0,069 Imp 3 3,879 0,276 0,16 Difference = mu (Criolla) - mu (Imp) Estimate for difference: 2,69240 95% CI for difference: (2,20927; 3,17553) T-Test of difference = 0 (vs not =): T-Value = 15,47 P-Value = 0,000 DF = 4 Both use Pooled StDev = 0,2131
121
(TEC50) 95% Bonferroni confidence intervals for standard deviations Muestra N Lower StDev Upper Criolla 3 0,26211 0,5487 4,892 Imp 3 5,50864 11,5314 102,816 F-Test (normal distribution) Test statistic = 0,00; p-value = 0,005 Levene's Test (any continuous distribution) Test statistic = 2,06; p-value = 0,225 Two-sample T for TEC50 Muestra N Mean StDev SE Mean Criolla 3 112,139 0,549 0,32 Imp 3 115,2 11,5 6,7 Difference = mu (Criolla) - mu (Imp) Estimate for difference: -3,06733 95% CI for difference: (-31,74530; 25,61064) T-Test of difference = 0 (vs not =): T-Value = -0,46 P-Value = 0,691 DF = 2
(AE) 95% Bonferroni confidence intervals for standard deviations Muestra N Lower StDev Upper Criolla 3 0,0000130 0,0000271 0,0002417 Imp 3 0,0000788 0,0001649 0,0014707 F-Test (normal distribution) Test statistic = 0,03; p-value = 0,053 Levene's Test (any continuous distribution) Test statistic = 0,80; p-value = 0,422 Two-sample T for AE Muestra N Mean StDev SE Mean Criolla 3 0,0013574 0,0000271 0,000016 Imp 3 0,002253 0,000165 0,000095 Difference = mu (Criolla) - mu (Imp) Estimate for difference: -0,000896 95% CI for difference: (-0,001164; -0,000628) T-Test of difference = 0 (vs not =): T-Value = -9,28 P-Value = 0,001 DF = 4 Both use Pooled StDev = 0,0001
122
Anexo 3. Resultados de los análisis estadísticos aplicados: ANOVA multifactorial para mucílago y grasa en semillas procesadas.
Mucílago en Semillas Procesadas Analysis of Variance for Mucilago_Semilla - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Tipo 0,474067 1 0,474067 0,20 0,6661 B:Procesamiento 28,4204 3 9,47346 4,01 0,0517 INTERACTIONS AB 16,0962 3 5,3654 2,27 0,1574 RESIDUAL 18,9086 8 2,36357 TOTAL (CORRECTED) 63,8992 15 All F-ratios are based on the residual mean square error.
Grasa en Semillas Procesadas Analysis of Variance for Col_3 - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Tipo 108,93 1 108,93 10,63 0,0311 B:Procesamiento 1,72934 1 1,72934 0,17 0,7023 INTERACTIONS AB 2,14235 1 2,14235 0,21 0,6712 RESIDUAL 40,9871 4 10,2468 TOTAL (CORRECTED) 153,788 7 All F-ratios are based on the residual mean square error. Multiple Range Tests for Col_3 by Tipo Method: 95,0 percent Duncan Tipo Count LS Mean LS Sigma Homogeneous Groups Nacional 4 34,4754 1,60053 X Importada 4 41,8554 1,60053 X Contrast Sig. Difference Importada - Nacional * 7,38003 * denotes a statistically significant difference.
123
Anexo 4. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación de polifenoles en semillas procesadas. Analysis of Variance for Polifenoles - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Tipo 547381, 1 547381, 197,55 0,0000 B:Procesamiento 1,62427E6 5 324854, 117,24 0,0000 INTERACTIONS AB 182803, 5 36560,6 13,19 0,0002 RESIDUAL 33250,0 12 2770,83 TOTAL (CORRECTED) 2,38771E6 23 All F-ratios are based on the residual mean square error. Variance Check Test P-Value Bartlett's 3,14626 0,520932 ANOVA Table for Polifenoles by Col_4 Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value Between groups 2,35446E6 11 214041, 77,25 0,0000 Within groups 33250,0 12 2770,83 Total (Corr.) 2,38771E6 23 Multiple Range Tests for Respuesta by Factor Method: 95,0 percent Duncan Col_4 Count Mean Homogeneous Groups Xii 2 425,049 X II 2 560,023 X VI 2 580,912 X Viii 2 819,515 X I 2 830,025 X VII 2 831,275 X Xi 2 871,334 X IV 2 917,335 X iX 2 1049,18 X X 2 1270,64 X V 2 1286,49 X III 2 1540,94 X
Contrast Sig. Difference I - II <* 270,002 I - III <* -710,92 I - IV -87,3099 I - V <* -456,465 I - VI <* 249,113 I - VII -1,24985 I - Viii 10,5099 I - X <* -440,611 I - Xi -41,3091 I - Xii <* 404,976 I - iX <* -219,155 II - III <* -980,922
124
II - IV <* -357,312 II - V <* -726,467 II - VI -20,8887 II - VII <* -271,252 II - Viii <* -259,492 II - X <* -710,613 II - Xi <* -311,311 II - Xii <* 134,974 II - iX <* -489,157 III - IV <* 623,61 III - V <* 254,455 III - VI <* 960,033 III - VII <* 709,67 III - Viii <* 721,429 III - X <* 270,309 III - Xi <* 669,61 III - Xii <* 1115,9 III - iX <* 491,764 IV - V <* -369,155 IV - VI <* 336,423 IV - VII 86,06 IV - Viii 97,8197 IV - X <* -353,301 IV - Xi 46,0007 IV - Xii <* 492,286 IV - iX <* -131,845 V - VI <* 705,578 V - VII <* 455,215 V - Viii <* 466,975 V - X 15,8541 V - Xi <* 415,156 V - Xii <* 861,441 V - iX <* 237,31 VI - VII <* -250,363 VI - Viii <* -238,603 VI - X <* -689,724 VI - Xi <* -290,422 VI - Xii <* 155,863 VI - iX <* -468,269 VII - Viii 11,7598 VII - X <* -439,361 VII - Xi -40,0593 VII - Xii <* 406,226 VII - iX <* -217,905 Viii - X <* -451,121 Viii - Xi -51,819 Viii - Xii <* 394,466 Viii - iX <* -229,665 X - Xi <* 399,302 X - Xii <* 845,587 X - iX <* 221,456 Xi - Xii <* 446,285 Xi - iX <* -177,846 Xii - iX <* -624,132 * denotes a statistically significant difference.
125
Anexo 5. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación de HCN en semillas procesadas. Analysis of Variance for HCN - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Tipo 2,36674 1 2,36674 1,23 0,2887 B:Procesamiento 829,255 5 165,851 86,35 0,0000 INTERACTIONS AB 1541,68 5 308,336 160,53 0,0000 RESIDUAL 23,0494 12 1,92079 TOTAL (CORRECTED) 2396,35 23 All F-ratios are based on the residual mean square error. Variance Check Test P-Value Bartlett's 3,57471 0,416622 ANOVA Table for Respuesta by Factor Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value Between groups 2373,3 11 215,755 112,33 0,0000 Within groups 23,0494 12 1,92079 Total (Corr.) 2396,35 23 Multiple Range Tests for Respuesta by Factor Method: 95,0 percent Duncan Factor Count Mean Homogeneous Groups iX 2 7,17355 X VII 2 7,41095 X VI 2 8,7236 X II 2 8,84845 X Xi 2 9,71845 X III 2 14,8618 X X 2 15,8383 XX I 2 18,0622 X Viii 2 22,7546 X Xii 2 23,7015 X V 2 29,2056 X IV 2 41,0217 X Contrast Sig. Difference I - II <* 9,2138 I - III <* 3,2005 I - IV <* -22,9595 I - V <* -11,1433 I - VI <* 9,33865 I - VII <* 10,6513 I - Viii <* -4,6923 I - X 2,22395 I - Xi <* 8,3438 I - Xii <* -5,63925 I - iX <* 10,8887 II - III <* -6,0133 II - IV <* -32,1733 II - V <* -20,3571
126
II - VI 0,12485 II - VII 1,4375 II - Viii <* -13,9061 II - X <* -6,98985 II - Xi -0,87 II - Xii <* -14,8531 II - iX 1,6749 III - IV <* -26,16 III - V <* -14,3438 III - VI <* 6,13815 III - VII <* 7,4508 III - Viii <* -7,8928 III - X -0,97655 III - Xi <* 5,1433 III - Xii <* -8,83975 III - iX <* 7,6882 IV - V <* 11,8161 IV - VI <* 32,2981 IV - VII <* 33,6108 IV - Viii <* 18,2672 IV - X <* 25,1834 IV - Xi <* 31,3033 IV - Xii <* 17,3202 IV - iX <* 33,8482 V - VI <* 20,482 V - VII <* 21,7946 V - Viii <* 6,45105 V - X <* 13,3673 V - Xi <* 19,4871 V - Xii <* 5,5041 V - iX <* 22,032 VI - VII 1,31265 VI - Viii <* -14,031 VI - X <* -7,1147 VI - Xi -0,99485 VI - Xii <* -14,9779 VI - iX 1,55005 VII - Viii <* -15,3436 VII - X <* -8,42735 VII - Xi -2,3075 VII - Xii <* -16,2906 VII - iX 0,2374 Viii - X <* 6,91625 Viii - Xi <* 13,0361 Viii - Xii -0,94695 Viii - iX <* 15,581 X - Xi <* 6,11985 X - Xii <* -7,8632 X - iX <* 8,66475 Xi - Xii <* -13,983 Xi - iX 2,5449 Xii - iX <* 16,5279 * denotes a statistically significant difference.
127
Anexo 6. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación de la Capacidad Antioxidante en semillas procesadas.
6.1. EC50
Analysis of Variance for EC50 - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Procesamiento 72,0412 5 14,4082 52,51 0,0000 B:Tipo 29,843 1 29,843 108,75 0,0000 INTERACTIONS AB 161,428 5 32,2857 117,65 0,0000 RESIDUAL 3,29298 12 0,274415 TOTAL (CORRECTED) 266,605 23 All F-ratios are based on the residual mean square error.
Variance Check Test P-Value Bartlett's 4,75724 0,247106 ANOVA Table for EC50 by Factor_Unifactorial Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value Between groups 263,312 11 23,9375 87,23 0,0000 Within groups 3,29298 12 0,274415 Total (Corr.) 266,605 23 Multiple Range Tests for EC50 by Factor_Unifactorial Method: 95,0 percent Duncan Level Count Mean Homogeneous Groups IV 2 1,62925 X V 2 4,845 X Viii 2 5,75 X Xi 2 7,0125 X I 2 7,245 X III 2 7,491 X Xii 2 7,58 X VI 2 7,99 X VII 2 10,28 X iX 2 10,74 XX II 2 11,1825 XX X 2 11,5925 X Contrast Sig. Difference I - II <* -3,9375 I - III <* 5,9645 I - IV <* 5,61575 I - V <* 2,4 I - VI -0,745 I - VII <* -3,035 I - Viii <* 1,495 I - X <* -4,3475 I - Xi 0,2325 I - Xii -0,335
128
I - iX <* -3,495 II - III <* 9,902 II - IV <* 9,55325 II - V <* 6,3375 II - VI <* 3,1925 II - VII 0,9025 II - Viii <* 5,4325 II - X -0,41 II - Xi <* 4,17 II - Xii <* 3,6025 II - iX 0,4425 III - IV -0,34875 III - V <* -3,5645 III - VI <* -6,7095 III - VII <* -8,9995 III - Viii <* -4,4695 III - X <* -10,312 III - Xi <* -5,732 III - Xii <* -6,2995 III - iX <* -9,4595 IV - V <* -3,21575 IV - VI <* -6,36075 IV - VII <* -8,65075 IV - Viii <* -4,12075 IV - X <* -9,96325 IV - Xi <* -5,38325 IV - Xii <* -5,95075 IV - iX <* -9,11075 V - VI <* -3,145 V - VII <* -5,435 V - Viii -0,905 V - X <* -6,7475 V - Xi <* -2,1675 V - Xii <* -2,735 V - iX <* -5,895 VI - VII <* -2,29 VI - Viii <* 2,24 VI - X <* -3,6025 VI - Xi 0,9775 VI - Xii 0,41 VI - iX <* -2,75 VII - Viii <* 4,53 VII - X <* -1,3125 VII - Xi <* 3,2675 VII - Xii <* 2,7 VII - iX -0,46 Viii - X <* -5,8425 Viii - Xi <* -1,2625 Viii - Xii <* -1,83 Viii - iX <* -4,99 X - Xi <* 4,58 X - Xii <* 4,0125 X - iX 0,8525 Xi - Xii -0,5675 Xi - iX <* -3,7275 Xii - iX <* -3,16 * denotes a statistically significant difference.
129
6.2. TEC50 Analysis of Variance for Tec50 - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Procesamiento 4286,28 5 857,257 5,96 0,0054 B:Tipo 837,229 1 837,229 5,82 0,0328 INTERACTIONS AB 5419,11 5 1083,82 7,53 0,0021 RESIDUAL 1727,38 12 143,948 TOTAL (CORRECTED) 12270,0 23 All F-ratios are based on the residual mean square error. Variance Check Test P-Value Bartlett's 10,4431 0,368126 ANOVA Table for Tec50 by Factor_Unifactorial Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value Between groups 10542,6 11 958,421 6,66 0,0014 Within groups 1727,38 12 143,948 Total (Corr.) 12270,0 23
Multiple Range Tests for Tec50 by Factor_Unifactorial Method: 95,0 percent Duncan Level Count Mean Homogeneous Groups IV 2 87,8121 X Xi 2 90,3035 XX VI 2 94,8102 XX VII 2 95,231 XX Viii 2 95,3354 XX Xii 2 100,91 XX I 2 103,482 XX III 2 105,407 XX X 2 111,565 XX iX 2 115,042 XX II 2 118,141 X V 2 169,775 X Contrast Sig. Difference I - II -14,6598 I - III -1,92535 I - IV 15,6696 I - V <* -66,2938 I - VI 8,67145 I - VII 8,25065 I - Viii 8,14625 I - X -8,0831 I - Xi 13,1781 I - Xii 2,57135 I - iX -11,5608 II - III 12,7345 II - IV <* 30,3294 II - V <* -51,634 II - VI 23,3313 II - VII 22,9105
130
II - Viii 22,8061 II - X 6,57672 II - Xi 27,8379 II - Xii 17,2312 II - iX 3,09897 III - IV 17,5949 III - V <* -64,3685 III - VI 10,5968 III - VII 10,176 III - Viii 10,0716 III - X -6,15775 III - Xi 15,1035 III - Xii 4,4967 III - iX -9,6355 IV - V <* -81,9634 IV - VI -6,9981 IV - VII -7,4189 IV - Viii -7,5233 IV - X -23,7527 IV - Xi -2,49143 IV - Xii -13,0982 IV - iX -27,2304 V - VI <* 74,9653 V - VII <* 74,5445 V - Viii <* 74,4401 V - X <* 58,2107 V - Xi <* 79,472 V - Xii <* 68,8652 V - iX <* 54,733 VI - VII -0,4208 VI - Viii -0,5252 VI - X -16,7545 VI - Xi 4,50667 VI - Xii -6,1001 VI - iX -20,2323 VII - Viii -0,1044 VII - X -16,3338 VII - Xi 4,92746 VII - Xii -5,6793 VII - iX -19,8115 Viii - X -16,2294 Viii - Xi 5,03186 Viii - Xii -5,5749 Viii - iX -19,7071 X - Xi 21,2612 X - Xii 10,6544 X - iX -3,47775 Xi - Xii -10,6068 Xi - iX -24,739 Xii - iX -14,1322 * denotes a statistically significant difference.
131
6.3. Eficiencia Antiradical (EA)
Analysis of Variance for AE - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Procesamiento 50,6309 5 10,1262 31,83 0,0000 B:Tipo 0,562342 1 0,562342 1,77 0,2084 INTERACTIONS AB 77,2437 5 15,4487 48,56 0,0000 RESIDUAL 3,81774 12 0,318145 TOTAL (CORRECTED) 132,255 23 All F-ratios are based on the residual mean square error. Variance Check Test P-Value Bartlett's 19,5567 0,0603095
ANOVA Table for AE by Factor_Unifactorial Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value Between groups 128,437 11 11,6761 36,70 0,0000 Within groups 3,81774 12 0,318145 Total (Corr.) 132,255 23 Multiple Range Tests for AE by Factor_Unifactorial Method: 95,0 percent Duncan Level Count Mean Homogeneous Groups X 2 0,77517 X iX 2 0,814765 X II 2 0,82874 X VII 2 1,02845 X V 2 1,22375 X III 2 1,28043 X Xii 2 1,30995 X VI 2 1,3204 X I 2 1,35689 X Xi 2 1,58855 X Viii 2 1,8488 X IV 2 7,22743 X Contrast Sig. Difference I - II 0,528145 I - III <* -6,13737 I - IV <* -5,87054 I - V 0,13314 I - VI 0,036485 I - VII 0,328435 I - Viii -0,491915 I - X 0,581715 I - Xi -0,231665 I - Xii 0,046935 I - iX 0,54212 II - III <* -6,66551 II - IV <* -6,39869 II - V -0,395005 II - VI -0,49166 II - VII -0,19971
132
II - Viii -1,02006 II - X 0,05357 II - Xi -0,75981 II - Xii -0,48121 II - iX 0,013975 III - IV 0,266825 III - V <* 6,27051 III - VI <* 6,17385 III - VII <* 6,4658 III - Viii <* 5,64545 III - X <* 6,71908 III - Xi <* 5,9057 III - Xii <* 6,1843 III - iX <* 6,67948 IV - V <* 6,00368 IV - VI <* 5,90703 IV - VII <* 6,19898 IV - Viii <* 5,37863 IV - X <* 6,45226 IV - Xi <* 5,63888 IV - Xii <* 5,91747 IV - iX <* 6,41266 V - VI -0,096655 V - VII 0,195295 V - Viii -0,625055 V - X 0,448575 V - Xi -0,364805 V - Xii -0,086205 V - iX 0,40898 VI - VII 0,29195 VI - Viii -0,5284 VI - X 0,54523 VI - Xi -0,26815 VI - Xii 0,01045 VI - iX 0,505635 VII - Viii -0,82035 VII - X 0,25328 VII - Xi -0,5601 VII - Xii -0,2815 VII - iX 0,213685 Viii - X 1,07363 Viii - Xi 0,26025 Viii - Xii 0,53885 Viii - iX 1,03404 X - Xi -0,81338 X - Xii -0,53478 X - iX -0,039595 Xi - Xii 0,2786 Xi - iX 0,773785 Xii - iX 0,495185 * denotes a statistically significant difference.
133
Anexo 7. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación del contenido de Polifenoles en los extractos de los procesamientos. Analysis of Variance for Polifenoles - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Tipo 768,912 1 768,912 11,98 0,0135 B:Procesamiento 1841,42 2 920,71 14,34 0,0052 RESIDUAL 385,164 6 64,194 TOTAL (CORRECTED) 2995,5 9 All F-ratios are based on the residual mean square error. Variance Check Test P-Value Levene's 4,44095E29 0,082575 ANOVA Table for Polifenoles by Col_4 Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value Between groups 2611,8 4 652,949 8,51 0,0187 Within groups 383,7 5 76,74 Total (Corr.) 2995,5 9 Multiple Range Tests for Polifenoles by Col_4 Method: 95,0 percent Duncan Col_4 Count Mean Homogeneous Groups Xi 2 48,7125 X I 2 57,3119 X II 2 67,4368 XX iX 2 81,6257 XX VI 2 93,4616 X Contrast Sig. Difference I - II -10,1248 I - VI <* -36,1497 I - Xi 8,59945 I - iX <* -24,3137 II - VI <* -26,0249 II - Xi 18,7243 II - iX -14,1889 VI - Xi <* 44,7491 VI - iX 11,836 Xi - iX <* -32,9132 * denotes a statistically significant difference.
134
Anexo 8. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación del contenido de HCN en los extractos de los procesamientos.
Analysis of Variance for HCN - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Tipo 19,9923 1 19,9923 11,48 0,0069 B:Procesamiento 465,029 4 116,257 66,75 0,0000 INTERACTIONS AB 55,9081 4 13,977 8,02 0,0036 RESIDUAL 17,4176 10 1,74176 TOTAL (CORRECTED) 558,347 19 All F-ratios are based on the residual mean square error.
Variance Check Test P-Value Bartlett's 7,46906 0,10496 ANOVA Table for HCN by Factor UNI Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value Between groups 540,929 9 60,1033 34,51 0,0000 Within groups 17,4176 10 1,74176 Total (Corr.) 558,347 19 Multiple Range Tests for HCN by Factor UNI Method: 95,0 percent Duncan Factor UNI Count Mean Homogeneous Groups Xi 2 2,24332 X IV 2 3,80545 X iX 2 6,85285 X VI 2 6,97315 X X 2 8,04185 XX VII 2 8,35679 XX III 2 8,9769 XX V 2 11,0056 XX II 2 13,648 X I 2 21,7446 X Contrast Sig. Difference I - II <* 8,0966 I - III <* 12,7677 I - IV <* 17,9391 I - V <* 10,7389 I - VI <* 14,7714 I - VII <* 13,3878 I - X <* 13,7027 I - Xi <* 19,5012 I - iX <* 14,8917 II - III <* 4,67105 II - IV <* 9,8425 II - V 2,6423 II - VI <* 6,6748 II - VII <* 5,29116 II - X <* 5,6061
135
II - Xi <* 11,4046 II - iX <* 6,7951 III - IV <* 5,17145 III - V -2,02875 III - VI 2,00375 III - VII 0,620106 III - X 0,935047 III - Xi <* 6,73358 III - iX 2,12405 IV - V <* -7,2002 IV - VI <* -3,1677 IV - VII <* -4,55135 IV - X <* -4,23641 IV - Xi 1,56213 IV - iX <* -3,0474 V - VI <* 4,0325 V - VII 2,64886 V - X 2,9638 V - Xi <* 8,76233 V - iX <* 4,1528 VI - VII -1,38364 VI - X -1,0687 VI - Xi <* 4,72983 VI - iX 0,1203 VII - X 0,314941 VII - Xi <* 6,11348 VII - iX 1,50394 X - Xi <* 5,79854 X - iX 1,189 Xi - iX <* -4,60953 * denotes a statistically significant difference.
136
Anexo 9. Resultados de los análisis estadísticos aplicados para la evaluación de la Capacidad Antioxidante en los extractos de los procesamientos.
9.1. EC50
Analysis of Variance for EC50 - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Procesamiento 290,52 4 72,6299 27,25 0,0000 B:Tipo 39,0042 1 39,0042 14,63 0,0033 INTERACTIONS AB 115,527 4 28,8818 10,83 0,0012 RESIDUAL 26,657 10 2,6657 TOTAL (CORRECTED) 471,708 19 All F-ratios are based on the residual mean square error. Variance Check Test P-Value Bartlett's 3,81471 0,367203 ANOVA Table for EC50 by f_unifactorial Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value Between groups 445,051 9 49,4501 18,55 0,0000 Within groups 26,657 10 2,6657 Total (Corr.) 471,708 19 Multiple Range Tests for EC50 by f_unifactorial Method: 95,0 percent Duncan f_unifactorial Count Mean Homogeneous Groups IV 2 3,98 X Xi 2 6,11 XX X 2 8,19 XX I 2 9,34 XXX VII 2 10,95 XXX III 2 13,125 XXX II 2 13,655 XX VI 2 14,06 XX iX 2 14,97 X V 2 21,255 X Contrast Sig. Difference I - II <* -4,315 I - III -3,785 I - IV <* 5,36 I - V <* -11,915 I - VI <* -4,72 I - VII -1,61 I - X 1,15 I - Xi 3,23 I - iX <* -5,63 II - III 0,53 II - IV <* 9,675 II - V <* -7,6 II - VI -0,405 II - VII 2,705 II - X <* 5,465
137
II - Xi <* 7,545 II - iX -1,315 III - IV <* 9,145 III - V <* -8,13 III - VI -0,935 III - VII 2,175 III - X <* 4,935 III - Xi <* 7,015 III - iX -1,845 IV - V <* -17,275 IV - VI <* -10,08 IV - VII <* -6,97 IV - X <* -4,21 IV - Xi -2,13 IV - iX <* -10,99 V - VI <* 7,195 V - VII <* 10,305 V - X <* 13,065 V - Xi <* 15,145 V - iX <* 6,285 VI - VII 3,11 VI - X <* 5,87 VI - Xi <* 7,95 VI - iX -0,91 VII - X 2,76 VII - Xi <* 4,84 VII - iX <* -4,02 X - Xi 2,08 X - iX <* -6,78 Xi - iX <* -8,86 * denotes a statistically significant difference. 9.2. TEC50
Analysis of Variance for T ec50 - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Procesamiento 23797,2 4 5949,3 101,89 0,0000 B:Tipo 1557,83 1 1557,83 26,68 0,0004 INTERACTIONS AB 862,081 4 215,52 3,69 0,0427 RESIDUAL 583,885 10 58,3885 TOTAL (CORRECTED) 26801,0 19 All F-ratios are based on the residual mean square error.
Variance Check Test P-Value Bartlett's 8,58976 0,0726061 ANOVA Table for T ec50 by f_unifactorial Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value Between groups 26217,1 9 2913,01 49,89 0,0000 Within groups 583,885 10 58,3885 Total (Corr.) 26801,0 19
138
Multiple Range Tests for T ec50 by f_unifactorial Method: 95,0 percent Duncan f_unifactorial Count Mean Homogeneous Groups III 2 40,9693 X VII 2 55,5549 X X 2 55,8562 X V 2 58,3007 X I 2 107,602 X iX 2 108,725 X Xi 2 112,165 X VI 2 122,575 XX II 2 133,235 XX IV 2 148,796 X Contrast Sig. Difference I - II <* -25,6338 I - III <* 66,6322 I - IV <* -41,1945 I - V <* 49,3008 I - VI -14,9735 I - VII <* 52,0466 I - X <* 51,7454 I - Xi -4,5635 I - iX -1,123 II - III <* 92,266 II - IV -15,5607 II - V <* 74,9345 II - VI 10,6603 II - VII <* 77,6804 II - X <* 77,3791 II - Xi <* 21,0703 II - iX <* 24,5108 III - IV <* -107,827 III - V -17,3314 III - VI <* -81,6057 III - VII -14,5856 III - X -14,8868 III - Xi <* -71,1957 III - iX <* -67,7552 IV - V <* 90,4952 IV - VI <* 26,221 IV - VII <* 93,2411 IV - X <* 92,9398 IV - Xi <* 36,631 IV - iX <* 40,0715 V - VI <* -64,2742 V - VII 2,74585 V - X 2,4446 V - Xi <* -53,8642 V - iX <* -50,4238 VI - VII <* 67,0201 VI - X <* 66,7188 VI - Xi 10,41 VI - iX 13,8505 VII - X -0,30125 VII - Xi <* -56,6101 VII - iX <* -53,1696
139
X - Xi <* -56,3088 X - iX <* -52,8684 Xi - iX 3,4405 * denotes a statistically significant difference.
9.3. Eficiencia Antiradical (EA)
Analysis of Variance for AE - Type I Sums of Squares Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value MAIN EFFECTS A:Tipo 0,196654 1 0,196654 8,90 0,0137 B:Procesamiento 5,8265 4 1,45662 65,92 0,0000 INTERACTIONS AB 0,90771 4 0,226928 10,27 0,0014 RESIDUAL 0,220983 10 0,0220983 TOTAL (CORRECTED) 7,15185 19 All F-ratios are based on the residual mean square error.
Variance Check Test P-Value Bartlett's 6,76108 0,122886 ANOVA Table for AE by f_unifactorial Source Sum of Squares Df Mean Square F-Ratio P-Value Between groups 6,93086 9 0,770096 34,85 0,0000 Within groups 0,220983 10 0,0220983 Total (Corr.) 7,15185 19
Multiple Range Tests for AE by f_unifactorial Method: 95,0 percent Duncan f_unifactorial Count Mean Homogeneous Groups II 2 0,5643 X VI 2 0,58185 X iX 2 0,6174 X V 2 0,81385 XX I 2 1,00625 X Xi 2 1,45935 X VII 2 1,64435 XX IV 2 1,69455 XX III 2 1,89125 X X 2 2,29465 X Contrast Sig. Difference I - II <* 0,44195 I - III <* -0,885 I - IV <* -0,6883 I - V 0,1924 I - VI <* 0,4244 I - VII <* -0,6381 I - X <* -1,2884 I - Xi <* -0,4531 I - iX <* 0,38885 II - III <* -1,32695
140
II - IV <* -1,13025 II - V -0,24955 II - VI -0,01755 II - VII <* -1,08005 II - X <* -1,73035 II - Xi <* -0,89505 II - iX -0,0531 III - IV 0,1967 III - V <* 1,0774 III - VI <* 1,3094 III - VII 0,2469 III - X <* -0,4034 III - Xi <* 0,4319 III - iX <* 1,27385 IV - V <* 0,8807 IV - VI <* 1,1127 IV - VII 0,0502 IV - X <* -0,6001 IV - Xi 0,2352 IV - iX <* 1,07715 V - VI 0,232 V - VII <* -0,8305 V - X <* -1,4808 V - Xi <* -0,6455 V - iX 0,19645 VI - VII <* -1,0625 VI - X <* -1,7128 VI - Xi <* -0,8775 VI - iX -0,03555 VII - X <* -0,6503 VII - Xi 0,185 VII - iX <* 1,02695 X - Xi <* 0,8353 X - iX <* 1,67725 Xi - iX <* 0,84195 * denotes a statistically significant difference.