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DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
2020
Detección de Tripanosoma spp. en Didelphis marsupialis de Bucaramanga y su área
metropolitana.
María Camila Gamboa Osorio
Universidad de Santander
Facultad de Ciencias Naturales, Exactas y Agropecuarias
Programa de Medicina Veterinaria
Bucaramanga
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
2020
Detección parasitológica de infección por Tripanosoma spp. en Didelphis Marsupialis de
Bucaramanga y su área metropolitana.
María Camila Gamboa Osorio 15351025
Estudiante
Tesis para lograr el título de Médico Veterinario
Msc. John Jaime Quimbaya Ramírez
Director del proyecto de grado
Mv. Yezid Alexander Ardila Gómez
Cotutor del proyecto de grado.
PhD(c)
Universidad de Santander
Facultad de Ciencias Naturales, Exactas y Agropecuarias
Programa de Medicina Veterinaria
Bucaramanga
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
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“Cuanto más grande es la dificultad, más gloria hay en superarla”
Epicuro
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DEDICATORIA
A nuestras familias, por su amor, trabajo y sacrificio en todos estos años, gracias a
ustedes hemos logrado llegar hasta aquí́ y convertirnos en lo que somos.
A las personas que con su amor y apoyo nos incentivaron a terminar este proyecto con
éxito abriendo las puertas y compartiendo su conocimiento.
A Dios, él forjador de nuestro camino, quien siempre nos acompaña y nos levanta en
nuestro continuo tropiezo.
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AGRADECIMIENTOS
Queremos agradecer de una manera muy afectuosa a nuestro director y Codirector John
Quimbaya y Yezid Ardila por sus esfuerzos, dedicación, tiempo y consejo para realizar y
culminar este proyecto.
De igual forma queremos extender un expreso agradecimiento a Gerardo Muñoz, Gabriel
Camargo, Carlos Marín, José Luis Ibáñez, Paula Méndez, Pedro Sánchez, Gloria Osorio y a los
presidentes de las juntas de acción comunal que apoyaron en la realización de este proyecto.
Queremos agradecer a la Universidad Industrial de Santander, Universidad de Santander
y Universidad de Boyacá por el financiamiento de este proyecto y por su continuo aporte en la
investigación.
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TABLA DE CONTENIDO
1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ......................................................................... 1
2. PREGUNTA DE INVESTIGACIÓN .............................................................................. 3
3. JUSTIFICACIÓN............................................................................................................. 4
4. OBJETIVOS..................................................................................................................... 6
4.1. Objetivo General. ............................................................................................................ 6
4.2. Objetivos Específicos ...................................................................................................... 6
5. ESTADO DEL ARTE ...................................................................................................... 7
6. MARCO REFERENCIAL ............................................................................................ 12
6.1. Epidemiología ............................................................................................................... 12
6.2. Parásito: Trypanosoma Cruzi ........................................................................................ 14
6.2.1 Ciclo de vida ............................................................................................................... 17
6.2.2. Ciclo de transmisión ................................................................................................... 18
6.2.2.1 Ciclo Domestico ................................................................................................... 18
6.2.2.2. Ciclo Peridomestico ............................................................................................ 18
6.2.2.3. Ciclo selvático ..................................................................................................... 19
6.2.3. Vías de transmisión .................................................................................................... 19
6.2.3.1. Transmisión Vectorial ......................................................................................... 19
6.2.3.2. Transmisión por transfusiones ............................................................................ 19
6.2.3.3. Transmisión Congénita ....................................................................................... 20
6.2.3.4. Trasmisión Oral ................................................................................................... 20
6.2.3.5. Transmisión trasplante de órganos ...................................................................... 20
6.2.3.6. Transmisión accidental ........................................................................................ 20
6.3 Vector: Triatominae ....................................................................................................... 21
6.4. Reservorio: Didelphis spp. ............................................................................................ 22
6.5. Diagnostico ................................................................................................................... 25
6.5.1. Examen directo de sangre fresca ............................................................................ 25
6.5.2. Frotis o extendido a partir de sangre fresca............................................................ 25
6.5.3. Microhematocrito ................................................................................................... 26
6.5.4. Método de strout .................................................................................................... 26
6.5.5. Métodos moleculares ............................................................................................. 26
6.5.6. Hemoaglutinación indirecta (HAI) ........................................................................ 27
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6.5.7 Ensayo inmunoenzimático (ELISA) ....................................................................... 27
6.5.8 Inmunofluorencencia indirecta (IFI) ....................................................................... 27
6.6. Zoonosis ........................................................................................................................ 28
MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................................ 29
7.1. Materiales ................................................................................................................ 30
7.1.1. Insumos ................................................................................................................... 30
7.2. Métodos.................................................................................................................. 31
7.2.1. Área de estudio ....................................................................................................... 31
7.2.2. Población................................................................................................................. 32
7.2.3. Muestra ................................................................................................................... 32
7.2.4. Acercamiento a las comunidades ............................................................................ 33
7.2.4.1 Capturas ................................................................................................................... 33
7.2.5. Examen Directo .......................................................................................................... 36
7.2.5.1. Método Pizzi ....................................................................................................... 36
7.2.5.2. Hemocultivo ........................................................................................................ 37
7.2.6. Tabulación de datos .................................................................................................... 38
7.2.6.1 Análisis de resultados ............................................................................................... 39
7.2.7. Consideraciones Bioéticas ......................................................................................... 40
8. RESULTADOS .............................................................................................................. 41
8.1 Prevalencia por ciudad ................................................................................................... 41
8.2 Prevalencia por Zonas .................................................................................................... 41
8.3 Prevalencia por sexo ...................................................................................................... 42
8.4 Prevalencia por edad ...................................................................................................... 43
8.5 Densidad relativa por Municipio .................................................................................... 43
9. DISCUSIÓN................................................................................................................... 46
10. CONCLUSIONES ......................................................................................................... 54
11. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ........................................................................... 55
12. APÉNDICES ................................................................................................................. 70
Apéndice A. Carta aval del comité de Bioética UDES. ....................................................... 70
Apéndice B. Acta comité Bioética UIS ................................................................................. 71
Apéndice C ........................................................................................................................... 73
Tabla de conversión de frecuencias a densidad................................................................... 73
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LISTA DE TABLAS
Tabla 1 ...................................................................................................................................... 15
Tabla 2. .................................................................................................................................... 31
Tabla 3. .................................................................................................................................... 39
Tabla 4. .................................................................................................................................... 41
Tabla 5. .................................................................................................................................... 42
Tabla 6. .................................................................................................................................... 43
Tabla 7. .................................................................................................................................... 43
Tabla 8 ..................................................................................................................................... 44
Tabla 9. .................................................................................................................................... 45
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LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Mapa de Colombia que muestra la distribución de la prevalencia observada de la
enfermedad de Chagas en estudios publicados entre 2007 y noviembre de 2017 (Olivera et al.,
2019) ............................................................................................................................................. 13
Figura 2. Amastigote en cultivo celular teñido por Giemsa (Carvalho,2010) ......................... 15
Figura 3. Formas de epimastigotes en cultivo axénico (Carvalho, 2010) ................................ 16
Figura 4. Tripomastigote a partir de sangre teñida por Giemsa (Carvalho, 2010). .................. 16
Figura 5. Ciclo de vida (Fuente: Propia) ................................................................................. 18
Figura 6. Didelphis marsupialis (Kennerknecht, 2017) ........................................................... 22
Figura 7. Didelphis spp. mamífero sinantrópico (El Tiempo,2019) ........................................ 23
Figura 8. Fórmula dentaria maxilares superiores (Schweigmann,1994) ................................. 25
Figura 9. Mapa de objetivos Falta la fuente ............................................................................ 29
Figura 10. Ubicación geográfica de las zonas de estudio (Fuente: Propia) ............................. 32
Figura 11. Metodología de captura de Didelphis marsupialis A. Insumos de Capturas B.
Camuflaje de trampas C. Captura de Didelphidos D. Sujeción del animal E. Determinación de sexo
y presencia de Neonatos F. Medidas Morfométricas (Fuente:Propia) .......................................... 35
Figura 12. Método de Pizzi (Fuente: Propia) .......................................................................... 36
Figura 13. Hemocultivo a partir de muestras extraídas de Didelphis Marsupialis A.
Esterilización materiales de hemocultivo B. Cultivo medios NNN (Novy-MacNeal-Nicolle) y LIT
(Liver Infusion Tryptose) C. Manipulación muestra sanguínea D. Revisión Cultivos (Fuente:
Propia) ........................................................................................................................................... 38
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TABLA DE APÉNDICES
Apéndice A. Carta aval del comité de Bioética UDES ................................................................. 70
Apéndice B. Acta comité Bioética UIS ........................................................................................ 71
Apéndice C. Tabla de conversión de frecuencias a densidad. ...................................................... 73
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RESUMEN
Título: DETECCIÓN DE TRYPANOSOMA SPP. EN DIDELPHIS MARSUPIALIS DE
BUCARAMANGA Y SU ÁREA METROPOLITANA.
Autor: María Camila Gamboa Osorio, José Julián Ibáñez Castellanos.
Palabras claves:
Zarigüeya, tripanosomiasis, hemocultivo, diagnóstico.
La Enfermedad de Chagas es causada por el protozoario Trypanosoma Cruzi es una
zoonosis desatendida y endémica del continente americano. En Colombia se estima que, entre
700.000 y 1.200.000 habitantes están o han estado infectados por T. cruzi y cerca de 8.000.000
están en riesgo de infectarse, siendo Santander, el tercer departamento más afectado por esta
enfermedad. Por su parte el municipio de Bucaramanga y su área metropolitana ha sido epicentro
de numerosos brotes agudos de la enfermedad en algunas ocasiones asociados a la presencia de
mamíferos de la especie Didelphis marsupialis, los cuales presentan comportamientos
sinantrópicos y a su vez actúan como hospederos reservorios y vectores.
Debido a la acción del ser humano en zonas periurbanas la biodiversidad se ve afectada,
muchas veces desplazando a la fauna más sensible a estas alteraciones y propiciando la
adaptación y altas poblaciones de mamíferos sinantrópicos como el D. marsupialis. Debido a su
relevancia en los ciclos de transmisión de este parásito el objetivo de este trabajo fue la detección
de formas parasitarias de Trypanosoma spp. en Didelphis marsupialis de Bucaramanga y su área
metropolitana. Con este fin se llevó a cabo captura de D. marsupialis en 14 zonas periurbanas
Bucaramanga y su área metropolitana, se recolectó información somática y se les realizó
diagnóstico de infección por Trypanosoma spp. mediante hemocultivo. Se capturaron 70
animales de la especie D. marsupialis, 39 machos y 31 hembras los cuales presentaron una
prevalencia del 41 %. La mayor prevalencia se presentó en hembras (52%) sin embargo, no hubo
diferencia estadísticamente significativa (p=0.194).
En cuando a la edad, se determinó mayor prevalencia en las fases VII (34%), no obstante,
estadísticamente no hay diferencias significativas entre las fases (p=0.277) y se observó mayor
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prevalencia en el municipio de Girón (100%), comparado con su área metropolitana, no se
identificó una diferencia estadísticamente significativa entre los municipios con la prevalencia
(p= 1). Se determinó la densidad relativa mediante densidad de captura, Floridablanca 0,22
(22%), Girón 0,10 (10%), Piedecuesta 0.16 (16%) y Bucaramanga el municipio con mayor
densidad relativa 0,50 (50%), la Densidad vs Ciudad no dio resultado con diferencia
estadísticamente significativas (p=0.129).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
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ABSTRACT
Title: DETECTION OF TRYPANOSOMA SPP. IN DIDELPHIS MARSUPIALIS
FROM BUCARAMANGA AND ITS METROPOLITAN AREA.
Author: Maria Camila Gamboa Osorio, Jose Julian Ibañez Castellanos.
Keywords:
Opossum, Trypanosomiasis, Blood culture, Diagnosis.
Chagas disease is caused by the protozoan Trypanosoma Cruzi; is an unattended and
endemic zoonosis on the American continent. In Colombia, it’s estimated that between 700,000
and 1’200,000 inhabitants are or have been infected with T. cruzi and about 8’000,000 are at risk
of becoming infected, with Santander being the third department most affected by T. cruzi .
Meanwhile, the city of Bucaramanga and its metropolitan area has been the epicenter of
numerous acute outbreaks of the disease, sometimes associated with the presence of mammals of
the species Didelphis marsupialis, which shows synanthropic behaviors and who also can act as
reservoir hosts and vectors. Owing to the action of humans in peri-urban areas, biodiversity is
affected, often because of displacing the most sensitive fauna to these alterations and leading to
the adaptation of high populations of sinantropic mammals such as D. marsupialis. Because of
its relevance in the transmission cycles of this parasite, the goal of this work was the detection of
parasitic forms of Trypanosoma spp. in Didelphis marsupialis in Bucaramanga and its
metropolitan area.
For this purpose, the capture of D. marsupialis was carried out in 14 Bucaramanga
periurban areas and its metropolitan area, somatic information was collected and diagnosed with
Trypanosoma spp infection by blood culture. 70 animals of the D. marsupialis species, 39 males
and 31 females were captured, which presented a prevalence of 41%.
The highest prevalence was in females (52%), however, there was no statistically
significant difference (p= 0.194). Regarding age, a higher prevalence was determined in phases
VII (34%), however, statistically there are no significant differences between the phases (p=
0.277) and a higher prevalence was observed in the municipality of Girón (100%), Compared
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
xv
with its metropolitan area, a statistically significant difference between the municipalities with
the prevalence was not identified (p= 1). Relative density was determined using capture density,
Floridablanca 0.22 (22%), Girón 0.10 (10%), Piedecuesta 0.16 (16%) and Bucaramanga the
municipality with the highest relative density 0.50 (50%), Density vs City did not give a
statistically significant difference (p= 0.129).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
xvi
INTRODUCCIÓN
La enfermedad de Chagas o Tripanosomiasis Americana es una parasitosis zoonótica,
causada por un protozoo flagelado también conocido como Trypanosoma Cruzi y transmitida por
diversas especies de insectos hematófagos, los cuales hacen parte de la sub familia Triatominae
(Fam. Reduvidae) (Atias & OMS, 1991). Esta enfermedad constituye uno de los principales
problemas de salud pública en 17 países de América (Pessoa et al., 1982), donde se estima que
entre 700.000 y 1.200.000 habitantes, son prevalentes y 8.000.000 están en riesgo de infectarse,
siendo Santander, el tercer departamento más afectado por esta enfermedad (Moncayo & silva,
2010; WHO, 2002); el área metropolitana de Bucaramanga y su área de influencia, es una de las
zonas con mayor número de casos de aparente transmisión oral en los últimos años (Díaz &
González, 2014).
Las zarigüeyas también conocidas como Didelphis marsupialis, son reconocidas por
muchos autores como el reservorio de mamíferos más importante del parásito (OMS, 1991; Yeo
et al. 2005), por su capacidad de actuar como huésped y vector de este (Deane et al., 1984).
Didelphis marsupialis. Es un animal de hábito sinantrópico que ha sido desplazado por el
humano, el cual ha intervenido las zonas boscosas, en las que habita dicho animal
(Atropinización) (Nuortueva 1963, Mello et al. 2004 y Abramova 2010). Los Didelphis
marsupialis, pueden colonizar techos de casas y otros refugios en áreas domésticas y peri
domésticas, donde sobreviven alimentándose de basura, por eso, Didelphis spp, es un fuerte
indicador de perturbación ambiental por la acción humana (Olifiers et al., 2005). La presencia de
estos en las zonas rurales y peri-urbanas, propician una transmisión silvestre y doméstica, debido
a que son animales omnívoros, de hábitos nocturnos y merodeadores, los cuales han sido
reportados con altas tasas de infección, cercanas al 70% y la presencia en su orina y secreciones
anales, podrían contaminar los alimentos o elementos de cocina (Pinto et al. 2006).
En las secciones siguientes a esta introducción, se describe de manera clara y breve
algunos fundamentos teóricos de interés para esta investigación. La primera sección aborda la
descripción biológica del Trypanosoma spp. y su distribución mundial, regional y local,
continuando con el desarrollo de la enfermedad y los métodos diagnósticos para la detección de
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xvii
T. cruzi. En la Sección de Materiales y Métodos, se describen las aproximaciones metodológicas
y los procedimientos de las capturas realizadas en D. marsupialis, toma de muestras,
procesamiento de muestras y realización de cultivos y en las últimas secciones, se presentan los
resultados, discusión y conclusiones de la investigación con el fin de detectar la prevalencia de
Trypanosoma spp. en Didelphis marsupialis de Bucaramanga y su área metropolitana.
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
1
1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
El mal de Chagas es causado por el protozoario Tripanosoma Cruzi (Rossi et al.2010),
esta es una enfermedad desatendida y endémica del continente americano, la cual representa un
importante problema de salud pública. Actualmente se cree que 9.000.000 personas están o han
estado infectadas y cerca de 100.000.000, se encuentran en riesgo de contraer la infección (OMS,
2013). En Colombia, se estima que entre 700.000 y unas 1.200.000 habitantes, son prevalentes y
aproximadamente 8.000.000 están en riesgo de infectarse (Minsalud, 2010). El departamento de
Santander es el tercero más afectado por esta enfermedad (Moncayo & silva, 2010; WHO, 2002)
y el área metropolitana de Bucaramanga y su área de influencia es una de las zonas con mayor
número de casos de aparente transmisión oral en los últimos años (Díaz & González, 2014). El
Trypanosoma Cruzi también infecta a más de 150 especies de mamíferos silvestres y domésticos
(Breniére et al.2016; Hernández et al.2016). Los mamíferos del orden Didelphimorphia tienen
una larga relación evolutiva con el parásito (Briones et al. 1999; Stothard et al., 1999; Buscaglia
& Di Noia, 2003); un ejemplo de esto son las zarigüeyas del género Didelphis spp, reconocidos
reservorios del parásito y los más frecuentemente asociados a la transmisión, (Schweigmann et
al. 1999; Ocaña et al., 2010) siendo incluso considerados amplificadores de la infección debido a
su gran capacidad para adaptarse a entornos alterados por el ser humano, ya que es común
hallarlos con altas parasitemias, por lo cual mantienen el parásito en circulación (Rassi et al.,
2012). Particularmente los marsupiales de la especie Didelphis marsupialis que se encuentran
distribuidos en todo el territorio nacional, son además los reservorios silvestres con mayor
prevalencia en Colombia (Rodríguez-Monguí et al, .2019).
La enfermedad de Chagas al ser zoonótica, pone en riesgo la salud pública de la
población, ya que puede generar síntomas que varían si la etapa es aguda o crónica, pudiendo ser
asintomática o sintomática con fiebre prolongada, malestar, agrandamiento del hígado, bazo, y
ganglios linfáticos, edema subcutáneo (localizado o generalizado) y, en el caso particular de la
transmisión transmitida por vectores, los signos del portal de entrada de T.cruzi a través de la piel
(chagoma) o por las membranas mucosas oculares (signo de Romaña), sin embargo, algunos
casos (2-6%) pueden llevar a la muerte (Rassi et al., 2010) y en pacientes coinfectados con VIH
o inmunosuprimidos, se reactiva de forma más severa, y se observan alteraciones de tipo
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
2
neurológico y cardíaco (Díaz & González, 2014), por esta razón, la necesidad de determinar la
prevalencia del parásito en Didelphis Marsupialis como posible transmisor de la enfermedad.
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
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2. PREGUNTA DE INVESTIGACIÓN
¿Cuál es la prevalencia de Didelphis marsupialis con infección por Trypanosoma spp en
zonas periurbanas de Bucaramanga y su área metropolitana?
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
4
3. JUSTIFICACIÓN
Se ha sugerido que el Trypanosoma spp. se originó hace unos 80 millones de años en lo
que ahora conocemos como América del Sur (Tellería & Tibayrenc, 2017). Los Marsupiales
fueron los primeros hospederos de T. cruzi, debido a que no existían insectos hematófagos que
actuaran como vectores para ese momento, en su lugar el parásito se transmitía muy
probablemente por: depredación de mamíferos infectados y secreciones de glándulas anales de
zarigüeyas infectadas, donde el T. cruzi se multiplicaba y eliminaba (Deane et al., 1984;
Schofield, 2000). Las zarigüeyas son los únicos marsupiales del continente americano, donde se
encuentran ampliamente distribuidas, y debido a su larga relación evolutiva con el parásito son
considerados hospederos reservorios idóneos (OMS, 1991; Yeo et al., 2005). Esta especie cobra
particular relevancia debido a la capacidad de actuar como reservorio y a su vez como vector de
Trypanosoma spp (Deane et al., 1984); ya que además de presentar altas tasas de infección se ha
demostrado la presencia de formas infectivas del parásito en sus secreciones glandulares (Pinto
et al., 2006). Debido a que el D. marsupialis en zonas peri-urbanas puede actuar como un puente
entre ciclos silvestres y domésticos, es importante conocer el estatus de la infección en estos
mamíferos.
D.marsupialis pueden colonizar techos de casas y otros refugios en áreas domésticas y
peridomésticas, donde sobreviven alimentándose de basura y otros desechos humanos. Esta
cercanía aumenta la probabilidad de que estos mamíferos puedan contaminar alimentos y
superficies en viviendas (Pinto et al., 2006). La tala indiscriminada de bosques periurbanos con
fines urbanísticos afecta la biodiversidad y desplaza especies silvestres sensibles a la presencia
del hombre, permitiendo que animales con mayor capacidad de adaptación a ambientes alterados
como el D. marsupialis se establezcan y proliferen ampliamente (Olifiers et al. 2005). Debido a
la expansión urbanística de las últimas décadas en Bucaramanga y su área metropolitana, y a la
presencia de densos bosques en la periferia, creemos que existe una alta densidad de estos
marsupiales y que estos pueden presentar tasas altas de infección.
Lo anterior evidencia la necesidad de identificar la presencia de D. marsupialis y la
proporción de estos que se encuentran infectados por parásitos del género Trypanosoma spp
mediante captura pasiva con trampas Tomahawk dado que es el método más usado para estudiar
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
5
estos mamíferos, y hemocultivo, dado que la mayoría de los autores coinciden en que brindan
excelentes resultados cuando se emplea en animales natural o experimentalmente infectados
(Barretto, 1972; Basso et al.1977; Neal & Miles, 1977; Paolasso & Basso, 1979; Moretti et al.,
1980; Basso et al., 1982). Esto con el fin de contribuir al entendimiento de la enfermedad y su
principal hospedero reservorio silvestre, y para ofrecer datos que permitan a la comunidad
académica y a las entidades de control efectuar acciones de prevención y control.
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4. OBJETIVOS
4.1. Objetivo General.
● Detectar la prevalencia de Trypanosoma spp. en Didelphis marsupialis de
Bucaramanga y su área metropolitana.
4.2. Objetivos Específicos
● Cuantificar la densidad relativa capturada de Didelphis marsupialis en
Bucaramanga y su área metropolitana.
● Determinar la prevalencia de Trypanosoma spp. en muestram de sangre de
Didelphis marsupialis según la edad, sexo y procedencia en las zonas de Bucaramanga y su área
metropolitana.
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
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5. ESTADO DEL ARTE
Jansen et al (2018) examinaron un total de 6587 especímenes de mamíferos silvestres no
volátiles de rango libre. Sus estudios encontraron que el 17% de los mamíferos eran
seropositivos y el 8% de todos los animales mostraban hemocultivos positivos indicativos de
parasitemias alta y, en consecuencia, de potencial de infectividad. Observamos que las
zarigüeyas, principalmente Philander spp. y Didelphis spp, el coatí Nasua nasua, el mono
capuchino Sapajus libidinosus y el león dorado Tamarin Leontopithecus rosalia, fueron taxones
de mamíferos que mostraron tasas más altas de hemocultivos positivos. Además, Didelphis spp.
demostrado ser un bioacumulador competente de la diversidad TcI. Los quirópteros se
distinguieron por albergar la mayor diversidad de especies y genotipos de Trypanosoma spp.
Además, la observación del mayor rango de hospedadores de algunos Trypanosoma spp, muestra
la necesidad de reevaluar la ecología de los representantes del taxón. En conjunto, los resultados
mostraron que cada localidad puede mostrar distintos escenarios enzootiológicos y
epidemiológicos que deben tenerse en cuenta a la hora de establecer campañas de control y
clarificación de la población local.
Lo anterior teniendo como base una investigación realizada por Roque & amp; Jansen
(2008) en donde reportaron Infección de Trypanosoma Cruzi en mamíferos salvajes y
domésticos a partir de tres áreas adquiridas por vía oral de brotes de la enfermedad de Chagas en
Brasil. Cachoeiro do Arari (Pará) mostró un escenario panzoótico (mamíferos positivos en todos
los estratos ecológicos), y los casos humanos fueron probablemente la consecuencia de su
exposición dentro del ciclo de transmisión selvática de T. cruzi. En Navegantes (Santa Catarina),
Didelphis spp. fue el principal reservorio, dado que el 93% estaban infectados, el diagnóstico de
infección por T. cruzi se basó en el 1) Análisis de sangre fresca, mediante montaje de un
portaobjetos de sangre de cada muestra examinada; 2) Cultivo de sangre: realizado mediante la
inoculación de sangre en tubos con contenido de NNN (Nicolle, Novy y Mc Neal) y con LIT
(Liver Infusion Tryptose), con tubos de hemocultivo examinado cada dos semanas por hasta
cinco meses. En Redenção (Ceará), Monodelphis doméstica y Thrichomys laurentius También
fueron importantes para el mantenimiento del parásito. TCI estuvo presente en las tres áreas
estudiadas. Además, se detectó TCII en un triatomino de Navegantes. Los animales domésticos
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
8
mostraron una alta seroprevalencia y deberían considerarse centinelas en los programas de
vigilancia. La importancia de una reducción en la diversidad de la fauna de mamíferos silvestres
y la selección de huéspedes reservorios adecuados de T. cruzi se discuten como factores de
riesgo para la reaparición de la enfermedad de Chagas.
Por otra parte, en un estudio más concienzudo de Erazo & amp; Victoria (2015)
evaluaron algunos de los reservorios silvestres de Trypanosoma spp. en cuatro localidades de los
departamentos de Amazonas y Loreto, capturando y analizando marsupiales, roedores y
quirópteros en busca de este protozoo. Realizándose comparaciones de la diversidad y presencia
de Trypanosoma spp. en hospederos silvestres del departamento de Amazonas y Loreto, siendo
áreas endémica y no endémica de la enfermedad de Chagas, respectivamente. Los roedores y
marsupiales fueron capturados utilizando trampas Tomahawk y Sherman, ya que son trampas
con gran sensibilidad y para los quirópteros se utilizó redes de neblina. Los animales capturados
fueron anestesiados con el fin de aplicar la técnica de xenodiagnóstico. Se determinó los índices
de biodiversidad utilizando el programa Past; para el análisis porcentual y Prueba Exacta de
Fisher se utilizó el software STATA. Se capturaron 95 individuos correspondiendo a 16 especies,
la zona en donde mayor diversidad de especies y abundancia se mostró fue Loreto, sin embargo,
Amazonas mostró mayor abundancia de individuos reservorio conocidos de Trypanosoma spp.
El 10, 68% (5/47) de los individuos fueron positivos a Trypanosoma spp.: Didelphis marsupialis
(2/3), Mus musculus (1/7) y Phyllostomus elongatus (2/4). El quiróptero Phyllostomus elongatus
se reporta como nueva especie de reservorio de Trypanosoma spp. para el Perú. Además, se
lograron aislar las cepas Trypanosoma spp. obtenidas en los reservorios silvestres estudiados,
que según las características morfológicas son compatibles con Trypanosoma Cruzi. Finalmente
se obtuvieron nuevos protocolos anestésicos para los quirópteros y marsupiales capturados en las
zonas muestreadas.
Otro estudio similar fue realizado por Acosta et al (2013) en donde se describe que la
infección por Trypanosoma Cruzi es considerada primariamente una zoonosis. Se han
encontrado varias especies de animales selváticos naturalmente infectadas con este parásito,
abarcando cerca de 73 géneros y 9 órdenes: Didelphimorphia (marsupiales), Cingulata
(armadillos), Rodentia (roedores), Carnívora (carnívoros), Artiodactyla (cerdos, pecaríes),
Chiroptera (murciélagos), Pilosa (perezosos, osos hormigueros), Lagomorpha (liebres y conejos)
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9
y Primata (primates) (1,2). A pesar de este amplio rango de hospederos, la importancia
epidemiológica como reservorios del T. cruzi varía según la región geográfica y de acuerdo con
la biología y ecología de estos mamíferos y su interacción con triatominos vectores y el hombre.
En cuanto a muestreos de especies como potenciales reservorios en Brasil Herrera,.(2010)
Reportando datos sobre la prevalencia de infección entre cada una de las 42 especies o
subespecies de mamíferos (8 que se producen en hábitats domésticos y 34 en la naturaleza) que
se han encontrado albergando Trypanosoma Cruzi o flagelados similares en Brasil se revisan, y
el conocimiento sobre algunos, Se resumen las características de las diversas cepas. Se concluye
que algunas cepas encontradas en murciélagos y capaces de infectar triatominos no eran
idénticas a T. cruzi , pero que todas las cepas de otros huéspedes eran de esta especie. Sin
embargo, se enfatiza que, aunque la enfermedad de Chagas Originalmente era solo Sylvan, el
ciclo interno de transmisión ahora es independiente y mucho más importante.
Respecto a Diagnósticos, el método directo es uno de los que usados en este estudio
realizado por Cassalett et al (2011), tuvo resultados que permitieron estimar en la población
analizada, una prevalencia del Trypanosoma spp. de 7,14 % en animales aparentemente sanos,
no diagnosticables por pruebas de detección directa usadas tradicionalmente, lo que constituye
un potencial problema para la ganadería bovina de la zona por no contar con métodos que
determinen especies del Trypanosoma spp., y dada la posibilidad de desarrollar cuadros clínicos
de la enfermedad y de su potencial transmisibilidad a animales susceptibles.
El diagnóstico de T.cruzi también se ha evaluado en mamíferos domésticos, como en
caninos de un estudio realizado por Bracho-Mora et al (2015) en donde se evaluaron
serológicamente 60 caninos muestreados en una comunidad de la etnia Yukpa de la Sierra de
Perijá al occidente de Venezuela, el cual se realizó con la finalidad de detectar infección por
Trypanosoma Cruzi de esta manera se relacionan la seropositividad detectada en caninos intra y
extradomiciliarios con otras variables epidemiológicas, incluyendo, variables como: edad y sexo
de los animales y el tipo de vivienda de sus dueños. Las técnicas de aglutinación directa (TAD) e
inmunofluorescencia indirecta (IFI), como pruebas serológicas, permitieron la detección de
anticuerpos circulantes anti-T. cruzi en (38/60) siendo el 63% de los perros muestreados
positivos, Los títulos de anticuerpos anti-T. cruzi registraron rangos de 128 a 4096 y de 64 hasta
512 para TAD e IFI, respectivamente observándose coincidencia diagnóstica entre ellas.
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
10
El análisis de estadística reveló diferencias significativas (p<0,05) cuando se comparó la
seropositividad entre caninos extradomiciliarios (35%) y los mantenidos en el domicilio (28%).
Sin embargo, no se encontró una diferencia significativa estadística (p>0,05) entre la sero-
infección por T. cruzi en caninos y las otras variables epidemiológicas evaluadas. La
seroprevalencia detectada en los caninos estudiados sugiere un importante rol de estos animales
en el mantenimiento de T. cruzi circulando en la localidad, siendo un potencial factor de riesgo
para el establecimiento de la enfermedad de Chagas como endemia en la comunidad Yukpa de la
Sierra de Perijá.
Uno de los aspectos importantes a tener en cuenta es la relación en la asociación del
hábitat común del humano y el lugar de contagio como foco de infección estudio realizado por
Turriago et al (2008) el cual reportó que los análisis estadísticos mostraron asociaciones
significativas entre la estructura de las viviendas de habitantes, tales como paredes, techos, pisos
y presencia de anexos con el número de caninos positivos para T.cruzi de las muestras analizadas
un total de 10,72% de los sueros procesados fueron positivos, otros casos positivos se dieron
Soatá 11,29% y en Berbeo 9,5%. Este primer trabajo enfocado a la prevalencia de perros
infectados con T. cruzi en Colombia revela la gran importancia epidemiológica que tienen dichos
animales como reservorios y la caracterización molecular de los aislados, contribuye a el
entendimiento de la dinámica de dicha transmisión del parásito.
Al igual que en otros estudios en este se realizó un diagnóstico más amplio en cuanto a
mamíferos siendo García et al (2003) quienes determinaron en su investigación la frecuencia de
pobladores infectados, así como de Cavia porcellus, Ovis oríes y Canis familiaris del caserío de
Chirinos - Piura. La muestra estuvo constituida por 304 pobladores, 42 ejemplares de C.
porcellus (cobayo), 40 de O. oríes (oveja) y 30 de C. familiaris (canino) que presentan
anticuerpos a Trypanosoma Cruzi /, entre abril y diciembre del 2000, en relación con ciertos
factores epidemiológicos de cada individuo se obtuvo muestras sanguíneas, cuyo suero fue
procesado por la técnica de Inmunofluorescencia Indirecta (IFI) utilizando como antígenos,
epimastigotes de T. cruzi cultivados en el medio BHI. De acuerdo con la serología se encontró
casos positivos en 35 pobladores (11,5 %) siendo mayor en aquellos procedentes de Barrios
Altos (16,7 %) respecto a los de Barrios Bajos (7,2 %); cuya diferencia estadística fue
significativa (p<0,05); sin embargo, no se encontró diferencia significativa de la serología
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11
positiva en relación con el sexo, ni con relación a grupos etéreos (p>0,05). De los 112 animales
domésticos examinados, se encontró mayor porcentaje de serología positiva en caninos (40 %) y
en cobayos (38,1 %), siendo menor en ovejas (12,5 %). Se encontró diferencia significativa entre
caninos y los cobayos con relación a las ovejas (p<0,05). Con relación al título de anticuerpos se
encontró que los perros alcanzaron serología positiva hasta 1/32, y en el resto de los animales y
humanos hasta 1/16. Se concluye que los pobladores de Chirinos presentaron serología positiva a
T. cruzi / en un 11.5%, los caninos 40%, los cobayos 38.1% y las ovejas 12.5%, siendo los títulos
de anticuerpos para caninos 1/32 y para el hombre y los demás mamíferos 1/16. Falta verificar si
existen personas con enfermedad de Chagas y si los animales se comportan como reservorios de
la mencionada enfermedad.
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12
6. MARCO REFERENCIAL
6.1. Epidemiología
La enfermedad de Chagas, denominada también tripanosomiasis americana, ha sido
calificada de enfermedad silenciosa y silenciada, no solo por su lenta evolución clínica o
frecuentemente asintomática, sino también porque afecta principalmente a poblaciones pobres
sin peso político ni acceso a atención de salud. Esta se descubrió en el año 1909 por el Doctor
Carlos Ribeiro Justiniano Chagas el cual diagnosticó por primera vez la enfermedad a una mujer
brasileña llamada Berenice Soares de Moura, la cual se presenta frecuente en poblaciones
pobres de la Latinoamérica continental siendo esta zona endémica y afectando a 6 - 7 millones
de personas y en las últimos tiempos, se ha diagnosticado cada vez más en los Estados Unidos de
América y el Canadá y en muchos países europeos y algunos países del Pacífico Occidental
debido a la migración de personas provenientes de países endémicos (OMS,2020).El destino más
común para los inmigrantes de Latinoamérica es Estados Unidos, donde se aproxima que
300.167 personas (principalmente de México) están infectadas con T.cruzi (Bern &
Montgomery, 2007) y España tiene el segundo mayor número de inmigrantes infectados, un
aproximado de 47.738 a 67.423, y la mayoría proviene de Ecuador, Argentina, Bolivia y Perú
(Gascon et al., 2009).
En Colombia, la infección por T. cruzi se ha detectado a lo largo del valle del río
Magdalena, en la región del Catatumbo, la Sierra Nevada de Santa Marta, el piedemonte de los
Llanos Orientales y la Serranía de la Macarena y los departamentos endémicos son Santander
donde se observa un mapa con los municipios afectados con mayor prevalencia de la
Enfermedad de Chagas desde 2007 hasta noviembre de 2017, son: Enciso, San Miguel,
Macaravita, Capitanejo, Málaga, Molagavita, Mogotes, San José de Miranda, Mogotes, Oiba,
San Gil, Curití y Socorro Figura 1 (Olivera et al., 2019), Norte de Santander, Cundinamarca,
Boyacá, Casanare y Arauca y más recientemente en comunidades de la Sierra Nevada de Santa
Marta, y en poblaciones afectadas hay cerca de 2 millones de mujeres en edad reproductiva
infectadas por T. cruzi (entre 4 a 8% transmitirían la infección al feto por vía transplacentaria)
aumentando el riesgo de transmisión (MinSalud, 2013).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
13
Una revisión sistemática y meta-análisis realizada en Colombia entre en año 2007 a 2017
busco la relación clínica que tenían diferentes grupos de infectados con la prevalencia de la
enfermedad de Chagas mostrando que la prevalencia más alta es en las grupos que incluían la
población adulta y mujeres embarazadas y por otra parte se estimó una menor prevalencia en el
grupo que incluía a los niños entre los 0-15 años, donantes de sangre y a través de la información
disponible sobre la participación por sexo, no hubo evidencia suficientes para respaldar una
diferencia entre las prevalencia de hombres y mujeres (Olivera et al., 2019). Este estudio se
identifica que la región del Orinoco posee la prevalencia más alta de casos por Trypanosoma
Cruzi (Olivera et al., 2019).
Este resultado se relaciona con estudios entomológicos recientes que informan que esta
región es un área endémica alta, debido a la coexistencia de ciclos de T. cruzi domiciliarios y
selváticos (Pinto et al., 2005; Rendon et al., 2015). Además, en esta región, hay reportes de un
índice de infección natural del 67% en triatominos y una alta prevalencia de infección por T.
cruzi del 89% en Didelphis marsupialis, como el reservorio principal (Pinto et al., 2005).
Figura 1. Mapa de Colombia que muestra la distribución de la prevalencia observada de la
enfermedad de Chagas en estudios publicados entre 2007 y noviembre de 2017 (Olivera et al.,
2019).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
14
6.2. Parásito: Trypanosoma Cruzi
Trypanosoma Cruzi agente etiológico de la enfermedad de Chagas, o tripanosomiasis
americana, es flagelado del orden Kinetoplastida, Familia Trypanosomatidae (Tabla 1), que se
caracteriza por la presencia de un flagelo y una mitocondria única en donde se ubica el
cinetoplasto, un orgánulo especializado que contiene ADN (Telleria & Tibayrenc, 2017). El T.
cruzi es intracelular con un ciclo de vida que se presenta en vertebrados e invertebrados, además
tiene tres etapas evolutivas morfológicas y fisiológicas distintas durante su ciclo, que se
identifican por la posición relativa del cinetoplasto en relación con el núcleo celular y la
aparición del flagelo (Brener, 1973; De Souza, 2002).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
15
Tabla 1.
Taxonomía Trypanosoma Cruzi
Reino Protista
Subreino Protozoa
Phylum arcomastigophora
Clase oomastigophora
Orden Kinetoplastea
Familia rypanosomatidae
Genero Trypanosoma
Especie ypanosoma Cruzi
Nota: Taxonomía. Fuente Propia.
Los amastigotes (Fig. 2) son etapas intracelulares, redondas, que muestran un flagelo
corto y discreto que no está libre del cuerpo celular en microscopía electrónica. Estas formas
se multiplican por fisión binaria longitudinal. Este estadio se puede reproducir en el cultivo
celular de diferentes tipos de células de mamíferos; tienen aproximadamente 25μm de
longitud y 2μm de diámetro y son infecciosas para los mamíferos (Telleria & Tibayrenc,
2017).
Figura 2. Amastigote en cultivo celular teñido por Giemsa (Carvalho,2010)
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16
Los epimastigotes (Fig. 3) tienen una longitud de 20-40μm y se encuentran en el tracto
intestinal y la orina del insecto vector, donde se multiplican por fisión binaria longitudinal y
presentan un flagelo libre, que se origina en la posición anterior del núcleo. Esta etapa puede
reproducirse en medios de cultivo líquidos y no es infecciosa para los mamíferos (Telleria &
Tibayrenc, 2017).
Figura 3. Formas de epimastigotes en cultivo axénico (Carvalho, 2010)
Los tripomastigotes (Figura 4 ) presentan un gran flagelo libre que se origina después del
núcleo. Esta forma parasitaria es la más importante, conocida clásicamente como fase infecciosa,
presente en la sangre de los huéspedes mamíferos (llamados tripomastigotes sanguíneos) y capaz
de infectar a los vectores durante la succión de sangre mamíferos (Telleria & Tibayrenc, 2017).
Figura 4. Tripomastigote a partir de sangre teñida por Giemsa (Carvalho, 2010).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
17
6.2.1 Ciclo de vida.
El parasito presenta su ciclo de vida en dos tipos de hospederos, vertebrado e
invertebrado, de los cuales hace parte el hombre y aproximadamente 33 especies de pequeños
mamíferos pertenecientes a seis órdenes los cuales son: Marsupialia, Chiroptera, Rodentia,
Edentata, Carnívora y Primata (Coura, 2002). Los hospederos invertebrados abarcan 16 especies
de insectos hematófagos distribuidos en algunos géneros de la subfamilia Triatominae (orden:
Hemíptera, familia: Reduviidae). Por lo cual el T. cruzi está circulando tanto en ambiente
doméstico y peridoméstico como silvestre (Díaz & Gonzales, 2014).
El ciclo de vida inicia cuando el insecto ingiere el parásito en su estadio tripomastigote
sanguíneo (TS) circulante en sangre del hospedero ver tebrado infectado. Estas formas alcanzan
el intestino medio del insecto y es allí donde se diferencian a epimastigote meta cíclico (TM), el
cual se multiplica repetidamente por división binaria y se adhiere a las membranas peri-
microvillares de las células intestinales para diferenciarse a TM en un proceso conocido como
metaciclogénesis, de igual manera, ambas formas del parásito podrían ser encontrar en las heces
y orina del vector. Cuando los TM infectan un hospedero vertebrado colonizan células de
diferentes tejidos y se diferencian en amastigotes, los cuales se replican en el citoplasma. Luego
de varios ciclos de división celular para diferenciarse a tripomastigotes con alta movilidad, los
cuales rompen la membrana celular y son liberados al torrente sanguíneo. Estos TS pueden
infectar otras células o bien ser ingeridos por el insecto vector durante la ingesta de sangre del
hospedador, completándose de esta manera el ciclo vital del parásito (Díaz & Gonzales, 2014).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
18
Figura 5. Ciclo de vida (Fuente: Propia)
6.2.2. Ciclo de transmisión.
Los parásitos del género Trypanosoma presentan su ciclo de vida en dos tipos de
hospederos: vertebrado e invertebrado, De esta manera, T. cruzi está circulando tanto en
ambiente doméstico y peridomésticos como silvestre (Díaz & Gonzales, 2014).
6.2.2.1 Ciclo Domestico.
La transmisión se presenta en lugares donde los triatominos se adaptan en las viviendas
humanas, principalmente en zonas rurales o zonas periurbanas, en viviendas en mal estado, con
paredes de bareque o adobe y techos de material vegetal. Los humanos junto con perros, gatos y
animales peridomésticos cumplen un papel importante como fuente de alimento para los
triatominos domiciliados, convirtiéndose en reservorios importantes de este ciclo (Díaz et al.,
2007; WHO, 2015).
6.2.2.2. Ciclo Peridomestico.
En este ciclo intervienen mamíferos tales como roedores, marsupiales, perros y triatomas
selváticos atraídos a las casas por la luz y el alimento. Este ciclo sirve de intermediario entre el
ciclo selvático y el doméstico (Díaz et al., 2007).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
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6.2.2.3. Ciclo selvático.
Este involucra la interacción entre vectores silvestres y mamíferos selváticos incluyendo
marsupiales, roedores, armadillos y otros animales (Díaz et al., 2007).
6.2.3. Vías de transmisión
6.2.3.1. Transmisión Vectorial.
La transmisión vectorial se considera el principal mecanismo de infección en los países
endémicos (OPS, 2007). De las 141 especies de triatominos descritas a la fecha,
aproximadamente, 125 son exclusivas de América, 26 se han reportado en Colombia y 15 se han
encontrado naturalmente infectadas con T. cruzi (Bargues et al., 2010; Galvão et al., 2006).
6.2.3.2. Transmisión por transfusiones.
La transmisión por transfusiones de sangre es el segundo método de transmisión más
frecuente. Su riesgo aumenta debido a que puede extenderse más allá de las áreas endémicas,
debido a la migración de latinoamericanos hacia países de Norteamérica, Europa, Asia y
Oceanía. Aun cuando se desconocen las cifras concretas, en los países europeos se estima que
alrededor del 2 % de los inmigrantes latinos están infectados con T. cruzi y que podrían actuar
como donadores de sangre (Gascón et al., 2010). En Estados Unidos, se han encontrado cinco
casos de infección por T. cruzi asociados a transfusiones de sangre desde la década de los
ochenta, y entre 2006 y 2011 se reportaron 1.459 donaciones seropositivas para T. cruzi (Bern et
al., 2011). Con la tamización en bancos de sangre en Latinoamérica desde 1993, se ha
disminuido la prevalencia de la infección por transfusiones (Schmunis et al., 2010).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
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6.2.3.3. Transmisión Congénita.
Este método de infección por T. cruzi se presenta en lugares en donde la transmisión
vectorial y por transfusión de sangre ha sido controlada. Se proyecta una incidencia de alrededor
de 15.000 casos al año en Latinoamérica, sobre todo en Bolivia, Argentina y Brasil. En
Colombia, se estima una incidencia anual de 1,04 casos de esta transmisión por cada 1.000
nacidos (OPS, 2007; Carlier et al., 2011).
6.2.3.4. Trasmisión Oral.
La transmisión oral es una forma de infección que ha recibido gran importancia
especialmente en la última década en varias regiones de Latinoamérica, más exactamente en la
Amazonia (Pereira et al., 2009). La mayoría de los brotes se han relacionado con el consumo de
bebidas preparadas con frutas u otros vegetales contaminados con las heces de triatominos o
secreciones de mamíferos infectados, como es el caso de jugo de açaí (Euterpe oleracea) y caña
de azúcar en Brasil, el vino de palma y el jugo de naranja en Colombia (OPS, 2009; Pereira et
al., 2009)
6.2.3.5. Transmisión trasplante de órganos
Las personas con trasplantes órganos con la enfermedad crónica desarrollarán episodios
agudos de la enfermedad debido a su estado de inmunosupresión haciendo posible el aislamiento
del parásito a partir de sangre periférica (Wendel, 1998). De igual forma, la realización de
trasplantes en personas infectadas por T. cruzi puede dar lugar a reactivaciones de la infección,
por lo cual estos individuos deben ser monitoreados (Bacal et al., 2010).
6.2.3.6. Transmisión accidental
Se presenta en laboratorios y hospitales, la infección ocurre durante la manipulación de
diferentes tipos de materiales contaminados, como excretas de triatominos, cultivos de parásitos
y sangre infectada (Díaz et al., 2007).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
21
6.3 Vector: Triatominae
El principal vector de Trypanosoma Cruzi, son insectos hematófagos de la subfamilia
Triatominae, (Hemiptera: Reduviidae) (Catalá et al., 2017), Hasta la fecha, se han descrito 144
especies de triatominos (Otalora-Luna et al., 2015) con evidencia clara de especies portadoras
del parásito en más de la mitad de ellos (Jurberg y Galvao, 2006). Los vectores domésticos
principales en la región andina de America Latina son R. prolixus, T. dimidiata y T. infestans,
los vectores secundarios en esta región son T. maculata, R. ecuadoriensis, R. pallescens, T.
venosa, T. carrioni, P. herreri, P. chinai P. geniculatus y P. rufotuberculatus (Stevens et al.,
2011). Gaunt y Miles sugieren una relacion entre el hábitat y la especie que se ubican en los tres
Triatominos más importantes, el género Rhondinius se encuentra asociado con palmas, el género
Pastrongylus cuales habitúan en madrigueras y agujeros de árboles y el género Triatoma está
asociado con hábitats rocosos y madrigueras de roedores (Noireau et al., 2005). Sin embargo,
algunas especies presentan un amplio rango adaptación para ecotopos terrestres y arbóreos como
son P. megistus y T. dimidiata (Noireau et al., 2009).
Los triatominos se alimentan de la sangre de un huésped vertebrado infectado, luego los
parásitos se diferencian en epimastigotes y se dividen en el intestino medio posterior (Clayton,
2010). Posteriormente, los epimastigotes migran hacia el recto para convertirse en
tripomastigotes metacíclicos los cuales son eliminados en las heces, A medida que los insectos se
alimentan, defecan en la piel del huésped y el parásito puede ingresar a través de una lesión en la
piel, la membrana mucosa o la conjuntiva ((Azam buja y García, 2005; Silva-Neto et al.,2010).
La mayoría de los triatominos pueden alimentarse de sangre de una amplia variedad de animales
vertebrados, tanto salvajes como domésticos, esta variedad les permite explorar y explotar
diferentes hábitats y contribuye a mantener los ciclos de infección en ambos ecotopos
(Gocrchakov et al., 2016) en hábitats domésticos o peridomésticos, los insectos pueden usar
perros, gallinas, gatos, humanos (Castillo-Neyra et al., 2015) e incluso otros insectos como
fuentes de alimento (Sandoval et al., 2004).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
22
6.4. Reservorio: Didelphis spp.
La Zarigüeya, nombre común dado a los miembros de este género, pertenece a la clase
Mammalia, infraclase Marsupialia, orden Didelphimorfia, familia Didelphidae, subfamilia
Didelphinae, género Didelphis (Gardner, 2005; Rueda et al., 2013). La familia Didelphidae
posee nueve especies las cuales se distribuyen geográficamente desde el sur de Canadá hasta el
centro de Argentina y se encuentran a alturas desde el nivel del mar hasta por encima de 3000 m
y ocupan casi todo tipo de hábitats (Cuartas-Calle & Arango, 2003; Gardner, 2005; Rueda et al.,
2013) y en el presente estudio se realizará en Didelphis Marsupialis (Figura 6).
Figura 6. Didelphis marsupialis (Kennerknecht, 2017)
El género Didelphis lo conforman seis especies: Didelphis virginiana la cual se ubica en
Norte y Centroamérica, Didelphis marsupialis de Centro y Suramérica, Didelphis albiventris
encontrada en las tierras altas al sur de Suramérica, Didelphis pernigra en las montañas andinas
desde Bolivia a Venezuela, Didelphis imperfecta encontrada en Brasil, Venezuela y Guyana
Francesa, y Didelphis aurita nativa del bosque atlántico de Brasil (Krause & Krause, 2006;
Lemos & Cerqueira, 2002). Teniendo en cuenta su ubicación la cual es de importancia en este
trabajo Didelphis marsupialis debido a que es la especie a estudiar como posible transmisor del
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
23
parasito, ya que es reconocido como el reservorio más importante de T. cruzi ya que cursa con
parasitemias altas y prolongadas. Además, por su comportamiento sinantrópico es considerado
un excelente reservorio en el ambiente doméstico, peridomésticos y hábitats alterados (Jansen &
Roque, 2010; Noireau et al., 2009).
Su amplia distribución se debe principalmente a su notable adaptabilidad a diferentes
nichos ecológicos, especialmente en entornos con un alto grado de acción humana. Por eso estos
animales pueden colonizar techos de casas y otros refugios en áreas domésticas y peridomésticas,
donde sobreviven alimentándose de basura humana y desperdicios. Por eso, Didelphis spp.
Actualmente son reconocidas como especies de mamíferos sinantrópicos (figura 7) y su
presencia es un fuerte indicador de perturbación ambiental por la acción humana (Olifiers et al.,
2005). Didelphis spp. son nómadas, solitarios (especialmente machos), excelentes escaladores, y
su refugio principal son los agujeros y el follaje de los árboles. Su importancia como reservorio
varía en tiempo y espacio, como se observa en las tasas de infección de D. aurita, que oscilan
entre 11% y 90% entre los animales recolectados en diferentes localidades en el estado de Río de
Janeiro, Brasil (Fernandes et al., 1999). Además de la transmisión vectorial, sus hábitos
omnívoros favorecen la adquisición oral de infección por depredación de insectos infectados o
pequeños mamíferos.
Figura 7. Didelphis spp. mamífero sinantrópico (El Tiempo,2019)
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
24
Su alimentación es omnívora, consumiendo plantas y animales. La dieta incluye gran
variedad de insectos, lombrices, caracoles, serpientes, lagartos, ranas, pequeños roedores
(principalmente ratones y ratas), conejos jóvenes, pequeños pájaros, huevos, hierbas, verduras,
frutas, bayas, granos, basura humana y carroña. La zarigüeya es un oportunista y se alimenta de
lo que está disponible en su entorno en un momento dado. Su sentido del olfato es importante
para la localización de la comida o las presas. Si la comida disminuye en un área, se desplazará
de su territorio. Se consideran generalmente nómadas, tímidos y solitarios, ocupan un territorio
específico por un tiempo para después mudarse.
Presentan un comportamiento antisocial principalmente entre machos. Durante el periodo
de apareamiento hay un comportamiento agresivo entre los sexos opuestos, sin embargo, tras el
cortejo pueden permanecer días juntos (Krause & Krause, 2006). Las zarigüeyas presentan una
alta tasa de mortalidad durante su primer año de vida. Los individuos que viven su segundo año
de vida muestran signos de edad avanzada como pérdida de peso, pérdida de la coordinación
motora y formación de cataratas. Cuando se encuentran en cautiverio pueden vivir el doble de un
animal silvestre (Krause & Krause, 2006).
Didelphis spp. poseen glándulas anales las cuales liberan un material en donde los
parásitos pueden alcanzar el lumen de la glándula para anal para que luego los
tripomastigotes se diferencian en epimastigotes los cuales se multiplican por fisión binaria,
después se diferencian en tripomastigotes metacíclicos, siendo su forma infectiva del parásito
liberados en las secreciones de esta glándula (Jansen & Roque, 2010) y por esta razón los
Didelphis spp. pueden ser tanto vectores como reservorios. Ellos poseen 50 dientes cuya fórmula
dentaria es: I 5/4, C 1/1, P 3/3, M 4/4. Se caracterizan los incisivos por ser cortos y cónicos, los
caninos son desarrollados de aspecto puntiagudo y largo, los premolares y molares son
puntiagudos (Gardner & Creihton, 2008) y una característica determinanante de la edad de estos
marsupiales es la de su tercer molar el cual carece de raíz, y que es remplazado posteriormente
por otro con la estructura propia de un premolar, la muda del molar se presenta en el momento en
que el marsupial pasa de la etapa juvenil a la preadulto (Gardner & Creighton, 2008), y para
poder clasificar la edad según su la erupción y desgate dentario se usa la fórmula dentaria de los
maxilares superiores (Schweigmann,1994) (Figura. 8)
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
25
Figura 8. Fórmula dentaria maxilares superiores (Schweigmann,1994)
6.5. Diagnostico
El diagnostico parasitológico depende de la etapa en la cual se encuentre el hospedero,
por esta razón los métodos diagnósticos están divididos en directos donde se observa el parásito
en sangre o por métodos indirectos que es inmunológico detectando anticuerpos específicos.
6.5.1. Examen directo de sangre fresca.
Se obtiene sangre capilar o venosa y se realiza la visualización de una gota entre lámina y
laminilla con objetivo de 10X y 40X. Se observará el movimiento serpenteante de los
tripomastigotes de Trypanosoma Cruzi (INS, 2017)
6.5.2. Frotis o extendido a partir de sangre fresca.
Se obtiene sangre periférica capilar o venosa, se realiza el extendido sobre una lámina
portaobjeto y se utilizan colorantes derivados de Romanowsky (Wright, Field, Giemsa), previa
fijación con metanol. El parásito se observa con su morfología característica identificándose
cinetoplasto, núcleo, flagelo y membrana ondulante (INS, 2017)
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26
6.5.3. Microhematocrito.
Corresponde a una técnica de microconcentración que consiste en llenar mínimo 6
capilares heparinizados con sangre capilar o sin heparina con sangre venosa, posteriormente
centrifugar a 8.000-12.000 r.p.m. dependiendo de la microcentrífuga (5-8 min). Los
tripanosomas se ubicarán entre los glóbulos blancos y el plasma y se podrán observar en esta
interfaz leucoplaquetaria pegando el capilar con una cinta a un costado de una lámina portaobjeto
observándolo con objetivo de 40X buscando la presencia de tripomastigotes en movimiento. Si a
pesar de esto no se observan, romper el capilar en la interface leucoplaquetaria con un lápiz de
punta de diamante o el borde de una lámina porta objeto, verter el contenido sobre una lámina
para observar al microscopio entre lámina y laminilla, retirar la laminilla, dejar secar, fijar con
metanol y colorear con derivados de Romanowsky (INS,2017)
6.5.4. Método de strout.
Se obtienen de 5 a 10 mL de sangre venosa sin anticoagulante. Es una de las técnicas más
sensibles, pues utiliza el mayor volumen de sangre y permite concentrar los parásitos. Tomar la
muestra y dejar retraer el coágulo a temperatura ambiente por 15-20 min, posteriormente, retirar
el coagulo del tubo con ayuda de un escobillón sin algodón o extraer el suero en un nuevo tubo.
Centrifugar el suero obtenido a baja velocidad (600-800 rpm) por 1 minuto para eliminar los
glóbulos rojos, separar el sobrenadante y centrifugar nuevamente a una mayor velocidad (2500 a
3000 rpm) por 3-5 minutos para concentrar los parásitos en el sedimento. A partir del sedimento
se hace un montaje en fresco y observación con objetivo de 10x y 40x y adicionalmente realizar
un set de frotis para tinciones con colorantes derivados de Romanowsky (INS, 2017)
6.5.5. Métodos moleculares.
Se basan en la amplificación de fragmentos del ADN los cuales son abundantes y
específicos para el parásito. Para T. cruzi dos secuencias blanco han probado ser
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27
útiles para su diagnóstico, la región variable de los mini círculos del kADN y el ADN repetitivo
nuclear de 195 pb. Esta metodología puede ser aplicada para detectar T. cruzi en muestras de
sangre, heces de triatominos o de otros materiales biológicos y permite obtener una sensibilidad
bastante alta. Otra importante aplicación de la PCR es en la detección de parásitos de individuos
infectados crónicamente, así como en el diagnóstico de transmisión congénita. Debido a su
complejidad solo puede ser realizada en laboratorios especializados (Corredor et al., 1993;
Ministerio De La Protección Social, 2010).
6.5.6. Hemoaglutinación indirecta (HAI).
Anticuerpos presentes en el suero del paciente reaccionan con hematíes sensibilizados
con antígeno de T. cruzi provocando la aglutinación de los eritrocitos. El punto de corte
depende del fabricante (Ministerio De La Protección Social, 2010).
6.5.7 Ensayo inmunoenzimático (ELISA).
Permite observar la presencia de anticuerpos antiinmunoglobulinas ligados a una enzima
que en presencia de su sustrato forma un producto colorido. Por la alta sensibilidad se
recomienda como la primera prueba a realizar en el proceso de confirmación diagnóstica
(Minsalud, 2013).
6.5.8 Inmunofluorencencia indirecta (IFI).
Para la técnica de IFI se utilizó un antígeno total de la misma cepa de T. cruzi obtenida a partir
de epimastigotes completos de cultivo fijados en formol al 1%. Las pruebas se realizaron según
lo descrito por Beltrán et al., 2001.
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28
6.6. Zoonosis
Las enfermedades zoonóticas son a causa de una infección trasmitida de forma natural de
los animales a los seres humanos. El mayor riesgo de transmisión de enfermedades zoonóticas se
produce en la interfaz entre el ser humano y los animales a través de la exposición directa o
indirecta a los animales (OMS, 2020), estos patógenos pueden causar diferentes tipos de
enfermedades en personas y animales, desde enfermedades leves hasta graves e incluso la
muerte, en el caso de algunos animales pueden parecer saludables cuando llevan patógenos que
pueden enfermar a las personas (NCEZID, 2017), estas infecciones, según su ciclo y patógeno,
pueden ser clasificadas como sinantrópicas cuando tienen un ciclo urbano o exoantrópicas,
cuando el ciclo es selvático, algunas zoonosis pueden presentar ambos ciclos como por ejemplo
la enfermedad de Chagas (Dabanch, 2003).
Las enfermedades zoonóticas son muy comunes, tanto en los Estados Unidos como en
todo el mundo. Los científicos estiman que más de 6 de cada 10 enfermedades infecciosas
conocidas en las personas se transmiten de los animales, y 3 de cada 4 enfermedades infecciosas
nuevas o emergentes en las personas son transmitidas por los animales, por esta razón se debe
tener en cuenta que los sectores tanto de salud pública como de salud animal deben trabajar en
conjunto para evitar la proliferación de la zoonosis que actualmente es proporcionada por el
comercio, la movilidad de personas, animales y productos (Castro, 2010)
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29
MATERIALES Y MÉTODOS
A continuación, se presenta el mapa de objetivos y las respectivas acciones realizadas
para dar cumplimiento a los mismos.
Figura 9. Mapa de objetivos (Fuente: Propia)
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30
7.1. Materiales
7.1.1. Insumos.
Trampas Tomahawk, alimento concentrado para cachorro más caldo de pollo como cebo.
Para trazar los transectos y puntos de muestreo se empleó un GPS Garmin GpsMap 64Sc. Se
usaron guantes Tomahawk para manipular los especímenes y se administró Xilacina 0,25 mg/Kg
y Ketamina 25 mg/Kg para facilitar la toma de muestras en animales de difícil manejo. Todas las
personas que participaron de los procedimientos usaron elementos de protección personal
(Tapabocas, Gafas de seguridad, Guantes de Nitrilo), para el trabajo de campo se empleó
elementos como overol, botas y repelente. Las medidas fueron tomadas con cartabón, la
identificación se realizó con microchips avid Microplus con su respectivo aplicador y lector mini
tracker pro avid. El peso del animal se tomó con bascula digital Technika Ta-ws 503 Best Soul, y
finalmente la edad se determinó teniendo en cuenta la formula dentaria sugerida por
(Schweigmann et al., 1994) (Figura 8). Por otra parte, para la toma de muestras sanguíneas se
usó: Torniquete, alcohol (70%), aguja calibre 21, tubo de 4 ml con heparina, algodón e
hipoclorito de sodio 13%. Para Pizzi, se utilizó porta objetos, cubre objetos y microscopio óptico
invertido Olympus. Los hemocultivos y el seguimiento de cultivos se llevaron a cabo en cabina
de flujo laminar clase II, haciendo uso de elementos de bioseguridad comogafas de protección,
guantes de Nitrilo, bata de laboratorio y Gorro. Adicionalmente para los procedimientos de
laboratorio se usaron gradilla, puntas amarillas (20-100μL), puntas azules (100-1000μl), toallas
desechables, viales, gradilla alcohol 96%, tubos de cultivo, micropipeta de 2 a 5 ml, rotulador,
envases de vidrio para descartes, hipoclorito de sodio 13%, medio líquido LIT + suero fetal
bovino inactivado al 10%, medio bifásico NNN, PBS ph 7.2 y antibiótico (penicilina 100 ui
estreptomicina 100 µg/ml).
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31
7.2. Métodos
7.2.1. Área de estudio.
El presente estudio es de tipo Observacional Descriptivo y se desarrolló en 14 zonas
heterogéneas del Área Metropolitana de Bucaramanga (AMB) (Tabla 2 y Figura 10). El AMB se
encuentra a 7°08” Latitud norte, 73° 08” Longitud oeste, esta se compone de cuatro municipios,
Bucaramanga, Floridablanca, Girón y Piedecuesta. Su la altura varía entre 777 y 1.100 msnm y
la precipitación pluvial varía de entre 750 a 1.041 mm de lluvia anual, al igual que la temperatura
promedio varía entre 23 y 25°C.
Tabla 2.
Zonas de estudio en el Área Metropolitana de Bucaramanga
Ciudad Zona Barrio
B1 Pan de Azucar, Cabecera del llano, la floresta, lagos del
cacique
B2 Gaitán y La Gloria
Bucaramanga B3 San Miguel, Candiles.
B4
Luz de Salvación,
Balcones de Provenza y manuela beltran
B5 Bosques de Pinos, Vegas de morrorico
F1 Limoncito y Bucarica
Floridablanca F2 Mediterrané, San Simon y Carabineros
F3 El Carmen V
G1 La Inmaculada
Girón G2 Rincón de Girón
G3 Arenales Campestre
P1 Hacienda San Miguel, Finca Catay y El Bosque
Piedecuesta P2 Villa Lina, Buenos Aires, Palermo, Portal del Talao
P3 San Francisco y San Cristóbal
Nota: Zonas de estudio en Bucaramanga. Fuente, Propia
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32
Figura 10. Ubicación geográfica de las zonas de estudio (Fuente: Propia)
7.2.2. Población.
La población era desconocida y no existían registros que permitan estimar una población
absoluta, no obstante, se cuenta con un estudio previo realizado por (Pinto, 2016) que caracterizó
la población de tres de las zonas en el municipio de Bucaramanga, en el cual se lograron capturar
25 especímenes.
7.2.3. Muestra.
La muestra fue calculada usando el software Epidata 4.2 mediante el método de
proporciones haciendo uso de los datos colectados previamente por (Pinto, 2016). Las
especificaciones del diseño fueron las siguientes: Nivel de confianza: 95% Precisión:10% y
Efecto de Diseño: 1.0. La muestra sugerida por este método fue de 20 individuos, no obstante,
para efectos de mejorar el poder estadístico se decidió realizar un muestreo sin restricción de las
poblaciones de estos mamíferos, con lo cual se obtuvo finalmente una muestra de 70 individuos.
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
33
7.2.4. Acercamiento a las comunidades.
En las zonas establecidas se realizó perifoneo y divulgación de las de actividades de
captura de los mamíferos (Didelphidae) a los miembros de las juntas de acción comunal, en la
búsqueda de lograr la colaboración por parte de la población de los sectores, las actividades de
captura en algunos sectores fueron realizadas con el acompañamiento de Alcaldía de
Bucaramanga, Policía Nacional y ciudadanos del común conocedores de la zona muestreada.
7.2.4.1 Capturas.
Las capturas (Trampeo) (Figura 11-C), de los Didelfidos (Didelphis marsupialis) fueron
realizadas mediante el empleo de trampas Tomahawk, cebadas con concentrado de perro y caldo
de pollo Arenas 2016, algo que funcionó bien como alternativa a el cebo inicial (Huevo, Atún y
Guayaba) debido a que los Didélfidos se sienten más atraídos a esta mezcla que a la utilizada en
el inicio de las capturas, estas trampas fueron ubicadas en cada zona (Biozona) en diferentes
estaciones dadas por un transecto lineal, (Gallardo et al., 2010), delimitados mediante marcación
de puntos GPS, no menor a 50 metros, en las que se realizó la puesta de trampas teniendo en
cuenta disposición de fuentes hídricas, árboles huecos, árboles con frutos; Árboles de Guayaba
(Psidium guajava) y posibles madrigueras, un punto importante en el trampeo, fue el camuflaje
de las trampas (Figura 11-B), debido a la ubicación de las zonas se quería evitar posibles robos
de ellas mismas.
Las capturas fueron llevadas a cabo en cada una de las 14 zona (Biozona) (Tabla 2)
durante 4 días consecutivos empleando una modificación de los métodos utilizados por
Woodman et al., (1996), Voss & Emmons (1996) Y Solís & Carlos (2016), en los que se
procedía a tomar la muestra de sangre con aguja calibre 21 y tubo heparinizado de 4 ml, para la
manipulación de dichos animales se empleó dos métodos de sujeción siendo el primero el
método químico, en el cual el animal era sedado para la seguridad de los operarios y el animal
mismo. Los anestésicos usados para este efecto fueron: Ketamina y Xilacina (Ketamina 25
mg/kg y Xilacina 0,25 mg/kg) (Solís et al. 2019; Gallardo et al.2010), sin embargo, se debe
resaltar que no todos los animales fueron sedados ya que se tomó en cuenta la docilidad del
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34
animal y/o su composición corporal. De otra parte, también se utilizó un método físico (Figura
11-D), para el cual fue necesario el uso de guantes Tomahawk (Figura 11-A), con los cuales se
sujetaba al animal de la articulación temporomandibular y los miembros del animal con el fin de
realizar una correcta manipulación de este.
La consecución de información morfométrica consistió en el empleo de una fórmula
dentaria para determinar la edad del animal (Figura 8), los cuales se distribuyen en 7 grupos
etarios donde 1, 2 y 3 se consideran jóvenes, 4 pre-adultos, 5, 6 y 7 adultos (Ramírez et al.,
2014). La variable sexo se tomó realizando la observación de los genitales y de la presencia del
marsupio en hembras y se verificó el estado reproductivo de las mismas (Figura 11-E). Todos los
animales fueron medidos usando un cartabón desde la punta de la nariz hasta la base de la cosa y
posteriormente de la nariz a la punta de la cola (Figura 11-F). Posteriormente se implantó un
microchip en la espalda a la altura de la última vertebra torácica con el fin de poder identificarlo
en caso de ser recapturados (Figura 11-A).
La toma de muestra de sangre se realizó mediante el uso de torniquete y venopunción de
la vena coccígea lateral por goteo, posteriormente se homogenizó la muestra por inversión,
siendo posteriormente usada en procedimientos de laboratorio. Y por último se pesaron en
balanza digital (Figura 11-A). La sangre entera fue usada para detección de formas infectivas del
parásito en sangre mediante Pizzi y hemocultivo. De lo anterior cabe resaltar que en este
procedimiento todos los animales fueron liberados inmediatamente después en las mismas zonas
de las cuales fueron abducidos, siempre y cuando se encontraran consientes y en condiciones de
salud aceptables. Los animales que al momento de la captura presentaban lesiones de
consideración que pudieran poner en riesgo su vida fueron puestos a disposición de las entidades
ambientales como el AMB, Cabildo Verde, Policía Ambiental para su rehabilitación y posterior
liberación.
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
35
A
B
C
D
E
F
Figura 11. Metodología de captura de Didelphis marsupialis A. Insumos de Capturas B.
Camuflaje de trampas C. Captura de Didelphidos D. Sujeción del animal E.
Determinación de sexo y presencia de Neonatos F. Medidas Morfométricas
(Fuente:Propia)
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
36
7.2.5. Examen Directo.
7.2.5.1. Método Pizzi.
En el método de Pizzi (Pizzi, 1957), se realizó la modificación efectuada por Brener
(Breneer, 1962), mediante el uso de una pipeta de hemoglobina previamente calibrada, se toman
5 milímetros cúbicos de sangre del animal y se posterior se adicionan en una lámina
portaobjetos, luego se recubre por una laminilla cubre-objetos de 22 x 22 mm para obtener una
capa de sangre distribuida de manera uniforme; la preparación está constituida por 3.500
campos que es el número estimado que existen en un cubre-objetos de 22 x 22 mm observando
con aumento de 100x. El total de parásitos observados en 100 campos (Figura 12), se multiplica
por 35 ·debido a que sólo se contaron cien campos, y se divide entre 5 por ser este el total de
milímetros cúbicos de sangre empleados, el resultado da el número de parásitos por milímetro
cúbico de sangre (Urribarri, 2007).
Figura 12. Método de Pizzi (Fuente: Propia)
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
37
7.2.5.2. Hemocultivo.
El procedimiento del hemocultivo se realizó dentro de una Cabina de Flujo clase II con el
fin de disminuir la contaminación de los cultivos y bioseguridad del Médico Veterinario (Figura
13-A). Los cultivos se realizaron en medios NNN (Novy-MacNeal-Nicolle) y LIT (Liver Infusion
Tryptose) suplementado con suero fetal bovino (SFB) al 10% previamente inactivado (Figura 13-
B). Las muestras de sangre en tubo con heparina se centrifugaron a 2000 rpm/30 min (1500
rpm/7 min), se transfirió el plasma a un tubo de vidrio estéril y se centrifuga a 1000 rpm x 10
min. Se transfirió el sobrenadante a un vial estéril para ser almacenado a -20 °C, y se adicionan
al tubo con el pellet 1 ml de medio LIT+SFB 10% y también se adiciono antibiótico 100 UI de
penicilina y 100 µg de estreptomicina / ml de medio (Figura 13-C) (Logan & Hanson, 1974), fue
incubado como los demás tubos descritos a continuación. Al tubo con las células se le realizaron
lavados como a continuación se detalla: Se adiciona 2 ml de PBS y se centrifuga a 2000 rpm/15
min, se elimina el sobrenadante y se repite 2 veces. Se tomó la capa de blancos con micropipeta
y se resuspendio en medio LIT en proporción 1:2, en medio NNN 200μl por cultivo. Todos los
cultivos se incubaron a 28°C y se realizó inspección los días 5, 10, 15, 30, 35, 40, 45 y 60
(Figura 13-D). Una vez se observa crecimiento, se realizó revisiones cada 72 horas en medio
LIT (Chiari et al., 1989),al momento de hacer las revisiones de los cultivos, se tomó 10 μl y se
adicionaron a un portaobjetos, se recubre por un cubre objetos y se observa al microscopio en
objetivo de 100 x posterior a esto de los cultivos se tiene en cuenta si hay contaminación
bacteriana o buena movilidad del parasito para así adicionar antibiótico para evitar esta
propagación de la contaminación y así evitar la muerte del parasito y poder ayudar con su
viabilidad pudiéndose agregar con Medio LIT o SFB. Los cultivos que se encontraron en fase
logarítmica se centrifugaron a 2500 rpm por 10 minutos, realizando tres lavados. El precipitado
resultante fue almacenado a -70°C para posterior extracción de ADN.
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
38
A
B
C
D
Figura 13. Hemocultivo a partir de muestras extraídas de Didelphis Marsupialis A.
Esterilización materiales de hemocultivo B. Cultivo medios NNN (Novy-MacNeal-Nicolle)
y LIT (Liver Infusion Tryptose) C. Manipulación muestra sanguínea D. Revisión Cultivos
(Fuente: Propia).
7.2.6. Tabulación de datos.
Los resultados fueron tabulados en el software Microsoft Office Excel 2010
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
39
Tabla 3. Tabulación de los resultados
Zona
Código
Nombre
Ciudad
Barrio
Peso
Largo
Edad
Sexo
Neonatos
Hemocultivo
Pizzi
Positivo
Nota: Resultados, Fuente: Propia
7.2.6.1 Análisis de resultados.
El análisis estadístico se realizó en el software R studio. Para el análisis descriptivo de los
datos se utilizó la media como medida de tendencia central. La prevalencia se calculó haciendo
uso de la ecuación de prevalencia (1). De igual forma se emplearon medidas de frecuencia como
las frecuencias relativas. También evaluaron posibles asociaciones entre las variables
independientes evaluadas (sexo, raza, edad etc.) y la variable dependiente (positivo). El análisis
bivariado se realizó utilizando la prueba de chi2 mediante la función chi.test. del software R
studio. De igual forma, el cálculo de la densidad relativa fue realizado por medio de la prueba
estadística Kruskal-Wallis también en R studio y el uso de la ecuación de densidad relativa (2).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
40
𝑃𝑟𝑒𝑣𝑎𝑙𝑒𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑑𝑒 𝑖𝑛𝑓𝑒𝑐𝑐𝑖ó𝑛 =
(1) Fuente: (Fernandez et al., 2004)
𝐼𝑛𝑑𝑖𝑣𝑖𝑑𝑢𝑜𝑠 𝑐𝑜𝑛 𝑖𝑛𝑓𝑒𝑐𝑐𝑖ó𝑛
𝑇𝑜𝑡𝑎𝑙 𝑑𝑒 𝑖𝑛𝑑𝑖𝑣𝑖𝑑𝑢𝑜𝑠 𝑒𝑠𝑡𝑢𝑑𝑖𝑎𝑑𝑜𝑠
𝐷𝑒𝑛𝑠𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑅𝑒𝑙𝑎𝑡𝑖𝑣𝑎 = 𝑓 = 1 − 𝑒−𝑥
(2) Fuente: (Gallina-Terazon & Lopez, 2011)
7.2.7. Consideraciones Bioéticas
El proyecto “Caracterización molecular y biológica de aislados de Trypanosoma Cruzi en
reservorios y vectores del Área Metropolitana de Bucaramanga” al cual se anida “Detección
parasitológica de infección por Trypanosoma spp. en Didelphis marsupialis de Bucaramanga y
su área metropolitana”, es financiado por la Universidad Industrial de Santander, Universidad de
Santander y Universidad de Boyacá, el cual ha sido aprobado por el Comité de Bioética con el
número de acta VII-105-BUC de la Universidad de Santander. Para lo cual se capacitará el
personal involucrado en la manipulación de los animales, resaltando la participación directa en la
manipulación por médicos veterinarios graduados con el apoyo de los estudiantes, Este estudio
ha sido fundamentado en los cuatro principios de la bioética definidos por Beauchamp &
Childress (2001), estos son los principios autonomía, beneficencia, no maleficencia y justicia. De
igual forma se tuvieron en cuenta las recomendaciones de la normatividad nacional. La ley 84
del 27 de diciembre de 1989 (por la cual se adoptó el Estatuto Nacional de Protección de los
Animales y se crearon convenciones y regulaciones en aspectos referentes a su competencia),
establece que: - “Los animales tendrán en todo el territorio Nacional especial protección contra el
sufrimiento y el dolor, causados directa o indirectamente por el hombre”. Por eso, esta propuesta
reconoce que los médicos veterinarios son las personas éticas, técnicas y científicamente idóneas
para la obtención de las muestras, la captura y manipulación de especies silvestres, que se
realizarán a su vez, conforme a los decretos 1375 y 1376 del 27 de junio de 2013 que
reglamentan las colecciones biológicas, la captura y recolección de especies silvestres con fines
de investigación científica no comercial.
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
41
8. RESULTADOS
8.1 Prevalencia por ciudad
De los 70 animales muestreados en Bucaramanga y su área metropolitana, se observó
mayor prevalencia en el municipio de Girón, comparado con su área metropolitana donde se
obtuvo una prevalencia inferior al 50%. Adicionalmente, no se identificó una diferencia
estadísticamente significativa entre las ciudades con la prevalencia (p=0.7891), por otra parte, el
hemocultivo demostró un mayor número de positivos (97%) frente al método de Pizzi (52%) en
relación con los positivos totales (Tabla 4).
Tabla 4.
Total de positivos por ciudad y método diagnostico
Positivos
Ciudades Total Animales
Hemocultivo Pizzi
% Total
Bucaramanga 40 15 8 15 38
Floridablanca 14 5 2 6 43
Piedecuesta 11 5 2 5 45
Girón 5 3 3 3 60
Total 70 28 15 29 41
Abreviatura: % Porcentaje
Nota: Casos positivos por ciudad. Fuente, Propia
8.2 Prevalencia por Zonas
De las muestras obtenidas en Bucaramanga, Floridablanca, Piedecuesta y Girón, dio
como resultado las prevalencias más altas en las zonas F3, G3 y P1 con un (100%) como se
observa en la (Tabla 5), Sin embargo, en el análisis estadístico no se encontró una diferencia
significativa entre la zona Occidental: B2, B3, B4, B5, G1, G2, G3, P1, P2, P3 y la zona Oriental
(P=1).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
42
Tabla 5.
Prevalencia de Trypanosoma spp. según zona.
Animales Positivos
Abreviatura: % Porcentaje
Nota: Prevalencia según la zona. Fuente: Propia
8.3 Prevalencia por sexo
Del total de animales capturados, el 56% correspondían a machos. Además, se determinó
que las hembras presentaron mayor prevalencia del Trypanosoma spp. Reportando un valor
superior al 50%, sin embargo, no se evidenciaron diferencias estadísticamente significativas
(p=0.1943) (tabla 6).
Ciudad Zona Barrio Total Total
%
B1 Pan de Azucar, Cabecera del llano, la Floresta, Lagos
20 8 40
del Cacique
B2 Gaitán y La Gloria 5 1 20
Bucaramanga B3 San Miguel, Candiles. 9 4 44
B4
Luz de Salvación, Balcones de Provenza y Manuela Beltran
4 1 25
B5 Bosques de Pinos, Vegas de morrorico 2 1 50
Total Parcial 40 15 38
F1 Limoncito y Bucarica 5 1 20
Floridablanca F2 Mediterrané, San Simon y Carabineros 8 4 50 F3 El Carmen V 1 1 100
Total Parcial 14 6 43
G1 La Inmaculada 1 1 100
Girón G2 Rincón de Girón 2 0 G3 Arenales Campestre 2 2 100
Total Parcial 5 3 60
P1 Hacienda San Miguel, Finca Catay y El Bosque 3 3 100
Piedecuesta P2 Villa Lina, Buenos Aires, Palermo, Portal del Talao 5 2 40 P3 San Francisco y San Cristóbal 3 0 0
Total Parcial 11 5 45
Total Global 70 29 41
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
43
Tabla 6. Prevalencia por sexo
Sexo Total Animales Total positivos % Positivos
Hembra 31 16 52%
Macho 39 13 33%
Total 70 29 41%
Abreviatura: % Porcentaje
Nota: Prevalencia por sexo. Fuente: Propia.
8.4 Prevalencia por edad
El 75 % de la muestra pertenece a las fases adultas (V, VI y VII), identificando mayor
prevalencia en la fase VII, con respecto a la positividad por edad, los cálculos se realizaron
teniendo como referencia la muestra positiva, y se determinó, mayor prevalencia en las fases
adultas (83%), evidenciando que el 34% de positivos, se encuentra en la fase VII, no obstante,
estadísticamente no hay diferencias significativas entre las fases (p=0.2772) (Tabla 7)
Tabla 7. Prevalencia por edad
Fases Total Animales Participación
por fase Total positivos
%
positivos
II 4 6% 2 7%
III 5 7% 1 3%
IV 9 13% 2 7%
V 18 26% 8 28%
VI 13 19% 6 21%
VII 21 30% 10 34%
Total 70 100% 29 100%
Abreviatura: % Porcentaje
Nota: Prevalencia por edad Fuente: Propia
8.5 Densidad relativa por Municipio
Del número total de animales muestreados se determinó la densidad relativa mediante
densidad de captura, siendo de Bucaramanga el municipio con mayor densidad relativa 0,50
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
44
(50%) la Densidad vs Ciudad no arrojo diferencias estadísticamente significativas (p=0.129)
(Tabla 8) y (Tabla 9).
Tabla 8. Densidad relativa (captura/trampa)
Municipio
Zona
frecuencia de
captura/trampa
(f)
Densidad de
captura/trampa
(X)
Suma
densidad
de
Captura
Densidad
relativa
por
zonas
Densidad
relativa
por
zonas%
Densidad
relativa
por
ciudad
Densidad
relativa
por
ciudad %
B1 0,54 0,80 0,21 20,80
B2 0,71 1,20 0,31 31,36
Bucaramanga B3 0,67 1,05 0,27 27,34
B4 0,29 0,36 0,09 9,29
B5 0,33 0,43 0,11 11,22
PROEDIO TOTAL 0,51 0,77 3,84 0,20 100 0,50 50,13
F1 0,50 0,69 0,40 40,42
Floridablanca F2 0,53 0,80 0,47 46,57
F3 0,20 0,22 0,13 13,01
PROMEDIO
TOTAL
0,47 0,57 1,71 0,33 100 0,22 22,39
G1 0,29 0,36 0,44 44,21
Girón G2 0,25 0,29 0,36 35,65
G3 0,17 0,16 0,20 20,14
PROMEDIO
TOTAL
0,24 0,27 0,81 0,33 100 0,11 10,53
P1 0,33 0,43 0,33 33,18
Piedecuesta P2 0,31 0,36 0,27 27,47
P3 0,38 0,51 0,39 39,34
PROMEDIO
TOTAL
0,33 0,43 1,30 0,33 100 0,17 16,95
PROMEDIO
GLOBAL
0,39 0,51 7,66 0,30 100 0,25 100
Abreviatura: % Porcentaje
Nota: Densidad Fuente: Propia
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
45
Tabla 9. Densidad relativa entre todas las Zonas (captura/trampa)
Municipio
Zona
Densidad de
captura/trampa (X)
Suma densidad
de Captura
Densidad relativa
entre todas las
zonas
Densidad relativa
entre todas las zonas
%
B1 0,80 0,10 10,4
B2 1,20 0,16 15,7
Bucaramanga B3 1,05 0,14 13,7
B4 0,36 0,05 4,7
B5 0,43 0,06 5,6
PROMEDIO TOTAL 0,77 3,84 0,10 50
F1 0,69 0,09 9,0
Floridablanca F2 0,80 0,10 10,4
F3 0,22 0,03 2,9
PROMEDIO TOTAL 0,57 1,71 0,07 22,4
G1 0,36 0,05 4,7
Girón G2 0,29 0,04 3,8
G3 0,16 0,02 2,1
PROMEDIO TOTAL 0,27 0,81 0,04 10,5
P1 0,43 0,06 5,6
Piedecuesta P2 0,36 0,05 4,7
P3 0,51 0,07 6,7
PROMEDIO TOTAL 0,43 1,30 0,06 16,9
PROMEDIO
GLOBAL
0,51 7,66 0,27 100
Abreviatura: % Porcentaje
Nota: Densidad relativa por Zona. Fuente: Propia
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
46
9. DISCUSIÓN
La enfermedad de Chagas es una infección causada por el parásito Trypanosoma Cruzi la
cual afecta a 6–7 millones de personas en todo el mundo, y se estima que la infección causa más
de 7,000 muertes al año (OMS, 2015). A pesar de décadas de esfuerzos de control, que han
reducido su incidencia, millones de personas se infectan crónicamente en las etapas más
productivas de sus vidas, lo que conduce a la pérdida de empleos y la perpetuación del ciclo de
pobreza (OMS, 2015; Sosa & Segura 2015). La tripanosomiasis americana es endémica en
América Latina, donde se transmite a animales y humanos por insectos triatominos que solo se
encuentran en las Américas (Guhl et al., 2007). Sin embargo, esta enfermedad se ha convertido
en un problema global emergente debido a la creciente migración internacional y los viajes de
los latinoamericanos a países no endémicos, particularmente a las regiones del norte América y
Europa (Conners et al., 2016). El Didelphis Marsupialis tiene una relación evolutiva con el
parásito la cual tienen una amplia distribución en América del Sur, y se observa con frecuencia
en estrecha asociación con triatominos y viviendas humanas tanto en áreas selváticas como
urbanas (Grisard et al., 2000), lo cual tiene relación ya que su alimentación es de carácter
omnívoro, comen desde frutas maduras, vegetales, hojas, néctar, flores, invertebrados, pequeños
vertebrados, hasta carroña (Feldhamer, 2003).
En el presente estudio realizado en Bucaramanga y su área metropolitana, se tuvo una
prevalencia del 41% Trypanosoma spp. (29/70), los animales capturados se encontraron en áreas
periurbanas, la prevalencia estaría posiblemente relacionada al lugar de muestreo ya que
pertenecen a zonas endémicas en las cuales se han presentado brotes orales de Enfermedad de
Chagas (Moncayo & silva, 2010; WHO, 2002), otro factor que posiblemente influyó en estos
resultados, es el clima, el cual presento temperaturas cálidas favoreciendo la presencia de
triatominos en guaridas de las zarigüeyas, las cuales son variadas según donde se encuentren
(Krause & Krause, 2006). Otro factor posiblemente influyente seria la presencia de las palmas en
las zonas muestreada ya que también fueron encontrados triatominos en ellas debido a la
búsqueda de alimento lo cual sería un factor determinante en la prevalencia de T. cruz, ya que
esto propicia una mayor oportunidad de contacto entre vectores infectados, animales domésticos
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
47
(Cantillo-Barraza et al., 2014; das Chagas Xavier et al., 2012). Didelphis y su hábito merodeador
contribuye al aumento de transmisión (Gottdenker et al., 2012).
Por otra parte, en Venezuela donde se pudo evidenciar una prevalencia del 65% (90/139)
(Telford & Tonn, 1982), guardando relación con la población descrita en Georgia y Florida la
cual corresponde a una prevalencia del 32% (61/189) (Brown et al., 2010), diferencia dada por el
tamaño de la muestra, ya que al tener un mayor número de individuos en comparación a el
estudio de realizado en Campeche aumentó la prevalencia en dicho estudio (Tamay-Segovia et
al., 2017). Adicional a esto se reportó que la mayoría de zarigüeyas infectadas en las zonas
fueron capturadas durante el periodo seco del año (marzo-abril) (Tamay-Segovia et al., 2017;
Parada et al., 2013; Telford & Tonn 1982; Brown et al., 2010).
Una posible explicación a esto, es que probablemente la actividad de estas es mayor en
dicha época del año, aumentando así el potencial de riesgo a la infección tanto como para
vectores como para otros mamíferos incluyendo al hombre (Ruiz-Pina et al., 2000), lo cual se
relaciona con el presente estudio ya que en esos periodos se realizaron capturas de animales lo
cuales también fueron positivos. Otro estudio realizado en las Islas Santa Catarina (ISC) y
Arvoredo (AI) de Brasil durante 1984 y 1993, se estudió la prevalencia Trypanosoma Cruzi en
Didelphis marsupialis, la cual el 21.9% y 45.2%. Se recolectó un total de 199 animales en ambas
islas, de la cuales se capturaron en ISC el 27.7% en viviendas humanas (casas y anexos), el
17.5% en el área de peri domicilio (bodegas) y 45,2% en el entorno selvático.
La prevalencia del T. cruzi puede estar relacionado con la presencia de triatominos (P.
megistus) ya que se detectó en la mayoría de los nidos de D. marsupialisen el ISC. Además, se
ha informado de la asociación de P. megistus con D. marsupialisen ecotopos artificiales,
incluidas las viviendas en SCI (Steindel et al., 1994), Otra razón del porque la alta prevalencia de
T. cruzi entre las zarigüeyas de IA es la alimentación por medio de triatominos infectados con T.
cruzi ya que los hábitos insectívoros conocidos por los Didelphis se han demostrado
(Zeledon,1974) y deben considerarse como una posible fuente de infección para las zarigüeyas
en la IA (Grisard et al .,2000), Otros estudios realizados en países como México han reportado
una prevalencia del 52% (13/25) en la ciudad de Campeche (Tamay-Segovia et al., 2017), dichos
resultados son similares en zonas tropicales como en Yucatán los cuales fueron del 55% (21/38)
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
48
(Parada et al., 2013) lo cual tendría relación con el presente estudio ya que se encontraron
triatominos en zonas de capturas.
Estudios realizados a nivel nacional, en el Departamento de Antioquia Municipio de
Amalfi con una temperatura de 23°C, obtuvo una prevalencia del 0% (0/8) (Arboleda et al 2000),
no obstante los autores alertan a la comunidad sobre la presencia de Didelphis Marsupialis en la
zona, como un factor de riesgo ya que es el principal transmisor de la infección en el continente
Americano, además estos reportaron como posible causa de negatividad en las pruebas
serológicas los desplazamientos tempranos de Didelphidos desde su estado natural en el ciclo
Silvestre a zona periurbanas por la creciente destrucción del hábitat boscoso original, haciendo
que los mamíferos reservorios y vectores lleguen a los domicilios humanos (Arboleda et al.,
2000).
Dicho esto, se ha encontrado repetidamente sangre de Didelphis spp en el intestino de
triatominos colectados en ecotopos naturales de varios países, lo que confirma la asociación
trófica de insecto-mamífero (Fernández et al 1991; Schweigmann et al., 1995; Wisnivesky-colli
et al., 1997). Otras prevalencias reportadas en los Municipios de Mompós, Talaigua Nuevo,
Cicuco, San Fernando y Margarita de la Isla Margarita, arrojaron valores de hasta el 86.3%
(19/22), donde se encontraron diez zarigüeyas en palmeras, uno en una vivienda intradomiciliaria
la cual estaba con gran cantidad de T. maculatain siendo positivo a T. cruzi y otra en un bosque
de palmeras, Estas palmas tenían un 80% (40/50) de presencia de Triatominos, por esta razón se
sugiere que la alta prevalencia en Didelphis marsupialis es causada por la alta aglomeración de
triatominos positivos a Trypanosoma Cruzi debido a que permiten un puente entre el ciclo
selvático y peridomésticos (Cantillo-Barraza et al., 2014).
Por otra parte se realizó un estudio similar en Bucaramanga el cual obtuvo una
prevalencia del 24% (8/25) (Pinto, 2016), dicho muestreo fue realizado en viveros de la
Corporación de Defensa de la Meseta de Bucaramanga, CDMB, concomitantes a los barrios San
Miguel, Gaitán y la vereda Santa Bárbara, las zonas tenían relación de símil con lugares donde
ocurrieron eventos de brotes agudos como ecotopos, reservorios y vectores (Soto et al 2014), sin
embargo dicho estudio se vio alterado por fumigaciones en áreas peridomesticas por ende solo
fue posible realizar el muestreo en la zona de San Miguel lo cual explicaría la disminución en
cuanto a prevalencia de dicho estudio ya que se vio limitado (Pinto, 2016).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
49
La prevalencia se puede determinar por diferentes métodos diagnósticos para
Trypanosoma Cruzi se clasifican en directos o indirectos, Durante la fase aguda el diagnóstico
se debe orientar al desarrollo de pruebas parasitológicas directas en busca del parásito: Examen
directo de sangre fresca, Gota gruesa, Frotis o extendido de sangre periférica Métodos de
concentración como el micrométodo, el microhematocrito y el método de Strout esta fase
también puede ser diagnosticada mediante métodos parasitológicos indirectos como
Hemocultivo, Reacción en cadena de la polimerasa (PCR) Reacción en cadena de la polimerasa
en tiempo real (qPCR) y En la fase crónica la parasitemia disminuye a tal punto que no se
encuentran parásitos circulantes por largos periodos y las técnicas de multiplicación parasitaria
como el hemocultivo o xenodiagnóstico o las moleculares como la Reacción en Cadena de la
Polimerasa convencional (PCR) y en tiempo real (qPCR) (INS,2017) y para el presente estudio
se realizó el diagnóstico con método Pizzi (gota gruesa) y hemocultivo, el cual demostró un
mayor número de positivos 28/29 (97%) frente al método de Pizzi 15/29 (52%) en relación con
los positivos totales, esto puede relacionarse a que el hemocultivo presenta más sensibilidad en
las fases crónicas (MINSA,2006), en comparación al método Pizzi ya que este último, tiene
mayor sensibilidad en fases agudas las cuales no predominan en este estudio (MINSA,2006).
Otros estudios reportaron 67% (18/27) de hemocultivos positivos a T. cruzi en muestras
de Didelphis alvibentris (Lima et al., 2012), siendo más alto que lo encontrado en el presente
estudio (41%), lo cual puede deberse a diferencias de prevalencia en cada zona ya que la
Municipio de Bucaramanga es considerada una zona de baja endemia (Pinto J. 2016). También
se reportan estudios con 13 de 137 animales positivo a T.cruzi por examen de sangre fresca
(9,5%), 25 por xenodiagnóstico (18,2%) y 21 por hemocultivo (15,3%) en un total de 30
zarigüeyas positivas y en Isla Arvoreda 6/62 zarigüeyas fueron positivas por examen de sangre
fresca (9.7%), 28 por xenodiagnóstico (45.2%) y 12 por hemocultivo (19.3%) (Grisard et al.,
2000), relacionándose con el presente estudio mostrando mayor prevalencia en hemocultivo
posiblemente relacionándose con el presente estudio.
Otros resultados, arrojan prevalencias de T. cruzi del 37.9% (44/116) del total de las
zarigüeyas capturadas y evaluadas por xenodiagnóstico y hemocultivo, estos métodos,
demostraron igual eficiencia para el diagnóstico parasitológico y el aislamiento de este parásito.
Por otro lado, el examen directo de sangre arrojó tasas de infección más bajas (Fernández et al.,
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
50
1991). Dichos resultados están relacionados con las características de infección de los
Didelphidos, ya que presentan una parasitemia muy baja durante períodos largos en los
resultados de las muestras obtenidas en las zarigüeyas con hemocultivo positivo y / o
xenodiagnóstico, 34,4% (16/44) presentaron examen de sangre directo negativo
consecutivamente. Demostrando así que tanto el xenodiagnóstico como el hemocultivo pueden
usarse para el aislamiento de parásitos de zarigüeyas infectadas naturalmente sin selección. En
Bucaramanga se encontró la prevalencia de hemocultivos positivos 24 % (6/25) en Didelphis
Marsupialis lo cual muestra una circulación activa del parásito lo cual favorece la transmisión
hacia el vector durante la alimentación (Pinto, 2016).
Otra de las variables tenidas en cuenta durante esta investigación, fue el sexo. Arrojando
que las hembras presentaron mayor prevalencia del Trypanosoma spp. reportando 52% (16/31) y
los machos (13/29), sin embargo, no se evidenciaron diferencias estadísticamente significativas.
Esto se podría explicar debido al aumento en las hembras en anestro, ya que presentan
agresividad con las hembras que se encuentran en estro. Sin embargo, difiere en que los machos
son agresivos con otros machos (Schweigmann, 1994). Reportes informan que Colombia es
tropical y la cría comienza en enero al inicio de la estación seca y las segundas camadas nacieron
en abril a mayo, una tercera en agosto, pero ninguna hembra crio en septiembre a diciembre
(Mackenzie et al., 1976), concordando con las fechas de muestreo. Por otra parte, el periodo de
gestación promedio dura entre 12 y 15 días, posteriormente las crías pasan al marsupio y
permanecen allí durante 60 o 70 días más (Vaughan et al., 1999). Los Dídelphis spp. son
considerados un género de hábitos solitarios y agresivo con su mismo género, donde la única
etapa de asociación entre individuos coincide con la época de reproducción y cría (Hunsaker,
1977).
Otro factor relevante en el presente estudio es que todas las hembras tenían presencia de
crías (100%) (31/31), relacionándose a que la población se renueva cada año y normalmente hay
dos períodos reproductivos: uno a principios de la primavera y otro a principios del verano
(Schweigmann et al., 1999). En un estudio realizado en al norte de Yucatán se describió una
población de 38 animales de los cuales 53% (20/38) fueron Hembras y 47% (18/38) Machos,
una posible explicación a esto es la mayor actividad de hembras (11/38) en épocas secas
coincidiendo con la época reproductivas aunque estas también tuvieron actividad durante la
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
51
época lluviosa, pero en menor proporción ya que solo (9/38) hembras estuvieron en actividad
durante el periodo húmedo mientras que en los machos dicha Dinámica fue inversa (López et
al., 2013).
Respecto a la variable por edad, las fases adultas obtuvo el mayor porcentaje (83%),
evidenciando que el 34% de positivos, se encuentra en la VII, no obstante estadísticamente no
hubo diferencias significativas entre estas (p=0.277), presumiendo que esto es debido a que la
fases adultas tiene más exposición en el ambiente con insectos o animales infectados (Dumontiel
et al., 2002; Cordero et al., 1987), otro autor difiere de esto ya que la alta reproducción en D.
marsupialis intensifica la posibilidad de transmisión de parásitos debido a la presencia de
hospederos jóvenes, los cuales son más susceptibles a la infección (Mackenstedt et al., 2015).
Con respecto a otros modos de transmisión, las bajas prevalencias registradas en edades
tempranas descartan la importancia a una posible transmisión vertical (Bucher & Schofield,
1981; Cenrisola et al., 1974; Chapman, 1976). Este hecho se explicaría por la protección frente a
la infección que las madres confieren a su descendencia a través de la inmunoglobulina G
presente en la leche (Conti et al., 1991). En otro estudio concordante con los resultados
obtenidos en esta investigación, se determinó relación significativa en relación a la edad
mostrando tasas de prevalencia mayores en Zarigüeyas adultas en comparación a los juveniles
(p= 0.020) de los individuos infectados, 81% (17/21) eran adultos, mientras que solo un juvenil
(5%) y tres subadultos (14%) dieron positivo por infección tanto en épocas lluviosas como en
periodos secos esto se presume sería debido a una posible mejor adaptación de los animales
adultos en épocas lluviosas y secas (Lopez et al., 2013).
Sin embargo, la mayoría de estas 16 hembras se reportaron en épocas secas siendo este,
otro factor determinante debido a que la actividad de los triatominos es mayor (Dumontiel et al.,
2002), favoreciendo así la transmisión del parásito entre vectores y zarigüeyas en este periodo
(Ruiz & Cruz, 2002) lo cual se relaciona con el presente teniendo un clima cálido la mayor parte
del tiempo, adicional a esto, el incremento de la prevalencia durante las temporadas que transitan
de templadas a cálidas serían una posible confirmación a la hipótesis de una transmisión
vectorial (Schweigmann et al., 1999), dado que en esa época aumenta la actividad de los
triatominos en esta zona geográfica (Catalá,1991). Por otra parte, el género Didelphis tiende a
consumir insectos en edades tempranas (Cordero et al., 1987). Esto explicaría de alguna forma el
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
52
hecho de que los individuos con edades comprendidas entre las fases I y II, alcancen mayores
tasas de infección en otoño, cuando comienzan a escasear otros alimentos (Cordero et al., 1987).
Siendo esto una posible explicación del porqué en climas más cálidos como en Colombia la
curva de animales positivos es exponencial y los animales adultos estimando una mayor
prevalencia como en el caso de nuestro estudio (Cordero et al., 1987).
La densidad relativa estimada en este trabajo fue determinada con mayor numero en
Bucaramanga 0.50, presentando más concentración que en México en un estudio realizado en 2
regiones de Chiapas teniendo abundancia relativa estimada entre 0.008-0.05 individuos trampas
noches para D. marsupialis y 0.01-0.06 individuos trampas noche para D. virginiana (Cruz et al.,
2014), sugiriendo que las zarigüeyas en Chiapas pueden desarrollarse en hábitats con ambientes
como los que se observan en Los Altos (frescos) y en la Depresión Central (cálidos) lo cual
tienen relación con Bucaramanga (González-Espinosa et al., 2005); sin embargo, en ambas
regiones sus poblaciones fueron relativamente pequeñas. No obstante, es importante mencionar
el posible sesgo en los resultados debido a la diferencia de esfuerzo de muestreo entre regiones.
La abundancia relativa, un indicador del tamaño poblacional (Lambert et al., 2005)
teniendo en cuenta que la abundancia relativa está determinada por las tasas de natalidad y
mortalidad, las cuales dependen de los recursos disponibles, del grado de competencia intra e
interespecífica y de la depredación (Gaston et al., 2000), no fue posible determinar en ese estudio
los factores específicos que pueden causar una abundancia relativa baja en D. marsupialis y D.
virginiana (Cruz et al., 2014). A nivel nacional se ha reportado que la densidad relativa fluctúa
entre 52.88 (Saldaña et al., 2018) y 13 (Mosquera D. et al. 2014) estas cifras estarían
relacionadas a que las zarigüeyas tienen dietas variadas y pueden explotar diferentes hábitats,
incluyendo zonas agrícolas e incluso entornos urbanos incluyendo las coberturas secundarias,
presentando así abundancias mayores en zonas de pastizales y cultivos (Orjuela & Jiménez,
2004).
En adición la alta tasa reproductiva de D. marsupialis sería otro factor determinante ya
que se estima en 13.5 las crías hembra por año en oeste de Colombia (Tyndale-Biscoe &
Mackenzie, 1976) aparentemente permite que esta especie explote rápidamente en condiciones
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
53
favorables expandiendo rápidamente el tamaño de la población (Gregory et al., 2010). No
obstante, también se puede esperar una reproducción reducida en respuesta a la calidad ambiental
(Atramentowicz, 1986).
Sin embargo, los cambios en las condiciones ambientales y reproducción generaría
cambios en la densidad (Schaffer & Tamarin, 1973) dando lugar a fluctuaciones en abundancia,
incluyendo extinción local y subsecuente recolonización (Gregory et al., 2010), otro factor
ligado a esto es que Didelphis junto con otras especies de mamíferos terrestres comparten presas
en común como en el caso de aves caminadoras (Franco et al., 2006; Brennan, 2010) lo que
haría que al actuar como competidores generando una fluctuación en la abundancia en donde las
densidades pueden aumentar, disminuir o extinguirse (Gregory et al., 2010) otro aspecto es el
atropellamiento vehicular que afectan a la especie en Antioquia (Delgado et al., 2007) lo cual
concuerda con las muertes registradas en este proyecto.
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
54
10. CONCLUSIONES
La cuantificación de la densidad poblacional capturada de Didelphis Marsupialis, se
determinó la densidad relativa mediante densidad de captura, siendo Bucaramanga el municipio
con mayor densidad relativa 0,50 (50%) la Densidad vs Ciudad no arrojo diferencias
estadísticamente significativas (p=0.129). En este trabajo se pudo evidenciar la prevalencia de
Trypanosoma spp. en un 41 % (29/70) de Didelphis marsupialis de los cuales se observó mayor
prevalencia en el municipio de Girón, comparado con su área metropolitana donde se obtuvo una
prevalencia inferior al 50%. Adicionalmente, se no se identificó una diferencia estadísticamente
significativa entre los municipios con la prevalencia (p=0.789). con respecto a la prevalencia por
zonas dio como resultado las prevalencias más altas en las zonas El Carmen V, Arenales
Campestre, Hacienda San miguel, Finca Catay y El Bosque con un (100%), Sin embargo, en el
análisis estadístico no se encontró una diferencia significativa entre las zonas (p=1).
Por otra parte, se obtuvo una mayor prevalencia del parásito en hembras las cuales
presentaron mayor 52%, sin embargo, no se evidenciaron diferencias estadísticamente
significativas (p=0.194). En cuanto a la edad los resultados evidenciaron una prevalencia
acumulada en el tiempo en donde se puede determinar que a mayor edad, mayor posibilidad de
presentar el parásito, el 75 % de la muestra pertenece a las fases adultas (V, VI y VII),
identificando mayor prevalencia en la fase VII (34%), con respecto a la positividad por edad, los
cálculos se realizaron teniendo como referencia la muestra positiva, y se determinó, mayor
prevalencia en las fases adultas (83%), no obstante estadísticamente no hay diferencias
significativas entre las fases (p=0.277).
DETECCIÓN TRIPANOSOMA SPP. DIDELPHIS MARSUPIALIS
55
11. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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12. APÉNDICES
Apéndice A. Carta aval del comité de Bioética UDES.
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Apéndice B. Acta comité Bioética UIS
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73
Apéndice C. Tabla de conversión de frecuencias a densidad.
TABLAS PARA CONVERTIR FRECUENCIA A DENSIDAD E INSTRUCCIONES
PARA SU USO
Tomada de Peña y Habib (1980).