Post on 16-Apr-2017
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA CHAPINGO
DEPARTAMENTO DE PARASITOLOGÍA
AGRÍCOLA
CYAZYPYR TM MEZCLADO EN AGUAS DE DIFERENTE DUREZA PARA EL
CONTROL DE Liriomyza sativae y Spodoptera exigua EN EL CULTIVO DE
TOMATE (Lycopersicum esculentum) EN CUAUTLA, MORELOS
La presente tesis titulada “Cyazypyr TM mezclado en aguas de diferente dureza
para el control de Liriomyza sativae y Spodoptera exigua en el cultivo de
tomate (Lycopersicum esculentum) en Cuautla, Morelos”, fue realizada por
Juan Vera Barreto, bajo la dirección del Consejo Particular indicado, ha sido
aprobada por el mismo y aceptada como requisito parcial para obtener el título
de “Ingeniero Agrónomo Especialista en Parasitología Agrícola”.
AGRADECIMIENTOS
A Dios por darme la fortaleza para corregir mi camino, por guiarme y cuidarme
y poner en mi camino a toda la gente que aprecio y quiero.
A la Universidad Autónoma Chapingo y al Departamento de Parasitología
Agrícola por darme la oportunidad de vivir tan grandes experiencias y terminar
mi carrera profesional.
Al Dr. Juan Fernando Solís Aguilar por la atinada dirección de esta tesis, por
su amistad, paciencia, apoyo y ser un gran ejemplo a seguir, a pesar de que no
tuve la oportunidad de ser su alumno, he aprendido mucho de él.
A la empresa Dupont México S.A. de C.V., en especial al Ingeniero José del
Refugio Muñoz Flores por su amistad, sus consejos, gran apoyo y por ser un
gran ejemplo a seguir, tanto en lo profesional como en lo personal.
Al MC. Antonio Segura Miranda Por su ayuda y sugerencias en la realización
de este trabajo y por contribuir con mi formación académica.
Al MC. Luis Emilio Castillo Márquez, por la revisión de este trabajo, su
amistad y apoyo durante mi estancia en la universidad.
Al MC. Manuel Orrantia Orrantia, por su apoyo y sugerencias en la realización
de este trabajo
A todos los profesores que contribuyeron con su conocimiento en mi formación
personal y académica.
Al Ingeniero Roberto Vivar Colín y Doña Rufis, por su amistad y apoyo en la
realización de esta tesis.
DEDICATORIAS
A la personita que más amo en el mundo, el mejor regalo que me ha dado la
vida, con tu amor e inocencia cambiaste y llenaste mi vida de felicidad, ese
eres tú, Ángel Joan Vera González, te amo hijo, eres mi motivo para seguir
vivo.
A mi madre Juana Barreto Liquidano, por darme la vida y su apoyo a lo largo
de esta, por demostrarme que todo es posible.
A mi padre Fausto Vera Pineda, a pesar de todo estuviste cuando lo necesite
y ahora tengo muy buenos recuerdo, gracias.
A mis hermanas Lucia, Marisol, Paola y Edith, muchas gracias por
soportarme, no soy el mejor ejemplo, pero las quiero mucho.
A mis sobrin@s Yulitzi Yamilee, Alan Lisandro, Jesús Alejandro, Lizeth
Guadalupe y Marian Nicole, gracias por llenar nuestras vidas de alegría.
A mis abuelitos, Nicolás Barreto López† y Carmen Liquidano Neri, muchas
gracias por creer en mí, por su cariño y bendiciones, por todos esos hermosos
momentos a su lado.
A mis ti@s Alberto, Joaquina, Carlos y Eleazar, gracias por compartir sus
experiencias y brindarme su apoyo.
A prim@s, May, Nino, Lupe, Kike Gaby, Andy, Dani, Kirby y Cindy, gracias
por todos los bonitos recuerdos de nuestra infancia.
A la familia Vargas Barreto, (Julián, mi tía Eleazar, Gaby y Andy), muchas
gracias por su apoyo, nunca me dejaron solo y ayudaron a hacer más fácil esa
etapa de estudiante.
A Porfirio Romelio López Aldave “El Che” †, un buen amigo y maestro, usted
me enseño más que futbol, nunca olvidare, ni sus palabras, ni sus consejos,
gracias, ahora soy uno más de los ingenieros que usted ayudo a formar.
A Cesar Aparicio Betanzos, gran amigo en las buenas y en las malas, en las
fiestas y en los partidos, muchas gracias, es un honor ser tu amigo, sé que
siempre podre contar contigo.
A mis compañer@s del 7 B de parasitología, Choto, Franck, Santis,
Agustín, Lukas, Patillas, Pablo, Caltempa, Shack, Erick, Cesar, Grillo,
Monse, Angeles, Marycruz, Chivis, Ana, Yola, Cueto y Diego, muchas
gracias por su amistad, fue un gusto compartir cuatro años con ustedes.
A mis compañeros de la Selección de Futbol Soccer, el profe Fabián, el
profe Carrillo, Ever, Zurdo, Toro, Rogelio; Romeo, Benito, Cabañas, Kike,
Jalisco, Elihud, Julio, Chino, Chiapas, Tripa y Daniel, fue un honor defender
los colores de la universidad con ustedes.
A mis ami@s Paloma, Esmeralda, Luis, Rudo, Vicky, Lucero, Chispas,
Micky, Tomas, Capuza, Bayo, Talo, Don Rodri, Héctor, Don Juan, Cirenia,
Brenda, Adriana, Brenda Santos, Lety, Kenia, Alan, Elizabeth, Blanca, B.
Estela, Gaby, Chely, Fran, Nataly, Pedro y Barny, muchas gracias por su
amistad.
76 años, 5 hijos, 14 nietos y 11 bisnietos, se dice fácil pero hay que ser fuerte
como tú, para cuidar a la familia, sufriste mucho pero nunca te diste por
vencido, siempre fuerte, enfrentaste la muerte con la misma valentía que
enfrentaste la vida y ganaste porque aun sigues viviendo en nosotros y siempre
seguirás viéndonos por tu ventana, te extrañamos abuelito.
Sinceramente
Juan Vera Barreto
CONTENIDO
INDICE DE CUADROS. ...................................................................................... I
INDICE DE FIGURAS ....................................................................................... IV
RESUMEN ........................................................................................................ VI
SUMMARY ....................................................................................................... VII
I. INTRODUCCIÓN. .......................................................................................... 1
II. OBJETIVOS. .................................................................................................. 3
III. REVISIÓN DE LITERATURA. ...................................................................... 4
3.1. Tomate. .................................................................................................... 4
3.1.1. Origen. ............................................................................................... 4
3.1.2. Clasificación taxonómica. .................................................................. 5
3.1.3. Descripción botánica del tomate. ....................................................... 5
3.1.4. Importancia. ....................................................................................... 6
3.1.4.1. Importancia mundial. .................................................................. 6
3.1.4.2. Importancia Nacional. .................................................................. 8
3.1.5. Requerimientos edafo-climaticos del cultivo. .................................. 11
3.1.5.1. Temperatura. ............................................................................. 12
3.1.5.2. Humedad. .................................................................................. 12
3.1.5.3. Luminosidad. ............................................................................. 12
3.1.5.4. Suelo. ........................................................................................ 13
3.2. Enfermedades y plagas del cultivo del tomate. ...................................... 13
3.2.1. Principales enfermedades fungosas. ............................................... 13
3.2.2. Principales enfermedades bacterianas. ........................................... 14
3.2.3. Principales virus. .............................................................................. 15
3.3. Plagas del cultivo. .................................................................................. 15
3.3.1 Ácaros. .............................................................................................. 15
3.3.2. Nematodos. ..................................................................................... 16
3.3.3. Insectos. .......................................................................................... 16
3.3.3.1 Insectos vectores de patógenos. ................................................ 16
3.3.3.1.1 Mosca blanca. ...................................................................... 17
3.3.3.1.2 Paratrioza. ............................................................................ 17
3.3.3.1.3 Pulgones. ............................................................................. 18
3.4. Minador de la hoja (Liriomyza spp). ....................................................... 18
3.4.1. Importancia económica. ................................................................... 18
3.4.2. Distribución. ..................................................................................... 18
3.4.3. Hospederas. .................................................................................... 18
3.4.4. Descripción morfológica: .................................................................. 19
3.4.4.1. Huevecillos. ............................................................................... 19
3.4.4.2. Larva. ......................................................................................... 19
3.4.4.3. Pupa. ......................................................................................... 19
3.4.4.4. Adulto. ....................................................................................... 19
3.4.5. Biología y hábitos. ............................................................................ 20
3.4.6. Daños. ............................................................................................. 20
3.4.7. Medidas de control. .......................................................................... 22
3.4.7.1. Control Cultural .......................................................................... 23
3.4.7.2. Control Mecánico ....................................................................... 23
3.4.7.2.1 Uso de Trampas ................................................................... 23
3.4.7.3. Control Biológico ....................................................................... 24
3.4.7.4. Control Químico ......................................................................... 24
3.5. Gusano soldado (Spodoptera exigua (Hubner). ..................................... 26
3.5.1. Importancia económica. ................................................................... 26
3.5.2. Distribución. ..................................................................................... 26
3.5.3. Hospederas. .................................................................................... 26
3.5.4. Descripción morfológica: .................................................................. 26
3.5.4.1. Huevecillo. ................................................................................. 26
3.5.4.2. Larva. ......................................................................................... 27
3.5.4.3. Pupa. ......................................................................................... 27
3.5.4.4. Adulto. ....................................................................................... 27
3.5.5. Biología y hábitos. ............................................................................ 28
3.5.6. Daños. ............................................................................................. 28
3.5.7. Medidas de Control .......................................................................... 29
3.5.7.1. Control Cultural .......................................................................... 29
3.5.7.2. Control Mecánico ....................................................................... 30
3.5.7.2.1. Uso de trampas. .................................................................. 30
3.5.7.2.2. Uso de feromonas. .............................................................. 30
3.5.7.3. Control Biológico ....................................................................... 31
3.5.7.4. Control Químico ......................................................................... 32
3.5.7.4.1 Muestreos y umbral de aplicación ........................................ 32
3.5.7.4.2. Aplicación de insecticidas.................................................... 32
3.6. Diamidas antranilicas. ............................................................................ 33
3.7. Cyazypyr™ (DPX-HGW86, cyantraniliprol). ........................................... 35
3.7.1. Características Físico-Químicas de Cyazypyr TM ............................. 37
3.7.2. Toxicología de Cyazypyr TM ............................................................. 38
3.7.3. Cyazypyr TM impacto ambiental. ..................................................... 39
3.7.4. Campo de acción de Cyazypyr TM .................................................... 42
3.8. Dureza del agua/ pH, como afectan la efectividad de los agroquímicos. 43
3.8.1 Factores que influyen en la calidad del agua .................................... 44
3.8.1.1. Efectos del pH ........................................................................... 44
3.8.1.2 Hidrolisis ..................................................................................... 45
3.8.1.3. Dureza del agua ........................................................................ 46
3.8.1.4. Corrección de dureza ................................................................ 49
IV. MATERIALES Y METODOS. ...................................................................... 51
4.1. Ubicación y croquis del sitio experimental. ............................................ 51
4.2. Características del agua a utilizar. ......................................................... 51
4.3. Determinación de la dureza de aguas colectadas. ................................. 52
4.4. Preparación del “agua estándar o patrón”. ............................................. 53
4.5. Plaga (s) Objetivo. .................................................................................. 54
4.6. Parámetros de medición de la efectividad biológica. ............................. 54
4.7. Cultivo y variedad. .................................................................................. 54
4.8. Diseño experimental. ............................................................................. 54
4.9. Preparación de la mezclas. .................................................................... 55
4.10. Tratamientos a evaluar. ....................................................................... 57
4.11. Dosis, Momento, Número e Intervalo entre aplicaciones. .................... 58
4.12. Método de Muestreo y tamaño de muestra. ......................................... 58
4.13. Frecuencia del muestreo. ..................................................................... 59
4.14. Análisis estadístico. .............................................................................. 59
4.15. Cronograma de actividades. ................................................................ 60
4.16. Manejo agronómico. ............................................................................. 60
V. RESULTADOS Y DISCUSION. ................................................................... 61
5.1. Número de minas totales (Liriomyza sativae). ....................................... 61
5.1.1. Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio). ............................ 61
5.1.2. Agua de Xalostoc (666.9 ppm de carbonatos de calcio). ................. 62
5.1.3. Agua de Izucar de Matamoros (1838.25 ppm de carbonatos de
calcio). ....................................................................................................... 63
5.1.4. Agua de La Colorada, Pue. (513 ppm de carbonatos de calcio). ..... 65
5.1.5. Agua estándar (342 ppm de carbonatos de calcio). ........................ 66
5.2. Número de minas vivas (Liriomyza sativae). .......................................... 67
5.2.1. Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio). ............................ 67
5.2.2. Agua de Xalostoc (666.9 ppm de carbonatos de calcio). ................. 68
5.2.3. Agua de Izucar de Matamoros (1838.25 ppm de carbonatos de
calcio). ....................................................................................................... 69
5.2.4. Agua de La Colorada (513 ppm de carbonatos de calcio). .............. 70
5.2.5. Agua estándar (342 ppm de carbonatos de calcio). ........................ 71
5.3. Gusano soldado (Spodoptera exigua). ................................................... 72
5.3.1 Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio). ............................. 72
5.3.2. Agua de Xalostoc (666.9 ppm de carbonatos de calcio). ................. 73
5.3.3. Agua de Izucar de Matamoros (1838.25 ppm de carbonatos de
calcio). ....................................................................................................... 74
5.3.4. Agua de La Colorada (513 ppm de carbonatos de calcio). .............. 75
5.3.5. Agua estándar (342 ppm de carbonatos de calcio). ........................ 77
VI. CONCLUSIONES. ...................................................................................... 78
VII. LITERATURA CONSULTADA. .................................................................. 79
I
INDICE DE CUADROS.
Cuadro 1. Nomenclatura taxonómica del tomate de acuerdo con el ITIS y la
CONABIO………………………………………………………………………………5
Cuadro 1. Producción internacional de jitomate……………………………………8
Cuadro 3. Producción de jitomate en México……………………………………..10
Cuadro 4. Características químicas de Cyazypyr TM (APVMA, 2008)…………38
Cuadro 5. Propiedades físico- químicas que constituyen al Ingrediente Actico
(APVMA, 2008)……………………………………………………………………….39
Cuadro 6. Cyazypyr TM perfil toxicológico (DuPont, 2012)………………………40
Cuadro 7. Impacto de Cyazypyr en diferentes etapas de desarrollo (H: Huevo;
N: Ninfa; L: Larva y A: Adulto) de organismos benéficos (Dupont, 2009)……..42
Cuadro 8. Comparación de Cyazypyr TM, contra otros insecticidas (Dupont,
2009)………………………………………………………………………………….44
Cuadro 9. Clasificación de las aguas por su dureza, con base al CaCO3 (Keith
1967)………………………………………………………………………………….48
Cuadro 10. Características del insecticida………………………………………..52
Cuadro 11. Datos generales del ensayo………………………………………….52
Cuadro 12. Datos generales del agua…………………………………………….55
Cuadro 13. Temperatura de los tratamientos con 1 hr de reposo antes de la
aplicación…………………………………………………………………………….57
II
Cuadro 14. Temperatura del suelo y del aire al antes de la aplicación,
tratamientos con 1 hr de reposo……………………………………………………57
Cuadro 15. Temperatura de los tratamientos con 8 hrs de reposo antes de la
aplicación……………………………………………………………………………..57
Cuadro 16. Temperatura del suelo y del aire antes de la aplicación,
tratamientos con 8 hrs de reposo………………………………………………….58
Cuadro 17. Tratamientos y dosis a evaluar para el control de Gusano Soldado y
Minador de la hoja en el cultivo de tomate en Cuautla, Morelos.
2012……………………………………………………………………………………58
Cuadro 18. Cronograma de actividades………………………………………....61
Cuadro 19. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1y 2(agua
destilada)……………………………………………………………………………...62
Cuadro 20. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3y 4(agua
de Xalostoc , Morelos)……………………………………………………………….64
Cuadro 21. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5 y 6(agua
de Izucar de Matamoros, Puebla)………………………………………………….65
Cuadro 22. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7 y 8(agua
de la Colorada, Puebla)……………………………………………………………..66
Cuadro 23. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9 y 10
(agua Estándar)………………………………………………………………………68
Cuadro 24. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1 y 2(Agua
destilada)……………………………………………………………………………...69
III
Cuadro 25. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3 y 4(agua
de Xalostoc , Morelos)……………………………………………………………….70
Cuadro 26. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5 y 6(agua
de Izucar de Matamoros, Puebla)………………………………………………….71
Cuadro 27. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7 y 8(agua
de L Colorada, Puebla)………………………………………………………………72
Cuadro 28. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9 y
10(agua Estándar)……………………………………………………………………74
Cuadro 29. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1 y 2(agua
Destilada)……………………………………………………………………………..75
Cuadro 30. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3 y 4(agua
de Xalostoc, Morelos)……………………………………………………………….76
Cuadro 31. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5 y 6(agua
de Izucar de Matamoros. Puebla)………………………………………………….77
Cuadro 32. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7 y 8(agua
de la Colorada, Puebla)……………………………………………………………..79
Cuadro 33. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9 y
10(Agua estándar)……………………………………………………………………80
IV
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Ciclo de vida de Liriomyza sativae (Inifap 2001b)………….………..20
Figura 2.Daños por Liriomyza spp en tomate (fotografía inédita 2012)………22
Figura 3. Ciclo de vida de Spodoptera exigua…………………………………….28
Figura 4. (Fotografía inédita 2012) Fruto dañado por el gusano soldado……..29
Figura 5. (Fotografía inédita 2012) Larva de Spodoptera spp…………………..29
Figura 6. Sitio de acción de Cyazypyr…………………………………………......35
Figura 7. Molécula de Cyazypyr……………………………………………………36
Figura 8. Translocación de Cyazypyr en la planta……………………………….37
Figura 9. Distribución de las unidades experimentales, cada unidad
experimental consta de 6 surcos, de 1.2 m entre surcos por 6 metros de
largo……………………………………………………………………………………59
Figura 10. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1
y 2……………………………………………………………………………………...63
Figura 11. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3
y 4……………………………………………………………………………………...64
Figura 12. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5
y 6……………………………………………………………………………………...65
Figura 13. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7
y ………….......................................................................................................67
V
Figura 14. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9
y 10…………………………………………………………………………………….68
Figura15. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1
y 2……………………………………………………………………………………...69
Figura 16. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3
y 4……………………………………………………………………………………...70
Figura 17. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5
y 6……………………………………………………………………………………...71
Figura 18. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7
y 8……………………………………………………………………………………...73
Figura 19. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9
y 10…………………………………………………………………………………….74
Figura 20. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1
y 2……………………………………………………………………………………...75
Figura 21. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3
y 4……………………………………………………………………………………...76
Figura 22. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5
y 6……………………………………………………………………………………...77
Figura 23. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7
y 8……………………………………………………………………………………...79
Figura 24. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9
y 10…………………………………………………………………………………….80
VI
RESUMEN
Se evaluó la efectividad biológica de Cyazypyr TM mezclado con aguas de
diferente concentración de carbonatos de calcio, aguas colectadas en Xalostoc,
Morelos, Izucar de Matamoros, Puebla y la Colorada, también se utilizó agua
destilada y un agua estándar, utilizada en la formulación de plaguicidas, estas
mezclas se dejaron reposar una hora y ocho horas, para ver el efecto de las
aguas duras sobre el insecticida, para ello se utilizó un diseño no paramétrico,
con 12 tratamientos y 4 repeticiones cada uno, se avaluó la dosis de 150 ppm
de ingrediente activo para cada tratamiento, las plagas a evaluar fueron,
Liriomyza sativae, de la cual se evaluó el número total de minas y numero de
minas vivas en dos hojas en cinco plantas por repetición y Gusano soldado
(Spodoptera exigua) del cual se contó el número total de larvas vivas por
planta en cinco plantas por repetición.
Los resultados muestran que para el control de Liriomyza sativae no hay
mucha diferencia en su control, aunque si hay una disminución en el control en
los tratamientos con ocho horas de reposo, mientras que en los tratamientos
con una hora de reposo, la efectividad aumenta en cada evaluación,
alcanzando su máximo en la tercera evaluación. Para el control de Spodoptera
exigua, las aguas más blandas, agua destilada y agua estándar, obtuvieron el
mejor control con un 100% de efectividad, mientras que el agua de Izucar de
Matamoros, con 1838.25 ppm, obtuvo un control muy pobre para esta plaga.
Palabras clave: Jitomate, Liriomyza sativa, Spodoptera exigua, Dureza,
Cyazypyr TM, Efectividad Biológica.
VII
SUMMARY
The Cyazypyr® biological efficacy was evaluated when it was mixed in water
with different concentrations of calcium carbonate coming from different
agriculture areas, such as Xalostoc, Morelos, Izucar de Matamoros, Puebla and
la Colorada, Puebla; also was used distilled water and standard water , used in
formulation pesticide, these mixtures were tested one hour and eight hours after
a rest period, to analyze the effect of treatments a non-parametric design was
used with 12 treatments and 4 repetitions each one, a single Cyazypyr® dose of
150 ppm active ingredient was tested in the field trial for each treatment, the
pests evaluated were, Liriomyza sativae total number of mines and the number
of live mines per leaf was evaluated, two leaves where collected at 5 plants per
plot; and armyworm (Spodoptera exigua) which the total number of live larvae
per plant was counted on five plants per plot.
The results showed that for the control of Liriomyza sativae wasn’t higher
difference in control between treatments when the mix rest by one hour, but a
decrease was observed in control when treatments were allowed to rest eight
hours; the effectiveness increases with each evaluation, peaking in the third
assessment, for Control Spodoptera exigua the softer, distilled and standard
water, they got the best control with 100% efficiency, while water Izucar of
Matamoros, with 1838.25 ppm, was obtained a very poor effect on the pest
control.
Key words: Tomato, Liriomyza sativa, Spodoptera exigua, hardeness,
CyazypyrTM, biological effectiveness.
1
I. INTRODUCCIÓN.
El tomate es la hortaliza más extensamente cultivada en el mundo, después de
la papa. Comercialmente se producen 45 millones de toneladas métricas de
tomate por año en 2.2 millones de hectáreas, de forma tal que el jitomate o
“tomate rojo” es una de las especies hortícolas más importantes en el mundo
debido al valor de su producción y a la demanda de mano de obra que genera.
A esta hortaliza de fruto se le encuentra en los mercados durante todo el año, y
se le consume tanto fresca como procesada, siendo una fuente rica en
vitaminas (FAO, 2001).
El jitomate es la hortaliza que ocupa mayor superficie sembrada en todo el
mundo, con alrededor de 3, 593,490 ha, con una producción de 53, 857,000
ton. En México se siembran alrededor de 80,000 ha con un rendimiento
promedio de 28.7 ton/ha., por lo cual es la segunda hortaliza más importante
por la superficie sembrada que ocupa; la más importante por su volumen en el
mercado nacional, y la primera por su valor de producción (Nieto y Velasco,
2006).
A nivel nacional, los principales estados con mayor superficie sembrada y
producción total son Sinaloa, Baja California y Michoacán, mientras que
Morelos ocupa el octavo lugar en superficie sembrada y el noveno en
producción con 1,395.95 ha 74,387.45 ton, respectivamente. En cuanto a
rendimiento por hectárea, Querétaro ocupa el primer lugar, seguido de
Guanajuato y Jalisco; Morelos se encuentra en el lugar 21 con 31.32 ton/ ha
(SAGARPA, 2011).
En Morelos se siembran aproximadamente 2176 ha de jitomate, con una
producción superior a 68 mil toneladas. Los principales municipios productores
son Atlatlahuacán, Totolapan, Tlayacapan, Mázateme y Yecapixtla (SAGARPA,
2011).
2
Las plagas insectiles constituyen uno de los elementos limitantes dentro de la
producción de cualquier cultivo. De los insectos que atacan al tomate se tiene a
él minador de la hoja (Liriomyza sativae), estos causan daño directo e indirecto
a una amplia variedad de cultivos y ornamentales, esto se manifiesta por las
picaduras producidas por las hembras adultas con fines de alimentación u
ovoposición y por la actividad alimentaria de las larvas en las hojas,
destruyendo parte de la masa foliar y disminuyendo en algunos casos la
actividad fotosintética (Valenzuela, 2010).
La importancia del gusano soldado (Spodoptera exigua) en los cultivos de chile
y jitomate se debe al daño que ocasionan las larvas en el follaje y al
mordisquear los frutos, los cuales quedan inutilizados para la comercialización,
en ocasiones las larvas recién emergidas penetran el fruto y ocasionan una
lesión similar a la causada por el gusano del fruto (Inifap, 2007).
Se ha demostrado recientemente en algunas regiones de estados unidos, que
los depósitos de agua cuentan con la alcalinidad suficiente para causar la
hidrolisis de algunos pesticidas, esto significa que un insecticida puede
empezar su descomposición tan pronto sean agregados al tanque de la
mezcla, esto reduce el control sobre la plaga, debido a que cierta cantidad del
ingrediente activo es descompuesto antes de que llegue a la planta o actué
sobre la plaga, de igual forma si se mantiene la mezcla del pesticida sin
agitación, o dentro del tanque de un día para otro antes de asperjarlo, el 50 % o
más del ingrediente activo es degradado (Winand K. Hock, 2010).
Las actividades de riego y drenaje podrían conducir a un incremento de la
salinidad en las aguas superficiales y subterráneas como consecuencia de la
evaporación y del lavado de sales de los suelos (CIPAC, 1980).Esto podría ser
un problema para la aplicación de plaguicidas ya que al mezclarse con “aguas
duras” no presentan la misma eficiencia (Muñoz-Flores, 2012- comunicación
personal), por tal motivo se plantean los siguientes objetivos:
3
II. OBJETIVOS.
Determinar la dureza (concentración de carbonatos de calcio) de aguas
colectadas y utilizadas en el centro de México para la aplicación de insecticidas
en el control de insectos plaga en cultivos de hortalizas.
Evaluar la eficiencia biológica del insecticida Cyazypyr mezclado en aguas de
diferente dureza para el control del minador de la hoja y gusano soldado en el
cultivo de tomate en la región de Cuautla, Mor.
4
III. REVISIÓN DE LITERATURA.
3.1. Tomate.
3.1.1. Origen.
Se cree que el tomate es originario del oeste de América del Sur; Jenkins
(1948) propuso a México como origen de domesticación, también basado en la
evidencia lingüística, pero sin dejar claro si la planta conocida como ‘’tomatl’’ de
México se refería a los tomates ó al tomate de cáscara (Physalis sp.), mientras
que el jitomate alude a las variedades con frutos grandes.
El tomate (Lycopersicon esculentum Mill.) es una especie domesticada en
México de gran importancia para la agricultura mundial, de la que es posible
encontrar poblaciones nativas cultivadas en diferentes regiones agrícolas del
país en la actualidad (Ramírez, 2010). Los acervos genéticos de tomate nativo
poseen características de calidad de fruto que pueden ser aprovechadas en el
mejoramiento y desarrollo de variedades con rasgos superiores a las
variedades comerciales actuales (Salgado et al., 2011).
Se cree que es originario de la faja costera del oeste en América del Sur, cerca
de la 30 ° latitud sur de la línea ecuatorial. En la región andina del Perú se
encuentran, a lo largo y ancho, numerosos parientes silvestres y cultivados del
tomate, también en Ecuador y Bolivia, así como en la Isla Galápagos. Estos
parientes comestibles del tomate ocupan diversas condiciones ambientales
basadas en altitud y latitud y, representan un amplio grupo de genes para el
mejoramiento de la especie (Alcazar- Esquinas, 1981).
Linnaeus (1753) es primer taxónomo en clasificar al tomate cultivado dentro del
género Solanum y bajo el nombre Solanum lycopersicum agrupó todas las
formas multiloculares cultivadas conocidas hasta esa época. Un año más tarde
Miller (1754) describió al tomate dentro del género Lycopersicon y esta
clasificación continuó por muchos años de ahí que los textos refieren a esta
especie como Lycopersicon esculentum Mill. No obstante, fue hasta el siglo XX
5
cuando se realizaron estudios taxonómicos más completos, los cuales ubican
al tomate y sus especies silvestres dentro del género Lycopersicon (Muller,
1940).
3.1.2. Clasificación taxonómica.
Cuadro 1. Nomenclatura taxonómica del tomate de acuerdo con el ITIS y la CONABIO.
Fuente:www.itis.gov/servlet/SingleRpt/SingleRpt?search_topic=TSN&search_value=56
6310www.siit.conabio.gob.mx/pls/itisca/taxastep?king=Plantae&p_action=exactly+for&t
axa=Solanum+lycopersicum&p_format=&p_ifx=itismx&p_lang=es
El género Solanum cuenta con varias especies y se les divide en dos
subgéneros: Eulycopersicon que incluye especies de fruto rojo y Eriopersicon
que cuenta con plantas de frutos verdes (Pérez 2000a). La ubicación
taxonómica actualmente más aceptada del jitomate es la que se indica en el
Cuadro 1(Esquinas-Alcázar y Nuez, 2001).
3.1.3. Descripción botánica del tomate.
Peralta y Spooner (2007) mencionan que, los tomates silvestres son plantas
herbáceas perennes, pero en su hábitat natural probablemente se comportan
como anuales y pueden morir después de la primera estación de crecimiento
debido a las heladas o la sequía. Son de crecimiento indeterminado erecto o
postrado. Presentan hojas pinnadas con 2-6 pares de foliolos opuestos o sub-
opuestos, sésiles, subsésiles o pecioladas. La inflorescencia básica es una
cima con diferentes patrones de ramificación (mono, di y policotómico), y con o
sin brácteas axiales, contando con tres nudos entre cada inflorescencia. Las
Reino Plantae Subreino Tracheobionta División Magnoliophyta Clase Magnoliopsida Subclase Asteridae Orden Solanales Familia Solanaceae Género Solanum Especie Solanum lycopersicum L. Variedad Solanum lycopersicum var. lycopersicum L.
6
flores son típicamente amarillas, anteras unidas lateralmente para formar un
cono en forma de botella con una punta alargada estéril en el ápice (excepto en
S. pennellii). El tamaño del fruto, el color y pubescencia son variables, al igual
que el tamaño de las semillas, el color y el desarrollo de las paredes radiales
de las células de la testa (Müller, 1940). Las frutas son bayas generalmente
bilocular en las especies silvestres, y bilocular o multiloculares en el las
variedades cultivadas.
3.1.4. Importancia.
3.1.4.1. Importancia mundial.
El tomate es el cultivo más importante en la economía mundial, la superficie
mundial dedicada a su producción es de 4 millones de hectáreas y cuenta con
una producción de 108.5 millones de toneladas. La mayor utilización del
germoplasma de tomate para mejorar su cultivo se ha realizado en los últimos
20 años, utilizando especies silvestres como fuentes de variación genética para
resistencia o tolerancia a enfermedades y plagas, tolerancia a estrés abiótico y
para mejorar la calidad de fruto (Robertson y Labate, 2007).
Dentro del grupo de las hortalizas, el tomate es un cultivo muy dinámico por la
creciente demanda de la población de todo el mundo. La producción mundial
de tomate ha sido calculada en 110 millones de toneladas en una superficie
aproximada de 4.2 millones de hectáreas (FAO, 2003). Así mismo, en 2008, la
producción de esta hortaliza, se ubicó en 129.6 millones de toneladas (FIRA,
2010a).
Aunque existe gran variedad de productos hortícolas en el mundo y a pesar
que algunos tienen importancia solo a nivel regional, se estima que solo dos
hortalizas contribuyen con el 50% de la producción de éstas en todo el mundo:
la papa y el jitomate. Lo anterior señala el enorme valor que guarda este último
no sólo en el comercio, sino también en el sistema alimentario mundial (Pérez,
2000).
7
Dentro de los países importadores por excelencia, destaca los Estados Unidos
de América (USA), el mercado más grande del mundo con un poco más de 1
millón de toneladas de importación anual, donde México es el principal
exportador de tomate representando casi la mitad de las exportaciones
mundiales, con destino principal USA (FIRA, 2010b). Así mismo, es en este
ámbito de la producción agrícola nacional donde México presenta ventajas
comparativas con el resto de los países exportadores, además de ser una
fuente de divisas para el país, por lo que su cultivo depende significativamente
del comportamiento de este mercado (Hernández-Martínez et al., 2004).
El tomate es la hortaliza más difundida en todo el mundo y la de mayor valor
económico. Su demanda aumenta continuamente y con ella su cultivo,
producción y comercio. El incremento anual de la producción en los últimos
años se debe principalmente al aumento en el rendimiento y en menor
proporción al aumento de la superficie cultivada (infoagro, 2004).
El tomate es un producto con un mercado dinámico a nivel mundial; así mismo,
dentro de las hortalizas, es el cultivo que presenta mayor preferencia en
volumen, ya que la producción representó en el 2009 el 15.02% del total
mundial. La producción mundial muestra una tendencia constante con una tasa
de crecimiento promedio de 2.83% para el periodo 2000-2009. En 2000 se
contabilizó en 109.991 millones de toneladas, mientras que para el 2009 se
registró en 152.9 millones de toneladas, la producción es contabilizada tanto en
producto fresco como para procesamiento (FAO, 2010).
China destaca por ser el principal país productor de tomate aportando el 24.9%
del total mundial, a este país le sigue Estados Unidos (10.1%), Turquía (8.1%),
India (7.6%), Egipto (6.7%), Italia (4.4%), Irán (3.5%), España (2.9%) y México
(2.2%) En el mundo se cosechan 4.8 millones de hectáreas de tomate con un
rendimiento promedio mundial de 50.7 toneladas por hectárea. China abarca el
30.0% del total mundial de superficie cosechada; Estados Unidos únicamente
tiene el 3.36% del total mundial. Los nueve países principales abarcan 64.6%
de toda la superficie mundial. (FAO, 2010).
8
Cuadro 2. Producción internacional de jitomate.
PAISES TON
China 48,576,853.00
India 16,826,000.00
Estados Unidos de América 12,624,700.00
Turquía 11,003,400.00
Egipto 8,105,260.00
Irán (República Islámica del) 6,824,300.00
Italia 5,950,220.00
Brasil 4,416,650.00
España 3,821,490.00
Uzbekistán 2,585,000.00
México 2,435,790.00
Federación de Rusia 2,200,590.00
Ucrania 2,111,600.00
Nigeria 1,504,670.00
Otros 30,036,860.00
Total 159,023,383.00
Fuente: FAOSTAT 2011, elaboración propia.
En 2008, Asia generó 52.7% de la producción mundial, la Unión Europea y el
TLCAN participaron con 12 y 12.8% respectivamente, África tuvo 12.7%,
América Latina 6.2% y el resto de Europa 3.2%, por otro lado en ese año el
consumo mundial de tomate fue de 135.8 millones de toneladas. Al comparar el
consumo promedio de la década de los noventa (1990/1999) y del periodo
2000/2008, se observa que el consumo creció en 42.4 % (Gráfica 3.2), pasó de
86.4 a 123.0 millones de toneladas (FAO, 2010).
3.1.4.2. Importancia Nacional.
Los países latinoamericanos presentan un consumo de tomate relativamente
bajo, especialmente en Perú, Colombia, Brasil, México y Argentina, donde el
consumo per cápita se ubica por debajo de los 20 kg (FIRA, 2010c). En México
se consume alrededor del 60% de la producción nacional más las
9
importaciones, lo cual, constituye un excelente amortiguador de mercado
cuando las exportaciones enfrentan dificultades por razones fitosanitarias o
políticas (FIRA, 2010a).
El tomate es uno de los principales vegetales que se cultivan en México, al año
se producen 2.3 millones de toneladas con un valor de más de 12 mil millones
de pesos, lo que representa 29.6% del valor de la producción de hortalizas en
México y lo ubica en el primer lugar dentro de su grupo de cultivos. También
ocupa el tercer lugar en superficie sembrada con más de 53 mil hectáreas en el
2009 (FIRA, 2010b).
Este cultivo del jitomate está considerado en nuestro país, como la segunda
especie hortícola más importante por la superficie que ocupa y como la primera
por su valor de producción. Aunque existe gran variedad de productos
hortícolas en el mundo (se consideran hasta 200 variedades) y, a pesar que
algunos tienen importancia solo a nivel regional, se estima que solo dos
hortalizas contribuyen con el 50% de la producción de éstas en todo el mundo:
la papa y el jitomate. Lo anterior señala el enorme valor que guarda este último
no sólo en el comercio, sino también en el sistema alimentario mundial (Pérez,
2000).
El tomate se siembra en todos los estados de la república, pero por distribución
geográfica, la producción de tomate se concentra en el noroeste del país, los
estados con mayor volumen en la producción son Sinaloa y Baja California, en
estos dos estados se concentra 41.5% del total nacional, existen otros estados
como Michoacán, Jalisco, San Luis Potosí y Baja California Sur que también
son importantes por su volumen de producción. Los estados con mayor
superficie cosechada son Sinaloa, Michoacán y Baja California, mientras que
Querétaro, Jalisco y Estado de México son los que mejor rendimiento tienen.
(FR, 2008)
A nivel nacional el tomate es la hortaliza más importante económicamente
hablando, la producción nacional es de 2, 093,431 ton/ha teniendo a Sinaloa
10
como el principal productor (Cuadro 3), seguido por Baja California, San Luis
Potosí, Michoacán y Sonora (SAGARPA, 2006).
Cuadro 3. Producción de jitomate en México.
Fuente. SIAP, 2012. Elaboración propia.
Del total de la producción 52.4% se obtiene en el ciclo agrícola Otoño- Invierno,
mientras que 47.6% se obtiene en el ciclo Primavera- Verano. Una de las
características de la producción es que 89.8% de la superficie sembrada es en
zonas de riego. Los estados de Sinaloa, Nayarit, Baja California Sur, Baja
California, Veracruz, Jalisco, Tamaulipas y Michoacán son los que tienen una
mayor participación en la cosecha de Otoño-Invierno, siendo Sinaloa el más
importante con 61.9% del total nacional; en esta entidad la cosecha se realiza
de noviembre a abril y gran parte de esta producción es destinada al mercado
estadounidense. En el caso del ciclo Primavera -Verano, los estados que tienen
mayor participación son: Baja California, Michoacán, San Luis Potosí,
Zacatecas, Jalisco, Estado de México, Morelos y Baja California Sur. Durante la
temporada de verano (mayo-octubre), Baja California es el principal productor y
ESTADO TON
Sinaloa 345,011.10
Baja California 162,324.92
Michoacán 148,080.85
Jalisco 136,539.82
Zacatecas 134,369.40
San Luis Potosí 108,613.50
Baja California Sur 92,882.72
México 74,387.45
Morelos 68,152.40
Tamaulipas 64,812.50
Sonora 60,717.99
Nayarit 59,777.11
Veracruz 54,381.50
Oaxaca 52,401.59
Chispas 49,396.50
Otros 260,632.34
Total 1,872,481.69
11
exportador de tomate fresco, enfrentándose directamente en el mercado
estadounidense con los tomates de California (SIACON-SAGARPA, 2009).
En el 2006, el Estado de Morelos tuvo alrededor de 3,133 ha. De superficie
sembrada la cual representa fuentes de trabajo e ingresos para los
productores, los cuales, aunado a los problemas de comercialización se tienen
los atribuidos a plagas y enfermedades que merman considerablemente la
producción (SAGARPA, 2006).
La producción de tomate rojo en 2008, según datos preliminares fue de 2.3
millones de toneladas, lo que representó un decremento del (-) 4.1% respecto
al año anterior, y un 11.2% con respecto a 2006. En el periodo comprendido
entre 2002 y 2008, la producción presenta una Tasa Media Anual de
Crecimiento del 2.6%. Si bien existe producción de tomate rojo en todas las
entidades del país, seis son las que concentran más del 69% de la producción
nacional, Sinaloa es el principal productor a nivel nacional, en 2008 se estima
que produjo 852.7 mil toneladas, lo que representa el 36.6% de la producción
nacional (SIAP 2009).
En condiciones de campo abierto, se cultivan alrededor de 70, 000 ha, siendo
los estados de Sinaloa, San Luis Potosí, Baja California Norte y Michoacán los
principales productores (Espinosa, 2004).
3.1.5. Requerimientos edafo-climaticos del cultivo.
El manejo racional de los factores climáticos de forma conjunta es Fundamental
para el funcionamiento adecuado del cultivo, ya que todos se encuentran
estrechamente relacionados y la actuación sobre uno de éstos Incide sobre el
resto.A la planta de tomate le favorece el clima caliente, sin embargo, bajo
condiciones de baja luminosidad, las temperaturas de la noche y el día se
deben mantener bajas, de lo contrario, se tendrá una planta raquítica y débil de
floración pobre, como consecuencia de que la energía que proporciona la
fotosíntesis es inadecuada para la velocidad de crecimiento. Una planta joven
utiliza productos disponibles de la fotosíntesis, en primer lugar; para
12
mantenimiento y crecimiento; segundo, para las raíces y tercero para formar el
fruto. A temperatura altas, con relación a los niveles de luminosidad, el cultivar
utiliza toda la energía en su mantenimiento y muy poca queda disponible para
raíces y frutos (León, 2001).
3.1.5.1. Temperatura.
El jitomate es una planta termoperiódica diaria, ya que requiere de una
oscilación entre el día y la noche de 8°C que favorecen su desarrollo y número
de flores (Pérez, 2000).
La temperatura óptima de desarrollo oscila entre 20 y 30 °C durante el día y
entre 12 y 17 °C durante la noche; temperaturas superiores a los 30-35 °C
afectan la fructificación por mal desarrollo de óvulos, el desarrollo de la planta,
en general, y del sistema radicular, en particular. Temperaturas Inferiores a 12-
15 °C también originan problemas en el desarrollo de la planta (Infoagro, 2004).
3.1.5.2. Humedad.
La humedad relativa óptima oscila entre el 60% y 80%. Humedades relativas
muy elevadas favorecen el desarrollo de enfermedades del follaje y el
agrietamiento del fruto y dificultan la fecundación, debido a que el polen se
compacta, abortando parte de las flores. El rajado del fruto Igualmente puede
tener su origen en un exceso de humedad del suelo o riego abundante tras un
período de estrés hídrico. También una humedad relativa baja dificulta la
fijación del polen al estigma de la flor (Pérez, 2000).
3.1.5.3. Luminosidad.
La intensidad luminosa óptima se sitúa entre 5000 y 7000 pies-bujía (1000 a
14000 moles de fotones m-2 s-1 para plantas en producción, aunque durante
su crecimiento puede ser un poco menor. Esta debe ser difusa para que llegue
a las plantas en todas las direcciones para una mayor fotosíntesis. Valores
reducidos de luminosidad pueden incidir de forma negativa sobre los procesos
13
de la floración y fecundación, así como el desarrollo vegetativo de la planta. En
los momentos críticos, durante el período vegetativo, resulta crucial la
Interrelación existente entre la temperatura diurna y nocturna y la luminosidad
(Infoagro, 2004).
3.1.5.4. Suelo.
La planta de tomate no es muy exigente en cuanto a suelos, excepto en lo que
se refiere a drenaje. Aunque prefiere suelos sueltos, de textura silícea arcillosa
y rica en materia orgánica, se desarrolla perfectamente en suelos arcillosos
enarenados (Guzmán y Sánchez, 2000).
En cuanto al pH, los suelos pueden ser desde ligeramente ácidos hasta
ligeramente alcalinos, cuando están enarenados. Es la especie cultivada en
invernadero que mejor tolera las condiciones de salinidad, tanto del suelo como
del agua de riego (Guzmán y Sánchez, 2000).
3.2. Enfermedades y plagas del cultivo del tomate.
3.2.1. Principales enfermedades fungosas.
Las principales enfermedades fungosas del cultivo del jitomate son: cáncer de
tallos Alternaria alternata (Fr.:Fr.) Keissl. f. sp. lycopersici Groganet al.
Antracnosis Colletotrichum coccodes (Wallr.) S.J. Hughes C. dematium (Pers.)
Grove, C. gloeosporioides (Penz.) Penz. & Sacc. in Penz. (teleomorph:
Glomerella cingulata (Stoneman) Spauld. & H. Schrenk) moho negro
Stemphylium botryosum Wallr. (teleomorph: Pleospora tarda E. Simmons) S.
herbarum E. Simmons (teleomorph: Pleospora herbarum (Pers.:Fr.) Rabenh. =
P. lycopersici El. Marchal & Em. Marchal) Ulocladium consortiale (Thuem.) E.
Simmons = S. consortiale (Thuem.) Groves & Skolko, pudrición negra de la raíz
Thielaviopsis basicola (Berk. & Broome) Ferraris (synanamorph: Chalara
elegans Nag Raj & Kendrick), marchites radicular Phytophthora capsici Leonian
P. dreshsleri Tucker P. nicotianae Breda de Haan var. Parasitica (Dastur) G.M.
Waterhouse = P. parasitica Dastur, moho de la hoja Pseudocercospora fuligena
14
(Roldan) Deighton = Cercospora fuligena Roldan, pudrición gris Macrophomina
phaseolina (Tassi) Goidanich, pudrición de la raíz Pyrenochaeta lycopersici R.
Schneider & Gerlach, pudrición del tallo Didymella lycopersici Kleb., tizón
temprano Alternaria solani Sorauer, fusarium de la corona Fusarium oxysporum
Schlechtend.:Fr. f. sp. radicis-lycopersici W.R. Jarvis & Shoemaker, marchitez
por Fusarium Fusarium oxysporum Schlechtend.:Fr. f. sp. Lycopersici (Sacc.)
W.C. Snyder & H.N. Hans., Mancha gris Stemphylium botryosum Wallr. f. sp.
lycopersici Rotem et al. S. lycopersici (Enjoji) W. Yamamoto = S. floridanum
Hannon & G.F. Weber S. solani G.F. Weber, moho gris Botrytis cinerea
Pers.:Fr. (teleomorph: Botryotinia fuckeliana (de Bary) Whetzel), tizón tardío
Phytophthora infestans (Mont.) de Bary, moho de la hoja Passalora fulva =
Cladosporium fulvum Cooke, pudrición por Phoma Phoma parasiticaa Plowr.,
cenicilla polvorienta Oidiopsis sicula Scalia (teleomorph: Leveillula taurica (Lév.)
G. Arnaud), Ahogamiento y pudrición de frutos Pythium aphanidermatum
(Edson) Fitzp. P. arrhenomanes Drechs. P. debaryanum Auct. non R. Hesse P.
myriotylum Drechs. P. ultimum, Ahogamiento por Rhizoctonia Rhizoctonia
solani Kühn (teleomorph: Thanatephorus cucumeris (A.B. Frank) Donk)
pudrición por Rhizopus Rhizopus stolonifer (Ehrenb.:Fr.) Vuill., mancha de la
hoja por Septoria Septoria lycopersici Speg., pudrición agria Geotrichum
candidum Link (teleomorph: Galactomyces geotrichum (E.E. Butler & L.J.
Petersen) Redhead & Malloch) G. penicillatum (do CarmoSousa) Arx, marchitez
sureña Sclerotium rolfsii Sacc.(teleomorph: Athelia rolfsii (Curzi) Tu &
Kimbrough) mancha por Corynespora Corynespora cassiicola (Berk. & M.A.
Curtis) C.T. Wei, Marchites vascular Verticillium albo-atrum Reinke & Berthier
V. dahliae Kleb. Moho blanco Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary S. minor
Jagger (Jones, 2009).
3.2.2. Principales enfermedades bacterianas.
Las principales enfermedades bacterianas reportadas en el jitomate son,:
cáncer cacteriano Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis (Smith)
Davis et al., peca bacteriana Pseudomonas syringae pv. tomato (Okabe) Young
et al., mancha bacteriana Xanthomonas campestris pv. vesicatoria (Doidge)
Dye, Pudrición del tallo y frutos Pectobacterium carotovora (Jones) Bergey et
15
al., marchites bacteriana Ralstonia solanacearum (Smith) Smith., necrosis de
médula Pseudomonas corrugata Roberts & Scarlett, mancha de las hojas
Pseudomonas syringae pv. syringae van Hall) (Jones, 2009).
3.2.3. Principales virus.
Las principales enfermedades causadas por virus, viroides y fitoplasmas son
las siguientes: Tobacco mosaic virus, Curly top Curly virus, Potato virus Y,
Pseudo curly top virus, Tomato bushy stunt virus, Tobacco etch virus, Tomato
fern leaf, Cucumber mosaic virus, Tomato mosaic virus (ToMV), Aspermy
tomato virus Tomato mottle gemini virus, Alfalfa mosaic virus, Tomato spotted
wilt virus, Tomato yellow leaf curl virus, Tomato, Tomato yellow top virus,
Tomato bunchy top viroid, Tomato planto macho viroid, Aster yellows, Tomato
big bud(Jones, 2009).
A nivel mundial, el cultivo de jitomate es afectado por más de 136 especies de
virus (Hanssen et al., 2010). A la fecha los virus Cucumber mosaic virus,
Tobacco mosaic virus, Tomato spotted wilt virus, Alfalfa mosaic virus, Tobacco
ringspot virus, Tomato mottle virus, Potato virus Y, Chino tomato virus, Tobacco
etch virus, Tomato yellow leaf curl virus, Impatients necrotic spot virus, Tomato
bushy stunt virus, Pepper huasteco yellow vein virus, Tomato aspermy virus,
Pepper golden mosaic virus, Tomato leaf curl Sinaloa virus, Tomato Chino La
Paz virus, Tomato chlorosis virus, Tomato infectious virus, Tomato ápex
necrosis virus y Pepino mosaic virus están distribuidos en diferentes estados de
la República Mexicana (Pérez, 2013)
3.3. Plagas del cultivo.
3.3.1 Ácaros.
Nuez (2001), menciona que los ácaros más importantes que atacan al cultivo
del tomate, son los siguientes: El ácaro bronceado (Aculops lycopersici
(Massee) Keifer), el ácaro blanco (Polyphagotarsonemus latus (Banks)), y la
araña roja (Tetranychus urticae Koch).
16
3.3.2. Nematodos.
Dentro de los problemas más importantes causados por nematodos destacan
los provocados por el nematodo agallador Meloidogyne spp. y Nacobbus
aberrans, Belonolaimus longicaudatus Rau, Paratrichodorus spp., y
Trichodorus spp (Jones et al., 2009).
3.3.3. Insectos.
El cultivo del jitomate es atacado por un gran número de plagas insectiles,
siendo las principales las siguientes: Gusano trozador: Feltia spp, Agrotis spp,
Spodoptera spp., Grillo de campo: Acheta assimilis, Pulga saltona de la papa:
Epitrix cucumeris (Harris), Mosquita blanca de los invernaderos: Trialeurodes
vaporariorum (Westwood), Mosquita blanca del camote, del algodón y la hoja
plateada de la calabaza: Bemisia tabaci Gennadius y B. argentifolii Bellows y
Perring, Minador de la hoja: Liriomyza trifolii (Burgess), Catarinita o mayate
franjeado: Diabrotica balteata Le Conté, Psilido de la papa: Bacterisera
cockerelli Sulcer, Pulgón verde del durazno: Myzus persicae (Sulzer), Trips del
cogollo: Frankliniella occidentalis (Pergande), Trips del cogollo: Frankliniella
tritici (Fitch), Gusano elotero: gusano bellotero, gusano del fruto del tomate.
Heliothis zea (Boddie), Gusano soldado del algodonero: Spodoptera exigua
(Hübner), Falso medidor de la col: Trichoplusia ni (Hübner), Gusano del cuerno
del jitomate: Manduca quinquemaculata Haworth, Gusano alfiler del jitomate:
Keiferia lycopersicella (Walshingham), Pulgón del algodonero y del melón:
Aphis gossypii Glover. (Inifap, 2001a)
3.3.3.1 Insectos vectores de patógenos.
Los insectos chupadores son una de las plagas que más impacto ha causado
en los últimos años en el mundo. Los daños que ocasiona pueden ser de tipo
directo o indirecto. El daño directo lo produce al alimentarse de los cultivos y
provocar la muerte de las plantas, y el indirecto, por ser un importante vector de
varias enfermedades vírosas que se presentan en diversos cultivos y además
17
por cubrir completamente el follaje con fumagina lo que provoca la obstrucción
del proceso fotosintético de la planta y favorece el establecimiento de hongo
del género Capnodium sp (Avilés, 2003).
3.3.3.1.1 Mosca blanca.
La mosquita blanca es un insecto chupador del cual existen muchas especies;
siendo Bemisia tabaci la más difundida y posiblemente la más dañina; se
puede encontrar en cualquier área del país. Esta plaga es capaz de
alimentarse de más de 600 especies de plantas, incluyendo muchos cultivos y
malezas. Es una de las que más afecta el desarrollo de una plantación de
tomate, ya que puede atacar desde el semillero, hasta un cultivo en
fructificación (Brown & Bird, 1995).
El daño directo causado por la ninfa y adultos ocurre cuando éstas succionan
los nutrientes del follaje, causando un amarillamiento moteado y
encrespamiento de las hojas, seguidos de necrosis y defoliación. Además se
forma un hongo llamado fumagina que se desarrolla sobre las excreciones
azucaradas. Pero el daño principal que causa no es por la succión de savia que
hace de la planta, si no que al alimentarse de esta, es capaz de transmitir una
gran cantidad de virus que pueda tener dentro de su organismo o en su aparato
bucal (Nuez, 2001).
3.3.3.1.2 Paratrioza.
La paratrioza causa dos tipos de daño: directo e indirecto. El primero es cuando
el insecto se alimenta de la planta y succiona sus jugos, y ocasiona,
principalmente, que la planta no se desarrolle y se torne amarilla; el segundo es
como vector de enfermedades (fitoplasmas) (Avilés, 2003)
Kikushima, 2005, los psilidos fueron reportados antes como toxiníferos y
posteriormente como vectores de enfermedades, en 1928 se reportó al psilido
de la papa (B. cockerelli) causando un amarillamiento en papa. Se menciona
que estos tenian la capacidad de secretar una toxina propia capaz de causar
18
un efecto patológico temporal, se menciona que el permanente del tomate es
transmitido por B. cockerelli esta enfermedad de etiología fitoplasmática es la
que más daños causa a la fecha, causando daños anuales de hasta el 45%.
3.3.3.1.3 Pulgones.
M. persicae es la más eficiente y polífaga en la transmisión de virus. Ellos se
alimentan picando y succionando el follaje y yemas terminales de la planta,
numerosas poblaciones al chupar la savia, secretan mielecilla que contamina y
detiene el desarrollo de las yemas terminales. El daño más severo lo causan
por ser transmisores de enfermedades virales, lo que puede ocurrir con bajas
poblaciones. M. persicae es el más importante vector de virus fitopatógenos, se
ha demostrado su capacidad para transmitir más de 100 virus (Inifap, 2001a).
3.4. Minador de la hoja (Liriomyza spp).
3.4.1. Importancia económica.
Liriomyza sativae Blanchard es una especie ampliamente conocida como
plaga secundaria, pero se ha demostrado que se llegan a producir brotes
importantes de la misma plaga por el uso indiscriminado de insecticidas,
especialmente de amplio espectro; de tal forma que, un ataque severo de esta
plaga en un cultivo provoca que las hojas se sequen y se caigan, y por lo tanto
que ocurra una seria defoliación (Trabanino, 1998).
3.4.2. Distribución.
Se encuentra en México, Centroamérica y el Caribe (Bautista, 2006).
3.4.3. Hospederas.
Como hospedantes se reporta a calabacita, chícharo, col, frijol, haba, melón,
papa, pepino, sandía, tomate de cáscara y algunas ornamentales (Bautista,
2006). Otros autores, como Trabanino (1998) cita como cultivos afectados por
19
el minador de la hoja, al tomate, cucurbitáceas, berenjena, chile, papa, frijol,
ajo, repollo, maíz dulce y muchas plantas ornamentales y malezas.
3.4.4. Descripción morfológica:
3.4.4.1. Huevecillos.
Los huevecillos son depositados en las hojas en forma individual tanto en
plantas cultivadas como en silvestres (Pérez, 2000); son ovalados, de color
blanquecino y muy pequeños (Trabanino, 1998).
3.4.4.2. Larva.
Es cilíndrica, ápoda, con ocho segmentos abdominales diferenciales. Mide de 3
a 4 mm; ligeramente curvada, las partes bucales consisten de dos ganchos
negros, curvados y dentados. Los espiráculos protorácicos se presentan como
protuberancias elevadas; también presenta espiráculos en la parte final caudal
adyacente al dorsomeson, cada uno consistiendo de tres proyecciones
terminando en pequeñas aberturas (Pérez, 2007). Las larvas son fáciles de
identificar en campo por el color amarillo o café claro que presentan (Solís y
Ayala, 2006). Llegan a medir de 1 a 3 mm de largo; al estar totalmente
desarrolladas presentan una coloración amarillenta a parda.
3.4.4.3. Pupa.
Es coarctata (pupario) de color amarillo al principio, posteriormente de color
café. Mide de 2 a 3 mm de longitud. Dorsalmente presenta el sifon respiratorio
(Pérez, 2007; Solís y Ayala, 2006).
3.4.4.4. Adulto.
Pequeña mosquita que mide aproximadamente 2 mm de longitud. La parte
ventral es de color amarillento, mientras que el dorso del tórax es color café
obscuro, exceptuando una prolongación de color claro en su parte posterior
20
(Figura 1). Generalmente presentan cinco bandas transversales obscuras en el
dorso del abdomen. Es común también que presenten vibrisias orales y que las
cerdas postverticales estén divergentes (Solís y Ayala, 2006).
Figura 1. Ciclo de vida de
Liriomyza sativae (Carmona, 2006).
3.4.5. Biología y hábitos.
Los huevecillos tardan en eclosionar de dos a cuatro días después de que son
depositados de uno en uno en la lámina de la hoja. Las larvas duran de siete a
10 días; La pupa tarda de 8 a 15 días en emerger, el pupario normalmente se
encuentra en el suelo, pero puede estar dentro de la hoja o en su superficie
(Pérez, 2007).
Bautista y colaboradores (2005) mencionan que la hembra oviposita
individualmente, insertando los huevecillos en la epidermis del tejido, y que
prefieren el haz de la hoja. Después de emerger la larva, comienza a crear una
galería y se alimenta de la savia liberada al separar la epidermis del
parénquima. La mina se extiende a lo largo de la hoja y ésta es sinuosa; las
larvas se pueden observar a contraluz al final de la mina y son amarillo claro.
Cuando la larva ha completado su desarrollo, sale de la mina y se ubica
perpendicular u oblicua al eje de la hoja, pero como no queda pegada a la hoja
la pupa normalmente cae al suelo.
3.4.6. Daños.
Se le considera una plaga de importancia económica por los daños que
ocasionan, entre ellos como vectores de enfermedades, ya que se considera
que las hembras de Liriomyza pueden tener importancia, especialmente en el
21
caso de virus, debido al daño mecánico que hacen con el ovipositor. No se
menciona que puedan ser trasmisores de enfermedades fungosas y
bacterianas, sin embargo, existe un caso documentado de la transferencia de
polivirus por Liriomyza (Torres, 2002). Por su parte, Trabanino (1998) afirma
que los adultos también pueden causar daño al alimentarse, lo que se
manifiesta en punturas sobre la superficie de la hoja, que sirven de entrada a
bacterias y hongos.
En el caso de eliminación de plántulas, a veces se pueden presentar ataques
fuertes de L. sativae en los cultivos en su etapa más joven atacando a los
cotiledones desde los primeros días de germinación (Trabanino, 1998).
En relación a la reducción de rendimiento en los cultivos, se ha demostrado
que los tomates de invernadero pueden tolerar altos niveles de daño por
Liriomyza, sin sufrir pérdidas apreciables en su rendimiento; no obstante,
Liriomyza puede causar pérdidas significativas de rendimiento cuando se
incrementa la actividad minadora en etapas de desarrollo de frutos de tomate
(Torres, 2002).
Trabanino (1998) indica que el daño principal es ocasionado por la larva, la
cual forma minas y galerías al alimentarse (Figura 2) y se desarrolla dentro de
la hoja, siendo las hojas más viejas las que a menudo son atacadas primero;
en ataques severos provoca que las hojas se sequen y se caigan.
Figura 2. Daños por Liriomyza spp en
tomate (fotografía inédita 2012).
Las larvas producen minas continuas en las hojas, las cuales son lineales e
irregulares, de color blanquizco o verdoso, con líneas conspicuas negras
parecidas a hilos de excremento en los lados alternos de la mina (Figura 2).
Las minas individuales son de poca importancia; sin embargo, cuando la
22
población larval es grande pueden ser minadas hojas enteras y las plantas muy
dañadas parecen como si hubiesen sido chamuscadas por fuego. Las hojas
minadas son más susceptibles al daño por viento lo que ocasiona la defoliación
completa del cultivo (Inifap, 2001b).
Las mosquitas hembras hacen diminutas picaduras en el haz de las hojas con
su ovipositor puntiagudo, y se alimentan de la savia en alrededor de ocho de
cada diez de estas picaduras y depositan huevecillos en las otras dos. Los
machos son incapaces de picar las hojas, pero ocasionalmente se alimentan de
las fuentes de alimento disponibles realizadas por la actividad de las hembras.
Estas picaduras causan una apariencia punteada y amarilla a las hojas, las
cuales se observan fácilmente en infestaciones fuertes. Los daños ocasionados
por las larvas y hembras adultas ocasionan problemas secundarios de estrés
de las plantas, pérdida de humedad y quemaduras de los frutos por la falta de
follaje (Pacheco, 1985; Mau y Martín, 1991).
Las minas causadas por las larvas, pueden causar un daño al aspecto del
cultivo, las hojas se secan o incluso se caen prematuramente. Esto último
puede afectar a la cosecha. Las picaduras de alimentación que realizan las
hembras adultas en la hoja, causan un daño al aspecto de la planta. Se
produce un daño indirecto cuando hongos o bacterias contaminan estas
picaduras de alimentación (Koppert, 2014).
3.4.7. Medidas de control.
Numerosos estudios se han enfocado al control químico debido a su alto
potencial de daño. El control con insecticidas es complicado, debido a ciertos
factores biológicos del insecto, entre otros, su rápida movilidad, rápido
desarrollo y el tamaño pequeño de los adultos, así como también un periodo de
pupación en el suelo relativamente largo, alta capacidad reproductiva, etapas
de huevecillo y larva dentro de las hojas; así mismo, al hecho de que la larva
sobrevive en las minas de las hojas, en tanto la hoja no se marchite por
completo (Torres, 2002).
23
Se cita que esta plaga es difícil de controlar una vez que está presente en altas
poblaciones, esto en gran parte por su hábito de minador, que lo protege de las
aspersiones. Cuando más del 20% del área foliar esté afectada según King y
Sauders (1984) se deben iniciar las aplicaciones.
Para poder mantener las poblaciones de la plaga a niveles bajos, es necesario
proteger la fauna benéfica; especialmente cuando se hace control para otros
plagas, ya que los enemigos naturales juegan un papel importante en el control
de las poblaciones de L. sativae. Esta práctica, combinada con el monitoreo
constante, especialmente con trampas amarillas, ayudarán a mantener las
poblaciones a niveles que no causen daño económico (Trabanino, 1998).
En tomate fresco una vez que la población alcance un umbral económico de 20
pupas/charola/día, es necesario utilizar insecticidas para combatir este insecto.
En tomate industrial se utilizan sólo ocasionalmente insecticidas, ya que los
enemigos naturales mantienen a esta plaga bajo control (Torres, 2002).
3.4.7.1. Control Cultural
Cuando los cultivos hospedantes del minador de la hoja no están presentes en
el campo, esta plaga se encuentra en una variedad de plantas, principalmente
maleza de hoja ancha, que le sirven como reservorio. La destrucción de esta
maleza y de los residuos de los cultivos inmediatamente después de la última
cosecha, son medidas de prevención muy importantes para reducir las
poblaciones de este insecto (Garza, 1999).
3.4.7.2. Control Mecánico
3.4.7.2.1 Uso de Trampas
El uso de trampas adhesivas es una técnica para muestrear y reducir la
incidencia de plagas. Se ha observado que el minador de la hoja es muy
atraído por el color blanco, y el uso de tiras de plástico de este color, untadas
24
con una capa muy delgada de grasa automotriz ayuda a capturar grandes
cantidades de adultos de esta plaga (Inifap, 2001b).
3.4.7.3. Control Biológico
Un programa de manejo integrado de plagas que utiliza como principal táctica
la conservación de enemigos naturales, controla exitosamente las poblaciones
del minador de la hoja (Johnson, 1987).
A nivel mundial, se han encontrado varios parasitoides del minador de la hoja,
principalmente de las familias Braconidae, Chalcididae, Eulophidae, y
Pteromalidae; entre los que se encuentran: Opius dissitus Muesebeck, O.
insularis Ashmead, Halticoptera patellana Dalman, H. circulus Walker,
Diglyphus begini Ashmead, D. intermedius Girault, D. isaea, Hermitarsenus
semialbiclavus Girault, Derostenus fullawayi Crawford, Chrysocharis parksi
Crawford, Genaspidium hunter Crawford, Cothonapis pacífica Yoshimoto,
Closterocerus sp., Brachymeria sp., Sympiesis sp., Diaulinopsis callichroma
Crawfod, Neocatolaccus filia Girault, Chrysonotomyia punctiventris Crawford,
Ch. formosa Crawford, Dacnusa sibirica Estos parasitoides atacan a las larvas
del minador de la hoja mientras estas se alimentan del tejido de la hoja (King y
Saunders, 1984; Mau y Martín, 1991; Lynch, 1986).
Las larvas parasitadas eventualmente quedan inmóviles en sus minas,
hinchadas y de color negro mientras el parasitoide se desarrolla internamente
(Figura 8). Las larvas parasitadas que llegan al estado de pupa pueden quedar
dentro o fuera de las hojas y solo se desarrolla una larva de parasitoide por
larva de minador. Las pupas de los parasitoides permanecen en los
remanentes de sus hospedantes, son de color negro brillante y no están
cubiertas de seda. (Mau y Martín, 1991).
3.4.7.4. Control Químico
En los cultivos de chile y jitomate las aplicaciones de insecticidas se deben
iniciar después de los 60 días del trasplante, siempre y cuando el 20 por ciento
25
de las hojas presenten una o más minas con larvas vivas. Antes de este
período la plaga es controlada con la aplicación de 350 gramos de ingrediente
activo por hectárea (gr I. A. /Ha) de Imidacloprid que se realiza a la base de la
planta para el control de insectos vectores de virus; además, con este manejo
se reduce la aplicación de insecticidas para el control de ésta y otras plagas, lo
que permite que los parasitoides del minador de la hoja se establezcan en las
huertas de estos cultivos (Garza, 1999).
El control químico que se recomienda para el minador de la hoja está
sustentado con estudios de efectividad biológica de los insecticidas en campo,
lo que permite aplicar los que tengan el mejor control de la plaga Los idóneos
para su control son abamectina y ciromacyna en dosis de 5.4 y 75 g I.A./ha
respectivamente, los cuales deben ser utilizados en forma alterna para reducir
los riesgos inherentes al desarrollo de la resistencia (Garza, 1999).
La abamectina es una mezcla de avermectinas que controla los estados
larvales del minador, la alimentación y el daño a la planta son mínimos al
inmovilizarlas después de la aplicación; la mortalidad máxima se alcanza entre
los tres y cinco días después. La ciromazyna es un regulador del crecimiento
de los insectos y su actividad se manifiesta al interrumpir la eclosión del huevo,
evitar el proceso de muda de las larvas y provocar la formación de pupas
deformes que no llegan a adulto (Anónimo, 1999).
Ambos productos son compatibles con programas de manejo integrado de
plagas y de manejo de la resistencia a insecticidas, ya que no interfieren con la
actividad de la fauna benéfica y son efectivos contra poblaciones del minador
resistentes a los insecticidas convencionales; sin embargo, tienen poca o nula
efectividad sobre adultos, por lo que solo en caso de que se detecte una alta
actividad de alimentación y oviposición, será necesario aplicar Clorpirifós en
dosis de 750 g I.A./ha. (Inifap 2001b)
26
3.5. Gusano soldado (Spodoptera exigua (Hubner).
3.5.1. Importancia económica.
Este insecto es una plaga económicamente importante en diferentes cultivos de
invernadero y campo, que además demuestra altos niveles de resistencia a la
mayoría de los insecticidas químicos (Brewer y Trumble, 1994).
3.5.2. Distribución.
El gusano soldado, Spodoptera exigua (Hubner) (Lepidoptera: Noctuidae) es
una especie mundialmente distribuida, más comúnmente, en regiones
tropicales y subtropicales, esta especie está ampliamente distribuida en el país;
aunque su periodicidad como plaga es irregular (Bautista 2006)
3.5.3. Hospederas.
En México, el gusano soldado ataca a la mayoría de las plantas cultivadas,
destacando por los daños que ocasiona: el tomate rojo, sorgo, garbanzo, arroz,
chile y algodón, entre otros (Beutelspacher y Balcázar, 1999). Al respecto,
Bautista (2006) menciona como sus hospedantes al cultivo de chile, jitomate,
cebolla, soya, arroz y algodonero; aunque también puede ser voraz defoliador
en maíz.
3.5.4. Descripción morfológica:
3.5.4.1. Huevecillo.
De color verde pálido y de forma esférica; son depositados en el envés de las
hojas en grupos de 80 huevecillos como promedio, quedando cubiertos por un
material algodonoso color blanco (Solís y Ayala, 2006).
27
3.5.4.2. Larva.
De color verde con una franja longitudinal verde más oscura a cada lado del
cuerpo, y con dos manchas negras (una en cada lado) en la región pleural del
segundo segmento torácico. Su cuerpo es liso, no presenta microespinas.
Cuando la larva está completamente desarrollada, mide aproximadamente 2.5
cm de longitud. El centro de los espiráculos es de color blanco (Solís y Ayala,
2006).
3.5.4.3. Pupa.
Es de tipo obtecta, de color café rojizo y se encuentra dentro del suelo (Solís y
Ayala, 2006).
3.5.4.4. Adulto.
Es una palomilla de color café grisáceo, que mide aproximadamente 1.5 cm de
largo y de 3 cm de expansión alar. En el centro de las alas anteriores cerca del
margen costal, posee una manchita casi circular de color pálido; además, las
alas anteriores presentan dos bandas transversales en zig-zag de color pálido.
Las alas posteriores son de color claro con venación oscura (Solís y Ayala,
2006).
Figura 3. Ciclo de vida de Spodoptera exigua (Homoagricola, 2012).
28
3.5.5. Biología y hábitos.
El adulto es de hábitos nocturnos y la hembra deposita los huevecillos en grupo
de 80 o más cubriéndolos con escamas provenientes de la misma hembra.
Esta condición limita la acción de los parasitoides de huevecillos. Al emerger
las larvas inicialmente se alimentan en grupos junto al sitio de emergencia,
para luego dispersarse a medida que se desarrollan. Las larvas recién
emergidas generalmente tejen una “telaraña” alrededor del sitio donde se
alimentan. Los siguientes instares hacen perforaciones irregulares en las hojas.
Las larvas generalmente no se alimentan del fruto hasta el tercer o cuarto
instar, pero en algunos casos, especialmente en las etapas tardías, las larvas
dañan el fruto inmediatamente a su emergencia. La larva pasa por cinco o seis
instares, para posteriormente dejar la planta y pasar al suelo, donde se
transforman en pupa, de la cual emergen los adultos, para repetir el ciclo
(Figura 3), que se completa en aproximadamente en 30 días (Pérez, 2000).
3.5.6. Daños.
La larva se alimenta de follaje y de frutos. El daño del fruto consiste en
mordiscos superficiales que se secan al madurar el fruto. Ocasionalmente las
larvas recién emergidas penetran el fruto y ocasionan un daño similar al
gusano del fruto Heliothis zea. En tomate industrial que tiene un alto contenido
de sólidos, se observan perforaciones profundas secas sin residuos; a
diferencia del daño por gusano del fruto (Heliothis zea) que está acompañado
de residuos fecales y en estado líquido. Esta diferencia radica en que
únicamente la parte anterior de la larva del gusano soldado está dentro del
fruto. Una larva daña más de un fruto. El daño en el follaje es de menor
importancia económica (Pérez, 2000).
Zalom et al. (2007) mencionan que el gusano soldado ataca tanto el follaje
como los frutos de tomate, creando en estos últimos agujeros circulares o
irregulares, solos o en grupos. En frutos para mercado en fresco la presencia
de tales orificios resulta en frutos no aptos para su comercialización.
29
Figura 4. (Fotografía inédita 2012) Figura 5. (Fotografía inédita 2012)
Fruto dañado por el gusano soldado. Larva de Spodoptera spp.
3.5.7. Medidas de Control
Los primeros adultos de gusano soldado se observan a finales de agosto;
pueden presentarse hasta tres generaciones, de las cuales la segunda y
tercera son las más importantes ya que se presentan a mediados de
septiembre y durante la primera quincena de octubre, época en la cual el
cultivo se encuentra en su máxima producción de órganos fructíferos,
posteriormente migra a otros cultivos, principalmente chile, y cebolla (Inifap,
2007).
3.5.7.1. Control Cultural
La adopción de ciertas prácticas culturales es de gran utilidad en la reducción
del impacto de esta plaga. La eliminación de malas hiervas dentro y en los
alrededores de las parcelas y la destrucción inmediata de los residuos del
cultivo después de la cosecha, son las prácticas más importantes. Se ha
observado que las hembras tienen una marcada preferencia por ovipositar en
algunas malezas de hoja ancha, como diferentes especies de quelites
Amaranthus spp. (Mau y Martin, 2007).
30
3.5.7.2. Control Mecánico
3.5.7.2.1. Uso de trampas.
El uso de trampas con cebo alimenticio ayuda a reducir la población de adultos
de Spodoptera exigua. Estas consisten de cualquier recipiente con capacidad
mínima de cuatro litros, a las cuales se les abren unas ventanas rectangulares
de 20 x 15 cm y se les coloca melaza fermentada, la cual sirve como atrayente
alimenticio, capturando hembras y machos de esta plaga y de otras palomillas
de la familia Noctuidae. Para fermentar la melaza se colocan en un recipiente
con capacidad de 200 litros de 140 a 150 litros de melaza, se le agregan de 50
a 60 litros de agua y la cáscara de una piña finamente picada, esta mezcla se
deja en reposo de cuatro a cinco días para después ser utilizada. Cuando se
usan para muestreo se colocan cuatro trampas por hectárea y como medida de
control un mínimo de 20 trampas. Es importante remarcar que por cada hembra
capturada se evita la oviposición de 300 a 600 huevecillos, con lo cual se
reduce la población de larvas y los daños que ocasionan. (Pérez, 2007).
3.5.7.2.2. Uso de feromonas.
El uso de trampas con feromonas sintéticas en dispositivos de lenta liberación,
sirven para atraer machos en el caso de lepidópteros (feromona sexual), con la
finalidad de detectar la presencia temprana y así tomar las medidas de control
oportunas o como método de confusión en el apareamiento, las cuales son
efectivas en el combate de esta plaga cuando se realiza en áreas grandes, de
mas de 50 hectáreas. Al distribuirse en el campo, se evita el apareamiento
normal de los adultos y con ello se interrumpe su reproducción y por lo tanto el
daño en el cultivo. En el caso del gusano soldado se utiliza la trampa de agua,
con sistema de lenta liberación del atrayente (3 a 4 semanas). Esta consiste de
un recipiente, al cual se le coloca agua con jabón y se cuelga con un alambre el
sistema de lenta liberación de la feromona, el cual está disponible en México,
en tiendas especializadas de agroquímicos. Para monitoreo se utilizan de 2 a 3
trampas por cada 10 hectáreas y para control de 10 a 15 trampas por hectárea
(Pérez, 2007).
31
3.5.7.3. Control Biológico
De los enemigos naturales del gusano soldado podemos encontrar
depredadores, parasitoides y patógenos eficaces en el control de esta plaga.
Dentro de los depredadores generalistas, se han observado varias especies
que se alimentan de huevos y larvas; entre los más importantes están la
chinche pirata Orius spp., Chinche ojona Geocoris spp., diferentes especies de
chinches asesinas, catarinitas Hippodamia convergens, diferentes avispas de la
familia Vespidae y la crisopa Chrysoperla carnea, la cual es capaz de depredar
todas las larvas recién emergidas de una masa de huevecillos en un lapso de
24 horas Entre los parasitoides más comunes se han observado avispitas del
género Cotesia y moscas de la familia Tachinidae. Estos enemigos naturales
son muy efectivos en reducir las poblaciones del gusano soldado cuando no se
realizan aplicaciones de insecticidas químicos generalistas, los cuales afectan
sus poblaciones. (Metcalf, 1992).
Con respecto a entomopatógenos, en las evaluaciones del virus de la
poliedrosis nuclear de Autografa californica + Spodoptera sunia, se ha
observado un control excelente sobre larvas de primero a tercer instar del
gusano soldado S. exigua, con mortalidad superior al 90%, en dosis de 1.2 x
1010 cuerpos poliédricos de inclusión por hectárea. Este insecticida biológico
es muy específico para el control de larvas y no afecta a otros organismos, por
lo que es compatible con programas de manejo integrado de plagas. (Inifap,
2007).
También se pueden usar los insecticidas biológicos a base de la bacteria
Bacillus thuringiensis en el control de esta plaga, Por otra parte, se pueden
observar epizootias naturales por el hongo Nomurea rileyi durante el mes de
octubre, cuando prevalecen condiciones de humedad relativa mayor al 70% y
temperaturas menores a 20 C (Inifap, 2007).
32
3.5.7.4. Control Químico
3.5.7.4.1 Muestreos y umbral de aplicación
Las infestaciones del gusano soldado se presentan en manchones, por lo que
es necesario realizar un muestreo cuidadoso para determinar dónde y cómo
controlar. La aplicación de los insecticidas para el control de este insecto debe
realizarse después que las larvas comienzan a dispersarse en la planta, ya que
cuando se encuentran agrupadas por lo general se localizan en el envés de las
hojas lo que dificulta que el insecticida entre en contacto con esta plaga. En
algodonero las aplicaciones deben realizarse cuando se encuentre de 3 a 5%
de cuadros dañados y se observen larvas en los cuadros y bellotas, mientras
que en los cultivos de chile y jitomate al detectar un 5% de plantas infestadas.
(Inifap, 2007)
3.5.7.4.2. Aplicación de insecticidas
Debido a los altos niveles de resistencia que ha desarrollado esta plaga en la
región, causado principalmente por mecanismos no metabólicos, el manejo de
la resistencia y el control de esta plaga con insecticidas convencionales es muy
difícil, por lo que es necesario el uso de productos de diferentes grupos
toxicológicos y de diferente modo de acción, como es el caso de Tebufenozide
(regulador del crecimiento), Hexaflumurón (inhibidor de la quitina), Spinosad
(activador de los receptores nicotínicos de la acetilcolina), Clorfenapyr (impide
la fosforilación oxidativa en las mitocondrias), Methoxyfenozide (simulador de
ecdisona) y Benzoato de emamectina (bloqueador GABA), los cuales
representan una alternativa para el control de esta plaga en dosis de 80, 25,
60, 144, 40 y 10 g I. A./ha, con resultados muy promisorios, además, es
importante mencionar que estos productos pueden ser usados efectivamente
en programas de manejo de la resistencia a insecticidas (MRI) y de manejo
integrado de plagas (MIP), debido a su modo de acción, selectividad y bajo
impacto ambiental. (Inifap, 2007)
33
King y Saunders (1984) indican que para el control de esta plaga es importante
revisar regularmente los cultivos de tomate, principalmente en áreas donde hay
historia de irrupciones, de forma tal que cuando se observen masas de huevos
se deben de aplicar productos entomopatógenos a base de bacterias o virus
para que afecten a las larvas jóvenes desde un principio.
Se sugiere también que a partir de la etapa de fructificación en adelante,
cuando se encuentren un promedio de 0.25 larvas/planta, es necesario utilizar
productos químicos para su control. Los productos pueden ser insecticidas
selectivos a base de Baccillus thuringiensis como el Javelin, o bien un
insecticida de amplio espectro. Para obtener un mejor control es recomendable
aplicar los insecticidas cuando las larvas se encuentran en los primeros
instares (Pérez, 2007).
3.6. Diamidas antranilicas.
La asignación de un modo de acción implica por lo general la identificación de
la proteína responsable del efecto biológico, aunque se pueden agrupar
compuestos cuando comparten efectos fisiológicos característicos y tienen
estructuras químicas relacionadas. En el caso de las diamidas antranilicas,
tienen una acción nerviosa y muscular, ya que actúa sobre los receptores de la
rianodina, esta acción sobre este complejo proteico es responsable de efectos
insecticidas (IRAC, 2011).
En 2009 aparecen en el mercado los primeros insecticidas del grupo de las
Diamidas Antranilicas (modo de acción IRAC 28), este grupo de insecticidas
fue descubierto por DuPont Crop Protection. Estos insecticidas actúan sobre
los receptores de rianodina, actualmente existen 3 materias activas
(Clorantraniliprol, Ciantraniliprol y Flubendiamida) de este grupo con registro en
diversos cultivos (IRAC, 2011).
Previamente al lanzamiento comercial de estos insecticidas se creó el grupo de
trabajo ‘Diamidas, Grupo 28’ en el grupo de IRAC Internacional. Lo forman las
siguientes compañías: Dupont Crop Protection, Syngenta y Bayer Cropscience.
34
Esta acción es un esfuerzo sin precedentes por parte de la industria para la
preservación de un nuevo grupo de acción insecticida, mediante el desarrollo
de acciones de gestión de la resistencia en paralelo a su lanzamiento (IRAC,
2011).
Clorantraniliprol y Ciantraniliprol son dos magníficas herramientas, pertenecen
a una nueva familia de materias activas llamada diamidas antranilicas, en las
que actualmente se está centrando buena parte de la investigación en
insecticidas (Homoagricola 2012).
Las diamidas alteran el funcionamiento de la musculatura del insecto, pero
mientras que otros insecticidas interfieren la transmisión del impulso nervioso al
músculo (actúan fuera de la célula muscular), las diamidas afectan al propio
funcionamiento del músculo (actúan dentro de la célula muscular – Figura 6).
La contracción de cualquier célula muscular (también de las humanas) requiere
que iones de calcio entren al citoplasma por una estructura llamada canal de
calcio (una especie de válvula en la membrana de la célula) Las diamidas se
fijan al canal de calcio de las larvas e impiden que se cierre, lo que provoca la
entrada masiva de calcio al citoplasma (Homoagricola 2012).
Figura 6. Sitio de acción de Cyazypyr. (Dupont, 2012)
El control de las plagas se realiza mediante la activación de los receptores de
la rianodina de los insectos (RyRs), estos receptores desempeñan un papel
crítico en la función muscular, la contracción de las células musculares requiere
de una liberación balanceada del calcio, almacenado en el interior de las
células citoplasmáticas, las diamidas antranilicas se unen a los receptores RyR,
35
produciendo una liberación descontrolada, hasta agotar los reservorios internos
de calcio, evitando la posterior contracción muscular (Vademécum, 2010).
Los insectos tratados con diamidas antranilicas muestran rápidamente los
efectos, en un periodo de 1-3 días, que se manifiestan en in rápido cese de la
alimentación, letargo, regurgitación y parálisis muscular, finalmente induce a la
muerte del insecto. Este grupo de insecticidas, es especialmente potente frente
a larvas neonatas, actuando tan pronto eclosionan los huevecillos (actividad
ovicida-larvicida) muriendo las larvas antes de abandonar completamente los
huevecillos (Vademécum, 2010).
3.7. Cyazypyr™ (DPX-HGW86, cyantraniliprol).
Cyazypyr™ es un insecticida de espectro cruzado(Figura 7), es la segunda
generación de las diamidas antranilicas descubierto por la empresa DuPont, y
actualmente está buscando el registro para su uso en sistemas de manejo de
cultivos agrícolas y otros sistemas de manejo de plagas. Cyazypyr ™ es la
tercera molécula de la clase química diamida para ser comercializado, pero el
primero con una eficacia significativa en el control de plagas tanto masticadores
como chupadores. Muestra un nuevo modo de acción, activando
selectivamente el receptor de rianodina en los músculos de insectos,
provocando la parálisis y la rápida inhibición de la alimentación, afectando a
otras funciones fisiológicas importantes. Gracias al cese rápido de la
alimentación se reduce la capacidad de los vectores, de transmitir
enfermedades virales (DuPont, 2011a).
Figura 7. Molécula de Cyazypyr™
(DPX-HGW86) (DuPont, 2011b).
36
En relación con el control de plagas presenta excelentes características de
protección a los cultivos, Cyazypyr ™ también controla las poblaciones de
insectos que son resistentes a otros insecticidas. Este producto no presenta
resistencia cruzada con otros pesticidas existentes, por lo que es un socio de
gran valor en la rotación en los programas de manejo integrado de plagas. A
demás este producto presenta la característica y beneficio de tener poco o
ningún impacto sobre depredadores y parasitoides, importantes, que
complementan el control de plagas (DuPont, 2011c).
El Ciantraniliprol, puede ser aplicado a través de una variedad de métodos de
aplicación foliar incluyendo también, quimigacion y otros métodos de entrega
de suelo (Drench). Se caracteriza por su espectro cruzado y prologado efecto
residual. Posee actividad sistémica al ser absorbido por vía radicular cuando es
aplicado al suelo y acción tras laminar cuando se aplica al follaje. Como se dijo
antes resulta selectivo frente a artrópodos benéficos como parasitoides y
depredadores. Cuando se aplica en la fase temprana del ciclo de las plagas,
previene el crecimiento de las poblaciones, evitando que lleguen al umbral
económico negativo para el cultivo (DuPont, 2011d).
Las propiedades físico-químicas clave que confieren movimiento sistémico de
Cyazypyr ™ son la solubilidad en agua (15 ppm a 20 º C) y Log Kow (1,9 a pH
4, 1,7 a pH 9). Estos permiten a Cyazypyr ™ ser translocado desde las raíces
hasta el ápice de la planta (Figura 8), esto comienza inmediatamente después
de la aplicación. Conforme la planta crece, las raíces siguen absorbiendo
Cyazypyr ™, proporcionando una protección más prolongada (Dupont, 2009).
Figura 8. Translocación de Cyazypyr ™en la planta (Dupont, 2009).
37
Cyazypyr presenta actividad por contacto aunque resulta más eficaz por
ingestión. Por su gran movilidad y acción traslaminar en la planta, representa
una gran opción en el combate contra insectos chupadores, ya que se mueve
al interior del tejido de la hoja: efecto traslaminar, lo que evita su lavado por
lluvia "rainfastness" y su fotodegradación, permaneciendo activo frente a los
insectos chupadores que se alimentan en el envés de la hoja, Cyazypyr ™ ha
demostrado una excelente eficacia en el control especies de áfidos
importantes, comparables e incluso a veces mejor que los estándares
comerciales (Dupont, 2009; Vademécum, 2010).
3.7.1. Características Físico-Químicas de Cyazypyr TM
El compuesto químico Ciantraniliprol es fabricado en E I DuPont de Nemours &
Co., Inc., DuPont Electronic Products, 1515 Nichols Road, Dayton, OH 45418-
2712, Ciantraniliprol pertenece al grupo químico número 28, Diamidas
antranilicas y tiene las siguientes características:
Cuadro 4. Características químicas de Cyazypyr TM (APVMA, 2008).
NOMBRE COMÚN Cyazypyr TM
NOMBRE CODIFICADO DPX-HGW86
NOMBRE QUÍMICO (IUPAC)
3-Bromo-1-(3-cloro-2-piridil)-4'-ciano-2'-metil-
6'-(metilcarbamoil) pirazole-5-carboxanilida
FORMULA MOLECULAR C19H14BrClN6O2
ESTRUCTURA MOLECULAR
PESO MOLECULAR 473.7
PUREZA MÍNIMA 930 g/kg
GRUPO QUÍMICO (IRAC) Diamidas antranilicas
MODO DE ACCIÓN (IRAC)
Activa los receptores de rianodina del insecto,
agotando las reservas intracelulares de
calcio, seguido de parálisis y más adelante la
muerte del insecto
38
Cuadro 5. Propiedades físico- químicas que constituyen al Ingrediente Actico
(APVMA, 2008).
3.7.2. Toxicología de Cyazypyr TM
Los datos toxicológicos para Cyantraniliprole, consisten principalmente en
estudios de toxicidad realizados en ratas, ratones y perros, es muy amplia y se
considera suficiente para determinar el perfil toxicológico de Cyantraniliprole y
caracterizar el riesgo para los humanos. Se debe tener en cuenta que las
pruebas de toxicidad generalmente usan dosis que son altas en comparación
con las probables exposiciones a humanos. El uso de altas dosis aumenta la
probabilidad de que se identifiquen efectos tóxicos potencialmente
significativos. Los resultados de los efectos adversos en cualquier especie no
indican necesariamente tales efectos se pueden generar en los seres
humanos. Las pruebas de toxicidad también deben indicar los niveles de dosis
ESTADO FISICO Solido
OLOR Sin olor característico
COLOR Polvo de color blanco
PUNTO DE FUSION 217-219 C
PUNTO DE EBULLICION No se observó (se funde a 224 C y se
descompone a 350 C)
DENSIDAD (200C) 1.3835 g/cm
3
pH a 21C 5.61, 1% suspension en agua destilada
SOLUBILIDAD EN AGUA
(A 20°C PARA 98.4% ACTIVO PURO)
14.24 mg/L
(en pH4: 17.43, pH7: 12.33 y pH9: 5.94 mg/L)
En pH 9, ocurre hidrolisis.
PRESION DE VAPOR
(PARA 98.4% ACTIVO PURO)
5.133 10-15
Pa at 20C
1.787 10-14
Pa at 25C
CONSTANTE DE DISOCIACION (PKA) 8.80
INFLAMABILIDAD No flamable
AUTO- INFLAMABILIDAD No es autoflamable
PROPIEDADES EXPLOSIVAS No explosivo
PROPIEDADES OXIDANTES No es un agente oxidante
39
en los que es poco probable que se produzcan los efectos tóxicos específicos
(APVMA, 2008).
Tales niveles de dosis donde no se observan efectos adversos se utilizan
generalmente para desarrollar los límites aceptables para la ingesta diaria o de
otro tipo en las cuales se prevé ningún efecto adverso para la salud de los
seres humanos. La evaluación toxicológica de Cyantraniliprol se realizó como
parte de un estudio de Global Joint Review (GJR) por científicos de United
States Environmental Protection Agency (US EPA), Health Canada Pest
Management Regulatory Agency (PMRA), the United Kingdom Chemicals
Regulation Directorate (CRD), la Agencia Francesa para la Alimentación, Medio
Ambiente, Seguridad y Salud Laboral (ANSES) y the Office of Chemical Safety
(OCS) (APVMA, 2008).
Cuadro 6. Cyazypyr TM perfil toxicológico (DuPont, 2012)
DL50 oral aguda rata >5000 mg/kg
DL50 oral aguda ratón >5000 mg/kg
DL50 dermal aguda >5000 mg/kg
DL50 inhalación aguda >5.2 ml/lt
Irritación cutánea No irrita
Irritación ocular No irrita
Se investigó el metabolismo de cyantraniliprol en Tomate, los residuos totales
en los frutos fueron bajos (<0,01 mg equiv. / Kg). En las hojas después de una
aplicación al suelo también fueron bajos con <0,01 mg equiv. / Kg. Posterior a
un tratamiento foliar con Cyantraniliprol los residuos encontrados en hojas
jóvenes fueron de 0,56 a 4,15 mg / kg (APVMA, 2008).
3.7.3. Cyazypyr TM impacto ambiental.
La degradación de Cyantraniliprol en el suelo aeróbico puede ser clasificada
como fácilmente degradable a ligeramente degradable, su degradación parece
ser más rápido en condiciones anaerobias, mientras que la degradación de
40
Cyantraniliprol en agua, puede ser mucho más rápido en presencia de la luz
solar, pero puede ser limitada por la turbidez del agua. En un estudio, con base
en los peores escenarios, con una dieta del 100% de alimentos contaminados,
se encontró que el riesgo para aves y mamíferos es aceptable, con una DL50
para aves de >2250 mg/kg y de >5000 mg/kg para mamíferos (APVMA, 2008).
Las abejas pueden estar expuestos a los residuos de cyantraniliprol
translocados en el polen y néctar de las flores en las plantas tratadas, así como
al contacto directo con la aspersión o residuos frescos sobre las plantas
tratadas. El examen de la toxicidad oral aguda y de contacto de cyantraniliprol
para las abejas, indica un riesgo aceptable, pero en todas las aplicaciones
probadas con la formulación solución emocionable, hubo impactos temporales
en el comportamiento de las abejas. Los estudios de campo y semi-campo
indicaron que es poco probable que haya efectos sobre las abejas en
aplicaciones realizadas antes de la floración, aunque los residuos pueden
quedar presentes en el polen y néctar. Los resultados demostraron efectos a
corto plazo sobre la mortalidad, el comportamiento y la actividad de vuelo
cuando se asperjo durante el vuelo de las abejas y en floración. En general, no
hubo impacto en colonias o desarrollo de estas (APVMA, 2008).
No se esperan efectos sobre las poblaciones de ácaros no objetivo o arañas
expuestas en el campo, el riesgo para las crisopas también es aceptable. Sin
embargo, hay un riesgo de efectos perjudiciales para avispas parasitoide, el
riesgo para catarinas y estafilínidos es aceptable, en dosis bajas, incluso con
aspersión directa. El riesgo para los microorganismos del suelo a partir de
residuos de cyantraniliprol y sus metabolitos también se encontró aceptable. En
general, los riesgos para las aves, mamíferos, plantas, lombrices y artrópodos,
no objetivo, se encontraron aceptables. Los riesgos que se pueden gestionar a
través de declaraciones en la etiqueta son para las abejas y ciertas especies de
insectos susceptibles, que pueden ser usados en manejo integrado de plagas
(APVMA, 2008).
41
Cuadro 7. Impacto de Cyazypyr en diferentes etapas de desarrollo (H: Huevo;
N: Ninfa; L: Larva y A: Adulto) de organismos benéficos (Dupont, 2009)
Grupo Orden Familia Especie Etapa de
desarrollo
Impacto
Parasitoide Hymenoptera Trichogrammatidae Trichogramma pretiosum A
Trichogramma chilonis H
Trichogramma brassicae A
Aphelinidae Encarsia sophia A
Eretmocerus melanoscutus
A
Aphytis melnus A y H
Aphytis coheni A
Braconidae Aphidius colemani
A
A
Cotesia flavipes A
Encyrtidae Coccidoxenoides
perminutus
A
Eulophidae Hemiptarsenus varicornis A
Predador Acari Phytodeidae Euseius citri A
Coleóptera Coccinelidae Hippodamia convergens A
L
Hippodamia variegata L
Menochilus
sexmaculatus
A
Chilocorus nigritus A y L
Dermáptera Forficulidae Forficula auricularia A
Hemiptera
Lygaeidae Geocoris punctipes A
Anthocoridae Orius insidiosus A y N
Nabidae Nabis kinbergii N
Miridae Deraeocoris brevis A y N
Neuroptera Chrysopidae
Chrysoperla carnea L
Chrysoperla externa A
Hemerobiidae Micromus tasmaniae L
Categoría*
(Mortalidad)
Sin daño Ligeramente Moderadame
nte
Dañino
*Clasificación acordada en el International Organization for Biological
Control (IOBC)
42
3.7.4. Campo de acción de Cyazypyr TM
Cyazypyr ™ (Cyantraniliprol) es el segundo ingrediente activo de la familia de
las diamidas antranilicas, es la primera diamida que proporciona un espectro
cruzado en el control de masticadores y algunos chupador, donde se incluyen
importantes plagas como moscas blancas, pulgones, Trips, Psilidos, minadores
de hojas, picudos, y Lepidópteros (DuPont, 2009).
Cyazypyr ™ basa su efectividad en su acción integral, ya que impacta sobre
múltiples estadios de vida de las plagas - acción ovi-larvicida y neonaticida,
efecto sobre formas inmaduras (larvas o ninfas) y supresión de adultos-; por
otra parte su selectividad para los artrópodos benéficos ayuda a conservar los
enemigos naturales minimizando la perturbación al ecosistema del cultivo; tiene
una prolongada persistencia del control, otorgando una protección entre 10 y
20 días según las plagas y cultivos. Aprovechando esta prolongada
persistencia, es utilizado al comienzo de los ataques, previniendo o demorando
el crecimiento de la población de plagas altamente prolíficas como mosca
blanca, pulgones, Trips o Psilidos, con menor número de aplicaciones (Dupont,
2014).
Las principales plagas sobre las que Cyazypyr TM demuestra control son las
siguientes, Minador de la hoja: Liriomyza sativae, Gusano soldado: Spodoptera
exigua, Gusano cogollero: Spodoptera frugiperda, Mosquita blanca de los
invernaderos: Trialeurodes vaporariorum, Mosquita blanca: Bemisia tabaci
Gennadius y B. argentifolii, Psilido de las solanáceas: Bactericera cockerelli,
Pulgón verde: Myzus persicae, Trips del cogollo: Frankliniella occidentalis,
Gusano del fruto del tomate. Heliothis zea, Falso medidor de la col:
Trichoplusia ni, Gusano del cuerno del jitomate: Manduca quinquemaculata,
Gusano alfiler del jitomate: Keiferia lycopersicella, Pulgón del algodonero y del
melón: Aphis gossypii Glover, gusano bellotero: Heliothis viresces y H
subflexus, Palomilla del tomate: Tuta absoluta, Broca del café: Hyphotenemus
hampei, Trips: Trips tabaci, Palomilla dorso de diamante: Plutella xylostella,
Mariposita blanca de la col: Leptophobia aripa, Gusano importado de la col
43
Artogeia rapae, Gusano del pepino: Diaphania nitidalis, Gusano de la guía,
Diaphania hyalinata, Moscas de la fruta: Anastrepha spp (Dupont, 2014)
Cuadro 8. Comparación de Cyazypyr TM, contra otros insecticidas (Dupont,
2009)
Plaga CyazypyrTM
grupo 28
Imidacloprid
Grupo 4A
Espirotetramat
Grupo 23
Indoxacarp
Grupo 22A
Espinoteram
Grupo 5
Afidos ++ +++ +++ - -
Chicharritas ++ ++ + + -
Psilidos +++ ++ ++ - -
Mosca blanca +++ ++ + - -
Trips ++ ++ - - +++
Escarabajos ++ +++ - - -
Picudos ++ +++ - + -
Mosca de la fruta +++ +++ - + ++
Minadores +++ ++ - ++ ++
Lepidóptera +++ - - +++ +++
Clasificacion*
(% efectividad)
+++ (91-100)
.++ (75-90)
.+ (60-75)
.- (<60)
Designación Excelente bueno moderado pobre
* Clasificación basada en la recopilación de datos de DuPont en múltiples
pruebas de campo 2006-2010
Gracias a la rápida acción de Cyazypyr proporciona un cese rápido en
alimentación de los insectos reduciendo la transmisión de patógenos clave.
Aplicaciones tempranas en el ciclo de cultivo protegen plántulas tiernas de
daño por alimentación y la transmisión de algunas enfermedades por vectores
de plagas. La reducción de estrés biótico mejora establecimiento del cultivo y
obtiene la cosecha tenido un buen comienzo (Dupont, 2014)
3.8. Dureza del agua/ pH, como afectan la efectividad de los agroquímicos.
Los plaguicidas (herbicidas, insecticidas y fungicidas) se asperjan con agua
como vehículo de transporte. Para preservar la integridad de los pesticidas
resulta importante promover un medio estable que no desintegre
estructuralmente los principios activos, evitar que éstos queden retenidos por
44
las cargas de partículas disueltas en el medio dispersante, y/o que ciertas
reacciones químicas los inactiven. El agua constituye un medio agresivo para
los plaguicidas; un producto en su envase original se conserva inalterado por
36 meses, en cambio, una vez disuelto en agua su efectividad se ve
comprometida en horas o días, según las circunstancias (Leiva, 2010a).
3.8.1 Factores que influyen en la calidad del agua
Los factores que influyen en la calidad del agua para mezcla con pesticidas
son 5: a) el pH, una medida de la acidez o alcalinidad; b) la materia orgánica en
suspensión, que provoca fenómenos de adsorción; c) partículas de arcilla
(adsorción); d) la presencia de iones, cationes (calcio, magnesio, hierro y
aluminio) y aniones (sulfatos, carbonatos, etc.); y e) la hidrólisis, el efecto de
rotura de moléculas provocado por la cinética molecular del agua (Leiva,
2010b).
3.8.1.1. Efectos del pH
El agua está constituida por dos iones hidrógeno y uno de oxígeno, se disocia
en ion hidrógeno y oxidrilo, con pesos moleculares de 1 y 17, respectivamente.
La cinética química hace que sustancias disueltas en agua sufran impactos de
distinta magnitud según el ion que prevalezca. La medida de la proporción
relativa entre ambos se denomina pH. La escala tiene un rango entre 0 y 14; un
valor de 7 es la neutralidad, que se interpreta como la misma cantidad de
hidrógeno y oxidrilo. Valores menores a 7 son ácidos (mayor cantidad de
hidrógeno), y mayores alcalinos (mayor cantidad de oxidrilos). En general, el
pH ácido conserva y el alcalino destruye la estructura del pesticida. El pH
neutro no es el mejor valor para que un agua conserve la integridad de los
pesticidas, en la generalidad de los casos un valor ideal se encuentra entre pH
4 y 6 para casi todos los productos. Si nuestra intención es destruir residuos de
plaguicidas debemos subir el pH utilizando soluciones de productos alcalinos
Se entiende por vida media el tiempo para reducir la concentración del activo
en un 50%. Se aprecia como el efecto del pH está influenciado por la molécula
45
del plaguicida; distintos principios activos tienen diferente sensibilidad (Leiva,
2011).
Para describir cualitativamente los efectos del pH, es necesario una medida
cuantitativa de la calidad del agua. Ya que el pH es la inversa del logaritmo de
la concentración de iones hidrógeno (pH= log 1/ [ H+ ]), se sabe que log
10.000=4 y log 1000=3; entonces cuando el pH se reduce en 1 unidad, la
cantidad de oxidrilos es 10 veces menor, para bajar el pH de 8 a 4, la cantidad
de oxidrilos se reduce 10.000 veces (=10x10x10x10),en este caso el medio
tiene 10.000 veces menos probabilidad de colisionar la molécula del plaguicida
con una masa grande (oxidrilo), y por ende se incrementa la probabilidad de su
conservación y eficiencia (Leiva,2011).
El glifosato, tiene una masa de 170 g, o sea, unas 10 veces más grande que el
agua. El Glifosato es extremadamente sensible a la reacción del agua. Una
dosis de glifosato de 1.5 lt/ha mezclado con agua de pH 8 tiene un 20% de
control, ya que hay precipitaciones de CaCO3, utilizando un corrector y bajando
el pH a 5 (unas 1000 veces menos oxidrilos) el control se eleva a 90%.es
necesario entonces inyectar continuamente ácido al sistema ( Ocampo, 2000;
Leiva, 2012).En el caso de los insecticidas, el fosforado Clorpirifós y el
piretroide Cyflutrin, La vida media del fosforado se incrementa sustancialmente
de 1 a 35 días cuando el pH baja de 8 a 7; y el piretroide lo hace desde 1, 20 y
120 días cuando se modifica el pH desde 9, 7 y 4 respectivamente. (Leiva,
2010b).
3.8.1.2 Hidrolisis
La hidrólisis es un proceso químico que produce la descomposición de una
molécula. Este proceso se da de manera natural en la naturaleza; el proceso
reduce la vida media de las moléculas insecticidas. Pueden haber factores
biológicos (enzimas provenientes de bacterias, levaduras) y no biológicos
causantes de la hidrólisis. La ionización es un proceso por el que una
sustancia se convierte en iones o se ioniza; puede ser parte de la hidrólisis
(Dale, 2000).
46
Algunas moléculas insecticidas son más propensas a ser hidrolizadas que
otras. En este caso, durante la formulación se añaden elementos protectores
para mejorar, incrementando la residualidad. En caso de los insecticidas la
hidrólisis es, en parte, es atribuida, al grado de alcalinidad del agua (sobre 7.5
de pH) con la que se preparan los caldos insecticidas (Dale, 2000).
3.8.1.3. Dureza del agua
Se denomina dureza a la concentración de iones de calcio y magnesio (Ca+ y
Mg+) expresada en mg/lt, unidad equivalente a partes por millón (ppm). En la
práctica las aguas duras son las que generan sarro en los recipientes para
hervir agua. Los valores críticos de pH de las aguas duras rondan entre pH 7.5
y 8.2. La mejor forma de determinar dureza es mediante un análisis
fisicoquímico del agua, un agua dura presenta habitualmente valores de pH
próximos a 8 y nunca superiores a 8.5, que indicarían la presencia de sodio.
(Leiva, 2010b).
Aldabe et al. (2004) define la dureza como la concentración de carbonato de
calcio que equivale a la concentración total de todos los cationes multivalentes
en una muestra de agua. La determinación de la dureza es una prueba
analítica que proporciona una medida de la calidad del agua potable para uso
doméstico, industrial o agrícola, las aguas duras son aquellas que requieren
cantidades considerables de jabón para producir espuma y producen
incrustaciones en las tuberías de agua caliente, calentadores, calderas y otras
unidades en las cuales se incrementa la temperatura del agua. Tienen la
propiedad de acumular sarro en las cañerías e inhiben la capacidad del jabón
de hacer espuma: el jabón se precipita, con lo cual hace un lavado deficiente.
Los iones Ca2+ y Mg2+ en el agua reaccionan con el jabón (RSO3-):
Ca2+ + 2RSO3 - → Ca (RSO3)2
Jabón sólido insoluble
El término dureza se usa frecuentemente como un parámetro indicador de la
calidad de las aguas. La dureza de las aguas está relacionado directamente
47
con la concentración de las sales de Ca2+ y de Mg2+, combinado principalmente
con los HCO3 - y CO32- (Wetzel, 1981).
Desde el punto de vista sanitario las aguas duras son tan satisfactorias para el
consumo humano como las aguas blandas, sin embargo, una agua dura
requiere demasiado jabón para la formación de espuma y crea problemas de
lavado, además, deposita lodo e incrustaciones sobre las superficies con las
cuales entra en contacto y en los recipientes, calderas o calentadores en los
cuales es calentada. El valor de la dureza determina la conveniencia para uso
doméstico, agrícola e industrial y la necesidad de un proceso de
ablandamiento. El tipo de ablandamiento y su control dependen de la adecuada
determinación de la magnitud y clase de dureza (Romero, 1999).
Aldabe et al. (2004) afirman que las aguas duras son buenas para la
agricultura, porque los iones Ca2+ y Mg2+
favorecen la fluctuación de los coloides
en el suelo, aumentando la permeabilidad del mismo. Lo anterior es relativo ya
que si este tipo de aguas son aplicadas por aspersión, presentarán constantes
problemas de incrustaciones en forma de depósitos blancos sobre las hojas,
frutos y flores. Estas sales no constituyen un potencial de toxicidad, los
depósitos reducen la calidad comercial de los productos y requieren
tratamientos costosos, por ejemplo, baños ácidos para frutas como peras y
manzanas (Ayers y Westcot, 1987).
Keith, 1967, clasifica el agua por su dureza con base a la concentración de
CaCO3, de la siguiente manera:
Cuadro 9. Clasificación de las aguas por su dureza, con base al CaCO3 (Keith
1967).
Concentración CaCO3 Clasificación
0 - 75 blanda
75 - 150 semidura
150 - 300 dura
> 300 muy dura
48
Al mezclar pesticidas, generalmente organofosforados, con sustancias
alcalinas, como aguas duras, estos reaccionan reduciendo su efectividad, esta
reacción es llamada hidrolisis alcalina y ocurre cuando los pesticidas son
mezclados con aguas alcalinas, con un pH de 7, por tal motivo se dice que las
aspersiones se benefician con un pH de 6 (Winand K. Hock, 2010).
Se ha demostrado recientemente en algunas regiones de estados unidos, que
los depósitos de agua cuentan con la alcalinidad suficiente para causar la
hidrolisis de algunos pesticidas, esto significa que un insecticida puede
empezar su descomposición tan pronto sean agregados al tanque de la
mezcla, esto reduce el control sobre la plaga, debido a que cierta cantidad del
ingrediente activo es descompuesto antes de que llegue a la planta o actué
sobre la plaga, de igual forma si se mantiene la mezcla del pesticida sin
agitación, o dentro del tanque de un día para otro antes de asperjarlo, el 50 % o
más del ingrediente activo es degradado (Winand K. Hock, 2010).
Según Winand K. Hock (2010) los insecticidas son más afectados que lo
fungicidas y herbicidas, los organofosforados y carbamatos se descomponen
más rápido que los hidrocarbonos clorados, por ello muchos fabricantes
informan de la tasa a la cual sus productos son hidrolizados, esta tasa se
expresa con la vida media del producto, o el tiempo que tarda el 50% del
pesticida en hidrolizarse o descomponerse.
La eficiencia de las preparaciones de plaguicidas destinados a diluirse con
agua antes de usarse puede verse seriamente afectada por la dureza del agua
utilizada con este propósito. Por ello en la fabricación de pesticidas utilizados
en la salud pública, se utilizan aguas de diferente dureza (OMS, 1985).
En tanto que el manual de la MOS(1) especifica dos tipos de agua patrón de
342 y 34.2 mg/L de dureza expresada en carbonatos de calcio y una relación
entre Ca/Mg=80/20, la FAO especifica las aguas patrón del consejo
internacional para la colaboración en los análisis de plaguicidas (CIPAC), a
saber aguas patrón de CIPAC A y C, el agua patrón A de CIPAC tiene una
dureza de 20 mg/l expresada en carbonatos de Calcio con una relación Ca/Mg
49
=50/50 y el agua patrón C de CIAPAC , 500 mg/l con una relación entre
Ca/Mg=80/20. Como las aguas patrón especificadas en el manual de la OMS
se han empleado por muchos años sin crear ningún problema en la práctica, el
comité recomendó que se mantengan los dos tipos de agua patrón de 342 y
34.2 mg/l de dureza expresada en carbonatos de calcio y que se incluya en el
manual de especificaciones publicado por la OMS un método para determinar
la dureza del agua (OMS, 1985).
3.8.1.4. Corrección de dureza
Particularmente para Glifosato y el 2-4-D, la dureza del agua les produce una
fuerte inactivación parcial del principio activo, y reduce consecuentemente los
porcentajes de control; notable para aquellas malezas de difícil control (Zacate
grama; Cynodon dactylon, Cola de Zorra; Setaria spp., Cyperus spp.)(Leiva,
2012)
La siguiente fórmula permite cuantificar el proceso de inactivación en la mezcla
de aplicacion:
Inactivación (%)= V (LpH) * Dureza (ppm CaC03) * 47 10-5 / Dosis sal (kg/ha)
Dicha fórmula señala que para reducir la inactivación de algún pesticida
(cuando se trabaja con aguas duras) resulta conveniente reducir el volumen de
aspersión, utilizar aguas de baja dureza total o incrementar las dosis del
pesticida, un valor aceptable de inactivación es 7-10% y en base de un
volumen de 100 lt/ha con equipo terrestre, la calidad del agua como límite de
dureza sería 150 ppm de CaCO3, un menor volumen implica una mayor
concentración de dosis, y por ende una difusión más rápida del plaguicida en el
follaje del cultivo, que finalmente se traduce en una mayor dosis absorbida
(Leiva, 2011).
En aplicaciones agrícolas con aguas duras las sales de calcio y magnesio
actúan como secuestrantes. En consecuencia deben ser neutralizadas, o
eliminadas. Existen dos caminos posibles: eliminar las cargas de los cationes
50
(quelatarlos) o, sacar los iones de la solución o caldo de aspersión. Cada
plaguicida tiene un valor de pH óptimo, para conservar el principio activo; como
promedio se puede considerar un valor de pH=5. El agregado de
coadyuvantes, correctores de pH y/o secuestrantes, debe hacerse previo a la
incorporación de los plaguicidas, ya que por ejemplo un agua de pH 8, cuando
se incorpora Glifosato, el valor baja a 4, a expensas del herbicida. Por eso del
primer paso debe ser corregir el agua. Este trabajo podría realizarse el día
anterior o, en el tiempo que media entre la aspersión del lote y el regreso a
recargar, se debe preparar el caldo de aspersión lo más próximo posible a la
aplicación. El agua es el peor enemigo de los plaguicidas, produce hidrólisis. Si
por cualquier motivo se debe interrumpir una pulverización, se debe acidificar el
caldo residual, utilizando un corrector de pH. (Leiva, 2012).
Existen grupos de coadyuvantes, como el ácido fosfórico y los derivados del
ácido EDTA (etilen diamina tetracético), estos tienen la propiedad de corregir el
agua (efecto buffer), regulando los valores de pH de la solución. Para aguas
duras, resulta necesario secuestrarlos o transformarlos en quelatos (anularles
la carga eléctrica) de manera tal que no puedan reaccionar químicamente con
los plaguicidas. Los herbicidas como glifosato, 2,4-D y Paraquat responden
positiva y significativamente a la corrección de dureza (Leiva, 2011).
51
IV. MATERIALES Y METODOS.
4.1. Ubicación y croquis del sitio experimental.
El sitio experimental, donde se llevó a cabo el proyecto se encuentra ubicado
en el predio del Sr. Jorge Gómez Rodríguez, ubicado en el ejido de Cuautla,
Cuautla Morelos con dirección en calle Cerrada Felipe Carrillo puerto s/n
Colonia Ampliación Héroes de Nacozari C.P.62744 (Se anexa croquis de
localización).
Cuadro 10. Características del insecticida.
Nombre codificado DPX-HGW86 20 SC
Nombre comercial DPX-HGW86 20 SC
Nombre común Cyazypyr
Ingrediente activo Cyantraniliprol
Equivalencia en gr de i.a / Lt. 200 g ia/L
Tipo de plaguicida Insecticida
Formulación SC (Suspensión concentrada Acuosa)
País de origen y procedencia Estados Unidos de América
Cuadro 11. Datos generales del ensayo.
Cultivo Tomate (Lycopersicum esculentum)
Localidad Ejido Cuautla, Cuautla, Morelos
Ciclo del cultivo Primavera
Fecha de inicio 21/Abril/ 2012
Fecha de terminación 19/Mayo/2012
Ubicación Cuautla, Morelos
4.2. Características del agua a utilizar.
Se colectaron 6 tipos de agua con diferente dureza, de estas se seleccionaron
las 3 con mayor concentración de carbonatos de calcio; la de Xalostoc, Morelos
con 513 ppm; la de La Colorada, Puebla con 666.9 ppm y la de Izucar de
52
Matamoros, Puebla con 1,838.25 ppm. Adicionalmente para el experimento se
usó también agua destilada con 0 ppm de dureza y se preparó el agua
estándar o patrón con una dureza de 342 ppm
Se colectaron de 5-10 Lt/muestra, a estas muestras se le determinó la dureza o
el contenido de carbonatos de calcio con la ayuda del Hash Test Kit
Hardeness total, de la empresa el Crisol. La dureza de cada muestra se
realizó en el Laboratorio de Plaguicidas del Departamento de Parasitología
Agrícola de la Universidad Autónoma Chapingo; en este laboratorio también se
elaboró un “agua patrón” con una concentración de 342 ppm de dureza por litro
de solución, expresada en carbonatos de calcio, la cual es un tipo de agua que
se utiliza normalmente para la determinación de la suspensibilidad en las
formulaciones de plaguicidas (Cipac, 1980).
4.3. Determinación de la dureza de aguas colectadas.
Se recolectó agua de riego en diferentes zonas del centro del país, se
seleccionaron las de mayor dureza, las cuales fueron las de la Colorada, Pue.,
con 666.9 ppm de concentración de carbonatos de calcio, Xalostoc, Morelos
con 513 ppm e Izucar de Matamoros, Puebla con 1838.25 ppm.
La dureza de las aguas se determinó en el Laboratorio de Plaguicidas del
Departamento de Parasitología Agrícola de la Universidad Autónoma
Chapingo, bajo la asesoría del M.C. Antonio Segura Miranda, Profesor titular de
la cátedra de Plaguicidas Agrícolas; para ello la concentración de carbonatos
de calcio se determinó con ayuda del Hach Test Kit Hardeness Total, el cual
costa de una solución buffer, una solución indicador y una solución titulante, la
dureza se puede determinar por medio de dos métodos:
Método 1:
1.- Se toman 100 ml de agua de la cual se desconoce la dureza.
2.- Se agregan 2 gotas de la solución buffer.
53
3.- Agregar 4 gotas de la solución indicadora, el agua tomara un color rojo,
recordando que el color rojo significa que el agua contiene carbonatos de
calcio.
4.- Se agrega el titulante gota a gota hasta que el agua cambie de color rojo a
un color violeta, cada gota equivale a un 1 mg de dureza/ Lt de solución.
El método utilizado en el experimento es el siguiente.
Método 2:
1.- Se toma una muestra estándar de agua a la cual se le desea conocer la
dureza y se le agregan 3 gotas de solución buffer.
2.- Se agrega una gota de indicador, el agua se tornara de color rojo.
3.- Se adiciona el titulante hasta que el agua tenga un cambio de color, en este
caso cada gota de solución titulante equivale a 17.1 ppm de dureza/ Lt
solución.
4.4. Preparación del “agua estándar o patrón”.
La preparación del “agua estándar o patrón” se realizó según el manual para
las especificaciones de plaguicidas utilizados en la salud pública, para preparar
5 litros de agua estándar se necesita, 1.52 gramos de cloruro de calcio anhidro
y 0.69 gramos de cloruro de magnesio, se mezclan de la siguiente manera:
1. Se disuelven los reactivos en un litro de agua destilada.
2. Se mezclan bien, hasta obtener una mezcla homogénea.
3. Se afora con agua destilada hasta los 5 litro.
54
Cuadro 12. Datos generales del agua.
Tratamiento (agua) Concentración de carbonatos de
Calcio(mg/lt)
Agua destilada 0 ppm
Agua de la Colorada, Pue. 666.9 ppm
Agua de Izucar de Matamoros, Pue. 1838.25 ppm
Agua de Xalostoc 513 ppm
Agua estándar 342 ppm
Testigo absoluto(agua destilada) 0ppm
4.5. Plaga (s) Objetivo.
Minador de la hoja (Liriomyza sativae) y Gusano Soldado (Spodoptera exigua).
4.6. Parámetros de medición de la efectividad biológica.
Con el fin de estimar las poblaciones de minador de la hoja (Liriomyza sativae)
se evaluaron el número de minas con larvas vivas por hoja y número de larvas
vivas de L. sativae por hoja; así como el número de larvas vivas de gusano
soldado (Spodoptera exigua) por planta.
4.7. Cultivo y variedad.
Cultivo de Tomate (Hib. Seri) tipo Saladette.
4.8. Diseño experimental.
El diseño experimental empleado fue en bloques completamente al azar con
cuatro repeticiones.
Cada unidad experimental fue de 3 surcos, de 1.2 metros entre surcos, por 6
metros de largo, lo que da un área por unidad experimentad de 21.6 m2 y de
55
86.4 m2 por tratamiento, dando un total de 1036.8 m2 por todo el lote
experimental. La parcela útil fue el surco central, eliminando 1.0 m de orilla de
cada lado.
El número de plantas por unidad experimental fue de 45, dando un total de 180
plantas por tratamiento, con una distancia de 40 cm entre ellas (abertura del
plástico acolchado).
4.9. Preparación de la mezclas.
La preparación de la mezcla se hizo por la mañana, el mismo día de la
aplicación, se prepararon 6 litros de mezcla por tratamiento, se usó una misma
dosis de CyazypyrTM para todos los tratamientos, 150 ppm de ingrediente
activo, equivalente a 22.5 ml de producto formulado por 1000 plantas.
Los tratamientos ya mezclados se dejaron reposar a la intemperie, los
tratamiento 1, 3, 5, 7 y 9 se dejaron en el campo por una hora (es decir, que se
prepararon una hora antes de su aplicación), los tratamientos 2, 4, 6, 8 y 10,
reposaron por ocho horas exponiéndolos a la temperatura ambiente (es decir,
se prepararon ocho horas antes de su aplicación), al término del tiempo del
reposo de todos los tratamientos se empezó con la aplicación.
La mezcla de los tratamientos con ocho horas de reposo, se comenzó a las
8:15 de la mañana, para poder empezar a aplicar por la tarde, mientras que los
tratamientos con una hora de reposo, se comenzaron a mezclar a las 11:15 de
la mañana. Se tomó la temperatura de cada uno de los tratamientos,
especialmente los tratamientos con ocho horas de reposo, así como de la
temperatura ambiente, de igual manera se tomó la temperatura del suelo antes
de cada aplicación.
56
Cuadro 13. Temperatura de los tratamientos con 1 hr de reposo antes de la
aplicación.
Tratamientos Temperatura 0c
1 34.5
3 33.6
5 33.7
7 33.8
9 33.3
11 32.0
Temperatura promedio de los tratamientos: 33.48 0c Cuadro 14. Temperatura del suelo y del aire al antes de la aplicación,
tratamientos con 1 hr de reposo.
suelo 26.40c
25.50c
25.90c
Aire 34.4 0c
Temperatura promedio del suelo: 25.93 0c
Cuadro 15. Temperatura de los tratamientos con 8 hrs de reposo antes de la
aplicación.
Tratamientos Temperatura 0c
2 45.1
4 45.0
6 45.8
8 46.0
10 45.4
12 47.2
Temperatura promedio de los tratamientos: 45.750c
57
Cuadro 16. Temperatura del suelo y del aire antes de la aplicación,
tratamientos con 8 hrs de reposo.
suelo 30.7 0c
29.7 0c
27.7 0c
Aire 35.10c
Temperatura promedio del suelo: 29.37 0c
4.10. Tratamientos a evaluar.
Cuadro 17. Tratamientos y dosis evaluados para el control de Gusano Soldado
y Minador de la hoja en el cultivo de tomate en Cuautla, Morelos. 2012.
Mezcla No. de Aplicaciones.
Intervalo entre aplicaciones
1.-Agua destilada + Cyazypyr150 ppm de i.a. /L de mezcla + 1 hr de reposo.
1 ---
2.- Agua destilada + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 8 hr de reposo.
1 ---
3.- Agua de Xalostoc + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 1 hr de reposo.
1 ---
4.- Agua de Xalostoc + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 8 hr de reposo.
1 ---
5.- Agua de Izucar de Matamoros Pue.+ Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 1 hr de reposo.
1 ---
6.- Agua de Izucar de Matamoros Pue.+ Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 8 hr de reposo.
1 ---
7.-Agua de La Colorada + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 1 hr de reposo.
1 ---
8.- Agua de La Colorada + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 8 hr de reposo.
1 ---
9.-Agua estándar + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 1 hr de reposo.
1 ---
10.- Agua estándar + Cyazypyr 150 ppm de i.a. /L de mezcla + 8 hr de reposo.
1 ---
11.- Testigo absoluto (Agua destilada)+ 1 hr de reposo.
--- ---
12.- Testigo absoluto (Agua destilada) + 8 hr de reposo.
--- ---
i.a.: Ingrediente activo.
58
Figura 9. Distribución de las unidades experimentales, cada unidad
experimental consta de 6 surcos, de 1.2 m entre surcos por 6 metros de largo.
4.11. Dosis, Momento, Número e Intervalo entre aplicaciones.
Las dosis del insecticida evaluado se citan el Cuadro 17. El momento de la
aplicación fue el 21 de abril de 2012, 7 días después del trasplante. Se hizo
una sola aplicación a la base del tallo de las plántulas, dicha aplicación se hizo
con un equipo de aplicación manual convencional adaptando un aplicador
GunJet de Spraying System, este dispositivo permite un volumen constante
independiente de la presión de operación, ideal para este tipo de aplicaciones.
Se calibró entonces para una aplicación de 30 ml por planta y se determinó el
volumen total por hectárea en base a la densidad de siembra.
4.12. Método de Muestreo y tamaño de muestra.
Se evaluaron dos plagas como se describe a continuación:
El método de muestreo fue visual y se realizó sobre 5 plantas localizadas entre
1 y 5 metros de longitud del surco central de cada unidad experimental
eliminado 1 metro en cada uno de los extremos de surco a muestrear.
Para la evaluación de minador de la hoja (Liriomyza sativae) se revisaron dos
(2) hojas por planta (del estrato medio) en cinco (5) plantas para tener un total
de diez (10) hojas por unidad experimental. Se registraron el número de larvas
de minador vivas y el número de minas por hoja revisada.
Bloque III 2 5 3 4 1 6
11 12 8 10 7 9
Bloque I 3 1 5 6 4 2
7 9 12 11 8 10
Bloque IV 1 4 6 2 5 3
11 8 10 12 7 9
Bloque II 3 6 1 5 4 2
9 11 10 7 12 8
59
Gusano soldado (Spodoptera exigua): Se hizo de manera visual y se realizaron
sobre cinco plantas localizadas entre 1 y 5 metros de longitud del surco central
de cada tratamiento eliminado 1 metro en cada uno de los extremos de surco a
muestrear. La toma de datos se realizó contando las larvas de cualquier instar
vivas, que se encontraba en la planta.
4.13. Frecuencia del muestreo.
Las evaluaciones se hicieron cada 7 días, iniciando con un muestreo antes de
la aplicación y continuando a intervalos de 7 días hasta completar un total de 4
evaluaciones, incluida la previa.
4.14. Análisis estadístico.
A los datos obtenidos de las plagas en las evaluaciones, se les realizaron un
análisis de varianza y a partir de las medias de los datos se realizó
comparaciones de medias ajustadas para cada una de las evaluaciones y
especie plaga motivo de este estudio; lo anterior usando el paquete estadístico
SAS®.
A partir de las medias de los datos se calculó la efectividad biológica de cada
uno de los tratamientos, mediante la fórmula de Abbott, la cual se indica a
continuación:
A - Bi
P. E.= -------------------- (100%)
A
P.E. = % de Efectividad biológica
A= Media del testigo absoluto
Bi = Media del i-esimo tratamiento
60
4.15. Cronograma de actividades. Cuadro 18. Cronograma de actividades.
4.16. Manejo agronómico.
Se hizo una aplicación preventiva de fungicidas (Derosal y Proplant 1ml/Lt) tres
días después del trasplante.
Actividad Fecha– 2012 -
Colecta de “aguas duras”. Primera quincena de
Febrero
Determinación de dureza de aguas colectadas. Segunda quincena de
Febrero
Elaboración de “agua estándar”. Segunda quincena de
Febrero
Trasplante de los tomates. Segunda quincena de
Abril
Aplicación de los tratamientos, 7ddt. Segunda quincena de
Abril
1er evaluación, 7dda – 14 ddt. segunda quincena de Abril
2da evaluación, 14 dda – 21 ddt. Primera quincena de Mayo
3er evaluación, 21 dda – 28 ddt. Primera quincena de Mayo
4ta evaluación, 28 dda - 35 ddt. segunda quincena de
Mayo
61
V. RESULTADOS Y DISCUSION.
5.1. Número de minas totales (Liriomyza sativae).
5.1.1. Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio).
De acuerdo al análisis realizado, el tratamiento 1 con una hora de reposo antes
de la aplicación y el tratamiento 2, con ocho horas de reposo, correspondientes
a la variable agua destilada, con 0 ppm de concentración de carbonatos de
calcio, muestran un mal control en las dos primeras evaluaciones, siete y
catorce días después de la aplicación, pero la efectividad biológica mejora con
el tiempo, ya que a los 21 días después de la aplicación, el tratamiento 1 tiene
una efectividad del 91 %, siendo este el mayor control mostrado sobre minador
en esta variable agua, mientras que el tratamiento 2 obtuvo un 86.1 %, y a los
28 días de la aplicación, tienen un control del 90 y 87.17% respectivamente.
En el cuadro 19 se puede apreciar, el desarrollo de la efectividad biológica del
tratamiento 1, que a pesar de tener un mal control en las primeras
evaluaciones, este mejora con el tiempo (Figura 10), superando al tratamiento
2, en las últimas dos evaluaciones, 21 días después de la aplicación y 28 días
después de la aplicación.
Cuadro 19. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1y 2
(Agua destilada).
62
Figura 10. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1
y 2.
5.1.2. Agua de Xalostoc (666.9 ppm de carbonatos de calcio).
La variable agua de Xalostoc con 666.9 ppm de dureza, muestra un bajo
control en la primera evaluación, 7 días después de la aplicación, con 64.52 %
de efectividad biológica en el tratamiento 3 con una hora de reposo antes de la
aplicación, y un 77.42% en el tratamiento 4 con 8 horas de reposo, el mejor
control se obtuvo en la tercera evaluación, 21 días después de la aplicación
con un 93.33 % de control y una población de 1.1 minas totales de Liriomyza
sativae, mientras que el tratamiento cuatro tiene un control de 90.85 % con una
población de 1.35 minas totales.
Tanto en el cuadro número 20, como en la Figura 11, se puede apreciar, como
con el tiempo aumenta el control del tratamiento número 3 con una hora de
reposo antes de la aplicación, manteniéndose arriba del 90 % de efectividad
biológica, en la tercera y cuarta evaluación, 21 días después de la aplicación y
28 días después de la aplicación ,respectivamente, teniendo un mejor control
en la tercera evaluación, con un 93.33 % de efectividad, superando al
tratamiento 4 desde la segunda evaluación 14 días después de la aplicación
0.0020.0040.0060.0080.00
100.00
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
7dda
7dda
14dda
14dda
21dda
21dda
28dda
28dda
Trat 1
Testigo 1
Trat 2
Testigo 2
63
Cuadro 20. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3y 4 (agua
de Xalostoc, Morelos).
Figura 11. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3
y 4.
5.1.3. Agua de Izucar de Matamoros (1838.25 ppm de carbonatos de
calcio).
En la variable agua de Izucar de Matamoros con 1838.25 ppm de dureza, hay
una diferencia significativa entre los tratamientos 5 con una hora de reposo,
antes de la aplicación y el tratamiento 6, con 8 horas de reposo, que a pesar de
tener el mismo control en la primera evaluación, 7 días después de la
aplicación, ambos con un control del 77.42 % (Cuadro 21), en la segunda
evaluación, 14 días después de la aplicación, el tratamiento 5 muestra una
mejor eficacia con un control del 92.31 %. En la tercera evaluación el
tratamiento 5, tiene un control del 95.45 %, con una población de 0.75 minas
totales de Liriomyza sativae por planta, siendo este el mejor control obtenido en
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
7dda
7dda
14dda
14dda
21dda
21dda
28dda
28dda
Trat 3
Testigo 1
Trat 4
Testigo 2
64
esta variable agua, mientras que el tratamiento 6 obtuvo un 90. 85%, siendo
este el mejor dato obtenido para este tratamiento.
El tratamiento 5 con una hora de reposo antes de la aplicación, aun cuando
obtuvo el mismo control que el tratamiento 6, en la primer evaluación, con un
77.42% de efectividad biológica, en las siguientes evaluaciones se mantuvo un
control arriba del 90%, superando al tratamiento 6, que solo alcanzo el 90.85 %
en la tercera evaluación, bajando otra vez su control para la última evaluación,
28 días después de la aplicación (Figura 12).
Cuadro 21. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5 y 6
(agua de Izucar de Matamoros, Puebla).
Figura 12. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5
y 6.
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
120.00
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
7dda
7dda
14dda
14dda
21dda
21dda
28dda
28dda
Trat 5
Testigo 1
Trat 6
Testigo 2
65
5.1.4. Agua de La Colorada, Pue. (513 ppm de carbonatos de calcio).
En cuanto al análisis de varianza hay una diferencia entre los tratamientos y los
testigos, como se muestra en el cuadro 22, en la primera evaluación el
tratamiento con una hora de reposo tuvo una efectividad muy baja con solo
19.35%, mientras que el tratamiento con 8 horas de reposo supero el 60% de
control; para la evaluación número 2, los dos tratamientos tuvieron un control
muy parejo, siendo mejor el tratamiento con 8 horas de reposo, con un 78% de
control. La evaluación número 3, presenta el mejor control en los dos
tratamientos, superando el tratamiento siete al tratamiento ocho, con un
90.61%, en la última evaluación el porcentaje de control bajo, pero el
tratamiento 7 con un hora de reposo, volvió a tener mejor resultado que el
tratamiento con 8 horas de reposo, con un 85.56%.
Cuadro 22. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7 y 8
(agua de la Colorada, Puebla).
Figura 13. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7
y 8
.
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
7 dda7 dda 14dda
14dda
21dda
21dda
28dda
28dda
Trat 7
Testigo 1
Trat 8
Testigo 2
66
5.1.5. Agua estándar (342 ppm de carbonatos de calcio).
De acuerdo al cuadro número 23, existe una diferencia significativa entre los
tratamientos.
En las dos primeras evaluaciones se aprecia una gran diferencia en cuanto a
porcentaje de control entre los dos tratamientos, siendo el mejor el tratamiento
nueve con un hora de reposo, con un 75.81% de control en la primera
evaluación y un 86.15% en la segunda evaluación, mientras que el tratamiento
diez con 8 horas de reposo, bajo su control de un 46.05 % en la primera
evaluación, a un 27.5 % en la segunda.
En la penúltima evaluación, la efectividad biológica de los dos tratamientos, con
una hora y ocho horas de reposo, aumentó, el tratamiento 9 sigue siendo mejor
con un 94.85%, superando por mucho el 73.90 % de control del tratamiento
diez, con ocho horas de reposo. En cuarta y última evaluación, el control del
tratamiento 9 bajó, pero sigue siendo el mejor con un 86.94% de efectividad
contra el 83.09 % del tratamiento diez (Figura 14).
Cuadro 23. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9 y 10
(agua estándar).
67
Figura 14. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9
y 10.
5.2. Número de total minas vivas (Liriomyza sativae).
5.2.1. Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio).
De acuerdo al cuadro número 24, Cyazypyr tiene un control aceptable sobre
minas vivas de Liriomyza sativae, ya que en la primera evaluación, 21 días
después de la aplicación, se obtuvo un control del 80% con el tratamiento 1 y
77.78% con el tratamiento 2, mientras que los testigos tienen hasta 2 larvas
vivas por planta (Cuadro 14), en la última evaluación, 28 días después de la
aplicación, los tratados obtuvieron el mismo porcentaje de efectividad biológica
(Figura 15) con un 95% de control, con una media de 0.1 larvas vivas de
Liriomyza sativae por planta en los dos tratamientos.
Cuadro 24. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1 y 2 (Agua destilada).
0.0010.0020.0030.0040.0050.0060.0070.0080.0090.00
100.00
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
7dda
7dda
14dda
14dda
21dda
21dda
28dda
28dda
Trat 9
Testigo 1
Trat 10
Testigo 2
68
Figura 15. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1
y 2.
5.2.2. Agua de Xalostoc (666.9 ppm de carbonatos de calcio).
El control sobre minas vivas de Liriomyza sativae es aceptable y mejora con el
tiempo, el tratamiento 4, tiene el mejor control en la primera evaluación, 21 días
después de la aplicación, con un 88.89 % de efectividad con una población de
0.1 larvas vivas por planta, mientras que el tratamiento 4 aumenta su
efectividad de un 73.33 % en la primera evaluación, a un 95 % en la última
evaluación 28 días después de la aplicación (Figura 16), superando al
tratamiento 4 en esta evaluación (Cuadro 25).
Cuadro 25. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3 y 4
(agua de Xalostoc, Morelos).
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
Media (%EB) Media (%EB)
21 dda 21 dda 28 dda 28 dda
Tra1
Testigo 1
Trat 2
Testigo 2
69
Figura 16. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3
y 4.
5.2.3. Agua de Izucar de Matamoros (1838.25 ppm de carbonatos de
calcio).
En el cuadro número 26, se ve claramente diferencia entre el tratamiento
número 5 con 1 hora de reposo antes de la aplicación y el tratamiento 6 con 8
horas de reposo, el tratamiento número 5 es mejor en las dos evaluaciones, 21
días después de la aplicación y 28 días después de la aplicación (Figura 17).
El tratamiento cinco superó con un control de 80 % al tratamiento 6 en la
primera evaluación, donde este último obtuvo un 72.22% de efectividad
biología, y lo mismo ocurrió en la segunda evaluación, 28 días después de la
aplicación.
Cuadro 26. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5 y 6
(agua de Izucar de Matamoros, Puebla).
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
Media (%EB) Media (%EB)
21 dda 21 dda 28 dda 28 dda
Trat 3
Testigo 1
Trat 4
Testigo 2
70
Figura 17. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5
y 6.
5.2.4. Agua de La Colorada (513 ppm de carbonatos de calcio).
En cuanto al análisis estadístico se puede apreciar diferencia entre los
tratamientos, tal y como se muestra en el cuadro 27. De acuerdo al cuadro 27
se pueden ver 3 grupos estadísticos, en este caso el mejor tratamiento en
cuanto al control de minas vivas de Liriomyza sativae es el tratamiento número
7.
Aparentemente se puede decir que el control los dos tratamientos son iguales,
pero el tratamiento 7 con una hora de reposo es mejor, en la primer evaluación
superó con un 80% de efectividad al tratamiento 8, en la segunda evaluación
28 días después de la aplicación, los dos tratamientos mejoraron en cuanto a
control, siendo mejor el tratamiento 7 con un 90% de control contra un 85% del
tratamiento 8 con ocho horas de reposo (Figura 18).
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
Media (%EB) Media (%EB)
21 dda 21 dda 28 dda 28 dda
Trat 5
testigo 1
Trat 6
Testigo 2
71
Cuadro 27. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7 y 8
(agua de la Colorada, Puebla).
Figura 18. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7
y 8.
5.2.5. Agua estándar (342 ppm de carbonatos de calcio).
En el cuadro 28 se muestran claramente tres grupos, estadísticamente
hablando, siendo mejor el tratamiento 9 con una hora de reposo.En cuanto a
porcentaje de efectividad biológica los dos tratamientos son muy parecidos,
pero el tratamiento 9 con una hora de reposo presenta mejor control que el
tratamiento 10 con ocho horas de reposo.
En la primera evaluación 21 días después de la aplicación los dos tratamientos
son iguales en cuanto a control, 73.33% para el tratamiento 9 y 72.22% para el
tratamiento 10, siendo mejor el tratamiento 9. En la última evaluación, los
tratamientos mejoraron el porcentaje de control, el tratamiento nueve llego a un
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
Media (%EB) Media (%EB)
21 dda 21 dda 28 dda 28 dda
Trat 7
Testigo 1
Trat 8
Testigo
72
95% y el tratamiento diez a un 90%, siendo mejor el tratamiento 9 con una hora
de reposo (Figura 19).
Cuadro 28. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9 y 10
(agua estándar).
Figura 19. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9
y 10.
5.3. Gusano soldado (Spodoptera exigua).
5.3.1 Agua destilada (0 ppm de carbonatos de calcio).
En el cuadro 29, se muestra que los dos tratamientos tuvieron excelente control
sobre gusano soldado (Spodoptera exigua), ya que en ningún tratado
(tratamiento 1 o tratamiento 2), y en ninguna evaluación, hubo presencia de
plaga (Figura 20), mientras que en los testigos, 7 días después de la aplicación
fue donde presentaron mayor presencia de plaga con 3.1 larvas por planta,
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
Media (%EB) Media (%EB)
21 dda 21 dda 28 dda 28 dda
Trat 9
Testigo 1
Trat 10
Testigo 2
73
esta población disminuyó con el tiempo, llegando a 0.2 larvas por planta, en la
última evaluación, 28 días después de la aplicación.
Cuadro 29. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1 y 2 (Agua destilada).
Figura 20. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 1
y 2.
5.3.2. Agua de Xalostoc (666.9 ppm de carbonatos de calcio).
En cuadro 30, se muestra un buen control sobre gusano soldado (Spodoptera
exigua), no hay mucha diferencia entre los dos tratamientos, los dos
(tratamientos 3 y 4) tienen un control del 100% en la primera evaluación.
La diferencia más significativa es en la segunda evaluación, ya que el
tratamiento 3 alcanzó una efectividad biológica del 81.25 % contra un 100% del
tratamiento 4; sin embargo, en las ultimas evaluaciones, 21 y 28 días después
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
120.00
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
7dda
7dda
14dda
14dda
21dda
21dda
28dda
28dda
Trat 1
Testigo 1
Trat 2
Testigo 2
74
de la aplicación no hay diferencia alguna, ya que el control fue total sobre
gusano soldado.
Cuadro 30. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3 y 4
(agua de Xalostoc, Morelos).
Figura 21. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 3
y 4.
5.3.3. Agua de Izucar de Matamoros (1838.25 ppm de carbonatos de
calcio).
Estadísticamente hablando, en el cuadro 31 se aprecia diferencia entre los
tratamientos. En la evaluación número 1, siete días después de la aplicación,
no hay diferencia en cuanto a control, ya que los dos tratamientos tienen un
100% de efectividad. En la segunda evaluación el porcentaje de control baja,
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
120.00
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
7dda
7dda
14dda
14dda
21dda
21dda
28dda
28dda
Trat 3
Testigo 1
Trat 4
Testigo 2
75
siendo mejor con un 96.75% de control, el tratamiento número 5, con una hora
de reposo, mientras que el tratamiento 6, obtuvo un control muy bajo de 6.06%
En la tercera evaluación 21 días después de la aplicación, el control fue del
100% en ambos tratamientos, para la cuarta y última evaluación 28 días
después de la aplicación el tratamiento 5, con una hora de reposo, se mantuvo
en un 100% de control, mientras el tratamiento 6 con ocho horas de reposo
bajo su efectividad a un 75% (Cuadro 22).
Cuadro 31. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5 y 6
(agua de Izucar de Matamoros. Puebla).
Figura 22. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 5
y 6.
5.3.4. Agua de La Colorada (513 ppm de carbonatos de calcio).
Según el cuadro 32, hay diferencia entre los tratamientos, estadísticamente
hablando.En la evaluación número 1, 7 días después de la aplicación, el
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
120.00
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
7dda
7dda
14dda
14dda
21dda
21dda
28dda
28dda
Trat 5
Testigo 1
Trat 6
Testigo 2
76
tratamiento número 7 no tiene control alguno, mientras que el tratamiento
número 8, con 8 horas de reposo tiene un control del 100%, para la evaluación
número 3 y 4, el control del tratamiento número 7, con una hora de reposo,
aumenta llegando a un 100% de efectividad en ambas evaluaciones, mientras
que el tratamiento ocho mantiene su control del 100% para las dos
evaluaciones (Figura 23).
Para la última evaluación, 28 días después de la aplicación, baja la efectividad
biológica de los dos tratamientos, manteniéndose igual para los dos, con un
75% de control.
Cuadro 32. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7 y 8
(agua de la Colorada, Puebla).
Figura 23. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 7
y 8.
0.00
20.00
40.00
60.00
80.00
100.00
120.00
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
7dda
7dda
14dda
14dda
21dda
21dda
28dda
28dda
Trat 7
Testigo 1
Trat 8
Testigo 2
77
5.3.5. Agua estándar (342 ppm de carbonatos de calcio).
De acuerdo con el cuadro 33, hay diferencia estadística entre los tratamientos
y los testigos, formándose dos grupos, estadísticamente hablando, en cada
evaluación.
En las cuatro evaluaciones, los dos tratamientos, tanto el tratamiento nueve
con una hora de reposo, como el tratamiento diez con ocho horas de reposo,
obtuvieron un 100% de control contra Gusano Soldado (Figura 24), en cuanto
a los testigos la segunda y tercera evaluación, fue donde hubo más presencia
de plaga.
Cuadro 33. Comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9 y 10
(Agua estándar).
Figura 24. Gráfica de comparación de medias ajustadas para los tratamientos 9
y 10.
0.0020.0040.0060.0080.00
100.00120.00
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
Me
dia
(%
EB)
7dda
7dda
14dda
14dda
21dda
21dda
28dda
28dda
Trat 9
Testigo 1
Trat 10
Testigo 2
78
VI. CONCLUSIONES.
De acuerdo a los resultados obtenidos y a los objetivos planteados se concluye
que:
1. Para el control de Minador de la hoja (Liriomyza sativae), en cuanto a
número total de minas con larvas vivas, el mejor tratamiento fue la
mezcla de Agua de Izucar de Matamoros, Puebla, con Cyazypyr TM a
una hora de reposo, tratamiento 5, comenzando con un 77 % de control
en la primera evaluación y manteniéndose por arriba del 90% en las
siguientes tres evaluaciones, seguido por la mezcla de agua de
Xalostoc, Morelos, con Cyazypyr TM, a una hora de reposo, esta mezcla
alcanzó su máximo control en la tercera evaluación con un 93.33 % de
efectividad biológica.
2. Cyazypyr TM mezclado con agua destilada, con 0 ppm de dureza y con
agua estándar, 342 ppm de dureza, presentan mejor control sobre
Spodoptera exigua, obteniendo un 100% de control desde la primera
evaluación hasta la cuarta y última evaluación. Siendo estas las mezclas
con aguas de dureza más baja, se muestra que para el control de
gusano soldado, es mejor usar mezclas con aguas dureza por debajo de
los 342 ppm.
3. Al comparar entre si las mezclas, es decir comparando los tratamientos
de una y ocho horas de reposo de cada mezcla, se observa como los
tratamientos con una hora de reposo de las mezclas ya mencionadas,
en este caso los tratamientos 1, 3, 5, 7 y 9 aun cuando en la primera
evaluación obtuvieron un control bajo, este aumenta conforme avanzan
las evaluaciones, alcanzando el mayor control en la tercera evaluación,
superando el 90% de eficiencia, siendo mejores que los tratamientos con
ocho horas de reposo, tratamiento 2, 4, 6, 8 y 10 en las últimas tres
evaluaciones.
79
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