Post on 22-Aug-2020
Mª Elena Martínez Villar
Ignacio Pérez Moreno y Vicente Santiago Marco Mancebón
Facultad de Ciencias, Estudios Agroalimentarios e Informática
Agricultura y Alimentación
Título
Director/es
Facultad
Titulación
Departamento
TESIS DOCTORAL
Curso Académico
Contribución al manejo integrado de ácaros tetraníquidos(Acari: Tetranychidae) que afectan a frutales de clima
templado
Autor/es
© El autor© Universidad de La Rioja, Servicio de Publicaciones, 2016
publicaciones.unirioja.esE-mail: publicaciones@unirioja.es
Contribución al manejo integrado de ácaros tetraníquidos (Acari: Tetranychidae) que afectan a frutales de clima templado, tesis doctoral
de Mª Elena Martínez Villar, dirigida por Ignacio Pérez Moreno y Vicente Santiago MarcoMancebón (publicada por la Universidad de La Rioja), se difunde bajo una Licencia Creative Commons Reconocimiento-NoComercial-SinObraDerivada 3.0 Unported.
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UNIVERSIDAD DE LA RIOJA
DEPARTAMENTO DE AGRICULTURA Y ALIMENTACIÓN
Contribución al manejo integrado de ácaros
tetraníquidos (Acari: Tetranychidae) que
afectan a frutales de clima templado
TESIS DOCTORAL
Mª Elena Martínez Villar
UNIVERSIDAD DE LA RIOJA
DEPARTAMENTO DE AGRICULTURA Y ALIMENTACIÓN
Contribución al manejo integrado de ácaros
tetraníquidos (Acari: Tetranychidae) que afectan a
frutales de clima templado
Memoria presentada por Mª ELENA MARTÍNEZ VILLAR para optar al grado de Doctora por la Universidad de La Rioja
Fdo.: Mª Elena Martínez Villar
Vº Bº del Director Vº Bº del Director
Fdo.: Ignacio Pérez Moreno Fdo.: Vicente S. Marco Mancebón
AGRADECIMIENTOS
Gracias, en primer lugar, a mis directores, compañeros y amigos, Vicente
Marco e Ignacio Pérez, por su confianza, inmensa ayuda y apoyo durante de estos
largos años.
Agradecer también a todos los compañeros que han pasado por los laboratorios
en los que se ha desarrollado este trabajo. Primero en el de Hortofruticultura y
Jardinería, en los denominados Laboratorios ITA, donde se compaginaba la labor
investigadora con la docente y, posteriormente, en el de Protección de Cultivos, con
dedicación únicamente investigadora. Prefiero no hacer una enumeración para evitar
olvidos involuntarios, pero sí quiero agradecer a los primeros que pasaron por ellos y
que contribuyeron a crear “grupo de trabajo”, Javier Sáenz de Cabezón y Fernando
Moreno, sus consejos e inestimable ayuda.
Gracias, también, a todos los compañeros del Área de Producción Vegetal, y a
aquellos compañeros del Departamento de Agricultura y Alimentación que han estado
animándome continuamente, sin dejar que tirara la toalla.
Muchas gracias, de corazón, a mis tíos, Amalia y Anacleto, sin cuya
generosidad hoy no estaría aquí.
Agradecer, igualmente, a mis padres, Serafín y Alicia, y a mi hermana Alicia,
por todo el cariño que me han dado, y porque siempre han estado cuando les he
necesitado.
Gracias, por último, a mis chicos, Rubén y Óscar, y a mi chica, Irene, por sufrir
pacientemente mis ausencias y mis variados estados de ánimo, mil gracias por
vuestra comprensión y apoyo.
ÍNDICE
I
ÍNDICE DE TABLAS .................................................................................................. V
ÍNDICE DE FIGURAS ............................................................................................... IX
RESUMEN ............................................................................................................... XIII
SUMMARY ............................................................................................................. XVII
1 INTRODUCCIÓN .................................................................................................... 1
1.1 Agricultura sostenible. Producción integrada y manejo integrado de plagas: hacia un nuevo modelo de agricultura ............................................ 1
1.2 Los ácaros como plagas de los cultivos frutales ........................................ 4
1.3 Tetranychus urticae Koch .............................................................................. 9 1.3.1 Sistemática .................................................................................................................. 10
1.3.2 Descripción morfológica .............................................................................................. 10
1.3.3 Biología y ecología....................................................................................................... 11
1.3.4 Síntomas y daños ........................................................................................................ 13
1.3.5 Métodos de control ...................................................................................................... 13
1.4 Panonychus ulmi Koch ................................................................................ 16 1.4.1 Sistemática .................................................................................................................. 17
1.4.2 Descripción morfológica .............................................................................................. 17
1.4.3 Biología y ecología....................................................................................................... 18
1.4.4 Síntomas y daños ........................................................................................................ 20
1.4.5 Métodos de control ...................................................................................................... 21
1.4.6 Métodos de cría de P. ulmi .......................................................................................... 23
1.5 Plaguicidas biorracionales ........................................................................... 25 1.5.1 Benzoilfenilureas.......................................................................................................... 25
1.5.2 Azadiractina ................................................................................................................. 29
1.6 Lucha microbiológica ................................................................................... 34 1.6.1 Beauveria bassiana ..................................................................................................... 34
2 OBJETIVOS .......................................................................................................... 37
3 MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................. 39
3.1 Evaluación de los efectos de distintos acaricidas sobre Tetranychus urticae ............................................................................................................ 39
3.1.1 Cría masiva de T. urticae ............................................................................................. 39
ÍNDICE
II
3.1.2 Sincronización de cohortes .......................................................................................... 39 3.1.2.1 Bioensayos con adultos .............................................................................................. 39 3.1.2.2 Bioensayos con formas activas inmaduras ................................................................. 40 3.1.2.3 Bioensayos con huevos ............................................................................................... 40
3.1.3 Productos fitosanitarios ensayados y condiciones de los bioensayos ........................ 40
3.1.4 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre adultos ...................... 42
3.1.5 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre huevos ...................... 43
3.1.6 Evaluación del efecto del flufenoxurón y de la azadiractina sobre protoninfas y deutoninfas .................................................................................................................. 44
3.1.7 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre los parámetros de la tabla de vida ................................................................................................................. 45
3.1.8 Evaluación de la compatibilidad del flufenoxurón y de la azadiractina con Beauveria bassiana ....................................................................................................................... 47
3.2 Evaluación de diferentes parámetros biológicos de Panonychus ulmi ... 49 3.2.1 Origen de los individuos .............................................................................................. 49
3.2.2 Evaluación de la capacidad de incremento poblacional en función del huésped ....... 50
3.2.3 Influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida de la diapausa de huevos hibernantes de Panonychus ulmi ................................................................................. 53
3.2.4 Predicción de la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi ................... 55
3.3 Métodos estadísticos para el análisis de los resultados ........................... 58 3.3.1 Comparación de medias .............................................................................................. 58
3.3.2 Corrección de la mortalidad ......................................................................................... 58
3.3.3 Análisis de regresión ponderada Probit ....................................................................... 58
3.3.4 Tabla de vida y parámetros poblacionales .................................................................. 60
3.3.5 Compatibilidad de acaricidas con Beauveria bassiana ............................................... 62
3.3.6 Influencia de la temperatura y el fotoperiodo en la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi. ................................................................................................... 63
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE
Tetranychus urticae ............................................................................................ 65
4.1 Resultados ..................................................................................................... 65 4.1.1 Caracterización de la actividad acaricida mediante análisis Probit ............................. 65
4.1.2 Influencia de la edad del huevo sobre la eficacia de los acaricidas ............................ 70
4.1.3 Efecto de concentraciones subletales ......................................................................... 71 4.1.3.1 Efecto sobre fecundidad, fertilidad y longevidad de adultos y supervivencia de la
progenie ...................................................................................................................... 71 4.1.3.2 Efecto sobre los parámetros de la tabla de vida ......................................................... 77
4.2 Discusión ....................................................................................................... 80
4.3 Conclusiones ................................................................................................ 84
5 COMPATIBILIDAD DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA CON
Beauveria bassiana ............................................................................................. 85
5.1 Resultados ..................................................................................................... 85
ÍNDICE
III
5.1.1 Efectos del flufenoxurón y la azadiractina sobre el crecimiento micelial de Beauveria bassiana ....................................................................................................................... 85
5.1.2 Interacciones de Beauveria bassiana con flufenoxurón y con azadiractina sobre la mortalidad de larvas de Tetranychus urticae ............................................................... 85
5.2 Discusión ....................................................................................................... 87
5.3 Conclusiones ................................................................................................ 91
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN
FUNCIÓN DEL HUÉSPED.................................................................................... 93
6.1 Resultados ..................................................................................................... 93 6.1.1 Efecto del huésped sobre la longevidad, fecundidad y fertilidad de los adultos ......... 93
6.1.2 Efecto del huésped sobre la mortalidad y la duración del desarrollo de la progenie .. 95
6.1.3 Efecto del huésped sobre los parámetros de la tabla de vida ................................... 101
6.2 Discusión ..................................................................................................... 103
6.3 Conclusiones .............................................................................................. 107
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA
DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi ........ 109
7.1 Resultados ................................................................................................... 109
7.2 Discusión ..................................................................................................... 145
7.3 Conclusiones .............................................................................................. 150
8 PREDICCIÓN DE LA ECLOSIÓN DE HUEVOS DIAPAUSANTES DE
Panonychus ulmi ............................................................................................... 151
8.1 Resultados ................................................................................................... 151 8.1.1 Determinación de la fecha de inicio de la postdiapausa ........................................... 151
8.1.2 Determinación del Umbral mínimo de Desarrollo (UmD) y de los Grados-Día (DD) necesarios para completar la postdiapausa .............................................................. 155
8.2 Discusión ..................................................................................................... 157
8.3 Coclusiones ................................................................................................. 159
9 BIBLIOGRAFÍA .................................................................................................. 161
ÍNDICE
IV
ÍNDICE
V
Índice de tablas
Tabla 1.1. Ácaros que afectan a los cultivos leñosos. ............................................................................ 4 Tabla 1.2. Acaricidas registrados en el Registro de Productos Fitosanitarios del MAGRAMA en
frutales de pepita y hueso, clasificados por su modo de acción. ........................................ 14 Tabla 1.3. Benzioilfenilureas incluidas en el anexo I de la Directiva 91/414/CEE (422) trasladadas
al anexo I del REGLAMENTO (CE) Nº 1.107/2009. ........................................................... 27 Tabla 1.4. Benzioilfenilureas excluidas del Anexo I de la Directiva 91/414/CEE (308) . ...................... 27 Tabla 3.1. Características de los productos fitosanitarios empleados en los bioensayos sobre
Tetranychus urticae. ............................................................................................................ 41 Tabla 3.2. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el
análisis Probit con adultos de Tetranychus urticae. ............................................................ 42 Tabla 3.3. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para analizar el
efecto subletal sobre adultos de Tetranychus urticae. ........................................................ 43 Tabla 3.4. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el
análisis Probit sobre huevos de Tetranychus urticae. ......................................................... 43 Tabla 3.5. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el
análisis Probit sobre protoninfas y deutoninfas de Tetranychus urticae. ............................ 45 Tabla 3.6. Número de huevos procedentes de hembras de Tetranychus urticae tratadas con
diferentes cocentraciones de flufenoxurón, utilizados para evaluar la mortalidad de los estados y estadios inmaduros y la duración del desarrollo. ................................................ 46
Tabla 3.7. Tratamiento y concentraciones empleados para evaluar la compatibilidad entre flufenoxurón y azadiractina con Beauveria bassiana sobre larvas de Tetranychus urticae. ................................................................................................................................. 48
Tabla 3.8. Localización de los lugares de recolección de individuos de Panonychus ulmi. ................. 49 Tabla 3.9. Plantas huésped empleadas en los bioensayos sobre la capacidad de incremento
poblacional de Panonychus ulmi. ........................................................................................ 52 Tabla 3.10. Condiciones ambientales utilizadas en los bioensayos de evaluación de la influencia
de la temperatura y el fotoperiodo en la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi, antes de su paso a las cámaras de eclosión. ........................................ 55
Tabla 4.1. Parámetros de las rectas de regresión ponderada Probit para distintos estados y estadios de Tetranychus urticae tratados con flufenoxurón. ............................................... 65
Tabla 4.2. Parámetros de las rectas de regresión ponderada Probit para distintos estados y estadios de Tetranychus urticae tratados con azadiractina. ............................................... 68
Tabla 4.3. Efecto del flufenoxurón sobre parámetros biológicos de hembras adultas de Tetranychus urticae y sobre la supervivencia de su progenie ( e.t.). ............................ 71
Tabla 4.4. Efecto de la azadiractina sobre parámetros biológicos de hembras adultas de Tetranychus urticae y sobre la supervivencia de su progenie ( e.t.). ............................ 73
Tabla 4.5. Parámetros de la tabla de vida de Tetranychus urticae tratado con varias concentraciones (mg/l) de flufenoxurón. ............................................................................. 78
Tabla 4.6. Parámetros de tabla de vida de Tetranychus urticae tratados con 80 mg/l de azadiractina. ........................................................................................................................ 79
Tabla 5.1. Crecimiento micelial in vitro de Beauveria bassiana a los 5 y 10 días tras la siembra en medio de cultivo con flufenoxurón (0,55 mg/l) y azadiractina (78,07 mg/l). ........................ 85
Tabla 5.2. Mortalidad de larvas de Tetranychus urticae provocada por la combinación de Beauveria bassiana y flufenoxurón a los 7 días del tratamiento. ........................................ 86
Tabla 5.3. Mortalidad de larvas de Tetranychus urticae provocada por la combinación de Beauveria bassiana y azadiractina a los 4 días del tratamiento. ........................................ 86
Tabla 6.1. Duración del desarrollo (días) ( ± e.t.) de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ...................................................................................... 96
Tabla 6.2. Supervivencia (%) ( ± e.t.) de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ................................................................................................ 98
Tabla 6.3. Porcentaje de supervivencia a lo largo del desarrollo ( ± e.t.), respecto a los huevos puestos por Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. .................................... 100
Tabla 6.4. Parámetros de las tablas de vida de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ............................................................................................................................ 102
Tabla 7.1. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 30 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)]. ............. 110
ÍNDICE
VI
Tabla 7.2. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 50 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ........................................................................................................ 110
Tabla 7.3. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 70 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ........................................................................................................ 110
Tabla 7.4. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 90 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ........................................................................................................ 111
Tabla 7.5. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 110 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ........................................................................................................ 111
Tabla 7.6. Año 2003. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable porcentaje de eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura. ........................................................................................................ 114
Tabla 7.7. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor número de días de frío durante la diapausa. ..................................................... 115
Tabla 7.8. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor temperatura durante la diapausa. ...................................................................... 115
Tabla 7.9. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor fotoperiodo. ........................................................................................................ 115
Tabla 7.10. Año 2003. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable tiempo necesario para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura. ................................................... 116
Tabla 7.11. Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferente número de días de frío durante la diapausa. .......................................................................................................... 116
Tabla 7.12 Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperaturas durante la diapausa. ........................................................................................................................... 116
Tabla 7.13. Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes fotoperiodos. ....................... 117
Tabla 7.14. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. .................................................................................................. 118
Tabla 7.15. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 20 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. .................................................................................................. 119
Tabla 7.16. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 40 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. .................................................................................................. 120
Tabla 7.17. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 60 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. .................................................................................................. 121
Tabla 7.18. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 80 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. .................................................................................................. 122
ÍNDICE
VII
Tabla 7.19. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 100 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ............................................................................................. 123
Tabla 7.20. Año 2004. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable porcentaje de eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura. ........................................................................................................ 127
Tabla 7.21. Año 2004. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor número de días de frío durante la diapausa. ..................................................... 128
Tabla 7.22. Año 2004. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor temperatura durante la diapausa. ...................................................................... 128
Tabla 7.23. Año 2004. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor fotoperiodo. ........................................................................................................ 128
Tabla 7.24. Año 2004. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable tiempo necesario para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura. ................................................... 129
Tabla 7.25. Año 2004. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferente número de días de frío durante la diapausa. .......................................................................................................... 129
Tabla 7.26. Año 2004. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperaturas durante la diapausa. ........................................................................................................................... 130
Tabla 7.27. Año 2004. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes fotoperiodos. ....................... 130
Tabla 7.28. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ........................................................................................................ 132
Tabla 7.29. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 20 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. .................................................................................................. 133
Tabla 7.30. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 40 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. .................................................................................................. 134
Tabla 7.31. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 60 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. .................................................................................................. 135
Tabla 7.32. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 80 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. .................................................................................................. 136
Tabla 7.33. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 100 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ............................................................................................. 137
Tabla 7.34. Año 2005. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable porcentaje de eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura. ........................................................................................................ 141
Tabla 7.35. Año 2005. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor número de días de frío durante la diapausa. ..................................................... 142
Tabla 7.36. Año 2005. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor temperatura durante la diapausa. ...................................................................... 142
ÍNDICE
VIII
Tabla 7.37. Año 2005. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor fotoperiodo. ........................................................................................................ 142
Tabla 7.38. Año 2005. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable tiempo necesario para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura. ................................................... 143
Tabla 7.39. Año 2005. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferente número de días de frío durante la diapausa. .......................................................................................................... 143
Tabla 7.40. Año 2005. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperatura durante la diapausa. ........................................................................................................................... 144
Tabla 7.41. Año 2005. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes fotoperiodos. ....................... 144
ÍNDICE
IX
Índice de figuras
Figura 1.1. Distribución europea de Tetranychus urticae ...................................................................... 9 Figura 1.2. Distribución europea de Panonychus ulmi . ........................................................................ 16 Figura 1.3. Proceso de la síntesis de quitina. ....................................................................................... 26 Figura 3.1. Detalle de corteza de manzano con huevos hibernantes de Panonychus ulmi. ................ 53 Figura 3.2. Porciones de corteza de manzano con huevos hibernantes de Panonychus ulmi en
el interior de una placa Petri con banda de material adhesivo. .......................................... 54 Figura 4.1. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con
flufenoxurón sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae. ........................ 66 Figura 4.2. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con
flufenoxurón sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae, forzadas al paralelismo. ......................................................................................................................... 66
Figura 4.3. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con azadiractina sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae. ........................ 68
Figura 4.4. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con azadiractina sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae, forzadas al paralelismo. ......................................................................................................................... 69
Figura 4.5. Mortalidad corregida Abbott de huevos de diferentes edades de Tetranychus urticae tratados con flufenoxurón (LC80 = 64,9 mg/l) y azadiractina (LC50 = 333 mg/l). ................. 70
Figura 4.6. Evolución de la puesta de las hembras de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de flufenoxurón. ....................................................................... 72
Figura 4.7. Efecto del flufenoxurón sobre la fertilidad de huevos puestos por hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae. ......................................................................................... 72
Figura 4.8. Efecto del flufenoxurón sobre la supervivencia de la progenie de hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae. ......................................................................................... 73
Figura 4.9. Evolución de la mortalidad de las hembras adultas de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de azadiractina. ................................................................ 74
Figura 4.10. Evolución de la puesta de las hembras de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de azadiractina. ....................................................................... 75
Figura 4.11. Efecto de la azadiractina sobre la fertilidad de huevos puestos por hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae. ............................................................................ 76
Figura 4.12. Efecto de la azadiractina sobre la supervivencia de la progenie de hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae. ......................................................................................... 76
Figura 6.1. Longevidad media de las hembras adultas de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ................................................................................................................. 93
Figura 6.2. Fecundidad media de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ..................... 94 Figura 6.3. Fertilidad media de los huevos de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas
huésped. .............................................................................................................................. 95 Figura 6.4. Duración del desarrollo de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre
diferentes plantas huésped. ................................................................................................ 97 Figura 6.5. Porcentaje de supervivencia a lo largo del desarrollo, respecto a los huevos puestos
por Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped. ................................................... 99 Figura 7.1. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi
sometidos durante 30 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)]. ........................... 112
Figura 7.2. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 50 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 112
Figura 7.3. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 70 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 113
Figura 7.4. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 90 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 113
ÍNDICE
X
Figura 7.5. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 110 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 114
Figura 7.6. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 124
Figura 7.7. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 20 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 124
Figura 7.8. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 40 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 125
Figura 7.9. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 60 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 125
Figura 7.10. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 80 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 126
Figura 7.11. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 100 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 126
Figura 7.12. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 138
Figura 7.13. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 20 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 138
Figura 7.14. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 40 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 139
Figura 7.15. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 60 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 139
Figura 7.16. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 80 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 140
Figura 7.17. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 100 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)]. ................................................................................................................. 140
Figura 8.1. Año 2005. Evolución de la eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi en función de la fecha de colocación a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O). ........................... 152
Figura 8.2. Año 2007. Evolución de la eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi en función de la fecha de colocación a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O). ........................... 153
Figura 8.3. Año 2005. Porcentaje de eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi para cada fecha, a los 20 días de ser colocados a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O). ......... 154
Figura 8.4. Año 2007. Porcentaje de eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi para cada fecha, a los 20 días de ser colocados a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O). ......... 155
ÍNDICE
XI
Figura 8.5. Año 2005. Ajuste, en función de la temperatura, del tiempo de desarrollo y de la tasa de desarrollo de huevos de invierno de Panonychus ulmi, a partir de la salida de la diapausa. .................................................................................................................. 156
Figura 8.6. Año 2007. Ajuste, en función de la temperatura, del tiempo de desarrollo y de la tasa de desarrollo de huevos de invierno de Panonychus ulmi, a partir de la salida de la diapausa. .................................................................................................................. 156
RESUMEN
XIII
Resumen
Tetranychus urticae es un ácaro cosmopolita y polífago que causa problemas
en más de 150 cultivos de importancia económica, constituyéndose en su principal
plaga en muchas ocasiones. Por su parte, Panonychus ulmi también es una especie
ampliamente distribuida y polífaga que alcanza su mayor importancia como plaga de
frutales de hoja caduca y, en particular, en el cultivo del manzano.
Los ácaros plaga han incrementado notablemente su importancia, entre otros
motivos, por el uso indiscriminado y masivo de productos fitosanitarios orgánicos de
síntesis poco selectivos que han mermado de forma drástica las poblaciones de sus
enemigos naturales. Ello, unido a la facilidad que sus poblaciones tienen para adquirir
resistencias frente a productos fitosanitarios, ha hecho que, en la actualidad, ocupen
un primer plano en la problemática fitosanitaria general.
Considerando, además, la importancia de actuar dentro del Manejo Integrado
de Plagas (IPM), resulta de especial interés desarrollar investigaciones que tenga
como objetivo optimizar su puesta en práctica en el caso de las plagas de ácaros.
En el presente estudio, y respecto a T. urticae, se ha trabajado en dicho objetivo
en dos sentidos. Por un lado, se ha analizado con detalle el efecto que dos plaguicidas
biorracionales (el inhibidor de la síntesis de quitina, flufenoxurón, y el antagonista de
la ecdisona, azadiractina) tienen sobre la plaga y, por otro, se ha analizado la
compatibilidad de la utilización de cada uno de ellos con el hongo entomopatógeno
Beauveria bassiana.
El flufenoxurón mostró una importante eficacia acaricida sobre huevos,
protoninfas, deutoninfas y adultos de T. urticae, eficacia que resultó ser especialmente
importante en el caso de las protoninfas. Por su parte, la azadiractina también mostró
un efecto interesante sobre los mismos estados y estadios de desarrollo del ácaro
(más importante sobre protoninfas y deutoninfas), aunque menor que el del
flufenoxurón. El efecto de los acaricidas aplicados sobre hembras adultas fue diferente
entre ellos. Así, mientras que el flufenoxurón no afectó ni a la longevidad ni a la
fecundidad y sí a la fertilidad y a la supervivencia de su progenie, la azadiractina tuvo
un comportamiento opuesto, afectando solo a la longevidad y a la fecundidad. Muy
interesante resulta conocer el efecto que los productos fitosanitarios ejercen sobre los
RESUMEN
XIV
parámetros de la tabla de vida de poblaciones de las plagas en unas condiciones
físicas concretas. En el presente trabajo, se determinó que, en las condiciones
ensayadas, el flufenoxurón redujo de forma significativa la tasa intrínseca de
crecimiento (rm) de T. urticae a la concentración de 2 mg/l, de modo que, a dicha
concentración, la población del ácaro tendió a aumentar pero de forma
extremadamente lenta (con un tiempo de duplicación de más de 2.200 días). De forma
similar, la azadiractina provocó un descenso drástico en la rm del ácaro cuando se
aplicó sobre hembras jóvenes a la concentración de 80 mg/l. De hecho, el valor de
dicha tasa intrínseca de crecimiento pasó a ser negativa, indicando que la población
así tratada tendía a desaparecer (reduciéndose a la mitad cada 21 días).
Generar conocimientos que contribuyan a compatibilizar el uso conjunto de la
lucha química y la lucha microbiológica tiene una importancia obvia en el contexto del
IPM. Así, en el presente trabajo, se demostró que el flufenoxurón no afectó al
crecimiento del micelio de B. bassiana. Además, resultó que la aplicación conjunta
sobre T. urticae del compuesto químico y del hongo entomopatógeno tuvo un efecto
sinergista. Por su parte, aunque la presencia de azadiractina en el medio de cultivo sí
redujo el crecimiento de micelio del hongo, cuando se aplicaron conjuntamente sobre
el ácaro, también se observó un efecto sinergista, aunque menos acusado que en el
caso del flufenoxuron.
En lo que se refiere a P. ulmi, las investigaciones se centraron en la mejora de
su cría y en la posibilidad de disponer de individuos en laboratorio, como base para
facilitar las investigaciones sobre el ácaro. También se enfocó el interés en la
determinación de la salida de la diapausa por parte de los huevos hibernantes y en la
modelización del desarrollo embrionario postdiapausa, para poder predecir la fecha
de eclosión en campo, todo ello, para ser utilizado como herramienta en la toma de
decisiones dentro del manejo de la plaga.
En concreto, se evaluó la calidad como huéspedes, de 12 especies leñosas. Se
observó que el huésped utilizado influyó de modo importante en diferentes parámetros
biológicos de las hembras adultas de P. ulmi y sobre los parámetros de la tabla de
vida. Así, se observaron diferencias importantes entre huéspedes, en lo que respecta
a la longevidad y fecundidad de las hembras (la fertilidad, por el contrario, no se vio
afectada). El huésped también influyó en la duración total del desarrollo de los estados
y estadios inmaduros del ácaro y en la supervivencia total acumulada de los mismos.
RESUMEN
XV
Por último, los valores de los parámetros de la tabla de vida de las poblaciones
ensayadas de P. ulmi y, concretamente de la rm, también se vieron afectados, de modo
que el mayor valor se obtuvo sobre manzano, mientras que disminuyó de forma muy
importante en los casos del rosal, cerezo y chaenomeles (con valores positivos
próximos a cero), llegando a ser negativa en el del peral, sobre cuyo huésped, y en
las condiciones ensayadas, la población tiende a desaparecer a lo largo del tiempo.
De cara a facilitar la disponibilidad de individuos de P. ulmi en laboratorio, a
partir de huevos hibernantes en campo, se observó que, cuando la recogida es más
tardía, ni el valor de la temperatura ni el tiempo durante el que se sometan a ella los
huevos tras su recogida, van a influir en el porcentaje de eclosión, mientras que sí
influyen cuando la recogida es más temprana. En este caso, el factor “número de días
a los que someten los huevos a bajas temperaturas” es el que afecta de modo más
determinante en los porcentajes de eclosión finalmente alcanzados. Cuanto más se
prolonga el tiempo en frío, mayor es el porcentaje de eclosión (llegando al 60 % para
100 días, frente al 10 %, para 10). Además, este factor, en el caso de huevos
recogidos en fecha temprana, es el único de los ensayados que afecta también al
tiempo necesario para la eclosión del 50% de los huevos (T50%), de modo que su valor
disminuye a medida que aumenta el número de días en frío. Así, la T50% alcanza un
valor de unos 15 días cuando los huevos estaban 100 días en frío y de unos 40-50,
cuando estaban 10.
Finalmente, para los huevos hibernantes de P. ulmi en campo, se estimó la
fecha a la que sucedía el inicio de la postdiapausa (18 y 20 de febrero para los años
2005 y 2007, respectivamente). También se obtuvieron valores para el Umbral mínimo
de Desarrollo (UmD) y para el sumatorio teórico de los Grados-Día (DD) en los mismos
años (5,47 ºC y 6,13 ºC, respectivamente, para UmD y 55,3 y 276,4, respectivamente,
para DD). Estos datos, a falta de ser validados en condiciones de campo, se pueden
convertir en una valiosa herramienta para la toma de decisiones en el manejo
integrado del ácaro.
SUMMARY
XVII
Summary
Tetranychus urticae is a cosmopolitan and polyphagous spider mite pest that
causes problems in more than 150 economically important crops. This species is a key
pest in many of these hosts. On the other hand, Panonychus ulmi is also a widespread
and polyphagous species important as pest of fruit trees and, specially, of the apple
tree.
The importance of spider mites as pests species have recently increased. The
massive use of no selective pesticides has been one of the reasons, because these
compounds have dramatically reduced the populations of its natural enemies. This
fact, combined with the development of resistances against many acaricides, is the
reason why the spider mites are currently one of the most important phytosanitary
problems.
Taking into account the importance to implement Integrated Pest Management
(IPM) programs, developing researches to optimize its implementation in the case of
spider mite pest has a special interest.
In regard with T. urticae, the effect of two biorational pesticides (the inhibitor of
chitin synthesis, flufenoxuron, and the ecdysone antagonist, azadirachtin) has been
deeply analysed in this work. On the other hand, the compatibility of both compounds
and the entomopathogenic fungus Beauveria bassiana has also been researched.
Flufenoxuron showed an important acaricidal effect on eggs, protonymphs,
deutonymphs and adults of T. urticae, being especially effective on protonymphs.
Meanwhile, azadirachtin also showed an interesting effect on the same spider mite
developmental stages (more important on protonymphs and deutonymphs), although
lower than in the case of flufenoxuron. When both acaricides were applied on adult
females of the pest, the effect was different; flufenoxuron did not affect to the longevity
and fecundity, but it has a negative effect on fertility and on the percentage of the
progeny survival; on the contrary, azadirachtin only affected the female longevity and
fecundity. To know the effect that the pesticides have on the life table parameters of
the pest populations, at specific physical conditions, is very interesting in IPM
programs. The current work shows that, under the bioassay conditions, flufenoxuron
significantly reduced the intrinsic rate of increase (rm) of T. urticae at 2 mg/l. Therefore,
SUMMARY
XVIII
at this concentration, mite population increases extremely slowly, with a doubling time
(DT) of more than 2,200 days. Similarly, azadirachtin caused a dramatic reduction of
the rm when applied at the concentration of 80 mg/l. In fact, the value of the rm was
negative, indicating that the treated population tended to disappear (halving every 21
days).
Researches about the joint use of pesticides and natural enemies have an
obvious relevance in IPM programs. In this study, it was shown that flufenoxuron did
not affect the mycelial growth of B. bassiana and, when used with the
entomopathogenic fungus on T. urticae larvae, a synergistic effect was observed.
Meanwhile, although azadirachtin did reduce the growth of the mycelium of the fungus,
when applied together on the mite, a synergistic effect was also observed, although
less pronounced than in the case of flufenoxuron.
In regard with P. ulmi, the researches were, first, focused on improving their
laboratory mass rearing. Secondly, the possibility to obtain individuals from the field
was analysed. Finally, the determination of the end of diapause and the modellization
of the embryonic development, to predict the hatching date of the P. ulmi eggs in the
field, was also researched.
The fitness of 12 plant species as P. ulmi hosts was evaluated. The host used
to feed the spider mite significantly influenced on biological and life table parameters
of the females. So, important differences between hosts were observed with respect
to female longevity and fecundity, (fertility, however, was not affected). Hosts also
influenced the developmental time and survival of the immature stages of the mite. The
higher value of rm was obtained on apple tree, while a dramatically decreasing was
observed in rose, cherry and chaenomeles (with positive values close to zero),
becoming negative in the case of pear tree. On this host, and under the conditions of
the bioassay, the spider mite population tends to disappear over time.
Researches to improve the establishment of laboratory colonies of P. ulmi from
field overwintering eggs were developed. The factors “temperature” and “period
keeping cold” applied in laboratory to collected eggs did not affect the percentage of
hatching when the collection was late. On the contrary, when the collection is earlier,
both factors had influence on this parameter. The “period keeping cold” is the factor
that affects more significantly on the percentage of hatching finally achieved. This
percentage is higher as the number of cold days increases (reaching 60% for 100 days,
SUMMARY
XIX
compared to 10% for 10). Moreover, this factor (in the case of eggs collected at early
date) is the only one that affects to the required time to get the 50% of egg hatching
(T50%). In fact, the T50% value decreases as the number of days in cold increases (T50%
reaches a value of about 15 days when the eggs were in cold 100 days and about 40-
50, when they were in cold 10 days).
Finally, the date to which the beginning of the postdiapausa of field
overwintering P. ulmi eggs happened was estimated (18 and 20 February in 2005 and
2007, respectively). The Lower Developmental Thresholds (LDT) and the Degree Days
values (DD) in the same years (5.47 ° C and 6.13 ° C, respectively, for LDT and 55.3
and 276.4, respectively, for DD) were also obtained. These data could become in a
valuable tool for decision making in the integrated management of the spider mite.
1 INTRODUCCIÓN
1
1 Introducción
1.1 Agricultura sostenible. Producción integrada y manejo
integrado de plagas: hacia un nuevo modelo de agricultura
El término Desarrollo Sostenible aparece por primera vez mecionado en una
publicación en 1987, dentro del informe anual de la Comisión Mundial sobre Medio
Ambiente y Desarrollo titulado “Nuestro Futuro Común”, también conocido como
informe Brundthland. Se define como aquel “desarrollo que satisface las necesidades
actuales sin comprometer la capacidad de las futuras generaciones para satisfacer las
suyas” (Naciones Unidas, 1987). Este concepto queda reforzado, posteriormente, en
la Cumbre de la Tierra de Río de Janeiro (Naciones Unidas, 1992).
Las modificaciones para conseguir la sostenibilidad en los sistemas de
producción agrícola se refieren al manejo del suelo y del agua, a la elección y
diversificación del material vegetal y al uso eficiente de “inputs”, entre los que se
encuentran los fertilizantes y los productos fitosanitarios, entre otros (Jiménez Díaz,
1998). Como indica Hambling (1995), la investigación de cara a una agricultura
sostenible requiere que los científicos salgan de su campo de especialización,
desarrollen objetivos comunes y métodos de comunicación, y consideren
interacciones amplias a nivel espacial y temporal.
Buscando esa sostenibilidad, aparece, entre otros, el concepto de Producción
Integrada, donde se incluyen todas aquellas técnicas relacionadas con el cultivo que
permiten obtener beneficios tanto económicos como, y sobre todo, ambientales
(May,1988; Malavota y Avilla, 2008). Un componente fundamental de la Producción
Integrada es el control de plagas. A partir de la intensificación de la producción
agrícola, y con la aparición de los productos fitosanitarios orgánicos de síntesis en los
años 40 del siglo pasado, la protección de cultivos se basó, casi exclusivamente, en
el control químico, pese a lo cual, se estima que las plagas son las causantes de la
destrucción de en torno al 18 % de las cosechas mundiales de los cultivos más
importantes (trigo, arroz, maíz, cebada, patatas, soja, remolacha azucarera y algodón)
(Oerke, 2006). Es interesante destacar que es en las zonas en las que hay mayor
consumo de fitosanitarios, donde la pérdida potencial de producción es mayor, como
Europa Occidental o Norteamérica (Oerke, 2004).
1 INTRODUCCIÓN
2
La falta de conocimiento sobre la toxicidad de los plaguicidas ha originado
problemas de contaminación del suelo y agua, de acumulación en la cadena
alimentaria y de efectos sobre las especies, tanto las que son objeto de su cometido
como las que no (Vives de Quadras, 1988). Además, como consecuencia de su uso
abusivo, se han generado problemas para controlar las plagas debido a la aparición
de resistencias, a la eliminación de la fauna auxiliar, a la aparición de nuevos
organismos nocivos y al aumento de la incidencia de plagas hasta entonces
secundarias.
Es a finales de los años 50 cuando, una vez identificados y conocidos esos
problemas, se plantean alternativas para el control de las plagas (Van den Bosch y
Stern, 1962). El concepto Manejo Integrado de Plagas (IPM) surgió a principios de los
70, y a lo largo de los años se han propuesto numerosas definiciones. Para Kogan
(1998) “el IPM es el sistema de apoyo para la toma de decisiones concernientes a la
selección y empleo de tácticas de control de plagas, individual o conjuntamente
coordinadas dentro de una estrategia de manejo, y basado en análisis
costes/beneficios que tienen en cuenta los intereses y posibles impactos sobre los
productores, la sociedad y el medio ambiente”.
Dentro de las herramientas de control que utiliza el IPM se incluyen métodos
legales, físicos, culturales, mecánicos, genéticos, biológicos y químicos. Su correcta
aplicación requiere, primero, del establecimiento de umbrales económicos y, después,
de adecuados métodos de monitorización de las plagas y de su entorno.
En lo que a la lucha química se refiere, el empleo de plaguicidas selectivos
resulta un elemento crítico de cara a su posible incorporación al IPM (Castle y Naranjo,
2009), entendiendo la selectividad de los plaguicidas como un aspecto básico, tanto
de modo global como a nivel particular, respecto a los enemigos naturales.
La sensibilidad de los organismos internacionales respecto a esta cuestión,
como la FAO, se plasma en las diversas informaciones y recomendaciones realizadas
desde su página web (FAO, 2013).
Respecto a la regulación legislativa comunitaria, varios países emitieron sus
propias normativas relacionadas, en mayor o menor medida, con la Producción
Integrada (Malavota y Avilla, 2008). Estas normativas han debido adaptarse,
posteriormente, a la Directiva 2009/128 del Parlamento Europeo y del Consejo, en la
1 INTRODUCCIÓN
3
que se establece el marco de la actuación comunitaria para conseguir un uso
sostenible de los productos fitosanitarios (CE 2009a), y al Reglamento 1107/2009 del
Parlamento Europeo y del Consejo, que se refiere a la comercialización de dichos
productos (CE 2009b). Como respuesta a esta inquietud comunitaria, en España se
legislaron el Real Decreto 1311/2012, en el que se establece el marco de actuación
para conseguir un uso sostenible de los productos fitosanitarios, y el Real Decreto
1702/2011, de inspecciones periódicas de los equipos de aplicación de productos
fitosanitarios.
Con el objeto de que los estados miembros pudieran disponer de una
orientación sencilla respecto a la aplicación práctica de los principios generales en los
que se basa el IPM, la Comisión Europea desarrolló una guía en la que se identifican
como principios generales los ocho siguientes (CE 2009c):
1. Medidas para la prevención y/o supresión de organismos nocivos
2. Herramientas para la monitorización
3. Utilización de umbrales de referencia como base para la toma de
decisiones
4. Preferencia de métodos no químicos
5. Empleo de productos fitosanitarios selectivos y minimización de los
efectos secundarios
6. Reducción a los niveles necesarios
7. Aplicación de las estrategias anti-resistencia
8. Registro, seguimiento, documentación y verificación de éxito
Ese impulso por parte de las autoridades, se ha visto reflejado, así mismo, a
nivel particular, con un aumento progresivo de la superficie cultivada amparada bajo
la Producción Integrada, habiendo pasado de 185.974 ha, en 2002, a 832.991 ha, en
2014, en España (MAGRAMA, 2015a).
1 INTRODUCCIÓN
4
1.2 Los ácaros como plagas de los cultivos frutales
Los ácaros pueden afectar a los frutales de manera diversa. Pueden
constituirse como plaga principal provocando daños devastadores, pueden ocasionar
daños de poca intensidad, e incluso pueden ser beneficiosos por su carácter
depredador de otros ácaros o insectos perjudiciales.
Los géneros donde se encuentran los ácaros que más daños producen en los
cultivos frutales están incluidos, básicamente, dentro de las familias Eriophyidae y
Tetranychidae (dentro de ésta destacan los géneros Panonychus y Tetranychus);
mientras que aquellos que se describen como beneficiosos y están considerados
como fauna auxiliar (enemigos naturales) pertenecen, principalmente, a la familia
Phytoseiidae.
Sin tratar de realizar un listado exhaustivo, en la Tabla 1.1 se indican los ácaros
que, de un modo u otro, están relacionados con los cultivos leñosos (Evans, 1992;
García Marí et al., 1994; Miñarro et al., 2005).
Tabla 1.1. Ácaros que afectan a los cultivos leñosos.
ORDEN FAMILIA ESPECIE OBSERVACIONES
AC
AR
IDID
A
(AS
TIG
MA
TA
)
Hemisarcoptidae
Hemisarcoptes coccophagus Meyer, 1962
Se alimenta de la cochinilla gris de cítricos y otros diaspídidos.
Hemisarcoptes malus Schimer, 1868
Depredador de diaspídidos en manzano, cítricos y palmera.
AC
TIN
EID
A
(PR
OS
TIG
MA
TA
)
Tetranychidae
Briobia rubrioculus (Scheuten, 1857)
Se ha encontrado en frutales, pero no se sabe muy bien el daño producido por esta especie u otras del mismo género.
Panonychus citri (McGregor, 1916)
Ácaro rojo de los cítricos. En España se detectó por primera vez en 1891. Puede encontrarse también en almendro y peral.
Panonychus ulmi (Koch, 1836)
Ácaro rojo de los frutales. Ataca a todos los frutales de hoja caduca.
Tetranychus urticae Koch, 1836
Araña roja común, araña amarilla. Cosmopolita y polífaga.
Tetranychus turkestani Ugarov & Nikolskii, 1937
Asociado a otros tetraníquidos, no se conoce bien su importancia.
Phytoptidae (Eriófido)
Phytoptus avellanae Nalepa, 1889
Badoc del avellano.
Eriophyidae (Eriófido)
Colomerus vitis (Pagenstecher, 1957)
Erinosis de la vid.
Calepitrimerus vitis (Nalepa, 1905)
Acariosis dela vid.
Epitrimerus pyri (Nalepa, 1905)
Ácaro blanco o ácaro del russeting del peral.
1 INTRODUCCIÓN
5
AC
TIN
EID
A
(PR
OS
TIG
MA
TA
)
Eriophyidae (Eriófido)
Eriophyes pyri Pagenstecher, 1857
Ácaro de las agallas del peral. Pocos daños. Ataca a manzano y peral.
Aculus schlechtendali (Nalepa, 1890)
Ácaro del russeting del manzano. Efecto antagonista de P. ulmi. Su presencia permite un mejor control por los fitoseidos.
Aculus fockeui (Nalepa &Trouessart, 1891)
Afecta a melocotonero, almendro, ciruelo y cerezo con distintos síntomas según la especie.
Acalitus phloeocoptes (Nalepa, 1890)
Daños ocasionales en ciruelo.
Aceria sheldoni (Ewing, 1937)
Ácaro de yemas o ácaro de las maravillas del limonero. A cítricos, preferentemente limonero.
Aceria oleae (Nalepa, 1900)
Olivo, poco importante.
Ditrymacus athiasella Keifer, 1960
En olivo, poco importante.
Aceria granati (Canestrini & Massalongo, 1894)
Ataca a granado.
Aceria ficus (Cotte, 1920) Afecta a la higuera, siendo además transmisor de virus.
Phyllocoptruta oleivora (Ashmead, 1879)
Afecta a cítricos, pero no se ha encontrado en España.
Tenuipalpidae
Brevipalpus californicus (Banks, 1904)
Afecta a cítricos.
Brevipalpus phoenicis (Geijskes, 1939)
Produjo grandes daños en cítricos en los 40, pero sus poblaciones han disminuido y ya no es importante.
Brevipalpus obovatus Donnadieu, 1875
En España frecuente en manzano, se puede encontrar en otros países en cítricos.
Brevipalpus lewisi (McGregor, 1949)
Se ha observado en cítricos, granado y viñedo.
Cenopalpus pulcher (Canestrini & Fanzago, 1876)
Se ha observado en manzano aunque sin daños estimables.
Tarsonemidae Polyphagotarsonemus latus (Banks, 1904)
Araña blanca de los invernaderos. Se ha encontrado también en cítricos.
GA
MA
SID
A
(ME
SO
ST
IGM
AT
A)
Phytoseiidae
Euseius stipulatus Athias-Henriot. 1960
Depredador de P. citri y tarsoménidos.
Typhlodromus phialatus Athias-Henriot. 1960
Depredador de tetraníquidos y pequeños insectos.
Metaseiulus occidentalis (Nesbitt, 1951)
Depredador de tetraníquidos, especialmente de T. urticae.
Typhlodromus pyri Scheuten, 1857
Depredador empleado con éxito frente a P. ulmi en frutales y viñedo.
Amblyseius californicus (McGregor, 1954)
Fitoseido básicamente de T. urticae.
Amblyseius andersoni (Chant, 1957)
Depredador de tetraníquidos, sobre todo de P. ulmi, y de eriófidos.
Amblyseius herbicolus (Chant, 1959)
Depredador predominante en castaño.
Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, 1957
Depredador de T. urticae que es desplazado frecuentemente por A. californicus.
Kampimodromus aberrans (Oudemans, 1930)
Predominante en avellano.
Galendromus occidentalis (Nesbitt, 1951)
Usado en el control de araña roja del género Tetranychus
1 INTRODUCCIÓN
6
Antes de la segunda guerra mundial, los ácaros tetraníquidos eran
considerados como una plaga secundaria, manteniéndose relativamente bien
controlados en ambientes no tratados (Huffaker et al., 1969). A partir de ese momento,
los daños han aumentado progresivamente, pasando a ser un problema fundamental
de la agricultura y fruticultura de prácticamente todo el mundo. El uso incorrecto de
productos fitosanitarios, como el empleo de insecticidas poco selectivos que eliminan
a los enemigos naturales, así como de otros que provocan fenómenos de trofobiosis
y de hormoligosis, y su facilidad para la adquisición de resistencias, han provocado
desequilibrios ecológicos que han dado lugar a ese aumento en sus poblaciones
(García Marí et al., 1983; García Marí et al., 1989; Miñarro et al., 2002; Huffaker et al.,
1969; Prischmann, 2005).
En condiciones naturales, la dinámica poblacional de insectos y ácaros puede
variar intensamente al verse afectados por factores ambientales, como la temperatura
y la humedad, por la propia competencia por el alimento y por factores de tipo biótico,
tales como el parasitismo y la depredación (Sabelis, 1991; Huffaker et al., 1999). En
los sistemas agrarios, dicha dinámica se ve modificada, además, por las variaciones
en las técnicas de cultivo empleadas y, en gran medida, por el uso de plaguicidas
(Ferragut y Santonja, 1989). Se han estudiado diversos factores culturales que
influyen en el equilibrio presa-depredador, como la influencia de la cubierta vegetal y
sus características (Danne et al., 2010) o la presencia de polvo en las hojas presente
en parcelas próximas a caminos (Demirel y Çabuk, 2008). Sin embargo, es el uso de
plaguicidas poco selectivos o usados de manera poco adecuada el factor que más
influye en dicho desequilibrio, ya que, debido a sus características intrínsecas, los
enemigos naturales son eliminados, en general, más fácilmente que las plagas
(Aguado et al., 2008).
En situaciones particulares, los depredadores han bastado para controlar las
poblaciones de tetraníquidos, manteniéndolas a niveles no dañinos (Kim, 2001; Naher
et al., 2005), tal como se ha comprobado para T. urticae (Greco et al., 2005; Oliveira
et al., 2007) y para P. ulmi (García Marí et al., 1991; Costa Comelles et al., 1994;
Hardman et al., 2003). En todo caso, han permitido reducir la aplicación de productos
fitosanitarios, minimizando, además, los residuos en las cosechas (Lucas Espadas y
Hermosilla Cerón, 2007) siempre que ha sido posible mantener la población a niveles
1 INTRODUCCIÓN
7
tolerables, evitando el empleo de compuestos con posibles efectos secundarios sobre
ellos (Schicha, 1975).
En este sentido, aunque la mayoría de las referencias a enemigos naturales
están relacionadas con artrópodos, existen otros grupos de organismos, como los
hongos entomopatógenos, que también ven reducida su supervivencia por el uso
indiscriminado de pesticidas, tal como recogen algunos estudios (Klingen y Westrum,
2007).
Así pues, el factor que más influye en los desequilibrios enemigo natural-plaga
es el uso indiscriminado de plaguicidas. Por ello, desde hace décadas se viene
estudiando el efecto que cada formulado o grupo de formulados ejerce sobre los
enemigos naturales, entre ellos, los fitoseidos (García Marí et al., 1983; Grafton-
Cardwell y Hoy, 1983; Villaronga y García Marí, 1988; Kim y Seo, 2001; Kim y Yoo,
2002; Hosseini et al., 2005; Bostanian y Akalach, 2006; Holt et al., 2006; Sáenz de
Cabezón y Zalom, 2006; Barbar et al., 2007; Ochiai et al., 2007; Sáenz de Cabezón
et al., 2007; Bostanian et al., 2009).
Además de la drástica reducción de los enemigos naturales presentes en los
agroecosistemas, sobre todo depredadores y parasitoides, el otro factor que se cita
como responsable del aumento de la población de tetraníquidos es la aparición de
resistencias.
La resistencia a plaguicidas se ha desarrollado para la mayoría de sus grupos
y se conocen más de 500 especies de insectos y ácaros que son resistentes a una o
más moléculas (Elzen y Hardee, 2003). El desarrollo de resistencia a acaricidas por
parte de T. urticae está ampliamente documentado a nivel mundial, donde los casos
citados superan los 200, incluyendo acaricidas de reciente aparición, como la
abamectina (Flores et al., 2007). Entre las materias activas citadas a las que T. urticae
ha mostrado resistencia se encuentran: fenazaquín y tebufenpirad (Gorman et al.,
2001); piridabén, fenpiroximato, hexitiazox y clofentezín (Nauen et al., 2001);
clorfenapir (Van Leeuwen et al., 2006); dicofol y fenbutaestán (García Marí, 2005);
sistox (2,4,5-T) y paratión (Sukhoruchenko y Dolzhenko, 2008); y tetradifón (García
Marí et al., 1988).
Por su parte, en P. ulmi se han observado resistencias a, dicofol (Pree y
Wagner, 1987; Sukhoruchenko y Dolzhenko, 2008); fenazaquín y tebufenpirad (Auger
1 INTRODUCCIÓN
8
et al., 2003); tetradifón (Asquith,1964); propargita (Chapman y Penman, 1984);
cihexatín (Pree y Wagner, 1987; Pree et al., 2002); clofentezín (Thwaite, 1991; Pree
et al., 2002); hexitiazox (Nauen et al., 2001; Pree et al., 2002); fenbutaestán (Pree et
al., 2002); y resistencia parcial a piridabén y fenpiroximato (Nauen et al., 2001).
Cuando un producto pierde efectividad como consecuencia de la aparición de
resistencia, el problema puede agravarse por el hecho de que distintos grupos
químicos pueden tener el mismo modo de acción o similares patrones de degradación
metabólica, como ocurre con la inhibición de la colisteranasa COP y los carbamatos
insecticidas, dándose el fenómeno de resistencia cruzada (Jutsum et al., 1998). Por
ejemplo, Gorman et al. (2001) indican que se produce resistencia cruzada de
teflubenzurón y buprofezín (ambos inhibidores de la síntesis de quitina) en caso de la
mosca blanca Trialeurodes vaporariorum (Westwood, 1856) (Hemiptera: Aleyrodidae).
Por otra parte, Pree et al., en 2002, demostraron la existencia de resistencia cruzada
de P. ulmi entre clofentezín y hexitiazox, y posteriormente se encontró resistencia
cruzada de estos compuestos con etoxazol (Pree et al., 2005).
En algunas circunstancias, donde el aumento de población de ácaros no se
puede atribuir a la eliminación de enemigos naturales, se han buscado otras
explicaciones, como las ya comentadas trofobiosis y hormoligosis, tal como
encuentran Costa Comelles et al. (1988) cuando se aplica butocarboxím y
cipermetrina sobre P. citri. Por otra parte, tras realizar tratamientos con diversos
plaguicidas, Costa Comelles y García Marí (2001) observaron un aumento de la
población de P. ulmi, presumiblemente por disminución de la población del fitoseido
A. andersoni, aunque algunos datos indicaban la posible existencia de estímulos
directos provocados por algunos productos en relación con este aumento. Respecto
a T. urticae, James y Price (2002) indican que el imidacloprid aumenta la fecundidad
de las hembras, mientras que Marcic (2003) demuestra la existencia de hormoligosis
cuando se tratan huevos jóvenes con clofentezín.
1 INTRODUCCIÓN
9
1.3 Tetranychus urticae Koch
T. urticae es una especie cosmopolita que se encuentra en toda Europa (Figura
1.1) y en la mayor parte del resto de continentes, pudiéndose encontrar citas de su
presencia en más de 100 países (Bolland et al., 1998). Es muy polífaga, por lo que
causa problemas en más de 150 cultivos de importancia económica para el hombre,
constituyendo la principal plaga en muchas ocasiones (Van de Vrie et al., 1972; Flores
et al., 2007). Entre las posibles plantas huésped se encuentran unas 1.200 especies
pertenecientes a 70 géneros (Zhang, 2003), afectando a cultivos de todo tipo:
hortícolas, herbáceos extensivos, frutales y ornamentales (García Marí et al., 1994;
Migeon y Dorkeld, 2015).
En estudios destinados a catalogar las poblaciones del género Tetranychus, se
ha observado que tanto T. urticae como con T. turkestani están presentes en España
en la mayoría de los cultivos y zonas geográficas (Ferragut y Santonja, 1989).
Figura 1.1. Distribución europea de Tetranychus urticae (Bolland, 2013).
1 INTRODUCCIÓN
10
1.3.1 Sistemática
Según la última actualización de la base de datos Fauna Europaea (Bolland,
2013), T. urticae se puede situar sistemáticamente de la siguiente manera:
Regnum: Animalia
Subregnum: Eumetazoa
Phyllum: Arthropoda
Subphyllum: Chelicerata
Clase: Arachnida
Subclase: Micrura
Infraclase: Acari
Superorden: Actinotrichida
Orden: Prostigmata
Suborden: Eleutherengona
Superfamilia: Tetranychoidea
Familia: Tetranychidae
Subfamilia: Tetranychinae
Tribu: Tetranychini
Género: Tetranychus Dufour, 1832
Especie: T. urticae Koch, 1836
Como consecuencia de su amplia distribución geográfica y de su polifagia el
color de las hembras varía mucho. Por ello, los taxónomos han dado nombres
diferentes a esta especie, existiendo más de 50 sinonimias (Bolland et al., 1998),
siendo las más frecuentes T. bimaculatus Harvey, T. cinnabarinus Boisduval, T.
telarius L., T. altheae von Hanstein y T. urticae (Koch).
Del mismo modo, en España se conoce con distintas denominaciones comunes
según la zona y/o cultivo, como araña roja común o araña amarilla (García Marí et al.,
1994).
1.3.2 Descripción morfológica
La hembra adulta mide en torno a 0,5 mm; de color variable, dependiendo del
clima, alimentación y edad del individuo (pueden ser amarillentas, verdosas, rojas e
1 INTRODUCCIÓN
11
incluso marrones), con dos manchas oscuras características situadas en las zonas
laterales del dorso. El color de las hembras de invierno es más oscuro (Zhang, 2003;
Evans, 1992; García Marí et al., 1994).
El tamaño de los machos es menor que el de las hembras, con el cuerpo
fusiforme y patas más largas en relación al tamaño del cuerpo; su color y el de los
estados inmaduros es similar al de las hembras adultas pero de tonalidad más clara.
Tanto los adultos como los estadios ninfales tienen cuatro pares de patas,
mientras que las lavas tienen tres. Los huevos son esféricos, lisos y de color
blanquecino, ámbar o anaranjado, oscureciéndose a medida que avanzan en su
desarrollo (García Marí et al., 1994), y apareciendo dos puntos rojos dentro del corión,
que corresponden con los ojos de la futura larva (Zhang, 2003).
1.3.3 Biología y ecología
El número de generaciones anuales varía de 6 a 8 dependiendo,
fundamentalmente, de la temperatura, ya que al ser organismos poiquilotermos este
factor juega un papel esencial en la duración de su ciclo vital (Crooker, 1985;
Brandenburg y Kennedy, 1987). Así, la temperatura influye en la duración de la
incubación, que oscila de 2,5 días, a 34 ºC, hasta 20 días, a 14 ºC; o en la del
desarrollo postembrionario, que varía desde 4 días, a 30 ºC, hasta 22 días, a 14 ºC
(Bonnemaison, 1975; Zhang, 2003).
Las hembras adultas entran en diapausa durante la estación invernal,
protegiéndose bajo la corteza de los árboles frutales, las plantas bajas y, sobre todo,
en el suelo. Los factores que inducen dicha diapausa son el acortamiento de los días,
la disminución del alimento y la baja temperatura, terminando tras un periodo de frío
fijado (Brandenburg y Kennedy, 1987; Zhang, 2003). No obstante, en invernaderos o
zonas donde los inviernos son suaves, el ácaro suele permanecer activo durante todo
el año (Evans, 1992).
La puesta empieza tras la salida de la diapausa, en la segunda quincena del
mes de marzo, sobre una gran variedad de plantas, quedando depositados los huevos
sobre el follaje, preferentemente por el envés, con una fecundidad que puede superar
los 100 huevos/hembra. Tras la eclosión, el desarrollo de los ácaros pasa por las
1 INTRODUCCIÓN
12
siguientes etapas: larva, protocrisálida, protoninfa, deutocrisálida, deutoninfa,
teliocrisálida y adulto, siendo protocrisálida, deutocrisálida y teliocrisálida fases
quiescentes, inactivas.
T. urticae es una especie partenogenética arrenotoca; la producción de
hembras es superior a la de machos, con una ratio sexual aproximada de 3 hembras
por cada macho (Zhang, 2003).
Los estados activos tejen telas de seda en la cara inferior de las hojas. Las telas
tienen como finalidad crear un microclima adecuado para el desarrollo del ácaro,
donde la temperatura permanece más o menos constante y la humedad elevada,
ejerciendo una labor protectora frente a la lluvia, el viento y algunos depredadores, y
proporcionando cierta protección ante los tratamientos acaricidas. Además tienen un
papel importante en la conducta reproductora del ácaro e intervienen en su dispersión
(Gerson, 1985).
En cuanto a los métodos de dispersión, necesarios para colonizar nuevas
plantas, emplea dos mecanismos diferentes: dispersión pasiva (dejándose llevar por
el aire) y dispersión activa (caminando) (Brandenburg y Kennedy, 1987). La primera
es importante tanto en la colonización de nuevas plantas como en la dispersión a
todas las zonas de una planta huésped, e implica la adopción de una postura típica
por parte de las hembras adultas, orientándose hacia la luz y en presencia de viento,
pudiendo desplazarse distancias relativamente cortas (100 m o menos) (Brandenburg
y Kennedy, 1982; Margolies y Kennedy, 1985; Miller et al., 1985).
Por el contrario, la dispersión activa es empleada para extenderse a lo largo de
toda la planta huésped o entre plantas que están en contacto (McEnroe y Dronka,
1971; Brandenburg y Kennedy, 1982; Margolies y Kennedy, 1985).
Un método de dispersión, también pasiva, que no debe ser olvidado es el que
tiene lugar junto con los propágulos de las plantas cultivadas (tubérculos, semillas,
plantones, etc.), cuyo responsable es el hombre.
T. urticae presenta una elevada tasa intrínseca de crecimiento (rm). Sobre esta
rm influyen varios parámetros reproductivos (período de preoviposición, fecundidad,
fertilidad, etc.). A su vez, estos parámetros se ven influidos por una serie de factores
intrínsecos y extrínsecos (Wrensch, 1985; Brandenburg y Kennedy, 1987). Entre los
factores intrínsecos se encuentra el ecotipo, el nivel de endogamia, la densidad de
1 INTRODUCCIÓN
13
población, la edad de la población y el estado de apareamiento de la hembra; mientras
que entre los extrínsecos se pueden citar la planta huésped y su situación nutricional
(contenido en nitrógeno y el ratio de nitrógeno con respecto al fósforo y el potasio), la
humedad relativa y la temperatura.
1.3.4 Síntomas y daños
Los estados activos del ácaro toman su alimento de las hojas, preferentemente
en el envés. Clavan los quelíceros en las células de la planta y succionan su contenido.
Se alimentan principalmente del mesófilo, lo que provoca una reducción significativa
de la resistencia estomática, de la fotosíntesis y de la tasa respiratoria, afectando
negativamente a la tasa de absorción energética de la planta (Sances et al., 1979a,
1979b, 1981, 1982a, 1982b; Tomczyk y Kropczynska, 1985).
En las hojas afectadas, varía el contenido en algunas sustancias. Así, los
elementos minerales básicos, como nitrógeno, fósforo y potasio, se reducen tras un
largo periodo de alimentación (Herbert y Butler, 1973; Golik, 1975). También, el nivel
de clorofila disminuye debido a los daños mecánicos producidos en los cloroplastos
durante la alimentación (Summers y Stocking, 1972; Sances et al., 1982b). Como
consecuencia de ello, se producen una disminución de la producción de frutos y
semillas, defoliaciones e incluso la muerte de la planta atacada (Huffaker et al., 1969,
Zhang, 2003).
En la zona de succión, se aprecia un punto decolorado que progresivamente
pasa a colores amarillentos o grisáceos, provocando en ocasiones abombamiento de
las hojas, como ocurre en clementino (García Marí et al., 1994).
1.3.5 Métodos de control
Hasta fechas recientes, el método habitual de control de la plaga se basa en el
uso de acaricidas de síntesis, lo que ha conllevado problemas importantes respecto
al medio ambiente y a la salud humana. Como se ha comentado en apartados
anteriores, en aras de evitar estos efectos secundarios, el Parlamento Europeo
aprobó, en enero 2009, nuevas normas sobre el uso y la comercialización de
productos fitosanitarios en Europa buscando el manejo sostenible de los mismos (CE,
1 INTRODUCCIÓN
14
2009b). La aplicación de esta normativa, y su precedente (CE, 1991a), ha conducido
a la disminución del número de materias activas disponibles para la defensa frente a
los ácaros.
Por otra, parte, ante el problema creciente de aparición de resistencias por el
uso reiterado de las mismas materias activas, el Comité de Acción para la Resistencia
a Insecticidas (IRAC) las ha agrupado atendiendo a su modo de acción, con el objeto
de orientar hacia un uso más racional de las mismas. En la Tabla 1.2 se recogen los
productos permitidos en España para la defensa de los cultivos frutales de pepita y
hueso frente a ácaros (MAGRAMA, 2015b) agrupados según su punto de acción
primario y el subgrupo químico al que pertenecen (IRAC, 2015).
Tabla 1.2. Acaricidas registrados en el Registro de Productos Fitosanitarios del MAGRAMA en frutales de pepita y hueso, clasificados por su modo de acción (MAGRAMA, 2015b, IRAC, 2015).
Punto de Acción Primario. Función fisiológica afectada
Subgrupo Químico Materia Activa
3. Moduladores del canal del sodio. Acción sobre el sistema nervioso y muscular
3A. Piretroides ACRINATRÍN
6. Activadores del canal del cloro. Acción sobre el sistema nervioso y muscular
Abamectinas ABAMECTINA Milbemicinas MILBEMECTINA
10. Inhibidores del crecimiento de ácaros. Regulación del crecimiento
10A. Clofentezín, Hexitiazox
CLOFENTEZÍN HEXITIAZOX
10B. Etoxazole ETOXAZOL
21. Inhibidores del transporte de electrones en el complejo mitocondrial I. Acción sobre la respiración
21A. Acaricidas METI FENPIROXIMATO
PIRIDABÉN TEBUFENPIRAD
un. Compuestos de modo de acción desconocido o incierto
AZADIRACTINA AZUFRE
* POLISULFURO DE CAL * Beauveria bassiana * ACEITE DE PARAFINA
* no citados en la clasificación de IRAC
En el ámbito del IPM, el control de las poblaciones plaga por su monitorización,
aplicando medidas de control sólo cuando sea necesario, minimizando y
seleccionando el empleo de acaridas, favoreciendo el uso del control biológico, y
valorando otras medidas alternativa (Zhang, 2003). Así por ejemplo, en trabajos
recientes con clementino, se ha establecido el umbral económico en 10 a 15 ácaros/m2
de hoja sintomática (Pascual Ruiz et al., 2014).
Desde los años 60, se comercializa el fitoseido P. persimilis por su capacidad
depredadora sobre T. urticae. Sin embargo, las experiencias realizadas en España
han dado resultados variables y poco satisfactorios, debido, probablemente, a su
1 INTRODUCCIÓN
15
escasa tolerancia a temperaturas de 30-35 ºC. En cambio, A. californicus es capaz de
controlar ataques de la plaga, desplazando, en ocasiones, a P. persimilis (García Marí
et al., 1994).
El empleo de fitoseidos en invernadero está muy extendido a nivel mundial,
usándose habitualmente P. persimilis, P. micropilis, A. californicus, N. fallacis, N.
longispinosus y G. occidentalis. También han mostrado efectividad especies
diferentes de insectos depredadores, como Feltiella acarisuga (Vallot, 1827) (Diptera:
Cecidomyiidae), Stethorus pusillus (Herbst, 1797) (Coleoptera: Coccinellidae),
Macrolophus pygmaeus (Rambur, 1839) (Hemiptera: Miridae), Tapinoma
melanocephalum (Fabricius, 1793) (Hymenoptera: Formicidae), Scolothrips
sexmaculatus (Pergande, 1890) (Thysanoptera: Thripidae), y algunos hongos
entomopatógenos del género Entomophthora (Entomophthorales:
Entomophthoraceae), como E. thaxteriana (I.M.Hall & J.Bell, 1963) y E. adjarica
(Tsints. & Vartap, 1976) (Zhang, 2003), o el comercializado en España, Beauveria
bassiana (Bals.-Criv.) Vuill., 1912 (Hypocreales: Cordycipitaceae) (MAGRAMA,
2015b).
1 INTRODUCCIÓN
16
1.4 Panonychus ulmi Koch
P. ulmi es una especie de origen europeo, estando en la actualidad presente
en la mayor parte de Europa (Figura 1.2) y en todos los continentes, habiendo sido
citada su presencia en más de 50 países (Bolland et al., 1998). Es polífaga y se ha
localizado en 138 especies, entre las que se encuentran frutales de pepita y de hueso,
vid, nogal, arbustos frutales y árboles y arbustos forestales, siendo la familia Rosaceae
la que incluye el mayor número de especies atacadas por el ácaro (Migeon y Dorkeld,
2015). Es considerado como el ácaro-plaga más importante en los frutales de hoja
caduca (García Marí et al., 1994; García de Otazo, 1992) y, en particular, en el cultivo
de manzano, tiene importancia a nivel mundial (Costa Comelles et al., 1994).
Figura 1.2. Distribución europea de Panonychus ulmi (Bolland, 2013).
1 INTRODUCCIÓN
17
1.4.1 Sistemática
Según la última actualización de la base de datos Fauna Europaea (Bolland,
2013), P. ulmi se puede situar sistemáticamente de la siguiente manera:
Regnum: Animalia
Subregnum: Eumetazoa
Phyllum: Arthropoda
Subphyllum: Chelicerata
Clase: Arachnida
Subclase: Micrura
Infraclase: Acari
Superorden: Actinotrichida
Orden: Prostigmata
Suborden: Eleutherengona
Superfamilia: Tetranychoidea
Familia: Tetranychidae
Subfamilia: Tetranychinae
Tribu: Tetranychini
Género: Panonychus Yokoyama, 1929
Especie: P. ulmi (Koch, 1836)
De entre las numerosas sinonimías que se han empleado para denominar a la
especie, casi 20 (Bolland et al., 1998), la más utilizada ha sido Metatetranychus ulmi
Koch.
Las denominaciones con las que se conoce vulgarmente varían según la zona
considerada y el cultivo afectado: araña roja, araña roja de los frutales y vid, ácaro rojo
de los frutales.
1.4.2 Descripción morfológica
Las hembras tienen una longitud de 0,6 a 0,8 mm y una anchura de 0,25 mm.
Son de color rojo oscuro, si bien la tonalidad puede variar según la vegetación sobre
la que se haya alimentado. Presentan dos hileras de pelos blanquecinos
característicos en la zona dorsal.
1 INTRODUCCIÓN
18
Los machos son de menor tamaño que las hembras, tienen el cuerpo piriforme,
con el abdomen afilado y las patas más largas respecto al tamaño corporal. Son de
color amarillo rosado o rojo pálido y, al igual que las hembras, presentan dos hileras
de pelos dorsales. Las ninfas y los adultos tienen cuatro pares de patas, mientras que
las larvas tienen tres.
Respecto al aspecto de los huevos, son estriados, con forma de cebolla y de
0,1 a 0,15 mm de diámetro, pero hay cierto dimorfismo entre los de invierno o
diapausantes y los de verano. Así, los huevos de invierno son de color rojo oscuro y
poseen un pelo blanco en la zona superior, mientras que los de verano son
ligeramente más pequeños, no tienen pelo y recién puestos son blancos, para virar
posteriormente al amarillo y, finalmente, a un tono rojizo cuando están próximos a la
eclosión, si bien el color final varía con la alimentación de la hembra, pudiendo ser
marrones, rojos, anaranjados, etc. (García de Otazo, 1992).
1.4.3 Biología y ecología
La duración del desarrollo de una generación varía mucho en función de la
temperatura (son organismos poiquilotermos) y de la humedad, pudiendo oscilar entre
9 y 30 días. Las condiciones de desarrollo más adecuadas se encuentran entre 23 a
35 ºC de temperatura y 50 a 70% de humedad relativa. Como consecuencia, el
número de generaciones anuales varía con la localización. Así, en Virginia (EE.UU.)
es de 9 a 10, de 3 a 5 en los Países Bajos hasta (Van de Vrie, 1985) y de 7 a 11 en
España (Salazar, 1995).
Hiberna en forma de huevo (huevo de invierno). A mediados de agosto, bajo la
influencia del fotoperiodo y de la temperatura y, en menor medida, de la disponibilidad
de alimentos, las hembras comienzan la puesta de los huevos de invierno, puesta que
puede prolongarse hasta primeros de octubre e incluso noviembre, dependiendo de
las condiciones ambientales (Van de Vrie, 1985). Los periodos diarios de iluminación
de 6 a 13 horas y una temperatura media en torno a 15 ºC, son las condiciones
ambientales que estimulan la aparición de las hembras que realizan la puesta de
huevos de invierno (Lees, 1953).
El comportamiento de puesta de las hembras varía según el tipo de huevo que
vayan a poner. Así, las hembras cuya puesta es estival, a menudo ponen todos sus
1 INTRODUCCIÓN
19
huevos en una hoja, mientras que aquellas que producen los huevos de invierno se
alejan de las hojas sobre las que se alimentan para realizar la puesta en la corteza de
las ramas. Puesto que el carácter de los huevos viene determinado por la hembra, se
puede hacer distinción entre hembras de verano y hembras de invierno (Lees, 1953;
Evans, 1992).
La puesta de huevos de invierno se localiza, principalmente, en madera de dos
y más años, alrededor de yemas florales y en las zonas que presentan rugosidades,
como la zona de inserción de las ramas o pequeñas grietas, con mayor frecuencia en
la cara orientada al sur.
Tras la puesta de huevos de invierno, el embrión se desarrolla hasta el estado
de blastodermo, momento en que entra en diapausa. Para superar la diapausa se
necesitan temperaturas de 1 a 9 ºC durante periodos variables en función de la
temperatura (Lees, 1953; García Marí et al., 1991; Evans, 1992). La necesidad de frío
varía entre las diferentes localidades como resultado de la adaptación de los
diferentes biotipos a las condiciones climáticas (Cranham, 1973).
Tras superar la diapausa durante el periodo invernal, se produce la
postdiapausa, durante la cual el embrión completará su desarrollo hasta el estado
larvario, concluyendo el proceso con la eclosión primaveral, momento que también
está condicionado por la temperatura. Así, en condiciones controladas de 25 ºC, la
postdiapausa concluye en 9 días, situándose el umbral de desarrollo en 7 ºC (Lees,
1953). Esa eclosión dará lugar a las larvas de primera generación que se alimentarán
de las hojas jóvenes.
Desde la eclosión hasta el estado adulto se suceden un estado y dos estadios
de desarrollo móviles, el primero larval y los segundos ninfales (protoninfa y
deutoninfa), separados por formas inactivas (protocrisálida, deutocrisálida y
teliocrisálida respectivamente).
Una vez alcanzado el estado adulto y tras la fecundación de las hembras, se
produce la puesta estival, a partir de la cual se irán desarrollando las sucesivas
generaciones. Estas puestas, como se ha indicado, se realizan principalmente en el
envés de las hojas, y en torno a los nervios.
El porcentaje de hembras respecto al total de huevos eclosionados se sitúa en
torno al 80 % (Gotho et al., 2003). El nivel de población del ácaro se ve fuertemente
1 INTRODUCCIÓN
20
influido por factores ambientales, por la especie y variedad huésped, y por las técnicas
de cultivo empleadas. En cuanto a las condiciones ambientales, las que permiten una
mayor proliferación del ácaro son las proporcionadas por un clima cálido y seco.
Por otra parte, estudios realizados sobre diferentes huéspedes demuestran que
la supervivencia en albaricoquero o en melocotonero no es tan buena como en
manzano (McLaren, 1986). También hay diferencias a nivel varietal, por ejemplo, en
el caso del manzano, la variedad Golden Delicious presenta mejores condiciones para
el desarrollo de ácaros, favoreciéndose el periodo de oviposición, la fecundidad, la
fertilidad y la longevidad que respecto a la variedad Gala (Ribeiro et al., 1988).
Respecto a las técnicas culturales, son varios los aspectos que se pueden
considerar. Aquellas técnicas que favorezcan un crecimiento vigoroso del árbol
provocarán, a su vez, que este sea más afectado por el ácaro. En este sentido, se
puede actuar a nivel de poda, riego y fertilización, sobre todo nitrogenada (Hoyt et al.,
1978; García Marí et al., 1994). En cuanto al mantenimiento del suelo, la cubierta
vegetal permite, en muchas ocasiones, reducir las poblaciones de tetraníquidos y
hasta niveles inferiores al umbral económico. Cuando un suelo permanece desnudo
aumenta la población de ácaros en el cultivo y se dificulta el control por los
depredadores. La presencia de cubierta vegetal marca diferencia, sobre todo, a
principios de temporada (Meagher y Meyer, 1990).
La dispersión de P. ulmi por todo el mundo se ha visto favorecida por la
presencia de huevos en diapausa transportados junto al material vegetal de
propagación. A nivel local, es decir, en distancias reducidas, la movilidad se produce
sobre todo por el viento. En casos de alta densidad de población o ante una situación
alimentaria desfavorable, los ácaros producen una seda que favorece este
desplazamiento, aun cuando este ácaro no se caracteriza por una producción elevada
de sedas.
1.4.4 Síntomas y daños
Las formas móviles se alimentan succionando el contenido de las células
parenquimáticas, preferentemente del envés de las hojas, haciendo una punción con
ayuda de sus quelíceros, lo que provoca la destrucción mecánica de los tejidos
foliares, disminuyendo la fotosíntesis y provocando el aumento de la transpiración.
1 INTRODUCCIÓN
21
Los síntomas se manifiestan sobre las hojas, que toman una coloración plomiza
y más tarde atabacada, pudiendo, en casos graves, llegar a caer de forma anticipada.
También los frutos se ven afectados cuando la infestación es severa, debido a la
disminución del área foliar (que puede repercutir en la reducción del tamaño y del color
del fruto, en la disminución del contenido en azúcar y en una menor inducción floral
para el próximo año); a la acción directa de la radiación UV, que produce quemaduras
en la epidermis de los frutos; y a las propias picaduras que realizan en los mismos.
Posiblemente, las reacciones antes descritas después de la alimentación del ácaro
sean sólo síntomas externos como resultado del daño mecánico y las alteraciones
bioquímicas que provoca. También, se producen cambios en los niveles hormonales
y minerales de las plantas atacadas (Tomczyk y Kropczynska, 1985).
La susceptibilidad al daño del ácaro varía según la especie de que se trate,
incluso hay diferencias entre variedades distintas. Así, en manzano, la variedad Red
Delicious tiene normalmente un mayor nivel de población, pero Golden Delicious es
más susceptible al daño.
Por otra parte, para una misma plantación de manzano se ha observado
diferente intensidad del daño producido en años diferentes. Estas diferencias están
relacionadas, en parte, con los factores ambientales que han afectado a la puesta de
huevos invernales, a su supervivencia y al momento de la eclosión primaveral. La
precipitación y la temperatura han sido los factores que más se han correlacionado
con la presencia de ácaros (Bostanian et al., 2007).
El desecamiento foliar (leaf burn) es una fisiopatía que se produce en algunas
variedades de peral (el follaje se oscurece, deseca y después necrosa) provocado por
temperaturas estivales elevadas. No obstante, numerosos trabajos citan a P. ulmi
como un agente potenciador de esta fisiopatía (Pijoan, 1990; Bonany et al., 1991;
Ponti et al., 1991; Vilardell et al., 2000), mientras que Tateishi (1987) indica que
también T. urticae puede favorecer esta alteración.
1.4.5 Métodos de control
Las consideraciones a realizar en la defensa del cultivo mediante métodos
químicos contra P. ulmi son las ya mencionadas en el apartado 1.3.5 (Métodos de
control para T. urticae). En la Tabla 1.2 se recogen los productos permitidos en España
1 INTRODUCCIÓN
22
para la defensa de los cultivos frutales de pepita y hueso frente a ácaros (MAGRAMA,
2015b) agrupados según su punto de acción primario y el subgrupo químico al que
pertenecen (IRAC, 2015).
Entre los enemigos naturales de P. ulmi destacan los fitoseidos, principalmente
A. andersoni y A. californicus. Su efectividad es tal que, si se respetan sus
poblaciones, el empleo de acaricidas es innecesario (García Marí et al., 1994). Los
insectos depredadores son menos eficaces, ya que aparecen cuando la plaga se
encuentra a niveles elevados. Entre ellos cabe destacar el coccinélido S. pusillus
(García Marí et al., 1994).
La defensa eficiente y respetuosa con el medio ambiente del cultivo frente al
ácaro pasa por considerar el umbral de acción (UA) y el umbral económico de daños
permisible, parámetros que varían según factores muy diversos, de ahí que no sea
extraño encontrar valores diferentes propuestos por distintos autores. En manzano, el
UA oscila entre 2 y 10 ácaros por hoja o del 50 al 70 % de hojas ocupadas por formas
móviles (Binns y Bostanian, 1990; Costa Comelles et al., 1991; Van der Werf et al.,
1997; Alston, 2002; Curkovic et al., 1999).
También en manzano, se ha determinado el UA utilizando el parámetro ácaros
día acumulados (ADA), es decir, el valor acumulado a lo largo del ciclo vegetativo del
producto de la población media entre dos muestreos por el número de días
transcurridos. En este caso, los valores más utilizados están entre 300 y 1000 ADA
(Vilajeliu y Gutierrez, 1990; Costa Comelles et al., 1991; Vilajeliu et al., 1996). Costa
Comelles et al. (1991) indican que se debe considerar además de los ADA, el periodo
vegetativo y la población del fitoseido A. andersoni.
En peral, el UA se sitúa entre el 50 y el 60 % de hojas con formas móviles (Ponti
et al., 1991) o la presencia de un individuo por cada hoja observada (Curkovic et al.,
1999).
En cuanto a los frutales de hueso, respecto al cerezo el UA se sitúa en 5 a 10
estados móviles por hoja (Alston, 2002) y para el melocotonero, en el 60 a 70 % de
hojas ocupadas (Pollini et al., 1991).
1 INTRODUCCIÓN
23
1.4.6 Métodos de cría de P. ulmi
Se incluye este apartado debido a que forma parte importante de este trabajo,
concretamente el que hace referencia al desarrollo del ácaro en varias plantas
utilizadas como hospedantes.
Para la cría y el desarrollo de bioensayos de P. ulmi se ha utilizado,
tradicionalmente, el manzano, pero durante el invierno, cuando la planta está en
reposo vegetativo, es necesario encontrar un sustituto o una alternativa (Patterson y
Rodriguez, 1975). Se debe, por tanto, establecer una metodología de cría del ácaro
que sea sencilla de llevar a cabo y que proporcione una población suficiente y estable
a lo largo del año. Se han descrito diferentes modos de proceder para alcanzar este
objetivo con resultados más o menos satisfactorios.
1. Sobre plantas completas:
Se ha usado manzano, bien procedente de semillero o de portainjertos en
maceta, pero Patterson y Rodriguez (1975) indican que, en cultivo en invernadero, las
plantas alcanzan pronto un desarrollo vegetativo excesivo, provocando dificultades de
manejo, de modo que plantean su sustitución por rosal. Otra alternativa, propuesta
por Helle y Overmeer (1994), es ciruelo mirabolano, con la ventaja de su baja
susceptibilidad a mildiu. White et al., en 1994, ensayaron el comportamiento de
mirabolano y otras especies del género Prunus (cerezo, melocotonero y endrino)
respecto a la cría y su aptitud para realizar bioensayos, considerando, igualmente,
mirabolano como la más adecuada por producir hojas suficientemente largas y
robustas para llevarlos a cabo.
2. Sobre hojas aisladas o discos de hojas:
P. ulmi puede criarse sobre porciones de hoja u hojas completas de manzano
y melocotonero colocadas sobre algodón en el interior de una placa Petri. Este método
permite la observación bajo la lupa binocular y la obtención de material en masa
uniforme (Helle y Overmeer, 1985). Sin embargo, los cuidados que hay que realizar
son excesivos para la población que se puede conseguir. Patterson y Rodriguez
(1975) mantuvieron durante 13 meses una población de P. ulmi utilizado hojas
aisladas de híbridos de rosa de té.
1 INTRODUCCIÓN
24
3. Dietas sintéticas:
La nutrición de los artrópodos y las dietas artificiales llevan estudiándose desde
principios del siglo pasado (Vanderzant, 1974), pero uno de los problemas de los
ácaros, además de encontrar los elementos nutritivos adecuados, es superar el
handicap derivado de su modo de alimentación. Se han utilizado diversos tipos de
membranas, tratando de imitar a la epidermis de las plantas, como colodión, parafilm
estirado, epidermis seca de cebolla o resina de polvinil butiral, colocando entre dos
capas de membrana el medio nutritivo líquido estéril (Storms, 1965; Bosse et al., 1981;
van der Geests et al., 1983). Toda la preparación debe hacerse en condiciones de
esterilidad, en cabina de flujo laminar, debiéndose utilizar algún método de
confinamiento para que los ácaros no puedan escapar, como talco o algún tipo de
adhesivo. Sin embargo, en las pruebas realizadas, o bien no había puesta o era
escasa, observándose, a partir de la segunda generación, un aumento importante en
la proporción de machos (Van der Geest, 1985), de modo que, como método de cría
masiva sería muy costoso en material y tiempo para alcanzar población suficiente para
realizar bioensayos.
Resultados parecidos se han observado en otros tetraníquidos como T. urticae
o P. citri (Bosse et al., 1981; van der. Geest et al., 1983; Hare y Bethke, 1988),
encontrándose en todos los casos una baja oviposición e incluso imposibilidad para
concluir el ciclo en algunos casos (Storms y Noordink, 1972).
1 INTRODUCCIÓN
25
1.5 Plaguicidas biorracionales
El manejo de ácaros (y de plagas en general) tiende hacia el uso conjunto y
racional de los diferentes métodos de control disponibles, intentando que el impacto
ambiental sea mínimo. De entre estos métodos de control, sigue siendo importante la
lucha química que, en este contexto, debe, a su vez, racionalizarse. Para ello, se han
obtenido varias sustancias pertenecientes a diferentes grupos químicos respetuosos
con el medio ambiente (biorracionales) con actividad insecticida y/o acaricida (Vives
de Quadras, 1988).
Se puede definir plaguicida biorracional como aquella sustancia que provoca la
muerte del insecto o del ácaro, bien por alterar de forma perjudicial procesos
fisiológicos, bien por interferir en su desarrollo, impidiendo que los individuos
completen su ciclo biológico. La mayoría de estas moléculas son sintetizadas por el
hombre y son similares a compuestos naturales. A continuación se describen los
grupos utilizados en este trabajo.
1.5.1 Benzoilfenilureas
Las benzoilfenilureas (BPU’s), incluidas dentro del grupo de los reguladores de
crecimiento, actúan inhibiendo la síntesis de quitina en los artrópodos (Figura 1.3).
Este glucósido, es un componente básico de su cutícula, así como de la pared
celular de algunos hongos. La falta de quitina provocada por las BPU’s conduce a una
disminución del tamaño de la cutícula, la formación de un exoesqueleto frágil,
problemas en la ecdisis, pérdida de fluidos orgánicos y deshidratación (Cohen, 1993;
Rehimi y Soltani, 1999).
Pese a conocerse desde hace más de 35 años, el modo de acción concreto de
las BPU’s aún continúa en estudio. Los trabajos realizados con diflubenzurón indican
que provoca la despolarización de la membrana de las vesículas intracelulares a
través de la inhibición del canal K+, lo que inhibe el proceso de incorporación de la N-
acetilglucosamina en la síntesis de la quitina del insecto (Matsumura, 2010).
1 INTRODUCCIÓN
26
Glucosa
Glucosa – 1 – fosfato
Fructosa – 6 – fosfato
Glucosamina – 6 – fosfato
N - acetilglucosamina – 6 – fosfato
UDP- N - acetilglucosamina – 6 – fosfato
Cadenas de quitina
Microfibrillas de quitina
Cristalización
Polimerización
ATP
ADP
Glutamina
Ácido glutámico
Acetil - CoA
CoA
Uridín trifosfosfato (UTP)
Pirofosfato
Uridín difosfato (UDP)
Figura 1.3. Proceso de la síntesis de quitina.
1 INTRODUCCIÓN
27
En las Tablas 1.3 y 1.4, se indica la situación de las BPU’s en el Anexo I de la
Directiva 91/414/CEE, respecto a su inclusión, exclusión y en situación de evaluación
en la lista comunitaria de sustancias activas (MAGRAMA, 2015c).
Tabla 1.3. Benzioilfenilureas incluidas en el anexo I de la Directiva 91/414/CEE (422) trasladadas al anexo I del REGLAMENTO (CE) Nº 1.107/2009 (MAGRAMA, 2015c).
Directiva/
Reglamento
Inclusión Caducidad Condiciones Anexo A
Diflubenzurón 2008/69/CE
2010/39/UE
1/1/2009 31/12/2018 --
Lufenurón 2009/77/CE 1/1/2010 31/12/2018 Recintos cerrados y estaciones de cebo al aire libre
Teflubenzurón 2009/37/CE 1/12/2009 30/11/2019 Usos en invernadero (en sustrato artificial o hidropónico, cerrados)
Tabla 1.4. Benzioilfenilureas excluidas del Anexo I de la Directiva 91/414/CEE (308) (MAGRAMA, 2015c).
Situación
Clorfluazurón Excluida de lista positiva
Flufenoxurón Excluida de lista positiva
Hexaflumurón No defendida la inclusión
Novalurón En evaluación
FLUFENOXURÓN
El flufenoxurón es una BPU con actividad insecticida y cuyo efecto acaricida es
conocido desde hace tiempo (Haub, 1992; Ahn et al., 1993). Es un producto no
sistémico, aunque con cierta capacidad translaminar, actuando por ingestión en
insectos y ácaros.
A continuación se indican sus características y su situación actual respecto a la
Unión Europea:
SITUACIÓN ANEJO 91/414/CE Excluida.
1 INTRODUCCIÓN
28
IUPAC: 1-[4-(2-chloro-α,α,α-trifluoro-p-tolyloxy)-2-fluorophenyl]-3-(2,6-difluorobenzoyl)urea
FÓRMULA: C21H11ClF6N2O3
Este compuesto se ha venido utilizando en la Unión Europea, durante las
décadas pasadas, frente a ácaros e insectos perjudiciales para los cultivos, estando
incluida entre las sustancias activas permitidas en el anexo I de la Directiva
91/414/CEE del Consejo (CE, 1991b). Sin embargo, mediante la decisión de la
Comisión de 5 de diciembre de 2008, reflejado en la directiva 2008/934/CE, se
procede a su no inclusión en la lista a la que hace referencia el anexo I antes
mencionado (CE, 2008a). Posteriormente, a través del Reglamento de Ejecución (UE)
Nº 942/2011 de la Comisión de 22 de septiembre de 2011 se establece la no
aprobación del flufenoxurón relativa a su comercialización, indicando que el propio
notificante retira su apoyo a su inclusión (CE, 2011c).
Finalmente, la Comisión Europea, con fecha 9 de febrero de 2012, tras el
informe emitido por Francia, Estado designado como miembro informante, considera
respecto al flufenoxurón lo siguiente: “La evaluación de riesgos para los
compartimentos ambientales objeto de estudio, llevada a cabo con un planteamiento
realista, ha demostrado efectos inadmisibles para el compartimento acuático.
Además, las características del flufenoxurón lo hacen persistente, bioacumulable y
tóxico, así como muy persistente y muy bioacumulable, de conformidad con los
criterios establecidos en el anexo XIII del Reglamento (CE) Nº 1907/2006 del
Parlamento Europeo y del Consejo (3). Por consiguiente, no procede incluir en los
anexos I, IA o IB de la Directiva 98/8/CE el flufenoxurón para su uso en el tipo de
producto 18”; fijando como fecha límite para su comercialización el 1 de agosto de
2012 (CE, 2012a).
1 INTRODUCCIÓN
29
Sí está permitida, en cambio, su utilización en conservantes de la madera (tipo
de producto 8) restringiendo su uso al tratamiento de madera “destinada a uso en
interiores o exteriores sin cubrir y sin estar en contacto con el suelo, bien expuesta
constantemente a la intemperie, bien protegida de esta pero sujeta a mojadura
frecuente o en contacto con agua dulce, que no se utilizará en locales de estabulación
ni entrará en contacto con alimentos ni piensos” (CE, 2012b).
Durante el periodo durante el que estuvo permitida su comercialización, la dosis
de aplicación en cultivos se situó entre el 0,05 y el 0,1 % de preparado comercial (con
10 % de flufenoxurón), con un plazo de seguridad de 30 días para frutales.
Los trabajos realizados por El-Banhawy y Amer (1992) sobre T. urticae, indican
que el efecto es mayor cuando se tratan estados inmaduros, afectando al desarrollo y
la reproducción de las hembras al disminuir la fecundidad y la fertilidad.
Se han realizado varios estudios orientados a aportar información respecto al
efecto sobre enemigos naturales. Así, Kim y Yoo (2002) y Abd Elhady y Heikal (2011)
indican que el flufenoxurón podría integrarse en programas de Manejo Integrado de
T. urticae cuando el fitoseido predominante es P. persimilis, ya que la toxicidad
mostrada sobre él fue menor que para el tetraníquido; situación que también se
produce cuando el fitoseido predominante es Amblyseius womersleyi (Schicha, 1975)
(Mesostigmata: Phytoseiidae) (Kim y Seo, 2001). En la misma línea, Santolamazza
Carbone y Fernández de Ana-Mangan (2002) concluyen que en los programas de
defensa frente a Gonipterus scutellatus (Gyllenhal, 1833) (Coleptera: Curculionidae),
el flufenoxurón y la azadiractina se pueden utilizar de forma conjunta con el parasitoide
Anaphes nitens (Girault 1928) (Hymenoptera: Mymaridae). Respecto al depredador
Orius laevigatus (Fieber, 1860) (Hemiptera: Anthocoridae), el flufenoxurón resultó
tóxico por contacto e ingestión (Angeli et al., 2005)
1.5.2 Azadiractina
Desde tiempos inmemorables, el hombre se ha servido de las plantas para la
defensa de los cultivos, existiendo referencias del uso de hojas de tabaco pulverizadas
o de sus extractos acuosos desde 1690 (Camps, 1988). Sin embargo, probablemente
la especie vegetal que ha tenido más importancia por la síntesis posterior de
piretroides sintéticos, es Chrysanthemum cinerariaefolium.
1 INTRODUCCIÓN
30
En las últimas décadas, plantas pertenecientes a distintas familias se han
valorado por el posible uso de sus extractos como plaguicidas, entre otros
Chenopodium ambrosioides (Chiasson et al., 2004), Ginkgo biloba (Pan et al., 2006),
Rosmarinus officinalis (Miresmailli et al., 2006), Paeonia suffuticosa (Tak et al., 2006),
Sapindus saponaria (Manfré Medeiros et al., 2007), Asphodelus eastivus (Gencsoylu,
2007), Ocinum basilicum (Kostic et al., 2008), siendo, quizá las especies
pertenecientes al género Azadirachta, las más estudiadas, particularmente A. indica.
A. indica, conocida como árbol del Neem, es originaria del Sur y Sureste
asiático, pero su presencia se ha extendido a otras zonas tropicales y subtropicales.
Su clasificación taxonómica es la siguiente (USDA, NRCS. 2015):
Reino: Plantae
Subreino: Tracheobionta
Superdivisión: Spermatophyta
División: Magnoliophyta
Clase: Magnoliopsida (dicotiledóneas)
Subclase: Rosidae
Orden: Sapindales
Familia: Meliaceae
Género: Azadirachta A. Juss.
Especie: Azadirachta indica A. Juss.
Siendo válidos los sinónimos: Melia azadirachta L. y Antelaea azadirachta (L.)
Adelb.
Sus propiedades han sido explotadas durante siglos, utilizándose para proteger
el grano y las ropas contra los insectos; con carácter medicinal, contra la malaria, las
enfermedades de la piel y la lepra (Ley et al., 1993); y también como fungicida y
bactericida (Immaraju, 1998).
A. indica (en general la familia entera) presenta un gran número de compuestos
diferentes que exhiben actividades biológicas muy diversas, como salanina, salanol,
salanolacetato, 3-deacetilsalanina, azadiradion, 14-epoxiazadion, gedunina,
nimbinen, deacetilnombinen, aunque, por sus efectos sobre los insectos y ácaros, la
azadiractina es considerada como el principio activo más importante.
1 INTRODUCCIÓN
31
La azadiractina es un tetranorterpenoide del tipo limonoide que, junto con los
piretroides, forma parte de la segunda generación de insecticidas de origen vegetal
(Regnault Roger, 2004). A continuación se indican las características y la situación
actual de la azadiractina.
SITUACIÓN ANEJO 91/414/CE Incluida
IUPAC: dimethyl (2aR,3S,4S,4aR,5S,7aS,8S,10R,10aS,10bR)-10-acetoxy-3,5-dihydroxy-4-[(1aR,2S,3aS,6aS,7S,7aS)-6a-hydroxy-7a-methyl-3a,6a,7,7a-tetrahydro-2,7-methanofuro[2,3-b]oxireno[e]oxepin-1a(2H)-yl]-4-methyl-8-{[(2E)-2-methylbut-2-enoyl]oxy}octahydro-1H-naphtho[1,8a-c:4,5-b′c′]difuran-5,10a(8H)-dicarboxylate
FÓRMULA: C35H44O16
Ya el Reglamento (CEE) Nº 2092/1991 del Consejo, sobre la producción
agrícola ecológica y su indicación en los productos agrarios y alimenticios, incluye la
azadiractina en la lista de sustancias que se pueden utilizar en los cultivos como
productos fitosanitarios para su uso como insecticida. (CE, 1991b). Por su parte, el
Reglamento (CE) Nº 1.112/2002 de la Comisión, indica que los productores que
deseen ver incluida la azadiractina en el anexo I de la Directiva 91/414/CEE deberán
realizar la notificación al organismo pertinente (CE, 2002). Posteriormente, mediante
la Decisión de la Comisión Nº 2008/941/CE se procede a la no inclusión de la
azadiractina en el anexo I de la Directiva 91/414/CEE (CE, 2008b). Más adelante, la
Directiva 2011/44/UE de la Comisión, tras juzgar los exámenes realizados por
Alemania, designada como miembro evaluador, permite la inclusión de la sustancia
activa azadiractina en el anexo I de la Directiva 91/414/CEE del Consejo (CE, 2011a).
1 INTRODUCCIÓN
32
Finalmente, el Reglamento de Ejecución (UE) Nº 540/2011 de la Comisión, incluye la
azadiractina en la lista de sustancias activas autorizadas (CE, 2011b), indicando como
fecha de autorización, el 1 de junio de 2001, y la de expiración de la autorización, el
31 de mayo de 2021.
Al margen de la situación legislativa, como se refiere a continuación, varios
autores han aportado información sobre el comportamiento de la azadiractina en
artrópodos. Los efectos de la azadiractina sobre los insectos son diversos. Es
antiapetitiva, disuasoria de la oviposición, disruptora del crecimiento (RCI), y también
afecta a la fecundidad, fertilidad y longevidad de los adultos (Schumutterer, 1990;
Ascher, 1993; Mordue (Luntz) y Blackwell, 1993). Actúa por ingestión y por contacto
(Teik Ng et al., 2003).
La azadiractina, como regulador de crecimiento de los insectos, interfiere con
la muda, siendo su efecto dependiente de la dosis administrada (Marco y Tomás,
1988). Actúa impidiendo la liberación de dos neurohormonas (alatotrópica y
protoracicotrópica [PTTH), alterándose, así, los niveles normales de los ecdisteroides
en la hemolinfa del insecto (Ascher, 1993, Isman, 2006). No obstante, el modo
bioquímico de acción no se conoce por completo; probablemente funciona como un
antiecdisteroide por el bloqueo en los sitios de unión de los ecdisteroides (Sternesen,
2004). Como resultado, la muda se produce tardíamente (se retarda), es muy
prolongada o bien no se produce, dando lugar a malformaciones en los adultos, larvas
supernumerarias (poco común), formas intermedias (larvipupas, etc.), larvas o ninfas
permanentes (incapaces de mudar, pudiendo permanecer en un estadio durante
semanas), disrupción de la emergencia en los adultos y mortalidad (Schumutterer,
1990; Ascher, 1993; Mordue (Luntz) y Blackwell, 1993).
También, se detectó una importante disminución en la actividad de la
acetilcolisteranasa (AChE) cuando se aplicaron niveles elevados de azadiractina
sobre Nilaparvata lugens (Stål, 1854) (Hemiptera: Delphacidae) (Senthil Nathan et al.,
2008).
Dimitry et al. (1993) observaron incrementos en la mortalidad y retrasos en el
desarrollo de T. urticae al tratar dicha especie con dos extractos diferentes de semillas
de A. indica. Por otro lado, también se han encontrado diferencias en los efectos
producidos por la azadiractina sobre este ácaro en función de las formulaciones
1 INTRODUCCIÓN
33
empleadas (Sundaram y Sloane, 1995; Makundi y Kashenge, 2002; Knapp y
Kashenge, 2003; Brito et al., 2006; Hoffmann et al., 2013).
El ámbito de utilización se extiende a cultivos herbáceos y leñosos, parques y
jardines y pastizales, para controlar un elevado número de fitófagos de diversos
órdenes, como ortópteros, hemípteros (de las familias Pentatomidae, Aphididae,
Aleyrodidae, Margarodidae o Cicadellidae), tisanópteros, lepidópteros (Noctuidae y
Tortricidae), dípteros, coleópteros, así como tetraníquidos y eriófidos, comportándose
como sistémica en algunas especies (Sundaram et al., 1995; Isman, 2006).
Presenta un plazo de seguridad reducido (3 días) debido a que tiene poca
persistencia en el ambiente por su fuerte fotolabilidad (vida media de 20 horas), su
hidrólisis en el agua (a 37 ºC, la mitad se degrada en 105 h a pH 7, y en 20 horas a
pH 8), y la activa participación de los microorganismos del suelo en su degradación
(Philogène et al., 2004).
Los efectos que la azadiractina produce sobre los enemigos naturales de
ácaros e insectos plaga son similares a los que ejerce en estos (Condor, 2007), pero
su toxicidad varía en función de la especie considerada (Isman, 2006). Se puede usar
de forma conjunta con parasitoides himenópteros (Santolamazza Carbone y
Fernández de Ana-Magán, 2004; Condor, 2007) o con el depredador Orius laevigatus
(Angeli et al., 2005), mostrando bastante variabilidad entre las distintas especies de
fitoseidos estudiadas (Castagnoly et al., 2005; Brito et al., 2006).
Los usos autorizados para la azadiractina en España en frutales de pepita y
hueso son: ácaros, ceratitis, cochinillas, eriófidos, minadores de las hojas, mosquito
verde, orugas, psila y pulgones (MAGRAMA, 2015a).
1 INTRODUCCIÓN
34
1.6 Lucha microbiológica
Por control biológico se entiende el proceso por el cual las poblaciones de un
organismo vivo se ven amortiguadas por la acción de sus enemigos naturales. Por su
parte, el control biológico de plagas puede definirse como la utilización deliberada de
esos enemigos naturales para reducir las poblaciones de las mismas, a ser posible,
por debajo del Umbral de Acción. Cuando esos enemigos naturales son
microorganismos entomopatógenos, se habla de lucha microbiológica (Van Driesche
et al., 2007).
Los principales grupos de entomopatógenos son nematodos, hongos,
protozoos, bacterias y virus, siendo los siguientes, los registrados para su uso en
España (MAGRAMA 2015b):
Bacillus thingiensis aizawai
Bacillus thingiensis israelensis
Bacillus thingiensis kurstaki
Bacillus thingiensis tenebionis
Beauveria bassiana
Verticillium lecanii
Virus de la granulosis de la Carpocapsa (CpCV)
Virus de la granulosis de la Carpocapsa-V15 (CpCV)
Virus de la poliedrosis nuclear de Spodoptera exigua
1.6.1 Beauveria bassiana
Beauveria bassiana es la forma de reproducción asexual (anamorfo) de la
especie Cordyceps bassiana. A continuación se indica su caracterización taxonómica
(NCBI, 2015).
Regnum: Fungi
Subregnum: Dikarya
Phyllum: Ascomycota
Subphyllum: Pezizomycotina
Clase: Sordariomycetes
Subclase: Hypocreomycetidae
1 INTRODUCCIÓN
35
Orden: Hypocreales
Familia: Cordycipitaceae
Género: Beauveria Vuillemnin, 1912
Especie: B. bassiana (Balsamo-Crivelli) Vuillemin (1912)
Teniendo como principal sinónimo Botrytis bassiana Bals.-Criv., 1835.
Cuando las esporas de los hongos entomopatógenos, como B. bassiana,
entran en contacto con la cutícula de los huéspedes susceptibles, germinan y, por la
acción de enzimas y/o de hifas penetrantes, atraviesan la cutícula y crecen
directamente en el interior del cuerpo, colonizándolo y provocando, finalmente, la
muerte del huésped por desnutrición, quedando cubierto su cuerpo con una capa
blanca, mezcla de micelio, conidióforos y conidias. El hongo emerge a partir del cuerpo
infectado, produciendo esporas infecciosas, sobre todo en ambiente húmedo, que se
liberan al entorno y se dispersan por medio del viento, la lluvia o el contacto con otros
huéspedes (Fernández et al., 2005).
B. bassiana se encuentra de forma natural en el suelo y en algunas plantas,
comercializándose algunos preparados a base esporas de cepas seleccionadas por
su mayor potencial infeccioso. Su uso está incluido en el anejo 91/414 CE
(MAGRAMA, 2015c).
Se ha mostrado efectivo frente a huéspedes que pertenecen a diversos órdenes
de insectos, como coleópteros, lepidópteros, himenópteros o hemípteros (Alves,
1992). Sin embargo, se ha apreciado especificidad entre diferentes aislados de
hongos para diferentes insectos (France et al., 2000; France et al., 2002). También se
ha demostrado su efectividad sobre los ácaros objeto del presente trabajo, T. urticae
y P. ulmi (Sáenz de Cabezón et al., 2003; Shi y Feng, 2004; Shi et al., 2005; Wekesa
et al., 2005; Shi et al., 2008a; Shi et al., 2008b).
Compatibilidad de Beauveria bassiana con los reguladores de crecimiento
Un aspecto importante de la efectividad de B. bassiana es la que presenta al
aplicarse de forma simultánea con productos fitosanitarios. A este respecto, son
numerosos los estudios realizados, tanto en cuanto al efecto inhibitorio que pueden
producir sobre la germinación y el desarrollo del micelio del hongo, como por el posible
efecto sinergista que puede aparecer ante un huésped determinado.
1 INTRODUCCIÓN
36
Respecto a la aplicación simultánea con fungicidas, si bien B. bassiana se
muestra compatible con algunas materias activas, para la mayor parte de ellas se
deben espaciar las aplicaciones de 2 a 4 días (Fernández et al., 2005), para evitar
efectos antagonistas.
En cuanto a los insecticidas, aunque no provocan, en general, una disminución
del desarrollo del hongo, la efectividad mostrada cuando se aplican de forma conjunta
contra la plaga objetivo muestra resultados muy variables. Se ha encontrado
sinergismo con algunas materias activas, como piridabén, propargita, hexitiazox,
imidacloprid, oxydemetón, e incluso Bacillus thuringiensis tenebrionis (Shi et al., 2005;
Wraight y Ramos, 2005; Purwar y Sachan, 2006; Shi y Feng, 2006), carácter aditivo
con diflubenzurón, endosulfan, lufenurón o dimetoato (Delgado et al., 1999; Purwar y
Sachan, 2006) e incluso posible antagonismo con triflumurón (Sáenz de Cabezón et
al., 2003). Sin embargo, los resultados pueden variar en función de la cepa de B.
bassiana empleada en los bioensayos, tal como demostraron Mohan et al. (2007),
quienes utilizando 30 cepas de B. bassiana con orígenes distintos, simultáneamente
con azadiractina, encontraron que las que se mostraron sensibles al producto
fitosanitario mostraban, así mismo, antagonismo respecto al efecto conjunto sobre
Spodoptera litura (Fabricius, 1775) (Lepidoptera: Noctuidae), mientras que las cepas
compatibles tuvieron un efecto de sinergismo respecto a la misma plaga.
En España B. bassiana está autorizada en cerezo (mosca), manzano (araña
roja), melocotonero (ceratitis y trips) y peral (psila) (MAGRAMA, 2015a).
2 OBJETIVOS
37
2 Objetivos
El objetivo general de este trabajo ha sido generar conocimientos que puedan
ser implementados en programas de manejo integrado de Tetranychus urticae y de
Panonychus ulmi en frutales.
En el caso de Tetranychus urticae, los objetivos específicos que se han
perseguido, han sido los siguientes:
1. Caracterizar la actividad acaricida del flufenoxurón y de la azadiractina sobre
huevos, protoninfas, deutoninfas y adultos mediante la obtención de las rectas de
regresión ponderada Probit.
2. Determinar cómo afecta la edad de los huevos en la eficacia del flufenoxurón y de
la azadiractina.
3. Evaluar el efecto del flufenoxurón y de la azadiractina sobre los parámetros
biológicos del ácaro y sobre los parámetros de la tabla de vida.
4. Valorar la compatibilidad y el modo de interacción del flufenoxurón y de la
azadiractina con Beauveria bassiana.
Por su parte, los objetivos específicos que se querían alcanzar para
Panonychus ulmi, han sido:
1. Valorar la influencia del huésped sobre los parámetros biológicos del ácaro y
sobre los parámetros de la tabla de vida.
2. Determinar la influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida de la
diapausa de los huevos hibernantes.
3. Estimar la fecha de inicio de la postdiapausa de los huevos hibernantes.
4. Modelizar el desarrollo de los huevos durante la postdiapausa mediante la
determinación del Umbral mínimo de Desarrollo (UmD) y la necesidad de Grados-
Día (DD).
3 MATERIALES Y MÉTODOS
39
3 Materiales y métodos
3.1 Evaluación de los efectos de distintos acaricidas sobre
Tetranychus urticae
3.1.1 Cría masiva de T. urticae
Los ácaros usados en los bioensayos procedían de una población obtenida en
el año 2000 a partir de una planta ornamental doméstica. Para el mantenimiento de la
colonia se utilizaron plantas de judía (Phaseolus vulgaris, var. Garrafal) crecidas en
macetas, sin exposición a ningún producto fitosanitario.
Plantas de judía y ácaros se introducían en cajas prismáticas de metacrilato de
30 x 50 x 35 cm, que se cubrían con tela de visillo para evitar la dispersión de los
ácaros y se colocaban en cámara de crecimiento a 24 ± 1 ºC, 70 ± 10 % de humedad
relativa y fotoperiodo de 16:8 (L:O).
A medida que las plantas envejecían o quedaban excesivamente dañadas, se
reemplazaban por otras nuevas, sobre las que se colocaban algunas hojas
procedentes de las plantas colonizadas con abundante población de ácaros. De este
modo, se dispuso siempre de individuos suficientes para ser utilizados en los distintos
bioensayos.
3.1.2 Sincronización de cohortes
Para los bioensayos realizados fue necesario disponer de un número elevado
de individuos en el mismo momento de desarrollo y cuya diferencia de edad no fuera
superior a 24 horas. Para conseguirlo, se procedió como se indica a continuación.
3.1.2.1 Bioensayos con adultos
Los bioensayos se realizaron con hembras de menos de un día de edad. Para
obtenerlas, se colocaron entre 350 y 400 hembras adultas, procedentes de la cría
masiva en 5 hojas bien desarrolladas de judía que, previamente, se habían depositado
sobre varias capas de papel absorbente humedecido dentro de una placa Petri de
3 MATERIALES Y MÉTODOS
40
cristal, de 15 cm de diámetro. Para trasladar las hembras se utilizó un pincel fino de
pelo de camello.
Una vez depositadas las hojas con las hembras en las placas Petri, se dejó que
realizaran la puesta durante 12-18 horas. Pasado ese tiempo, se retiraron las hembras
y se permitió la evolución de los huevos puestos hasta el estado adulto.
3.1.2.2 Bioensayos con formas activas inmaduras
Los bioensayos se realizaron con individuos de menos de un día de edad para
cada una de las etapas de desarrollo consideradas. Para conseguir un número de
individuos suficiente, se procedió a formar cohortes como en el apartado anterior,
permitiendo el desarrollo de los huevos hasta el estado o estadio que iba a ser utilizado
(larvas, protoninfas o deutoninfas).
3.1.2.3 Bioensayos con huevos
Para los bioensayos realizados con huevos de menos de un día de edad, horas
antes de su inicio, se colocaron parejas de hembras adultas procedes de la cría
masiva sobre discos frescos de hoja de judía de 2 cm de diámetro, colocados sobre
papel humedecido en el interior de placas Petri de 9 cm de diámetro. Justo antes de
iniciar el bioensayo se retiraron las hembras. Se utilizaron los discos cuyo nº de
huevos variaba entre 10 y 15.
Cuando los bioensayos se realizaron con huevos de edades comprendidas
entre 1y 2 días y entre 2 y 3 días, se procedió de forma similar, pero los bioensayos
se iniciaron 24 y 48 horas después de haber retirado las hembras, respectivamente.
3.1.3 Productos fitosanitarios ensayados y condiciones de los
bioensayos
En la tabla 3.1 se muestran los productos fitosanitarios empleados en los
bioensayos realizados sobre T. urticae, así como sus características.
3 MATERIALES Y MÉTODOS
41
Tabla 3.1. Características de los productos fitosanitarios empleados en los bioensayos sobre Tetranychus urticae.
Ingrediente activo
Nombre comercial
FabricanteRiqueza
(%) Formulación
Concentración recomendada
(p.c.)
Concentración recomendada
(a.i.) (1)
Flufenoxurón CASCADE® Basf 10 Concentrado dispersable
25-100 cc/hl 25-100
Azadiractina ALING® Sipcam Inagra
3,2 Concentrado emulsionable
25-150 cc/hl 8-48
Beauveria bassiana
NATURALIS-L® Agrichem 2,3* Dispersión oleosa
0,75-1 l/ha 1,73-2,3
* 2,3 x 109 esporas viables/cc (1) mg/l excepto para Beauveria bassiana (109 esporas viables/cc)
p.c. = producto comercial; a.i. = ingrediente activo
En todos los tratamientos se utilizó agua destilada como excipiente. Para
realizar los bioensayos, se colocaron los ácaros sobre discos de hoja de judía de 2
cm de diámetro. Los discos se introdujeron en placas Petri de plástico, de 9 cm de
diámetro, que disponían de tres capas de papel filtro que se mantuvieron húmedas
para evitar la deshidratación de los discos e impedir la fuga de los ácaros. En la tapa
de cada placa se practicaron dos orificios, de unos 7 mm de diámetro para evitar la
condensación de la humedad.
Una vez preparados los recintos experimentales, se aplicó el producto
fitosanitario correpondiente o agua destilada, en el caso del control, mediante
atomización utilizando una Torre de Potter, que permite la aplicación de tratamientos
de forma precisa en laboratorio (Potter,1952). Ésta se había calibrado previamente,
de tal forma que, colocando en el depósito 5,5 ml del producto (a la concentración
correspondiente) y con una presión de 0,20 bar, se depositaban en la placa Petri 0,4
0,05 ml de caldo, lo que equivale a 500 l/ha.
Los ácaros se mantuvieron, en todo momento, en cámara de crecimiento, a 24
± 1 ºC, 70 ± 10 % de humedad relativa y fotoperiodo de 16:8 (L:O), tanto durante el
proceso de sincronización de cohortes como durante el desarrollo de los bioensayos
realizados.
3 MATERIALES Y MÉTODOS
42
3.1.4 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre
adultos
Análisis Probit
Cada unidad experimental consistió en un disco de hoja de judía, sobre el que
se colocaron 10 hembras adultas de T. urticae de menos de un día de edad.
Se aplicaron 6 concentraciones (determinadas mediante estudios preliminares)
de cada producto ensayado y se utilizó agua destilada como control (Tabla 3.2). Se
hicieron 5 repeticiones para cada tratamiento.
Tabla 3.2. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el análisis Probit con adultos de Tetranychus urticae.
Flufenoxurón 0 0,7 2,1 6,3 18,9 56,7 170,1
Azadiractina 0 20 40 80 160 320 640 Se contabilizó el número de individuos muertos a los tres días, en el caso del
flufenoxurón, y a los dos días, en el de la azadiractina, momentos en los que las rectas
Probit pudieron ser ajustadas. Se consideraron como muertas aquellas hembras que
no respondían con movimiento al ser tocadas ligeramente con un pincel fino de pelo
de camello.
Evaluación del efecto de concentraciones subletales del flufenoxurón y de la
azadiractina sobre la fecundidad, fertilidad, longevidad de adultos y
supervivencia de la progenie
Cada unidad experimental constó de dos placas Petri, con tres capas de papel
de filtro humedecido en su base, sobre las que se situaron 7-8 discos de hoja de judía.
En una de las placas se colocó una hembra adulta de T. urticae de menos de un día
de edad y dos machos (para asegurar el apareamiento) sobre uno de los discos. La
segunda placa, sin ácaros, se preparó para asegurar la disponibilidad, a lo largo de
todo el bioensayo, de discos tratados con el producto correspondiente en el mismo
momento que los de la placa anterior.
Las concentraciones empleadas (elegidas tras estudios preliminares) fueron las
indicadas en la Tabla 3.3.
3 MATERIALES Y MÉTODOS
43
Tabla 3.3. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para analizar el efecto subletal sobre adultos de Tetranychus urticae.
Flufenoxurón 0 0,25 0,5 1 2 4 8
Azadiractina 0 4 8 16 32 64 128
Cada 24 horas, tras la aplicación de los tratamientos, la hembra y los dos
machos de cada unidad experimental fueron removidos a otro disco, bien de la misma
placa o de la placa segunda, si ya se habían utilizado todos los de la placa inicial. Este
procedimiento se siguió hasta que todas las hembras utilizadas en el bioensayo
habían muerto. Para cada tratamiento se utilizaron 20 repeticiones.
Cada día, tras cambiar los adultos de disco, se contabilizaban:
Nº de hembras muertas
Nº de huevos puestos por hembra
Nº de huevos eclosionados
Mortalidad de estados y estadios móviles inmaduros
3.1.5 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre
huevos
Análisis Probit
La unidad experimental utilizada para los análisis Probit sobre huevos, consistió
en un disco de hoja de judía que contenía un grupo de 10 a 15 huevos de T. urticae
de menos de un día de edad.
En la Tabla 3.4 se indican las concentraciones seleccionadas de los productos
empleados, tras bioensayos previos, para obtener las rectas de regresión ponderada
Probit. Para cada uno de los tratamientos se emplearon 5 repeticiones.
Tabla 3.4. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el análisis Probit sobre huevos de Tetranychus urticae.
Flufenoxurón 0 0,375 0,75 1,5 3 6 12
Azadiractina 0 30 60 120 240 480 960
3 MATERIALES Y MÉTODOS
44
Se contabilizó el número de huevos eclosionados y no eclosionados a los 6
días del tratamiento.
Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre huevos de
distintas edades
El bioensayo se realizó con huevos de tres edades diferentes: 0-1 día, 1-2 días
y 2-3 días. Cada unidad experimental consistió en 8 discos de hoja de judía que
contenían huevos de T. urticae de una edad concreta, según el caso.
El número de huevos de cada disco osciló entre 10 y 37. Esta elevada
fluctuación se debió a la variabilidad en la puesta realizada por las hembras en cada
disco. Las concentraciones que se utilizaron (establecidas tras pruebas preliminares)
fueron 64,9 mg/l de flufenoxurón y de 333 mg/l de azadiractina, realizándose, así
mismo, un tratamiento control con agua destilada.
Para cada tratamiento, se contabilizaron los huevos eclosionados hasta el sexto
día tras la puesta, considerando al resto como no viables o muertos.
3.1.6 Evaluación del efecto del flufenoxurón y de la azadiractina sobre
protoninfas y deutoninfas
Análisis Probit
Se realizaron bioensayos independientes para cada estadio. Cada unidad
experimental consintió en un disco de judía sobre el que se colocaron
respectivamente, 10 protoninfas o 10 deutoninfas de T. urticae, de menos de un día
de edad, según el caso.
Se utilizaron 6 concentraciones (determinadas mediante pruebas preliminares)
con cada producto y estadio de desarrollo, además de un control tratado sólo con agua
destilada (Tabla 3.5). Se hicieron 5 repeticiones para cada tratamiento.
3 MATERIALES Y MÉTODOS
45
Tabla 3.5. Concentraciones (mg/l) de flufenoxurón y azadiractina empleadas para realizar el análisis Probit sobre protoninfas y deutoninfas de Tetranychus urticae.
Protoninfa Flufenoxurón 0 0,1 0,25 0,5 2 4 8
Azadiractina 0 8 16 32 64 128 256
Deutoninfa Flufenoxurón 0 0,25 0,5 2 4 8 16
Azadiractina 0 8 16 32 64 128 256
Se contabilizó el número de individuos muertos a los 6 y 5 días del tratamiento
con flufenoxurón sobre protoninfas y deutoninfas, respectivamente, y a los 4 días para
ambos estadios ninfales, en el caso de la azadiractina, momentos en los que se
pudieron ajustar las rectas de regresión Probit. Se consideraron muertos aquellos
individuos que no respondían con movimiento cuando se les tocaba ligeramente con
un pincel fino de pelo de camello o, en el caso de las etapas inmóviles, cuando no
habían evolucionado pasados dos días después de hacerlo los individuos del control.
3.1.7 Evaluación del efecto del flufenoxurón y la azadiractina sobre los
parámetros de la tabla de vida
Flufenoxurón
Cada unidad experimental constó de dos placas Petri con 7-8 discos de hoja
de judía en cada una. En una de las placas se colocó una hembra de menos de un
día de edad junto con dos machos, sobre un disco. La segunda placa, sin ácaros, se
utilizó para asegurar la disponibilidad, a lo largo de todo el bioensayo, de discos
tratados en la misma fecha.
En este caso, se emplearon las concentraciones siguientes (elegidas tras
bioensayos previos): 0, 0,25, 0,5, 1, 2, 4 y 8 mg/l.
Cada 24 horas, la hembra y los dos machos fueron removidos a otro de los
discos tratados, bien de la misma placa o de la segunda si ya se habían utilizado todos
los de la placa inicial. Este procedimiento se siguió hasta que todas las hembras de
que constaba el bioensayo habían muerto.
Se utilizaron 20 repeticiones por cada concentración ensayada y el control.
Cada día, tras cambiar los adultos de disco, se contabilizaron:
Nº de individuos muertos
3 MATERIALES Y MÉTODOS
46
Nº de huevos puestos por hembra
En el máximo de oviposición (al cuarto día del bioensayo), se mantuvieron
huevos sobre los discos, para permitir su evolución. El nº de huevos monitorizados
para cada concentración se recoge en la Tabla 3.6. Para estos huevos, se anotó de
forma diaria:
Mortalidad
Nº de individuos que alcanzaban el estado adulto
Tabla 3.6. Número de huevos procedentes de hembras de Tetranychus urticae tratadas con diferentes cocentraciones de flufenoxurón, utilizados para evaluar la mortalidad de los estados y estadios inmaduros y la duración del desarrollo.
Concentración (mg/l) 0 0,25 0,5 1 2 4 8
Nº de huevos 66 109 91 92 80 88 91
Azadiractina
Para determinar el efecto de la azadiractina sobre los parámetros de la tabla de
vida de T. urticae, se colocaron 8 discos de hoja de judía en una placa Petri y en cada
disco una hembra adulta de menos de un día de edad junto con dos machos adultos,
constituyendo así la unidad experimental.
La concentración empleada, escogida tras bioensayos previos, fue de 80 mg/l.
Se incluyó un control tratado sólo con agua destilada. Se hicieron 13 repeticiones del
control y del tratamiento.
Los adultos fueron mantenidos en el mismo disco de hoja durante todo el
bioensayo y las hembras que morían por efecto del manejo fueron eliminadas del
análisis de datos. La toma de datos se realizó a diario, hasta la muerte de todas las
hembras, anotando:
Nº de individuos muertos cada día
Nº de huevos puestos por hembra (los huevos eran destruidos tras el
conteo)
En el momento de máxima oviposición (al cuarto día del bioensayo), se
recogieron 100 huevos del tratamiento y del control, y se dispusieron, de forma
3 MATERIALES Y MÉTODOS
47
individualizada, en discos de hoja de judía tratados en las mismas condiciones y el
mismo día que las hembras. Se dejaron evolucionar, anotándose cada día:
Mortalidad
Nº de individuos que alcanzaban el estado adulto
3.1.8 Evaluación de la compatibilidad del flufenoxurón y de la azadiractina
con Beauveria bassiana
Previamente a la realización del bioensayo, se determinó la viabilidad de las
esporas de B. bassiana contenidas en el producto comercial Naturalis-L®. Para ello,
se realizó una suspensión del producto en agua destilada estéril resultando una
dilución final de 10-7. Posteriormente, 0,3 ml de esta suspensión se pipetearon sobre
una placa Petri con el medio de cultivo agar dextrosa patata (PDA). Se realizaron 20
repeticiones. Las placas se mantuvieron a 27 ºC durante 5 días y se contó el número
de unidades formadoras de colonias (CFU) de cada placa. Los resultados indicaron
que el número de conidias viables fue de 4,1 x 108 ± 8,7 x 107 conidias/ml de Naturalis-
L® (17,8 % de viabilidad).
Además, se determinó la influencia del flufenoxurón y de la azadiractina sobre
el crecimiento micelial de B. bassiana. Para ello, se utilizaron, como inóculo, las
esporas obtenidas a partir de cultivos de B. bassiana de 7 días, crecidas sobre medio
PDA. Para realizar el bioensayo se utilizaron placas Petri, de 90 mm de diámetro, a
las que se añadió 25 ml de medio de cultivo. Se emplearon tres tipos de placas, que
correspondían a los tres tratamientos utilizados:
1.- Medio de cultivo PDA (control)
2.- PDA + flufenoxurón a una concentración de 0,55 mg/l
3.- PDA + azadiractina a una concentración de 78,07 mg/l
Las concentraciones elegidas corresponden a la LC40 obtenida para larvas
(Moreno, 2004). Ambos productos se añadieron al medio PDA una vez enfriado hasta
45 ºC, tras el autoclavado. Las placas fueron sembradas introduciendo, en el centro
de la placa Petri, una aguja enmangada, previamente esterilizada conteniendo el
inóculo. Se hicieron 10 repeticiones por cada tratamiento. Las placas se incubaron a
3 MATERIALES Y MÉTODOS
48
27 ºC y se midió el crecimiento micelial radial a los 5 y a los 10 días. Con esos datos,
se calculó el porcentaje de inhibición del crecimiento del micelio respecto al control.
Para valorar las interacciones entre B. bassiana y ambos productos químicos,
se llevó a cabo una serie de bioensayos utilizando larvas de T. urticae de menos de
un día de edad. Como se indica en la Tabla 3.7, se realizaron seis tratamientos: 1) B.
bassiana; 2) flufenoxurón; 3) azadiractina; 4) B. bassiana + flufenoxurón; 5) B.
bassiana + azadiractina; y 6) agua destilada como control. Se hicieron 7 repeticiones
de cada tratamiento, constando cada una de 10 individuos colocados sobre un disco
de hoja de judía situado en el interior de una placa Petri con tres capas de papel filtro
humedecidas en su base.
Las concentraciones empleadas fueron la LC20, a los 7 días del tratamiento, de
B. bassiana sobre larvas (Sáenz de Cabezón et al., 2003), y la LC40 de flufenoxurón y
azadiractina, también sobre larvas (Moreno, 2004).
Tabla 3.7. Tratamiento y concentraciones empleados para evaluar la compatibilidad entre flufenoxurón y azadiractina con Beauveria bassiana sobre larvas de Tetranychus urticae.
Tratamiento Concentración
1 Beauveria bassiana 855 conidias viables/ml
2 Flufenoxurón 0,55 mg/l
3 Azadiractina 78,07 mg/l
4 Beauveria bassiana 855 conidias viables/ml
Flufenoxurón 0,55 mg/l
5 Beauveria bassiana 855 conidias viables/ml
Azadiractina 78,07 mg/l
6 Agua destilada (control) ----
Se anotó el número de individuos muertos a los 4 días después de los
tratamientos 1, 3, 5 y 6, ya que la LC40 para azadiractina correspondía con el cuarto
día del bioensayo. En el caso del flufenoxurón, se anotó el número de individuos
muertos a los 7 días de los tratamientos 1, 2, 4 y 6, ya que la LC40 calculada para este
compuesto correspondía al séptimo día.
3 MATERIALES Y MÉTODOS
49
3.2 Evaluación de diferentes parámetros biológicos de Panonychus
ulmi
3.2.1 Origen de los individuos
Los bioensayos con P. ulmi se prolongaron durante 5 años, de 2003 a 2007. En
cada año, fue necesario realizar una prospección previa en plantaciones de manzano
próximas a la ciudad de Logroño con el fin de disponer de abundante población del
ácaro. La ubicación precisa de las parcelas de las que se tomaron los individuos se
indica en la Tabla 3.8.
Tabla 3.8. Localización de los lugares de recolección de individuos de Panonychus ulmi.
Localidad Altitud (m) Coordenadas UTM Coordenadas geográficas
Albelda de Iregua 510 X = 542.587
Y = 4.690.512
Lat. 42º 21´ 53,86´´ N
Long. 2º 28´ 58,19´´ W
Alberite 450 X = 546.580
Y = 4.695.626
Lat. 42º 24´ 38,83´´ N
Long. 2º 26´ 2,13´´ W
Año 2003. En el mes de junio se recogieron hojas de manzano de la plantación
comercial de Albelda de Iregua, con abundante población del ácaro en distintos
estados y estadio de desarrollo, manteniéndose en hojas frescas de manzano durante
todo el desarrollo del bioensayo. Con estos individuos se realizó el bioensayo:
Capacidad de incremento poblacional de Panonychus ulmi en función
del huésped.
Ese mismo año, y en la misma finca, pero al final de ciclo vegetativo,
concretamente el 14 de diciembre, se recogieron huevos de invierno recolectando
madera con abundante puesta. La fecha de la recogida de huevos vino determinada
por el momento en que se estimó que toda la puesta realizada por las hembras era de
huevos hibernantes. Con esos huevos se realizó el bioensayo:
Influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida de la diapausa
de huevos hibernantes de Panonychus ulmi. Año 2003.
3 MATERIALES Y MÉTODOS
50
Año 2004. Se procedió de forma similar a la descrita durante el año 2003 para la
obtención de huevos de invierno, salvo en lo relativo a la procedencia del ácaro, ya
que, ante la disminución de la población en la parcela de Albelda de Iregua, se recurrió
a la parcela de Alberite, siendo el momento de la recolección el 1 de noviembre. Con
estos huevos se realizaron los siguientes bioensayos:
Influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida de la diapausa
de huevos hibernantes de Panonychus ulmi. Año 2004.
Predicción de la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi.
Año 2005.
Año 2005. Se obtuvieron huevos de invierno siguiendo el mismo criterio y en la misma
localización que el año 2004, recogiendo los huevos el 21 de noviembre. El bioensayo
realizado fue:
Influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida de la diapausa
de huevos hibernantes de Panonychus ulmi. Año 2005.
Año 2006. La obtención de huevos de invierno se realizó siguiendo el mismo criterio
y en la misma localización del año 2004, recogiendo los huevos el 21 de noviembre.
Con esos huevos se realizó el siguiente bioensayo:
Predicción de la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi.
Año 2007.
3.2.2 Evaluación de la capacidad de incremento poblacional en función
del huésped
Sincronización de cohortes
Para el bioensayo sobre la capacidad de incremento poblacional en función del
huésped se utilizaron hembras de menos de un día de edad de P. ulmi. Para obtener
cohortes de individuos de esa edad, con un pincel de pelo de camello se colocaron
hembras, procedentes de la cría masiva, sobre hojas de manzano que no habían
recibido ningún tipo de tratamiento, mantenidas sobre papel filtro húmedo en una
3 MATERIALES Y MÉTODOS
51
placa Petri de cristal, de 15 cm de diámetro. A estas hembras se les permitió la puesta
de huevos durante 12 horas, al cabo de las cuales fueron retiradas.
Los huevos puestos fueron mantenidos en evolucionarios hasta alcanzar el
estado adulto. Horas antes al inicio de los bioensayos, se eliminaron las hembras que
ya habían emergido de las teliocrisálidas para asegurar que todas las hembras adultas
obtenidas posteriormente tuvieran menos de un día de edad.
Condiciones ambientales
Los ácaros se mantuvieron en cámara de crecimiento a 24 ± 1 ºC, 70 ± 10 %
de humedad relativa y fotoperiodo de 16:8 (L:O), tanto durante el proceso de
sincronización de cohortes, como durante los bioensayos realizados. No obstante, la
humedad en el interior de los recintos fue superior al tratarse de placas Petri con
papeles de filtro humedecidos en su base.
Desarrollo del bioensayo
El comportamiento de la población de P. ulmi se valoró sobre 12 especies
leñosas (Tabla 3.9), para cada una de las cuales se procedió como se indica a
continuación.
En el interior de placas Petri de plástico de 9 cm de diámetro, con papel
humedecido en su base, se depositaron 8 discos de hoja, de 2 cm de diámetro, de la
especie a valorar. En la tapa de la placa se practicaron dos orificios de 7 mm de
diámetro, para evitar la condensación de la humedad. Sobre cada disco se colocó una
hembra junto con dos machos. Se realizaron cinco repeticiones por cada especie
estudiada.
Los adultos se mantuvieron en el mismo disco de hoja durante todo el
bioensayo. Las hembras que morían por efecto del manejo, eran eliminadas del
análisis estadístico. La toma de datos se realizó a diario, anotando:
Nº de hembras muertas
Nº de huevos puestos por hembra (los huevos eran destruidos cada día
tras el conteo)
3 MATERIALES Y MÉTODOS
52
Tabla 3.9. Plantas huésped empleadas en los bioensayos sobre la capacidad de incremento poblacional de Panonychus ulmi.
Nombre científico Nombre vulgar Familia Origen
Prunus amygdalus Batsch Almendro Rosaceae Huerto familiar en Hormilleja*
Prunus avium L. Cerezo Rosaceae Huerto familiar en Hormilleja*
Chaenomeles speciosa (Sweet) Nat. Chaenomeles Rosaceae Vivero comercial
Malus domestica Borhk var. Starking
Manzano Rosaceae Vivero comercial
Prunus persica (L.) Batsch. Melocotonero Rosaceae Huerto familiar en Hormilleja*
Pyrus communis L. Peral Rosaceae Huerto familiar en Hormilleja
Rosa sp. L. Rosal Rosaceae Jardines del CCT**
Prunus domestica L. var. Golden Japan
Ciruelo Rosaceae Vivero comercial
Prunus armeniaca L. Albaricoquero Rosaceae Huerto familiar en Hormilleja*
Rubus idaeus L Frambueso Rosaceae Vivero comercial
Vitis vinifera L. var. Tempranillo
Vid Vitaceae Estaquillas forzadas***
Viburnum tinus L. Viburno Caprifoliaceae Vivero comercial
* Localidad situada en La Rioja a 30 km al oeste de Logroño ** CCT: Centro Científico Tecnológico ubicado en el Campus de la Universidad de La Rioja *** Obtendidas de una plantación comercial de Badarán, Localidad situada en La Rioja a 35 km al oeste de Logroño
Para determinar la mortalidad y la duración del desarrollo de los estados
inmaduros de P. ulmi, se seleccionaron aquellas especies huésped de las que se
dispuso de suficientes huevos como para completar el bioensayo. Estas especies
fueron almendro, cerezo, chaenomeles, manzano, melocotonero, peral y rosal. Para
cada una de ellas, en el interior de una placa Petri con papel de filtro humedecido en
su base, se colocaron 8 discos de hoja, como se ha indicado en el apartado anterior.
Sobre cada disco se colocó un huevo de menos de un día de edad procedente de las
hembras mantenidas sobre la misma especie. Se realizaron cinco repeticiones por
cada planta.
La toma de datos se realizó a diario, anotando:
3 MATERIALES Y MÉTODOS
53
Mortalidad
Nº de individuos que alcanzaban el estado adulto
3.2.3 Influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida de la
diapausa de huevos hibernantes de Panonychus ulmi
Tal como se ha señalado anteriormente, se recogieron fragmentos de madera
de manzano con huevos hibernantes de P. ulmi. En el presente bioensayo, la unidad
experimental consistió en porciones de corteza procedentes de dicha madera que
contenían grupos de 30 a 100 huevos (Figura 3.1), fijadas con pegamento “Pritt roller”
a un disco de papel de filtro colocado en el interior de una placa Petri de plástico, de
9 cm de diámetro. Para evitar el escape de las larvas recién emergidas, las porciones
se rodearon de una banda de material adhesivo, bien el mismo “Pritt roller”, bien
vaselina (Figura 3.2).
Figura 3.1. Detalle de corteza de manzano con huevos hibernantes de Panonychus ulmi.
3 MATERIALES Y MÉTODOS
54
Figura 3.2. Porciones de corteza de manzano con huevos hibernantes de Panonychus ulmi en el interior de una placa Petri con banda de material adhesivo.
El conjunto de unidades experimentales fue dividido en cuatro grupos y cada
grupo sometido a una temperatura distinta durante un número variable de días y en
oscuridad total, como se recoge en la Tabla 3.10. Pasados los días marcados para
cada tratamiento, los huevos se dividieron en dos lotes. Un primer lote se colocó en
una cámara de eclosión a 20 ºC (excepto en el año 2003, en el que la temperatura fue
de 24 ºC) y fotoperiodo de día largo (16:8 L:O); y un segundo lote, a la misma
temperatura, pero con fotoperiodo de día corto (8:16 L:O).
Se eliminó la parte del bioensayo del año 2003 correspondiente a fotoperiodo
de día corto (8:16 L:O) y mantenidos durante 30 días en frío, al presentarse problemas
en la cámara de eclosión y no poder asegurar el fotoperiodo prefijado. Se eliminó, así
mismo, el del año 2004 correspondiente a 100 días mantenidos a 2 ºC, por problemas
en la cámara de eclosión al final del ensayo.
Cada 10 días, se realizó un conteo de huevos eclosionados mediante la
observación de las larvas emergidas. El conteo de cada lote finalizó cuando, tras dos
observaciones consecutivas (20 días), no se observaron nuevas eclosiones.
Para cada combinación de temperatura, tiempo y fotoperiodo, se emplearon 3
o 4 repeticiones, según la cantidad de huevos disponible.
3 MATERIALES Y MÉTODOS
55
Tabla 3.10. Condiciones ambientales utilizadas en los bioensayos de evaluación de la influencia de la temperatura y el fotoperiodo en la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus ulmi, antes de su paso a las cámaras de eclosión.
Año del bioensayo
Tª ensayada (ºC)
Días mantenidos a la Tª ensayada
Fotoperiodo (L:O) Inicio del bioensayo
2003 0, 2, 4, 6 30, 50, 70, 90, 110 0:24 15-12-2003
2004 0, 2, 4, 8 10, 20, 40, 60, 80, 100 0:24 01-11-2004
2005 0, 2, 4, 8 10, 20, 40, 60, 80, 100 0:24 22-11-2005
3.2.4 Predicción de la eclosión de huevos diapausantes de Panonychus
ulmi
Determinación de la fecha de inicio de la postdiapausa
El bioensayo se realizó durante los años 2005 y 2007. Los fragmentos de
madera portadores de huevos de invierno se recogieron del campo en 2004, para el
bioensayo realizado en 2005, y en 2006, para el realizado en 2007. Una vez recogidos,
se colocaron a la intemperie para conseguir que las condiciones de temperatura y
fotoperiodo fueran similares a las de campo.
Cada 3-4 días, a partir del 8 de enero para el bioensayo del año 2005 y a partir
del 17 de enero para el del año 2007, se llevaron fragmentos de madera al laboratorio
y se tomaron pequeñas porciones de corteza con huevos (más de 50), procediendo
como se ha indicado en el Apartado 3.2.3. Las placas se trasladaron a una cámara de
eclosión, a 20 ºC, con fotoperiodo de día largo (16:8 L:O) y humedad relativa de 60-
70 %.
Cada 3-4 días se realizaron los conteos de huevos eclosionados observando
las larvas emergidas. El conteo de cada grupo de huevos finalizó después de 60 días
una vez colocados a 20 ºC, ya que se consideró que los huevos que no habían
eclosionado entonces o bien ya no lo harían o no habrían superado la diapausa. Para
cada fecha se emplearon 2 repeticiones. Se consideró que la diapausa había
terminado cuando se producía la eclosión del 50 % de los huevos en un periodo de
20 días (Koveos y Broufas, 1999).
3 MATERIALES Y MÉTODOS
56
Determinación del Umbral mínimo de Desarrollo (UmD) y de los Grados-Día (DD)
para completar la postdiapausa
Se llevaron a cabo dos bioensayos, durante los años 2005 y 2007. Ambos
bioensayos debían comenzar en el inicio de la postdiapausa, pero el dato concreto se
desconocía en el momento de realizar el bioensayo. No obstante, se estimó que se
producía a lo largo de febrero, por lo que se realizaron numerosas pruebas
distanciadas 2-3 días entre sí, comenzando el 18 de enero y finalizando el 28 de
febrero para el bioensayo del año 2005, y del 17 de enero al 19 de abril para el
bioensayo del año 2007.
Para cada una de las pruebas, se tomaron pequeñas porciones de corteza
procedentes de los fragmentos de madera de manzano, con un nº medio de 50
huevos, y se procedió como se ha indicado en el Apartado 3.2.3.
Los huevos se colocaron en varias cámaras de eclosión a una serie de
temperaturas constantes (4, 9, 14 y 19 ºC), en oscuridad total y humedad relativa del
60-70 %. Para cada fecha se utilizaron 2 repeticiones.
Cada 2-3 días se realizaba el conteo de huevos eclosionados observando las
larvas emergidas, calculándose así el porcentaje de eclosión a cada temperatura. Si
bien el seguimiento se realizó en todos los casos, a efectos de cálculo, únicamente se
consideraron los datos obtenidos a partir de la fecha resultante en el bioensayo
anterior (“Determinación de la fecha de inicio de la postdiapausa”). Esos datos se
usaron para estimar el número medio de días necesarios para la eclosión de huevos
que habían finalizado la diapausa para cada temperatura, representado su valor
inverso (1/t) la tasa de desarrollo embrionario en postdiapausa.
El Umbral mínimo de Desarrollo (UmD) una vez ha superada la diapausa, es
decir, la temperatura a partir de la cual el embrión es capaz de desarrollarse, se estimó
por el método de intercepción con el eje x (Broufas y Koveos, 2000), que asume que,
en el rango de temperaturas ensayadas, la relación entre la tasa de desarrollo en
postdiapausa (1/t) y la temperatura es lineal. A partir de esta regresión lineal se
determinó el valor del punto de corte con el eje x, por debajo del cual no se produce
desarrollo en postdiapausa, considerando ese punto como el UmD para el desarrollo
de la postdiapausa.
3 MATERIALES Y MÉTODOS
57
La inversa de la pendiente de la recta de regresión representa la integral
térmica, es decir, el número de Grados-Día (DD) necesarios para completar el
desarrollo en postdiapausa y, por lo tanto, para la eclosión. La acumulación de DD se
lleva a cabo sumando las diferencias diarias entre la temperatura media diaria y el
UmD.
3 MATERIALES Y MÉTODOS
58
3.3 Métodos estadísticos para el análisis de los resultados
3.3.1 Comparación de medias
Las comparaciones entre medias realizadas en el presente trabajo se llevaron
a cabo utilizando el test F de análisis de la varianza (ANOVA), seguido del test de
comparaciones múltiples LSD (Least Significant Difference) (Milliken y Johnson,
1984). Para realizar ambos test se empleó el programa informático SPSS 10.0.
(SPSS, 1999). El nivel de significación considerado en todos los casos fue del 95 %
( = 0,05).
3.3.2 Corrección de la mortalidad
Los datos de mortalidad se corrigieron en función de la mortalidad obtenida en
el control usando la fórmula de Abbott (Abbott, 1925):
Mortalidad corregida Abbot = [(Y – X) / (100 – X)] x 100
donde:
X = mortalidad en el control
Y = mortalidad con el acaricida
3.3.3 Análisis de regresión ponderada Probit
Se caracterizó la actividad acaricida determinando la relación entre los
porcentajes de mortalidad y las concentraciones que los provocaban, con especial
atención a las que causaban un 10, un 50 y un 90 % de mortalidad de la población
tratada, es decir, a las concentraciones letales 10, 50 y 90, respectivamente (LC10,
LC50 y LC90). Para ello, se recurrió al análisis PROBIT propuesto por Finney (1971),
que proporciona, además las rectas de regresión ponderada Probit, datos en cuanto
a la calidad del ajuste a las mismas y la posibilidad de comparar varias rectas
determinando si son la misma o no, si son paralelas o no y, en este último caso,
pudiendo calcular las potencias relativas.
En este análisis se relacionan los logaritmos decimales de las concentraciones
con los valores de la mortalidad transformados de acuerdo a una fórmula compleja en
3 MATERIALES Y MÉTODOS
59
los llamados valores de mortalidad Probit. Establecer esta relación permite ajustar la
relación entre ambas variables a una regresión lineal:
y = a + bx
siendo :
y = mortalidad Probit
x = logaritmo de la concentración
No obstante, esta regresión tiene una serie de características que es necesario
tener en cuenta. Así, no todos los puntos tienen la misma significación, de forma que
cuanto más se aleja de 5 el valor de la ordenada, más disminuye dicha significación,
considerándose que fuera del rango de valores entre Probit 2,5 y 7,5 los puntos tienen
muy poco peso en los análisis.
Para realizar los cálculos se recurrió al programa informático Polo PC (Russell
et al., 1977). Este programa calcula:
La pendiente de la recta de regresión ponderada Probit (b) y su ordenada
en el origen (a)
Las concentraciones letales y, entre ellas, la LC10, la LC50 y la LC90.
Calcula, además, sus límites fiduciales con niveles de significación al 60,
95 y 99 %, usando en este trabajo el del 95 %, es decir, = 0,05
El programa permite, además, desarrollar comparaciones de varias rectas
respecto a su igualdad y paralelismo. Cuando las rectas no son paralelas, se pueden
realizar comparaciones puntuales utilizando el criterio de solapamiento de los límites
fiduciales a cierto nivel de significación. Cuando las rectas resultan ser paralelas, se
pueden calcular las potencias relativas (relación entre las mortalidades obtenidas para
una misma cocentración) y sus límites fiduciales, que serán constantes para todos los
niveles de respuesta. Estas potencias relativas permiten establecer, por ejemplo, el nº
de veces que un acaricida es más efectivo sobre un estado o estadio de ácaro que
sobre otro.
En la representación gráfica de los puntos observados en los experimentos, es
necesario, antes de realizar la transformación mediante tablas a mortalidad Probit,
descontar la mortalidad natural en los controles de la que tiene lugar en las demás
3 MATERIALES Y MÉTODOS
60
concentraciones. Esta transformación la realiza el propio programa utilizando la
fórmula Abbott (3.3.2).
3.3.4 Tabla de vida y parámetros poblacionales
En el presente trabajo se evaluó el potencial de incremento de las poblaciones
de Tetranychus urticae con concentraciones subletales de flufenoxurón y azadiractina
(Apartado 3.1.7) y el de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped (Apartado
3.2.2).
La ratio sexual fue elegida de acuerdo con Helle y Pijnacker (1985), quienes
indican que 1 macho por cada 3 hembras está considerado como algo normal en
ambas especies.
El periodo de preoviposición o prerreproductivo se calculó considerando la
duración global de los estados inmaduros hasta alcanzar el estado adulto; la
supervivencia prerreproductiva, como el nº de individuos que alcanzan el estado
adulto, y las matrices de nacimiento, a partir de la puesta diaria de cada hembra.
Para obtener los parámetros de la tabla de vida, se utilizó el programa rm 2.0
(Taberner et al., 1993) con los datos anteriores calculados previamente. El análisis de
datos fue llevado a cabo utilizando la técnica Bootstrap, realizando 1000 repeticiones,
tal como sugieren Meyer et al. (1986).
Para la consideración de la existencia de diferencias significativas de la tasa
intrínseca de crecimiento, se empleó el criterio de no solapamiento de sus intervalos
de confianza al 95 %.
Los parámetros calculados a partir del análisis de la tabla de vida fueron los
siguientes:
Tasa intrínseca de crecimiento ( ). Tasa de incremento por individuo bajo
condiciones físicas específicas, en un ambiente ilimitado donde los efectos
del incremento de la densidad no son considerados. Esta es la constante
en la ecuación diferencial para el incremento de una población en un
ambiente ilimitado:
dNdt r t
3 MATERIALES Y MÉTODOS
61
siendo la forma integrada
N N e
donde:
N0 = número de individuos a tiempo igual a 0
Nt = número de individuos a tiempo igual a t
rm = tasa intrínseca de crecimiento
t = tiempo
Si rm > 0 la población aumenta
Si rm< 0 la población disminuye, tendiendo a desaparecer
Tasa finita de incremento (). Número de veces que una población, con una
distribución de edades estable, se multiplica en la unidad de tiempo (Birch,
1948). Se calcula como:
e
Tasa de reproducción neta (R0). Número de veces que una población se
multiplica en una generación (Laughlin, 1965). Se obtiene a partir de la
siguiente expresión:
R l m
donde:
lx = proporción de individuos vivos a la edad x (días)
mx= número medio de hembras producidas en la unidad de tiempo (días)
por una hembra de la edad x (días)
Si R0 > 1 la población aumenta
Si R0 < 1 la población disminuye, tendiendo a desaparecer
Duración media de una generación (T). Tiempo que transcurre desde que
una generación nace hasta el momento medio de nacimiento de toda su
progenie (Sánchez Ramos, 2000). Se obtiene como:
3 MATERIALES Y MÉTODOS
62
T lnRr
Tiempo de duplicación de la población (DT). Es el tiempo necesario para que
una población duplique su número de individuos. Se calcula:
DT ln2 r
Valores de DT negativos indican el tiempo necesario para que la población
quede reducida a la mitad.
3.3.5 Compatibilidad de acaricidas con Beauveria bassiana
Inicialmente, se corrigió el porcentaje de mortalidad respecto al control
mediante la fórmula de Abbott (Apartado 3.3.2).
Para valorar la interacción entre B. bassiana y los acaricidas químicos
flufenoxurón y azadiractina, se siguió la metodología indicada por Koppenhöfer y Fuzy
(2008) y Morales Rodríguez y Peck (2009), que se indica a continuación.
La interacción a nivel de sinergismo, antagonismo o aditividad se determinó
usando un test 2 con los datos corregidos respecto al control.
La mortalidad proporcional aditiva esperada (ME) para cada combinación viene
dada por la fórmula siguiente:
ME = MB + MI (1 – MB / 100)
donde:
ME = Mortalidad aditiva esperada para la combinación
MB = Mortalidad causada por B. bassiana
MI = Mortalidad causada por el acaricida solo
Para realizar el test 2 se procedió:
2 observado = (MBI – ME) 2 / ME
siendo:
ME = Mortalidad aditiva esperada para la combinación
MBI = Mortalidad observada en la combinación
3 MATERIALES Y MÉTODOS
63
A continuación se comparó este valor con el de tabla de 2 (2 teórico) para 1
grado de libertad y α = 0,05
H0 se formuló como “hay efecto aditivo de los dos agentes”, así:
Si 2 observado < 2 teórico: hay efecto aditivo
Si 2 observado > 2 teórico: no hay efecto aditivo, por lo que hay algún
tipo de interacción; para valorar el efecto antagónico o sinérgico se utilizó
el criterio siguiente:
o Si (MBI - ME) > 0 la interacción es de sinergismo
o Si (MBI - ME) < 0 la interacción es de antagonismo
3.3.6 Influencia de la temperatura y el fotoperiodo en la eclosión de
huevos diapausantes de Panonychus ulmi.
Se utilizó el parámetro T50% (número de días requeridos hasta la eclosión del
50 % del total de huevos diapausantes eclosionados) como medida del progreso del
desarrollo de la diapausa (Koveos y Broufas, 1999).
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
65
4 Efectos del flufenoxurón y de la azadiractina sobre
Tetranychus urticae
4.1 Resultados
4.1.1 Caracterización de la actividad acaricida mediante análisis Probit
FLUFENOXURÓN
En la Tabla 4.1 se muestran los parámetros de las rectas de regresión
ponderada Probit obtenidas al tratar huevos, protoninfas, deutoninfas y adultos de T.
urticae con flufenoxurón. Estas rectas se representan gráficamente en la Figura 4.1.
Los ajustes se obtuvieron al 3er día del tratamiento para adultos, al 5º para deutoninfas
y al 6º para huevos y protoninfas. Los ajustes registraron valores adecuados de χ2 y
de g al 95 % de significación.
Los valores obtenidos para la LC50 indican que el flufenoxurón es eficaz frente
a los distintos estados y estadios de desarrollo ensayados, siendo necesarias
concentraciones inferiores cuanto menos avanzado es el estado activo.
Tabla 4.1. Parámetros de las rectas de regresión ponderada Probit para distintos estados y estadios de Tetranychus urticae tratados con flufenoxurón.
Estado/
estadio
Pendiente
b ± e.t.
Ordenada en el origen
a ± e.t. 2
g
(95 %)
LC50 (mg/l)
(límites fiduciales al 95 %)
LC90 (mg/l)
(límites fiduciales
al 95 %)
Huevo 0,982 ± 0,194 4,066 ± 1,720 1,799 0,15 8,941
(5,666 – 16,994)
180,548
(62,500 – 1.822,601)
Protoninfa 1,163 ± 0,208 5,351 ± 1,591 1,490 0,12 0,499
(0,188 – 0,932)
6,302
(3,359 – 16,965)
Deutoninfa 0,781 ± 0,209 4,39 ± 0,237 2,773 0,28 5,978
(1,938 – 15,650)
260,947
(62,782 – 16.259,430)
Adulto 0,663 ± 0,188 4,25 ± 0,352 2,546 0,31 13,936
(1,592 – 43,234)
1.191,444
(265,624 – 97.935,658)
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
66
Figura 4.1. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con flufenoxurón sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae. (Iconos: valores observados; líneas: rectas ajustadas).
Al realizar la comparación de las rectas respecto a igualdad y paralelismo, se
acepta la hipótesis de paralelismo, pero no la de igualdad, quedando las rectas
forzadas al paralelismo tal como se representa en la Figura 4.2.
Figura 4.2. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con flufenoxurón sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae, forzadas al paralelismo.
Las rectas paralelas permiten comparar entre sí la efectividad del flufenoxurón
sobre todos los estados y estadios de desarrollo ensayados. Se puede indicar que, en
3
4
5
6
7
0,01 0,1 1 10 100 1000 10000 100000
Mo
rtal
idad
Pro
bit
Concentración (mg/l)
Huevo
Protoninfa
Deutoninfa
Adulto
Huevo
Protoninfa
Deutoninfa
Adulto
3
4
5
6
7
0,01 0,1 1 10 100 1000 10000 100000
Mo
rtal
idad
Pro
bit
Concentración (mg/l)
Huevo
Protoninfa
Deutoninfa
Adulto
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
67
las condiciones ensayadas, la etapa más sensible es la de protoninfa, unas 12 veces
más que la de deutoninfa, 18 que el estado de huevo y 28 que el estado adulto.
Por su parte, las potencias relativas entre huevo, deutoninfa y adulto arrojaron
valores sensiblemente menores a los proporcionados con protoninfas (1,5 entre
huevos y deutoninfas; 1,6 entre adultos y huevos; y 2,3 entre adultos y deutoninfas).
Al considerar la reducida potencia relativa entre huevo, deutoninfa y adulto se
realizó un test de paralelismo e igualdad entre sus rectas, dando como resultado que
las tres rectas, además de paralelas, son iguales. Se obtuvo así una nueva recta
común con una pendiente de 0,77 ± 0,09 y una ordenada en el origen en 4,21 ± 0,09,
con un valor para LC50 de 10,48 mg/l y límites fiduciales (al 95 %) iguales a 7,4 mg/l y
15,8 mg/l. La potencia relativa obtenida entre esta nueva recta y la del estadio de
protoninfa indica que el flufenoxurón es 21 veces más efectiva con protoninfas que
con es resto de los estados y estadios ensayados.
AZADIRACTINA
Los parámetros de las rectas de regresión ponderada Probit para huevos,
protoninfas, deutoninfas y adultos de T. urticae tratados con azadiractina están
incluidos en la Tabla 4.2. Dichas rectas quedan representadas gráficamente en la
Figura 4.3.
Los ajustes fueron obtenidos al 6º día tras el tratamiento para huevos y al 2º
para protoninfas, deutoninfas y adultos; en esos momentos se registraron valores
suficientemente reducidos de χ2 y de g, al 95 % de significación.
Para los valores obtenidos de LC50 se aprecian los dos grupos: uno formado
por los estadios ninfales (82,072 mg/l para protoninfas y 100,689 mg/l para
deutoninfas); y otro, con valores sensiblemente mayores, formado por los estados de
huevo (333,039 mg/l) y de adulto (235,676 mg/l). Estos valores indican que la
azadiractina es efectiva frente a los distintos estados de desarrollo ensayados, siendo
mayor esa efectividad en los estadios ninfales.
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
68
Tabla 4.2. Parámetros de las rectas de regresión ponderada Probit para distintos estados y estadios de Tetranychus urticae tratados con azadiractina.
Estado/
estadio
Pendiente
b ± e.t.
Ordenada en el origen
a ± e.t. 2
g
(95 %)
LC50 (mg/l)
(límites fiduciales al 95 %)
LC90 (mg/l)
(límites fiduciales al 95 %)
Huevo 1,785 ± 0,336 0,497 ± 0,813 2,829 0,14 333,039
(250,733 – 482,662)
1.739,602
(975,871 – 5.721,201)
Protoninfa 1,738 ± 0,345 1,672 ± 0,741 1,089 0,15 82,072
(46,442 – 124,785)
448,159
(268,215 – 1.180,256)
Deutoninfa 2,610 ± 0,673 -0,228 ± 1,460 2,994 0,26 100,689
(60,625 – 131,091)
311,815
(221,790 – 747,047)
Adulto 2,444 ± 0,411 -0,798 ± 1,022 2,933 0,11 235,676
(175,194 – 301,049)
788,323
(567,390 – 1.396,550)
Figura 4.3. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con azadiractina sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae. (Iconos: valores observados; líneas: rectas ajustadas).
El test de igualdad y paralelismo llevado a cabo entre las cuatro rectas
obtenidas no permitió aceptar la hipótesis de igualdad, pero sí la de paralelismo. Así,
las rectas forzadas al paralelismo están representadas en la Figura 4.4.
3
4
5
6
7
1 10 100 1000
Mo
rtal
idad
Pro
bit
Concentración (mg/l)
Huevo
Protoninfa
Deutoninfa
Adulto
Huevo
Protoninfa
Deutoninfa
Adulto
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
69
Figura 4.4. Rectas de regresión ponderada Probit obtenidas para los tratamientos con azadiractina sobre diferentes estados y estadios de Tetranychus urticae, forzadas al paralelismo.
Tras obtener las potencias relativas entre los distintos estados y estadios de
desarrollo ensayados, resultó ser, en las condiciones de este ensayo, más sensible el
estadio de protoninfa, teniendo el de deutoninfa una sensibilidad similar (potencia
relativa respecto a protoninfa de 1,2), y estando un poco más alejados los estados de
adulto y huevo (con potencias relativas respecto a protoninfa de 3 y 4,
respectivamente).
Cuando se compararon las rectas por parejas, el resultado arrojado fue de
igualdad entre protoninfas y deutoninfas, por una parte, y entre huevos y adultos, por
otra.
La nueva recta obtenida para protoninfas y deutoninfas tuvo los siguientes
parámetros: pendiente de 2,39 ± 0,29 y ordenada en el origen en 1,98 ± 0,60. Esta
recta proporciona una LC50 de 94,98 mg/l y límites fiduciales (al 95 %) entre 69,5 mg/l
y 127,1 mg/l.
Por su parte, los parámetros correspondientes a la recta para huevos y adultos
fueron: pendiente de 2,10 ± 0,23 y ordenada en el origen en 0,16 ± 0,56, teniendo la
LC50 un valor de 176,10 mg/l, con límites fiduciales (al 95 %) entre 226,2 mg/l y 347,3
mg/l. Las potencias relativas obtenidas con las nuevas rectas indican que protoninfas
y deutoninfas son 1,9 veces más sensibles a azadiractina que los estados de huevo y
de adulto.
3
4
5
6
7
0,01 0,1 1 10 100 1000 10000 100000
Mo
rtal
idad
Pro
bit
Concentración (mg/l)
Huevo
Protoninfa
Deutoninfa
Adulto
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
70
4.1.2 Influencia de la edad del huevo sobre la eficacia de los acaricidas
Se realizaron ensayos con flufenoxurón y azadiractina sobre huevos del ácaro
de diferentes edades, con el objeto de determinar la influencia de la edad de los
mismos sobre la eficacia de los acaricidas. Las concentraciones empleadas fueron la
LC80 y la LC50 obtenidas para el flufenoxurón y la azadiractina sobre huevos de menos
de un día de edad, respectivamente. Los resultados obtenidos se muestran en la
Figura 4.5.
Figura 4.5. Mortalidad corregida Abbott de huevos de diferentes edades de Tetranychus urticae tratados con flufenoxurón (LC80 = 64,9 mg/l) y azadiractina (LC50 = 333 mg/l).
Letras diferentes en la misma línea indican diferencias significativas (α = 0,05) (ANOVA y LSD)
La actividad ovicida de la azadiractina no es dependiente de la edad del huevo,
ya que no aparecieron diferencias significativas entre las mortalidades obtenidas para
las edades ensayadas.
Por su parte, el flufenoxurón produjo una mortalidad significativamente mayor
en los huevos más jóvenes (de menos de dos días) que en los de mayor edad (entre
dos y tres días), aunque con diferencias muy reducidas.
0
20
40
60
80
100
0 ‐ 1 1 ‐ 2 2 ‐ 3
Mortalidad
(%)
Edad de los huevos (días)
FLUFENOXURÓN
AZADIRACTINA
a
a
a
b
a
a
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
71
4.1.3 Efecto de concentraciones subletales
4.1.3.1 Efecto sobre fecundidad, fertilidad y longevidad de adultos y
supervivencia de la progenie
FLUFENOXURÓN
En la Tabla 4.3 se recoge el efecto del flufenoxurón sobre diferentes parámetros
biológicos de las hembras adultas de T. urticae y sobre la supervivencia de su
progenie.
Tabla 4.3. Efecto del flufenoxurón sobre parámetros biológicos de hembras adultas de Tetranychus urticae y sobre la supervivencia de su progenie ( e.t.).
Concentración (mg/l)
Longevidad
(días)
Fecundidad
(huevos/hembra)
Fertilidad
(%)
Supervivencia de la progenie
(% adultos obtenidos)
0,00 4,06 0,33a 14,94 2,58a 93,00 3,64a 47,56 8,82a
0,25 3,77 0,42a 18,12 3,78a 93,00 3,56a 48,55 8,55a
0,50 3,75 0,29a 16,30 2,41a 89,10 3,92a 41,40 7,20a
1,00 3,47 0,33a 13,32 3,14a 96,40 1,85a 47,90 5,91a
2,00 3,15 0,20a 8,40 1,38a 84,00 4,27a 16,67 5,71b
4,00 3,34 0,27a 10,44 2,07a 72,00 6,50a 0,00 0,00c
8,00 3,70 1,53a 10,94 2,25a 12,00 4,58b 0,00 0,00c
Dentro de cada columna, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes. ( = 0,05) (ANOVA y LSD).
Con las concentraciones ensayadas no se apreciaron diferencias significativas
en la longevidad entre tratamientos ni con el control (Tabla 4.3).
Las concentraciones de flufenoxurón ensayadas no afectaron
significativamente a la fecundidad media de las hembras de T. urticae (Tabla 4.3). Sin
embargo, es probable que sí existan estas diferencias pero que hayan quedado
ocultas por la elevada variabilidad intrínseca que muestra este parámetro. En la Figura
4.6 se muestra la evolución diaria de la fecundidad para cada una de las
concentraciones ensayadas.
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
72
Figura 4.6. Evolución de la puesta de las hembras de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de flufenoxurón.
Respecto a la fertilidad, únicamente la concentración más elevada de
flufenoxurón (8 mg/l) produjo una disminución significativa de la misma (Tabla 4.3 y
Figura 4.7). Por su parte, la supervivencia de la progenie no se vio afectada a las
concentraciones más bajas, disminuyendo significativamente el porcentaje de ácaros
que alcanzaban el estado adulto a partir de 2 mg/l, y siendo nulo a partir de 4 mg/l
(Figura 4.8).
Figura 4.7. Efecto del flufenoxurón sobre la fertilidad de huevos puestos por hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae.
Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí ( = 0,05) (ANOVA y LSD).
0
1
2
3
4
5
6
7
1 2 3 4 5 6 7
Nª
de
hu
evo
s/h
emb
ra y
día
Días
0 mg/l
0,25 mg/l
0,5 mg/l
1 mg/l
2 mg/l
4 mg/l
8 mg/l
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 0'25 0'5 1 2 4 8
Fer
tilid
ad (
%)
Concentración (mg/l)
aaa
aa
a
b
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
73
Figura 4.8. Efecto del flufenoxurón sobre la supervivencia de la progenie de hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae.
Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí ( = 0,05) (ANOVA y LSD).
AZADIRACTINA
La respuesta provocada sobre hembras adultas de T. urticae por las diferentes
concentraciones subletales ensayadas de azadiractina queda recogida en la Tabla
4.4.
Tabla 4.4. Efecto de la azadiractina sobre parámetros biológicos de hembras adultas de Tetranychus urticae y sobre la supervivencia de su progenie ( e.t.).
Concentración (mg/l)
Longevidad
(días)
Fecundidad (huevos/hembra)
Fertilidad
(%)
Supervivencia de la progenie
(% adultos obtenidos)
0,00 9,93 0,86a 81,27 8,81a 97,14 1,03a 88,22 1,87a
4,00 11,47 1,15a 81,53 11,45ab 97,11 0,84a 89,90 1,67a
8,00 10,12 0,99a 71,12 8,61ab 94,56 1,62a 90,37 1,59a
16,00 9,24 0,94ab 59,59 9,26abc 89,54 2,71a 86,24 1,75a
32,00 9,33 0,89ab 53,07 9,60bc 95,71 1,25a 86,17 1,90a
64,00 7,25 0,87bc 37,69 7,84c 96,23 1,35a 73,25 5,01a
128,00 4,88 0,50c 8,06 3,07d 81,68 6,43a 56,86 12,59a
Dentro de cada columna, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes ( = 0,05) (ANOVA y LSD).
La longevidad de las hembras adultas tratadas mostró diferencias significativas,
respecto al control, cuando se emplearon las concentraciones más altas: 64 mg/l y
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 0'25 0'5 1 2 4 8
Su
per
vive
nci
a (%
)
Concentración (mg/l
a a
aa
b
c c
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
74
128 mg/l (Tabla 4.4). La Figura 4.9 muestra cómo evolucionó el porcentaje de
mortalidad de las hembras a lo largo del tiempo para las diferentes concentraciones.
En el caso de las más altas, el 100 % de mortalidad de hembras se alcanza antes
que en el resto.
Figura 4.9. Evolución de la mortalidad de las hembras adultas de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de azadiractina.
La azadiractina redujo la fecundidad media de las hembras de T. urticae. En el
control y a las concentraciones más bajas ensayadas, la oviposición estuvo en torno
a 80 huevos/hembra, descendiendo progresivamente a medida que aumentaba la
concentración (Tabla 4.4). Con respecto al control, las concentraciones superiores a
32 mg/l produjeron diferencias significativas, siendo muy importante la disminución de
la fecundidad cuando la concentración se eleva hasta los 128 mg/l, en cuyo caso, la
puesta queda reducida a unos 8 huevos/hembra.
La evolución de la oviposición diaria por hembra se muestra en Figura 4.10. En
ella se pone de manifiesto lo indicado anteriormente y la relación de la oviposición con
la longevidad de las hembras (para la concentración 128 mg/l la longevidad máxima
observada de las hembras ensayadas fue de 8 días). En general, para un mismo día
de observación, la oviposición es menor a medida que aumenta la concentración
aplicada.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20
% M
ort
alid
ad
Días
0 mg/l
4 mg/l
8 mg/l
16 mg/l
32 mg/l
64 mg/l
128 mg/l
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
75
Figura 4.10. Evolución de la puesta de las hembras de Tetranychus urticae tratadas con diferentes concentraciones de azadiractina.
Los datos de fertilidad y supervivencia de la progenie (porcentaje de larvas
emergidas que alcanzan el estado adulto) se indican en la Tabla 4.4, y en las Figuras
4.11 y 4.12.
La fertilidad de los huevos puestos por hembras tratadas no se vio afectada
significativamente (Tabla 4.4 y Figura 4.11). Por su parte, tampoco aparecen
diferencias significativas en la supervivencia de la progenie a las concentraciones más
elevadas (Tabla 4.4 y Figura 4.12). Sin embargo, la reducción observada a la
concentración más alta (128 mg/l) es bastante clara. Esto puede indicar que la elevada
variabilidad intragrupos obtenida en el ensayo podría ocultar diferencias significativas.
0
2
4
6
8
10
12
14
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19
Nº
hu
evo
s/h
emb
ra y
día
Días
0 mg/l
4 mg/l
8 mg/l
16 mg/l
32 mg/l
64 mg/l
128 mg/l
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
76
Figura 4.11. Efecto de la azadiractina sobre la fertilidad de huevos puestos por hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae.
Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí ( = 0,05) (ANOVA).
Figura 4.12. Efecto de la azadiractina sobre la supervivencia de la progenie de hembras adultas tratadas de Tetranychus urticae.
Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí ( = 0,05) (ANOVA).
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 4 8 16 32 64 128
Fer
tilid
ad (
%)
Concentración (mg/l
a a aa
a a
a
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 4 8 16 32 64 128
Su
per
vive
nci
a (%
)
Concentración (mg/l)
a a a a a
aa
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
77
4.1.3.2 Efecto sobre los parámetros de la tabla de vida
FLUFENOXURÓN
La tabla 4.5 muestra los parámetros de las tablas de vida obtenidos al tratar
adultos de T. urticae con diferentes concentraciones de flufenoxurón. No aparecen los
datos correspondientes a las concentraciones de 4 y 8 mg/l porque, en ambos casos,
la mortalidad de la progenie fue del 100 %.
Puede observarse cómo los límites fiduciales de la tasa intrínseca de
crecimiento (rm) obtenida para el control, se solapan con los correspondientes a las rm
obtenidas para las concentraciones de 0,25, 0,5 y 1 mg/l, lo que indica que, para este
parámetro, no hay diferencias significativas entre el control y estos tres tratamientos.
Por el contrario, sí se encuentran diferencias significativas con respecto a la
concentración de 2 mg/l, para la cual, el valor de la rm es de 0,00031.
Por otra parte, los resultados indican un comportamiento similar con respecto a
la tasa finita de incremento (), que representa la tasa de multiplicación diaria de la
población respecto a la del día anterior, y que se situó entre 1,13 y 1,17 para el control
y las concentraciones más bajas (hasta 1 mg/l), disminuyendo hasta 1,00 cuando la
concentración empleada fue de 2 mg/l.
La duración media de una generación (T) fue de unos 12 días para todas las
concentraciones, salvo la de 2 mg/l que alcanzó los 63,88 días.
El número de días necesarios para que la población se duplicara (DT) fue
aumentando de forma progresiva a medida que aumentaba la concentración aplicada,
alcanzando valores especialmente altos (2235,96 días) a 2 mg/l.
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
78
Tabla 4.5. Parámetros de la tabla de vida de Tetranychus urticae tratado con varias concentraciones (mg/l) de flufenoxurón.
Parámetro 0 mg/l 0,25 mg/l 0,5 mg/l 1 mg/l 2 mg/l
Tasa de reproducción neta (R0)
4,87 6,61 4,88 4,67 1,02
Duración media de una generación (T) (días)
12,77 12,11 11,74 12,74 63,88
Tasa intrínseca de crecimiento (rm)
0,124 ± 0,015 0,156 ± 0,014 0,135 ± 0,011 0,121 ± 0,020 0,00031 ± 0,013
Intervalo de confianza 95 %
0,093 - 0,154 0,127 - 0,186 0,111 - 0,159 0,080 - 0,162 -0,026 - 0,027
Tasa finita de incremento ()
1,13 1,17 1,14 1,13 1,00
Tiempo de duplicación (DT) (días)
2,43 4,44 5,14 5,75 2.235,96
AZADIRACTINA
Los ácaros del control tuvieron valores de la rm significativamente mayores
(0,197 ± 0,004) que los tratados (-0,033 ± 0,035), sin que se dé superposición de sus
límites fiduciales (Tabla 4.6). En el caso del tratamiento con azadiractina, el valor
negativo de la rm indica que la población tiende a desaparecer. Este hecho aparece
reflejado en el resto de parámetros. Así, el número de veces que una población se
multiplica en una generación es muy superior para el control, alcanzando valores de
14,40, frente a los 0,79 que se obtuvo en el tratamiento, lo que implica que la población
no tendería a aumentar.
Para los ácaros del control, la duración media de una generación (T) fue 13,97
días, y la población se multiplicó a diario por 1,22 veces respecto al número total del
día anterior (). Cada 3,51 días la población se duplicó (DT). Por su parte, la evolución
de la población de los ácaros tratados disminuyó 0,97 veces por día, reduciéndose a
la mitad cada 21,02 días.
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
79
Tabla 4.6. Parámetros de tabla de vida de Tetranychus urticae tratados con 80 mg/l de azadiractina.
Parámetro 0 mg/l 80 mg/l
Tasa de reproducción neta (R0)
14,40 0,79
Duración media de una generación (T) (días)
13,47 ----
Tasa intrínseca de crecimiento (rm)
0,198 ± 0,005 -0,033 ± 0,035
Intervalo de confianza 95 %
0,188 - 0,207 -0,114 - 0,048
Tasa finita de incremento ()
1,22 0,97
Tiempo de duplicación (DT) (días)
3,51 -21,02
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
80
4.2 Discusión
FLUFENOXURÓN
Las benzoilureas (BPU’s), grupo de plaguicidas al que pertenece el
flufenoxurón, han demostrado de forma reiterada su efecto acaricida, actuando
fundamentalmente en individuos de estados juveniles como consecuencia de su modo
de acción que, como indica Matsumura (2010), impide el proceso de incorporación de
la N-acetilglucosamina en la síntesis de la quitina, impidiendo la normal formación de
la cutícula del ácaro. Esto concuerda con estudios realizados con diferentes materias
activas pertenecientes a este grupo sobre Tetranychus urticae, pudiendo citar los
trabajos llevados a cabo con triflumurón por Sáenz de Cabezón et al. (2002 y 2006) o
los realizados por Grosscurt et al. (1988) con flucycloxurón.
Respecto a flufenoxurón, Ahn et al. (1993) observaron que las larvas y ninfas
de T. urticae eran más sensibles que los estados de huevo y adulto. Estos resultados
coinciden con los del presente trabajo, en el que se obtuvieron valores de la LC50 para
huevos, protoninfas, deutoninfas y adultos de 8,941, 0,499, 5,978 y 13,936 mg/l,
respectivamente. Estudios no publicados de este producto sobre larvas
proporcionaron un valor de 1,307 mg/l para este mismo parámetro (Moreno, 2004).
Kim y Seo (2001) y Kim y Yoo (2002) valoraron la evolución de huevos T. urticae
de menos de un día tratados con 50 mg/l de flufenoxurón, obteniendo como resultado
un 100 % de mortalidad antes de que los individuos alcanzaran el estado de
protoninfa. En el presente estudio no se valoró la viabilidad de las larvas eclosionadas,
pero sí se comparó el porcentaje de eclosión de huevos de distintas edades (1, 2 y 3
días) tratados con 64,9 mg/l del acaricida, obteniéndose un porcentaje de eclosión
ligeramente inferior para los huevos de mayor edad, demostrando, por tanto, que el
compuesto tiene mayor acción ovicida sobre los huevos más evolucionados. Estos
resultados son similares a los obtenidos con otras BPU’s como triflumurón (Sáenz de
Cabezón et al., 2002) y flucycloxurón (Grosscurt et al., 1988).
Cuando se ensayó el efecto de varias concentraciones subletales (hasta 8
mg/l), los resultados obtenidos no coincidieron, en algunos casos, con los reportados
por otros investigadores. Así, para ninguna de las concentraciones empleadas
aparecieron diferencias significativas en la longevidad y en la fecundidad de las
hembras adultas tratadas respecto a las del control. Los resultados publicados por El-
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
81
Banhawy y Amer (1992) sobre la longevidad, coincidieron con los obtenidos en el
presente trabajo, pero no sucedió lo mismo respecto a la fecundidad, ya que, estos
autores, con una concentración de 1 mg/l, obtuvieron una reducción significativa de
los huevos puestos por hembra. Los factores que pueden haber influido en esta
disparidad en la respuesta al producto pueden ser la diferente formulación empleada
en cada ensayo y el empleo de poblaciones diferentes.
Por otra parte, la fertilidad disminuyó para la concentración más alta ensayada
(8 mg/l). Lo mismo ocurrió con la supervivencia de la progenie, que disminuyó
significativamente respecto al control a partir de 2 mg/l, no llegando a adulto ningún
huevo de los puestos por las hembras tratadas con concentraciones iguales o
superiores a 4 mg/l. Las observaciones de Ahn et al. (1993) coinciden con las del
presente trabajo en el sentido de que indican que el flufenoxurón redujo
significativamente la fertilidad de las hembras tratadas en fase de deutoninfa, no
encontrándose coincidencia, sin embargo, con los trabajos llevados a cabo por El-
Banhawy y Amer (1992), quienes encontraron una reducción significativa en la
fertilidad con concentraciones de 1 mg/l, pudiendo hacer las mismas reflexiones
respecto a esta disparidad que las referidas para la fecundidad en el párrafo
precedente.
El flufenoxurón tuvo efecto sobre los parámetros poblacionales de T. urticae
cuando la concentración aplicada fue de 2 mg/l, ya que redujo la R0, la λ y la propia
rm, frente al control, destacando, además, el elevado valor obtenido para duplicar la
población (DT), que superó los 2000 días. Sáenz de Cabezón et al (2006), empleando
triflumurón a una concentración mucho más elevada (250 mg/l), obtuvieron una
reducción significativa en los parámetros poblacionales de T. urticae. Cabe destacar,
por tanto, la mayor efectividad como acaricida de flufenoxurón respecto a esta BPU.
AZADIRACTINA
Varios autores han descrito los efectos que diferentes extractos del árbol del
neem, Azadirachta indica, provoca sobre insectos y ácaros, indicando de modo
reiterado su efecto disuasorio de la alimentación (Dimetry et al, 1993; Sundaram y
Sloane, 1995; Knapp y Kashenge, 2003; Weathersbee y McKenzie, 2005; Garbouni
et al., 2006; Isman, 2006; Misra y Singh, 2008), sin olvidar su efecto como regulador
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
82
de crecimiento, con mayor efectividad en los estados inmaduros, al interferir con los
niveles normales de ecdisteriodes (Ascher, 1993; Weathersbee y McKenzie, 2005;
Isman, 2006).
En el presente trabajo, las protoninfas y deutoninfas de T. urticae, se mostraron
afectadas de igual manera por la azadiractina, obteniendo una LC50 en torno a 90 mg/l,
y siendo significativamente más sensibles que los huevos (4 veces) y que los adultos
(3 veces). Estos datos concuerdan con los obtenidos para otras especies como
Diaphorina citri (Kuwayama, 1907) (Hemiptera: Psyllidae), como indican Weathersbee
y McKenzie (2005), o para varias moscas de la fruta (Diptera: Tephritidae) (Starck et
al., 1990). Respecto a T. uticae, otros autores han obtenido mortalidades elevadas de
huevos y adultos a concentraciones menores debido, probablemente, al empleo de
diferentes formulaciones y/o distintas poblaciones del ácaro (Makundi y Kashenge,
2002; Knapp y Kashenge, 2003; Brito et al., 2006; Dimetry et al., 2008; Hoffmann et
al., 2013).
Cuando se ensayaron varias concentraciones subletales de azadiractina sobre
hembras adultas de T. urticae, las más elevadas disminuyeron la longevidad y la
fecundidad (a partir de 64 y 32 mg/l, respectivamente), pero no tuvieron ningún efecto
sobre la fertilidad o la mortalidad de la progenie. Estas concentraciones fueron
suficientes para afectar al número de huevos producidos, pero no para provocar un
efecto embriocida en los huevos formados, lo que sugiere la falta de transmisión
transovarial del compuesto a un ritmo significativo. Efectos similares registraron
diversos autores respecto a la longevidad (Sundaran y Sloane, 1995; Brito, 2006;
Yanar et al., 2011;) y a la fecundidad de hembras tratadas (Sanguanpong y
Schmutterer, 1992; Dimetry et al., 1993; Sundaram y Sloane, 1995; Makundi y
Kashenge, 2002; Knapp y Kashenge, 2003; Hoffman et al., 2013). Sin embargo, el
porcentaje de huevos eclosionados y la supervivencia de los ácaros emergidos
disminuyó en los ensayos realizados por Sundaram y Sloane (1995) y Hofmann et al.
(2013). En ambos casos, la diferencia podría deberse al efecto del tipo de formulación
empleado y a la concentración aplicada. Bernardi et al. (2012), empleando el mismo
preparado comercial que Hofmann et al. (2013), Azamax, no encontraron que el
producto indujera diferencias en la fecundidad.
Considerando lo expuesto anteriormente, se puede concluir la existencia de un
notable efecto acaricida de la azadiractina, especialmente sobre los estadios ninfales
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
83
de T. urticae. Resultados también concluyentes se obtienen con la valoración de la
evolución de sus poblaciones mediante el análisis de los parámetros de la tabla de
vida, ya que el valor negativo obtenido para la rm en el caso de hembras tratadas con
concentraciones subletales (80 mg/l) permite pronosticar que la población decrece a
lo largo del tiempo, reduciéndose a la mitad en un periodo de 21 días, tendiendo, por
tanto, a la desaparición. Estos resultados coinciden con los reportados por Kumaran
et al. (2007), quienes indican que diferentes formulaciones de azadiractina aplicadas
al 1 % sobre cultivos de okra (Abelmoschus esculentus), redujeron la población de T.
urticae y aumentaron la cosecha, siendo igualmente capaces de controlar al ácaro en
especies forestales como el chopo (Populus tremuloides), como indica Sundaram
(1996).
4 EFECTOS DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA SOBRE Tetranychus urticae
84
4.3 Conclusiones
1. El flufenoxurón mostró una importante eficacia en laboratorio sobre huevos,
protoninfas, deutoninfas y adultos de Tetranychus urticae. Esta eficacia resultó ser
significativamente igual para huevos, deutoninfas y adultos, mientras que las
protoninfas resultaron ser el estadio de desarrollo más susceptible.
2. La actividad acaricida de la azadiractina fue menor que la del flufenoxurón sobre
los mismos estados y estadíos de T. urticae antes indicados. El compuesto tuvo la
misma eficacia sobre protoninfas y deutoninfas, por un lado, y sobre huevos y
adultos, por otro, siendo estos últimos 1,9 veces menos sensibles.
3. La actividad ovicida del flufenoxurón fue significativamente mayor en los huevos
de menos de 2 días de edad, aunque con diferencias muy reducidas. Sin embargo,
en el caso de la azadiractina, la actividad ovicida no fue dependiente de la edad
del huevo.
4. El tratamiento con flufenoxurón no afectó ni a la longevidad ni a la fecundidad de
las hembras adultas de T. urticae. Por el contrario, las concentraciones más altas
ensayadas redujeron significativamente su fertilidad y la supervivencia de su
progenie.
5. La azadiractina tuvo un comportamiento opuesto al del flufenoxurón cuando se
aplicó sobre hembras adultas del ácaro. Así, afectó significativamente a su
longevidad y fecundidad, pero no a su fertilidad ni a la supervivencia de su
progenie.
6. El flufenoxurón redujo de forma significativa la tasa intrínseca de crecimiento (rm)
de T. urticae a la concentración de 2 mg/l, siendo el tiempo de duplicación superior
a 2.200 días.
7. La azadiractina provocó un descenso drástico en la rm del ácaro a la concentración
de 80 mg/l, que pasó a ser negativa, indicando que la población tendía a
desaparecer, reduciéndose a la mitad cada 21 días.
5 COMPATIBILIDAD DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA CON Beauveria bassiana
85
5 Compatibilidad del flufenoxurón y de la azadiractina con
Beauveria bassiana
5.1 Resultados
5.1.1 Efectos del flufenoxurón y la azadiractina sobre el crecimiento
micelial de Beauveria bassiana
Los resultados del desarrollo in vitro de B. bassiana con las adiciones al medio
de cultivo de flufenoxurón o azadiractina a la LC40 obtenida sobre larvas de
Tetranychus urticae se ilustran en la Tabla 5.1. El crecimiento del micelio no se vio
afectado por el flufenoxurón, no encontrándose diferencias significativas con el control
durante todo el periodo ensayado. Por el contrario, hubo una reducción significativa
del crecimiento del micelio cuando se cultivó con azadiractina, mostrándose una fuerte
inhibición a los cinco días, inhibición mantenida, aunque un poco más atenuada,
incluso a los 10 días tras haber realizado la siembra.
Tabla 5.1. Crecimiento micelial in vitro de Beauveria bassiana a los 5 y 10 días tras la siembra en medio de cultivo con flufenoxurón (0,55 mg/l) y azadiractina (78,07 mg/l).
Tratamiento Crecimiento micelial (cm)* % de inhibición
5 días 10 días 5 días 10 días
B. bassiana (control) 1,16 ± 0,08 a 2,39 ± 0,20 a --- ---
B. bassiana + Flufenoxurón. 0,95 ± 0,10 a 2,04 ± 0,05 a --- ---
B. bassiana + Azadiractina. 0,12 ± 0,04 b 0,65 ± 0,21 b 89 73 *Dentro de cada columna, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes (=0,05) (ANOVA y LSD).
5.1.2 Interacciones de Beauveria bassiana con flufenoxurón y con
azadiractina sobre la mortalidad de larvas de Tetranychus urticae
En la Tabla 5.2 se observa como B. bassiana y flufenoxurón, tanto solos como
en aplicación simultánea, mostraron efectividad sobre la mortalidad de larvas de T.
urticae a los siete días de su aplicación. Ambos ambos productos tuvieron un efecto
sinérgico, lo que implica que la mortalidad conjunta supera a la esperada como la
5 COMPATIBILIDAD DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA CON Beauveria bassiana
86
suma de los efectos de ambos compuestos por separado, alcanzando una cifra
próxima al 100 %.
Por otra parte, los resultados obtenidos a los cuatro días del tratamiento en el
bioensayo de compatibilidad entre B. bassiana y azadiractina (Tabla 5.3), muestran
algún efecto sobre larvas cuando la azadiractina se aplicó sola y en mezcla con el
hongo entomopatógeno, no existiendo diferencias significativas cuando se aplicó éste
en solitario. Sin embargo, la mortalidad de la mezcla superó a la que se espera cuando
se supone un efecto aditivo, lo que implica la existencia de sinergismo entre los dos
productos, aun cuando éste no es tan intenso como el que se alcanza con
flufenoxurón.
Tabla 5.2. Mortalidad de larvas de Tetranychus urticae provocada por la combinación de Beauveria bassiana y flufenoxurón a los 7 días del tratamiento.
Tratamiento Mortalidad
± e.t.* 2 observada 2 teórica Diferencia**
Control 15,09 ± 5,51 a
B. bassiana 31,44 ± 4,46 b
Flufenoxurón 56,25 ± 7,46 c
B. bassiana + Flufenoxurón 98,15 ± 1,85 d 27,3 3,84 39,2 *Dentro de la columna, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes (=0,05) (ANOVA y LSD). **Si “2 observado” > “2 teórico” hay interacción y si “Diferencia” > 0 la interacción es de sinergismo.
Tabla 5.3. Mortalidad de larvas de Tetranychus urticae provocada por la combinación de Beauveria bassiana y azadiractina a los 4 días del tratamiento.
Tratamiento Mortalidad ± e.t.*
2 observada 2 teórica Diferencia**
Control 5,58 ± 1,98 a
B. bassiana 6,26 ± 4,36 a
Azadiractina 59,72 ± 10,70 b
B. bassiana + Azadiractina 79,59 ± 8,08 c 7,73 3,84 20,7 *Dentro de la columna, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes (=0,05) (ANOVA y LSD). **Si “2 observado” > “2 teórico” hay interacción y si “Diferencia” > 0 la interacción es de sinergismo.
5 COMPATIBILIDAD DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA CON Beauveria bassiana
87
5.2 Discusión
En el bioensayo realizado, el flufenoxurón no afectó al desarrollo micelial in vitro
de Beauveria bassiana. Hasta donde llega nuestro conocimiento, no se han
encontrado referencias en las que se valore la compatibilidad del flufenoxurón con B.
bassiana, pero sí hay investigaciones que muestran que el flufenoxurón tiene un
efecto inhibitorio superior al 68 % sobre el desarrollo micelial del hongo
entomopatógeno Verticillium lecani (Alizadeh et al., 2007). Otras BPU’s, como el
triflumurón, sí afectan negativamente al desarrollo micelial de B. bassiana, sin tener
efecto sobre la germinación de sus esporas (Sáenz de Cabezón et al., 2007).
La azadiractina, por su parte, inhibió el crecimiento micelial de B. bassiana en
más de un 70 %. Diferentes autores han valorado el posible efecto de la azadiractina
sobre la germinación de esporas y el crecimiento micelial en distintos aislados del
hongo. Por ejemplo, Mohan et al. (2007) mostraron que para todos los aislados que
ensayaron hubo un retraso de la germinación, encontrando que no hubo inhibición del
crecimiento micelial en 27 de los 30 estudiados, mientras que sí observaron dicho
efecto en los 3 restantes. Por otro lado, Islam et al. (2010b), al valorar igualmente 30
aislados del hongo y varias concentraciones de azadiractina, únicamente observaron
disminución en la germinación y en el crecimiento vegetativo del hongo con las
concentraciones más elevadas de las ensayadas (superiores al 0,5 %), encontrando,
además, variabilidad entre los diferentes aislados. Sin embargo, los ensayos
realizados por De Araujo et al. (2009) coinciden, únicamente, en cuanto al crecimiento
vegetativo, ya que no vieron que la germinación se viera afectada.
Otro aspecto a destacar respecto al efecto de la azadiractina sobre B. bassiana
radica en su dependencia de la propia naturaleza del extracto. Así, Depieri et al. (2005)
observaron que el extracto de aceite de neem inhibió el desarrollo del hongo, mientras
que no lo hizo el extracto acuoso de su semilla.
En el presente trabajo, la aplicación conjunta de B. bassiana y flufenoxurón
sobre larvas de T. urticae ha mostrado un efecto sinérgico, provocando una mortalidad
del 98 % cuando ambos insecticidas se aplicaron conjuntamente a concentraciones
relativamente bajas. Según nuestro conocimiento actual, no hay estudios previos
sobre la actividad acaricida de esta mezcla. Sí hay publicados resultados de mezclas
del hongo entomopatógeno con otras BPU’s, como triflumurón, aunque en este caso
5 COMPATIBILIDAD DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA CON Beauveria bassiana
88
el resultado fue de efecto antagónico, en este caso (Sáenz de Cabezón et al., 2002).
También se citan efectos variables de BPU’s aplicados conjuntamente con B.
bassiana sobre otros artrópodos. Así, la mezcla con triflumurón aplicada sobre el
coleóptero Leptinotarsa decemlineata (Sau, 1824) (Coleoptera: Chrysomelidae)
provocó sinergismo (Anderson et al., 1989); con diflubenzurón, en cambio, el resultado
frente a varios ortópteros de sabana en tratamientos de campo fue aditivo (Delgado
et al., 1999). Los estudios llevados a cabo por Bitsadze et al. (2013) sobre ninfas de
Locusta migratoria (Linnaeus, 1758) (Orthoptera: Acrididae) ponen de manifiesto que
el efecto es distinto según el modo de aplicación. Así, la aplicación simultánea de B.
bassiana y diflubenzurón o novalurón, y la aplicación del hongo y al cabo de 48 horas
la BPU, produjo efecto aditivo, mientras que cuando se aplicó primero el regulador y,
a las 48 horas, el hongo, el efecto fue antagónico con diflubenzurón y aditivo con
novalurón.
Todas estas diferencias observadas pueden deberse al desigual efecto sobre
la inhibición de la síntesis de quitina del hongo por parte de las diferentes BPU’s y a
las diferentes condiciones ambientales utilizadas en los ensayos que provocan, entre
otros efectos, variaciones en el crecimiento micelial. Purwal y Sachan (2006) al
ensayar la combinación de B. bassiana con varios insecticidas, entre otros las BPU’s
diflubenzurón y lufenurón, no encontraron efecto sinergista sobre el lepidóptero
Spilarctia obliqua (Walker, 1855) (Lepidoptera: Arctiidae), indicando que las diferentes
cepas del hongo pueden provocar efectos diferentes. En vista de todo lo anterior,
parece arriesgado hacer generalizaciones sobre la compatibilidad entre plaguicidas
del grupo de las BPU’s y este hongo entomopatógeno.
El resultado obtenido cuando se aplicó una mezcla de azadiractina y B.
bassiana sobre larvas de T. urticae fue de sinergismo. Una vez más, hasta donde llega
nuestro conocimiento, no hay referencias sobre el efecto de esta interacción sobre el
ácaro. Sin embargo, sí las hay sobre algunas especies de insectos, aunque en algunos
casos, con efectos diferentes a los obtenidos en el presente trabajo. Por ejemplo,
Akbar et al. (2005) obtuvieron un efecto antagónico sobre Tribolium castaneum
(Herbst, 1797) (Coleoptera: Tenebrionidae) provocado, según los autores, por la falta
de germinación del hongo cuando es inoculado en presencia de azadiractina. Por su
parte, Mohan et al. (2007) encontraron un efecto sinergista sobre Spodoptera littoralis
(Boisduval, 1852) (Lepidoptera: Noctuidae), cuando emplearon aislados compatibles,
5 COMPATIBILIDAD DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA CON Beauveria bassiana
89
lo mismo que Elzen y James (2002) sobre Plutella xylostella (Linnaeus, 1758)
(Lepidoptera: Plutellidae) y Coleomegilla maculata (DeGeer, 1775) (Coleoptera:
Coccinellidae). La prolongación del periodo transcurrido entre mudas propiciada por
el efecto de la azadiractina (que también tiene efecto regulador del crecimiento al
actuar como antagonista de la ecdisona), puede dar tiempo para el establecimiento y
penetración del hongo a través de la cutícula (Mohan et al., 2007). Islam et al. (2010a)
aplicando esta mezcla para el control de Bemisia tabaci (Gennadius, 1889)
(Hemiptera: Aleyrodidae) encontraron que la mortalidad fue superior a la que aparecía
cuando se aplicaban por separado, pero no establecieron el tipo de interacción que
había entre ambos. Al-maza´awi et al. (2009) observaron que la aplicación simultánea
en invernadero para controlar Thrips tabaci (Linderman, 1889) (Thysanoptera:
Thripidae) produjo una mortalidad más elevada que la del hongo sólo, pero el efecto
no llegó a ser sinérgico, mientras que este efecto sí se alcanzó cuando primero se
aplicó el hongo y posteriormente la azadiractina, debido, probablemente, a un mayor
porcentaje de germinación de las esporas al no estar el compuesto presente en las
fases iniciales.
El comportamiento conjunto de B. bassiana con otros plaguicidas es variable.
Así, con spirodiclofén y sobre T. urticae, el efecto fue de sinergismo, siendo superior
la efectividad cuando se aplicaban sobre calabaza que cuando se aplicaban sobre
alubia (Seyed Talebi et al., 2014). Igualmente, aumentó la mortalidad cuando se
mezcló con piridabén, proparguita y hexitiazox frente al mismo ácaro (Shi et al., 2005).
También aumentó la eficacia al combinarse con piridabén sobre P. citri (Shi y Feng,
2006). Purwal y Sachan (2006) observaron que, frente a S. obliqua, se dio un efecto
potenciador con imidacloprid y oxydemeton. También se ha estudiado la
compatibilidad con otros agentes biológicos, como Bacillus thuringiensis, sobre larvas
de L. decemlineata, observándose que el efecto fue sinergista (Wraight y Ramos,
2005).
Finalmente, destacar que la efectividad de B. bassiana frente a T. urticae varía
mucho según la cepa ensayada (Shi y Feng, 2004; Seiedy et al., 2010; Saranya et al.,
2013; Bugeme et al., 2014) y las condiciones ambientales a las que se desarrollan los
ensayos, aumentando su capacidad de infección con una humedad próxima al 100 %,
de tal forma que, en condiciones controladas de invernadero, donde no se puede
mantener ese nivel de humedad, el hongo no fue capaz de controlar a T. urticae,
5 COMPATIBILIDAD DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA CON Beauveria bassiana
90
aunque sí, como indican Shipp et al. (2003) a Frankliniella occidentalis (Pergande,
1895) (Thysanoptera: Thripidae). También la temperatura tiene un papel importante
en la capacidad de germinación y desarrollo del micelio, habiéndose observado como
más adecuadas las comprendidas entre 25 y 30 ºC (Bugeme et al., 2008; Bugeme et
al., 2009, Shi et al., 2010).
Por otra parte, es interesante destacar la capacidad de B. bassiana para
colonizar endofíticamente algunas plantas, tal como corroboraron Dara y Dara (2013)
sobre fresa, observando que el hongo podía persistir en algunos tejidos del cultivo
hasta 9 semanas después de la inoculación. Esta es una de las razones por las que
los estudios de compatibilidad del hongo con plaguicidas son especialmente
interesantes.
En definitiva, la posibilidad de utilización conjunta, en el manejo de T. urticae,
de B. bassiana y plaguicidas biorracionales, como flufenoxurón y azadiractina, resulta
muy interesante. No obstante, es preciso conocer en cada caso concreto el resultado
de la acción conjunta, que puede ser de sinergismo, en cuyo caso el manejo de ácaro
se ve optimizado, o antagonista, en cuyo caso y en función del nivel de antagonismo,
esa herramienta de control se puede ver fuertemente mermada en cuanto a su
eficacia. Si el resultado de la interacción es de carácter aditivo, sin aportar las ventajas
del sinergismo, sigue siendo interesante la utilización conjunta de ambos agentes de
control.
5 COMPATIBILIDAD DEL FLUFENOXURÓN Y DE LA AZADIRACTINA CON Beauveria bassiana
91
5.3 Conclusiones
1. El flufenoxurón no afectó al crecimiento del micelio del hongo entomopatógeno
Beauveria bassiana. Por el contrario, hubo una fuerte inhibición de dicho
crecimiento en el caso de la azadiractina.
2. La aplicación combinada de flufenoxurón y de azadiractina con Beauveria bassiana
sobre larvas neonatas de T. urticae demostró la existencia de un efecto sinergista
entre los dos compuestos y el hongo, siendo más intenso en el caso de la benzoil-
fenil urea.
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
93
6 Capacidad de incremento poblacional de Panonychus
ulmi en función del huésped
6.1 Resultados
6.1.1 Efecto del huésped sobre la longevidad, fecundidad y fertilidad de
los adultos
Se encontraron diferencias significativas en la longevidad y la fecundidad de
las hembras adultas de P. ulmi en función de la especie huésped sobre la que se
alimentaron. Respecto a la longevidad (Figura 6.1), el ácaro sobrevivió más tiempo
(más de 7 días) sobre almendro, melocotonero y manzano. Por el contrario,
frambueso, viburno, albaricoquero y vid fueron los huéspedes sobre los que las
hembras del ácaro tuvieron una menor longevidad (entre 3 y 4 días).
Figura 6.1. Longevidad media de las hembras adultas de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.
Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí (=0,05) (ANOVA y LSD).
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Lo
ng
evid
ad (
día
s)
Especie
Almendro
Cerezo
Chaenomeles
Manzano
Melocotonero
Peral
Rosa
Ciruelo
Vid
Albaricoquero
Frambueso
Viburno
aab
abbc
bcd
cdecde
bcd
def
ef
f
def
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
94
En cuanto a la fecundidad (Figura 6.2), en manzano, almendro y melocotonero
la oviposición fue significativamente mayor que en el resto de las especies ensayadas,
con una puesta por hembra de entre 14 y 20 huevos. Por otro lado, la fecundidad
sobre viburno, frambueso, albaricoquero, vid y ciruelo fue tan escasa (menos de 5
huevos por hembra) que no permitió realizar los bioensayos de fertilidad, ni los de
mortalidad y duración del desarrollo de la progenie. A su vez, esto impidió, también,
obtener los valores de los parámetros de las tablas de vida del ácaro sobre cada uno
de estos huéspedes.
Figura 6.2. Fecundidad media de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.
Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí (=0,05) (ANOVA y LSD).
Con respecto a la fertilidad, no se encontraron diferencias significativas entre
los huéspedes en los que este parámetro se pudo analizar: cerezo, manzano,
melocotonero, rosal, chaenomeles y peral (Figura 6.3).
0
5
10
15
20
25
Nª
hu
evo
s/h
emb
ra
Especie
Almendro
Cerezo
Chaenomeles
Manzano
Melocotonero
Peral
Rosa
Ciruelo
Vid
Albaricoquero
Frambueso
Viburno
c
cd
ab
a
cde
b
eeee
de
cd
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
95
Figura 6.3. Fertilidad media de los huevos de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.
Barras con letras distintas representan medias significativamente diferentes entre sí (=0,05) (ANOVA y LSD).
6.1.2 Efecto del huésped sobre la mortalidad y la duración del desarrollo
de la progenie
La duración del desarrollo de las formas inmaduras de P. ulmi sobre los
huéspedes ensayados se indican en la Tabla 6.1. No se encontraron diferencias
significativas para las protocrisálidas, protoninfas, deutocrisálidas y teliocrisálidas. La
duración del estado de huevo fue menor en cerezo, manzano y chaenomeles. Este
comportamiento fue distinto para larvas y deutoninfas. Las larvas se desarrollaron con
mayor rapidez sobre el manzano, encontrando diferencias significativas respecto al
cerezo, chaenomeles, melocotonero y peral. En cuanto a las deutoninfas, se
desarrollaron más rápidamente sobre manzano, almendro, melocotonero y rosal
apareciendo diferencias significativas respecto a cerezo, chaenomeles y peral.
La duración total del desarrollo sobre manzano y cerezo fue de unos 11 días,
mostrando diferencias significativas, únicamente, con almendro y chaenomeles, cuya
duración fue de 12,8 y 13,11 días, respectivamente.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Fer
tilid
ad (
%)
Especie
Almendro
Cerezo
Chaenomeles
Manzano
Melocotonero
Peral
Rosa
a
a
a
aa
a
a
96
Tabla 6.1. Duración del desarrollo (días) ( ± e.t.) de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.
Forma de
desarrollo Almendro Cerezo Chaenomeles Manzano Melocotonero Peral Rosal
Huevo 6,43 0,20bc 5,72 0,17a 6,32 0,24abc 6,28 0,19ab 6,65 0,13bc 6,61 0,17bc 6,94 0,26c
Larva 0,86 0,14ab 1,11 0,22b 1,18 0,10b 0,39 0,12a 1,05 0,30b 1,40 0,24b 0,92 0,15ab
Protocrisálida 1,21 0,09a 1,03 0,13a 1,31 0,20a 1,01 0,14a 0,85 0,12a 1,15 0,22a 0,76 0,07a
Protoninfa 0,89 0,09a 0,80 0,20a 1,08 0,08a 0,66 0,05a 0,80 0,20a 0,79 0,43a 0,98 0,14a
Deutocrisálida 1,29 0,09a 1,20 0,20a 1,49 0,20a 0,97 0,03a 1,20 0,12a 1,33 0,24a 1,20 0,27a
Deutoninfa 0,79 0,10abc 1,00 0,00bc 1,17 0,17c 0,51 0,13a 0,60 0,11ab 1,17 0,17c 0,71 0,18ab
Teliocrisálida 1,47 0,10a 0,90 0,24a 0,75 0,25a 1,11 0,05a 1,00 0,00a 1,00 0,00a 0,69 0,34a
Huevo-adulto 12,80 0,22b 11,15 0,58a 13,11 0,30b 10,85 0,17a 11,70 0,26ab 12,50 1,00ab 11,90 0,39ab
Dentro de cada fila, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes (=0,05) (ANOVA y LSD).
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
97
En la Figura 6.4 se muestran, de forma gráfica, los datos señalados
anteriormente.
Figura 6.4. Duración del desarrollo de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.
La supervivencia de las formas inmaduras sobre los huéspedes ensayados se
recoge en la Tabla 6.2. A partir de la deutocrisálida, no se observaron diferencias
significativas entre los porcentajes de mortalidad del ácaro observados en los
diferentes huéspedes. Tampoco se encontraron diferencias significativas en los
valores de la fertilidad, como se ha comentado en el apartado anterior. Por el contrario,
estas diferencias sí aparecieron en el resto de fases inmaduras del desarrollo del
ácaro.
En el estado de larva la mortalidad fue significativamente mayor en el caso del
cerezo y del peral con valores próximos al 42 %. La protocrisálida, por su parte, tuvo
una supervivencia significativamente inferior en cerezo y melocotonero. Como en el
caso de la larva, en la fase de protoninfa la mayor mortalidad se obtuvo sobre peral,
con diferencias significativas con respecto al resto de las especies, salvo cerezo y
chaenomeles.
0
2
4
6
8
10
12
14
Huevo Larva Protocrisálida Protoninfa DeutocrisálidaDeutoninfa Teliocrisálida
Día
s
Almendro
Cerezo
Chaenomeles
Manzano
Melocotonero
Peral
Rosa
98
Tabla 6.2. Supervivencia (%) ( ± e.t.) de las formas inmaduras de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.
Forma de
desarrollo Almendro Cerezo Chaenomeles Manzano Melocotonero Peral Rosal
Huevo 70,00 5,00a 85,00 7,29a 67,50 11,59a 80,00 10,16a 80,00 9,35a 62,50 6,85a 80,00 8,48a
Larva 96,66 3,34a 58,28 11,07bc 78,00 13,56abc 97,50 2,5a 89,98 6,68a 57,42 11,12c 87,79 5,60ab
Protocrisálida 86,65 6,24ab 65,33 9,22c 96,66 3,34a 100,00 0,00a 73,50 8,42bc 85,00 10,00abc 83,66 7,65abc
Protoninfa 95,00 5,00a 65,33 9,23ab 77,14 19,480ab 100,00 0,00a 96,00 4,00a 55,00 16,58b 89,146 4,55a
Deutocrisálida 100,00 0,00a 90,00 10,00a 79,76 10,58a 100,00 0,00a 97,5 2,5046a 91,67 8,33a 90,00 6,12a
Deutoninfa 90,00 10,00a 93,33 6,67a 61,67 21,67a 96,00 4,00a 92,14 5,10a 66,67 23,57a 90,00 6,66a
Teliocrisálida 76,00 19,39a 100,00 0,00a 86,67 13,33a 100,00 0,00a 90,00 10,00a 83,33 16,66a 93,33 6,67a
Dentro de cada fila, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes (=0,05) (ANOVA y LSD).
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
99
En la Tabla 6.3 se muestran los porcentajes de individuos que sobrevivieron,
respecto a los huevos puestos inicialmente por las hembras del ácaro, durante la
evolución de las formas de desarrollo inmaduras alimentadas con diferentes
huéspedes. En el estado de huevo no se encontraron diferencias significativas, pero
a partir de él, sí aparecieron en todas las demás fases de desarrollo, como se ha
indicado en el apartado anterior. Cabe destacar la comparación del comportamiento
sobre manzano y peral, encontrándose una supervivencia significativamente menor
sobre éste último y con una diferencia cada vez más acusada a medida que avanzaba
el desarrollo del ácaro.
Observando la supervivencia acumulada total (datos correspondientes a la fila
de teliocrisálida), se puede concluir que la supervivencia fue significativamente mayor
sobre manzano (75,00 10,46) y especialmente reducida en peral (10,00 4,17) y en
cerezo (15,00 2,50). En la Figura 6.5 se representan de forma gráfica estos datos
de supervivencia.
Figura 6.5. Porcentaje de supervivencia a lo largo del desarrollo, respecto a los huevos puestos por Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
Huevo Larva Protocrisálida Protoninfa Deutocrisálida Deutoninfa Teliocrisálida
Su
per
vive
nci
a (%
)
Almendro
Cerezo
Chaenomeles
Manzano
Melocotonero
Peral
Rosa
100
Tabla 6.3. Porcentaje de supervivencia a lo largo del desarrollo ( ± e.t.), respecto a los huevos puestos por Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.
Forma de
desarrollo Almendro Cerezo Chaenomeles Manzano Melocotonero Peral Rosal
Huevo 70,00 5,00a 85,00 7,29a 67,50 11,59a 80,00 10,16a 80,00 9,35a 62,50 6,85a 80,00 8,48a
Larva 67,50 5,00a 47,50 7,29ab 57,50 16,11ab 77,50 9,19a 72,50 11,46a 35,00 6,12b 69,29 6,27a
Protocrisálida 57,50 3,06ab 32,50 8,48b 55,00 15,61ab 77,50 9,19a 55,00 12,87ab 30,00 6,37b 59,29 9,75ab
Protoninfa 55,00 5,00a 20,00 5,00b 50,00 16,30a 77,50 9,19a 52,50 12,75a 20,00 7,20b 51,43 6,99a
Deutocrisálida 55,00 5,00ab 17,50 5,00c 42,50 15,10bc 77,50 9,19a 50,00 10,46b 17,50 5,98c 46,07 7,31b
Deutoninfa 50,00 7,91b 15,00 2,50c 32,50 13,46bc 75,00 10,46a 45,00 8,48b 12,50 4,17c 40,72 5,71b
Teliocrisálida 42,50 11,59b 15,00 2,50bc 27,50 11,46bc 75,00 10,46a 40,00 9,19b 10,00 4,17c 38,22 6,55b
Dentro de cada fila, valores seguidos de letras distintas son significativamente diferentes (=0,05) (ANOVA y LSD).
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
101
6.1.3 Efecto del huésped sobre los parámetros de la tabla de vida
Los parámetros de la tabla de vida recogidos en la Tabla 6.4, permiten
comparar el comportamiento de P. ulmi, a nivel de población, en diferentes
huéspedes. Como era esperable, estos parámetros corroboran los resultados
obtenidos en los dos apartados precedentes.
Las diferencias entre las tasas de reproducción neta (R0) permiten realizar
grupos bien diferenciados. Por una parte, destaca el valor obtenido sobre manzano
con 11,31 hembras por cada hembra adulta. A continuación, se situarían el almendro
y melocotonero, con valores de 5,05 y 4,44, respectivamente. Un tercer grupo estaría
constituido por rosal, chaenomeles y cerezo, con valores entre 1 y 2. Por último,
estaría el peral, cuya R0 no alcanza las 0,5 hembras por hembra adulta.
El número de días necesario para duplicar la población (DT) varió de forma
significativa entre huéspedes, siendo de unos 4 días en manzano, un poco mayor en
almendro y melocotonero (en torno a 7 días), y mucho mayor en el resto (hasta 3466
días en el caso de chaenomeles). En el caso del peral, la población del ácaro tiende
a desaparecer, siendo 13 días el tiempo necesario para que se reduzca a la mitad.
Grupos similares a los realizados con el parámetro R0, se pueden construir
utilizando la tasa intrínseca de crecimiento (rm). Considerando los intervalos de
confianza, se observa que hubo diferencias significativas entre el valor más alto,
obtenido en manzano (0,168), con respecto al resto de las especies ensayadas. En el
segundo grupo, formado por almendro y melocotonero, para los que se solapan los
intervalos de confianza, la rm alcanza un valor de en torno a 0,1. Tampoco se
encuentran diferencias entre rosal, cerezo y chaenomeles (con valores positivos
próximos a cero). Por último, el valor negativo que se obtuvo con peral indica que en
esta especie, y en las condiciones ensayadas, la población tiende a desaparecer a lo
largo del tiempo.
102
Tabla 6.4. Parámetros de las tablas de vida de Panonychus ulmi sobre diferentes plantas huésped.
Almendro Cerezo Chaenomeles Manzano Melocotonero Peral Rosal
Tasa de reproducción neta (Ro)
5,05 1,05 1,17 11,31 4,44 0,47 1,70
Duración media de una generación (T) (días)
16,19 16,26 785,02 14,44 16,75 14,25 16,58
Tasa intrínseca de crecimiento (rm)
0,100 0,003 0,0002 0,168 0,089 -0,053 0,032
Intervalo de confianza de la rm al 95 %
0,087 – 0,114 -0,010 – 0,017 -0,026 – 0,027 0,160 – 0,177 0,077 – 0,102 -0,073 – -0,032 0,011 – 0,050
Tasa finita de incremento ()
1,11 1,01 1,01 1,18 1,09 0,95 1,033
Tiempo de duplicación (DT) (días)
6,92 208,15 3.465,76 4,10 7,76 -13,10 21,47
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
103
6.2 Discusión
Las investigaciones realizadas con P. ulmi han utilizado casi siempre al
manzano como planta huésped, por lo que, salvo algunas referencias en rosal, fresa
y morera, como se verá más adelante, no se encuentra información del
comportamiento del ácaro en otras especies.
La longevidad de las hembras se vio influenciada por el huésped empleado en
el presente trabajo. Las especies que han proporcionado mayor longevidad han sido
almendro, melocotonero y manzano, sobre las que los adultos del ácaro han
sobrevivido entre 7 y 8 días, reduciéndose hasta casi la mitad en frambueso,
albaricoquero y vid. Gotho et al. (2003) obtuvieron una longevidad superior, en torno
a 20 días en manzano, mientras que la observada por Yin et al. (2013) varió en función
de la variedad de manzana, desde 13,46 días con Golden Delicious, hasta 10,23 días
con Fuji. Estas diferencias pueden atribuirse al diferente origen geográfico de la
población de P. ulmi empleada y a la variedad de manzano usada. Igualmente, Ribeiro
et al. (1988), encontraron comportamientos no coincidentes entre variedades de
manzana, concretamente con Golden Delicious y Gala, y no solo en lo que respecta a
longevidad, sino también en cuanto a periodo de oviposición, fecundidad y fertilidad.
Si, como se indica anteriormente, se encontraron diferencias significativas en
la longevidad de las hembras de P. ulmi, estas diferencias son más acusadas cuando
el parámetro analizado es la fecundidad. Efectivamente, la oviposición fue inferior a
un huevo por hembra en especies como vid, albaricoquero, frambueso y viburno, y en
torno a 4 con ciruelo, comportándose, así, como huéspedes de baja calidad como para
producir individuos suficientes que permitieran hacer bioensayos posteriores. La
mayor fecundidad la proporcionó el manzano, con unos 20 huevos por hembra,
valores bajos respecto a los indicados por Gotho et al. (2003), que observaron cifras
en torno a los 52 huevos/hembra. Sin embargo, los bioensayos realizados por Yin et
al. (2013), sobre cuatro variedades de manzano, remarcan lo ya indicado respecto a
la diferente respuesta en variedades diferentes, ya que obtuvieron 34 huevos/hembra
con Golden Delicious, 20,62 con Granny-Smith y valores intermedios de 27,15 y 25,15
con Fuji y Starkimson Delicious, respectivamente, valores más próximos a los
obtenidos en nuestro bioensayo utilizando la variedad Starking. Tras el manzano se
sitúan el almendro y el melocotonero, con valores de la fecundidad de
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
104
aproximadamente 15 huevos por hembra. En un tercer grupo se sitúan chaenomeles,
peral y rosal, cuya oviposición estuvo en torno a 5-6 huevos por hembra. En la
bibliografía, se encuentran referencias del comportamiento de P. ulmi utilizando rosal
como huésped, concretamente en los trabajos realizados por Patterson y Rodriguez
(1975). Estos autores, observaron una gran dependencia del número de huevos
puestos por hembra respecto a la variedad empleada (siendo, en todos los casos,
variedades del tipo híbridos de té), oscilando desde 0,9 hasta 15 huevos/hembra,
abundando, por tanto, un poco más en la influencia sobre la fecundidad del ácaro, no
solo de la especie huésped, sino también, y de modo muy significativo, de la variedad.
La fertilidad no se vio significativamente afectada por el huésped empleado.
Las referencias respecto a la fertilidad proporcionadas por Gotho et al. (2003) y Yin et
al. (2013) indican niveles superiores a los obtenidos en el presente trabajo para
manzano (en torno al 90 %), pudiendo deberse estas discrepancias a la variedad
empleada y a las diferencias entre las poblaciones del ácaro.
En las fases quiescentes, no hay diferencias significativas respecto a la
duración del desarrollo. Sí las hay para el estado de huevo, lo que podría indicar la
importancia de la alimentación de la hembra ovipositora y la independencia que, de
esta alimentación, tienen las fases quiescentes. Esta diferencia de resultados se
puede explicar por la distinta actividad metabólica entre el huevo (más elevada) y las
propias formas quiescentes.
La duración total del desarrollo de los estados inmaduros varió
significativamente, desde 10,85 días, sobre manzano, hasta 13,11 días, sobre
chaenomeles. Tanto Gotho et al. (2003) como Yin et al. (2013) obtuvieron valores
superiores a los observados en el presente trabajo sobre manzano, obteniendo que el
tiempo necesario para alcanzar el estado adulto se situaba en torno a 11,5 y 12,5 días,
respectivamente. Considerando la discrepancia de los resultados observados entre
estos tres estudios, probablemente, además de la influencia de la variedad del
huésped, sea importante la población del ácaro empleada.
La mayor supervivencia de las formas inmaduras se obtuvo sobre manzano,
con un porcentaje del 75 %, similar al obtenido por Yin et al. (2013), pero inferior al
observado por Gotho et al. (2003) y Sazo et al. (2005) cuyos resultados señalan una
supervivencia superior al 90 % y al 80 %, respectivamente. Aparentemente, este
parámetro no se ve tan influido por la variedad del huésped, pero sí por la especie, ya
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
105
que en el trabajo aquí presentado se produjo una supervivencia muy baja en algunas
de ellas, como peral (10 %), cerezo (15 %) o chaenomeles (27,5 %), siendo media en
otras, como almendro, melocotonero y rosal (en torno al 40 %).
El análisis de los resultados comentado anteriormente indica que, como era de
esperar, la especie que sirve de alimento a P. ulmi tiene influencia sobre la mayor
parte de los parámetros biológicos del ácaro. No obstante, la valoración de los
parámetros poblaciones, concretamente de la tasa intrínseca de crecimiento (rm),
proporciona una información más completa, ya que integra diferentes parámetros
individuales como fecundidad, duración del periodo de preoviposición, ratio sexual y
supervivencia y duración del desarrollo de la progenie.
El valor de la rm, obtenido en el presente trabajo empleando como huésped
manzano, fue de 0,168 a 24 ºC, alejado sensiblemente de los obtenidos por Herbert
(1981) sobre esta misma especie, 0,056, 0,092 y 0,132 para temperaturas de 15, 18
y 21 ºC, respectivamente; pero más próximos a los referidos por Gotho et al. (2003) y
Yim et al. (2013), quienes obtuvieron valores de 0,193 a 25 ºC, los primeros, y de
0,150 a 23 ºC, los segundos.
En el presente trabajo, se obtuvieron sobre manzano unos valores de la tasa
finita de crecimiento () y del tiempo de duplicación (DT) de 1,18 y 4,10,
respectivamente, datos similares a los proporcionados por Gotho et al. (2003) y Yim
et al. (2013).
Como ya se ha comentado, los resultados obtenidos por otros autores indican
que la variedad del huésped es un factor importante, ya que, entre otros aspectos,
tienen una diferente composición química a nivel de aminoácidos y minerales
(Dabrowski y Bielak, 1978; Chaaban et al., 2011). Por otro lado, también parece tener
importancia el nivel de fertilización respecto a los nutrientes principales, reduciéndose
la población de P. ulmi cuando aumenta el aporte de fósforo y de potasio, y
aumentando dicha población, cuando la aportación de nitrógeno supera en un 25 %
los aportes habituales (Bhardwaj et al., 2005).
También, se han encontrado variaciones de la rm en función del huésped en
otras especies de ácaros. Es el caso de Tetranychus urticae que, al ser criada por
Krips et al. (1999) sobre cuatro cultivares de gerbera, obtuvieron valores de la rm
comprendidas entre 0,09 y 0,23.
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
106
Es conocido que P. ulmi puede alimentarse de una amplia variedad de especies
vegetales (Bolland et al., 1998). Sin embargo, la polifagia que caracteriza aalgunas
especies de ácaros tetraníquidos no garantiza que todas sus poblaciones se
desarrollen por igual en todos sus huéspedes potenciales. La variación intraespecífica
origina poblaciones localmente adaptadas y es uno de los mecanismos que conducen
a la acomodación sobre determinados huéspedes (Agrawal et al., 2002; Skoracka y
Kuczyñski, 2006; Kant et al., 2008; Wybouw et al., 2015).
A partir de todo lo analizado anteriormente, se puede concluir que el manzano
es el huésped más adecuado para llevar a cabo la cría de la población estudiada de
P. ulmi, encontrando diferencias importantes con el resto de las especies ensayadas.
6 CAPACIDAD DE INCREMENTO POBLACIONAL DE Panonychus ulmi EN FUNCIÓN DEL HUESPED
107
6.3 Conclusiones
1. La planta huésped utilizada para la alimentación de hembras adultas de
Panonychus ulmi provocó diferencias significativas en la longevidad de las
mismas, siendo prácticamente el doble sobre almendro, melocotonero y manzano
que sobre frambueso, viburno, albaricoquero y vid.
2. La fecundidad de las hembras de P. ulmi se vio drásticamente afectada por la
planta huésped. En manzano, almendro y melocotonero, la oviposición fue similar
y significativamente mayor que en el resto de las especies ensayadas. En viburno,
frambueso, albaricoquero, vid y ciruelo, la puesta fue tan escasa que no permitió
obtener los parámetros de las tablas de vida.
3. La fertilidad de los huevos no varió significativamente cuando las hembras de
P.ulmi se alimentaron de las plantas huésped en las que hubo la suficiente
oviposición.
4. La duración total del desarrollo de P. ulmi fue significativamente menor cuando el
ácaro se alimentó de manzano y cerezo que cuando lo hizo de almendro y
chaenomeles.
5. La supervivencia total acumulada de las formas inmaduras de P. ulmi
desarrolladas sobre los diferentes huéspedes ensayados, fue significativamente
mayor sobre manzano (75 %) que sobre el resto de las especies, resultando
especialmente reducida en el caso del peral (10 %) y del cerezo (15 %).
6. El valor más alto de la tasa intrínseca de crecimiento (rm) se obtuvo en manzano,
mostrando diferencias significativas con los valores alcanzados sobre el resto de
las especies. La rm disminuyó de forma muy importante en rosal, cerezo y
chaenomeles (con valores positivos próximos a cero), llegando a ser negativa en
peral, lo que indica que la población tiende a desaparecer.
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
109
7 Influencia de la temperatura y del fotoperiodo en la salida
de la diapausa de huevos hibernantes de Panonychus
ulmi
7.1 Resultados
Ensayo correspondiente a los huevos hibernantes recogidos en 2003
En las Tablas 7.1 a 7.5 se indica la evolución de la eclosión de los huevos de
invierno de Panonychus ulmi cuando se mantuvieron durante 30, 50, 70, 90 y 110 días
en oscuridad y bajas temperaturas (0, 2, 4 y 6 ºC), y evolucionar, posteriormente, con
fotoperiodo de día largo (DL) (16:8 L:O) o de día corto (DC) (8:16 L:O) a una
temperatura de 24 ºC. La representación gráfica de dicha evolución se muestra en las
Figuras 7.1 a 7.5.
El factor temperatura no provocó la aparición de diferencias significativas en el
porcentaje total de eclosión para el mismo número de días de frío y fotoperiodo. En
cambio, sí se obtuvieron diferencias significativas en dichos porcentajes en función
del tipo de fotoperiodo, salvo en el caso de 90 días de frío. Así, en los casos donde
hubo diferencias significativas, el porcentaje de eclosión fue significativamente mayor
para día largo.
En ningún caso, el porcentaje de eclosión de los huevos colocados a 24 ºC con
DL fue superior al 44,3 % ni inferior al 21,6 %. Por otro lado, en los sometidos a DC,
los porcentajes máximos y mínimos bajaron a 35,6 y a 2,4 %, respectivamente.
En todas las situaciones planteadas, la casi totalidad de los huevos había
eclosionado entre 10 y 20 días desde el inicio de su evolución a 24 ºC,
independientemente del fotoperiodo (Figuras 7.1 a 7.5), finalizando completamente a
los 40 días, salvo en el caso en el que los huevos estuvieron 110 días a baja
temperatura, para los cuales la eclosión se completó a los 30 días.
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
110
Tabla 7.1. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 30 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)].
Tª/Fotoperiodo Número de días a 24 ºC
10 20 30 40
0 ºC/DL 9,46 ± 4,43 35,16 ± 6,42 35,90 ± 7,04 35,90 ± 7,04
2 ºC/DL 5,89 ± 4,25 33,93 ± 1,86 35,44 ± 2,11 35,44 ± 2,11
4 ºC/DL 4,24 ± 1,98 35,10 ± 0,42 36,32 ± 1,33 36,32 ± 1,33
6 ºC/DL 0,00 ± 0,00 29,71 ± 7,28 34,01 ± 8,95 34,39 ± 8,69 No se encontraron diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).
Tabla 7.2. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 50 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/Fotoperiodo Número de días a 24 ºC
10 20 30 40
0 ºC/DL 2,62 ± 2,73 41,29 ± 6,17 42,23 ± 5,57 42,23 ± 5,57
0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 6,52 ± 4,97 6,52 ± 4,97 7,64 ± 6,51
2 ºC/DL 0,58 ± 0,83 37,92 ± 6,93 37,92 ± 6,93 37,92 ± 6,93
2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 6,67 ± 1,32 6,67 ± 1,32 6,67 ± 1,32
4 ºC/DL 3,04 ± 1,08 32,82 ± 9,09 33,56 ± 8,44 33,56 ± 8,44
4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 6,39 ± 3,74 6,67 ± 4,09 7,69 ± 3,37
6 ºC/DL 1,09 ± 0,78 43,75 ± 15,81 44,26 ± 15,34 44,26 ± 15,34
6 ºC/DC 0,65 ± 0,92 11,00 ± 3,07 11,83 ± 3,02 11,83 ± 3,02 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
Tabla 7.3. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 70 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/Fotoperiodo Número de días a 24 ºC
10 20 30 40
0 ºC/DL 2,25 ± 2,12 32,92 ± 7,6 33,47 ± 8,36 33,47 ± 8,36
0 ºC/DC 0,98 ± 1,39 10,23 ± 3,95 11,27 ± 5,39 13,24 ± 5,21
2 ºC/DL 2,75 ± 2,78 30,53 ± 2,57 30,53 ± 2,57 30,53 ± 2,57
2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 4,05 ± 4,45 4,37 ± 4,32 4,37 ± 4,32
4 ºC/DL 15,80 ± 7,36 38,15 ± 4,11 38,14 ± 4,11 38,14 ± 4,11
4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 2,03 ± 1,67 2,42 ± 1,22 2,42 ± 1,22
6 ºC/DL 13,22 ± 5,38 26,48 ± 4,45 26,48 ± 7,45 26,48 ± 7,45
6 ºC/DC 2,28 ± 1,45 10,95 ± 1,73 11,43 ± 1,08 11,43 ± 1,08 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
111
Tabla 7.4. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 90 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/Fotoperiodo Número de días a 24 ºC
10 20 30 40
0 ºC/DL 10,86 ± 5,51 21,46 ± 10,78 21,83 ± 11,27 21,83 ± 11,27
0 ºC/DC 3,91 ± 1,08 17,50 ± 4,75 17,95 ± 5,13 18,39 ± 5,56
2 ºC/DL 23,19 ± 6,12 29,89 ± 8,30 30,84 ± 8,42 30,84 ± 8,42
2 ºC/DC 6,82 ± 2,75 19,27 ± 1,47 19,27 ± 1,47 19,27 ± 1,47
4 ºC/DL 26,44 ± 4,44 31,78 ± 6,65 32,26 ± 7,05 32,26 ± 7,05
4 ºC/DC 16,34 ± 5,79 26,10 ± 9,58 26,10 ± 9,58 26,10 ± 9,58
6 ºC/DL 24,84 ± 8,23 26,28 ± 7,67 26,28 ± 7,67 26,28 ± 7,67
6 ºC/DC 31,03 ± 13,74 35,62 ± 15,64 35,62 ± 15,64 35,62 ± 15,64 No se encontraron diferencias significativas para los parámetros temperatura y fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
Tabla 7.5. Año 2003. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 110 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/Fotoperiodo Número de días a 24 ºC
10 20 30
0 ºC/DL 25,83 ± 10,97 31,70 ± 13,75 31,70 ± 13,75
0 ºC/DC 10,00 ± 6,37 14,53 ± 5,05 15,08 ± 4,79
2 ºC/DL 33,28 ± 11,12 38,46 ± 11,51 38,46 ± 11,51
2 ºC/DC 9,36 ± 3,43 18,49 ± 3,20 18,49 ± 3,20
4 ºC/DL 30,95 ± 11,98 31,29 ± 12,07 31,29 ± 12,07
4 ºC/DC 12,31 ± 3,39 14,45 ± 4,91 14,45 ± 4,91
6 ºC/DL 24,55 ± 6,51 25,67 ± 7,49 25,67 ± 7,49
6 ºC/DC 28,66 ± 9,37 32,26 ± 10,55 32,26 ± 10,55 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
112
Figura 7.1. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 30 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)].
Figura 7.2. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 50 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
0
5
10
15
20
25
30
35
40
10 20 30 40 50
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 24ºC
0 ºC-DL
2 ºC-DL
4 ºC-DL
6 ºC-DL
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
10 20 30 40 50
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 24ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
6 ºC-DL
6 ºC-DC
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
113
Figura 7.3. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 70 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Figura 7.4. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 90 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
10 20 30 40 50
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 24ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
6 ºC-DL
6 ºC-DC
0
5
10
15
20
25
30
35
40
10 20 30 40 50
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 24ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
6 ºC-DL
6 ºC-DC
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
114
Figura 7.5. Año 2003. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 110 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 6 ºC y posterior desarrollo a 24 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Se llevó a cabo el análisis de la varianza de tres vías integrando todos los datos
anteriores, salvo los correspondientes a 30 días a baja temperatura, ya que, al no
disponer de datos de eclosión con fotoperiodo de día corto, podría distorsionar los
resultados (Tabla 7.6). Ni el número de días de frío (DF), ni la propia temperatura (T)
tuvieron efecto significativo sobre los porcentajes de eclosión (Tabla 7.7 y Tabla 7.8).
Sí lo tuvo el fotoperiodo (FP), así como las interacciones entre éste y los demás
factores, obteniéndose porcentajes de eclosión mayores en el caso de día largo (Tabla
7.9).
Tabla 7.6. Año 2003. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable porcentaje de eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura.
Parámetro gl F P
Fotoperiodo (FP) 1 81,52 0,000
Días de frío (DF) 4 1,90 0,120
Temperatura (T) 3 0,96 0,417
FP X DF 3 10,68 0,000
FP X T 3 2,94 0,039
DF X T 12 0,64 0,798
FP X DF X T 9 0,85 0,576
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
10 20 30 40 50
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 24ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
6 ºC-DL
6 ºC-DC
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
115
Tabla 7.7. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor número de días de frío durante la diapausa.
Días de frío (DF) Eclosión (%)
50 23,98 ± 1,93a
70 20,01 ± 1,93a
90 26,37 ± 1,93a
110 25,99 ± 1,93a Letras iguales en la misma columna indican que no hay diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).
Tabla 7.8. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor temperatura durante la diapausa.
Temperatura (T) Eclosión (%)
0 ºC 22,95 ± 1,99a
2 ºC 23,36 ± 1,99a
4 ºC 23,24 ± 1,99a
6 ºC 26,80 ± 1,99a Letras iguales en la misma columna indican que no hay diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).
Tabla 7.9. Año 2003. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor fotoperiodo.
Fotoperiodo (FP) Eclosión (%)
Día largo (DL) 32,81 ± 1,40a
Día corto (DC) 15,37 ± 1,40b Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA)
En cuanto a la influencia de los factores evaluados sobre el periodo de tiempo
necesario para la eclosión del 50 % de los huevos (T50%), el análisis de la varianza de
tres vías muestra que FP, DF y T afectaron de forma significativa al parámetro,
apareciendo interacción entre DF y T (Tabla 7.10). Como en el análisis anterior, no se
han utilizado los datos correspondientes a 30 días a baja temperatura.
Como muestra la Tabla 7.11, cuanto mayor fue el valor DF más disminuyó la
T50%. Concretamente, cuando los huevos estuvieron sometidos a 110 días de frío, fue
de unos 8 días, mientras que para 50-70 días de frío, se necesitaron unos 13-14 días.
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
116
Con respecto a la temperatura a la que se sometieron los huevos, cuanto menor
fue esta, más aumentaba el valor de T50%, variando de unos 10 días a 6 ºC, hasta
cerca de 13 días a 0 ºC (Tabla 7.12). El fotoperiodo de día largo, por su parte, permitió
un adelanto de algo más de 2 días para alcanzar la T50% (Tabla 7.13).
Tabla 7.10. Año 2003. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable tiempo necesario para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura.
Parámetro gl F P
Fotoperiodo (FP) 1 33,06 0,000
Días de Frío (DF) 3 62,03 0,000
Temperatura (T) 3 8,26 0,000
FP X DF 3 1,70 0,176
FP X T 3 2,02 0,120
DF X T 9 2,42 0,020
FP X DF X T 9 1,23 0,293
Tabla 7.11. Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferente número de días de frío durante la diapausa.
Días de frío (DF) T50%
50 14,57 ± 0,40a
70 13,69 ± 0,42a
90 9,45 ± 0,40b
110 8,03 ± 0,40c Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).
Tabla 7.12 Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperaturas durante la diapausa.
Temperatura (T) T50%
0 ºC 12,71 ± 0,40a
2 ºC 11,61 ± 0,42b
4 ºC 11,53 ± 0,40b
6 ºC 9,90 ± 0,40c Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LA SALIDA DE LA DIAPAUSA DE HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
117
Tabla 7.13. Año 2003. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes fotoperiodos.
Fotoperiodo (FP) T50%
Día largo (DL) 10,27 ± 0,29a
Día corto (DC) 12,60 ± 0,29b Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).
Ensayo correspondiente a los huevos hibernantes recogidos en 2004
En las Tablas 7.14 a 7.19 se indica la evolución de la eclosión de huevos de
invierno de Panonychus ulmi cuando se mantuvieron en oscuridad y a bajas
temperaturas (0, 2, 4 y 8 ºC) durante 10, 20, 40, 60, 80 y 100 días, para evolucionar,
posteriormente, con fotoperiodo de día largo (DL) (16:8 L:O) o de día corto (DC) (8:16
L:O), a una temperatura de 20 ºC. La representación gráfica de dicha evolución se
muestra en las Figuras 7.6 a 7.11.
La eclosión total no se vio significativamente afectada por el parámetro
temperatura para el mismo número de días de frío y fotoperiodo. El fotoperiodo, por
su parte, sí proporcionó diferencias significativas en algunas situaciones;
concretamente, la eclosión fue significativamente superior con fotoperiodo de día largo
cuando el periodo de frío fue menos duradero, esto es, de 10, 20 y 40 días. Para el
resto de los periodos de mantenimiento en frío, no aparecieron diferencias
significativas entre fotoperiodos diferentes.
Una vez colocados los huevos a evolucionar a 20 ºC, la eclosión fue más rápida
conforme mayor fue el número de días de frío a los que habían sido sometidos. Esta
situación se observa especialmente para periodos de 60, 80 y 100 días de frío, a los
cuales la máxima eclosión se alcanzó, en torno, a los 50, 30 y 20 días,
respectivamente.
La misma tendencia sigue el porcentaje total de huevos finalmente
eclosionados, que es mayor a medida que aumenta el número de días de frío que
soportaron (Figuras 7.6 a 7.11).
118
Tabla 7.14. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/FotoperiodoNúmero de días a 20 ºC
10 20 30 40 50 60 70 80 90 100
0 ºC/DL 0,00±0,00 0,00±0,00 0,86±1,72 0,86±1,72 0,86±1,72 1,56±1,82 3,31±2,84 6,27±3,45 7,64±4,29 8,34±4,05
0 ºC/DC 0,35±0,70 0,35±0,70 0,35±0,70 0,35±0,70 0,35±0,70 0,78±0,91 1,62±1,37 2,40±1,62 3,87±1,90 3,87±1,90
2 ºC/DL 1,64±2,16 1,97±1,91 3,30±1,17 3,30±1,17 3,30±1,17 3,30±1,17 4,14±1,66 5,14±2,53 7,14±3,31 7,14±3,31
2 ºC/DC 0,66±1,32 0,66±1,32 0,66±1,32 0,66±1,32 0,66±1,32 1,51±1,90 2,88±3,35 2,88±3,35 1,76±2,23 1,76±2,23
4 ºC/DL 0,71±1,43 1,07±2,14 1,68±2,08 1,68±2,08 1,68±2,08 2,29±2,66 4,83±5,95 6,42±6,20 9,64±4,31 10,60±5,33
4 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 0,00±0,00 0,00±0,00 0,58±1,16 0,58±1,16 1,16±2,33 1,16±2,33 1,76±2,23 1,76±2,23
8 ºC/DL 1,15±2,31 3,10±4,16 3,10±4,16 3,88±4,77 3,88±4,77 5,46±5,47 9,12±4,62 12,38±4,54 13,99±3,34 14,39±3,71
8 ºC/DC 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 1,04±2,08 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
119
Tabla 7.15. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 20 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/FotoperiodoNúmero de días a 20 ºC
10 20 30 40 50 60 70 80 90
0 ºC/DL 0,00±0,00 0,81±1,61 0,81±1,61 1,64±1,89 3,34±2,72 4,76±1,70 5,18±2,38 7,32±3,45 7,32±3,45
0 ºC/DC 0,00±0,00 0,66±1,32 0,66±1,32 0,66±1,32 0,66±1,32 1,32±2,63 1,32±2,63 1,32±2,63 1,32±2,63
2 ºC/DL 1,6±1,92 2,23±1,61 3,49±2,40 9,12±3,03 13,02±5,03 14,04±4,35 15,46±92 21,09±4,31 21,71±4,28
2 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 1,89±2,27 2,52±1,89 5,98±6,93 5,98±6,93 7,05±5,96 7,67±5,81 9,06±5,16
4 ºC/DL 0,45±0,89 3,42±2,58 3,86±2,76 4,79±3,24 7,66±3,43 10,92±6,16 13,01±6,56 18,12±3,70 18,84±2,90
4 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 0,00±0,00 0,40±0,79 1,53±2,25 3,465,26 3,46±5,26 3,81±5,24 3,81±5,24
8 ºC/DL 0,00±0,00 0,00±0,00 0,00±0,00 1,27±1,49 3,51±2,38 5,79±3,92 9,53±7,59 10,18±8,39 11,76±9,28
8 ºC/DC 1,59±3,17 1,59±3,17 1,59±3,17 1,59±3,17 2,30±3,02 2,81±2,65 4,33±2,32 5,12±3,49 5,12±3,49 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
120
Tabla 7.16. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 40 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/FotoperiodoNúmero de días a 20 ºC
10 20 30 40 50 60 70 80
0 ºC/DL 0,00±0,00 3,00±3,24 17,53±11,02 24,87±8,87 27,81±10,24 27,81±10,24 27,81±10,24 27,81±10,24
0 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 1,40±1,96 5,51±3,36 8,89±4,78 9,60±3,66 12,43±7,08 12,43±7,08
2 ºC/DL 0,00±0,00 4,14±3,96 20,23±10,85 25,65±17,19 29,91±19,71 35,10±21,70 36,03±20,84 36,56±20,36
2 ºC/DC 0,00±0,00 1,74±2,13 7,49±3,32 11,91±4,91 12,52±5,83 13,60±6,34 14,15±6,85 14,15±6,85
4 ºC/DL 0,00±0,00 2,75±3,18 12,04±4,17 16,50±2,74 19,22±2,42 21,53±5,83 21,53±5,83 21,53±5,83
4 ºC/DC 0,00±0,00 1,16±2,33 5,12±4,36 14,79±8,81 22,55±10,40 28,12±12,69 28,12±12,69 28,12±12,69
8 ºC/DL 0,00±0,00 0,68±1,35 12,18±8,68 19,46±9,58 22,88±8,77 28,77±12,04 30,04±11,96 32,57±12,32
8 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 0,34±0,68 2,50±2,97 5,85±3,95 10,00±5,66 11,81±5,98 13,53±5,24 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
121
Tabla 7.17. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 60 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/FotoperiodoNúmero de días a 20 ºC
10 20 30 40 50 60
0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 17,87 ± 7,89 23,75 ± 13,84 23,75 ± 13,84 24,19 ± 13,45 24,19 ± 13,45
0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 7,08 ± 2,52 18,41 ± 4,17 21,53 ± 5,52 25,25 ± 5,10 25,25 ± 5,10
2 ºC/DL 0,00 ± 0,00 23,54 ± 3,72 31,39 ± 8,06 35,86 ± 9,19 35,86 ± 9,19 35,86 ± 9,19
2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 10,38 ± 3,82 20,05 ± 2,72 22,91 ± 1,72 24,95 ± 2,65 25,36 ± 3,30
4 ºC/DL 0,00 ± 0,00 17,39 ± 8,41 25,46 ± 8,54 26,66 ± 8,45 26,66 ± 8,45 26,66 ± 8,45
4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 2,97 ± 2,74 14,56 ± 2,35 25,68 ± 5,25 25,68 ± 5,25 26,21 ± 5,88
8 ºC/DL 0,00 ± 0,00 7,17 ± 2,16 16,3 ± 2,86 22,51 ± 7,20 24,89 ± 10,06 24,89 ± 10,06
8 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 5,19 ± 2,18 13,56 ± 2,91 18,61 ± 4,50 19,44 ± 5,79 No se encontraron diferencias significativas para los parámetros temperatura y fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
122
Tabla 7.18. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 80 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/Fotoperiodo Número de días a 20 ºC
10 20 30 40
0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 30,91 ± 13,45 37,28 ± 9,88 37,92 ± 9,61
0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 18,08 ± 13,66 28,91 ± 12,89 28,91 ± 12,89
2 ºC/DL 1,38 ± 1,61 26,90 ± 10,77 29,19 ± 14,30 29,19 ± 14,30
2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 17,75 ± 9,41 29,12 ± 7,84 32,28 ± 8,84
4 ºC/DL 0,54 ± 1,09 32,18 ± 18,22 35,49 ± 18,80 35,49 ± 18,80
4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 16,20 ± 5,14 39,51 ± 16,45 40,81 ± 17,68
8 ºC/DL 0,50 ± 1,00 23,71 ± 18,77 28,64 ± 20,29 29,42 ± 19,14
8 ºC/DC 0,00 ± 0,00 7,99 ± 4,59 23,41 ± 9,22 30,42 ± 14,82 No se encontraron diferencias significativas para los parámetros temperatura y fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
123
Tabla 7.19. Año 2004. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 100 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/Fotoperiodo Número de días a 20 ºC
10 20 30 40
0 ºC/DL 1,20 ± 1,40 43,37 ± 17,86 43,92 ± 16,90 43,92 ± 16,90
0 ºC/DC 0,86 ± 1,72 56,59 ± 20,70 59,3 ± 20,32 59,3 ± 20,32
4 ºC/DL 4,81 ± 2,58 72,07 ± 10,01 73,83 ± 9,27 73,83 ± 9,27
4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 69,29 ± 16,92 72,70 ± 20,12 72,70 ± 20,12
8 ºC/DL 0,39 ± 0,78 41,21 ± 23,57 44,01 ± 26,12 44,01 ± 26,12
8 ºC/DC 1,25 ± 0,86 41,61 ± 22,20 51,59 ± 23,80 52,05 ± 23,39 No se encontraron diferencias significativas para los parámetros temperatura y fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y EL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
124
Figura 7.6. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Figura 7.7. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 20 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
0
2
4
6
8
10
12
14
16
10 20 30 40 50 60 70 80 90 100
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de dias a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
0
5
10
15
20
25
10 20 30 40 50 60 70 80 90 100
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y EL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
125
Figura 7.8. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 40 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Figura 7.9. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 60 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
0
5
10
15
20
25
30
35
40
10 20 30 40 50 60 70 80
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
0
5
10
15
20
25
30
35
40
10 20 30 40 50 60 70 80 90
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y EL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
126
Figura 7.10. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 80 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Figura 7.11. Año 2004. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 100 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
10 20 30 40 50 60 70
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
0
10
20
30
40
50
60
70
80
10 20 30 40 50
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y EL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
127
El análisis de la varianza de tres vías aplicado para la comparación de medias
de los porcentajes de eclosión, integrando todos los datos anteriores (Tabla 7.20),
indica que los tres factores objeto del estudio, por separado, tuvieron un efecto
significativo sobre los porcentajes de eclosión al final del ensayo. No ocurrió lo mismo
con las interacciones entre factores, ya que ninguna de ellas tuvo un efecto
significativo.
Respecto a DF, cuanto más se prolongó el tiempo en frío, mayor fue el
porcentaje de eclosión (Tabla 7.21). Cuando los huevos se mantuvieron durante 100
días, el porcentaje se aproximó al 60 %, significativamente diferente al siguiente
periodo de tiempo ensayado, 80 días, para el cual, el porcentaje se redujo casi a la
mitad (33 %), siendo, así mismo, diferente al de los periodos siguientes, 40 y 60 días,
para los cuales las eclosión se situó en torno al 25 %. Del mismo modo, se obtuvieron
porcentajes de eclosión medios significativamente diferentes a los observados en el
resto de periodos, para los más bajos, 10 y 20 días, en los que no se superó el 10 %.
En cuanto a la temperatura a la que se vieron sometidos los huevos durante el
periodo de frío, se produjo un mayor porcentaje de eclosión a 4 ºC (30,03 %), con
diferencias significativas respecto a las demás temperaturas ensayadas, 0, 2 y 8 ºC,
en las que la eclosión fue inferior al 25 % en todos los casos (Tabla 7.22).
Por su parte, también el fotoperiodo al que se sometieron los huevos influyó
significativamente en el porcentaje de larvas emergidas, siendo el valor obtenido en
el caso de día largo, en torno a 5,5 puntos porcentuales superior (Tabla 7.23).
Tabla 7.20. Año 2004. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable porcentaje de eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura.
Parámetro gl F P
Fotoperiodo (FP) 1 9,95 0,002
Días de Frío (DF) 5 77,05 0,000
Temperatura (T) 3 3,75 0,012
FP X DF 5 2,04 0,077
FP X T 3 0,75 0,523
DF X T 14 1,25 0,250
FP X DF X T 14 1,01 0,45
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y EL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
128
Tabla 7.21. Año 2004. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor número de días de frío durante la diapausa.
Días de frío (DF) Eclosión (%)
10 6,25 ± 1,99a
20 9,94 ± 1,99a
40 23,39 ± 1,99b
60 25,98 ± 1,99b
80 33,05 ± 1,99c
100 59,48 ± 2,30d Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).
Tabla 7.22. Año 2004. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor temperatura durante la diapausa.
Temperatura (T) Eclosión (%)
0 ºC 23,42 ± 1,62a
2 ºC 21,48 ± 1,78a
4 ºC 30,03 ± 1,62b
8 ºC 24,14 ± 1,62a Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).
Tabla 7.23. Año 2004. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor fotoperiodo.
Fotoperiodo (FP) Eclosión (%)
Día largo (DL) 27,63 ± 1,17a
Día corto (DC) 22,19 ± 1,17b Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).
En cuanto a la influencia de los factores evaluados sobre el periodo de tiempo
necesario para la eclosión del 50 % de los huevos (T50%), el análisis de la varianza de
tres vías muestra que únicamente DF influyó de forma significativa, apareciendo una
interacción con los valores de FP y T a los que fueron sometidos durante ese periodo
de tiempo (Tabla 7.24).
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y EL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
129
Como muestra la Tabla 7.25, cuanto mayor era DF, más reducida era la T50%,
pasando de unos 15 días, con 100 días en frío, hasta unos 50 días, cuando el periodo
de tiempo era de 10 días, como valores mínimo y máximo, respectivamente.
En cuanto a la influencia de T sobre la T50%, el valor de esta última estuvo en
torno a 30-35 días para todas las temperaturas, sin que existiesen diferencias
significativas entre las mismas (Tabla 7.26).
Tampoco el fotoperiodo tuvo un efecto significativo sobre la T50%, que alcanzó
valores muy similares y próximos a 33 días, tanto en el caso de fotoperiodo de día
largo, como corto (Tabla 7.27).
Tabla 7.24. Año 2004. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable tiempo necesario para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura.
Parámetro gl F P
Fotoperiodo (FP) 1 0,00 0,961
Días de Frío (DF) 5 50,72 0,000
Temperatura (T) 3 3,04 0,052
FP X DF 5 4,41 0,001
FP X T 3 1,28 0,286
DF X T 14 5,43 0,000
FP X DF X T 14 1,66 0,073
Tabla 7.25. Año 2004. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferente número de días de frío durante la diapausa.
Días de frío (DF) T50%
10 53,41 ± 2,43a
20 47,91 ± 2,36b
40 35,34 ± 1,90c
60 22,69 ± 1,90d
80 18,49 ± 1,90de
100 15,70 ± 2,20e Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y EL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
130
Tabla 7.26. Año 2004. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperaturas durante la diapausa.
Temperatura (T) T50%
0 ºC 32,29 ± 1,74a
2 ºC 31,75 ± 1,79a
4 ºC 35,75 ± 1,68a
8 ºC 31,91 ± 1,76a Letras iguales en la misma columna indican que no hay diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).
Tabla 7.27. Año 2004. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes fotoperiodos.
Fotoperiodo (FP) T50%
Día largo (DL) 33,04 ± 1,13a
Día corto (DC) 32,91 ± 1,33a Letras iguales en la misma columna indican que no hay diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).
Ensayo correspondiente a los huevos hibernantes recogidos en 2005
En las Tablas 7.28 a 7.33 se indica la evolución de la eclosión de huevos de
invierno de Panonychus ulmi cuando se sometieron durante 10, 20, 40, 60, 80, y 100
días a oscuridad y bajas temperaturas (0, 2, 4 y 8 ºC), para evolucionar,
posteriormente, en condiciones de fotoperiodo de día largo (DL) (16:8 L:O) o de día
corto (DC) (8:16 L:O), a una temperatura de 20 ºC. La representación gráfica de dicha
evolución se muestra en las Figuras 7.12 a 7.17.
El factor temperatura no provocó la aparición de diferencias significativas en la
eclosión dentro del mismo número de días de frío y tipo de fotoperiodo. En cambio,
respecto al fotoperiodo, sí aparecieron diferencias significativas en algunas
situaciones. Concretamente, fue significativamente superior el porcentaje de eclosión
de los huevos sometidos a fotoperiodo de día largo cuando el periodo de frío fue
menos duradero, esto es, de 10, 20 y 40 días, así como para 80 días, no apareciendo
diferencias para 60 y 100 días.
Una vez colocados los huevos a evolucionar a 20 ºC, la eclosión fue más rápida
cuanto mayor fue el periodo de tiempo en que se mantuvieron a baja temperatura.
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y EL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
131
Esta situación se observa claramente en las Figuras 7.12 a 7.17, donde puede
apreciase que, en el caso de 10 y 20 días de frío, casi la totalidad de los huevos
eclosionaron tras 60 días. Este periodo de tiempo se redujo a unos 40 días, para 40
días de frío; a unos 30 días, cuando se sometieron a 60 y 80 días de frío; y bajó a 20
días, cuando se mantuvieron en frío durante 100 días.
La misma tendencia se observa para el porcentaje total de huevos
eclosionados, que aumentó a medida que lo hizo el número de días de frío al que
fueron sometidos.
.
132
Tabla 7.28. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/Fotoperiodo
Días tras inicio de desarrollo
10 20 30 40 50 60 70
0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 2,93 ± 4,00 5,01 ± 3,00 7,57 ± 4,15 9,71 ± 4,22 11,41 ± 2,78 15,41 ± 3,99
0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 1,00 ± 2,00 1,00 ± 2,00 5,21 ± 5,01 6,53 ± 5,05 7,44 ± 5,99
2 ºC/DL 0,00 ± 0,00 5,81 ± 2,88 7,68 ± 1,69 10,97 ± 3,84 15,23 ± 2,42 21,81 ± 5,35 28,03 ± 5,26
2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,84 ± 0,97 1,27 ± 1,67 2,10 ± 1,60 5,70 ± 1,54 8,39 ± 4,28 9,22 ± 4,68
4 ºC/DL 0,00 ± 0,00 9,82 ± 7,36 11,26 ± 7,30 16,14 ± 5,69 23,77 ± 8,06 25,27 ± 7,31 27,65 ± 7,83
4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,86 ± 0,99 1,34 ± 0,90 3,64 ± 3,96 8,24 ± 4,68 11,02 ± 7,96 11,48 ± 8,79
8 ºC/DL 0,00 ± 0,00 3,82 ± 3,57 4,69 ± 2,83 9,34 ± 5,00 11,91 ± 4,24 15,99 ± 6,70 17,62 ± 8,00
8 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00 0,53 ± 1,06 2,31 ± 1,69 4,56 ± 4,28 6,39 ± 5,25 6,39 ± 5,25 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
133
Tabla 7.29. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 20 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/FotoperiodoNúmero de días a 20 ºC
10 20 30 40 50 60 70 80 90
0 ºC/DL 0,00±0,00 3,09±1,78 6,91±3,01 12,755,51 16,99±4,28 20,93±3,83 22,88±3,51 24,09±5,73 25,65±6,10
0 ºC/DC 0,00±0,00 0,00±0,00 0,00±0,00 3,33±3,09 5,57±4,49 6,18±5,70 7,17±5,28 8,20±5,40 8,20±5,40
2 ºC/DL 0,00±0,00 6,37±0,24 11,91±1,30 21,50±9,92 28,09±7,71 30,05±6,53 30,87±7,27 31,79±7,29 32,81±6,97
2 ºC/DC 0,00±0,00 0,47±0,94 0,89±1,03 4,49±1,85 8,12±2,64 9,96±3,61 10,89±4,88 11,82±6,45 11,82±6,45
4 ºC/DL 0,00±0,00 3,01±2,38 11,17±9,41 21,39±12,66 27,78±14,23 29,74±14,86 30,71±15,55 31,69±16,04 31,69±16,04
4 ºC/DC 0,00±0,00 0,53±1,06 0,53±1,06 5,03±5,46 9,21±5,55 10,09±5,88 10,44±5,90 10,44±5,90 10,71±6,12
8 ºC/DL 0,00±0,00 3,92±1,65 8,71±5,49 12,31±8,00 23,19±12,22 27,20±13,97 29,36±14,19 32,87±16,87 34,17±15,43
8 ºC/DC 0,00±0,00 0,47±0,94 0,47±0,94 4,47±4,59 7,62±5,02 8,56±5,76 34,17±15,43 34,17±15,43 34,17±15,43 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
134
Tabla 7.30. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 40 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/FotoperiodoNúmero de días a 20 ºC
10 20 30 40 50 60
0 ºC/DL 0,45 ± 0,89 9,03 ± 3,06 40,48 ± 13,62 47,4 ± 12,72 48,52 ± 13,07 49,3 ± 13,26
0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,93 ± 1,07 6,87 ± 5,21 9,16 ± 7,55 10,07 ± 9,06 10,07 ± 9,06
2 ºC/DL 2,90 ± 4,79 14,43 ± 10,33 51,55 ± 14,72 60,18 ± 16,93 60,66 ± 16,79 61,14 ± 16,70
2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 1,48 ± 1,86 22,40 ± 4,32 35,85 ± 6,60 37,37 ± 6,10 37,85 ± 6,85
4 ºC/DL 0,00 ± 0,00 10,67 ± 4,50 38,71 ± 17,63 52,28 ± 19,24 55,25 ± 22,14 56,48 ± 21,94
4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 0,36 ± 0,71 18,66 ± 8,98 31,67 ± 11,77 33,94 ± 11,71 33,94 ± 11,71
8 ºC/DL 0,00 ± 0,00 2,51 ± 3,24 18,99 ± 4,81 35,31 ± 10,21 41,31 ± 11,98 41,83 ± 12,28
8 ºC/DC 1,20 ± 1,45 1,20 ± 1,45 9,13 ± 2,38 16,96 ± 5,19 22,81 ± 5,46 23,13 ± 5,61 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
135
Tabla 7.31. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 60 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/Fotoperiodo Número de días a 20 ºC
10 20 30 40 50
0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 18,03 ± 4,39 38,07 ± 7,00 40,85 ± 6,41 40,85 ± 6,41
0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 8,53 ± 5,95 28,3 ± 9,98 29,55 ± 10,11 29,55 ± 10,11
2 ºC/DL 0,76 ± 1,31 32,07 ± 11,88 42,30 ± 7,09 44,14 ± 7,32 44,14 ± 7,32
2 ºC/DC 0,83 ± 1,44 18,25 ± 9,56 36,89 ± 17,67 37,96 ± 17,70 39,63 ± 17,15
4 ºC/DL 0,00 ± 0,00 13,90 ± 4,33 35,48 ± 9,32 36,15 ± 9,24 36,15 ± 9,24
4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 18,07 ± 9,16 50,71 ± 8,18 53,58 ± 9,56 54,19 ± 10,52
8 ºC/DL 0,00 ± 0,00 13,57 ± 5,36 37,84 ± 0,84 42,18 ± 2,73 46,76 ± 2,86
8 ºC/DC 0,00 ± 0,00 10,03 ± 1017 52,42 ± 7,54 56,67 ± 7,40 56,67 ± 7,40 No se encontraron diferencias significativas para los parámetros temperatura y fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
136
Tabla 7.32. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 80 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/Fotoperiodo Número de días a 20 ºC
10 20 30 40 50
0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 40,32 ± 9,08 57,24 ± 5,40 57,89 ± 5,79 58,45 ± 6,39
0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 20,08 ± 6,42 30,35 ± 8,54 30,35 ± 8,54 31,18 ± 9,64
2 ºC/DL 0,00 ± 0,00 37,18 ± 6,21 51,92 ± 3,33 52,56 ± 4,44 52,56 ± 4,44
2 ºC/DC 0,00 ± 0,00 24,50 ± 2,80 30,37 ± 7,16 30,37 ± 7,16 30,37 ± 7,16
4 ºC/DL 0,00 ± 0,00 38,84 ± 11,54 54,70 ± 8,50 54,70 ± 8,50 54,70 ± 8,50
4 ºC/DC 0,00 ± 0,00 31,59 ± 10,42 56,04 ± 14,19 56,04 ± 14,19 56,04 ± 14,19
8 ºC/DL 0,64 ± 1,11 56,72 ± 9,51 83,68 ± 11,33 84,44 ± 10,98 84,44 ± 10,98
8 ºC/DC 1,25 ± 1,09 34,50 ± 13,86 48,55 ± 17,22 48,55 ± 17,22 49,33 ± 15,99 No se encontraron diferencias significativas para el parámetro temperatura y sí para el fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
137
Tabla 7.33. Año 2005. Evolución de los porcentajes de eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 100 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Tª/Fotoperiodo Número de días a 20 ºC
10 20 30
0 ºC/DL 0,00 ± 0,00 45,29 ± 14,44 49,10 ± 14,85
0 ºC/DC 0,00 ± 0,00 50,60 ± 7,20 57,15 ± 5,50
2 ºC/DL 1,88 ± 1,79 71,45 ± 1,46 72,12 ± 0,75
2 ºC/DC 0,67 ± 1,15 65,84 ± 20,67 68,56 ± 23,23
4 ºC/DL 7,92 ± 1,77 65,20 ± 57,33 65,83 ± 7,77
4 ºC/DC 3,17 ± 2,79 64,85 ± 24,00 64,85 ± 24,00
8 ºC/DL 18,51 ± 51 51,09 ± 15,39 52,58 ± 16,67
8 ºC/DC 18,61 ± 4,29 60,46 ± 11,59 61,73 ± 12,65 No se encontraron diferencias significativas para los parámetros temperatura y fotoperiodo (α=0,05) (ANOVA).
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
138
Figura 7.12. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 10 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Figura 7.13. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 20 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
0
5
10
15
20
25
30
10 20 30 40 50 60 70
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
0
5
10
15
20
25
30
35
40
10 20 30 40 50 60 70 80 90 100
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
139
Figura 7.14. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 40 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Figura 7.15. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 60 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
0
10
20
30
40
50
60
70
10 20 30 40 50 60
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
0
10
20
30
40
50
60
10 20 30 40 50 60
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
140
Figura 7.16. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 80 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
Figura 7.17. Año 2005. Evolución de la eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos durante 100 días, en oscuridad, a temperaturas de 0, 2, 4 y 8 ºC y posterior desarrollo a 20 ºC y fotoperiodo de día largo [DL (16:8 L:O)] y de día corto [DC (8:16 L:O)].
El análisis de la varianza de tres vías, realizado integrando todos los datos
anteriores (Tabla 7.34), muestra que los tres factores objeto del estudio tuvieron un
efecto significativo sobre los porcentajes de eclosión al final del bioensayo. El análisis
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
10 20 30 40 50
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
0
10
20
30
40
50
60
70
80
10 20 30
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
0 ºC-DL
0 ºC-DC
2 ºC-DL
2 ºC-DC
4 ºC-DL
4 ºC-DC
8 ºC-DL
8 ºC-DC
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
141
también indica que hay interacción entre DF y FP, no apareciendo interacción en las
demás combinaciones.
Respecto a DF, cuanto más prolongado es, mayor es el porcentaje de eclosión
(Tabla 7.35). Así, para los huevos sometidos a 100 días de frío, el valor se situó en
torno al 60 % de huevos eclosionados, significativamente diferente al siguiente periodo
de tiempo ensayado, 80 días, para el que el valor fue próximo al 50 %, siendo ambos
porcentajes significativamente diferentes a los alcanzados en los periodos siguientes,
40 y 60 días, para los que se obtuvo una eclosión de en torno al 40 %. Finalmente, los
huevos sometidos a los periodos de frío más cortos, 20 y 10 días, presentaron
diferencias significativas respecto a los demás casos, obteniéndose unos valores de
en torno al 20 y al 15 % de eclosión, respectivamente.
En cuanto al factor T, el valor que proporcionó un porcentaje menor de eclosión
fue el de 0 ºC (31,95 %), con diferencias significativas respecto a las otras tres
temperaturas ensayadas (en torno al 40 %, en todos los casos) (Tabla 7.36).
Por su parte, cuando los huevos fueron sometidos a fotoperiodo de día largo,
el valor del porcentaje de eclosión fue significativamente superior (concretamente, en
10 puntos porcentuales) a los obtenidos para los huevos sometidos a día corto (Tabla
7.37).
Tabla 7.34. Año 2005. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable porcentaje de eclosión de huevos de invierno de Panonychus ulmi sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura.
Parámetro gl F P
Fotoperiodo (FP) 1 25,13 0,000
Días de Frío (DF) 5 53,16 0,000
Temperatura (T) 3 5,40 0,002
FP X DF 5 5,11 0,000
FP X T 3 1,41 0,245
DF X T 15 1,64 0,072
FP X DF X T 15 0,75 0,718
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
142
Tabla 7.35. Año 2005. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor número de días de frío durante la diapausa.
Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).
Tabla 7.36. Año 2005. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor temperatura durante la diapausa.
Temperatura (T) Eclosión (%)
0 ºC 31,95 ± 1,99a
2 ºC 39,73 ± 1,99b
4 ºC 42,26 ± 1,99b
8 ºC 40,90 ± 2,01b Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).
Tabla 7.37. Año 2005. Eclosión ( e.t.) de huevos de invierno de Panonychus ulmi en función del factor fotoperiodo.
Fotoperiodo (FP) Eclosión (%)
Día largo (DL) 43,71 ± 1,99a
Día corto (DC) 33,71 ± 1,41b
Letra diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).
En cuanto a la influencia de los factores evaluados sobre el periodo de tiempo
necesario para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno (T50%), el análisis de la
varianza de tres vías muestra que únicamente DF afectó de forma significativa al
parámetro, no apareciendo interacción con el resto de los factores (fotoperiodo y
temperatura) (Tabla 7.38).
Como muestra la Tabla 7.39 cuanto mayor fue el valor DF más disminuyó la
T50%. Concretamente, el parámetro pasó de 15-16 días, cuando los huevos estuvieron
Días de frío (DF) Eclosión (%)
10 15,67 ± 2,30a
20 20,84 ± 2,25a
40 39,44 ± 2,25b
60 42,68 ± 2,60b
80 52,13 ± 2,60c
100 61,49 ± 2,60d
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
143
sometidos a 80 y 100 días de frío, a unos 40 días, cuando lo estuvieron durante 10 y
20 días.
La temperatura no tuvo una influencia significativa sobre la T50%, siendo su valor
próximo a 26-27 días en todos los casos (Tabla 7.40).
Tampoco aparecieron diferencias en función del tipo de fotoperiodo, con
valores de la T50% muy similares y próximos a 27 días (Tabla 7.41).
Tabla 7.38. Año 2005. Grados de libertad (gl), valores observados de F y P-valores en el test ANOVA de tres vías aplicado a la variable tiempo necesario para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes condiciones de fotoperiodo, días de frío y temperatura.
Parámetro gl F P
Fotoperiodo (FP) 1 3,08 0,082
Días de Frío (DF) 5 87,59 0,000
Temperatura (T) 3 1,16 0,327
FP X DF 5 0,36 0,877
FP X T 3 0,95 0,417
DF X T 15 1,36 0,177
FP X DF X T 15 0,60 0,871
Tabla 7.39. Año 2005. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferente número de días de frío durante la diapausa.
Letras diferentes en la misma columna indican diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA y LSD).
Días de frío (DF) T50%
10 39,93 ± 1,21a
20 40,95 ± 1,10a
40 28,18 ± 1,14b
60 22,13 ± 1,29c
80 16,38 ± 1,29d
100 15,00 ± 1,29d
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
144
Tabla 7.40. Año 2005. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes temperatura durante la diapausa.
Temperatura (T) T50%
0 ºC 27,79 ± 1,01a
2 ºC 26,92 ± 0,99a
4 ºC 25,65 ± 0,99a
8 ºC 28,02 ± 1,01a Letras iguales en la misma columna indican que no hay diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).
Tabla 7.41. Año 2005. Días ( e.t.) necesarios para la eclosión del 50 % de los huevos de invierno de Panonychus ulmi (T50%) sometidos a diferentes fotoperiodos.
Fotoperiodo (FP) T50%
Día largo (DL) 26,22 ± 0,70a
Día corto (DC) 27,97 ± 0,72a Letras iguales en la misma columna indican que no hay diferencias significativas (α=0,05) (ANOVA).
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
145
7.2 Discusión
El ensayo iniciado en el año 2003, cuya recogida de huevos diapausantes se
llevó a cabo a mediados de diciembre, arroja unos datos razonablemente diferentes a
los obtenidos con los huevos recogidos durante los años 2004 y 2005, en los que la
fecha de recolecta, y por tanto de inicio de colocación en condiciones de baja
temperatura, fue a principios y mediados de noviembre, respectivamente. Así, la
variación observada parece obedecer al mayor tiempo que los huevos recogidos en
el primer año estuvieron en condiciones de campo, lo que pudo amortiguar los posibles
efectos que los diferentes tratamientos de frío pudieron tener sobre la eclosión.
El análisis de la bibliografía existente al respecto permite observar que los
factores cuyos efectos se han estudiado sobre la salida de la diapausa y el tiempo
transcurrido hasta la eclosión de los huevos de P. ulmi han sido, fundamentalmente,
la temperatura y el tiempo necesario, sometidos a esas temperaturas, para superar la
diapausa y para que los huevos eclosionasen. Sin embargo, los trabajos publicados
sobre el factor fotoperiodo se centran, mayoritariamente, en un objetivo totalmente
diferente: analizar su influencia sobre la aparición de las hembras que, en otoño,
ponen los huevos diapausantes (Lees, 1953).
Cuando los huevos de invierno, tras un periodo de frío, se sometieron a
fotoperiodo de día largo, el porcentaje de huevos eclosionados fue significativamente
superior al obtenido con los huevos colocados en fotoperiodo de día corto. Lees (1953)
indica que la luz no parece tener importancia en la proporción de huevos eclosionados,
lo que contradice a los resultados del presente trabajo. Esta apreciación la realiza al
observar una eclosión importante de huevos mantenidos en oscuridad, tanto durante
el periodo de frío como durante el de incubación a 25 ºC, concluyendo que el huevo
del ácaro puede completar su desarrollo en ausencia de luz. Gotho et al. (1994)
encontraron que los huevos de P. ulmi entran en diapausa en estado de blastodermo.
Por su parte, Koveos y Broufas (1999) indican que, en este estado, el embrión es
incapaz de percibir el estímulo del fotoperiodo. Sin embargo, esta afirmación no
implica que esta incapacidad se mantenga en estados embrionarios más avanzados,
lo que puede haber ocurrido en nuestro ensayo.
El presente estudio sugiere que los huevos diapausantes del ácaro necesitan
una acción suficientemente estimulante, provocada por el frío, para salir de la
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
146
diapausa en porcentajes significativos. Así, los huevos que fueron sometidos a un
periodo de frío más reducido presentaron porcentajes de eclosión bajos. Es muy
importante señalar, no obstante, que el fotoperiodo de día largo, una vez colocados
los huevos a evolucionar a 20 ºC, tuvo un efecto compensatorio. Este hecho está
especialmente claro en los bioensayos realizados con los huevos recogidos durante
2004 y 2005. En ambos casos, en los huevos sometidos a fotoperiodo de día largo se
dieron porcentajes de eclosión significativamente mayores que los observados en los
huevos sometidos a fotoperiodo de día corto, con periodos de frío previos de 10, 20 y
40 días. En otras especies cuya diapausa también se produce en estado embrionario,
como Labops hesperius Uhler (Hemiptera: Miridae), también se ha demostrado que el
fotoperiodo influye en el porcentaje de eclosión (Fuxa y Kamm, 1976). Para
Tetranychus urticae, Koveos y Veerman (1996) indican que el fotoperiodo controla
tanto el inicio como el fin de la diapausa. En esta especie, el efecto del fotoperiodo es
cualitativo, pero puede ser también cuantitativo (Kroon et al., 1998). No obstante, es
importante señalar que en T. urticae la diapausa se produce en estado de hembra
adulta.
Considerando los tres análisis de la varianza llevados a cabo con todos los
resultados, se observó que la temperatura a la que se sometieron los huevos durante
el periodo de frío, influyó en sus porcentajes finales de eclosión. Concretamente, éstos
fueron mayores a la temperatura de 4 ºC, para la que aparecieron diferencias
significativas respecto a todas las demás en el año 2004, y solo con respecto a 0 ºC
en el año 2005. Los porcentajes de eclosión oscilaron entre el 23 % (a 0 ºC en el año
2003) y el 42 % (a 4 ºC en el año 2005). La información proporcionada a este respecto
por diferentes autores, es variable. Así, Lees (1953) indica que los valores más
efectivos de la temperatura para provocar la salida de la diapausa de los huevos de
P. ulmi, son aquéllos que se encuentran entre 1 y 9 ºC. Para Cranham (1971, 1972),
esos valores van de 0 a 5 ºC, independientemente de la duración del periodo de frío.
Este autor sitúa el límite superior para provocar la salida de la diapausa entre 9 y 15
ºC, y como límite inferior -10 ºC, habiendo obtenido valores apreciables incluso a -3 y
-6 ºC. Esto último entra en contradicción con lo expuesto por Lees (1953), quien indica
que los huevos sometidos a -5 ºC mueren por congelación. También Cranham, en
1973, estudiando el comportamiento de 6 poblaciones obtenidas en lugares diferentes
del sureste de Inglaterra, observó diferente respuesta a las bajas temperaturas. Así,
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
147
aquellas que tenían mayor precocidad de la eclosión en campo, acababan antes la
diapausa en condiciones de laboratorio a 0 ºC, mientras que aquellas que en campo
tenían una eclosión más tardía, en condiciones de laboratorio concluían la diapausa
antes a 5 ºC.
El hecho quizás más relevante de los observados en el presente trabajo sea
que cuanto mayor es el periodo de tiempo en que se mantienen los huevos de invierno
de P. ulmi a baja temperatura, mayor es el porcentaje de eclosión final que se obtiene.
Esta situación se cumple para los huevos recogidos durante los dos últimos años
estudiados (para los recogidos durante el primero, como se ha comentado más arriba,
los huevos se vieron influidos por las condiciones de campo durante más tiempo).
Estos resultados coinciden con los obtenidos por Cranham en 1971, y que muestran
que, al aumentar de 60 a 200 días el periodo de frío, el tiempo de incubación disminuye
y el porcentaje de eclosión aumenta. El mayor porcentaje de eclosión (en torno al 60
%) se obtuvo manteniendo los huevos en frío durante 100 días, especialmente cuando
se combinó con una temperatura de 2 o de 4 ºC, independientemente del fotoperiodo.
En estos casos, se alcanzaron niveles de eclosión de en torno al 70 %.
Respecto al fin de la diapausa, Lees (1953) señaló que si el tratamiento de frío
(número de días a baja temperatura) es efectivo, el inicio de la eclosión se produce a
los 9 días, aunque la eclosión se prolonga hasta los 25. García Marí et al. (1991)
observaron que el inicio de la eclosión aumenta hasta 10-12 días. En relación con
esto, se puede indicar que, sometidos los huevos de P. ulmi durante 100 días a 0, 2,
4 u 8 ºC, e independientemente del fotoperiodo, éstos salieron de su diapausa, ya que
la gran mayoría eclosionaron entre 10 y 20 días una vez colocados en condiciones
favorables. Para Light et al. (1968), el periodo de frío necesario para que los huevos
de P. ulmi completen la diapausa es de 100 días a 5 ºC, ascendiendo algunos años y
en poblaciones tardías hasta 150 días. Lees (1953) eleva el número de días hasta
150-200, indicando, así mismo, que puede haber variaciones en función del año. Por
su parte, García Marí et al. (1991), ponen de manifiesto la existencia de diferencias
según la zona de procedencia del ácaro, señalando valores desde 70 días, para una
población recogida en Valencia, hasta 90 a 100 días, en otra recolectada en Lérida,
sometidas, en ambos casos, a 1 ºC.
Si bien, como se ha indicado, el porcentaje de eclosión de los huevos de P.
ulmi aumenta a medida que el periodo de frío va siendo mayor, también es cierto que
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
148
cuando este periodo se reduce a 10 días todavía tiene lugar una cierta eclosión. Este
hecho se contradice con los resultados obtenidos por Lees (1953) y Koveos y Broufas
(1999). Estos autores señalan que, para que se produzca eclosión, son necesarios, al
menos, 50 y 40 días, respectivamente. Sin embargo, en el presente trabajo se han
obtenido ciertos porcentajes de eclosión con 10 y 20 días de frío, observando,
además, que se produce de modo sensiblemente más prolongado en el tiempo que
en el caso de 40 o más días.
Respecto al periodo de tiempo necesario para la eclosión del 50 % de los
huevos (T50%), se observa que la influencia de los factores fue diferente para los
huevos recogidos durante 2003 con relación a los recogidos durante 2004 y 2005. En
concreto, en el primer año, el fotoperiodo y la temperatura influyeron sobre la T50%, al
contrario de lo que sucedió en los dos años siguientes. Posiblemente, esto sea debido
a que los embriones de los primeros huevos estuvieron sometidos durante más tiempo
a condiciones de campo, encontrándose, por tanto, más evolucionados cuando se
trasladaron a las condiciones del ensayo, mostrándose, así, más susceptibles a su
efecto.
El único factor que ejerció alguna influencia en todos los inviernos estudiados
fue la duración del periodo de frío. Efectivamente, la T50% disminuyó de forma
significativa a medida que aumentaba el número de días. Otros investigadores, como
Koveos y Broufas (1999) y Cranham (1971), obtuvieron el mismo resultado. Sí que se
observan diferencias en la magnitud de dicha influencia, que podrían ser explicadas
por las diferentes fechas de recolección de los huevos y las diferentes procedencias
de las poblaciones empleadas. Abundando en este último argumento, Cranham
(1971) encontró diferencias en la T50% de hasta 3 semanas entre poblaciones de
ácaros recogidos en seis localidades distintas del condado de Kent (Inglaterra).
Respecto a la temperatura y el fotoperiodo, ya se ha mencionado que, en el
presente trabajo, solo influyeron sobre la T50% en el caso de los huevos recogidos
durante 2003. También Koveos y Broufas (1999) observaron que la temperatura tuvo
un efecto significativo sobre este parámetro. Una vez más, este resultado podría
explicarse por los diferentes estados fisiológicos en los que se encuentra el embrión
en el momento de su recogida en campo y por la utilización de poblaciones
procedentes de zonas con diferentes condiciones de temperatura.
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
149
Un aspecto reseñable, respecto a la variabilidad que se puede encontrar en
algunos resultados de los ensayos, es el relacionado con el periodo de oviposición de
las hembras. Cranham (1973) señala que dicho periodo se puede prolongar durante
6-8 semanas, hecho que puede provocar una acumulación de frío más temprana en
las puestas más precoces.
Visto todo lo anterior, se puede confirmar que es necesario que los huevos
diapausantes de P. ulmi se sometan a un periodo de frío para poder eclosionar.
Además, la situación climática anual influye en esta respuesta. Así, la eclosión se
retrasa si la temperatura invernal es fría (Cranham, 1971), hecho que retrasa, a su
vez, la presencia del follaje necesario para la alimentación de la primera generación
(Lees, 1953). Este hecho forma parte de la adaptación del ácaro a las condiciones
ambientales. De modo paralelo, Takafuji et al. (2003) indican que poblaciones de T.
urticae nativas de zonas frescas, tienen una diapausa más marcada que en las de
zonas templadas, lo que justifica, por una parte, su aparición cuando las condiciones
desfavorables han cesado y, por otra, cuando se ha producido la brotación de las
plantas para proporcionar suficiente alimento, situación adaptativa que ha contribuido,
en buena medida, al éxito evolutivo de los insectos y de los ácaros (Delinger, 2002).
7 INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA Y DEL FOTOPERIODO EN LOS HUEVOS HIBERNANTES DE Panonychus ulmi
150
7.3 Conclusiones
1. El momento de recogida del campo de los huevos hibernantes de P. ulmi y, por
tanto, el tiempo que estos estuvieron sometidos a las condiciones de exterior,
modificó la influencia que la temperatura a la que se sometieron en el bioensayo,
ejerció sobre su porcentaje de eclosión. Así, cuando la recogida fue más tardía (14
diciembre) ni el valor de la temperatura ni el tiempo durante el que se sometieron
a ella influyeron dicho porcentaje, mientras que sí lo hicieron cuando la recogida
fue más temprana (1 y 21 de noviembre).
2. El momento de recogida del campo de los huevos hibernantes de P. ulmi también
modificó la influencia que la temperatura, el tiempo durante el que se sometieron
a ella y el fotoperiodo en el bioensayo, ejercieron sobre el tiempo necesario para
la eclosión del 50% de los huevos (T50%). En este caso, cuando la recogida fue
más tardía los valores de la T50% fueron siempre menores que cuando la recogida
fue más temprana.
3. Cuando la recogida de los huevos se llevó a cabo en las fechas más tempranas:
3.1. El número de días a los que estuvieron sometidos los huevos a bajas
temperaturas influyó de modo muy significativo en los porcentajes de eclosión
finalmente alcanzados. Cuanto mayor es el periodo de frío al que se ven
expuestos los huevos hibernantes de P. ulmi, mayor es el porcentaje de
eclosión, llegando al 60 % para 100 días, frente al 10 %, para 10.
3.2. La temperatura y el fotoperiodo tuvieron una influencia menos marcada, de
modo que, aunque aparecieron diferencias significativas, estas fueron mucho
menores que en el caso anterior.
3.3. La duración del periodo de frio al que se someten los huevos hibernantes tiene
una influencia significativa sobre la T50%. Su valor disminuye a medida que
aumenta dicho número, siendo de unos 15 días cuando los huevos estaban
100 días en frío, y de unos 40-50, cuando estaban 10 días.
8 PREDICCIÓN DE LA ECLOSIÓN DE HUEVOS DIAPAUSANTES DE Panonychus ulmi
151
8 Predicción de la eclosión de huevos diapausantes de
Panonychus ulmi
8.1 Resultados
8.1.1 Determinación de la fecha de inicio de la postdiapausa
En las Figuras 8.1 y 8.2 se representa la evolución de la eclosión de los huevos
de invierno de P. ulmi colocados a 20 ºC y fotoperiodo de día largo (DL) (16:8 L:O)
durante los años 2005 y 2007.
En ambos casos, se observa que los porcentajes de eclosión fueron mayores
y la eclosión más rápida para las fechas de colocación de los huevos a 20 ºC más
tardías, pudiendo apreciarse dos grupos de fechas en los dos años estudiados. Para
los huevos del año 2005, el primer grupo incluye las fechas comprendidas entre el 10
de enero y el 4 de febrero, con unos porcentajes de eclosión inferiores al 40 %,
mientras que el segundo grupo estaría formado por las fechas inmediatamente
posteriores, es decir, a partir del 8 de febrero, con una eclosión más rápida y superior
al 50 %, en todos los casos. Respecto a los huevos del año 2007, los dos grupos se
caracterizaron de forma similar al caso anterior, es decir, un primer grupo con
porcentajes de eclosión menores del 40 %, para las fechas comprendidas entre el 17
de enero y el 12 de febrero; y un segundo grupo con porcentajes de eclosión
comprendidos entre el 60 y el 90 % y más rápida, a partir del 16 de febrero.
.
152
Figura 8.1. Año 2005. Evolución de la eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi en función de la fecha de colocación a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O).
0
10
20
30
40
50
60
70
80
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
10/01/05
18/01/05
21/01/05
24/01/05
28/01/05
31/01/05
4/02/05
8/02/05
11/02/05
14/02/05
18/02/05
21/02/05
153
Figura 8.2. Año 2007. Evolución de la eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi en función de la fecha de colocación a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O).
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51
Ecl
osi
ón
(%
)
Número de días a 20 ºC
17/1/07
19/1/07
22/1/07
26/1/07
29/1/07
2/2/07
5/2/07
9/2/07
12/2/07
16/2/07
19/2/07
23/2/07
26/2/07
2/3/07
5/3/07
9/3/07
12/3/07
16/3/07
19/3/07
8 PREDICCIÓN DE LA ECLOSIÓN DE HUEVOS DIAPAUSANTES DE Panonychus ulmi
154
En las Figuras 8.3 y 8.4 se muestran, para cada año y fecha, los porcentajes
de eclosión alcanzados por los huevos de invierno de P. ulmi, a los 20 días de ser
colocados a una temperatura de 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O). Tal como se explicó
en materiales y métodos, se considera que la diapausa ha terminado cuando, en un
plazo de 20 días tras colocar los huevos a 20 ºC, se alcanza una eclosión del 50 %
(Koveos y Broufas, 1999). De acuerdo con ello, se aprecia que, en los dos años
considerados, los huevos de las muestras pertenecientes al primer grupo no habían
concluido la diapausa, en ningún caso.
Con respecto a los huevos del segundo grupo, se observa que, en el año 2005,
entre el 8 y el 14 de febrero, el porcentaje de eclosión a los 20 días se situó por encima
del 40 %, sin alcanzar el umbral establecido del 50 %, porcentaje al que sí se llega a
partir del 18 de febrero. En cuanto al año 2007, se aprecia un cambio cuantitativo en
el porcentaje de eclosión a los 20 días, alcanzándose el umbral del 50 % el día 20 de
febrero.
Figura 8.3. Año 2005. Porcentaje de eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi para cada fecha, a los 20 días de ser colocados a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O).
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Ecl
osi
ón
(%
)
Fecha de colocación de los huevos a 20 ºC
8 PREDICCIÓN DE LA ECLOSIÓN DE HUEVOS DIAPAUSANTES DE Panonychus ulmi
155
Figura 8.4. Año 2007. Porcentaje de eclosión de los huevos de invierno de Panonychus ulmi para cada fecha, a los 20 días de ser colocados a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O).
8.1.2 Determinación del Umbral mínimo de Desarrollo (UmD) y de los
Grados-Día (DD) necesarios para completar la postdiapausa
En la Figura 8.5 se muestra la relación de la temperatura con el número medio
de días necesarios para que tenga lugar la eclosión y con la tasa de desarrollo de los
huevos de invierno de P. ulmi, a partir del momento en que salen de la diapausa para
los huevos del año 2005.
A partir de la recta de regresión ajustada para la tasa de desarrollo en función
de la temperatura (y = 0,004x - 0,0212; R² = 0,982) se estimó que el Umbral mínimo
de Desarrollo (UmD) es de 5,47 ºC.
La inversa de la pendiente de la recta de regresión representa la integral
térmica, es decir, el sumatorio teórico de los Grados-Día (DD) días necesarios para la
eclosión de los huevos, que en este caso es de 255,3 DD.
De modo análogo, en la Figura 8.6 se muestra la representación de los mismos
cálculos para los huevos del año 2007. En este caso, considerando la recta de
regresión ajustada para la tasa de desarrollo en función de la temperatura (y = 0,004x
– 0,0212; R² = 0,982), se obtiene el valor de 6,13 ºC para el UmD y el de 276,4 para
DD.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Ecl
osi
ón
(%
)
Fecha de colocación de los huevos a 20 ºC
8 PREDICCIÓN DE LA ECLOSIÓN DE HUEVOS DIAPAUSANTES DE Panonychus ulmi
156
Figura 8.5. Año 2005. Ajuste, en función de la temperatura, del tiempo de desarrollo () y de la tasa de desarrollo () de huevos de invierno de Panonychus ulmi, a partir de la salida de la diapausa.
Figura 8.6. Año 2007. Ajuste, en función de la temperatura, del tiempo de desarrollo () y de la tasa de desarrollo () de huevos de invierno de Panonychus ulmi, a partir de la salida de la diapausa.
y = 2317,7x‐1,616
R² = 0,9866
y = 0,0038x ‐ 0,0208R² = 0,9782
0
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
0,06
0,07
0,08
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 5 10 15 20 25 30
Tas
a d
e d
esar
rollo
(1/
día
)
Tie
mp
o d
e d
esar
rollo
(d
ías)
Temperatura (ºC)
y = 3423'7x‐1,721
R² = 0,999
y = 0'0037x ‐ 0'0227R² = 0'9906
0
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
0,06
0,07
0,08
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 5 10 15 20 25 30
Tas
a d
e d
esar
rollo
(1/
día
)
Tie
mp
o d
e d
esar
rollo
(d
ías)
Temperatura (ºC)
8 PREDICCIÓN DE LA ECLOSIÓN DE HUEVOS DIAPAUSANTES DE Panonychus ulmi
157
8.2 Discusión
Como bien es sabido, la eclosión de los huevos de invierno de P. ulmi puede
prolongarse durante varias semanas. Considerando como valor de referencia el
momento en el que se produce una eclosión del 50 %, se observa que dicho valor
varía según las zonas de observación. Esto se puede explicar como resultado de una
respuesta adaptativa del ácaro a las condiciones ambientales en las que se han
desarrollado sus poblaciones a los largo de sucesivas generaciones. Esta adaptación
le permite, por una parte, asegurar una mayor supervivencia por escapar de los fríos
intensos invernales de algunas zonas, y por otra, asegurar la presencia de alimento
suficiente para las primeras larvas emergidas, acompasando su aparición con la de la
brotación de las plantas huésped (Lees, 1953).
Tras finalizar la diapausa, y para que se produzca la eclosión, los embriones de
los ácaros deben concluir su morfogénesis, proceso condicionado por la temperatura
a la que se vean sometidos a partir de ese momento. En el presente trabajo, el UmD,
es decir, la temperatura a partir de la que comienza a producirse dicha morfogénesis,
está situada entre 5,47 ºC (año 2005) y 6,13 ºC (año 2007). En la bibliografía se
pueden encontrar valores aportados por otros autores. Así, Bostanian et al. (2007),
para huevos de P. ulmi recogidos en la zona este de Canadá, obtuvieron un valor del
UmD de 10,1 ºC, mientras que, también en Canadá (concretamente en Nueva
Escocia), Herbert y McRae (1982) obtuvieron un valor de 5,65 ºC como valor medio,
con una amplitud, en función de la fecha de recogida (del 16/11/1978 al 5/4/1979)
desde 5,16 hasta 5,93 ºC. En Essex (Inglaterra), Lees (1953) obtuvo un valor
aproximado de 7 ºC, valores similares a los indicados por Cranham (1971, 1972) para
la zona de Kent (Inglaterra). Broufas y Koveos (2000), en la zona norte de Grecia, en
Alejandría, obtuvieron un valor de 7,48 ºC para el UmD. Con excepción del dato
proporcionado por Bostanian et al. (2007), el rango de valores obtenidos es muy
estrecho, por lo que, como ya argumentaron Broufas y Koveos (2000), este parámetro
se ve poco influenciado por el origen de las poblaciones ensayadas.
La finalización de la diapausa o inicio de la postdiapausa, considerando como
tal el momento en que se produce una eclosión del 50 % de los huevos en el plazo de
20 días, a 20 ºC y fotoperiodo 16:8 (L:O), para los dos años analizados en el presente
trabajo, se ha producido en fechas muy próximas entre sí, concretamente el 18 de
febrero de 2005 y el 20 de febrero de 2007. A su vez, estos resultados son muy
8 PREDICCIÓN DE LA ECLOSIÓN DE HUEVOS DIAPAUSANTES DE Panonychus ulmi
158
parecidos a los proporcionados por Koveos y Broufas (1999) en Alejandría (Grecia),
que sitúan la fecha de inicio de la postdiapausa el 10 de febrero. Por otra parte, Lees
(1953) en Essex (Inglaterra) indica que para mediados de marzo la diapausa ha
finalizado completamente.
Los DD necesarios para completar la postdiapausa, estimados en el presente
trabajo, han sido de 255,3 y 276,4 para los huevos de los años 2005 y 2007,
respectivamente. Por su parte, Broufas y Koveos (2000), obtuvieron un valor de 154,6
DD, utilizando como UmD 7,48 ºC y empezando a acumular dichos DD a partir del 10
de febrero. Estos autores obtuvieron unas predicciones que se desviaron de la
eclosión real en campo en torno a 3,7 días, para 5 años de experimentación.
Disponer de modelos basados en la acumulación de DD a partir de un UmD,
que permitan predecir con suficiente fiabilidad el momento de eclosión en campo de
los huevos invernantes de P. ulmi, resulta de gran interés de cara a la implementación
de programas de Manejo Integrado. Sirva como ejemplo su utilidad para la aplicación
eficaz de tratamientos acaricidas cuyo principal efecto sea ovicida y/o larvicida. La
utilización de estos modelos permitirá determinar el momento óptimo de tratamiento
al asegurar la presencia de una elevada proporción de individuos en los estados más
susceptibles.
8 PREDICCIÓN DE LA ECLOSIÓN DE HUEVOS DIAPAUSANTES DE Panonychus ulmi
159
8.3 Conclusiones
1. La fecha estimada para el inicio de la postdiapausa de los huevos hibernantes de
P. ulmi fue el 18 y el 20 de febrero, para los años 2005 y 2007, respectivamente.
2. El ajuste de las rectas de regresión de la tasa de desarrollo embrionario en función
de la temperatura en los dos años ensayados, permitió obtener los valores del
Umbral mínimo de Desarrollo (5,47 ºC y de 6,13 ºC), así como del sumatorio teórico
de los Grados-Día necesarios para la eclosión de los huevos hibernantes (255,3
DD y 276,4 DD).
3. Disponer de los datos indicados en las conclusiones precedentes es el primer paso
para poder predecir el momento de eclosión en campo de los huevos invernantes
de P. ulmi.
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